ES2950186T3

ES2950186T3 - Lámina hemostática, flexible y biocompatible

Info

Publication number: ES2950186T3
Application number: ES20736382T
Authority: ES
Inventors: Abraham Reinier Keereweer; Lanao Rosa Pilar Felix; Joost Opsteen; Johannes Caspar Mathias Elizabeth Bender
Original assignee: GATT Technologies BV
Current assignee: GATT Technologies BV
Priority date: 2019-07-12
Filing date: 2020-07-09
Publication date: 2023-10-05
Anticipated expiration: 2040-07-09
Also published as: EP4215221A1; CN114096286A; EP3996757A1; CA3146839A1; CN114096286B; PL3996757T3; JP2022540341A; US20220133947A1; KR20220035182A; AU2020312628A1; EP3996757B1; BR112022000511A2; WO2021009013A1

Abstract

La invención se refiere a una lámina hemostática flexible, biocompatible, que comprende: - una estructura portadora fibrosa cohesiva resistente al agua que comprende un espacio intersticial interconectado tridimensional, comprendiendo dicha estructura portadora fibrosa fibras que contienen un polímero nucleofílico que porta grupos nucleofílicos reactivos; y - distribuidas dentro del espacio intersticial, una pluralidad de partículas de polímero reactivo que comprenden un polímero electrófilo soluble en agua que porta al menos tres grupos electrófilos reactivos que son capaces de reaccionar con grupos amina en tejido y sangre, así como con grupos nucleófilos reactivos del polímero nucleofílico, bajo la formación de un enlace covalente, teniendo dichas partículas de polímero reactivo un diámetro en el intervalo de 0. 5-100 pm y estando presente en una cantidad de al menos 3% en peso de la estructura portadora fibrosa. Cuando la lámina hemostática de la presente invención absorbe sangre, las partículas de polímero reactivo dentro de la lámina comienzan a disolverse tan pronto como son "humedecidas" por la sangre, permitiendo así que el polímero electrofílico reaccione con ambos grupos nucleofílicos reactivos en la sangre y tejido y grupos nucleofílicos reactivos en la estructura portadora fibrosa, induciendo así la coagulación sanguínea y el sellado del tejido, los cuales contribuyen a la hemostasia. (Traducción automática con Google Translate, sin valor legal)

Description

DESCRIPCIÓN

Lámina hemostática, flexible y biocompatible

CAMPO TÉCNICO DE LA INVENCIÓN

[0001] La presente invención se refiere a una lámina hemostática, flexible y biocompatible que se puede usar de manera adecuada para minimizar la hemorragia durante procedimientos quirúrgicos. Esta lámina hemostática comprende:

• una estructura portadora fibrosa, cohesiva y resistente al agua que comprende un espacio intersticial tridimensional interconectado, donde dicha estructura portadora fibrosa comprende fibras que contienen un polímero nucleofílico que lleva grupos nucleofílicos reactivos; y

• distribuidas dentro del espacio intersticial, partículas poliméricas reactivas que comprenden un polímero electrofílico hidrosoluble que lleva al menos tres grupos electrofílicos reactivos, donde dichos grupos electrofílicos reactivos son capaces de reaccionar con grupos amina en el tejido y la sangre, así como con grupos nucleofílicos reactivos del polímero nucleofílico, bajo la formación de un enlace covalente.

ANTECEDENTES DE LA INVENCIÓN

[0002] Uno de los principales desafíos durante los procedimientos quirúrgicos sobre tejido parenquimatoso es lograr el control del sangrado. El control de las suturas, el electrocauterio y el sellado ultrasónico a menudo no son suficientes durante las operaciones, por ejemplo, en el hígado o los riñones. Como resultado, los procedimientos, como resecciones hepáticas o nefrectomía parcial, requieren un enfoque alternativo para controlar el sangrado. Para este fin, se ha desarrollado un amplio rango de productos hemostáticos tópicos y que están clínicamente disponibles.

[0003] Lewis et al. (“Control of bleeding in surgical procedures: critical appraisal of HEMO PATCH (Sealing Hemostat)”, Dove Press Journal: Medical Devices Evidence and Research, 22 dic. 2015, 1-9) describe una almohadilla hemostática (HEMO PATCH) que está compuesta por un monómero sintético, reactivo a proteínas y un soporte de colágeno. El lado activo está cubierto con el monómero reactivo a proteínas: polietilenglicol funcionalizado con N-hidroxisuccinimida (NHS-PEG). NHS-PEG fija rápidamente la almohadilla de colágeno al tejido para promover y mantener la hemostasis.

[0004] Schuhmachen et al. (“Safety and effectiveness of a synthetic hemostatic patch for intraoperative soft tissue bleeding”, Med Devices (Auckl). 2015; 8: 167-174) describen un parche hemostático (Veriset™) que está compuesto por un material de soporte absorbible, celulosa oxidada e hidrogel de polietilenglicol. El parche hemostático de Veriset™ se proporciona como un parche listo para su uso que se aplica con el lado de polietilenglicol hacia abajo en el lugar del sangrado.

[0005] Boerman et al. (“Next Generation Hemostatic Materials Based on NHS-Ester Functionalized Poly(2-oxazoline)s”, Biomacromolecules (2017), 18, 2529-2538) describen un producto hemostático sintético y no bioactivo que se obtiene mediante el recubrimiento de poli(2-oxazolina)s funcionales de éster de N-hidroxisuccinimida (NHS) (NHS-PO x) sobre parches de gelatina, que actúa mediante la formación de enlaces cruzados covalentes entre el polímero, las proteínas de la sangre del huésped, la gelatina y el tejido para sellar el lugar de la herida y evitar hemorragias durante la cirugía.

[0006] La US 2010/0233246 describe un dispositivo de polímero biocompatible que comprende una esponja o lámina de colágeno impregnada con un polvo de polietilenglicol reactivo de dos partes, donde dicho polvo reactivo comprende un primer polietilenglicol que tiene grupos nucleofílicos y un segundo polietilenglicol que tiene grupos electrofílicos, donde el polvo de polietilenglicol permanece no reactivo en el estado seco.

[0007] La WO 2010/059280 describe una lámina fibrosa anhidra que comprende un primer componente de polímero fibroso, donde dicho polímero contiene grupos electrofílicos o grupos nucleofílicos, y un segundo componente capaz de reticular el primer componente cuando dicha lámina se expone a un medio acuoso en contacto con tejido biológico para formar un hidrogel reticulado que se adhiere al tejido biológico; donde: a) donde el segundo componente es un polímero fibroso que tiene una estructura de esqueleto igual o diferente a la del polímero fibroso del primer componente y que contiene grupos electrofílicos si el primer componente contiene grupos nucleofílicos o que contiene grupos nucleofílicos si el primer componente contiene grupos electrofílicos;

b) el segundo componente es un recubrimiento sobre el polímero fibroso del primer componente y donde dicho recubrimiento contiene grupos electrofílicos si el primer componente contiene grupos nucleofílicos o grupos nucleofílicos si el primer componente contiene grupos electrofílicos; o

c) el segundo componente es un polvo seco disperso y atrapado dentro de los intersticios del polímero fibroso del primer componente, donde dicho polvo contiene grupos electrofílicos si el primer componente contiene grupos nucleofílicos o grupos nucleofílicos si el primer componente contiene grupos electrofílicos.

[0008] La US 2011/0250257 describe una lámina fibrosa anhidra que comprende un primer componente de polímero fibroso, donde dicho polímero contiene grupos electrofílicos o grupos nucleofílicos, y un segundo componente capaz de reticular el primer componente cuando dicha lámina se expone a un medio acuoso en contacto con tejido biológico para formar un hidrogel reticulado que sea adhesivo al tejido biológico; donde el segundo componente es un polímero fibroso y que contiene grupos electrofílicos si el primer componente contiene grupos nucleofílicos o que contiene grupos nucleofílicos si el primer componente contiene grupos electrofílicos; o el segundo componente es un recubrimiento sobre el polímero fibroso del primer componente, donde dicho recubrimiento contiene grupos electrofílicos si el primer componente contiene grupos nucleofílicos o grupos nucleofílicos si el primer componente contiene grupos electrofílicos; o el segundo componente es un polvo seco disperso y atrapado dentro de los intersticios del polímero fibroso del primer componente, donde dicho polvo contiene grupos electrofílicos si el primer componente contiene grupos nucleofílicos o grupos nucleofílicos si el primer componente contiene grupos electrofílicos.

[0009] La WO 2011/124640 describe un método para fabricar una esponja hemostática que comprende:

a) proporcionar una esponja que comprende una matriz de un biomaterial en forma seca,

b) proporcionar un material polimérico reactivo en forma de polvo seco,

c) poner en contacto a) y b) de modo que el material de b) esté presente en al menos una superficie de dicha esponja, y

d) fijar el material de b) sobre la esponja de a).

[0010] La fijación se puede lograr fundiendo durante un periodo de tiempo suficientemente largo.

[0011] La WO 2012/057628 describe un producto médico adhesivo tisular que comprende al menos un 1 % en peso de materia seca de una polioxazolina electrolíticamente activada (EL-PO x), donde dicha EL-PO x comprende al menos 2 grupos electrofílicos reactivos, que incluyen al menos un grupo electrofílico colgante. Además de EL-PO x, el producto médico puede contener una polioxazolina nucleofílicamente activada (NU-PO x). Los ejemplos de productos adhesivos tisulares incluyen cinta adhesiva para tejidos, sellador de tejidos, material poroso hemostático e implantes.

[0012] La WO 2016/056901 describe un producto hemostático adhesivo seleccionado a partir de una malla recubierta, una espuma recubierta o un polvo recubierto, dicho producto hemostático comprende:

• un sustrato sólido poroso que tiene una porosidad de al menos el 5 % en volumen y que comprende una superficie externa que comprende un polímero nucleofílico que contiene grupos nucleofílicos reactivos; • un recubrimiento adhesivo que cubre al menos una parte del sustrato sólido, donde dicho recubrimiento comprende una polioxazolina electrolíticamente activada (EL-PO x), donde dicha EL-PO x contiene, como promedio, al menos 1 grupo electrofílico reactivo.

[0013] El producto hemostático adhesivo se produce mediante un proceso que comprende los pasos de proporcionar un sustrato sólido poroso; recubrir el sustrato con un líquido de recubrimiento que comprende EL-PO x y un solvente; y retirar el solvente.

RESUMEN DE LA INVENCIÓN

[0014] Los inventores han desarrollado una lámina hemostática, flexible y biocompatible que es particularmente adecuada para prevenir hemorragias durante los procedimientos quirúrgicos laparoscópicos.

[0015] La lámina hemostática según la presente invención comprende una estructura portadora fibrosa, cohesiva y resistente al agua que contiene pequeñas partículas que comprenden un polímero electrofílico reactivo que es capaz de unirse de manera covalente con proteínas y tejidos de la sangre del huésped, así como con grupos nucleofílicos reactivos en la estructura portadora fibrosa y que, por lo tanto, induce la hemostasia y/o la adhesión al tejido. Por lo tanto, un aspecto de la invención se refiere a una lámina hemostática, flexible y biocompatible que comprende:

• distribuidas dentro del espacio intersticial, una pluralidad de partículas poliméricas reactivas que comprenden un polímero electrofílico hidrosoluble que lleva al menos tres grupos electrofílicos reactivos que son capaces de reaccionar con grupos amina en el tejido y la sangre, así como con grupos nucleofílicos reactivos del polímero nucleofílico, bajo la formación de un enlace covalente, donde dichas partículas poliméricas reactivas tienen un diámetro en el rango de 0,5-100 |_im y están presentes en una cantidad de al menos el 3 % en peso de la estructura portadora fibrosa.

[0016] La lámina hemostática de la presente invención comprende una estructura portadora fibrosa, cohesiva y resistente al agua que absorbe fácilmente la sangre, ya que la sangre puede penetrar en el espacio intersticial. Esta estructura portadora fibrosa puede impregnarse fácilmente con partículas poliméricas reactivas. A diferencia de la impregnación con líquidos, dicha impregnación en seco no afecta a la integridad estructural ni a las propiedades mecánicas de la estructura portadora. Cuando la sangre es absorbida por la lámina hemostática de la presente invención, las partículas poliméricas reactivas dentro de la lámina comienzan a disolverse tan pronto como son "mojadas" por la sangre, lo que permite que el polímero electrofílico reaccione con los grupos nucleofílicos reactivos en la sangre y el tejido y grupos nucleofílicos reactivos en la estructura portadora fibrosa, lo que induce a la coagulación de la sangre y al sellado del tejido, los cuales contribuyen a la hemostasia.

[0017] Aunque los inventores no desean limitarse a la teoría, se cree que las propiedades ventajosas de la lámina hemostática de la presente invención se pueden atribuir al hecho de que las partículas poliméricas reactivas se distribuyen por toda la estructura portadora fibrosa y crean un mínimo de fricción de flexión y también al hecho de que, debido al pequeño tamaño de las partículas, estas partículas poliméricas reactivas se disuelven rápidamente cuando entran en contacto con la sangre u otros fluidos corporales acuosos. Por lo tanto, tras la aplicación de la lámina en el lugar de la herida, se produce una rápida reticulación covalente entre, por un lado, el polímero electrofílico reactivo y, por otro lado, las proteínas sanguíneas, el tejido y la estructura portadora fibrosa, lo que conduce a la formación de un gel que sella la superficie de la herida y detiene el sangrado y que puede proporcionar una fuerte adhesión de la lámina fibrosa al tejido. La estructura portadora fibrosa resistente al agua proporciona resistencia mecánica durante y después de la aplicación, y evita el hinchamiento excesivo.

[0018] Debido a su flexibilidad, la lámina hemostática de la presente invención se puede aplicar de manera adecuada a lugares de sangrado que tienen forma irregular. La lámina hemostática se puede aplicar capa a capa si una lámina ya aplicada no detiene completamente el sangrado.

[0019] O tro aspecto de la presente invención se refiere a un método para preparar una lámina hemostática, donde dicho método comprende:

• proporcionar una lámina de estructura portadora fibrosa, cohesiva y resistente al agua, tal y como se ha definido anteriormente;

• proporcionar partículas poliméricas reactivas, tal y como se ha definido anteriormente; y

• distribuir las partículas poliméricas reactivas dentro del espacio intersticial de la estructura portadora fibrosa.

DESCRIPCIÓN DETALLADA DE LA INVENCIÓN

[0020] En consecuencia, un aspecto de la invención se refiere a una lámina hemostática, flexible y biocompatible que comprende:

[0021] El término "lámina hemostática", como se utiliza en este caso, a menos que se indique lo contrario, se refiere a una lámina que tiene la capacidad para detener el sangrado del tejido dañado. La lámina hemostática de la presente invención puede lograr la hemostasis convirtiendo la sangre en un gel y/o formando un sello que cierra el lugar de la herida.

[0022] El término "adhesivo tisular", como se utiliza en este caso, se refiere a la capacidad de la lámina hemostática para adherirse al tejido debido a la formación de enlaces covalentes entre la lámina y el tejido. La formación de estos enlaces covalentes normalmente requiere la presencia de agua.

[0023] El término "resistente al agua", como se utiliza en este caso en relación con la estructura portadora fibrosa, significa que esta estructura no es hidrosoluble y no se desintegra en agua para formar una dispersión coloidal, en condiciones de pH neutro (pH 7) y una temperatura de 37 °C.

[0024] El término "espacio intersticial", como se utiliza en este caso, se refiere al espacio hueco ("vacío") dentro de la estructura portadora fibrosa. El espacio intersticial en la estructura portadora fibrosa permite la introducción de partículas poliméricas reactivas en la estructura. Además, la sangre y otros fluidos corporales pueden entrar en el espacio intersticial, lo que permite que se disuelva el polímero electrofílico hidrosoluble dentro de las partículas poliméricas reactivas.

[0025] La concentración de partículas poliméricas reactivas que tienen un diámetro en el rango de 0,5-100 |_im se expresa en % en peso de la estructura portadora fibrosa per se, es decir, sin las partículas poliméricas reactivas.

[0026] El "polímero electrofílico hidrosoluble que lleva grupos electrofílicos reactivos" que se emplea según la presente invención lleva al menos tres grupos reactivos que son capaces de reaccionar con grupos amina en el tejido y la sangre bajo la formación de un enlace covalente. Este polímero electrofílico hidrosoluble tiene un peso molecular de al menos 1 kDa y una solubilidad en agua destilada de 20 °C de al menos 50 g/L.

[0027] El término "capacidad de absorción de agua", como se utiliza en este caso, es una medida de la capacidad de la lámina hemostática para absorber agua. La capacidad de absorción de agua se determina pesando una muestra de la lámina seca (peso = W^d) seguido de la inmersión de la muestra en agua destilada (37 °C) durante 45 minutos. A continuación, se retira la muestra del agua y se quita el agua adherida al exterior del sustrato, después de lo cual se vuelve a pesar la muestra (peso = W^w). La capacidad de absorción de agua = 100 % x (W^w-W^d)/W^d. La capacidad de adsorción de agua es indicativa de la porosidad del sustrato, así como de su capacidad para hincharse en presencia de agua.

[0028] El término "colágeno", como se utiliza en este caso, se refiere a la proteína estructural principal en el espacio extracelular de varios tejidos conjuntivos en los cuerpos de los animales. El colágeno forma una triple hélice característica de tres cadenas polipeptídicas. Dependiendo del grado de mineralización, los tejidos de colágeno pueden ser rígidos (hueso) o flexibles (tendón) o tener un gradiente de rígido a flexible (cartílago). A menos que se indique lo contrario, el término "colágeno" también abarca colágenos modificados distintos de la gelatina.

[0029] El término "gelatina", como se utiliza en este caso, se refiere a una mezcla de péptidos y proteínas producidos por hidrólisis parcial de colágeno extraído de la piel, los huesos y los tejidos conjuntivos de animales, como ganado domesticado, pollo, cerdos y peces. Durante la hidrólisis, los enlaces moleculares naturales entre las hebras de colágeno individuales se descomponen en una forma que se reorganiza más fácilmente.

[0030] El término "polioxazolina", como se utiliza en este caso, se refiere a una poli(N-acilalquilenimina) o una poli(aroilalquilenimina) y se denomina, además, PO x. Un ejemplo de PO x es poli(2-etil-2-oxazolina). El término "polioxazolina" también abarca copolímeros de PO x.

[0031] Las partículas poliméricas reactivas se pueden distribuir homogéneamente dentro del espacio intersticial de la estructura portadora fibrosa en el sentido de que la densidad de partículas es esencialmente la misma en toda la estructura portadora. Las partículas poliméricas reactivas también se pueden distribuir de una manera desigual por toda la estructura portadora. Por ejemplo, si la lámina hemostática se prepara en forma de laminado de capas finas de estructura portadora fibrosa y capas de partículas poliméricas reactivas, la densidad de las partículas poliméricas reactivas en la lámina puede fluctuar. Para determinadas aplicaciones, puede ser ventajoso que la densidad de las partículas poliméricas reactivas muestre un gradiente, por ejemplo, que la densidad de partículas reactivas es más bajas cerca del lado de la lámina que se pretende aplicar sobre una herida sangrante y más alta cerca del otro lado de la lámina.

[0032] La distribución del diámetro de las partículas poliméricas reactivas se puede determinar adecuadamente por medio de difracción láser usando un Malvern Mastersizer 2000 en combinación con la unidad de dispersión de muestras de acero inoxidable. La unidad de dispersión de muestras se llena con aprox. 120 ml de ciclohexano, que se estabiliza de 5 a 10 minutos a una velocidad de agitación de 1800 r.p.m., seguido de una medición de fondo (medición en blanco). El tubo de muestra se agita y gira horizontalmente 20 veces. A continuación, se dispersan aproximadamente 50 mg en la unidad de dispersión de muestra que contiene el ciclohexano. Después de introducir la muestra en la unidad de dispersión, la muestra se agita durante un minuto y medio a 1800 r.p.m. para garantizar que todas las partículas se dispersen correctamente antes de realizar la medición. No se realiza ningún tratamiento ultrasónico sobre las partículas dispersas. El tamaño medio de partícula se expresa como D [4,3], el diámetro medio ponderado por volumen (ZniDi⁴)/(ZniDi³).

[0033] En una forma de realización particularmente preferida, a diferencia del sellador de tejido fibroso descrito en la US 2011/0250257, la lámina hemostática de la presente invención no forma un hidrogel, es decir, una matriz polimérica hinchable con agua que puede absorber una cantidad sustancial de agua para formar un gel elástico.

[0034] Según una forma de realización particularmente preferida, la lámina hemostática de la presente invención es bioabsorbible, lo que significa que la estructura portadora, las partículas poliméricas reactivas y cualquier otro componente de la lámina hemostática finalmente se absorben en el cuerpo. La absorción de la estructura portadora y las partículas poliméricas reactivas normalmente requieren la descomposición química (por ejemplo, la hidrólisis) de los polímeros que contiene.

[0035] La bioabsorción completa de la lámina hemostática por parte del cuerpo humano se logra normalmente de 1 a 10 semanas, preferiblemente de 2 a 8 semanas.

[0036] La lámina hemostática de la presente invención normalmente tiene un grosor medio sin comprimir de 0,5 25 mm. Más preferiblemente, el grosor no comprimido está en el rango de 1-10 mm, de la manera más preferible, en el rango de 1,5-5 mm.

[0037] Las dimensiones de la lámina hemostática son preferiblemente tales que la parte superior e inferior de la lámina tienen cada una un área superficial de al menos 2 cm2, más preferiblemente de al menos 10 cm2 y, de la manera más preferible, de 25-50 cm2. Normalmente, la lámina tiene forma rectangular y una longitud de 25-200 mm, una anchura de 25-200 mm.

[0038] La lámina hemostática tiene preferiblemente una densidad no comprimida inferior a 200 mg/cm3, más preferiblemente inferior a 150 mg/cm3 y, de la manera más preferible, de 10-100 mg/cm3.

[0039] En una forma de realización de la invención, las partículas poliméricas reactivas se distribuyen homogéneamente dentro del espacio intersticial de la estructura portadora fibrosa. En otra forma de realización de la invención, la lámina hemostática es un laminado que comprende capas alternas de estructura portadora fibrosa y capas de las partículas poliméricas reactivas. En la última forma de realización, las partículas poliméricas reactivas han entrado preferiblemente en las capas de la estructura portadora fibrosa que separa las capas de partículas poliméricas reactivas.

[0040] La lámina hemostática de la presente invención preferiblemente es esencialmente anhidra. Normalmente, la lámina hemostática tiene un contenido de agua no superior al 5 % en peso, más preferiblemente no superior al 2 % en peso y, de la manera más preferible, no superior al 1 % en peso.

[0041] La capacidad de absorción de agua de la lámina hemostática preferiblemente es de al menos el 50 %, más preferiblemente se encuentra en el rango del 100 % al 800 %, de la manera más preferible, en el rango del 200 % al 500 %.

[0042] La lámina hemostática de la presente invención es preferiblemente estéril.

[0043] Las partículas poliméricas reactivas en la lámina hemostática comprenden preferiblemente un polímero electrofílico hidrosoluble que lleva grupos electrofílicos reactivos seleccionados de entre ésteres de ácido carboxílico, ésteres de sulfonato, ésteres de fosfonato, ésteres de pentafluorofenilo, ésteres de p-nitrofenilo, ésteres de p-nitrotiofenilo, grupos haluros de ácido, anhídridos, cetonas, aldehídos, isocianato, tioisocianato, isociano, epóxidos, grupos hidroxilo activados, olefinas, éteres de glicidilo, carboxilo, ésteres de succinimidilo, ésteres de sulfosuccinimidilo, maleimido (maleimidilo), etensulfonilo, ésteres de imido, acetoacetato, haloacetal, disulfuro de ortopiridilo, derivados de dihidroxifenilo, vinilo, acrilato, acrilamida, iodoacetamida y combinaciones de los mismos. Más preferiblemente, los grupos electrofílicos reactivos se seleccionan de entre ésteres de ácido carboxílico, ésteres de sulfonato, ésteres de fosfonato, ésteres de pentafluorofenilo, ésteres de p-nitrofenilo, ésteres de p-nitrotiofenilo, grupos haluros de ácido, anhídridos, cetonas, aldehídos, isocianato, tioisocianato, isociano, epóxidos, grupos hidroxilo activados, éteres de glicidilo, carboxilo, ésteres de succinimidilo, ésteres de sulfosuccinimidilo, ésteres de imido, derivados de dihidroxifenilo y combinaciones de los mismos. Incluso más preferiblemente, los grupos electrofílicos reactivos se seleccionan de entre haloacetales, disulfuro de ortopiridilo, maleimidas, vinilsulfona, derivados de dihidroxifenilo, vinilo, acrilato, acrilamida, yodoacetamida, ésteres de succinimidilo y combinaciones de los mismos. De la manera más preferible, los grupos electrofílicos reactivos se seleccionan de entre maleimidas, vinilo, acrilato, acrilamida, ésteres de succinimidil, ésteres de sulfosuccinimidilo y combinaciones de los mismos.

[0044] Los ejemplos de ésteres de succinimidilo que pueden emplearse incluyen glutarato de succinimidilo, propionato de succinimidilo, succinamida de succinimidilo, carbonato de succinimidilo, suberato de disuccinimidilo, suberato de bis(sulfosuccinimidilo), ditiobis(succinimidilpropionato), etilsulfona de bis(2-succinimidooxicarboniloxi), 3,3'-ditiobis (sulfosuccinimidil-propionato), carbamato de succinimidilo, sulfosuccinimidil(4-yodoacetil)aminobenzoato, suberato de bis(sulfosuccinimidil), sulfosuccinimidil-4-(N-maleimidometil)-ciclohexano-l-carboxilato, propionato de ditiobis-sulfosuccinimidilo, tartrato de disulfosuccinimidilo; bis[2-(sulfo-succinimidiloxicarboniloxietilsulfona)], bis(sulfosuccinimiclilsuccinato) de etilenglicol, ditiobis-(propionato de succinimidilo).

[0045] Los ejemplos de derivados de dihidroxifenilo que se pueden emplear incluyen dihidroxifenilalanina, 3,4-dihidroxifenilalanina (DO PA), dopamina, ácido 3,4-dihidroxihidrocinámico (DO HA), norepinefrina, epinefrina y catecol.

[0046] El uso de una estructura portadora fibrosa en la lámina hemostática de la presente invención ofrece la ventaja de que las partículas poliméricas reactivas pueden distribuirse homogéneamente por toda esta estructura portadora sin dificultad. Dicha distribución homogénea es mucho más difícil de lograr, por ejemplo, en estructuras portadoras de espuma.

[0047] Las fibras en la estructura portadora fibrosa tienen preferiblemente un diámetro medio de 1-500 |_im, más preferiblemente de 2-300 |_im y, de la manera más preferible, de 5-200 |_im. El diámetro medio de las fibras se puede determinar adecuadamente utilizando un microscopio.

[0048] Normalmente, al menos el 50 % en peso, más preferiblemente al menos el 80 % en peso de las fibras en la estructura portadora fibrosa tienen un diámetro de 1-300 |_im y una longitud de al menos 1 mm.

[0049] Preferiblemente, al menos el 50 % en peso, más preferiblemente al menos 80 % en peso de las fibras en la estructura portadora fibrosa tienen una proporción de aspecto (proporción de longitud a diámetro) de al menos 1000.

[0050] La estructura portadora fibrosa que se emplea según la presente invención es preferiblemente una estructura de fieltro, una estructura tejida o una estructura tricotada. De la manera más preferible, la estructura portadora fibrosa es una estructura de fieltro. Aquí, el término "estructura de fieltro" se refiere a una estructura que se produce uniendo y presionando las fibras para formar un material cohesivo.

[0051] Según una forma de realización particularmente preferida, la estructura portadora fibrosa es biodegradable.

[0052] El polímero nucleofílico que está contenido en la estructura portadora fibrosa se puede distribuir homogéneamente a través de las fibras que están contenidas en las estructuras portadoras o se puede aplicar como una capa de recubrimiento externa. La presencia de polímero nucleofílico en la estructura portadora mejora tanto la adhesión como las propiedades hemostáticas de la lámina hemostática.

[0053] Preferiblemente, las fibras de la estructura portadora fibrosa contienen al menos un 5 % en peso, más preferiblemente al menos un 10 % en peso y más preferiblemente al menos un 50 % en peso del polímero nucleofílico. De la manera más preferible, las fibras constan de dicho polímero nucleofílico.

[0054] El polímero nucleofílico que está contenido en las fibras de la estructura portadora contiene típicamente al menos 2 grupos nucleofílicos reactivos, más preferiblemente al menos 5 grupos nucleofílicos reactivos, incluso más preferiblemente al menos 10 grupos nucleofílicos reactivos, de la manera más preferible, al menos 20 grupos nucleofílicos reactivos.

[0055] Estos grupos nucleofílicos reactivos se seleccionan preferiblemente de entre grupos amina, grupos tiol, grupos fosfina y combinaciones de los mismos. Más preferiblemente, estos grupos nucleofílicos reactivos se seleccionan de entre grupos amina, grupos tiol y combinaciones de los mismos. De la manera más preferible, los grupos nucleofílicos reactivos son grupos amina. Estos grupos amina se seleccionan preferiblemente de entre grupos amina primarios, grupos de amina secundarios y combinaciones de los mismos.

[0056] El polímero nucleofílico en las fibras de la estructura portadora fibrosa tiene preferiblemente un contenido de nitrógeno de al menos el 1 % en peso, más preferiblemente del 5-10 % en peso y, de la manera más preferible, del 15-25 % en peso.

[0057] El polímero nucleofílico se selecciona preferiblemente de entre proteína, quitosano, polímero sintético que lleva grupos nucleofílicos reactivos, polímeros de carbohidratos que llevan grupos nucleofílicos reactivos y combinaciones de los mismos. Más preferiblemente, el polímero nucleofílico se selecciona de entre gelatina, colágeno, quitosano y combinaciones de los mismos. Incluso más preferiblemente, el polímero nucleofílico es gelatina, de la manera más preferible, gelatina reticulada.

[0058] El quitosano es un carbohidrato complejo biodegradable, no tóxico, derivado de la quitina (poli-N-acetil-D-glucosamina), una sustancia natural. El quitosano es la forma desacetilada de la quitina. El quitosano aplicado según la presente invención tiene preferiblemente un grado de desacetilación superior al 70 %.

[0059] La estructura portadora fibrosa comprende preferiblemente al menos un 50 % en peso, más preferiblemente al menos un 80 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 90 % en peso de fibras que contienen un polímero nucleofílico que lleva grupos nucleofílicos reactivos.

[0060] En una forma de realización preferida, la estructura portadora fibrosa comprende al menos un 50 % en peso, más preferiblemente al menos un 80 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 90 % en peso de fibras que contienen al menos un 50 % en peso de un polímero nucleófilo que lleva grupos nucleofílicos reactivos.

[0061] Según una forma de realización particularmente preferida, la estructura portadora fibrosa comprende al menos un 50 % en peso, más preferiblemente al menos un 80 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 90 % en peso de fibras hechas de gelatina, colágeno o quitosano.

[0062] Los colágenos preferidos no poseen regiones de telopéptido ("colágeno atelopéptido"). El colágeno empleado según la presente invención se selecciona preferiblemente del grupo de colágeno microfibrilar, colágeno humano sintético, como el colágeno de tipo I, el colágeno de tipo III, o una combinación de colágeno de tipo I y colágeno de tipo III. También se puede usar colágeno reticulado usando calor, radiación o agentes químicos, como el glutaraldehído.

[0063] Según una forma de realización preferida, las fibras en la estructura portadora fibrosa comprenden al menos un 50 % en peso, más preferiblemente al menos un 80 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 90 % en peso de gelatina. La gelatina en las fibras tiene preferiblemente una fuerza Bloom de 200 o más.

[0064] En una forma de realización particularmente ventajosa, la estructura portadora fibrosa comprende al menos un 50 % en peso, más preferiblemente al menos un 80 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 90 % en peso de gelatina parcialmente reticulada. El uso de gelatina parcialmente reticulada ofrece la ventaja de que la estructura portadora fibrosa es suficientemente estable y flexible a la temperatura corporal, y que el hinchamiento de la estructura portadora fibrosa no da como resultado la formación de una estructura de gel fibrosa de poros cerrados.

[0065] En la preparación de la lámina hemostática de la presente invención, puede ser ventajoso hacer reaccionar una fracción de los grupos electrofílicos reactivos en el polímero electrofílico de las partículas poliméricas reactivas con los grupos nucleofílicos reactivos del polímero nucleofílico. Por lo tanto, las partículas poliméricas reactivas se pueden fijar de manera efectiva en la estructura portadora fibrosa.

[0066] Según una forma de realización preferida, los grupos nucleofílicos reactivos del polímero nucleofílico en las fibras de la estructura portadora fibrosa incluyen grupos amina y los grupos electrofílicos reactivos del polímero electrofílico en las partículas poliméricas reactivas se seleccionan de entre ésteres de ácido carboxílico, ésteres de sulfonato, ésteres de fosfonato, ésteres de pentafluorofenilo, ésteres de p-nitrofenilo, ésteres de pnitrotiofenilo, grupos haluros de ácido, anhídridos, cetonas, aldehídos, isocianato, tioisocianato, isociano, epóxidos, grupos hidroxilo activados, éteres de glicidilo, carboxilo, ésteres de succinimidilo, ésteres de sulfosuccinimidilo, ésteres de imido, derivados de dihidroxifenilo y combinaciones de los mismos.

[0067] Según otra forma de realización preferida, los grupos nucleofílicos reactivos de polímero nucleofílico incluyen grupos tiol y los grupos electrofílicos reactivos del polímero electrofílico en las partículas poliméricas reactivas se seleccionan de entre haloacetales, disulfuro de ortopiridilo, maleimidas, vinilsulfona, derivados de dihidroxifenilo, vinilo, acrilato, acrilamida, iodoacetamida, ésteres de succinimidilo, ésteres de sulfosuccinmidilo y combinaciones de los mismos. Más preferiblemente, los grupos electrofílicos reactivos se seleccionan de entre ésteres de succinimidilo, ésteres de sulfosuccinimidilo, haloacetales, maleimidas, o derivados de dihidroxifenilo y combinaciones de los mismos. De la manera más preferible, los grupos electrofílicos reactivos se seleccionan de entre maleimidas o derivados de dihidroxifenilo y combinaciones de los mismos.

[0068] En una forma de realización preferida de la invención, la estructura portadora fibrosa no comprende celulosa regenerada oxidada.

[0069] Las estructuras portadoras fibrosas preferidas tienen una estructura de poros abiertos con una permeabilidad al aire de al menos 0,1 L/min x cm2, más preferiblemente de al menos 0,5 L/min x cm2.

[0070] La permeabilidad al aire se determina según la norma EN ISO 9237:1995 (Textiles - Determination of the permeability of fabrics to air) (Textiles. Determinación de la permeabilidad al aire de los tejidos).

[0071] Las fibras en la estructura portadora fibrosa se puede producir por medio de métodos conocidos en la técnica, como electrohilado, hilado por electrosoplado e hilado por pulverización rotatoria de alta velocidad. La producción de una estructura portadora fibrosa por medio de hilado por pulverización rotatoria de alta velocidad se describe en la US 2015/0010612. También es posible usar láminas fibrosas hemostáticas disponibles comercialmente, como la estructura portadora fibrosa. Un ejemplo de un producto comercial adecuado es GELITA TUFT-IT® (de Gelita Medical).

[0072] Las partículas poliméricas reactivas están preferiblemente presentes en la lámina hemostática de la presente invención en una cantidad del 5-90 %, más preferiblemente del 10-80 %, incluso más preferiblemente del 20-75 % y, de la manera más preferible, del 50-70 %, en peso de la estructura portadora fibrosa.

[0073] Las partículas poliméricas reactivas contienen preferiblemente al menos un 10 % en peso del polímero electrofílico hidrosoluble. Más preferiblemente, las partículas poliméricas reactivas contienen al menos un 50 % en peso, más preferiblemente al menos un 90 % en peso del polímero electrofílico hidrosoluble.

[0074] Las partículas poliméricas reactivas que se distribuyen dentro del espacio intersticial de la estructura portadora fibrosa tienen preferiblemente un tamaño de partícula medio ponderado en volumen en el rango de 2 75 |_im, más preferiblemente en el rango de 1-50 |_im y, de la manera más preferible, en el rango de 1-25 |_im. Las partículas poliméricas reactivas de la presente invención se pueden preparar de varias formas, por ejemplo, mediante molienda, mediante secado por aspersión de una solución polimérica, mediante liofilización, mediante enfriamiento por aspersión de una masa fundida polimérica, mediante granulación de una mezcla en polvo o mediante recubrimiento en lecho fluidizado.

[0075] El polímero electrofílico hidrosoluble normalmente tiene un peso molecular de al menos 2 kDa, más preferiblemente de al menos 5 kDa y, de la manera más preferible, de 10-100 kDa.

[0076] El polímero electrofílico hidrosoluble tiene preferiblemente una solubilidad en agua destilada de 20 °C de al menos 100 g/L, más preferiblemente de al menos 200 g/L.

[0077] El polímero electrofílico hidrosoluble que se emplea según la presente invención contiene preferiblemente al menos 4 grupos electrofílicos reactivos, más preferiblemente al menos 8 grupos electrofílicos reactivos, incluso más preferiblemente al menos 16 grupos electrofílicos reactivos y, de la manera más preferible, al menos 32 grupos electrofílicos reactivos.

[0078] El polímero electrofílico hidrosoluble que está presente en las partículas poliméricas reactivas se selecciona preferiblemente de entre polioxazolinas, polietilenglicoles, polivinilpirrolidonas, poliuretanos (por ejemplo, como se describe en la WO 2017/171551) y combinaciones de los mismos. Incluso más preferiblemente, el polímero electrofílico se selecciona de entre polioxazolinas, polietilenglicoles y combinaciones de los mismos. De la manera más preferible, el polímero electrofílico es una polioxazolina.

[0079] La polioxazolina que comprende grupos electrofílicos reactivos se deriva preferiblemente de una polioxazolina cuyas unidades repetitivas están representadas por la siguiente fórmula (I):

(CHR¹)^mNCO R²

donde R², y cada uno de R¹se seleccionan independientemente de H, alquilo C^1-22opcionalmente sustituido, cicloalquilo opcionalmente sustituido, aralquilo opcionalmente sustituido, arilo opcionalmente sustituido; y donde m es 2 o 3.

[0080] Preferiblemente, R¹y R²en la fórmula (I) se seleccionan de H y alquilo C^1-8, incluso más preferiblemente de H y alquilo C^1-4. De la manera más preferible, R¹es H. El número entero m en la fórmula (I) es preferiblemente igual al 2.

[0081] Según una forma de realización preferida, la polioxazolina es un polímero, incluso más preferiblemente un homopolímero de 2-alquil-2-oxazolina, donde dicha 2-alquil-2-oxazolina se selecciona de entre 2-metil-2-oxazolina, 2-etil-2-oxazolina, 2-propil-2-oxazolina, 2-butil-2-oxazolina y combinaciones de las mismas. Preferiblemente, la polioxazolina es un homopolímero de 2-propil-2-oxazolina o 2-etil-oxazolina. De la manera más preferible, la polioxazolina es un homopolímero de 2-etil-oxazolina.

[0082] Según una forma de realización particularmente preferida, el polímero electrofílico hidrosoluble comprende al menos 20 unidades de oxazolina, más preferiblemente al menos 30 unidades de oxazolina y, de la manera más preferible, al menos 80 unidades de oxazolina. El polímero electrofílico comprende preferiblemente, como promedio, al menos 0,05 grupos electrofílicos reactivos por residuo de oxazolina. Incluso más preferiblemente, el polímero electrofílico comprende, como promedio, al menos 0,1 grupos electrofílicos reactivos por residuo de oxazolina. De la manera más preferible, el polímero electrofílico comprende, como promedio, 0,12-0,5 grupos electrofílicos reactivos por residuo de oxazolina.

[0083] El polímero electrofílico hidrosoluble lleva normalmente, como promedio, al menos 10, más preferiblemente al menos 20 grupos electrofílicos reactivos.

[0084] La polioxazolina puede llevar grupos electrofílicos reactivos en sus cadenas laterales (grupos electrofílicos reactivos colgantes), en sus extremos, o ambos.

[0085] La polioxazolina que se emplea según la presente invención contiene ventajosamente uno o más grupos electrofílicos reactivos colgantes. Normalmente, la polioxazolina contiene 0,03-0,5 grupos electrofílicos reactivos colgantes por monómero, más preferiblemente 0,04-0,35 grupos electrofílicos reactivos colgantes por monómero, incluso más preferiblemente 0,05-0,25 grupos electrofílicos reactivos colgantes por monómero.

[0086] El polietilenglicol (PEG) que comprende grupos electrofílicos reactivos que se aplica según la presente invención es preferiblemente un PEG de múltiples brazos o un PEG de estrella, que comprende al menos 3 brazos, más preferiblemente al menos 4 brazos terminados con un grupo electrofílico reactivo.

[0087] Además del polímero electrofílico hidrosoluble, las partículas poliméricas reactivas pueden contener adecuadamente un polisacárido seleccionado de entre dextrano, alginato, celulosa oxidada (incluida la celulosa regenerada oxidada (O RC)), hidroxietilcelulosa, hidroximetilcelulosa, ácido hialurónico; y combinaciones de los mismos. Preferiblemente, dicho polisacárido está contenido en las partículas poliméricas reactivas en una concentración de al menos el 15 % en peso, más preferiblemente de al menos el 25 % en peso y, de la manera más preferiblemente, de al menos el 50 % en peso. En una forma de realización particularmente preferida, las partículas poliméricas reactivas contienen al menos un 25 % en peso, de la manera más preferible, al menos un 50 % en peso de O RC.

[0088] En una forma de realización ventajosa de la presente invención, además del polímero electrofílico hidrosoluble, las partículas poliméricas reactivas contienen adicionalmente un agente reticulante nucleofílico que contiene al menos dos grupos nucleofílicos reactivos que son capaces de reaccionar con los grupos electrofílicos reactivos del otro polímero hidrosoluble bajo la formación de un enlace covalente y, opcionalmente, uno o más polisacáridos. La introducción de un agente reticulante nucleofílico ofrece la ventaja de que las propiedades hemostáticas y adhesivas de la lámina se pueden mejorar, ya que el polímero electrofílico hidrosoluble reaccionará con el agente reticulante nucleofílico cuando la sangre, o más importante, cuando los fluidos corporales que contienen una cantidad relativamente baja de proteína nucleofílica (por ejemplo, bilis hepática) entran en la lámina. Esta reacción de reticulación conducirá a la formación de un hidrogel que inmoviliza la sangre o el flujo de fluidos corporales y este hidrogel se adherirá al tejido debido a la formación de enlaces covalentes entre los grupos electrofílicos reactivos en el hidrogel y los grupos amina/tiol en el tejido. Al combinar el polímero electrofílico hidrosoluble y el agente reticulante nucleofílico en una sola partícula, se asegura que estos dos componentes reactivos puedan distribuirse homogéneamente por toda la lámina hemostática y que no se produzca ninguna segregación durante el transporte y la manipulación, y que estos componentes puedan reaccionar inmediatamente entre sí cuando las partículas entran en contacto con sangre o fluidos corporales acuosos.

[0089] Las partículas poliméricas reactivas que contienen una combinación del polímero hidrosoluble que lleva grupos electrofílicos reactivos y un agente reticulante nucleófilo, es decir, partículas híbridas reactivas, se pueden producir mediante granulación húmeda y posterior secado, preferiblemente a presión reducida. El líquido de granulación debería elegirse de manera que se produzcan pocas o ninguna reacción durante la granulación entre el polímero electrofílico hidrosoluble y el agente reticulante nucleofílico. Esto se puede lograr, por ejemplo, utilizando un líquido de granulación en el que al menos uno de estos dos componentes sea insoluble. De la manera más preferible, el polímero hidrosoluble que lleva grupos electrofílicos reactivos es insoluble en el líquido de granulación.

[0090] Según una forma de realización particularmente preferida, las partículas poliméricas reactivas son aglomerados de partículas que comprenden: (i) partículas electrofílicas que contienen el polímero electrofílico hidrosoluble; y (ii) partículas nucleofílicas que contienen el agente reticulante nucleofílico.

[0091] Las partículas electrofílicas contienen preferiblemente al menos un 30 % en peso, más preferiblemente al menos un 50 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 80 % en peso del polímero electrofílico hidrosoluble.

[0092] Las partículas nucleofílicas contienen preferiblemente al menos un 30 % en peso, más preferiblemente al menos un 50 % en peso y, de la manera más preferible, al menos 80 % en peso del agente reticulante nucleofílico.

[0093] Normalmente, las partículas híbridas reactivas según esta forma de realización tienen la siguiente composición:

(a) 50-95 % en peso de polímero electrofílico hidrosoluble que lleva al menos tres grupos electrofílicos reactivos;

(b) 5-50 % en peso de agente reticulante nucleofílico;

(c) 0-50 % en peso de polisacárido;

donde la combinación de los componentes (a) a (c) juntos constituyen al menos un 80 % en peso, más preferiblemente al menos un 90 % en peso de las partículas poliméricas reactivas. Según una forma de realización particularmente preferida, el polímero electrofílico hidrosoluble que lleva grupos electrofílicos reactivos que se emplea en esta realización es una polioxazolina (EL-PO x).

[0094] Las partículas poliméricas reactivas contienen preferiblemente un polímero electrofílico hidrosoluble y el agente reticulante nucleofílico en cantidades tales que la proporción entre el número total de grupos electrofílicos reactivos proporcionados por el polímero electrofílico hidrosoluble y el número total de grupos nucleofílicos reactivos proporcionados por el agente reticulante nucleofílico se encuentra en el rango de 25:1 a 1:1, más preferiblemente en el rango de 18:1 a 2:1 y, de la manera más preferible, en el rango de 12:1 a 2.5:1.

[0095] El agente reticulante nucleofílico contiene preferiblemente al menos 3 grupos nucleofílicos reactivos, más preferiblemente al menos 5 grupos nucleofílicos reactivos, incluso más preferiblemente al menos 10 grupos nucleofílicos reactivos, de la manera más preferible, al menos 20 grupos nucleofílicos reactivos.

[0096] Los grupos nucleofílicos reactivos del agente reticulante nucleofílico se seleccionan preferiblemente de entre grupos amina, grupos tiol, grupos fosfina y combinaciones de los mismos, más preferiblemente se seleccionan de entre grupos amina, grupos tiol y combinaciones de los mismos. De la manera más preferible, estos grupos nucleofílicos reactivos son grupos amina. Según una forma de realización preferida, los grupos nucleofílicos reactivos presentes en el agente reticulante nucleofílico son grupos amina primaria.

[0097] El agente reticulante nucleofílico tiene preferiblemente un contenido de nitrógeno de al menos el 1 % en peso, más preferiblemente del 5-10 % en peso y, de la manera más preferible, del 15-25 % en peso.

[0098] En una forma de realización de la invención, el agente reticulante nucleofílico es una poliamina de bajo peso molecular que tiene un peso molecular inferior a 1.000 g/mol, más preferiblemente inferior a 700 g/mol y, de la manera más preferible, inferior a 400 g/mol. Los ejemplos de poliaminas de bajo peso molecular adecuado incluyen dilisina; trilisina; tetralisina; pentalisina; dicisteína; tricisteína; tetracisteína; pentacisteína; oligopéptidos que comprenden dos o más residuos de aminoácidos seleccionados de lisina, ornitina, cisteína, arginina y combinaciones de los mismos, y otros residuos de aminoácidos; espermina; tris(aminometil)amina; arginina y combinaciones de los mismos.

[0099] Según otra forma de realización de la invención, el agente reticulante nucleofílico es una poliamina de alto peso molecular (> 1.000 g/mol) seleccionada del grupo de PO x nucleofílicamente activadas (NU-PO x); polietilenglicol funcionalizado con amina, quitosano; derivados de quitosano (por ejemplo, polímeros de quitosano derivados de dicarboxilo, como se describe en la WO 2009/028965), polietileniminas; polivinilamina; polialil amina; poli(met)acrilatos funcionalizados con amina; sacáridos que contienen restos aminofuncionales, tales como aminoglucósidos; polipéptidos que comprenden dos o más residuos de aminoácidos seleccionados de entre lisina, ornitina, cisteína, arginina y combinaciones de las mismas; y combinaciones de los mismos. La albúmina de origen natural o recombinante es un ejemplo de un polipéptido que puede emplearse adecuadamente como polipéptido. Desoxiestreptamina 4,6-disustituida (kanamicina A, amikacina, tobramicina, dibekacina, gentamicina, sisomicina, netilmicina), desoxiestreptamina 4,5-disustituida (neomicinas B, C y neomicina E (paromomicina)) y aminoglucósidos no desoxiestreptamina, por ejemplo, estreptomicina, son ejemplos de aminoglucósidos que pueden emplearse. De la manera más preferible, la poliamina de alto peso molecular es NU-PO x.

[0100] En otra forma de realización de la invención, el agente reticulante nucleofílico empleado en las partículas poliméricas reactivas es un politiol de bajo peso molecular que comprende 2 o más grupos tiol que tienen un peso molecular inferior a 1.000 g/mol, más preferiblemente inferior a 700 g/mol y, de la manera más preferible, inferior a 400 g/mol. Incluso más preferiblemente, el agente reticulante nucleofílico se selecciona del grupo de trimercaptopropano, etanoditiol, propanoditiol, 2-mercaptoetil éter, 2,2'-(etilendioxi)dietanotiol, tetra(etilenglicol) ditiol, penta(etilenglicol) ditiol, hexaetilenglicol ditiol; pentaeritritol, dipentaeritritol, trimetilolpropano o ditrimetilolpropano modificados con tiol; oligopéptidos que contienen al menos dos unidades de cisteína.

[0101] Según otra forma de realización de la invención, el agente reticulante nucleofílico empleado en las partículas poliméricas reactivas es un politiol de alto peso molecular (> 1.000 g/mol) seleccionado del grupo de: NU-PO x que comprende al menos dos grupos tiol; poli(met)acrilatos funcionalizados con tiol; polisacáridos que contienen restos con funcionalidad tiol, polipéptidos que comprenden dos o más grupos tiol.

[0102] Preferiblemente, el agente reticulante nucleofílico es una poliamina de alto peso molecular seleccionada del grupo de PO x nucleofílicamente activadas (NU-PO x); polietilenglicol funcionalizado con amina, quitosano; derivados de quitosano, polietileniminas; polivinilamina; polialil amina; poli(met)acrilatos funcionalizados con amina; sacáridos que contienen restos aminofuncionales; polipéptidos que comprenden dos o más residuos de aminoácidos seleccionados de lisina, ornitina, cisteína, arginina y combinaciones de los mismos; y combinaciones de los mismos. Más preferiblemente, el agente reticulante nucleofílico se selecciona de entre NU-PO x; polietilenglicol funcionalizado con amina; gelatina, colágeno y combinaciones de los mismos. De la manera más preferible, la poliamina de alto peso molecular es NU-PO x.

[0103] La poliamina de alto peso molecular comprende preferiblemente tres o más grupos amina, más preferiblemente 10 o más grupos amina y, de la manera más preferible, 20 o más grupos amina.

[0104] En una forma de realización particularmente preferida de la invención, las partículas poliméricas reactivas contienen 50-95 % en peso de EL-PO x y 5-50 % en peso de NU-PO x, más preferiblemente 60-90 % en peso de EL-PO x y 10-40 % en peso de NU-PO x y, de la manera más preferible, 70-85 % en peso de EL-PO x y 15-30 % en peso de NU-PO x.

[0105] Según otra forma de realización ventajosa, las partículas poliméricas reactivas contienen un sistema tampón seco. Preferiblemente, el sistema de tampón tiene un pH de tampón en el rango de 7 a 11, más preferiblemente en el rango de 8 a 10.

[0106] Preferiblemente, el sistema tampón tiene una capacidad tamponadora de al menos 10 mmol.l-1.pH-1. Más preferiblemente, la capacidad tamponadora es de al menos 25 mmol.l-1.pH-1, de la manera más preferible, la capacidad tamponadora es de al menos 50 mmol.l-1.pH-1.

[0107] Los inventores han descubierto de forma imprevista que se puede obtener una lámina hemostática que tiene propiedades adhesivas particularmente deseables empleando partículas poliméricas reactivas que contienen 1-20 % en peso, más preferiblemente 2,5-15 % en peso y, de la manera más preferible, 5-10 % en peso de un polímero no iónico no reactivo. Este polímero no iónico no reactivo no contiene grupos electrofílicos reactivos o grupos nucleofílicos reactivos.

[0108] En una forma de realización muy preferida, las partículas poliméricas reactivas están recubiertas con el polímero no iónico no reactivo.

[0109] El polímero no iónico no reactivo tiene preferiblemente un punto de fusión en el rango de 40-70 °C, más preferiblemente en el rango de 45-65 °C y, de la manera más preferible, en el rango de 50-60 °C. Aquí, el punto de fusión se refiere a la temperatura a la que el polímero se funde por completo.

[0110] Los ejemplos de polímeros no iónicos y no reactivos que pueden aplicarse adecuadamente en las partículas poliméricas reactivas de la presente invención incluyen poloxámeros, polietilenglicoles y combinaciones de los mismos. El poloxámero es un copolímero tribloque no iónico compuesto por una cadena hidrófoba central de polioxipropileno (óxido de polipropileno) flanqueada por dos cadenas hidrófilas de polioxietileno (poli(etileno óxido)) y está representado por la fórmula (I)

donde a es un número entero de 10 a 110 y b es un número entero de 20 a 60. Cuando a es 80 y b es 27, este polímero se conoce como poloxámero 188. O tros poloxámeros conocidos útiles en la presente invención son poloxámero 237 (a = 64; y b = 37), poloxámero 338 (a = 141; y b = 44) y poloxámero 407 (a = 101; y b = 56). O tros poloxámeros que se conocen y pueden ser útiles en la presente invención incluyen poloxámero 108, poloxámero 182, poloxámero 183, poloxámero 212, poloxámero 217, poloxámero 238, poloxámero 288, poloxámero 331, poloxámero 338 y poloxámero 335.

[0111] Según una forma de realización particularmente preferida, el polímero no iónico y no reactivo es un poloxámero, incluso más preferiblemente un poloxámero que tiene una masa molecular promedio de 2.000 18.000, de la manera más preferible, un poloxámero que tiene una masa molecular promedio de 7.000-10.000. El poloxámero aplicado en los aglomerados de partículas es preferiblemente un sólido a temperatura ambiente.

[0112] O tro aspecto de la presente invención se refiere a un envase sellado que contiene una o más láminas hemostáticas según la presente invención.

[0113] O tro aspecto más de la invención se refiere a un método para preparar una lámina hemostática, donde dicho método comprende:

[0114] Las partículas poliméricas reactivas se pueden distribuir dentro del espacio intersticial usando un método seco o un método húmedo, donde se prefiere el método seco. En el método seco, las partículas poliméricas reactivas se aplican en forma de polvo y este polvo se dispersa en forma seca a través del espacio intersticial.

[0115] Según una forma de realización preferida de este método seco, las partículas poliméricas reactivas se distribuyen dentro del espacio intersticial de la estructura portadora fibrosa agitando o haciendo vibrar la lámina de estructura portadora fibrosa.

[0116] Según otra forma de realización del método seco, la lámina hemostática se prepara mediante un método de laminación, que comprende:

a) proporcionar una lámina de estructura portadora fibrosa,

b) depositar una capa de las partículas poliméricas reactivas sobre la lámina de estructura portadora fibrosa; c) superponer otra lámina de estructura portadora fibrosa sobre la capa de partículas poliméricas reactivas; y opcionalmente repetir los pasos b) y c) una o más veces.

[0117] La distribución de las partículas poliméricas reactivas dentro del laminado obtenido de esta manera se puede promover agitando o haciendo vibrar el laminado.

[0118] En el método húmedo de distribución de partículas poliméricas reactivas, se usa una dispersión de las partículas poliméricas reactivas en un líquido orgánico de bajo punto de ebullición para impregnar la estructura portadora fibrosa, seguido de la evaporación del líquido orgánico de bajo punto de ebullición, preferiblemente a presión reducida. Normalmente, el líquido orgánico de bajo punto de ebullición tiene un punto de ebullición a presión atmosférica inferior a 150 °C, más preferiblemente inferior a 98 °C y, de la manera más preferible, inferior a 80 °C.

[0119] Preferiblemente, en el presente método, la estructura portadora que contiene las partículas poliméricas reactivas distribuidas se calienta a una temperatura superior a la temperatura vítrea del polímero electrofílico hidrosoluble durante al menos 5 minutos. Al calentar las partículas poliméricas de esta manera, las partículas se volverán pegajosas y se adherirán a la estructura portadora fibrosa. Normalmente, las partículas poliméricas se calientan a una temperatura de al menos 40 °C, más preferiblemente de 50-80 °C durante al menos 15 minutos.

[0120] Alternativamente, las partículas poliméricas reactivas pueden simplemente adherirse a la estructura portadora fibrosa al exponer la estructura portadora fibrosa que contiene las partículas poliméricas reactivas distribuidas a una atmósfera húmeda para permitir que reaccione una fracción de los grupos electrofílicos reactivos en las partículas poliméricas reactivas para reaccionar con los grupos nucleofílicos reactivos en las fibras anteriormente mencionadas.

[0121] El presente método comprende preferiblemente la esterilización de la lámina hemostática. La lámina hemostática se puede esterilizar antes del envasado aséptico. Alternativamente, la lámina se puede esterilizar dentro de un envasado sellado.

[0122] La invención se ilustra adicionalmente mediante los siguientes ejemplos no limitativos.

EJEMPLO S

[0123] En general: siempre que no se mencione explícitamente el contenido de humedad residual (en polvo seco, granulado y/o estructuras portadoras fibrosas cohesivas) después del secado, los niveles están por debajo del 2,0 % p/p.

Preparación de NHS-Pox

[0124] El terpolímero de poli[2-(etilo/hidroxi-etil-amida-etilo/NHS-éster-etil-éster-etil-amida-etil)-2-oxazolina] activado con cadena lateral de NHS que contiene un 20 % de grupos éster NHS (= EL-PO x, 20% de NHS) se sintetizó de la siguiente manera: El copolímero de poli[2-(etil/metoxi-carboniletil-etil)-2-oxazolina] (GP = /-100) se sintetizó mediante CRO P utilizando un 60 % de 2-etil-2-oxazolina (EtO x) y un 40 % de 2 -metoxicarbonil-etil-2-oxazolina (MestO x). Se obtuvo un copolímero estadístico que contenía un 40 % de grupos 2-metoxicarboniletilo (1H-RMN).

[0125] En segundo lugar, el polímero que contenía un 40 % de grupos 2-metoxicarboniletilo se hizo reaccionar con etanolamina, lo que produjo un copolímero con un 40 % de grupos 2-hidroxi-etil-amida-etilo (1H-RMN). Después de eso, la mitad de los grupos 2-hidroxi-etil-amida-etilo se hizo reaccionar con anhídrido succínico, lo que produjo un terpolímero con un 60 % de grupos 2-etilo, un 20 % de grupos 2-hidroxi-etil-amida-etilo y un 20 % de grupos 2 -carboxi-etil-éster-etil-amida-etilo según 1H-RMN. Finalmente, los grupos 2-carboxi-etil-éster-etilamida-etilo se activaron con N-hidroxisuccinimida (NHS) y diisopropilcarbodiimida (DIC), lo que produjo EL-PO x, 20 % de NHS. La NHS-PO x contenía un 20 % de grupos éster NHS según 1H- RMN. Se disolvió NHS-PO x entre 2 y 8 °C en agua (60 g en 300 ml), se enfrió a menos 80 °C durante media hora y se liofilizó. El polvo liofilizado obtenido de esta manera se secó en un rotavapor a 40 °C hasta que el contenido de agua estaba por debajo del 0,8 % p/p según se determinó mediante la titulación de Karl Fischer. Este polvo seco (blanco) se trituró usando un molino de bolas (Retch MM400) hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 40 |_im (D [4,3]) y se selló al vacío sellado en bolsas de aluminio multicapa (alu-alu).

Teñido del polvo de NHS-Pox

[0126] Se disolvieron en agua 20 g de polvo de NHS-PO x y se mezclaron con 50 mg de azul brillante FCF (Sigma Aldrich) utilizando un instrumento de dispersión de alto rendimiento (Ultra-Turrax, IKA). Directamente después de mezclar (2 minutos), la solución se congeló a -78 °C y posteriormente se liofilizó durante toda la noche. El polvo liofilizado obtenido de esta manera se secó en un rotavapor a 40 °C hasta que el contenido de agua residual estuvo por debajo del 0,8 % p/p según se determinó mediante la titulación de Karl Fischer. A continuación, el polvo seco (azul) se trituró usando un molino de bolas (Retch MM400) hasta obtener un polvo de NHS-PO x teñido de azul con un tamaño de partícula promedio no superior a 40 |_im (D [4,3]) y sellado al vacío en bolsas de aluminio.

Preparación de NU-POx

[0127] La polioxazolina que contiene grupos etilo y amina en la cadena lateral de alquilo se sintetizó mediante CRO P de EtO x y MestO x y la posterior amidación de las cadenas laterales de éster metílico con etilendiamina para producir un copolímero de poli(2-etil/aminoetilamidoetil-2-oxazolina) (NU-PO x). La NU-PO x contenía NH₂al 10 % según 1H-RMN. NU-PO x se disolvió entre 2 y 8 °C en agua (60 g en 300 mL), se enfrió a menos 80 °C durante media hora y se liofilizó. El polvo liofilizado obtenido de esta manera se secó en un rotavapor a 40 °C hasta que el contenido de agua estaba por debajo del 0,8 % p/p según se determinó mediante la titulación de Karl Fischer. Este polvo seco se trituró en una máquina trituradora de mesa hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 100 |_im (D [4,3]) y se selló al vacío en bolsas de aluminio.

Preparación de gránulos de NHS-POx/P188 reactivos

[0128] Se prepararon granulados de NHS-PO x reactivos recubiertos con P188, que contenían 1,5, 2,5 o 3,5 % en peso de Plurónico P188 calentando la NHS-PO x junto con el polvo de P188 en un mezclador de alto cizallamiento a 65 °C durante 10 minutos, seguido de enfriamiento a condiciones ambientales. El granulado recubierto se trituró usando un molino de bolas (Retch MM400) hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 40 |_im (D [4,3]) y se selló al vacío en bolsas de aluminio.

[0129] La distribución del tamaño de partícula de los granulados obtenidos de esta manera fue aproximadamente: 90 % en volumen < 80 |_im, 50 % en volumen < 40 |_im y 10 % en volumen < 10 |_im.

[0130] El granulado de NHS-PO x/P188 (2,5 %) se analizó mediante espectroscopía de 1H-RMN. Se disolvieron 15 mg de granulado en 1 mL de dimetilsulfóxido (DMSO -de). La solución se transfirió a un tubo de RMN y se registró un espectro de 1H-RMN. A partir del espectro adquirido, se puede calcular la cantidad de NHS unida a NHS-PO x. Se calculó que la cantidad de NHS unida a NHS-PO x en el granulado era del 101 por ciento en comparación con el material de partida de NHS-PO x, lo que indica que no se descompuso ni se reticuló durante la granulación.

[0131] El granulado de NHS-PO x/P188 se añadió adicionalmente por medio de cromatografía de exclusión por tamaño. Se disolvieron 5 mg del granulado en W,N-dimetilacetamida que contenía cloruro de litio 50 mM (2,50 ml), que fue el eluyente para el análisis de SEC. La SEC se midió frente a estándares de poli(metacrilato de metilo) y, a partir del cromatograma de exclusión por tamaño obtenido, se determinaron el Mn, el Mw y el PDI. El PDI no fue superior a 1,5, lo que indica que no se había producido ninguna reticulación durante la granulación.

Preparación de gránulos de NHS-POx/carbonato reactivos

[0132] Se preparó una mezcla de 1:1 mol/mol de carbonato de sodio e hidrogenocarbonato de sodio disolviendo 25,31 gramos de carbonato de sodio y 20,06 gramos de hidrogenocarbonato de sodio en 350 mL de agua ultrapura, seguido de congelación en nitrógeno líquido y liofilización. El polvo resultante se secó a presión reducida y se selló al vacío en una bolsa de aluminio.

[0133] Se mezclaron 25,28 gramos de NHS-PO x con 1,75 gramos de la mezcla de carbonato de sodio/carbonato de hidrógeno de sodio y 0,80 mL de alcohol isopropílico (IPA) utilizando un mezclador de alto cizallamiento hasta que se obtuvo un polvo homogéneo.

[0134] Después de mezclar, los granulados húmedos se secaron a presión reducida hasta que el contenido de IPA fue inferior al 0,1 % p/p. El granulado seco se molió en un molinillo de café hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 25 |_im, y se selló al vacío en bolsas de aluminio.

Preparación de gránulos de NHS-POx/P188/carbonato

[0135] Se prepararon granulados de NHS-PO x/carbonato reactivos y recubiertos con P188, que contenían 1,5, 2,5 o 3,5 % en peso de Plurónico P188 calentando el granulado de NHS-PO x/carbonato junto con el polvo de P188 en un mezclador de alto cizallamiento a 65 °C durante 10 minutos seguidos mediante enfriamiento a condiciones ambientales. El granulado recubierto se trituró usando un molino de bolas (Retch MM400) hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 40 |_im (D [4,3]) y se selló al vacío en bolsas de aluminio.

[0136] La distribución del tamaño de partícula de los granulados obtenidos de esta manera fue aproximadamente: 90 % en volumen < 20 |_im, 70 % en volumen < 10 |_im y 40 % en volumen < 5 |_im.

Preparación de gránulos de NHS-POx/NU-POx reactivos (granulación de IPA)

[0137] Se humedeció polvo de NHS-PO x azul o blanco (no teñido) con alcohol isopropílico (IPA) en un mezclador de alto cizallamiento hasta que se obtuvo un polvo homogéneo similar a la nieve que contenía aproximadamente 1-2 % p/p de IPA. Después de esto, se añadió y se mezcló polvo de NU-PO x. El polvo de NHS-PO x azul humedecido se mezcló con polvo de NU-PO x en una proporción molar de 1:0,6, donde dicha proporción molar se refiere a la proporción entre el número de grupos NHS proporcionados por NHS-PO x y el número de grupos amina proporcionados por la NU-PO x. El polvo de NHS-PO x humedecido no teñido también se mezcló con polvo de NU-PO x en otras proporciones molares (1:0,8; 1:1 y 1:1,2).

[0138] Después de mezclar, los granulados húmedos se secaron a presión reducida hasta que el contenido de IPA fue inferior al 0,1 % p/p según se determinó mediante 1H-RMN. Los granulados secos se trituraron usando un molino de bolas (Retch MM400) hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 50 |_im (D [4,3]) y se sellaron al vacío en bolsas de aluminio.

[0139] La distribución del tamaño de partícula de los granulados obtenidos de esta manera fue aproximadamente: 90 % en volumen < 90 |_im, 50 % en volumen < 45 |_im y 10 % en volumen < 15 |_im.

[0140] El granulado de NHS-PO x/NU-PO X (1:1) se analizó usando espectroscopía de 1H-RMN. Se disolvieron 25 mg de granulado en ácido trifluoroacético (0,20 mL) mediante sonicación durante 20 minutos. Después de la disolución completa del granulado, la muestra se diluyó con dimetilsulfóxido deuterizado (DMSO -de) que contenía ácido maleico (2,5 mg/mL) como estándar interno (0,80 mL), se transfirió a un tubo de RMN y se registró un espectro de 1H-RMN.

[0141] A partir del espectro adquirido, se puede calcular la cantidad de NHS unida a NHS-PO x, junto con la proporción molar de NHS y grupos amina presentes en el granulado. La cantidad de NHS unida a NHS-PO x en el granulado fue igual a la cantidad de NHS unida a NHS-PO x como material de partida, lo que indica que no se descompuso ni se reticuló durante la granulación.

[0142] La recuperación total del polímero, es decir, la combinación de NHS-PO x y NU-PO x, en la muestra de RMN se determinó usando una cantidad conocida de estándar interno (ácido maleico) y una curva de calibración construida a partir de espectros de 1H-RMN registrados de NHS-PO x y NU-PO x en diferentes concentraciones. Se calculó que la recuperación total del polímero se midió en un 99 por ciento, lo que indica que no se formó material reticulado insoluble.

[0143] El granulado de NHS-PO x/NU-PO X (1:1) se analizó más por medio de cromatografía de exclusión por tamaño. Se trataron 20 mg del granulado con anhídrido acético (1,00 mL) durante 1 hora a 50 °C. Posteriormente, se añadió metanol (2,00 mL) y la mezcla se agitó durante una hora más a 50 °C. Se tomó una parte alícuota (0,75 mL) y se retiraron todos los volátiles a presión reducida. La muestra se recogió en N,N-dimetilacetamida que contenía cloruro de litio 50 mM (2,50 mL), que era el eluyente para el análisis de SEC. La SEC se midió frente a estándares de poli(metacrilato de metilo) y, a partir del cromatograma de exclusión por tamaño obtenido, se determinaron el Mn, el Mw y el PDI. El PDI no fue superior a 1,5, lo que indica que no se había producido ninguna reticulación durante la granulación. La validación analítica de este método cromatográfico de exclusión por tamaño indicó que la reticulación intencional de NHS-PO x con NU-PO x a un nivel de 0,05 % en moles aumentó el PDI a más de 2,5.

Preparación de gránulos de NHS-POx/NU-POx reactivos (granulación de acetona)

[0144] El polvo de NHS-PO x azul o blanco (no teñido) se humedeció con acetona en un mezclador de alto cizallamiento hasta que se obtuvo un polvo homogéneo similar a la nieve que contenía aproximadamente 1-2 % p/p de acetona. Después de esto, se añadió polvo de NU-PO x y se mezcló. El polvo de NHS-PO x azul humedecido se mezcló con polvo de NU-PO x en una proporción molar de 1:0,20, donde dicha proporción molar se refiere a la proporción entre el número de grupos N^hS proporcionados por NHS-PO x y el número de grupos amina proporcionados por la NU-PO x. El polvo de NHS-PO x no teñido y húmedo también se mezcló con polvo de NU-PO x en otras proporciones molares (1:0,10 y 1:0,40).

[0145] Después de mezclar, los granulados húmedos se secaron a presión reducida hasta que el contenido de acetona fue inferior al 0,1% p/p según se determinó mediante 1H-RMN. Los granulados secos se trituraron utilizando un molino ultracentrífugo (Retch ZM200) y se tamizaron sobre un tamiz de prueba con un tamaño de malla de 63 |_im. Se recogió la fracción de granulado que pasó a través del tamiz y el tamaño de partícula promedio no superó los 50 |_im (D [4,3]). El granulado se selló al vacío en bolsas de aluminio.

[0146] La distribución del tamaño de partícula de los granulados obtenidos de esta manera fue aproximadamente: 90 % en volumen < 90 |_im, 50 % en volumen < 45 |_im y 10 % en volumen < 15 |_im.

[0147] El granulado de NHS-PO x/NU-PO X (1:0,20) se analizó usando espectroscopía de 1H-RMN. Se disolvieron 25 mg de granulado en ácido trifluoroacético (0,20 mL) mediante sonicación durante 20 minutos. Después de la disolución completa del granulado, la muestra se diluyó con dimetilsulfóxido deuterizado (DMSO -de) que contenía ácido maleico (2,5 mg/mL) como estándar interno (0,80 mL), se transfirió a un tubo de RMN y se registró un espectro de 1H-RMN. A partir del espectro adquirido, se puede calcular la cantidad de NHS unida a NHS-PO x, junto con la proporción molar de NHS y grupos amina presentes en el granulado. La cantidad de NHS unida a NHS-PO x en el granulado fue igual a la cantidad de NHS unida a NHS-PO x como material de partida, lo que indica que no se descompuso ni se reticuló durante la granulación.

[0148] La recuperación total del polímero, es decir, la combinación de NHS-PO x y NU-PO x, en la muestra de RMN se determinó usando una cantidad conocida de estándar interno (ácido maleico) y una curva de calibración construida a partir de espectros de 1H-RMN registrados de NHS-PO x y NU-PO x en diferentes concentraciones. Se calculó que la recuperación total del polímero se midió en un 99 por ciento, lo que indica que no se formó material reticulado insoluble.

[0149] El granulado de NHS-PO x/NU-PO X (1:0.20) se analizó adicionalmente por medio de cromatografía de exclusión por tamaño. Se trataron 20 mg del granulado con anhídrido acético (1,00 mL) durante 1 hora a 50 °C. Posteriormente, se añadió metanol (2,00 mL) y la mezcla se agitó durante una hora más a 50 °C. Se tomó una parte alícuota (0,75 mL) y se retiraron todos los volátiles a presión reducida. La muestra se recogió en N,N-dimetilacetamida que contenía cloruro de litio 50 mM (2,50 mL), que era el eluyente para el análisis de SEC. La SEC se midió frente a estándares de poli(metacrilato de metilo) y, a partir del cromatograma de exclusión por tamaño obtenido, se determinaron el Mn, el Mw y el PDI. El PDI no fue superior a 1,5, lo que indica que no se había producido ninguna reticulación durante la granulación.

Preparación de gránulos de NHS-POx/NU-POx/P188 reactivos

[0150] Los gránulos de NHS-PO x/NU-PO x reactivos se prepararon como se describió anteriormente. Posteriormente, se preparó un granulado de NHS-PO x/NU-PO x reactivo recubierto con P188 al 2,5 % p/p calentando el granulado de NHS-PO x/NU-PO x junto con el polvo de P188 en un mezclador de alto cizallamiento a 65 °C durante 10 minutos seguido de enfriamiento a condiciones ambientales. El granulado recubierto se trituró usando un molino de bolas (Retch MM400) hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 40 |_im (D [4,3]) y se selló al vacío en bolsas de aluminio.

[0151] La distribución del tamaño de partícula de los granulados obtenidos de esta manera fue aproximadamente: 90 % en volumen < 80 |_im, 50 % en volumen < 40 |_im y 10 % en volumen < 10 |_im.

[0152] El granulado de NHS-PO x/NU-PO x/P188 se analizó usando espectroscopía de 1H-RMN. Se disolvieron 25 mg de polvo en ácido trifluoroacético (0,20 mL) mediante sonicación durante 20 minutos. Después de la disolución completa del granulado, la muestra se diluyó con dimetilsulfóxido deuterizado (DMSO -de) (0,80 mL), se transfirió a un tubo de RMN y se registró un espectro de 1H-RMN. A partir del espectro obtenido, se calculó que la cantidad de NHS no reactiva era del 98 por ciento en comparación con NHS-PO x.

[0153] El granulado de NHS-PO x/NU-PO x/P188 se añadió adicionalmente por medio de cromatografía de exclusión por tamaño. Se trataron 20 mg del granulado con anhídrido acético (1,00 mL) durante 1 hora a 50 °C. Posteriormente, se añadió metanol (2,00 mL) y la mezcla se agitó durante una hora más a 50 °C. Se tomó una parte alícuota (0,75 mL) y se retiraron todos los volátiles a presión reducida. La muestra se recogió en N,N-dimetilacetamida que contenía cloruro de litio 50 mM (2,50 mL), que era el eluyente para el análisis de SEC. La SEC se midió frente a estándares de poli(metacrilato de metilo) y, a partir del cromatograma de exclusión por tamaño obtenido, se determinaron el Mn, el Mw y el PDI. El PDI no fue superior a 1,5, lo que indica que no se había producido ninguna reticulación durante la granulación.

[0154] Preparación de gelatina reticulada reducida (RXL) . La gelatina reticulada reducida (RXL) se preparó según dos procedimientos:

• Se disolvieron 12 gramos de polvo de gelatina (Gelita-SPO NO , Gelita Medical GmbH) en 350 mL de una solución acuosa de hidróxido de sodio 0,1 molar agitando durante 2 horas a 40 °C. Después de obtener una solución clara, la mezcla se dejó enfriar a temperatura ambiente y el pH se ajustó a 7 mediante la adición de 32,5 mL de una solución acuosa de ácido clorhídrico 1,0 molar. La solución se congeló instantáneamente usando nitrógeno líquido y se liofilizó durante la noche. Posteriormente, el polvo se molió en un molinillo de café, se secó a presión reducida y se selló al vacío en una bolsa de aluminio. De ahora en adelante, esta gelatina reticulada reducida se denominará RXL-LS (bajo contenido de sal).

• Se disolvieron 12 gramos de gelatina en polvo (Gelita-SPO NO , Gelita Medical GmbH) en 360 ml de una solución acuosa de hidróxido de sodio 1,0 molar mediante agitación durante 10 minutos a 40°C. La solución clara obtenida se enfrió a temperatura ambiente y el pH se redujo a 7 mediante la adición de 30 mL de una solución ácida clorhídrica concentrada (37 % p/p).

[0155] La solución se congeló rápidamente usando nitrógeno líquido y se liofilizó durante la noche. Posteriormente, el polvo se molió en un molinillo de café, se secó a presión reducida y se selló al vacío en una bolsa de aluminio. De ahora en adelante, esta gelatina reticulada reducida se denominará RXL-HS (alto contenido de sal).

Preparación de gránulos de NHS-POx/RXL reactivos (bajo contenido y alto contenido de sal)

[0156] Los gránulos de NHS-PO x/RXL reactivos se prepararon de la siguiente manera: se humedecieron 5 g de polvo azul de NHS-PO x con IPA en un mezclador de alto cizallamiento hasta que se obtuvo un polvo homogéneo similar a la nieve que contenía aproximadamente 1-2 % p/p de IPA. Después de esto, se añadieron y mezclaron 5 g de polvo RXL-LS o RXL-HS. Después de mezclar, los granulados húmedos se secaron a presión reducida hasta que el contenido de IPA fue inferior al 0,1 % p/p según se determinó mediante 1H-RMN. Los granulados secos se molieron en un molinillo de café hasta que el tamaño de partícula promedio fue no superó los 90 |_im (D [4,3]) y se sellaron al vacío en bolsas de aluminio.

[0157] La distribución del tamaño de partícula de los granulados obtenidos de esta manera fue aproximadamente: 90 % en volumen < 190 |_im, 50 % en volumen < 60 |_im y 10 % en volumen < 15 |_im.

[0158] El granulado que contenía RXL se analizó por medio de análisis de espectroscopía de 1H-RMN. Para ello, se añadió cloroformo deuterado (CDCl3) que contenía ácido acético al 5 % (v/v) (1,0 ml) a 25 mg del granulado. La NHS-PO x se extrajo selectivamente sonicando la muestra durante 20 minutos. La dispersión se pasó a través de un filtro de 0,22 |_im, se transfirió a un tubo de RMN y se registró un espectro de 1H-RMN. A partir del espectro obtenido, se calculó que la cantidad de NHS no reactiva era del 98 por ciento en comparación con NHS-PO x.

[0159] La recuperación de NHS-PO x en la muestra de RMN se determinó utilizando trimetilsilano como estándar interno y una curva de calibración construida a partir de espectros de 1H-RMN de NHS-PO x en diferentes concentraciones. Se midió que la recuperación total de NHS-PO x era del 100 por ciento, lo que indica que no se formó material reticulado insoluble.

[0160] El granulado de NHS-PO x/RXL se analizó adicionalmente mediante cromatografía de exclusión por tamaño. Por lo tanto, se tomó una parte alícuota (0,5 mL) de la solución usada para el análisis de espectroscopía de 1H-RMN. Esta solución se diluyó con W,N-dimetilacetamida que contenía cloruro de litio 50 mM (1,00 ml), que fue el eluyente para el análisis de SEC. La SEC se midió frente a estándares de poli(metacrilato de metilo) y, a partir del cromatograma de exclusión por tamaño obtenido, se determinaron el Mn, el Mw y el PDI. El PDI no fue superior a 1,5, lo que indica de nuevo que no se había producido ninguna reticulación durante la granulación. Preparación de gránulos de NHS-POx/RXL reactivos que contenían carbonato

[0161] En primer lugar, se preparó una mezcla de 1:1 mol/mol de carbonato de sodio e hidrogenocarbonato de sodio disolviendo 25,31 g de carbonato de sodio y 20,06 g de hidrogenocarbonato de sodio en 350 mL de agua ultrapura. La solución se congeló instantáneamente en nitrógeno líquido y se liofilizó. El polvo resultante se secó a presión reducida y se selló al vacío en una bolsa de aluminio.

[0162] Los granulados de NHS-PO x/RXL/carbonato se prepararon de la siguiente manera: se mezclaron 5 g de RXL-LS o RXL-HS y 0,178 g de carbonato de sodio/carbonato de hidrógeno de sodio usando un mezclador de alto cizallamiento. A continuación, se añadieron 5 g de NHS-PO x azul que contenían aproximadamente 1-2 % p/p de IPA y se mezclaron hasta obtener un polvo homogéneo. Después de mezclar, los granulados húmedos se secaron a presión reducida hasta que el contenido de IPA fue inferior al 0,1 % p/p según se determinó mediante 1H-RMN. Los granulados secos se molieron en un molinillo de café hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 100 |_im (D [4,3]) y se sellaron al vacío en bolsas de aluminio.

Preparación de gránulos de NHS-POx/NH2-PEG reactivos

[0163] Se humedeció la NHS-PO x (6,9 g) con IPA en un mezclador de alto cizaNamiento hasta que se obtuvo un polvo homogéneo similar a la nieve que contenía aproximadamente 1-2 % p/p de IPA. Posteriormente, se añadieron 8,1 g de amina-PEG-amina, 2 brazos, MW 2k (de Creative PEGWorks) (proporción molar de 1:1,16, donde dicha proporción molar se refiere a la proporción del número de grupos NHS proporcionados por NHS-PO x al número de grupos amina proporcionados por la PEG-amina). El granulado formado se secó a presión reducida hasta que el contenido de IPA fue inferior al 0,1 % p/p según se determinó mediante 1H-RMN. El granulado seco se molió en un molinillo de café hasta que el tamaño de partícula promedio so superó los 100 |_im (D [4,3]) y se selló al vacío en bolsas de aluminio.

[0164] El granulado de NHS-PO X/NH₂-PEG se analizó usando espectroscopia de 1H-RMN. Se disolvieron 25 mg de granulado en ácido trifluoroacético (0,20 mL) mediante sonicación durante 20 minutos. Después de la disolución completa del granulado, la muestra se diluyó con dimetilsulfóxido deuterizado (DMSO -de) (0,80 mL), se transfirió a un tubo de RMN y se registró un espectro de 1H-RMN. A partir del espectro obtenido, se calculó que la cantidad de NHS no reactiva era del 97 por ciento en comparación con NHS-PO x.

[0165] El granulado de NHS-PO X/NH₂-PEG se añadió adicionalmente por medio de cromatografía de exclusión por tamaño. Se trataron 20 mg del granulado con anhídrido acético (1,00 mL) durante 1 hora a 50 °C. Posteriormente, se añadió metanol (2,00 mL) y la mezcla se agitó durante una hora más a 50 °C. Se tomó una parte alícuota (0,75 mL) y se retiraron todos los volátiles a presión reducida.

[0166] La muestra se recogió en N,N-dimetilacetamida que contenía cloruro de litio 50 mM (2,50 mL), que era el eluyente para el análisis de SEC. La SEC se midió frente a estándares de poli(metacrilato de metilo) y, a partir del cromatograma de exclusión por tamaño obtenido, se determinaron el Mn, el Mw y el PDI. El PDl no fue superior a 1,5, lo que indica que no se produjo ninguna reticulación durante la granulación.

Preparación de gránulos de NHS-PEG/NU-POx reactivos

[0167] Se mezclaron completamente 1,07 gramos de NHS-PEG de 4 brazos MW 10k (de Creative PEGWorks) y 0,46 gramos de NU-PO x utilizando un mortero con 50 uL de éter dietílico. Después de la formación de una mezcla homogénea, se secaron a presión reducida y se sellaron al vacío en una bolsa de aluminio.

Preparación de gránulos NHS-POx/Gelita Spon reactivos

[0168] Se dispersaron 7,01 g de polvo de gelatina presecado (Gelita-SPO NO , de Gelita Medical GmbH), que tenía un contenido de agua inferior al 0,2 % p/p, en diclorometano (200 mL) usando un mezclador de alto cizallamiento que funcionaba a 20.000 r.p.m. durante 20 minutos. Posteriormente, se añadió NHS-PO x (7.02 g) y se continuó agitando durante 5 minutos. NHS-PO x no se disolvió. Todos los volátiles se retiraron de la suspensión a presión reducida. El polvo obtenido se molió usando un molinillo de café hasta que el tamaño de partícula promedio no superó los 95 |_im (D [4,3]) y se selló al vacío en bolsas de aluminio, luego se secó a presión reducida y se selló al vacío en una bolsa de aluminio.

[0169] La distribución del tamaño de partícula de los granulados obtenidos de esta manera fue aproximadamente: 90 % en volumen < 190 |_im, 50 % en volumen < 80 |_im y 10 % en volumen < 15 |_im.

[0170] El granulado se analizó mediante análisis de espectroscopía de 1H-RMN. Para este fin, se añadió cloroformo deuterizado (CDCh) que contenía ácido acético al 5 % (v/v) (1,0 mL) a 25 mg del granulado. La NHS-PO x se extrajo selectivamente sonicando la muestra durante 20 minutos. La dispersión se pasó a través de un filtro de 0,22 |_im, se transfirió a un tubo de RMN y se registró un espectro de 1H-RMN. A partir del espectro obtenido, se calculó que la cantidad de NHS era del 97 por ciento en comparación con NHS-PO x.

[0171] El granulado se analizó adicionalmente por medio de análisis de cromatografía de exclusión por tamaño (SEC). Una parte alícuota (0,15 mL) del extracto filtrado de NHS-PO x descrito anteriormente se diluyó con N,N-dimetilacetamida que contenía cloruro de litio 50 mM (1,00 ml), que era el eluyente para el análisis de SEC.

[0172] La muestra fue analizada por SEC frente a estándares de poli(metacrilato de metilo) y el PDI fue de 1,45, lo que indica que no se había producido ninguna reticulación.

Estructura portadora fibrosa cohesiva

[0173] Se seleccionó el siguiente producto hemostático comercialmente disponible para su uso como estructuras portadoras fibrosas en la preparación de láminas adhesivas para tejidos según la presente invención:

• Gelita Tuft-It®: Una estructura portadora fibrosa cohesiva que consta de ocho capas de fibras de gelfoam reticuladas reducidas. Las ocho capas, de aproximadamente 2 mm de grosor cada una, tienen unas dimensiones de 50 mm por 75 mm. El contenido de agua de Gelita Tuft-lt® no supera el 15 %. El producto se secó en un horno de vacío durante varias horas a 40 °C para reducir el contenido de agua a no más del 2,0 % p/p (determinado gravimétricamente), antes de impregnarlo con partículas de aglomerado.

Experimentos de sangrado

[0174] Se usaron modelos de sangrado porcino ex vivo e in vivo estandarizados para evaluar la eficacia hemostática. Todos los modelos utilizan heparina para aumentar el tiempo de coagulación de la sangre hasta aproximadamente 2 a 3 veces el tiempo de coagulación activada (ACT).

[0175] Modelo ex vivo: modelo vivo de cerdo ex vivo con un hígado fresco, perfundido con sangre fresca heparinizada del matadero para imitar situaciones reales in vivo de la manera más fiel posible. Los hígados se montan sobre una máquina de perfusión mediante la cual la oxigenación, el pH de la sangre, la temperatura y la presión arterial se mantienen dentro de los límites vivos. En el matadero se recogen dos hígados y 10 litros de sangre heparinizada (5000 unidades/L). Los hígados se transportan en hielo; la sangre a temperatura ambiente. Dentro de las dos horas posteriores a la recogida, se inspeccionaron los hígados en busca de lesiones que se cierran con guantes y pegamento de cianoacrilato.

• Parámetros de perfusión: flujo 600 ml/min; presión 10-12 mmHg; temperatura 37 °C (+/- 1 °C); litros de carbógeno 0,25 por minuto

• Con una herramienta de abrasión plana, redonda y giratoria, se crea una herida sangrante circular (8 mm de diámetro) en la superficie del hígado, con una capa de goma para que la profundidad del sangrado perforado sea siempre de 3 mm.

• Una vez que el hígado se perfunde adecuadamente (se verifica el color y la temperatura), las muestras se analizan según el siguiente procedimiento: cortar la muestra al tamaño correcto (2,7 por 2,7 cm); cámara encendida; número de sitio en la cámara; sacabocados de biopsia de 8 mm; cortar biopt; retirar la sangre del sangrado con gasa (2x); recoger la sangre durante 30 segundos en gasa de prepeso; puntuar el sangrado (por 2 investigadores); colocar la muestra en el sangrado con una gasa previamente humedecida (solución salina) y sostener con poca presión durante 1 min; observar durante 5 min (verificar y puntuar la adherencia y la hemostasia) y repetir después de 30 minutos.

[0176] Modelo in vivo: se inflige ruptura penetrante del bazo combinada estandarizada en cerdos anestesiados (cerdo doméstico, macho, rango de peso corporal: 40 kg, adulto). Se realiza una laparotomía de línea media para acceder al bazo y otros órganos. Con bisturí se realizan n=3 (S1...S3) lesiones subcapsulares estandarizadas (10 mm x 10 mm). Los productos hemostáticos se aplican con presión suave mediante una gasa prehumedecida (solución salina) y se mantienen durante 1 min. Después de la aplicación del producto se evalúa el tiempo hasta la hemostasia (^tT^h). Si TTH es igual a cero, significa que después de 1 minuto ya se ha logrado la hemostasia por presión.

[0177] Sistema de puntuación para parches: Coagulación

+++ Lograda inmediatamente después del taponamiento

++ Lograda < 10 segundos después del taponamiento

+ Lograda < 30 segundos después del taponamiento

Lograda dentro de los 3 minutos después del taponamiento

/- Lograda después de 3 minutos, segundo taponamiento aplicado

- No lograda

[0178] Sistema de puntuación para parches: Adhesión 10 minutos después de la aplicación

+++ Adhesión muy fuerte (el parche se rompe al quitarlo)

++ Adhesión fuerte (el parche se rompe al quitarlo)

+ Adhesión fuerte (el parche se puede quitar sin romperse)

Adhesión moderada (el parche se puede quitar sin romperse)

/- Adhesión leve (el parche se puede quitar sin romperse)

- No lograda

Ejemplo 1

Impregnación de estructuras portadoras con partículas poliméricas teñidas

[0179] Se hizo funcionar un agitador de tamiz vibratorio AS 300 (Retsch) durante dos períodos consecutivos de 5 minutos cada uno para introducir el polvo de NHS-PO x teñido en diferentes estructuras portadoras. Después de la producción, los parches hemostáticos se envasaron en fundas de aluminio que contenían 1 g de sílice y se sellaron al vacío.

[0180] Usando la máquina agitadora mencionada anteriormente, se introdujo polvo de NHS-PO x azul en tres estructuras portadoras diferentes:

• espuma de gelatina (Gelita Rapid®, Gelita Medical, Alemania), una esponja

• espuma de colágeno (Surgicoll®, MBP, Alemania), una esponja

• estructura portadora fibrosa (Gelita Tuft-lt®, Gelita Medical, Alemania))

[0181] Se descubrió que, después del tratamiento de agitación, el polvo de NHS-PO x azul apenas había penetrado en la espuma de gelatina o la espuma de colágeno. Después de cortar la espuma con un bisturí, quedó claro que no había una impregnación profunda.

[0182] A diferencia de esto, el tratamiento de agitación había dispersado homogéneamente el polvo de NHS-PO x azul por toda la estructura portadora fibrosa.

Ejemplo 2

Impregnación de la estructura portadora con partículas poliméricas reactivas y granulado

[0183] Se impregnó Tuft-lt® de Gelita (aprox 0,71 gramos) mediante el proceso de agitación mecánica con polvo de NHS-PO x y granulado de NHS-PO x/NU-PO X (1:0,6), respectivamente. Se usó una máquina agitadora de pintura (VIBA PRO V de Collomix GmbH) para introducir los polvos teñidos (aprox. 0,75 gramos) en el parche. La matriz con el soporte de estructuras portadoras se sujetó en la máquina. La matriz se hizo vibrar verticalmente.

[0184] Las muestras impregnadas se colocaron en una placa de PMMA y se colocaron en un horno en el que las muestras se sometieron a diferentes tratamientos térmicos. Para evaluar la fijación del polvo, las muestras se marcaron dos veces en la placa blanca de PMMA. Si no se liberaba polvo azul, el resultado se consideraba fijado. Los resultados se muestran en la tabla 1.

Tabla 1

[0185] No se observaron diferencias en el resultado de la fijación entre las muestras impregnadas con polvo de NHS-PO x y las muestras impregnadas con granulado de NHS-PO x/NU-PO X

[0186] Tanto el polvo de NHS-PO x reactivo como el granulado de NHS-PO x/NU-PO X son higroscópicos. A temperatura ambiente y humedad relativa (HR) inferior al 40 %, las estructuras portadoras fibrosas se pueden impregnar en media hora de exposición, de forma reproducible. Sin embargo, si la impregnación se realiza, por ejemplo, a una HR del 75 % y a 25 °C, las partículas/los gránulos se vuelven pegajosas/os en cuestión de minutos, lo que da lugar a características de impregnación no homogéneas y no reproducibles.

Ejemplo 3

[0187] Se impregnaron parches hemostáticos (Gelita Tuft-lt®; 50 x 75 mm, aprox. 0,7 gramos) con 1 g de NHS-PO x azul agitándolos en una suspensión de muelles movida por un motor neumático de sacudida del tipo "traqueteo". El motor era un NTP 25 B+C (Netter Vibration GmbH) operado a 6 bar, 146 Hz y 830 N de fuerza centrífuga. Se usaron diez ciclos de diez segundos cada uno para dispersar el polvo de NHS-PO x teñido. Después de la producción, los parches hemostáticos se envasaron en fundas de aluminio que contenían 1 g de sílice y se sellaron al vacío.

[0188] Los parches se cortaron en piezas de 2 cm x 2 cm y se probaron por triplicado en el modelo perfundido de hígado ex vivo. El tiempo hasta la hemostasia (TTH) fue de 0 minutos (después de 1 minuto de presión) y no se observaron nuevos sangrados durante los 30 minutos de tiempo de observación. Los parches mostraron muy buenas propiedades adhesivas. No fue posible quitar los parches sin romperlos en pedazos. Además, se descubrió que el parche tenía una gran flexibilidad y buenas propiedades de flexión.

[0189] Los parches también se evaluaron en el modelo heparinizado porcino in vivo. Se descubrió que proporcionaban una alta eficacia hemostática y tenían excelentes propiedades adhesivas. Los sangrados activos fueron detenidos eficazmente en resecciones de varios órganos: bazo, hígado y riñón. Un resumen de los resultados ex vivo e in vivo se muestra en la tabla 2.

Tabla 2

Ejemplo 4

[0190] Los parches hemostáticos (Gelita Tuft-It®; 50 x 75 mm, aprox. 0,71 gramos) se impregnaron con el granulado de NHS-PO x/NU-PO X reactivo (1:0,6) descrito anteriormente. Se distribuyó un gramo del granulado por todos los parches, como se describe en el ejemplo 3. A continuación, los parches hemostáticos se envasaron en fundas de aluminio que contenían 1 g de sílice y se sellaron al vacío.

[0191] Los parches se cortaron en piezas de 2 cm x 2 cm y se probaron por triplicado en el modelo perfundido de hígado ex vivo. El tiempo hasta la hemostasis (TTH) fue 0 (después de 1 minuto de presión) y no se observaron nuevos sangrados durante los 30 minutos de tiempo de observación. También se descubrió que el parche tenía una gran flexibilidad y buenas propiedades de flexión.

[0192] Los parches también se evaluaron en el modelo heparinizado porcino in vivo. Se descubrió que tenían muy buena coagulación y muy buenas propiedades adhesivas. Los sangrados activos fueron detenidos eficazmente en resecciones de varios órganos: bazo, hígado y riñón. Un resumen de los resultados se muestra en la tabla 3.

Tabla 3

Ejemplo 5

[0193] Gelita Tuft-lt® (50 x 75 mm, aprox. 0,7 g) se impregnó con diferentes polvos de polímeros reactivos. Las propiedades hemostáticas de los parches obtenidos de esta manera se probaron en los modelos de sangrado porcino ex vivo e in vivo descritos aquí anteriormente.

[0194] La estructura portadora fibrosa se impregnó con 1,4 g de polvo usando un dispositivo de agitación neumática. La lámina portadora fibrosa se hizo vibrar verticalmente. El motor del tipo de carrera larga (NTK 25 AL L, de Netter Vibration GmbH) fue accionado a 6 bar, 11 Hz y una amplitud de 30 mm. Se usaron cuatro ciclos de 15 segundos para dispersar el polvo hacia la lámina. Los granulados se distribuyeron por todo el grosor de las láminas. La distribución sobre la superficie de las láminas también fue homogénea.

[0195] Se probaron nueve polvos de polímeros reactivos diferentes. Estos polvos contenían un polímero hidrosoluble que llevaba grupos electrofílicos reactivos en forma de NHS-PO x o en forma de pentaeritritol poli(etilenglicol)éter tetrasuccinimidil glutarato (NHS-PEG), de NO F America corporation. Algunos de los polvos de polímero reactivo eran granulados que, además de NHS-PO x o NHS-PEG, contenían un polímero que llevaba grupos nucleofílicos reactivos capaces de reaccionar con los grupos NHS reactivos de NHS-PO x y NHS-PEG. La preparación de estos granulados se ha descrito aquí anteriormente.

[0196] Los granulados que se probaron se enumeran a continuación:

• NHS-PO x/P188

• NHS-PO x/carbonato

• NHS-PO x/Gelita Spon

• NHS-PO x/NH₂-PEG

• NHS-PO x/RXL (alto contenido de sal)

• NHS-PO x/RXL (bajo contenido de sal)

• NHS-PO x/RXL (alto contenido de sal) que contiene carbonato

• NHS-PEG/RXL (bajo contenido de sal)

• NHS-PEG/NU-PO x

[0197] Las diferentes combinaciones de estructura portadora fibrosa y polvos de polímero reactivo que se probaron se muestran en la tabla 4.

Tabla 4

[0198] Los resultados obtenidos con estos parches en los modelos de sangrado porcino ex vivo e in vivo se resumen en la tabla 5.

Tabla 5

Ejemplo 6

[0199] Los parches hemostáticos (Gelita Tuft-It®; 50 x 75 mm, aprox. 0,7 g) se impregnaron con NHS-PO x/NU-PO x/Pl88 al 2,5 %. Se distribuyó un gramo del granulado por todos los parches, como se describe en el ejemplo 2. A continuación, los parches hemostáticos se envasaron en fundas de aluminio que contenían 1 g de sílice y se sellaron al vacío.

[0200] Los parches se evaluaron en el modelo heparinizado porcino in vivo. Se descubrió que tenían muy buena coagulación y suficientes propiedades adhesivas: las propiedades adhesivas reducidas permitieron que el parche se quitara en una sola pieza, a diferencia de los parches idénticos que no incluían P188. Los sangrados activos fueron detenidos eficazmente en resecciones de varios órganos: bazo, hígado y riñón. Un resumen de los resultados se muestra en la tabla 6.

Tabla 6

Ejemplo 7

[0201] Los parches hemostáticos (Gelita Tuft-It®; 50 x 75 mm, aprox. 0,7 g) se impregnaron con NHS-PO x/NU-PO X o con NHS-PO x/NU-PO x/P188 que contenía Plurónico P188 al 1,5 %, 2,5 % o 3,5 %, respectivamente. Se distribuyó un gramo del granulado por todos los parches, como se describe en el ejemplo 2. A continuación, los parches hemostáticos se envasaron en fundas de aluminio que contenían 1 g de sílice y se sellaron al vacío.

[0202] Los parches se evaluaron en el modelo heparinizado porcino in vivo en resecciones de bazo (sangrado arterial). Los resultados se resumen en la tabla 7.

Tabla 7

[0203] Los parches que contenían NHS-PO x/NU-PO x/P188 fueron más fáciles de quitar después de la aplicación como "una sola pieza" que los parches que contenían NHS-PO x/NU-PO X.

Ejemplo 8

[0204] Se realizaron experimentos para determinar el efecto del contenido de NU-PO x del granulado de NHS-PO x/Nu-PO X reactivo en el rendimiento in vivo del parche hemostático.

Método de impregnación

[0205] Los parches hemostáticos (Gelita Tuft-lt®; 50 x 75 mm, aprox. 0,7 g) se impregnaron con gránulos de NHS-PO x/NU-PO x reactivos elaborados mediante granulación de acetona en proporciones molares de 1:0,10, 1:0,20 y 1:0,40, donde dicha proporción molar se refiere a la proporción del número de grupos NHS proporcionados por NHS-PO x al número de grupos amina proporcionados por la NU-PO x. Los mismos parches hemostáticos también se impregnaron con polvo de NHS-PO x reactivo.

[0206] Se distribuyó un gramo del granulado/polvo por todos los parches usando la máquina de laboratorio Fibroline SL-Preg. A continuación, los parches hemostáticos se fijaron, secaron y envasaron en fundas de aluminio que contenían 1 g de sílice y se sellaron al vacío.

Máquina

[0207] La máquina de laboratorio Fibroline SL-Preg mueve partículas entre electrodos aplicando voltajes de hasta 40 kV a frecuencias de hasta 200 Hz durante un periodo de hasta 60 segundos. Las dos placas de electrodos tienen un tamaño de aproximadamente 50 x 40 cm. La placa superior está conectada a tierra.

[0208] Se utilizaron los siguientes ajustes estándar: 40 kV, 100 Hz, 20 segundos.

Matrices

[0209] Los polvos se dosificaron gravimétricamente en una matriz de PMMA impresa en 3D después de montar la matriz sobre la placa de electrodo inferior. La matriz se llenó con polvos de polímero reactivo usando un cartón raspador o una espátula de metal. La matriz medía 50 x 75 x 4 mm y contenía 22 x 33 = 726 pocillos cuadrados (dimensiones internas de cada pocillo: 2 x 2 x 2 mm). El volumen combinado de los 726 pocillos fue de aproximadamente 5,8 mL.

Separador

[0210] Se colocó una máscara separadora en la parte superior de la matriz. El separador se usó para permitir que las partículas se movieran hacia arriba y abajo cuando se sometían al campo eléctrico alterno. Si se usa un separador, la penetración y la distribución a través del soporte son limitadas. Para TUFT-IT se trataba de una máscara de 3 mm. Esto da como resultado una distancia de 3 4 mm = 7 mm de los electrodos.

[0211] El rendimiento in vivo de los parches hemostáticos que contienen granulado de NHS-PO x:NU-PO x (0, 10, 20 y 40 por ciento de grupos amina de NU-PO x, donde el porcentaje se calcula sobre la base del número de grupos NHS proporcionados por la NHS-PO x) o polvo de NHS-PO x se evaluó en un modelo porcino in vivo no heparinizado. Los detalles de los parches que se probaron se muestran en la tabla 8.

Tabla 8

Pruebas in vivo

[0212] Las pruebas se llevaron a cabo en cerdos domésticos hembra adultos (40-50 kg). No se aplicó ningún agente anticoagulante. El rendimiento del parche se probó tanto en el bazo como en el hígado. El bazo o el hígado se localizaron y exteriorizaron según fue necesario a medida que avanzaba el período de prueba y se mantuvo su humedad natural cubriéndolos con esponjas empapadas en solución salina.

[0213] Se crearon diferentes tipos de lesiones:

• Hígado: abrasiones, punciones de biopsia y resecciones

• Bazo: resecciones

[0214] Una sección del tamaño apropiado del parénquima del hígado fue raspada/perforada para provocar sangrado de moderado a grave. Las abrasiones de hígado se crearon con bisturí quirúrgico y una plantilla de 1 x 1 cm2 y las punciones circulares con un punzón de biopsia circular de 8 mm. Se crearon resecciones de hígado y bazo usando un bisturí quirúrgico.

[0215] El parche se aplicó inmediatamente después de la resección o escarificación del tejido:

- Piezas de 2 x 2 cm para punciones de biopsia y abrasiones

- Parche completo de 7,5 x 5 cm para resecciones

[0216] Los parches probados se aplicaron sobre el tejido sangrante y se presionaron suavemente hacia abajo mediante compresión usando una gasa prehumedecida con solución salina. El taponamiento se aplicó durante un periodo inicial de 10 segundos seguido de intervalos posteriores de 30 segundos hasta un total de 5 minutos.

[0217] Se utilizó como referencia un parche TUFT-IT que no había sido impregnado (denominado TUFT-IT).

[0218] Los resultados de las pruebas in vivo se resumen en la tabla 9.

Tabla 9

[0219] Los parches 1 a 4 mostraron una adhesión tisular muy fuerte, mientras que solo se observó una adhesión leve para el parche TUFT-IT.

[0220] Los parches 1 y 2 no mostraron más que un hinchamiento muy limitado después de la aplicación. Los parches 3 a 4 mostraron más hinchamiento, pero aun aceptable.

Ejemplo 9

[0221] Los parches hemostáticos (Gelita Tuft-lt®; 50 x 75 mm, aprox. 0,7 g) se impregnaron con una solución de NHS-PO x, polvo de NHS-PO x o granulado de NHS-PO x/NU-PO x. El granulado de NHS-PO x/NU-PO x utilizado se preparó mediante granulación con acetona en una proporción molar de 1:0,20 (véase el ejemplo 8).

[0222] Se preparó una solución de pulverización que contenía NHS-PO x disolviendo NHS-PO x en una mezcla 1:1 de alcohol isopropílico y diclorometano (200 g/L). Los parches se impregnaron con 5 mL de esta solución de rociado usando un rociador de laboratorio de vidrio y aire a presión en un solo ciclo de rociado. La cantidad total de NHS-PO x administrada de esta manera fue de 1 gramo por parche. Después de la impregnación, los parches se dejaron secar dentro de un horno a 40 °C durante 2 horas, después de lo cual se almacenaron en un desecador durante 2 días antes de envasarlos en fundas de aluminio que contenían 1 g de sílice y se sellaron al vacío.

[0223] Además, los parches se impregnaron con 1 gramo de polvo de NHS-PO x o 1 gramo del granulado de NHS-PO x/NU-PO x usando el procedimiento descrito en el ejemplo 8.

[0224] El rendimiento de los parches preparados de esta manera se probó por triplicado en el modelo perfundido de hígado ex vivo en condiciones de sangrado leve (< 20 ml/min) y grave (> 50 ml/min). Con una herramienta de abrasión plana, redonda y giratoria, se creó una herida sangrante circular (8 mm de diámetro) en la superficie del hígado, con una capa de goma para que la profundidad del sangrado punzonado fuera siempre de 3 mm. Los resultados se muestran en la tabla 10.

Tabla 10

Claims

REIVINDICACIO NES

1. Lámina hemostática, flexible y biocompatible, que comprende:

• una estructura portadora fibrosa, cohesiva y resistente al agua, que comprende un espacio intersticial tridimensional interconectado, donde dicha estructura portadora fibrosa comprende fibras que contienen un polímero nucleofílico que lleva grupos nucleofílicos reactivos; y

2. Lámina hemostática según la reivindicación 1, donde las fibras en la estructura portadora fibrosa tienen un diámetro medio de 1-500 |_im.

3. Lámina hemostática según la reivindicación 1 o 2, donde la estructura portadora fibrosa es una estructura de fieltro, una estructura tejida o una estructura tricotada, preferiblemente una estructura de fieltro.

4. Lámina hemostática según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, donde el polímero electrofílico hidrosoluble se selecciona de entre polioxazolinas, polietilenglicoles, polivinilpirrolidonas, poliuretanos y combinaciones de los mismos.

5. Lámina hemostática según la reivindicación 4, donde el polímero electrofílico hidrosoluble es una polioxazolina.

6. Lámina hemostática según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, donde los grupos electrofílicos reactivos se seleccionan de entre ésteres de ácido carboxílico, ésteres de sulfonato, ésteres de fosfonato, ésteres de pentafluorofenilo, ésteres de p-nitrofenilo, ésteres de p-nitrotiofenilo, grupos haluros de ácido, anhídridos, cetonas, aldehídos, isocianato, tioisocianato, isociano, epóxidos, grupos hidroxilo activados, olefinas, glicidiléteres, ésteres de carboxilo, succinimidilo, ésteres de sulfosuccinimidilo, maleimido (maleimidilo), etenosulfonilo, ésteres de imido, acetoacetato, haloacetal, disulfuro de ortopiridilo, derivados de dihidroxifenilo, vinilo, acrilato, acrilamida, yodoacetamida y combinaciones de los mismos.

7. Lámina hemostática según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, donde las partículas poliméricas reactivas contienen al menos un 10 % en peso del polímero electrofílico hidrosoluble.

8. Lámina hemostática según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, donde las partículas poliméricas reactivas son aglomerados de partículas que comprenden: (i) partículas electrofílicas que contienen el polímero electrofílico hidrosoluble; y (ii) partículas nucleofílicas que contienen un agente reticulante nucleofílico.

9. Lámina hemostática según la reivindicación 8, donde las partículas electrofílicas contienen al menos un 30 % en peso, más preferiblemente al menos un 50 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 80 % en peso del polímero electrofílico hidrosoluble.

10. Lámina hemostática según la reivindicación 8 o 9, donde las partículas nucleofílicas contienen al menos un 30 % en peso, más preferiblemente al menos un 50 % en peso y, de la manera más preferible, al menos un 80 % en peso del agente reticulante nucleofílico.

11. Lámina hemostática según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, donde el polímero nucleofílico se selecciona de entre proteína, quitosano, polímeros sintéticos que llevan un grupo nucleofílico reactivo, polímeros carbohidratados que llevan un grupo nucleofílico reactivo y combinaciones de los mismos.

12. Lámina hemostática según la reivindicación 13, donde el polímero nucleofílico se selecciona de entre gelatina, colágeno, quitosano y combinaciones de los mismos.

13. Lámina hemostática según cualquiera de las reivindicaciones anteriores, donde la estructura portadora fibrosa comprende al menos un 50 % en peso del polímero nucleofílico.

14. Envase sellado que contiene una o más láminas hemostáticas según cualquiera de las reivindicaciones 1-13.

15. Método de preparación de una lámina hemostática, donde dicho método comprende:

• proporcionar una lámina de estructura portadora fibrosa, cohesiva y resistente al agua, tal y como se define en cualquiera de las reivindicaciones 1-3 y 11-13;

• proporcionar partículas poliméricas reactivas, tal y como se define en cualquiera de las reivindicaciones 1 y 4-10; y