ES2301929T3 - Microparticulas. - Google Patents

Abstract

Un inyector sin agujas que comprende micropartículas de un material el cual: comprende una vacuna en la forma de una proteína, polipéptido, oligopéptido o ADN codificando para un antígeno, y uno o más estabilizadores; o consiste en dicha vacuna, en la que las micropartículas tienen una densidad relativa de partícula de al menos el 80% del material, y un factor de forma, el cual se define como el área real de superficie dividida por el área esférica equivalente para el volumen de partícula, de 1 a 5.

Description

Micropartículas.

Campo de la invención

Esta invención se refiere a micropartículas, métodos para su formación y su uso terapéutico, especialmente para la administración de agentes activos a través de la piel usando sistemas de inyección sin agujas.

Antecedentes de la invención

Los inyectores sin agujas usan gas comprimido para acelerar las partículas a una velocidad a la que son capaces de traspasar la piel y barreras mucosas; tales dispositivos se describen en el documento WO-A-94/24263. Un requisito es que las partículas tengan resistencia mecánica, y es ventajoso que tengan una alta densidad. Es también beneficioso usar partículas que tengan forma uniforme, preferentemente esférica y una distribución de tamaño controlada; estos factores afectan al comportamiento aerodinámico y a la penetración de las partículas y, de ahí, a la eficacia de administración del agente activo. Las partículas útiles tienen típicamente un tamaño en el intervalo de 10-500 \mum.

La producción de micropartículas sólidas o densas puede ser conseguida por trituración, por ejemplo, por micronización de partículas más grandes, cristalización, precipitación u otra técnica de generación de micropartículas basada en soluciones. Sin embargo, estas técnicas típicamente no producen micropartículas esféricas.

Una técnica que normalmente no produce micropartículas sólidas es el secado por atomización, donde a menudo se forman partículas y aglomerados de baja densidad. Una industria principal donde los productos de alta densidad son importantes es la industria lechera donde son producidos polvos de leche descremada (Spray Drying Handbook. K. Masters, 5th Edition, 1991, Longman Scientific and Technical, págs. 330-336). En esta sección se muestra, sobre la base de fotomicrografías, que los productos producidos por secado por atomización convencional contienen "vacuolas", son de "baja densidad", de paredes finas, "no pueden soportar manejo mecánico y son fácilmente fragmentados", y son obtenidos junto con cantidades altas y bajas del aire ocluido. Algún aumento en densidad está descrito usando un proceso de secado por atomización más complicado y en dos etapas, que produce partículas deformadas y arrugadas. Charlesworth y Marshall, J Appl. Chem. Eng., 6, Nº 1, 9 (1960), describe la morfología de las partículas producidas en secado por atomización donde todas las partículas son porosas, semejantes a esponjas o contienen aire ocluido, como consecuencia de colapsos, formación de ampollas, burbujas o expansión. Ejemplos de procesos en los que la inclusión de aire es optimizada en un proceso de secado por atomización se describen en los documentos WO-A-92/18164, WO-A-96/09814 y WO-A-96/18388.

El documento WO 95/19799 describe un aparato de entrega forzada de partículas portadoras recubiertas con un material genético dentro de un objetivo.

Sumario de la invención

Sorprendentemente, se ha encontrado que se pueden fabricar microesferas densas de forma sólida o semisólida, como está definido en la Reivindicación 1, a partir de materiales usando condiciones de secado por atomización cuidadosamente controladas. Estas microesferas son particularmente apropiadas para uso en sistemas de inyección sin agujas debido a su densidad y esfericidad. Más particularmente, la densidad relativa de las partículas podría ser al menos 80%, frecuentemente al menos 90% e incluso 100% del material sólido. La esfericidad es generalmente tal que el factor de forma es de 1 a 5.

La invención es una jeringa sin agujas según la Reivindicación 1. Realizaciones adicionales de la invención se exponen en las Reivindicaciones 2 a 13.

En otro aspecto, la invención se refiere al uso expuesto en la Reivindicación 14.

Descripción de la invención

Los aspectos de la presente invención son ilustrados, como ejemplos solamente, en los dibujos acompañantes, en los cuales:

La Figura 1 muestra esquemáticamente micropartículas de la invención;

Las Figuras 2A y 2B son fotomicrografías del producto del Ejemplo 1;

La Figura 3 muestra la distribución del tamaño de partículas para el producto del Ejemplo 1;

Las Figuras 4A y 4B son fotomicrografías del producto del Ejemplo 2;

La Figura 5 muestra la distribución de tamaño de partículas para el producto NT2TRE1 del Ejemplo 3;

La Figura 6 es una micrografía óptica del producto NT2TRE3 del Ejemplo 5 retenido después del tamizado;

La Figura 7 muestra la distribución de tamaños de los productos tamizados del Ejemplo 5;

La Figura 8 muestra la distribución de tamaño de partículas para el producto del Ejemplo 7.

Las microesferas sólidas o semisólidas producidas según la invención, también denominadas aquí micropartículas, pueden encontrarse en una variedad de formas, ejemplos de las cuales se muestran en la Figura 1. Además de las esferas sólidas, (a) se pueden formar esferas semisólidas; éstas ocurren cuando (b) un pequeño agujero de aire está ocluido en el centro, (c) una oclusión se encuentra descentrada, o (d) una oclusión ha fragmentado fuera de la microesfera.

Muchas referencias, incluyendo el Spray Drying Handbook, hacen referencia a la densidad de bulto, calculada a partir del volumen que ocupa una masa dada. En relación con esta invención, la densidad de la partícula es más importante; ésta se basa en el volumen de la partícula que incluye cualquier inclusión cerrada, pero no cualquier estructura abierta. De ahí que las formas mostradas en las Figuras 1(a) y (d) tengan una densidad de partículas idéntica, pero las (b) y (c) tengan una densidad de partícula inferior (e idéntica).

Una microesfera sólida tiene una densidad de partícula idéntica a la del material del cual está formada y tiene una densidad relativa de partícula de 100%. Si están presentes pequeñas inclusiones de aire, la densidad relativa de partícula es menor que 100%. La densidad media de partícula puede ser medida por picnometría de líquido o gas, o calculada para las microesferas individuales usando mediciones hechas por microscopía óptica. La densidad del agente terapéutico es medida a 25ºC. A partir de estas mediciones, las microesferas de esta invención tienen densidades relativas de partículas de al menos 80% y preferentemente más de 90%, 95%, 99% o 100% del material original. Para aplicación en sistemas de inyección sin agujas, son requeridas altas densidades relativas de partículas para conferir resistencia mecánica y estas densidades relativas dadas son apropiadas. En particular, las microesferas pueden satisfacer los requisitos planteados para inyección sin agujas en el documento WO-A-94/24263.

Los materiales activos, que pueden comprender o de los que pueden constar las micropartículas de la invención, y que son administrados por inyección sin agujas, son vacunas como se definen en la Reivindicación 1. El receptor puede ser un ser humano o cualquier otro vertebrado, preferentemente un mamífero, ave o pez por ejemplo una vaca, oveja, caballo, cerdo, pollo, pavo, perro, gato o salmón, o una planta, especialmente para la transformación de ADN de la planta. Por ejemplo, el ADN es presentado como un plásmido en general y podría ser, por ejemplo, el ADN que condifica para un antígeno anticlamidia revelado en el artículo de Vanrompay et al (1999) Vaccine 17, 2628-2635. Las vacunas toman la forma de proteínas u otros polipéptidos u oligopéptidos, o ADN codificando para un antígeno, por ejemplo ADN codificando para un antígeno de HIV o hepatitis B. Las microesferas están formadas del material activo solamente, o contienen uno o más estabilizadores incluyendo proteínas, azúcares, antisépticos, conservantes y búferes. Los carbohidratos y otras sustancias que adquieran una forma vítrea pueden ser empleados como estabilizadores o excipientes. Preferentemente, los excipientes son parenteralmente aceptables. Si un excipiente está presente, el compuesto activo puede ser distribuido uniformemente o estar en forma de partículas más pequeñas atrapadas en una matriz, como se muestra en la Figura 1(e). Carbohidratos apropiados que pueden ser usados son los que revelan el documento WO-A-96/03978. Los carbohidratos derivados hidrofóbicamente, como se revela en el documento WO-A-96/03978, pueden ser usados para proporcionar una forma de liberación controlada de las
partículas.

Una realización adicional de esta invención es el uso de excipientes o aditivos con densidad más alta que la de la sustancia activa o excipiente para formar microesferas de densidad incluso más alta.

Las microesferas de esta invención son típicamente de tamaños definidos con 95% (en peso) o mayor cantidad de las partículas que tienen un tamaño en el intervalo de 10-500 \mum, preferentemente de 20-200 \mum, y más preferentemente de 30-100 \mum. La distribución modal puede estar centrada en bandas de 10 \mum, es decir, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 y 100 \mum. Preferentemente, en una muestra monomodal, 80% en peso de las partículas va de un intervalo de tamaño de 10 \mum para las partículas de un tamaño más pequeño a un intervalo de tamaño de 25 \mum para partículas que tengan un tamaño más grande (el intervalo aumentando con el tamaño de las partículas), más preferentemente, 90% de las partículas están dentro de un intervalo de tamaño de 15 \mum (para las partículas más pequeñas) a 30 \mum (para las partículas más grandes).

Las microesferas de la invención pueden ser formadas con una distribución bimodal de tamaño de partículas. Típicamente, cuando un atomizador rotatorio es usado, al menos 60%, por ejemplo más de 75%, en peso de las partículas tienen tamaños de partícula distribuidos sobre un tamaño modal y las partículas restantes tienen tamaños de partícula distribuidos sobre un tamaño modal más pequeño. Donde es requerida una distribución monomodal de tamaños de partículas, las partículas más pequeñas pueden ser separadas de las partículas más grandes por técnicas rutinarias, como tamizado, por ejemplo. Micropartículas que tengan otras distribuciones de tamaños de partículas también puede ser obtenidas en la invención.

La esfericidad de las partículas también es importante y está definida como el factor de forma que es el área real de superficie dividida por el área esférica equivalente para el volumen de la partícula. El área de superficie de la partícula se puede determinar usando la técnica usual de adsorción de nitrógeno con el subsiguiente análisis por BET. Las microesferas de la presente invención tienen típicamente un factor de forma de 1 a 5, preferentemente de 1 a 2. Técnicas alternativas para evaluar la forma pueden ser encontradas en las mediciones por microscopía óptica, ayudada por análisis de imagen, para medir la circularidad y el alargamiento que dan valores similares al factor de forma.

Las microesferas en general son confeccionadas con secado por atomización de una solución o suspensión del material. Los disolventes apropiados para sustancias farmacológicamente activas son conocidos. El agua es el disolvente preferido. La concentración del material puede ser variada a fin de llegar a las micropartículas sólidas deseadas, pero las soluciones al 0,1 a 70%, preferentemente las soluciones al 10-30%, pueden ser apropiadas. Si las micropartículas no contienen el material activo, pueden ser usados los portadores mencionados arriba, como una proteína relativamente inerte (como albúmina de suero humana, preferentemente producida por las técnicas de rDNA) o azúcar (como trehalosa). El agua es otra vez el disolvente preferido.

La concentración de la vacuna en la solución o suspensión de atomización, y la proporción de vacuna al material portador (si está presente) serán controladas en general por la cantidad de partículas que debe ser administrada por el inyector y por la dosis deseada de ingrediente activo.

Puede ser usado un secador por atomización convencional, por ejemplo un secador por atomización a escala piloto atomizando la solución o suspensión líquida de alimentación sea por una boquilla a presión o por dos atomizadores de fluido, aunque son preferidos los atomizadores rotatorios. La formación de microesferas sólidas o semisólidas apropiadas puede estar en función del uso de bajas temperaturas de salida en el proceso de secado, para ciertas vacunas o mezclas de vacunas y excipientes. Las temperaturas de salida apropiadas pueden ser fácilmente determinadas por el experto en la técnica para cualquier agente terapéutico dado, o mezcla de agentes terapéuticos y excipientes. La temperatura de entrada se fija para dar la temperatura de salida requerida sobre la base del tipo de atomización usada y de otras variables, como velocidad de flujo del aire de secado; puede ser, por ejemplo, de 50-270ºC. El tamaño de par-
tículas es controlado por parámetros estándares para el atomizador usado en una concentración dada de alimentación.

Luego de su formación en el secado por atomización, las microesferas pueden ser secadas aún más, para retirar el agua o disolvente residual usando calor y/o vacío. Técnicas apropiadas de secado para este paso adicional del secado incluyen, por ejemplo, secado en lecho fluidizado. El uso de un lecho fluidizado para este paso de secado adicional tiene la ventaja de que, cuando las microesferas tienen una distribución de partícula bimodal, las partículas pequeñas pueden ser separadas de las partículas más grandes por elutriación. La formación de cristales debe ser evitada.

Las microesferas también pueden ser recubiertas usando las técnicas usuales, por ejemplo, recubrimiento en lecho fluido, para añadir una capa o capas adicionales para modificar el perfil de liberación o proteger el compuesto activo, como se muestra en la Figura 1(e). La distribución de tamaños de partículas producida puede ser modificada también para seleccionar un intervalo particular de tamaños, usando tamizado u otras técnicas de clasificación comercial para definir aún más la distribución de partículas.

Las microesferas pueden ser esterilizadas dependiendo de su aplicación. Un producto estéril puede ser conseguido a través de cualquier fabricación aséptica o esterilización final, por ejemplo, por irradiación gamma.

Ejemplos de jeringas sin agujas y sus piezas componentes que pueden ser usadas para administrar las micropartículas de la invención son mostrados en el documento WO 94/24263 (publicado como US 5.899.880 y US 5.630.796).

La jeringa tiene típicamente aproximadamente 18 cm de largo, aunque podría ser más pequeña o más grande, y es concebida para ser sujetada en la palma de la mano con el pulgar cubriendo el extremo superior.

Para realizar una inyección, el extremo más amplio de la cobija del separador del dispositivo es presionado contra la piel de un paciente. El gas liberado desde un recipiente a una cámara eventualmente crea una presión suficiente para reventar dos diafragmas y admitir el gas en la cámara para viajar a través de una boquilla, con las partículas arrastradas así dentro de la piel del paciente.

La cámara se podría previamente rellenar con gas, como helio, a una presión superior a la atmosférica es decir de 2-4 bar, pero posiblemente incluso a un valor tan alto como 10 bar. Las partículas de la invención, en el momento de su administración, son por tanto arrastradas hacia dentro (es decir, suspendidas hacia dentro) por un gas como helio.

Los siguientes Ejemplos ilustran adicionalmente la invención.

Ejemplo 1

100 ml de solución acuosa diafiltrada de HSA al 20% p/v (peso por volumen) (como modelo para una proteína farmacológica activa, o como portador para un compuesto farmacológico activo) se secaron en un secador por atomización Niro Mobile Minor, usando un atomizador rotatorio NT2 (diseño de Newland, Lancaster) usando las siguientes condiciones:

Temperatura de entrada:

245ºC

Temperatura de salida:

35ºC

Velocidad de alimentación:

10 g/min

Velocidad de rotación:

30,000 rpm

La temperatura de salida es baja ya que se suministró aire adicional para guiar las gotitas hacia la cámara de secado.

Fue obtenido un producto soluble en agua, del cual se muestran fotomicrografías en la Figura 2. Éstas muestran que más de 65% de las microesferas fueron sólidas con un tamaño uniforme de aproximadamente 50 \mum. Las microesferas de tamaño similar, que contenían cantidades pequeñas de aire, tenían paredes gruesas y densidad calculada de más de 90% del material original formador de las microesferas. Es también obvio que las partículas son esféricas.

Para un análisis adicional de tamaños, 5 g de las microcápsulas deshidratadas por atomización fueron insolubilizadas por calentamiento durante 55 minutos a una temperatura de 176ºC en un horno de aire caliente. Las microesferas fueron dimensionadas usando un aparato Coulter Multisizer 2E (marca comercial) y un dispositivo dinámico TAll Sampling Stand equipado con un tubo de orificio de 200 \mum, que determinó que el diámetro mediano en volumen de las microesferas fue 71 \mum y el tamaño modal fue 61 \mum. Esta distribución de tamaños se puede determinar de la Figura 3. El tamaño mayor medido en el contador Coulter es atribuible al hinchamiento de las microesferas en un ambiente acuoso.

Ejemplo 2

100 ml de solución acuosa bifiltrada de HSA a 31% p/v (otra vez como modelo o portador) se deshidrató con atomización en un secador por atomización Niro Mobile Minor usando las siguientes condiciones:

Temperatura de entrada:

80ºC

Temperatura de salida:

48ºC

Presión de atomización:

1,0 bar

Velocidad de alimentación:

13,3 g/min

Tipo de atomización:

boquilla para dos líquidos

Las fotomicrografías del producto soluble secado por atomización se pueden ver en la Figura 4. Las microesferas son casi todas sólidas y más pequeñas que el producto del Ejemplo 1. La minoría de las microesferas, que contienen aire, tiene paredes gruesas que les imparten una alta resistencia mecánica.

Ejemplo 3

150 ml de la solución de trehalosa a 39% p/v (equivalente a 64 g de trehalosa deshidratada (Sigma Aldrich Company Ltd, Poole, Dorset,) disueltos en agua hasta un volumen de 150 ml) se secaron en un secador por atomización Niro Mobile Minor usando un atomizador rotatorio NT2 (diseño de Newland, Lancaster) en las siguientes condiciones:

Temperatura de entrada:

200ºC

Temperatura de salida:

108ºC

Velocidad de alimentación:

6 g/min

Velocidad de rotación:

13.500 rpm

Estas condiciones de proceso dieron un rendimiento de producto del 81%. El producto obtenido (lote NT2TRE1) en el examen microscópico, suspendido en aceite vegetal, mostró una distribución bimodal de tamaño de las microesferas con más de 99% de población sólida no conteniendo ningún aire atrapado. La distribución geométrica de tamaño fue determinada usando un instrumento Aerosizer API equipado con un dispositivo Aerodispenser (Amherst Process Instruments Inc, Hadley, MA) usando una alta fuerza de cizallamiento, velocidad mediana de alimentación y una densidad de partícula de 1,56 g/cm^{3}. Los resultados de este análisis mostraron que el pico principal de la distribución tenía un tamaño modal de 56 \mum, con la fracción más pequeña teniendo un tamaño modal de 28 \mum. La distribución de tamaños obtenida en el Aerosizer es mostrada en la Figura 5.

Ejemplo 4

El Ejemplo 3 fue repetido con la misma concentración de alimentación usando velocidades de rotación más altas con el atomizador de NT2 a 16.400 rpm (lote NT2TRE2) y 19.000 rpm (lote NT2TRE3) en similares condiciones de secado por atomización. El posterior análisis microscópico y análisis de tamaños usando el instrumento Aerosizer mostraron los siguientes resultados (Tabla 1). Los rendimientos del proceso fueron 94 y 89% respectivamente.

TABLA 1

1

Ejemplo 5

Los tres productos de los Ejemplos 3 y 4 fueron tamizados para separar los dos picos máximos de la distribución bimodal. 5g del lote NT2TRE1 fue puesto en un tamiz de acero inoxidable para ensayos de 200 mm de diámetro (Endecotts, Londres) con un tamaño de abertura de 38 \mum. El tamiz fue equipado con una tapa y un receptor, y agitado a mano durante 5 minutos. Los materiales que fueron retenidos y pasaron por el tamiz fueron recolectados para su valoración. De forma semejante, 5g de cada uno de los productos de los lotes NT2TRE2 y NT2TRE3 fueron tamizados a través de tamices de orificios de 38 y 32 \mum, respectivamente. El rendimiento a la fracción más grande retenida por el tamiz fue en todos los casos mayor que 60%. El examen microscópico mostró una distribución de tamaño estrecha y una separación eficiente de los dos picos máximos de la distribución de tamaño bimodal. Una fotomicrografía de la fracción retenida en el tamiz de 32 \mum es mostrada en la Figura 6. Las seis fracciones producidas por el tamizado de los tres lotes fueron dimensionadas usando el instrumento Aerosizer para dar los resultados mostrados en la Tabla 2.

TABLA 2

2

Las distribuciones obtenidas en el instrumento Aerosizer se muestran en la Figura 7 para las microesferas que pasan a través del tamiz para los lotes NT2TRE3 y NT2TRE1, seguidas por las microesferas retenidas en el tamiz para los lotes NT2TRE3, NT2TRE2 y NT2TRE1 en orden creciente de los tamaños.

En un análisis adicional de las distribuciones geométricas de tamaños, el porcentaje de la población de partículas fue calculado como se muestra en la Tabla 3.

TABLA 3

3

El producto, que tenía un tamaño de 40 \mum, también mostró que 75% de las partículas estaban dentro de un intervalo de tamaño de 17 \mum y de la misma manera, un 80% estaba dentro de un intervalo de 19 \mum.

Ejemplo 6

Una solución de alimentación fue preparada disolviendo 7 g de octaacetato de trehalosa (Sigma Aldrich Company Ltd, Poole, Dorset) y 3 g de nifedipina (Seloc France, Limay) en acetona a un volumen de 50 ml. La disolución dio como resultado una carga total de sólidos de 20% p/v. Esta solución de alimentación se secó en un secador por atomización Niro Mobile Minor usando el atomizador rotatorio NT2 en las siguientes condiciones:

Temperatura de entrada:

65ºC

Temperatura de salida:

46ºC

Velocidad de alimentación:

10 g/min

Velocidad de rotación:

14.600 rpm

En estas condiciones de proceso fue obtenido un rendimiento de producto de 78%. El producto cuando se evaluó usando microscopia óptica mostró una distribución bimodal de tamaños de microesferas sólidas con tamaños modales de aproximadamente 44 \mum y 20 \mum cuando se comparaba con una retícula de referencia.

Ejemplo 7

100 ml de solución al 14% p/v de rafinosa pentahidratada (14 g de rafinosa pentahidratada (Pfanstiehl, Waukegan, IL) disuelta en agua a un volumen de 100 ml) fue secado en un secador por atomización Niro Mobile Minor usando el atomizador rotatorio NT2 a las siguientes condiciones:

Temperatura de entrada:

170ºC

Temperatura de salida:

82ºC

Velocidad de alimentación:

10 g/min

Velocidad de rotación:

13.500 rpm

El producto obtenido con un rendimiento de 68% mostró al ser examinado al microscopio una distribución bimodal de tamaños de microesferas sólidas que no contenían aire atrapado. La distribución de tamaño fue determinada en el instrumento Aerosizer usar las mismas condiciones analíticas que en el Ejemplo 3 y una densidad de partícula de 1,47 g/cm^{3}. Los resultados de este análisis dieron una distribución principal mayor con un tamaño modal de 36 \mum, con solamente una fracción muy pequeña que tenía un tamaño modal de 18 \mum, como se muestra en la Figura 8. Sobre el análisis de la distribución fue descubierto que 70% de las microesferas estaban presentes dentro de un intervalo de tamaño de 17 \mum entre 26 y 43 \mum. El pentahidrato de rafinosa es un portador para un compuesto farmacológico activo.

Ejemplo 8

70 ml de una solución de lidocaína a 31% p/v en acetona (21,5 g de lidocaína (Sigma)) fueron secados en un secador por atomización Niro Mobile Minor usando el atomizador rotatorio NT2 a las siguientes condiciones:

Temperatura de entrada:

65ºC

Temperatura de salida:

45ºC

Velocidad de alimentación:

10 g/min

Velocidad de rotación:

13.500 rpm

El producto fue esférico según valoración óptica. La distribución de tamaños de partículas fue bimodal con microesferas sólidas esféricas que tenían tamaños modales de 41 \mum y 20 \mum.

Ejemplo 9

Fue preparada una solución disolviendo en agua 38 g de dihidrato de trehalosa y 2 g hidroclorato de diltizem (Lusochimica spa, Milán, Italia) para dar un volumen total de 100 ml. Esta solución se secó usando el atomizador rotatorio NT2 y el secador por atomización Niro Mobile Minor usando las siguientes condiciones:

Temperatura de entrada:

200ºC

Temperatura de salida:

105ºC

Velocidad de alimentación:

11 g/min

Velocidad de rotación:

13.500 rpm

Fue obtenido un rendimiento de proceso de 94%. En el examen microscópico, las partículas producidas, suaves y esféricas, presentaron una distribución bimodal de tamaños con menos de un 2% de las partículas conteniendo pequeñas cantidades de aire atrapado. Esto fue confirmado cuando se dimensionaron usando el instrumento Aerosizer, de acuerdo con las condiciones y la densidad descritas en el Ejemplo 3. Éste mostró que el mayor pico, que contenía las microesferas más grandes, tuvo un tamaño modal de 43 \mum y el pico más pequeño tuvo un modo de 20 \mum. La distribución geométrica de tamaños mostró que 70% de la población de partículas estaba en el intervalo de 36 hasta 56 \mum lo que constituyó un intervalo de tamaño de 20 \mum.

Ejemplo 10

Fue preparada una solución disolviendo en agua 38 g de dihidrato de trehalosa y 2 g de una proteína modelo en forma de albúmina de suero humano (Sigma) para dar un volumen total de 100 ml. Esta solución fue secada por atomización como se describe en el Ejemplo 9. Igual que en el Ejemplo 9, fueron obtenidos similares rendimientos de proceso y características de las partículas. Para valorar si el secado por atomización había degradado o polimerizado la albúmina, se realizó la electroforesis de gel en condiciones no reductoras usando albúmina y señaladores moleculares liofilizados de referencia. Esto mostró que la albúmina no se vio afectada por el proceso de secado por atomización. Esto también se confirmó por cromatografía de filtración de gel, la cual demostró que no había ocurrido ninguna dimerización o polimerización adicional.

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Referencias citadas en la descripción Este listado de referencias citadas por el solicitante tiene como único fin la conveniencia del lector. No forma parte del documento de la Patente Europea. Aunque se ha puesto gran cuidado en la compilación de las referencias, no pueden excluirse errores u omisiones y la OEP rechaza cualquier responsabilidad en este sentido.

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Documentos de patentes citados en la descripción

\bullet WO 9424263 A

\bullet WO9218164A

\bullet WO 9609814 A

\bullet WO 9618388 A

\bullet WO 9519799 A

\bullet WO 9603978 A

\bullet US 5899880 A

\bullet US 5630796 A

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Documentos no asociados a patentes citados en la descripción

\bullet K. MASTERS. Spray Drying Handbook. Longman Scientific and Technical, 1991, 330-336.

\bulletCHARLESWORTH; MARSHALL. J. Appl. Chem. Eng., 1960, vol. 6(1), 9.

\bulletVANROMPAY et al. Vaccine, 1999, vol. 17, 2628-2635.

Claims (14)

1. Un inyector sin agujas que comprende micropartículas de un material el cual: comprende una vacuna en la forma de una proteína, polipéptido, oligopéptido o ADN codificando para un antígeno, y uno o más estabilizadores; o consiste en dicha vacuna, en la que las micropartículas tienen una densidad relativa de partícula de al menos el 80% del material, y un factor de forma, el cual se define como el área real de superficie dividida por el área esférica equivalente para el volumen de partícula, de 1 a 5.

2. Un inyector sin agujas según la Reivindicación 1, en el que la vacuna comprende el ADN codificando para un antígeno.

3. Un inyector sin agujas según la Reivindicación 2, en el que el ADN es presentado como un plásmido.

4. Un inyector sin agujas según la Reivindicación 2 o la Reivindicación 3, en donde el ADN codifica para un antígeno de HIV o hepatitis B.

5. Un inyector sin agujas según una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 4, en el que al menos 95% en peso de las micropartículas tiene un diámetro de 10-500 \mum.

6. Un inyector sin agujas según la reivindicación 5, en el que al menos 95% en peso de las micropartículas tiene un diámetro de 20-200 \mum.

7. Un inyector sin agujas según la reivindicación 5, en el que al menos 95% en peso de las micropartículas tiene un diámetro de 30-100 \mum.

8. Un inyector sin agujas según una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 7, en el que las micropartículas son obtenibles por secado por atomización de una solución o suspensión.

9. Un inyector sin agujas según una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 8, en el que el factor de forma es 2 a 5.

10. Un inyector sin agujas según una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 8, en el que el factor de forma es 1 a 2.

11. Un inyector sin agujas según una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 10, en donde las micropartículas están estériles.

12. Un inyector sin agujas según una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 11, en el que uno o más estabilizadores es un carbohidrato u otro material que adquiera una forma vítrea.

13. Un inyector sin agujas según una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 12, en el que las micropartículas adicionalmente comprenden un aditivo que tenga una densidad más alta que la vacuna o un excipiente, si estuviese presente.

14. Uso de una micropartícula como se define en una cualquiera de las Reivindicaciones 1 a 13 en la fabricación de un medicamento para administración por inyección sin agujas.