JP5974093B2 - 組織保存液および組織保存方法 - Google Patents
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Description
[1]Nrf2活性化作用を有する化合物を含有することを特徴とする組織保存液。
[2]Nrf2活性化作用を有する化合物が、親電子性物質であることを特徴とする前記[1]に記載の組織保存液。
[3]Nrf2活性化作用を有する化合物が、エブセレンおよび/またはtert−ブチルヒドロキノンであることを特徴とする前記[1]または[2]に記載の組織保存液。
[4]Nrf2活性化作用を有する化合物を含有するハンクス平衡塩類溶液である前記[1]に記載の組織保存液。
[5]前記[1]〜[4]のいずれかに記載の組織保存液を保存対象と接触させることを特徴とする組織保存方法。
[6]ハンクス平衡塩類溶液を保存対象と接触させることを特徴とする組織保存方法。
本発明は、Nrf2活性化作用を有する化合物を含有する組織保存液を提供する。
本発明の組織保存溶液の保存対象には、生物を構成する全ての組織、臓器、細胞等が含まれ、いわゆる狭義の組織に限定されるものではない。保存対象の細胞には、組織や臓器を構成する細胞が含まれ、分散された状態の細胞も含まれる。組織としては、例えば、上皮組織、結合組織、筋肉組織、神経組織などが挙げられる。臓器としては、例えば、脳、脊髄、胃、膵臓、膵島、腎臓、肝臓、甲状腺、骨髄、皮膚、筋肉、肺、消化管(例えば、大腸、小腸など)、血管、心臓、胸腺、脾臓、末梢血、睾丸、卵巣、胎盤、子宮、骨、骨格筋などが挙げ得られる。細胞としては、例えば、肝細胞、脾細胞、神経細胞、膵β細胞、骨髄細胞、表皮細胞、上皮細胞、内皮細胞、平滑筋細胞、線維芽細胞、筋細胞、脂肪細胞、免疫細胞 (例えば、マクロファージ、T細胞、B細胞、ナチュラルキラー細胞、好中球、単球など)、軟骨細胞、骨細胞、骨芽細胞、破骨細胞などが挙げられる。また、不妊治療などに用いる精子、卵子、受精卵なども本発明の保存液の保存対象として好適である。また、これら細胞の前駆細胞、幹細胞(間葉系幹細胞、神経前駆細胞、造血幹細胞など)、がん細胞、ES細胞、iPS細胞なども保存対象として好適である。さらに、培養技術を利用して調製した再生医療用製品も保存対象として好適である。再生医療用製品としては、例えば、培養皮膚、培養軟骨、培養角膜上皮、各種細胞シート(例えば、培養表皮細胞シート、口腔粘膜細胞シート、角膜輪部上皮細胞シート、角膜内皮細胞シート、心筋シート、筋芽細胞シート、培養軟骨細胞シート、膵島細胞シート、肝細胞シート、繊維芽細胞シート、歯根膜細胞シートなど)、再生医療用の各種培養細胞などが挙げられる。
本発明は、上記本発明の組織保存液を用いる組織保存方法を提供する。本発明の組織保存方法は、本発明の組織保存液を保存対象の組織、臓器、細胞等と接触させるものであればよい。
本発明の組織保存方法の第1の実施形態は、保存対象の組織、臓器、細胞等を本発明の組織保存液に浸漬することにより、保存液と保存対象とを接触させて組織、臓器、細胞等を保存する方法である。保存対象に対する保存液の量は特に限定されないが、保存対象が完全に浸漬する量以上の量であればよい。
容器は特に限定されず、密封容器および解放容器のいずれも使用可能である。目的に応じて適宜選択すればよい。好ましくは、好気条件(酸素、二酸化炭素、窒素などの気体が自由に通気可能な条件)を維持できる容器である。
保存温度は特に限定されないが、−196℃〜20℃の範囲が好ましく、より好ましくは−20℃〜15℃、さらに好ましくは0℃〜10℃である。なお、本発明の組織保存液中に保存対象を浸漬して凍結保存する場合は、所望により組織保存液に公知の凍結保護剤(例えば、DMSO、グリセリン等)を添加してもよい。
保存期間は目的に応じて適宜設定することができる。通常数分〜3か月程度の保存期間を設定することができる。好ましくは30分〜1か月程度であり、より好ましくは30分〜20日間程度である。
本発明の組織保存液を用いれば、既存の組織保存液を用いた場合より保存後の細胞生存率が高いことが示された。また、本発明の組織保存液にブタ角膜組織を2週間保存しても組織形態が維持されることを確認した。このように、本発明の保存液は、既存の組織保存液より組織保存性が極めて優れており、組織保存液として非常に有用である。それゆえ、移植医療分野に本発明の組織保存液を用いれば、組織提供者(ドナー)から摘出された組織を一定期間保存できるので、遠隔地の受容者(レシピエント)に移植することが可能となる。また、再生医療分野に本発明の組織保存液を用いれば、製造施設で製造した培養細胞シート等の再生医療製品を一定期間保存することができるので、再生治療法をより多くの患者に適用することが可能となる。また、本発明の組織保存液は、細胞の生存率を高く維持することが可能であるため、細胞の生存状態が極めて重要である不妊治療法の成績を向上させることができる。さらに、ES細胞やiPS細胞の保存液としても有用である。
(1)細胞シートの作製
Luciferase tg rat(Hakamata Y,Murakami T,Kobayashi E.Transplantation 2006; 81(8): 1179−1184)口腔組織(自治医科大学先端治療開発部門 小林英司先生より提供)を1%Antibiotics and antimycotics(AbAm、Gibco)を添加したDMEM(Gibco)中で2回洗浄した。続いて、洗浄した組織を1%AbAmを添加したDMEMで溶解したDispase I (1,000 PU/ml)溶液に4℃で4時間浸漬した。Dispase処理後、0.02%EDTA溶液(nacalai tesque)へ組織を移し、室温で2分間浸漬した後、PBSで2回洗浄した。続いて、ピンセットを用いて口腔組織から基底膜とともに口腔粘膜上皮を剥離した。剥離した上皮を0.25% trypsin−EDTA溶液(Gibco)に浸漬し、37℃で20分間処理した後、10%KCM培地(Hayashi R,Yamato M,Takayanagi H,Oie Y,Kubota A,Hori Y,Okano T,Nishida K.Tissue Engineering Part C Methods 2010;16(4):553−560)で懸濁した。その後、mitomycin C処理をしたNIH/3T3を播種しておいた6 well plateに4×105cells / wellの濃度で播種し、37℃、5%CO2の条件下で培養した。コンフレントに達するまで培養した口腔粘膜上皮細胞を0.25% trypsin−EDTA溶液で37℃で5分間処理し、10%KCM培地で再懸濁した。続いて、細胞懸濁液を96 well plate white / clear , Tissue culture treated plate, Flat bottom with Lid (BD FalconTM) に1well当たり1 / 150量の濃度で播種し、37℃、5% CO2の条件下で14日間培養し、Luciferase tg rat由来口腔粘膜細胞シートを作製した。実験には、継代数 5以下の口腔粘膜上皮細胞シートを用いた。
細胞シートのATP量は細胞シートのViabilityと相関することから、保存前、保存後、および再培養後の細胞シートのATP量を測定し、細胞シートのViabilityの指標とした。細胞シートのATP測定方法は以下のとおりである。すなわち、96ウェルプレート white / clear , Tissue culture treated plateに作製したLuciferase tg rat由来口腔粘膜細胞シートをHBSSで2回洗浄した後、HBSSを190μlを添加し、4℃で1時間静置した。続いて、発光マイクロプレートリーダーCentro LB960(Berthold Technologies GmbH & Co.KG)に静置後の96ウェルプレートを準備し、機器設定によりLuciferinの添加(終濃度;0.19mg/ml)、およびATP量の測定を行った。測定は4℃で2秒間の測定を12分間行い、発光量の最大値をATP量の測定値とした。測定終了後、HBSSで3回洗浄した後、各保存液を用いて細胞シートを4℃で7日間保存した。保存期間終了後、HBSSで2回洗浄し、同様にしてATP量の測定を行った。測定後、HBSSで2回洗浄し、10%KCM200μlを添加して37℃、5%CO2の環境下で7日間培養をした。7日間培養した後、HBSSで2回洗浄し、再び同様の方法でATP量を測定した。
基礎保存溶液として、PBS、HBSS、DMEM/F12、UW、ET−KyotoおよびOptisol GS(商品名)の6種類を用いた。保存前のATP量を測定したLuciferase tg rat由来口腔粘膜細胞シートをHBSSで3回洗浄し、各基礎保存溶液300μlを添加し、4℃で7日間保存した。保存期間終了後、HBSSで2回洗浄し、ATP量を測定した。測定後、HBSSで2回洗浄し、10%KCM200μlを添加し、37℃、5%CO2の条件下で再培養を行った。7日間培養した後、ATP量を測定した。
結果を図1(A)および(B)に示した。(A)は保存後7日目のATP残存量を示し、(B)は再培養7日目のATP残存量を示す。図1(A)から明らかなように、保存後7日目のATP残存量は、HBSSが約5%で最も高く、以下UW、ET−Kyoto、Optisol GS(商品名)の順で高かった。また、図1(B)から明らかなように、再培養によりシートを再形成したのはHBSSおよびUWで保存した細胞シートであり、HBSSで保存した細胞シートのほうが再培養後のATP残存量が高く(約50%)、UWより保存性に優れていることが示された。
(1)実験方法
基礎保存溶液にHBSSを用い、添加物として、デキストラン40(0.2g/l、2g/l、20g/l)、コンドロイチン硫酸(0.01%、0.1%。1%)、N−アセチルシステイン(0.1mM、1mM、10mM)、アロプリノール(0.1mM、1mM、10mM)、グルタチオン(0.3mM、3mM、30mM)、アデノシン(0.05mM、0.5mM、5mM)、ヒアルロン酸(0.01%、0.1%、0.5%)、ジブチリルcAMP(0.2mM、2mM、20mM)、トレハロース(12mM、120mM、1200mM)およびエブセレン(1μM、10μM、100μM)の10種類を用いた。添加物の濃度はそれぞれ括弧内に示した通りとし、それぞれn=3で実験を行った。実施例1と同様にして、保存開始前と保存後7日目のATP量を測定した。
結果を図2に示した。図2から明らかなように、エブセレンを添加した場合に保存後7日目のATP残存量の著しい増加が認められた。
(1)細胞シートの作製
凍結保存されたHuman Oral Keratinocytes(HOK、SciencellTM Research Laboratories)を37℃で溶解し、CnT−24に懸濁した。続いて、T75フラスコに播種し、37℃、5%CO2条件下で培養した。コンフレントに達したHOKを0.25%Trypsin−EDTAで処理し、剥離した後、Cnt−24を添加し懸濁液とした。続いて、1200rpmで5分間遠心し、上清を除去した後、CnT−24で再懸濁した。細胞懸濁液は、5×105cellずつT75フラスコに播種し、37℃、5%CO2条件下で培養した。再びコンフレントに達したHOKを上記と同様の方法で剥離し、10%KCMで細胞懸濁液とした。続いて、mitomycin C処理をしたNIH/3T3を播種した35mmUpCell(登録商標、CellSeed)にHOK細胞懸濁液を3×105cellずつ播種し、37℃、5%CO2条件下で14日間培養し、ヒト口腔粘膜細胞シートを作製した。
保存液として、PBS、Optisol GS(商品名)、HBSSおよびエブセレン(10μM)添加HBSSを用いた。実施例1と同様に、細胞シートを保存液に浸漬し、4℃で7日間保存した。保存前と保存後7日目に生細胞率を測定した。生細胞率の測定は、7−アミノ−アクチノマイシンD(7−AAD)染色によるフローサイトメトリー法で行った。すなわち、剥離した細胞シートの1/2を0.25%Trypsin−EDTAで処理し、細胞懸濁液とした後、5%FBSを添加したPBSで中和し、1200rpmで5分間遠心した。遠心後、上清を除去し5%FBSを添加したPBS1mlで細胞懸濁液とし、細胞数測定を行った。続いて7−AADを20μl添加し、室温、暗所で20分間静置した後、フローサイトメトリーによる解析を行った。7−AAD陰性の細胞集団を生細胞、7−AAD陽性の細胞集団を死細胞とし、生細胞率を算出した。
細胞シートの1/4を10%ホルマリン溶液に一晩浸漬した後、パラフィン包埋した。包埋した細胞シートを3μmの厚さに切薄し、パラフィン切片を作製した。続いて、脱パラフィンを行うためにキシレンに2回、100%エタノール、99%エタノール、95%エタノール、90%エタノール、80%エタノール、70%エタノール、蒸留水の順に切片を浸漬した。続いて、TBSに5分間浸漬した後、蒸留水に通し、ヘマトキシリンで10分間染色した。ヘマトキシリン染色後、流水で10分間洗浄し、1%塩酸エタノール中で10秒間脱色した。脱色後、ただちに流水で1分間洗浄し、蒸留水に15分間浸漬した。続いて、エオジンで2分間染色し、流水で5分間洗浄した。切片を透徹、封入するために、100%エタノールに5回、キシレンに3回浸漬した後、封入剤(MGK−S、松浪硝子工業株式会社)を用いて切片を封入した。観察は、BIOREVO BZ−9000顕微鏡(KEYENCE)で対物レンズ20倍を使用して行った。
図3にフローサイトメトリーのチャートを示した。また、表1に保存前および保存後の各保存液における細胞数、生細胞率および細胞シート当たりの生細胞数を示した。図3および表1から明らかなように、エブセレン添加HBSSを用いた場合の生細胞率は91.1%であり、エブセレンを添加していないHBSSと比較して24%高く、エブセレン添加によって生細胞数は約4倍多く維持されることが示された。
結果を図4に示した。図4から明らかなように、エブセレン添加HBSSで保存した細胞シートは厚さや形態が良好に維持されていた。エブセレンを添加していないHBSSで保存した細胞シートは、エブセレン添加HBSSには劣るものの厚さや形態は維持されていた。一方、PBSで保存した細胞シートは形態が大きく崩れており、Optisol GS(商品名)保存した細胞シートは重層上皮が脱落し、ほぼ単層になっていた。
(1)実験方法
PBSにエブセレンを添加した保存液、またはOptisol GS(商品名)にエブセレンを添加した保存液を用いて実施例1と同様にして、保存開始前、保存後7日目および再培養7日目のATP量を測定した。エブセレンの濃度は1μM、10μMおよび100μMの3段階とした。
PBSの結果を図5に、Optisol GS(商品名)の結果を図6にそれぞれ示した。図5から、保存液にエブセレン添加PBSを用いた場合には、10μM以上のエブセレン添加により再培養において増殖が認められた。図6から、保存液にエブセレン添加Optisol GS(商品名)を用いた場合には、1μM以上のエブセレン添加により再培養において増殖が認められた。これらの結果から、単独では細胞シートを保存することが難しいPBSおよびOptisol GS(商品名)でも、エブセレンを添加することにより保存液として使用できることが明らかとなった。
(1)ブタ角膜の採取
ブタ眼球の角膜輪部周辺にメスで切れ目を入れた後、強膜を2〜3mm残し鋏で取り除いた。続いて、ピンセットを用いて水晶体を取り除き、さらに実態顕微鏡下で虹彩を取り除き、強角膜片とした。
保存液として、PBS、エブセレン添加PBS、Optisol GS(商品名)、エブセレン添加Optisol GS(商品名)、HBSS、およびエブセレン添加HBSSの6種類を用いた。エブセレン濃度はいずれも10μMとした。9mlの保存液に採取したブタ角膜を浸漬し、4℃で14日間保存した。14日目に角膜を取り出し、鋏を用いて1/2に切断した。一方は、10%ホルマリン溶液に一晩浸漬した後、パラフィン包埋し、もう一方は、凍結切片作製用包埋剤(O.C.T.Compound、サクラファインテックジャパン株式会社)を用いて凍結ブロックとした。
HE染色の結果を図7に示し、ZO−1免疫染色の結果を図8に示した。図7では、PBSで保存したブタ角膜は、上皮が脱落しかけている部分が多くみられたが、エブセレン添加PBSで保存した場合は、脱落部分はみられなかった。図8から、14日間保存後において、エブセレン添加HBSSでは角膜上皮のタイトジャンクションの形成が保持されていた(図中、点線で囲った部分)。
ヒト由来口腔細胞シートをHBSSにエブセレン添加した保存液を用いて4℃で7日間保存し、その後10%KCMを用いて37℃、5%CO2の条件下で再培養を開始した。エブセレンの濃度は1μM、10μMおよび100μMの3段階とし、コントロールとしてエブセレン無添加のHBSSを用いた。Nrf2関連遺伝子として、NQO−1およびHO−1を選択した。NQO−1は、NAD(P)H(キノンオキシドレダクターゼ1)の略称であり、キノン類を二電子還元しヒドロキノンに変換し、他の薬物代謝酵素により抱合・排出されやすい形にする酸化還元反応を触媒する酵素である。NQO−1は、その発現がNrf2の活性化により調節されていることが知られている。HO−1は、ヘムオキシゲナーゼの略称であり、ヘムを鉄イオン、一酸化炭素、ビリベルジンに分解する。さらに、ビリベルジンは還元酵素によりビリルビンとなるが、これらビリベルジン、およびビリルビンがフリーラジカルスカベンジャーとなり、生体を酸化ストレスから防御する。HO−1もNQO−1同様に、Nrf2の活性化により発現が調節されていることが知られている。
HBSSにtBHQを添加した保存液を用いて実施例1と同様にして、保存後7日目のATP量を測定した。tBHQの濃度は1μM、10μMおよび100μMの3段階とした。何も添加していないHBSSを陰性対照およびエブセレン添加HBSS(10μM)を陽性対照とした。
Claims (3)
- Nrf2活性化作用を有する化合物を含有することを特徴とする組織保存液であって、エブセレンおよび/またはtert−ブチルヒドロキノンを含有するハンクス平衡塩類溶液である組織保存液。
- エブセレンを含有するハンクス平衡塩類溶液である請求項1に記載の組織保存液。
- 請求項1又は2に記載の組織保存液を保存対象と接触させることを特徴とする組織保存方法。
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