KR100824218B1 - 복제늑대의 생산방법 - Google Patents

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김민규
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김정주
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Abstract

본 발명은 복제늑대의 생산방법에 관한 것이다. 보다 구체적으로 본 발명은 개과 동물의 난자로부터 핵을 제거하여 탈핵 난자를 제조한 다음 늑대의 체세포를 공여 핵 세포로 이용하여 상기 탈핵 난자에 이식하고 최적화된 조건으로 융합시켜 핵 이식란을 제조한 다음 이를 대리모의 난관에 이식하는 것을 특징으로 하는 복제늑대의 생산방법에 관한 것이다.
본 발명에 따른 방법은 복제된 늑대를 생산하는 효과가 있으며, 희귀· 멸종 위기의 늑대의 보존, 이종이식, 질환 모델동물 등 수의학, 인류학 및 의학연구 분야의 발달에 기여할 수 있다.
체세포 복제, 늑대, 개과 동물, 성숙난자, 멸종동물, 희귀동물, 동물복원

Description

복제늑대의 생산방법{Method For Producing Cloned Wolf}
도 1은 본 발명에 따른, 체세포 핵 이식으로 복제된 늑대들의 사진이다. (A)는 'SNUWOLF,' 라 명명된 생후 45일 경의 첫 번째 복제 늑대 (왼쪽) 및 'SNUWOLFFY' 라 명명된 생후 37일 경의 두 번째 복제 늑대 (오른쪽)를 나타낸 것이며, (B)는 체세포 공여 늑대인 암컷 회색 늑대의 사진이다.
본 발명은 복제늑대의 생산방법에 관한 것이다. 보다 구체적으로 본 발명은 개과 동물의 난자로부터 핵을 제거하여 탈핵 난자를 제조한 다음 늑대의 체세포를 공여 핵 세포로 이용하여 상기 탈핵 난자에 이식하고 최적화된 조건으로 융합시켜 핵 이식란을 제조한 다음 이를 대리모의 난관에 이식하는 것을 특징으로 하는 복제늑대의 생산방법에 관한 것이다.
최근 세포융합 또는 세포 직접주입에 의한 체세포 핵 이식 기술이 발전되면 서 복제동물의 생산이 본격적으로 이루어지고 있다.
체세포 핵 이식 기술은 생식과정에서 일반적으로 이루어지는 감수분열 및 반수 염색체 보유 생식세포를 경유하지 않고도 자손을 탄생시킬 수 있는 기술로서 성체가 가진 배수체 보유 체세포를 핵이 제거된 난자에 이식하여 수정란을 생산하고 상기 수정란을 생체 내로 이식하여 새로운 개체를 발생시키는 방법이다. 일반적으로 체세포 핵이식 기술에서 체세포 공여 핵을 이식할 수핵 난자(recipient oocyte)는 인위적으로 시험관 내(in vitro)에서 배양하여 2차 감수분열 중기까지 도달하도록 성숙시켜 사용한다. 그 다음 체세포 핵이식에 따른 염색체 이상 발생을 방지하기 위하여 체세포를 이식하기 전에 상기 성숙 난자의 핵을 제거하고 상기 탈핵 난자의 주란강 또는 세포질 내에 체세포를 주입한다. 그 후 상기 탈핵 난자와 주란강 또는 세포질에 주입된 체세포를 전기적 자극을 통하여 물리적으로 융합시키고 전기자극 또는 화학물질에 의하여 활성화시킨 후 대리모에 이식하여 산자를 탄생시킨다.
이러한 체세포 핵이식 기술은 우량 동물의 번식, 희귀·멸종위기 동물의 보존, 특정영양물질의 생산, 치료용 생체물질 생산, 장기이식용 동물 생산, 질병질환 동물 생산, 세포·유전자 치료와 같은 의학적으로 가치를 지니는 장기이식 대체용 동물의 생산 등과 같은 분야에서 넓게 활용될 수 있다.
체세포 핵이식을 통한 동물복제기술은 영국 로슬린 연구소의 윌멋(Wilmut) 박사에 의해 6세 된 암컷 양에서 채취한 유선세포를 핵이 제거된 난자에 이식하여 핵 이식란을 생산한 후 생체 내 이식을 통하여 체세포 복제동물인 돌리를 탄생시킴으로써 최초로 성공하였다. 이후 소, 마우스, 염소, 돼지 및 토끼 등에서 체세포 핵이식 방법에 의한 복제된 산자 생산이 보고 되었다(WO9937143A2, EP930009A1, WO9934669A1, WO9901164A1 및 US5,945,577).
한편, 소, 돼지와 같은 산업동물의 복제와 더불어 개 또는 다른 애완동물의 복제는 많은 사람들의 관심의 대상이 되고 있다. 최근 애완동물로는 처음으로 고양이가 복제되었으며 수백만 달러의 기금으로 개 복제의 연구가 수행되기도 하였다.
한편, 성체 양이 동결된 체세포로부터 복제되었다는 보고는 복제 기술이 멸종 위기의 종 (species)의 수를 증가시키거나 멸종위기로부터 벗어나게 하는데 적용될 수 있음을 올리게 하였다 (J. Cohen, Science 276, 1329 (1997)). 하지만, 설치류의 복제나 가축의 복제와는 달리 난자의 부족으로 인해 멸종위기의 종의 복제는 속간 (屬間, intrageneric) 또는 이종간 체세포 핵 이식 (SCNT)와 같은 대안이 필요할 것이다. 속간 SCNT는 최근 몇몇 멸종 위기의 종들에게 적용된 바 있다. 인도산 들소 (Bos gaurus) 체세포가 탈핵된 일반 소 (Bos taurus)와 융합되어 비록 생후 2일 만에 죽었지만 산자 (offspring)가 태어난 바 있다 (G. Vogel, Science 291, 5503 (2001). 양의 난자에 핵 이식되어 발달된 멸종 위기의 양인 아르갈리 (argali) 수정란을 생산한 바 있으며 (K.L. White et al., Cloning Stem Cells 1, 47 (1999). 또한, 동일한 방법을 사용하여 무플런양 (mouflon lamb)이 태어났다 (P. Loi et al., Nat . Biotechnol. 19, 962 (2001).
회색 늑대 (Canis lupus)는 한국을 포함한 많은 나라에서 멸종위기의 동물로 여겨지고 있다. 한국에서, 회색 늑대는 야생에서 거의 발견되지 않으며 적은 수만이 특정의 동물원에서 사육되고 있다. 최근에, 체세포 복제기술이 확립되어감에 따라 늑대 및 들개 (Dingo)를 포함하는 멸종 위기의 개과동물을 보존하는데 SCNT의 적용가능성을 높이게 되었다.
그러나 아직까지 본 발명의 발명자들 이외에 체세포 핵이식 방법에 의한 늑대의 복제가 성공된 사례는 보고 된 바 없다.
이에 본 발명자들은 체세포 핵이식 방법에 의한 복제늑대의 생산방법을 연구하던 중 개과 동물의 난자로부터 핵을 제거하여 탈핵 난자를 제조한 다음 늑대의 체세포를 공여 핵 세포로 이용하여 상기 탈핵 난자에 이식하고 융합시켜 핵 이식란을 제조하고 이를 대리모의 난관에 이식함으로써 최초로 체세포 핵이식 방법에 의해 복제된 늑대를 생산함으로써 본 발명을 완성하였다.
따라서 본 발명의 목적은 체세포 핵이식 기술을 이용한 늑대의 핵 이식란 생산방법을 제공하는 것이다.
또한, 본 발명의 다른 목적은 상기 방법에 의해 제조된 늑대의 핵 이식란을 제공하는 것이다.
또 다른 관점으로, 본 발명의 목적은 상기 핵 이식란을 대리모에 이식하여 산자를 출생하는 단계를 포함하는 복제늑대의 생산방법을 제공하는 것이다.
이하, 본 발명을 상세히 설명하기로 한다.
용어정의
본 발명에서 사용된 용어 '핵 이식'은 핵이 없는 세포에 다른 세포의 핵 DNA를 인공적으로 결합시켜 동일한 형질을 갖도록 하는 유전자 조작기술을 말한다.
본 발명에서 사용된 용어 '핵 이식란'은 공여 핵 세포가 도입 또는 융합된 난자를 말한다.
본 발명에서 사용된 용어 '복제'는 한 개체와 동일한 유전자 세트를 가진 새로운 개체를 만드는 유전자 조작기술로서 특히 본 발명에서는 세포, 배아 세포, 태아 세포 및/또는 동물 세포가 다른 세포의 핵 DNA 서열과 실질적으로 동일한 핵 DNA 서열을 갖는 것을 말한다.
본 발명에서 사용된 용어 '공여 핵 세포'는 핵 수용체인 수핵 난자로 핵을 전달하는 세포 또는 세포의 핵을 말한다.
본 발명에서 사용된 용어 '수핵 난자'는 탈핵 과정을 통해 본래의 핵이 제거되고 공여 핵 세포로부터 핵을 전달받는 난자를 말한다.
본 발명에서 사용된 용어 '난자'는 제2차 감수분열 중기까지 도달한 성숙 난자인 것이 바람직하다.
본 발명에서 사용된 용어 '탈핵 난자'는 난자의 핵이 제거된 것을 말한다.
본 발명에서 사용된 용어 '융합'은 공여 핵 세포와 수핵난자의 지질막 부분의 결합을 의미한다. 예를 들어, 지질막은 세포의 플라스마 막 또는 핵막이 될 수 있다. 융합은 공여 핵 세포와 수핵난자가 서로 인접하게 위치해 있는 경우 또는 공여 핵 세포가 수핵난자의 주란강 (perivitelline space) 내에 위치해 있는 경우에 전기적 자극을 가함으로써 일어날 수 있다.
본 발명에서 사용된 용어 '활성화'는 핵 전이 단계 전, 핵 전이 단계 동안 및 핵 전이 단계 후에 세포가 분열하도록 자극을 주는 것을 말한다. 바람직하게는, 본 발명에서는 핵 전이 단계 후 세포가 분열하도록 자극을 주는 것을 말한다.
본 발명에서 사용된 용어 '산자(living offspring)'는 자궁 밖에서 생존할 수 있는 동물을 말한다. 바람직하게는, 1초, 1분, 한 시간, 하루, 한 주, 한달, 6달 또는 일년 이상 생존할 수 있는 동물을 말한다. 상기 동물은 생존을 위해 자궁 내 환경을 필요로 하지 않는다.
본 발명에서 '개과 동물'로는 개, 늑대, 여우, 재칼, 코요테, 승냥이 및 너구리가 포함될 수 있다. 바람직하게는 개 또는 늑대가 포함된다.
본 발명은, 체세포 핵 이식 기술을 사용한 복제 시 핵 이식란의 전기융합 조건과 활성화 조건을 최적화하여 늑대의 핵 이식란을 제조하고, 상기 핵 이식란을 개과 동물의 대리모 난관에 이식하여 산자를 생산함으로써 최초로 늑대의 복제를 수행하였다는 데에 특징이 있다.
구체적으로, 본 발명의 늑대의 핵 이식란 생산방법은
(a) 개과 동물의 난자로부터 핵을 제거하여 탈핵 난자를 제조하는 단계;
(b) 늑대의 조직으로부터 체세포를 분리하여 공여 핵 세포를 제조하는 단계;
(c) 상기 (a) 단계의 탈핵 난자에 (b) 단계의 공여 핵 세포를 미세주입하고 전기 융합시키는 단계; 및
(d) 상기 (c) 단계에서 융합된 난자를 활성화시키는 단계를 포함한다.
본 발명에 따른 늑대의 핵 이식란 생산방법을 단계별로 설명하면 다음과 같다.
제1단계: 수핵 난자의 탈핵
수핵 난자는 개과 동물에서 회수된 미성숙 난자를 체외에서 성숙시켜 이용하거나 개과 동물의 체내에서 성숙된 난자를 회수하여 이용할 수 있다. 일반적으로 포유동물 (예컨대 소, 돼지, 양 등)의 난자는 성숙난자, 즉 제2차 감수분열 중기 (metaphase Ⅱ)에 배란되는 것에 반해, 개과 동물의 난자는 다른 동물과는 달리 제1차 감수분열의 전기에 배란되어 난관 내에서 48∼72시간 동안 머물면서 성숙되는 특징이 있다. 개과 동물의 난자의 핵 성숙률이 매우 낮고, 배란시기 및 번식 생리 가 다른 포유동물과는 달라서 개과 동물의 수핵난자는 개과 동물의 생체 내에서 성숙된 난자를 회수하는 것이 바람직하다.
보다 구체적으로 개과 동물로부터 성숙 난자의 회수는 개과 동물의 배란이 유도된 후 약 48∼72시간째, 보다 바람직하게는 72시간째에 수행하는 것이 바람직하다. 상기에서 개과 동물의 배란일은 당 업계에 공지된 방법을 사용하여 결정할 수 있다. 배란일을 결정하는 방법으로는 예를 들면, 이에 한정되지는 않으나 질세포 도말검사 (vaginal smear), 혈장 성 호르몬 수준 측정 및 초음파 진단 시스템을 사용할 수 있다. 개과 동물의 발정의 시작은 외음부 팽창 및 장액성 혈액의 배출 여부를 통해 확인할 수 있다.
본 발명의 일 실시예에서는, 개과 동물의 배란일을 질세포 도말검사와 혈장 프로게스테론 농도 검사를 수행함으로써 무각화 상피 세포가 80% 이상이고 혈장 프로게스테론 농도가 약 4.0~7.5 ng/mL일 때를 배란일로 간주하여 배란 후 48∼72시간, 바람직하게는 배란 후 약 72시간째에 난자를 회수하였다. 한편, 배란된 개과 동물의 난자의 성숙 시기는 배란 후 48∼72시간으로 알려져 있으며 본 발명자들은 배란 후 48시간째, 60시간째 및 72시간째에 난자를 회수하여 확인해 본 결과, 배란 후 약 72시간째 회수된 난자가 제2차 감수분열 중기 (metaphase Ⅱ)에 해당하는 성숙 난자임을 확인할 수 있었다. 따라서 개과 동물의 성숙 난자의 회수는 배란 후 약 72시간째가 가장 바람직함을 알 수 있었다.
생체 내 성숙 난자를 회수하는 방법으로는 대상 동물을 마취한 후 개복시키는 것을 포함하는 외과적 방법을 사용할 수 있다. 보다 구체적으로, 생체 내 성숙 난자의 회수는 당업계에 공지된 방법인 난관 절제법을 사용할 수 있다. 상기 난관 절제법은 난관을 수술적으로 잘라낸 후 배아 수집 배지를 난관 내부에 관류시켜 관류액을 수득하고 상기 관류액으로부터 난자를 회수하는 방법이다.
또한, 생체 내 성숙 난자는 카테터를 난관채에 장착한 후 난관-자궁 접합부위에 주사침을 이용하여 관류액을 주입함으로써 회수할 수 있다. 이 방법은 난관을 손상시키지 않기 때문에 난자를 공여하는 동물을 다음 발정에도 이용할 수 있는 장점이 있다.
따라서 바람직하게는 생체 내 성숙 난자의 회수는 난관을 손상시키지 않는 카테터를 이용한 방법을 사용한다. 한편, 본 발명자들은 카테터를 이용한 난자 회수 방법에 있어서 회수율을 높이기 위해 니들의 앞부분이 둥글게 처리되어 있어 난관 입구에 장착이 용이한 난자 회수용 니들을 새롭게 개발하였다 (대한민국 특허출원 제10-2005-0067736호). 보다 구체적으로, 본 발명자들이 개발한 니들을 이용한 난자 회수방법은 앞부분이 둥글게 처리된 난자 회수용 니들을 난관 내에 삽입-결찰한 후 난관-자궁 접합부에 난자 회수용 배지를 관류시켜 상기 난자 회수용 니들에 관류액이 유입되도록 하고 상기 관류액을 현미경으로 검경하여 성숙한 난자를 수득하는 방법이다.
본 발명에서 상기 개과 동물 유래의 난자는 바람직하게는 개로부터 수득할 수 있다. 이는 현실적으로 늑대의 난자를 다량으로 수득하는 것이 어렵기 때문이다. 한편 개의 경우 야생의 늑대가 가축화된 것으로 알려져 있다. 이에 따라 늑대와 개는 염색체 수가 동일하고 임신기간, 성 호르몬의 변화가 유사한 양상을 나타낸다 (Seal US et al., Biology Reproduction 1979, 21:1057-1066).
성숙한 난자를 회수한 다음에는 난자의 반수체 핵을 제거한다. 난자의 탈핵은 당업계에 공지된 방법을 사용하여 수행할 수 있다 (미국특허 제4994384호, 미국특허 제5057420호, 미국특허 제5945577호, 유럽특허 공개공보 제0930009A1, 대한민국특허 제342437호, Kanda et al, J. Vet. Med. Sci., 57(4):641-646, 1995; Willadsen, Nature, 320:63-65, 1986, Nagashima et al., Mol. Reprod. Dev. 48:339-343 1997; Nagashima et al., J. Reprod Dev 38:37-78, 1992; Prather et al., Biol. Reprod 41:414-418, 1989, Prather et al., J. Exp. Zool. 255:355-358, 1990; Saito et al., Assis Reprod Tech Andro, 259:257-266, 1992; Terlouw et al., Theriogenology 37:309, 1992).
바람직하게는, 수핵난자의 탈핵은 크게 두 가지 방법을 사용하여 수행할 수 있다. 한 가지 방법으로는 성숙한 수핵난자의 난구 세포 (cumulus cell) 를 제거한 다음, 미세침을 이용하여 수핵난자의 투명대 일부를 절개하여 절개창을 형성하고 이를 통하여 제1극체, 난자의 핵 및 세포질 (가능한 적은 양)을 제거한다. 다른 방법으로는 수핵난자의 난구 세포를 제거한 다음 난자를 염색하고 미세 흡입 피펫 (aspiration pipet) 을 이용하여 제1극체 및 난자의 핵을 제거한다. 보다 바람 직하게는, 난자의 탈핵은 수핵난자의 상태를 육안으로 평가하여 생존율이 높은 난자에 대해서 흡입 방법을 사용하고, 그렇지 않은 난자에 대해서는 절개창을 형성하는 방법을 사용한다.
제2단계: 공여 핵 세포의 제조
공여 핵 세포로는 늑대로부터 유래된 체세포가 사용될 수 있다. 구체적으로, 본 발명에서 사용된 체세포로는 개과 동물의 배아세포 (embryonic cell), 태아세포 (fetus cell), 유세포 (juvenile cell), 성체세포 (adult cell), 바람직하게는 성체세포로부터 수득될 수 있는 난구, 피부, 구강 점막, 혈액, 골수, 간, 폐, 신장, 근육 및 생식기관 등과 같은 형태의 조직으로부터 유래된 것일 수 있다. 본 발명에서 사용될 수 있는 체세포로는 예를 들면, 이에 한정되지는 않으나 난구세포, 상피세포, 섬유아세포, 신경세포, 각질세포, 조혈세포, 멜라닌 세포, 연골세포, 적혈구, 마크로파지, 단구세포, 근육세포, B 림프구, T 림프구, 배아 줄기세포, 배아 생식세포, 태아세포, 태좌세포 및 배아세포 등이 있다. 보다 바람직하게는, 본 발명에서 사용되는 체세포로는 태아 및 성체 섬유아세포, 난구세포일 수 있다.
또한, 본 발명의 공여 핵 세포는 난자와는 다른 개체에서 유래할 수 있다.
나아가, 본 발명에서 사용되는 공여 핵 세포는 상기 야생형 체세포에 특정 유전자를 삽입하거나 조작하여 염색체를 유전자 이식방법이나 유전자 적중법을 이용하여 형질전환시킨 것일 수 있다. 상기 유전자 이식방법이나 유전자 적중법은 당업계에 공지된 방법이므로 당업자라면 용이하게 실시할 수 있다.
공여 핵 세포로서 제공되는 체세포는 외과용 표본 또는 생체검사용 표본을 제조하는 방법으로부터 수득될 수 있으며 상기 표본으로부터 공지된 방법을 사용하여 단일세포를 수득할 수 있다. 예를 들면, 대상동물로부터 조직의 일부를 무균적으로 절개하여 상기 외과용 표본 또는 생체검사용 표본을 수득하고 이를 미세하게 세절하여 트립신으로 처리한 다음 조직 배양용 배지에서 배양한다. 조직 배양용 배지에서 3∼4일 배양 후에 배양 접시(dish)에 자라는 것을 확인하고, 완전히 다 자라면 일부는 추후 사용을 위하여 동결하여 액체 질소에 보관하며, 나머지는 핵 이식에 이용하기 위하여 계속 배양을 실시한다. 계속하여 배양하여 핵이식에 사용할 세포는 10번 계대 배양 이하를 전제로 하여 세포가 과도하게 커지는 것을 방지한다.
상기에서 조직 배양용 배지로는 당업계에 공지된 것을 사용할 수 있으며 예를 들면, TCM-199, DMEM(Dulbecco's modified Eagle's medium) 등이 있다.
제3단계: 공여 핵 세포의 미세주입 및 융합
탈핵 난자에 공여 핵 세포의 미세주입은 이식용 피펫을 사용하여 공여 핵 세포를 탈핵 난자의 세포질과 투명대 사이에 주입함으로써 수행한다.
상기에서 공여 핵 세포의 미세주입이 완료된 탈핵 난자는 세포 조작기를 이용하여 전기적으로 공여 핵 세포와 융합시킨다. 전기적 융합에서 전류는 교류 또 는 직류일 수 있으며, 바람직하게는 전압 3.6∼4.1 kV/cm 조건으로 수행할 수 있으며 보다 바람직하게는 직류 전압 3.6∼4.1 kV/cm 조건으로 10∼30㎲ 동안 1∼3회 수행할 수 있다. 가장 바람직하게는, 직류 전압 3.6∼4.1 kV/cm 조건으로 20㎲ 동안 2회 수행할 수 있다. 상기에서 전압이 3.6 kV/cm 미만이거나 또는 4.1 kV/cm을 초과하는 경우에는 매우 낮은 융합율을 보인다. 상기 전기적 융합시의 전압 범위는 지금까지 알려진 일반적인 전기적 융합시의 전압 범위(1.7∼2.0 kv/cm) 보다 높은 특징이 있다.
반면, 본 발명의 발명자들이 수행한 복제 견의 생산에 있어서, 전기융합시 최적 전압 범위를 결정하기 위하여 공여 핵 세포를 미세주입한 핵 이식란을 각기 다른 전압 범위에서 전기적으로 융합한 다음 현미경으로 검경하여 융합율을 조사한 결과, 전압 범위가 3.0∼3.5 kV/cm인 경우 융합율이 75.2%로 가장 높게 나타남을 알 수 있었다 (대한민국 특허출원 제10-2005-000067736호 참조).
공여 핵 세포와 난자의 전기적 자극에 의한 융합은 융합용 배지 내에서 수행할 수 있다. 상기 융합용 배지로는 만니톨, MgSO4, 헤페스, BSA가 혼합된 배지를 사용할 수 있다.
제4단계: 융합된 핵 이식란의 활성화
융합된 핵 이식란의 활성화는 성숙과정에서 일시적으로 정지되어진 세포주기를 다시 가동시키는 단계이다. 이를 위해서는 세포주기 정지요소인 MPF, MAP 키타 제 등의 세포신호전달물질의 활성을 저하시켜야 한다. 일반적으로 핵 이식란을 활성화하는 방법은 전기적 방법 및 화학적 방법이 있다. 본 발명에서는 핵 이식란의 활성화를 위한 방법으로 화학적 방법을 사용하는 것이 바람직하다. 상기 화학적 방법은 전기적 활성화 방법에 비해 본 발명에 따른 핵 이식란의 활성화를 보다 많이 촉진할 수 있다. 상기에서 화학적 방법으로는 에탄올, 이노시톨 트리포스페이트, 2가 이온 (예를 들어 Ca2+ 또는 Sr2+), 미소관 억제제 (microtubule inhibitors, 예를 들어 사이토칼라신 B), 2가 이온 이오노포어 (ionophore) (예를 들어, Ca2+ 이오노포어 이노마이신), 단백질 키나제 억제제 (예를 들어, 6-디메틸아미노퓨린), 단백질 합성 억제제 (예를 들어, 사이클로헥시미드, 퓨로마이신), 포볼 12-미리스테이트 13-아세테이트 (phorbol 12-myristate 13-acetate)와 같은 물질을 처리하는 방법이 있다.
바람직하게는, 본 발명에서 핵 이식란의 활성화를 위한 화학적 방법으로는 칼슘 이오노포어와 6-디메틸아미노퓨린을 핵 이식란에 동시에 처리하거나 단계적으로 처리하는 방법을 사용할 수 있다. 보다 바람직하게는 칼슘 이오노포어 5∼10μM을 37~39℃에서 3∼6분 동안 처리한 다음 6-디메틸아미노퓨린 1.5mM∼2.5mM을 37∼39℃에서 4∼5시간 동안 처리한다.
본 발명의 발명자들은 상기 핵 이식란을 전기적 방법과 화학적 방법으로 각각 활성화한 후 핵 이식란의 발육정도를 측정한 결과, 핵 이식란의 활성에 있어서 화학적 방법이 전기적 방법에 비해 보다 더 우수함을 확인할 수 있었으며, 화학적 방법에 의해 핵 이식란을 활성화함으로써 상실배기까지 발육시킬 수 있음을 확인하였다 (대한민국 특허출원 제10-2005-000067736호 참조).
다른 관점으로, 본 발명은 상기 방법에 의해 제조된 늑대의 핵 이식란을 제공한다. 본 발명자들은 본 발명의 일 실시예에서 제조한 늑대의 핵 이식란을 SNU-WOLF (Cloned wolf Embryos)라 명명하고, 2006년 1월 24일자로 한국생명공학연구원 유전자은행 (KCTC, 대전 광역시 유성구 어은동 52번지)에 기탁번호 KCTC 10903BP로 기탁하였다. 상기 핵 이식란은 동결 보존한 후 필요한 때에 이를 용해시켜 사용할 수 있다.
더 나아가, 본 발명에 따른 늑대의 핵 이식란은 대리모에 이식되어 산자를 출생시킴으로써 복제된 늑대를 생산하는데 사용될 수 있다. 바람직하게는, 본 발명에 따른 핵 이식란의 대리모 이식은 대리모의 난관에 이식을 수행한다. 이식은 당업계에 공지된 방법을 사용하여 수행할 수 있으며 바람직하게는 카테터를 사용하여 복제 배아를 이식할 수 있다.
본 발명의 일 실시예에서는 본 발명에 따른 핵 이식란을 대리모의 난관에 이식함으로써 복제 늑대 SNUWOLF 및 SNUWOLFFY를 처음으로 각각 생산하였다 (실시예 8 참조). 그러나 본 발명에 따른 핵 이식란을 대리모의 자궁에 이식한 경우에는 임신되지 않음을 확인하였다. 따라서 복제 늑대의 생산에 있어서 핵 이식란의 이 식은 대리모의 난관에 수행하는 것이 바람직함을 알 수 있었다.
또한, 핵 이식란의 이식은 핵 이식란 제조 후 4시간 이내에 수행하는 것이 바람직하다. 개과 동물의 경우, 복제 배아의 배양이 어렵기 때문에 가능한 빨리 활성화된 복제 배아를 이식하는 것이 바람직하며, 또한, 핵 이식란의 활성화 후 바로 이식하는 것이 바람직하다.
한편, 상기 대리모 이식에 있어서 상기 핵 이식란은 1세포기 (바로 만들어진 복제란)이거나 2 세포기 또는 4 세포기의 것일 수 있다. 또한 상기 핵 이식란은 대리모가 준비되기 전까지 미네랄 오일이 덮여진 mSOF 25㎕ 미세유적(microdrop)에서 배양할 수 있다.
상기 본 발명의 방법에 의해 생산된 복제늑대는 공여 핵 세포 또는 공여체와 완전히 동일한 유전적 특성을 갖는다. 본 발명의 일 실시예에서는 본 발명의 방법에 따라 복제견 및 복제 늑대를 생산하고 이의 유전적 특성을 마이크로세틀라이트 분석방법을 이용하여 분석한 결과, 본 발명에 따른 복제 늑대는 공여 핵 세포 또는 공여체와 완전히 동일한 유전적 특성을 가짐을 확인할 수 있었다 (표 6 참조).
이하, 본 발명을 실시예에 의해 상세히 설명한다.
단, 하기 실시예는 본 발명을 예시하는 것일 뿐, 본 발명의 내용이 하기 실시예에 의해 한정되는 것은 아니다.
실시예 1: 동물의 관리 및 사용
본 발명의 복제 늑대를 생산하기 위해 1년 내지 3년 령의 잡종 암컷 개를 난자 제공자 및 수정란 이식 대리모로 사용하였다. 실험용 개들은 시설 내에서, 실험동물관리의 공인된 국립서울대학교 기준에 따라 관리하였다. 또한, 본 연구는 서울대학교 실험동물 관리 및 사용 지침에 따라 수행되었다.
실시예 2: 질점막 세포질 검사 및 프로게스테론 농도
암컷 개에 대하여 자연발정 시작일로부터 매일 질 증대 (swelling) 및 장액혈액상 분비물 (serosanguinous discharge)을 검사하였다. 발정전기의 최초신호 일로부터 난자 회수를 위한 수술일 까지 도말 (smear)을 매일 수행하였다. 도말은 외음부 내로 면봉을 삽입하여 수집하고, 글라스 슬라이드 상에 도말한 후 디프-퀵 염색 (Diff-Quik® staining)(International Chemical Co., Japan)으로 염색하였다. 혈청 프로게스테론 농도를 측정하기 위해, 매일 혈액 (3 내지 5 ㎖)을 수집하고 원심분리하였다. 혈청은 DSL-3900 ACTIVE® 프로게스테론 코딩된 튜브 방사선면역 분석키트 (Diagnostic Systems Laboratories, Inc., TX)를 사용하여 분석하였다. 프로게스테론 농도가 처음으로 4.0 내지 7.5 ng/ml에 도달하는 날을 배란일로 간주하였다 (Hase et al. J. Vet. Med. Sci. 62, 243-248,2000).
실시예 3: 개로부터 수핵난자의 회수
배란된 난자의 성숙 시기는 배란 후 48∼72시간째 인 것으로 알려져 있다. 이에 본 발명의 발명자들은 배란 후 48∼72시간째의 난자를 개복술을 통하여 마취된 암컷 개로부터 난자들을 수득하였다. 생식열구 (bursal slit)를 통하여 난관의 술 모양의 말단에 접근하여 앞부분이 둥글게 처리된 니들 (본 발명자들의 대한민국 특허출원 제10-2005-0067736호 참조)을 삽관하였다.
삽입된 니들을 수술용 봉합사로 고정하였는데, 3cm 플라스틱 튜브 및 지혈 겸자 (hemostatic forceps)를 사용하는 급속-방출 장치 (quick-release device)를 사용하여 고정하였다. 주위 조직 및 자궁 내강을 창백하게 (blanch) 위해 지압을 가하여, 자궁-난관접속부 바로 위의 난관 기저부를 드러내고, 10% (v/v) FBS, 2 mM NaHCO3, 5 mg/ml BSA (Invitrogen, Carlsbad, CA)가 보충된 헤페스-버퍼 조직 배양 배지 (TCM-199)로 이루어진 난자 회수용 배지 (표 1)로 채워진 미세한 피하 주사기 (24 게이지)를 삽관하였다.
관류 (Flushing)를 통해 수득된 생체 내에서 성숙된 난자들을 38.5℃ 조건의 헤페스-버퍼 (Hepes-buffered) TCM-199 내에서 5분 이내에 실험실로 옮겼다.
성분 함량
TCM powder 1L 용(Gibco 31100-027) 9.9g
P/S 항생제 1%(페니실린 10000IU, 스트렙토마이신 10mg)
HEPES 완충액 2.38g
FBS 10%(v/v)
NaHCO3 0.1680g
BSA 5mg/L
실시예 4: 수핵 난자의 탈핵
Ca2+ 무첨가 CR2 배지 (Charles Rosenkrans 2)(Rosenkrans et al., Biol. Reprod. 49, 459-462, 1993)에 헤페스-버퍼를 첨가하여 제조한 hCR2aa 배지 (표 2)에 0.1%(v/v) 히알루로니다제(Sigma, USA)를 첨가한 후 상기 실시예 3에서 수득한 난자를 넣고 반복적으로 피펫팅함으로써 난구세포를 제거하였다.
그 다음, 난구세포가 제거된 난자를 5㎍/mL 비스벤지미드(Hoechst 33342)로 5분간 염색하고 형광 도립 현미경을 이용하여 ×200의 배율로 관찰하여 제1극체가 확인된 난자만을 선별하였다.
hCR2aa 배지 (표 2)에 10%(v/v) FBS와 5㎍/mL 사이토칼라신 B를 첨가한 후 상기에서 선별된 난자를 넣고 미세조작장치(micromanipulator, Narishige, Tokyo, Japan)를 이용하여 탈핵을 수행하였다. 즉, 홀딩 마이크로 피펫(150㎛ 직경)으로 수핵 난자를 고정한 후 제1극체와 난자 핵 그리고 일부 세포질(5% 이하)을 제거하였다. 상기 과정을 거쳐 탈핵된 난자는 10%(v/v) FBS가 첨가된 TCM-199 배지 (표 3)에 넣어 보관하였다.
성분 함량
NaCl 3.1 g/50ml KCl 0.1050 g KH2PO4 0.0230 g P/S 5 ml Phenol-red 400㎕ mCR2-S 4ml
NaHCO3 1.0531 g/50ml St-B 640㎕
HEPES 0.5958 g/10ml St-E 1680㎕
NEAA 400㎕
Glycine 0.0275 g/10ml Glycine 400㎕
BSA 0.12g
성분 함량
TCM199 liquid 89ml
pyruvic acid 0.0099g
P/S(항생제) 1ml
FBS 10%
실시예 5 : 공여 핵 세포의 제조
암컷 회색 늑대의 귀 피부 생검 (biopsy)으로부터 성숙 섬유아세포들을 분리하였다. 귀 조직 절편의 작은 조각들을 D-PBS에서 3회 세척하고 수술용 칼로 잘게 조각내었다. 잘게 조각낸 조직을 0.25% (w/v) 트립신 및 1 mM EDTA (Invitrogen, Carlsbad, CA)가 보충된 DMEM (Dulbecco's modified Eagle's medium, Invitrogen, Carlsbad, CA) 내에서 37℃ 조건으로 1시간 동안 해리시켰다. 트립신으로 처리된 세포들을 Ca2 + 및 Mg2 + 무첨가 DPBS (Dulbecco's Phosphate Buffered Saline) 내에서 세척한 후 300 x g로 2분간 원심분리하였다. 100-㎜ 플라스틱 배양 접시 (Becton Dickinson, Lincoln Park, NJ)에 접종 (seeding)하였다.
접종된 세포들은 계속하여 10% (v/v) FBS (Invitrogen, Carlsbad, CA), 1 mM 글루타민 (Invitrogen, Carlsbad, CA), 25 mM NaHCO3 및 1% (v/v) 최소 필수 배지 (MEM) 비필수 아미노산 용액 (Invitrogen, Carlsbad, CA)이 보충된 DMEM 배지에서 39℃ 온도, 5% CO2 및 95% 공기로 가습된 조건으로 6 내지 8일간 배양하였다. 부착되지 아니한 세포 또는 외식편 덩어리를 제거한 후, 부착된 세포들이 배양접시에 가득찰 때까지 계속하여 배양하였다. 이들 세포들을 4 내지 6일 간격으로 0.1% 트립신/0.02% EDTA을 사용하여 1분 간 트립신 처리하고 추가 계대를 위해 3 개의 새로운 배양접시로 배분하여 계대 배양하고, 동결 배지를 사용하여 -196℃의 액체 질소 내에서 동결 저장하였다.
상기 동결 배지는 80% (v/v) DMEM, 10% (v/v) DMSO 및 10% (v/v) FBS로 이루어졌다. 체세포 핵 이식 (SCNT)를 위하여 2 내지 5 계대의 세포들을 사용하였다. SCNT를 하기에 앞서, 세포들을 해동하고, 100% 컨플루언시 (confluency)가 될 때까지 3 내지 4일 동안 배양하고, 약 1분 동안 트립신처리하여 단일 층으로부터 회복시켰다.
실시예 6: 탈핵 난자에 공여 핵 세포의 미세주입 및 융합
상기 <실시예 4>에서 제조한 탈핵 난자에 상기 <실시예 5>에서 제조한 공여 핵 세포를 미세주입하였다. 상기 <실시예 4>의 미세조작장치 상의 절개용 피펫을 이식용 피펫으로 교체한 후 정치된 탈핵 난자를 100㎍/mL 피토헤마글루티닌(phytohemagglutinin)이 함유된 hCR2aa 배지를 처리하고 탈핵 난자의 절개창을 고정용 피펫으로 고정한 다음 이식용 피펫을 절개창으로 삽입하여 <실시예 5>에서 단일세포로 분리된 섬유아세포를 탈핵 난자의 세포질과 투명대 사이에 주입하였다.
공여 체세포와 수핵 세포질체의 합체를 향상시키기 위해 hCR2aa 내에서 100 ㎍/mL 피토헤마글루티닌 (phytohemagglutinin)으로 처리된 탈핵 난자의 위란강 (perivitelline) 공간으로 늑대로부터 유래한 단일의 귀 섬유아세포를 주입하였다. 상기 결합체 (couplets)를 0.26 M 만니톨, 0.1 mM MgSO4, 0.5 mM Hepes 및 0.05% (w/v) BSA를 포함하는 융합 배지에 위치시키고, 바늘 형의 전극을 사용하여 융합시켰다.
미세조작장치 (Nikon-Narishige, Tokyo, Japan)에 부착되어 있는 평행한 선 사이에 세포-난자 결합체를 위치시켰다. 난자 세포질체 및 핵 공여 세포 사이의 접촉면을 전극과 평행하게 놓고, 전기-세포 융합 장치 (Electro-Cell Fusion apparatus) (NEPA GENE Co., Chiba, Japan)로 전기 자극을 인가하였다. 전극 사이의 거리는 약 180 ㎛ (난자의 직경) 정도였다. 4.0 kV/cm, 15μsec 지속시간으로 2 펄스를 인가하였으며, 전기 자극 1시간 후에 핵 공여세포와 난자 세포질체의 융합을 입체현미경 하에서 관찰하였다. 융합된 수정란을 선별하여 변형 합성 난관액 (mSOF) (표 4) 내에서 3시간 동안 배양하였다 (G. Jang et al. Reprod. Fertil. Dev. 15, 179-185, 2003). mSOF의 삼투 몰농도 및 pH는 각각 270 내지 280 mOsm 및 7.2 내지7.3이었다.
재구성된 수정란의 화학적 활성은 10 μM 칼슘 이오노포어 (calcium ionophore)가 함유된 mSOF에서 수정란을 39℃에서 배양함으로써 유도하였다. 그 후, 재구성된 수정란을 세척한 후 1.9 mM 6-디메틸아미노푸린 (dimethylaminopurine)이 보충된 mSOF 내에서 4시간 동안 추가로 배양하였다. 재구성 후, 5 내지 6 개의 수정란 그룹을 수정란 이식 전에 미네랄 오일 (mineral oil)로 씌어진 25 ㎕의 mSOF 미소적 (microdrops) 내에서 배양하였다.
성분 부피
NaCl(54.44) 2.900-3.100g/ml KCl(74.55) 0.2669g KH2PO4(136.1) 0.0810g Sod. Lactate 0.28ml Kanamycin 0.0375g Phenol-Red 0.0050g Stock-T 2ml
NaHCO3(84.01) 1.0531g/50ml 0.42124g/20ml Stock-B 2ml
Sod. Pyruvate(110.0) 0.0182g/5ml Stock-C 200㎕
MgCl26H2O(147.0) 0.0996g/10ml Stock-M 200㎕
CaCl22H2O(203.3) 0.2514g/10ml Stock-D 200㎕
Glucose(180) 0.27024g/10ml 200㎕
Glutamine(146.1) 0.14618g/10ml 200㎕
Citri Acid(192) 0.096g/10ml Stock-CA 200㎕
HEPES(238.3) 0.5958g/10ml Stock-E 200㎕
EAA(Gibco 11051-018) 400㎕
NEAA(Gibco 11140-019) 200㎕
ITS(I-3146) 100㎕
BSA(fatty acid free) 0.1600g
Hyaluronic Acid 0.5mg/ml
1N NaOH
D.W. 총 20ml
pH 7.2-7.4 삼투압 275-285 EAA, NEAA는 빛에 민감하므로 주의 Phenol-Red는 지시약이므로 배지에 첨가하는 양 중요하지 않음.
실시예 7: 핵 이식란의 활성화
상기 <실시예 6>에서 수득한 핵 이식란을 10μM 이오노포어 (Sigma)가 함유된 mSOF (표 4)에 넣고 39℃에서 4분간 배양하였다. 그 다음 상기 핵 이식란을 세척하고 1.9mM 6-디메틸아미노퓨린이 첨가된 mSOF에서 4시간 동안 추가로 배양하였다.
본 발명자들은 상기에서 제조한 핵 이식란 중 하나를 SNU-WOLF (Cloned wolf Embryos)라 명명하고, 2006년 1월 24일자로 한국생명공학연구원 유전자은행 (KCTC, 대전 광역시 유성구 어은동 52번지)에 기탁번호 KCTC 10903BP로 기탁하였다.
상기 핵 이식란은 대리모에 이식하기 전까지 미네랄 오일이 덮여진 mSOF 25㎕ 미세유적(microdrop)에서 배양하였다.
실시예 8: 대리모 이식 및 복제늑대의 생산
상기 <실시예 7>의 수정란을 외과적 수술방법에 의해 대리모의 한쪽 난관에 이식하였다. 이때 대리모 1마리 당 6개 내지 35개의 수정란을 이식하였다.
본 발명의 발명자들이 이전에 수행한 개의 복제 시 (대한민국 특허출원 제10-2005-0067736 참조), 초기 단계의 핵 이식 수정란을 사용하여 수정란 이식을 했을 때만 산자가 생산되었기 때문에, 활성화된 수정란은 난자 활성화 후 4시간 이내에 대리모인 개의 난관 내 이식시켰다. 본 발명에서는 전체 251개의 재구성된 속간 수정란을 12마리의 암컷 대리모에 이식시켰다.
수정란을 이식받는 대리모는 자연발정으로 동기화시켰다. 수술적 이식을 위하여, 0.1 mg/kg 아세프로마진 (acepromazine) 및 6 mg/kg 프로포폴 (propofol)로 마취를 유도하고, 2% 이소플루란 (isoflurane)으로 유지하였다. 앙아위 (dorsal recumbency)를 취하면서 대리모는 수술을 위한 무균적으로 준비하였고, 등배쪽부위에 절개를 하여 생식관을 노출하였다. 재구성된 수정란을 3.5F 톰 캣 카테터 (Tom cat catheter, Sherwood, St. Louis, MO)를 사용하여 난관에 이식하였다. 이식 후 22일에 7.0 MHZ 막대형 프로브가 부착된 SONOACE 9900 (Medison Co. LTD, Seoul, Korea) 초음파 스캐너를 사용하여 임신여부를 확인하였다. 임신은 최초 확인 후 매 2주 동안 초음파로 모니터링하였다.
그 결과, 2 마리의 대리모로부터 초음파를 이용하여 22일째에 임신을 관찰할 수 있었다. 각각의 대리모 개에서 22일 째 초기 임신 진단으로 2개의 태아 낭 (fetal sacs)을 관찰하였지만, 2 마리의 복제 늑대 산자 만이 분만되었다. 각 임신 개로부터 하나의 태아 낭은 임신을 유지하는데 실패하였다. "SNUWOLF" (국립서울대학교의 늑대라는 의미)라 명명 된 첫 번째 복제 늑대는 수정란 이식 (ET) 후 60일인, 2005년 10월 18일에 제왕절개를 통해 분만되었다. 산자의 몸무게는 430g 이었다. "SNUWOLFFY"라 명명된 두 번째 늑대는 수정란 이식 후 61일인 2005년 10월 26일 분만되었으며 몸무게는 530g 이었다 (도 1). 도 1의 (A)는 'SNUWOLF' 라 명명된 생후 45일 경의 첫 번째 복제 늑대 (왼쪽) 및 'SNUWOLFFY' 라 명명된 생후 37일 경의 두 번째 복제 늑대이며, (B)는 체세포 공여 늑대인 암컷 회색 늑대 (오른쪽)이다.
실험예 1: 유전자검사를 위한 DNA 추출 및 마이크로세틀라이트 분석
산자의 유전적 동일성을 확인하기 위해 핵 공여 섬유아세포, 복제된 늑대 및 대리모의 혈통분석(Parentage analysis)을 수행하였다. 2마리의 복제 늑대의 꼬리부터 조직 단편을 수집하고, 체세포 공여 늑대 및 대리모의 혈액 샘플을 모았다. 조직 단편들, 혈액 및 트립신 처리된 핵 공여 세포들을 400g 프로테인나제 K가 보충된 용해 완충액 [0.05 M Tris (pH 8.0), 0.05 M EDTA (pH 8.0), 0.5% SDS]에서 밤새 배양하고, 페놀 추출 및 에탄올 침전을 수행하였다.
마이크로세틀라이트 평가된 16개 중 다음의 11개가 분석을 위해 선택되었다: PEZ001, PEZ002, PEZ012, PEZ015, REN105L03, REN165M10, FH2140, CPH04, CPH07, CHP14, 및 CPH22. 분리된 게노믹 DNA 샘플을 50 ㎕ TE에 용해시키고, 상기의 11개의 특이적 마커와 함께 마아크로새털라이트 분석에 사용하였다. 자동화 DNA 서열분석기 (ABI 373: Applied Biosystems, Foster City, CA) 상에서 형광 표지된 프라이머를 사용한 PCR 증폭 및 전기영동으로 길이 변이를 분석하였다. 뉴클레오타이드에서 PCT 산물의 크기를 측정하기 위해 상용 소프트웨어 (GeneScan and Genotyper; Applied Biosystems)를 사용하였다.
구체적으로, 상기에서 분리한 게놈 DNA를 주형으로 하고 상기 공지된 마커들의 서열을 기초로 하여 제조한 형광 표지된 부위 특이적 프라이머 (표 5)를 이용하여 PCR 증폭을 수행한 후 PCR 증폭 산물을 자동 DNA 서열분석기 (ABI 373: Applied Biosystems, Foster City, CA)를 이용하여 분석하였다. PCR 증폭 조건으로는 94℃에서 1분간 1회 전변성시킨 후 94℃에서 20초간 변성, 58℃에서 20초간 어닐링, 74℃에서 20초간 신장하는 단계를 30회 수행하고 74℃에서 5분간 1회 후신장 단계를 거치도록 하였다.
프라이머 서열 서열번호
PEZ001 센스 5'-GGCTGTCACTTTTCCCTTTC-3' 1
안티센스 5'-CACCACAATCTCTCTCATAAATAC-3' 2
PEZ002 센스 5'- TCCTCTCTAACTGCCTATGC-3' 3
안티센스 5'-GCCCTTGAATATGAACAATGACACTGTATC-3' 4
PEZ012 센스 5'-GTAGATTAGATCTCAGGCAG-3' 5
안티센스 5'-TAGGTCCTGGTAGGGTGTGG-3' 6
PEZ015 센스 5'-CTGGGGCTTAACTCCAAGTTC-3' 7
안티센스 5'-CAGTACAGAGTCTGCTTATC-3' 8
REN105L03 센스 5'-GGAATCAAAAGCTGGCTCTCT-3' 9
안티센스 5'-GAGATTGCTGCCCTTTTTACC-3' 10
REN165M10 센스 5'-AACAGCCAAATCATGGAAGC-3' 11
안티센스 5'-AGCACCTCCATCCTTTCCTT-3' 12
FH2140 센스 5'-GGGGAAGCCATTTTTAAAGC-3' 13
안티센스 5'-TGACCCTCTGGCATCTAGGA-3' 14
CPH004 센스 5'-ACTGGAGATGAAAACTGAAGATTATA-3' 15
안티센스 5'-TTACAGGGGAAAGCCTCATT-3' 16
CPH007 센스 5'-ACACAACTTTCCATAATACTTCCCA-3' 17
안티센스 5'-ATCAATGCTCTCCTCCCCAG-3' 18
CPH014 센스 5'-GAAAGACAATCCCTGAAATGC-3' 19
안티센스 5'-ACCCCATTTATGAGAATCATGT-3' 20
CPH022 센스 5'-TCTTTCATTTACATTTTTGGCTCA-3' 21
안티센스 5'-GCCCCAAAATCCGTGTGT-3' 22
실험 결과, 본 발명의 방법에 따라 생산된 복제늑대 (SNUWOLF 및 SNUWOFFY)는 체세포 공여 늑대와 유전적으로 동일함을 확인할 수 있는 반면, 본 발명의 복제 늑대와 대리모와는 유전적으로 상이함을 확인할 수 있었다 (표 6).
Figure 112006092883280-pat00001
실험예 2: 본 발명의 방법에 의한 늑대의 복제 효율
본 발명에 따른 복제 늑대의 생산에 관한 실시예로부터, 총 12마리의 대리모로부터 2마리 늑대, 251개의 복제 수정란으로부터 2마리 늑대 (0.80%)를 생산하였으며 이로부터 본 발명의 방법에 의해 늑대가 약 16.7%의 효율로 복제됨을 확인할 수 있었다.
이상 상기에서 살펴본 바와 같이, 본 발명에 따른 방법은 복제늑대를 생산하는 효과가 있으며, 이는 희귀·멸종 위기의 늑대의 보존, 이종이식, 질환 모델동물 등 수의학, 인류학 및 의학연구 분야의 발달에 기여할 수 있다.
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Claims (17)

  1. (a) 개과 동물의 난자로부터 핵을 제거하여 탈핵 난자를 제조하는 단계;
    (b) 늑대의 조직으로부터 체세포를 분리하여 공여 핵 세포를 제조하는 단계;
    (c) 상기 (a) 단계의 탈핵 난자에 (b) 단계의 공여 핵 세포를 미세주입하고 전기 융합시키는 단계; 및
    (d) 상기 (c) 단계에서 융합된 난자를 활성화시키는 단계를 포함하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  2. 제1항에 있어서, 상기 (a) 단계의 개과 동물이 개, 늑대, 여우, 재칼, 코요테, 승냥이 및 너구리로 이루어진 그룹 중에서 선택되는 것임을 특징으로 하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  3. 제1항에 있어서, 상기 (a) 단계의 개과 동물의 난자는 생체 내로부터 회수된 것을 특징으로 하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  4. 제3항에 있어서, 상기 생체 내로부터 회수는 개과 동물의 배란일로부터 48∼ 72시간에 수행하는 것임을 특징으로 하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  5. 제1항에 있어서, 상기 (b) 단계에서 상기 체세포는 늑대의 난구세포, 상피세포, 섬유아세포, 신경세포, 각질세포, 조혈세포, 멜라닌 세포, 연골세포, 적혈구, 마크로파지, 단구세포, 근육세포, B 림프구, T 림프구, 배아 줄기세포, 배아 생식세포, 태아세포, 태좌세포 및 배아세포로 이루어진 그룹 중에서 선택된 어느 하나인 것을 특징으로 하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  6. 제5항에 있어서, 상기 (b) 단계에서 상기 체세포는 섬유아세포 또는 난구세포인 것을 특징으로 하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  7. 제1항에 있어서, 상기 (c) 단계에서 전기융합은 전압이 3.6∼4.1 kv/cm인 조건으로 10~30㎲ 동안 1~3회 수행하는 것을 특징으로 하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  8. 제1항에 있어서, 상기 (d) 단계에서 활성화시키는 단계는 칼슘 이오노포어 및 DMAP (6-dimethylaminopurine)를 융합된 난자에 동시에 처리하거나 단계적으로 처리하는 것을 특징으로 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  9. 제8항에 있어서, 상기 칼슘 이오노포어 5∼10μM을 37~39℃에서 3∼5분 동안 처리한 다음 DMAP(6-dimethylaminopurine) 1.5mM~2.5mM을 37∼39℃에서 4∼5시간 동안 처리하는 것을 특징으로 하는 늑대의 핵 이식란 제조방법.
  10. 제1항 내지 제9항 중 어느 한 항의 방법에 의해 제조된 핵 이식란.
  11. 제10항에 있어서, 기탁번호 KCTC 10903BP인 핵 이식란
  12. 제10항의 핵 이식란을 개과 동물 대리모의 난관에 이식하여 산자를 출생하는 단계를 포함하는 복제늑대의 생산방법.
  13. 제12항에 있어서, 상기 이식은 핵 이식란 제조 후 4시간 이내에 이루어지는 것을 특징으로 하는 복제늑대의 생산방법.
  14. 제12항에 있어서, 상기 이식은 핵 이식란 활성 후 즉시 이루어지는 것을 특징으로 하는 복제늑대의 생산방법.
  15. 제11항의 핵 이식란을 개과 동물 대리모의 난관에 이식하여 산자를 출생하는 단계를 포함하는 복제늑대의 생산방법.
  16. 제15항에 있어서, 상기 이식은 핵 이식란 제조 후 4시간 이내에 이루어지는 것을 특징으로 하는 복제늑대의 생산방법.
  17. 제15항에 있어서, 상기 이식은 핵 이식란 활성 후 즉시 이루어지는 것을 특징으로 하는 복제늑대의 생산방법.
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