ES2240962T3 - Metodo para estimular selectivamente la proliferacion de celulas t. - Google Patents
Metodo para estimular selectivamente la proliferacion de celulas t.Info
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Abstract
SE DESCRIBEN METODOS PARA INDUCIR A UNA POBLACION DE CELULAS T A QUE SE PROLIFERE A BASE DE ACTIVAR LA POBLACION DE CELULAS T Y ESTIMULAR UNA MOLECULA AUXILIAR SOBRE LA SUPERFICIE DE LAS CELULAS T CON UN LIGANDO QUE SE ENLAZA A MOLECULA AUXILIAR. LA PROLIFERACION DE LAS CELULAS T TIENE LUGAR EN AUSENCIA DE FACTORES DE CRECIMIENTO EXOGENOS O DE CELULAS AUXILIARES. LA ACTIVACION DE LAS CELULAS T SE CONSIGUE ESTIMULANDO EL COMPLEJO DE RECEPTOR DE CELULAS T (TCR)/CD3 O LA PROTEINA SUPERFICIAL CD2. PARA INDUCIR LA PROLIFERACION DE UNA POBLACION DE CELULAS T ACTIVADAS, SE ESTIMULA UNA MOLECULA AUXILIAR QUE HAY COLOCADA SOBRE LA SUPERFICIE DE LAS CELULAS T, TAL COMO UNA CD28, CON UN LIGANDO QUE SE ENLAZA A LA MOLECULA AUXILIAR. LA POBLACION DE CELULAS T AUMENTADA SEGUN EL METODO DE LA INVENCION SE PUEDE TRANSDUCIR GENETICAMENTE Y UTILIZAR EN UNA INMUNOTERAPIA O SE PUEDE UTILIZAR EN METODOS DE DIAGNOSTICO.
Description
Método para estimular selectivamente la
proliferación de células T.
El desarrollo de las técnicas in vitro de
propagación de células T ha desempeñado un papel fundamental en
muchos de los avances recientes en nuestra comprensión del
reconocimiento de antígenos por las células T y de la activación de
células T. El desarrollo de los métodos de cultivo para la
generación de clones de células T humanas específicas para antígenos
ha sido útil para definir los antígenos expresados por patógenos y
los tumores reconocidos por las células T para establecer métodos de
inmunoterapia para el tratamiento de una variedad de enfermedades
humanas. Las células T específicas para antígenos pueden
multiplicarse in vitro para el uso en inmunoterapia celular
adoptiva en el que infusiones de células T han demostrado tener
reactividad antitumoral en un huésped con tumor. La inmunoterapia
adoptiva también se ha usado para tratar infecciones virales en
individuos inmunocomprometidos.
Las técnicas para multiplicar células T in
vitro se han apoyado en el uso de células accesorias y factores
de crecimiento exógenos, tales como IL-2. Se sabe
que el uso de IL-2 y, por ejemplo, un anticuerpo
anti-CD3 para estimular la proliferación de células
T expande la subpoblación CD8^{+} de células T. La necesidad de
tener células presentadoras de antígenos emparejadas con CPH como
células accesorias supone un problema importante para los sistemas
de cultivo a largo plazo. Las células presentadoras de antígenos
tienen una vida relativamente corta. Por lo tanto, en un sistema de
cultivo a largo plazo, las células presentadoras de antígenos tienen
que obtenerse continuamente de una fuente y reponerse. La necesidad
de tener una fuente renovable de células accesorias representa un
problema en el tratamiento de inmunodeficiencias en el que las
células accesorias están afectadas. Además, al tratar una infección
viral, las células accesorias que pueden llevar el virus pueden
contaminar la población entera de células T durante el cultivo a
largo plazo. Un método de cultivo alternativo in vitro de
clonar y multiplicar las células T humanas en ausencia de un factor
de crecimiento exógeno y las células accesorias supondría un
beneficio significativo.
La presente invención se refiere a un método
in vitro para inducir una población de células T a
proliferar, que comprende poner una población de células T en
contacto con una superficie sólida sobre la que se ha inmovilizado
directamente:
- (a)
- Un primer agente que proporciona una señal de activación principal a las células T, lo que activa las células T; y
- (b)
- Un segundo agente que estimula una molécula accesoria en la superficie de las células T, estimulando las células T activadas, con lo que el primer y segundo agentes inducen la proliferación de las células T.
Por tanto, la presente invención se refiere a
métodos para la inducción selectiva ex vivo de la expansión
de una población de células T en ausencia de factores de crecimiento
exógenos, tales como linfoquinas, y células accesorias. Además, la
proliferación de células T puede inducirse sin la necesidad de
antígenos, con lo que se proporciona una población de células T
expandida que es policlonal con respecto a la reactividad de los
antígenos. El método proporciona la proliferación sostenida de una
población seleccionada de células T CD4^{+} o CD8^{+} durante un
periodo de tiempo para aumentar en varias veces el número de estas
células con respecto a la población original de células T.
Según el método de la invención, se induce una
población de células T a proliferar activando las células T y
estimulando una molécula accesoria en la superficie de las células T
con un ligando que se une a la molécula accesoria. La activación de
una población de células T se consigue haciendo que las células T
contacten con un primer agente que estimula una señal asociada con
el complejo RCT/CD3 en las células T. La estimulación de la señal
asociada con el complejo RCT/CD3 en una célula T se consigue o
mediante la ligación del complejo del receptor de la célula T con
RCT/CD3 o la proteína de superficie CD2, o mediante la estimulación
directa de vías de señalización acopladas al receptor. Por tanto, un
anticuerpo anti-CD3, un anticuerpo
anti-CD2, o un activador de proteína quinasa C junto
con un ionoforo de calcio se utiliza para activar una población de
células T.
Para inducir la proliferación, una población
activada de células T se hace contactar con un segundo agente que
estimula una molécula accesoria en la superficie de las células T.
Por ejemplo, una población de células T CD4^{+} puede estimularse
para proliferar con un anticuerpo anti-CD28 dirigido
contra la molécula CD28 en la superficie de las células T. La
proliferación de una población de células T CD8^{+} se consigue
mediante el uso de un anticuerpo monoclonal ES5.2D8, que se une a
una molécula accesoria con un peso molecular de aproximadamente 27
kD presente en las células T activadas. Alternativamente, la
proliferación de una población activada de células T puede inducirse
mediante la estimulación de una o más señales intracelulares que
resultan de la ligación de una molécula accesoria, tal como
CD28.
Después de la activación y estimulación de una
molécula accesoria en la superficie de las células T, se vigila el
progreso de la proliferación de las células T en respuesta a una
exposición continua al ligando u otro agente que actúe de forma
intracelular para estimular una vía mediada por la molécula
accesoria. Cuando la velocidad de proliferación de células T se
reduce, se reactivan y se reestimulan las células T, por ejemplo,
con anticuerpos anti-CD3 adicionales y un ligando
coestimulador, para inducir aún más la proliferación. En una
realización, la velocidad de la proliferación de las células T se
vigila examinando el tamaño de las células. Alternativamente, la
proliferación de las células T se vigila llevando a cabo un ensayo
para detectar la expresión de moléculas de superficie celular en
respuesta a la exposición al ligando u otro agente, tal como
B7-1 o B7-2. La vigilancia y
reestimulación de las células T pueden repetirse con tal de
conseguir una proliferación sostenida para producir una población de
células T con un aumento en el número desde aproximadamente 100
veces hasta aproximadamente 100.000 veces con respecto a la
población original de
células T.
células T.
El método de la invención puede usarse para
expandir poblaciones seleccionadas de células T para usar en el
tratamiento de enfermedades infecciosas o del cáncer. La población
resultante de células T puede transducirse genéticamente y usarse
para la inmunoterapia o puede usarse para el análisis in
vitro de agentes infecciosos tales como el VIH. La proliferación
de una población de células CD4^{+} obtenidas de un individuo
infectado con VIH puede conseguirse y las células pueden hacerse
resistentes a la infección por el VIH. Después de la expansión de
una población de células T a unos niveles suficientes, las células T
expandidas se reintroducen en el individuo. Asimismo, una población
de linfocitos infiltrantes de tumores puede obtenerse de un
individuo afectado con cáncer y las células T pueden estimularse
para proliferar hasta un número suficiente y luego se reintroducen
en el individuo. Además, los sobrenadantes de los cultivos de
células T expandidas de acuerdo con el método de la invención son
una fuente rica de citoquinas y pueden usarse para sostener las
células T in vivo o ex vivo.
La figura 1 representa las curvas de crecimiento
in vitro de células T CD4^{+} de sangre periférica en
respuesta al cultivo con un anticuerpo anti-CD3 e
interleuquina-2 (IL-2) (\bullet -
\bullet), un anticuerpo anti-CD3 y un anticuerpo
anti-CD28 mAb 9.3 (\lozenge - \lozenge), o PHA
solo (\Delta - \Delta).
La figura 2 representa la curva de crecimiento de
células T CD4^{+} de sangre periférica cultivadas en suero fetal
bovino y bien un anticuerpo anti-CD3 e
interleuquina-2 (IL-2) (\bullet -
\bullet), o bien un anticuerpo anti-CD3 y un
anticuerpo anti-CD28 mAb 9.3 (\lozenge -
\lozenge).
La figura 3 representa las curvas de crecimiento
de células T de sangre periférica CD4^{+} cultivadas en presencia
del ácido de forbol miristato (AFM) e ionomicina con o sin
IL-2, o con o sin un anticuerpo
anti-CD28, mAb 9.3. Los símbolos son los siguientes:
AFM e ionomicina (P+I) se representan con (\blacksquare); AFM,
ionomicina y IL-2 (P+I+IL-2) se
representan con (\bullet); y AFM, ionomicina y anticuerpos
anti-CD28 (P+I+9.3) se representan con
(\blacklozenge).
La figura 4 es una representación esquemática de
la expansión selectiva de células T CD4^{+} después de la
estimulación con CD28 en comparación con la estimulación de células
T con IL-2.
La figura 5 representa el análisis activado por
fluorescencia para clasificación de células (AFCC) en que se tiñen
las células después de su aislamiento (día 0, figuras
5A-1 a 5A-4), o después de 26 días
de cultivo bien con estimulación con CD3^{+} CD28 (figuras
5B-1 a 5B-4) o con estimulación con
CD3^{+} IL-2 (figuras 5C-1 a
5C-4), con anti-CD3, CD4, CD8
conjugado con ficoeritrina o con un anticuerpo monoclonal IgG2a
control y con la fluorescencia cuantificada con un citómetro de
flujo.
La figura 6 muestra el análisis AFCC del
anticuerpo monoclonal EX5.3D10, representando la reactividad con
CD28 en comparición con un anticuerpo monoclonal
anti-CD28 9.3. Se ensayaron con las siguientes
líneas celulares: figuras 6A-1 a
6A-3, células CHO-DG44 no
transfectadas; figuras 6B-1 a 6B-3,
células CHO-HH; figuras 6C-1 a
6C-3, linfocitos de sangre periférica no activados;
y figuras 6D-1 a 6D-3, células
Jurkat número 7.
La figura 7 muestra el análisis AFCC del
anticuerpo monoclonal ES5.2D8, representando la reactividad de unión
con las siguientes líneas celulares: figuras 7A-1 y
7A-2, células CHO-DG44; figuras
7B-1 y 7B-2, células
CHO-105A; figura 7C, linfocitos de sangre periférica
no activados (hPBLs); y figura 7D, linfocitos de sangre periférica
activados con AFM.
La figura 8 es una fotografía que representa el
análisis de inmunoprecipitación de lisatos de detergente de células
T humanas activadas con marcado en la superficie celular, que indica
que el anticuerpo monoclonal ES5.2D8 reacciona con una proteína de
superficie celular de 27 kD.
La figura 9 representa los aumentos en el volumen
celular medio de las células T CD4^{+} después de la estimulación
(S1, S2, S3, S4, S5 y S6) con un anticuerpo monoclonal
anti-CD3 y un anticuerpo monoclonal
anti-CD28 a lo largo de los días de cultivo.
La figura 10 representa la expresión cíclica de
B7-1 en la superficie de células T CD4^{+} después
de la estimulación (S1, S2, S3, S4, S5 y S6) con un anticuerpo
monoclonal anti-CD3 y un anticuerpo monoclonal
anti-CD28 a lo largo de los días de cultivo.
La figura 11 es un gráfico que representa la
cantidad de IL-2 producido por las células T
CD4^{+} después de la estimulación con un anticuerpo monoclonal
anti-CD3 y un anticuerpo monoclonal
anti-CD28 o IL-2 a lo largo de los
días de cultivo.
La figura 12 es un gráfico de barras que
representa la cantidad del factor estimulador de colonias de
granulocitos-macrófagos (GM-CSF)
producidos por las células T CD4^{+} después de la estimulación
con un anticuerpo monoclonal anti-CD3 y un
anticuerpo monoclonal anti-CD28 o
IL-2 a lo largo de los días de cultivo.
La figura 13 es un gráfico de barras que
representa la cantidad del factor de necrosis tumoral (TNF)
producido por las células T CD4^{+} después de la estimulación con
un anticuerpo monoclonal anti-CD3 y un anticuerpo
monoclonal anti-CD28 o IL-2 a lo
largo de los días de cultivo.
La figura 14 es un gráfico de barras que
representa la diversidad de receptores de células T (RCT) en células
T CD4^{+} después de la estimulación con un anticuerpo monoclonal
anti-CD3 y un anticuerpo monoclonal
anti-CD28 a día 1 y a día 24 de cultivo.
La figura 15 representa la tinción de la
superficie celular de las células T CD4^{+} obtenidas de un
individuo VIH seronegativo después de la estimulación (S1, S2, S3)
con un anticuerpo monoclonal anti-CD3 y un
anticuerpo monoclonal anti-CD28 a lo largo de los
días de cultivo.
La figura 16 representa la tinción de la
superficie celular de las células T CD4^{+} obtenidas de un
individuo VIH seropositivo después de la estimulación (S1, S2, S3)
con un anticuerpo monoclonal anti-CD3 y un
anticuerpo monoclonal anti-CD28 a lo largo de los
días de cultivo.
La figura 17 representa la expansión de células T
CD28^{+} después de la estimulación con un anticuerpo monoclonal
anti-CD3 y un anticuerpo monoclonal ES5.2D8 en el
día 4 y en el día 7 de cultivo.
Los métodos de esta invención permiten la
estimulación selectiva de una población de células T para proliferar
y expandir in vitro a niveles significativos en ausencia de
factores de crecimiento exógenos o células accesorias. La
interacción entre el complejo de receptor de células T (RCT)/CD3 y
el antígeno presentado en conjunción con moléculas de clase I o
clase II del complejo de histocompatibilidad principal (CPH) en una
célula presentadora de antígenos inicia una serie de acontecimientos
bioquímicos denominados la activación de células T específica para
antígenos. El término "activación de células T" se emplea en la
presente memoria para definir un estado en el que la respuesta de
una célula T se ha iniciado o activado mediante una señal principal,
por ejemplo, mediante el complejo RCT/CD3, pero dicho estado no se
debe necesariamente a una interacción con una proteína antigénica.
Una célula T se activa si ha recibido un acontecimiento de
señalización principal que inicia una respuesta inmunológica de la
célula T.
La activación de células T puede conseguirse
mediante la estimulación del complejo de la célula T RCT/CD3 o
mediante la estimulación de la proteína de superficie CD2. Un
anticuerpo monoclonal anti-CD3 puede usarse para
activar una población de células T mediante el complejo RCT/CD3.
Aunque varios anticuerpos monoclonales anti-CD3
humanos están disponibles comercialmente, se prefiere OKT3 preparado
de células hibridomas obtenidas de la Colección Americana de
Cultivos Tipo o el anticuerpo monoclonal G19-4.
Asimismo, la unión de un anticuerpo anti-CD2
activará las células T. Se conoce y se dispone de formas
estimuladoras de los anticuerpos anti-CD2. La
estimulación mediante CD2 con anticuerpos anti-CD2
se consigue típicamente con una combinación de al menos dos
anticuerpos anti-CD2 distintos. Las combinaciones
estimuladoras de anticuerpos anti-CD2 que se han
descrito incluyen los siguientes: el anticuerpo T11.3 en combinación
con el anticuerpo T11.1 o T11.2 (Meuer, S.C. et al. (1984)
Cell 36: 897-906) y el anticuerpo 9.6
(que reconoce el mismo epitopo que el T11.1) en combinación con un
anticuerpo 9-1 (Yang, S.Y. et al. (1986)
J. Immunol. 137: 1097-1100). Pueden
utilizarse también otros anticuerpos que unen a los mismos epitopos
que cualquiera de los anticuerpos descritos anteriormente.
Anticuerpos adicionales, o combinaciones de anticuerpos, pueden
prepararse e identificarse mediante técnicas estándares.
Aunque la estimulación del complejo RCT/CD3 o la
molécula CD2 es necesaria para hacer llegar una señal principal de
activación a la célula T, un número de moléculas en la superficie de
las células T, denominadas moléculas accesorias o coestimuladoras,
se han implicado en la regulación de la transición de una célula T
en reposo a transformación en un blasto, con la consiguiente
proliferación y diferenciación. De este modo, además de la señal
principal de activación proporcionada a través del complejo RCT/CD3,
la inducción de respuestas de células T requiere una segunda señal
coestimuladora. Se cree que una molécula coestimuladora o accesoria,
CD28, inicia o regula una vía de transducción de señal que es
distinta a las estimuladas por el complejo RCT.
De acuerdo con esto, para inducir la
proliferación de una población activada de células T (es decir, una
población de células T que ha recibido una señal principal de
activación) en ausencia de factores de crecimiento exógenos o
células accesorias, una molécula accesoria en la superficie de la
célula T, tal como CD28, se estimula con el ligando que une la
molécula accesoria o con un agente que actúe de forma intracelular
para estimular una señal en la célula T mediada por la unión de una
molécula accesoria. En una realización, la estimulación de una
molécula accesoria CD28 se consigue haciendo contactar una población
de células T activadas con un ligando que une CD28. La activación de
células T con, por ejemplo, un anticuerpo anti-CD3 y
la estimulación de una molécula accesoria CD28 resulta en la
proliferación selectiva de células T CD4^{+}. Un anticuerpo
monoclonal CD28 o un fragmento del mismo capaz de entrelazar con la
molécula CD28, o un ligando natural de CD28 (por ejemplo, un miembro
de la familia B7 de proteínas, tal como B7-1 (CD80)
y B7-2 (CD86) (Freedman, A.S. et al. (1987)
J. Immunol. 137: 3260-3267; Freeman,
G.J. et al. (1989) J. Immunol. 143:
2714-2722; Freeman, G.J. et al. (1991) J.
Exp. Med. 174: 625-631; Freeman, G.J.
et al. (1993) Science 262:
909-911; Azuma, M. et al., (1993)
Nature 366: 76-79; Freeman G.J. et
al. (1993) J. Exp. Med. 178:
2185-2192)) pueden usarse para inducir la
estimulación de la molécula CD28. Además, la unión de homólogos de
un ligando natural, bien nativo o sintetizado mediante una técnica
química o recombinante, puede utilizarse también de acuerdo con la
invención. Los ligandos útiles para la estimulación de una molécula
accesoria son, de acuerdo con la presente invención, inmovilizados
directamente en una superficie sólida. Anticuerpos
anti-CD28 o fragmentos del mismo útiles para
estimular la proliferación de células T CD4^{+} incluyen el
anticuerpo monoclonal 9.3, un anticuerpo IgG2a (Dr Jeffery
Ledbetter, Bristol Myers Squibb Corporation, Seattle, WA), un
anticuerpo monoclonal KOLT-2, un anticuerpo IgG1,
15E8, un anticuerpo IgG1, 248.23.2, un anticuerpo IgM, y EX5.3D10,
un anticuerpo IgG2a.
Un anticuerpo anti-CD28 preferido
es el anticuerpo monoclonal 9.3 o EX5.3D10. El anticuerpo monoclonal
EX5.3D10 se produce mediante la inmunización de un ratón Balb/c con
células de ovario de hámster chino (CHO) transfectadas con el gen
humano de CD28 (denominado CHO-hh). Hibridomas de la
fusión se seleccionaron mediante un cribado ELISA de células enteras
utilizando transfectantes CD28 (leucemia T humana) designados Jurkat
#7. Una confirmación adicional de la reactividad del anticuerpo
monoclonal EX5.3D10 con CD28 se obtuvo mediante un análisis activado
por fluorescencia para clasificación de células (AFCC) en que se
ensayó en paralelo con el anticuerpo monoclonal 9.3 (figura 6).
Ningún anticuerpo unido a las células CHO-DG44 no
transfectadas ni sus perfiles de unión fueron casi idénticos respeto
a las dos líneas transfectantes de CD28, CHO-hh y
Jurkat #7, así como respeto a linfocitos normales de sangre
periférica humana. Un hibridoma que produce el anticuerpo monoclonal
EX5.3D10 se ha depositado con la Colección Americana de Cultivos
Tipo el 4 de junio de 1993, con número ATCC de depósito HB11373.
En otra realización de la invención, una
población activada de células T CD4^{+} se estimula para
proliferar haciendo contacto entre células T y un agente que actúa
de forma intracelular para estimular una señal en la célula T
mediada por la ligación de una molécula accesoria, tal como CD28. El
término "agente", tal como se emplea aquí, está pensado para
comprender sustancias químicas y otros compuestos farmacéuticos que
estimulan una señal coestimuladora u otra señal en una célula T sin
necesidad de una interacción entre un receptor de superficie de la
célula T y una molécula coestimuladora u otro ligando. Por ejemplo,
el agente puede actuar de forma intracelular para estimular una
señal asociada con la ligación de CD28. En una realización, el
agente es un compuesto no proteínico. Dado que se pretende que el
agente utilizado en el método no involucre el receptor natural:
mecanismo de estimulación del ligando, no se pretende que el término
agente incluya una célula que expresa un ligando natural. Ligandos
naturales para CD28 incluyen miembros de la familia B7 de proteínas,
tales como B7-1 (CD80) y B7-2
(CD86).
Se sabe que la estimulación del receptor de CD28
conduce a la producción de fosfoinositidos en las células T y que la
inhibición de la actividad de fosfatidilinositol
3-quinasa (PI3K) en una célula T puede inhibir
respuestas de las células T, tales como la producción de linfoquinas
y la proliferación celular. Se ha demostrado también que la
fosforilación de proteína tirosina ocurre en células T al ligar CD28
y se ha demostrado que un inhibidor de proteína tirosina quinasa,
herbimicina A, puede inhibir la producción de IL-2
inducida por CD28 (Vandenberghe, P, et al., (1992) J. Exp.
Med. 175: 951-960; Lu Y. et al.
(1992) J. Immunol. 149: 24-29). Por lo
tanto, para expandir de forma selectiva una población de células T
CD4^{+}, la vía mediada por el receptor CD28 puede estimularse
mediante el contacto de las células T con un activador de PI3K o con
un agente que estimula la fosforilación de proteína tirosina en la
célula T, o con ambos. Un activador de PI3K puede identificarse
mediante su capacidad para estimular la producción de al menos un
fosfoinositida D-3 en una célula T. Con el término
"fosfoinositida D-3", se pretende incluir los
derivados de fosfatidilinositol que están fosforilados en la
posición D-3 del anillo de inositol y comprende los
compuestos fosfatidilinositol(-3)-monofosfato
(PtdIns(3)P),
fosfatidilinositol(3,4)-difosfato
(PtInds(3,4)P_{2}) y
fosfatidilinositol(3,4,5)-trifosfato
(PtdIns(3,4,5)P_{3}). Por lo tanto, en presencia de
un activador de PI3K, la cantidad de fosfoinositida
D-3 en la célula T se aumenta con respecto a la
cantidad de fosfoinositida D-3 en la célula T en
ausencia de la sustancia. La producción de fosfoinositidas
D-3 (por ejemplo, PtdIns(3)P,
PtdIns(3,4)P_{2} y/o
PtdIns(3,4,5)P_{3}) en una célula T puede valorarse
con métodos estándares tales como la cromatografía líquida de alta
presión o la cromatografía en capa fina, tal como se ha descrito
anteriormente. Asimismo, la fosforilación de proteína tirosina puede
estimularse en una célula T, por ejemplo, mediante el contacto de
una célula T con un activador de proteína tirosina quinasa, tales
como pervanadato (ver O'Shea, J.J., et al. (1992) Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 89: 10306-103101; y
Secrist, J.P. (1993) J. Biol. Chem. 268:
5886-5893). Como alternativa, la célula T puede
hacerse contactar con un agente que inhibe la actividad de una
proteína tirosina fosfatasa celular, tal como CD45, para aumentar la
cantidad neta de fosforilación de proteína tirosina en la célula T.
Cualquiera de estos agentes puede usarse para expandir una población
activada de células T CD4^{+} de acuerdo con los métodos aquí
descritos.
Para inducir la proliferación y expandir una
población de células T CD8^{+}, una población activada de células
T se estimula con una molécula accesoria de 27 kD que se encuentra
en la superficie de las células T activadas y que es reconocida por
el anticuerpo monoclonal ES5.2D8. Tal como se describe en el ejemplo
9, una población de células T CD8^{+} se expandió de forma
preferencial mediante la estimulación con un anticuerpo monoclonal
anti-CD3 y el anticuerpo monoclonal ES5.2D8. El
anticuerpo monoclonal ES5.2D8 se produjo mediante la inmunización de
ratones con linfocitos activados de sangre humana y se potenció con
la proteína recombinante humana CTLA4 producida en E. Coli.
El anticuerpo monoclonal ES5.2D8 es del isotipo IgG2b y se une
específicamente a células transfectadas con CTLA4 humano. Hibridomas
que producen anticuerpos específicos para CTLA-4
fueron identificados mediante un cribado ELISA usando la proteína
humana CTLA4 y también mediante AFCC diferencial usando células
CHO-DG44 salvajes contra células
CHO-105a, que se transfectan con el gen humano de
CTLA4. Tal como se indica en la figura 7, el clon ES5.2D8 reacciona
fuertemente tanto con las células T humanas activadas como con las
células CHO-105A pero no con las células
CHO-DCA4, lo que indica que sí se une a CTLA4. La
inmunoprecipitación de lisados de detergente de células T humanas
activadas con marcaje en la superficie mostró que ES5.2D8 reacciona
también con una proteína de superficie celular de 27 kD (figura 8).
El 4 de junio de 1993, un hibridoma que produce el anticuerpo
monoclonal ES5.2D8 se depositó con la Colección Americana de
Cultivos Tipo con número de depósito ATCC HB11374.
De acuerdo con esto, para expandir una población
de células T CD8^{+}, se puede usar un anticuerpo tal como un
anticuerpo monoclonal ES5.2D8, u otro anticuerpo que reconoce el
mismo ligando de 27 kD que el anticuerpo monoclonal ES5.2D8. Tal
como se describe en el ejemplo 10, el epitopo reconocido por el
anticuerpo monoclonal ES5.2D8 se identificó mediante el cribado de
una biblioteca de visualización de fagos (PDL). Anticuerpos que unen
al mismo epitopo que el anticuerpo monoclonal ES5.2D8 están dentro
del alcance de la invención. Se pueden producir dichos anticuerpos
mediante la inmunización con un fragmento de péptido, incluido el
epitopo, o con un antígeno nativo de 27 kD. El término
"epitopo" se emplea aquí para referirse a la porción realmente
estructural del antígeno que se une inmunológicamente mediante un
sitio de combinación del anticuerpo. El término se emplea de forma
intercambiable también con "determinante antigénico". Un
epitopo preferido que es unido por el anticuerpo u otro ligando que
se utiliza para estimular una población de células T CD8^{+}
incluye o contiene una secuencia de aminoácidos:
- (Xaa_{1})_{n}-Gly-Xaa_{2}-Trp-Leu-Xaa_{3}-Xaa_{4}-Asp(Glu)-(Xaa_{5})_{n} (SEC ID NÚM.: 5),
en donde Xaa_{4} puede o no puede
estar presente, Xaa_{1}, Xaa_{2}, Xaa_{3}, Xaa_{4} y
Xaa_{5} son cualquier residuo de aminoácido y n =
0-20, más preferiblemente, n = 0-10,
y más preferiblemente aún, n = 0-5, y para lo más
preferido, n = 0-3. En una realización preferida,
Xaa_{2} es Cys o Ile, Xaa_{3} es Leu o Arg y Xaa_{4}, si está
presente, es Arg o Pro. Típicamente, Xaa_{1} y Xaa_{4} son
residuos de aminoácido encontrados en el lado bien amino o bien
carboxi, o bien tanto el lado amino como el lado carboxi, del núcleo
del epitopo en la proteína nativa de 27 kD. Los expertos en la
materia reconocerán que en la proteína nativa, residuos de
aminoácidos adicionales no contiguos pueden contribuir también al
epitopo conformacional reconocido por el anticuerpo. Pueden crearse
péptidos sintéticos que comprenden el epitopo que incluye otros
residuos de aminoácidos flanqueando los siete residuos de
aminoácidos centrales (es decir, como alternativa, Xaa puede ser
otros residuos de aminoácidos distintos a los encontrados en la
proteína nativa). Estos residuos de aminoácidos flanqueadores pueden
funcionar para alterar las propiedades del péptido resultante, por
ejemplo, para aumentar la solubilidad, potenciar la inmunogenicidad,
o promocionar la dimerización del péptido resultante. Cuando el
péptido se usa como un inmunógeno, uno o más aminoácidos con carga
eléctrica (es decir, lisina, arginina) pueden incluirse para
aumentar la solubilidad del péptido y/o potenciar la inmunogenicidad
del péptido. Como alternativa, residuos de cisteína pueden incluirse
para aumentar la dimerización del péptido
resultante.
Otras realizaciones de la invención se refieren a
la expansión de una población de células T CD8^{+} mediante el uso
de un agente que actúa de forma intracelular para estimular una
señal en la célula T mediada por la ligación de una proteína de 27
kD. Tal como se emplea aquí, el término "agente" comprende
sustancias químicas y otros compuestos farmacéuticos que estimulan
una señal en una célula T sin necesitar una interacción entre un
receptor de superficie de una célula T y un ligando. Por lo tanto,
este agente no se une a la porción extracelular de la proteína de 27
kD sino imita o induce una señal intracelular (por ejemplo, un
segundo mensajero) asociada con la ligación de una proteína mediante
un ligando apropiado. Los ligandos aquí descritos (por ejemplo, el
anticuerpo monoclonal ES5.2D8) pueden utilizarse para identificar
una(s) señal(es) intracelular(es)
asociada(s) con la expansión de células T mediada por el
contacto de la proteína de 27 kD con un ligando apropiado (tal como
se describe en los ejemplos) con la determinación de la señalización
intracelular resultante que ocurre (por ejemplo, la fosforilación de
proteína tirosina, el influjo de calcio, la activación de
serina/treonina y/o tirosina quinasas, el metabolismo de fosfatidil
inositol, etc.). A continuación, un agente que potencia una señal
intracelular asociada con la proteína de 27 kD puede utilizarse para
expandir las células T CD8^{+}. Como alternativa, agentes (por
ejemplo, moléculas pequeñas, fármacos, etc.) pueden cribarse para su
capacidad de potenciar la expansión de células T con un sistema tal
como el descrito en los ejemplos.
En otro aspecto adicional de la invención, se
proporcionan métodos para la expansión de una población de células T
específicos para antígenos. Para producir una población de células T
específicas para antígenos, las células T se hacen contactar con un
antígeno en una forma apropiada para inducir una señal principal de
activación en la célula T, es decir, el antígeno se presenta a la
célula T de tal forma que se inicie una señal en la célula T
mediante el complejo RCT/CD3. Por ejemplo, el antígeno puede
presentarse a la célula T mediante una célula presentadora de
antígenos en conjunción con una molécula CPH. Una célula
presentadora de antígenos tal como una célula B, macrófago,
monocito, célula dendrítica, célula de Langerhan, u otra célula que
puede presentar un antígeno a la célula T, puede incubarse con la
célula T en presencia de un antígeno (por ejemplo, un antígeno
soluble) tal que la célula presentadora de antígenos presente el
antígeno a la célula T. Como alternativa, una célula que expresa un
antígeno de interés puede incubarse junta con una célula T. Por
ejemplo, un célula tumoral que expresa antígenos asociados con
tumores puede incubarse junto con una célula T para inducir una
respuesta específica para el tumor. Asimismo, una célula infectada
con un patógeno, por ejemplo, un virus, que presenta los antígenos
del patógeno, puede incubarse con la célula T. Después de la
activación específica de una población de células T, las células
pueden expandirse más, de acuerdo con los métodos descritos en la
invención. Por ejemplo, después de establecer la especificidad de
antígenos, las células T pueden expandirse mediante el cultivo de un
anticuerpo anti-CD3 y un anticuerpo
anti-CD28, de acuerdo con los métodos aquí
descritos.
El término "anticuerpo" tal como se emplea
en este documento se refiere a moléculas de inmunoglobulina y
porciones inmunológicamente activas de las moléculas de
inmunoglobulina, es decir, a moléculas que contienen un sitio de
unión de antígenos que une específicamente (inmunorreacciona con) un
antígeno, tal como CD3, CD28. Estructuralmente, el anticuerpo más
sencillo encontrado en la naturaleza (es decir, IgG) comprende
cuadro cadenas de polipéptidos, dos cadenas largas (H) y dos cadenas
cortas (L), enlazadas entre sí mediante puentes de disulfido. Se ha
demostrado que la función de unión de antígenos de un anticuerpo
puede llevarse a cabo con fragmentos de un anticuerpo encontrado en
la naturaleza. Por lo tanto, se pretende que estos fragmentos que
unen el antígeno se describan también con el término
"anticuerpo". Ejemplos de fragmentos de unión comprendidos por
el término anticuerpo incluyen (i) un fragmento Fab que consiste en
dominios VL, VH, CL y CH1; (ii) un fragmento Fd que consiste en los
dominios VH y CH1; (iii) un fragmento Fv que consiste en los
dominios VL y VH de un solo brazo de un anticuerpo, (iv) un
fragmento dAb (Ward et al., (1989) Nature 341;
544-546) que consiste de un dominio VH; (v) una
región determinante complementaria (CDR) aislada; y (vi) un
fragmento F(ab')_{2}, un fragmento bivalente que comprende
dos fragmentos Fab enlazados con un puente disulfido en la región
bisagra. Además, aunque los dos dominios del fragmento Fv se
codifican con genes diferentes, puede crearse un enlazador sintético
que permita que se produzcan como una sola cadena de proteína
(conocida como Fv de una sola cadena (seFv); Bird et al.
(1988) Science 242: 423-426; y Huston
et al. (1988) PNAS 85:
5879-5883) mediante métodos recombinantes. Estos
anticuerpos de una sola cadena también están dentro del alcance del
término "anticuerpo". Fragmentos preferidos de anticuerpos para
el uso en la expansión de células T son los que son capaces de
entrelazarse con su antígeno diana, por ejemplo, fragmentos
bivalentes como los fragmentos F(ab')_{2}. De forma
alternativa, un fragmento de anticuerpo que no se entrelaza él mismo
con su antígeno diana (por ejemplo, un fragmento Fab) puede usarse
en conjunción con un anticuerpo secundario que sirve para
entrelazarse con el fragmento de anticuerpo, con lo que el antígeno
diana está entrelazado. Los anticuerpos pueden fragmentarse mediante
técnicas convencionales tales como las aquí descritas y los
fragmentos pueden cribarse para posible utilidad de la misma manera
que se ha descrito para anticuerpos enteros. Se pretende además que
un anticuerpo de la invención incluya moléculas biespecíficas y
quiméricas con la porción deseada de unión (por ejemplo, CD28).
La expresión "una especificad de unión deseada
para un epitopo", junto con la expresión más general "un sitio
de unión de antígenos que unen específicamente (inmunorreacciona
con)" se refiere a la capacidad de anticuerpos individuales de
inmunorreaccionar específicamente con una molécula de superficie de
la célula T, por ejemplo, CD28. Es decir, se refiere a una reacción
de unión no aleatoria entre una molécula de anticuerpo y un
determinante antigénico de la molécula de la superficie de la célula
T. La especificidad de unión deseada se determina típicamente con el
punto de referencia de la capacidad del anticuerpo para unirse
diferencialmente a la molécula de superficie de la célula T y a un
antígeno no relacionado, y por lo tanto, de distinguir entre dos
antígenos distintos, especialmente cuando los dos antígenos tienen
epitopos únicos. Se refiere a un anticuerpo que une específicamente
a un epitopo particular como un "anticuerpo específico".
Un "sitio de combinación del anticuerpo",
tal como se emplea aquí, se refiere a la porción estructural de una
molécula de anticuerpo que comprende regiones de cadena larga
variable y de cadena corta hipervariable que une específicamente
(inmunorreaccionan con) el antígeno. El término
"inmunorreaccionar" o "reactivo con" en sus varias formas
se utiliza aquí para referirse a la unión entre una molécula que
contiene un determinante antigénico y una molécula que contiene un
sitio de combinación del anticuerpo tal como una molécula de
anticuerpo entero o una porción del mismo.
Según la presente invención, el anticuerpo
anti-CD3 se inmoviliza directamente en la superficie
de la fase sólida (por ejemplo, perlas). Un anticuerpo puede
inmovilizarse directamente o indirectamente mediante, por ejemplo,
un anticuerpo secundario, una superficie sólida, tal como un matraz
para el cultivo de tejido o una perla. Como una realización
ilustrativa, se describe a continuación un protocolo para la
inmovilización de un anticuerpo anti-CD3 en perlas.
Debe tenerse en cuenta que el mismo protocolo puede utilizarse para
inmovilizar otros anticuerpos o fragmentos de los mismos (por
ejemplo, un anticuerpo anti-CD28) en perlas.
- A)
- Se incuba BioMag IgG anti-ratón de cabra (Advanced Magetics, Inc., número de catálogo 8-4340D) con al menos 200 \mug de OKT-3 por cada 5 x 10^{8} partículas magnéticas en PBS durante 1 hora a 5ºC.
- B)
- Las partículas se lavan tres veces en PBS con la ayuda de una unidad magnética de separación.
- Nota: Advanced Magetics tiene también un anti-CD3 humano directamente conjugado (número de catálogo 8-4703N) que inducirá la estimulación de células T.
- A)
- Se incuban 1 x 10^{6} células (PBMC) en PBS con 10 \mug/ml de OKT-3 durante 15 minutos a temperatura ambiente.
- B)
- Las células se lavan dos veces con PBS.
- A)
- Las PBMC marcadas en la superficie con OKT-3 se cultivan con IgG anti-ratón de cabra (ver arriba) a una perla por célula después de una incubación de 30 minutos a 20ºC con agitación suave.
- B)
- Las perlas de IgG anti-ratón de cabra a las que previamente se había absorbido OKT-3 se incuban con PBMC (1:1) durante 30 minutos a 20ºC con agitación suave y se cultivan.
- Lo mismo que antes (la parte III) salvo que la relación de perlas a células se aumenta a 20:1 en vez de 1:1.
Para aplicar el método de la invención, la fuente
de células T se obtiene de un sujeto. Con el término sujeto, se
pretende incluir organismos vivos en los que se puede conseguir una
respuesta inmunológica, por ejemplo, mamíferos. Ejemplos de sujetos
incluyen humanos, perros, gatos, ratones, ratas, y especies
transgénicas de los mismos. Las células T pueden obtenerse de una
variedad de fuentes que incluyen leucocitos de sangre periférica,
médula ósea, tejido de nódulos linfáticos, tejido esplénico, y
tumores. Preferiblemente, los leucocitos de sangre periférica se
obtienen de un individuo mediante leucoferesis. Para aislar las
células T de los leucocitos de sangre periférica, puede ser
necesario lisar los glóbulos rojos y separar los leucocitos de
sangre periférica de los monocitos mediante una centrifugación a
través de un gradiente PERCOLL^{TM}, por ejemplo. Una subpoblación
de células T, tales como células T CD4^{+} o CD8^{+}, pueden
aislarse más mediante técnicas de selección positiva o negativa. Por
ejemplo, la selección negativa de una población de células T puede
llevarse a cabo con una combinación de anticuerpos dirigidos contra
los marcadores de superficie que son únicos para las células
negativamente seleccionadas. Un método preferido es la clasificación
de células mediante inmunoadherencia magnética negativa que utiliza
una mezcla de anticuerpos monoclonales dirigidos contra los
marcadores celulares de superficie presentes en las células
negativamente seleccionadas. Por ejemplo, para aislar células
CD4^{+}, una mezcla de anticuerpos monoclonales típicamente
incluye anticuerpos para CD14, CD20, CD11b, CD16,
HLA-DR, y CD8. Mezclas adicionales de anticuerpos se
proporcionan en la tabla 1.
El proceso de selección negativa resulta en una
población esencialmente homogénea de células T CD4^{+} o
CD8^{+}. Las células pueden activarse tal como se describe aquí,
por ejemplo mediante el contacto con un anticuerpo
anti-CD3 inmovilizado en una superficie de fase
sólida o un anticuerpo anti-CD2. Para estimular una
molécula accesoria en la superficie de las células T, se utiliza un
ligando que une la molécula accesoria. Por ejemplo, una población de
células CD4^{+} puede contactarse con un anticuerpo
anti-CD3 y un anticuerpo anti-CD28,
en condiciones apropiadas para estimular la proliferación de las
células T. Asimismo, para estimular la proliferación de células T
CD8^{+}, puede usarse un anticuerpo anti-CD3 y un
anticuerpo monoclonal ES5.2D8. Las condiciones indicadas para el
cultivo de las células T incluyen un medio apropiado (por ejemplo,
el medio mínimo esencial o el medio RPMI 1640) que puede contener
factores necesarios para la proliferación y viabilidad, entre otros
el suero animal (por ejemplo, suero fetal bovino) y antibióticos
(por ejemplo, penicilina estreptomicina). Las células T se mantienen
en condiciones necesarias para sostener el crecimiento, por ejemplo
a una temperatura indicada (por ejemplo, 37ºC) y bajo una atmósfera
indicada (por ejemplo, aire más 5% CO_{2}).
Para mantener la estimulación a largo plazo de
una población de células T después de la activación y estimulación
inicial, es preciso separar las células T del estímulo de activación
(por ejemplo, el anticuerpo anti-CD3) después de un
periodo de exposición. Las células T se mantienen en contacto con el
ligando co-estimulador durante todo el periodo de
cultivo. La velocidad de proliferación de las células T se vigila
regularmente (por ejemplo, a diario) determinando, por ejemplo, el
tamaño de las células T o midiendo el volumen de dichas células con,
por ejemplo, un contador de Coulter. Una célula T en reposo tiene un
diámetro medio de aproximadamente 6,8 micrones. Después de la
activación y estimulación inicial y en presencia de un ligando
estimulador, para el día 4, el diámetro de la célula T habrá
aumentado a más de 12 micrones y luego se empezará a reducir
aproximadamente en el día 6. Cuando un diámetro medio de las células
T se reduce a aproximadamente 8 micrones, las células T están
reactivadas y reestimuladas para inducir proliferación adicional de
las células T. Como alternativa, la velocidad de la proliferación de
las células T y el tiempo para la reestimulación de las células T
pueden vigilarse mediante un ensayo para la presencia de moléculas
de superficie celular, tales como B7-1 y
B7-2, que se inducen en la superficie de células T
activadas. Tal como se describe en el ejemplo 5, se determinó que
las células T CD4^{+} no expresan inicialmente el receptor
B7-1, y que al cultivarlas, se induce la expresión.
Es más, se encontró que la expresión de B7-1 es
transitoria, y que se pude reinducir con reestimulación repetida con
anti-CD3. De acuerdo con esto, cambios cíclicos en
la expresión de B7-1 pueden utilizarse como una
forma de vigilar la proliferación de células T; donde reducciones en
el nivel de expresión de B7-1 con respecto al nivel
de expresión después de una estimulación inicial o previa o al nivel
de expresión en las células no estimulada indican el tiempo de
reestimulación.
Para inducir la estimulación a largo plazo de una
población de células CD4^{+} o CD8^{+}, puede ser necesario
reactivar o reestimular las células T con un anticuerpo
anti-CD3 y un anticuerpo anti-CD28 o
anticuerpo monoclonal ES5.2D8 varias veces con tal de producir una
población de células CD4^{+} o CD8^{+} con números incrementados
por un factor de aproximadamente 10 veces a 1000 veces con respecto
a la población original de células T. Siguiendo esta metodología, es
posible conseguir aumentos en la población de células T desde
aproximadamente 100 veces hasta aproximadamente 100.000 veces con
respecto a la población inicial de células T en reposo. Además, tal
como se describe en el ejemplo 6, las células T expandidas mediante
el método de la invención secretan altos niveles de citoquinas (por
ejemplo, IL-2, IFN\gamma, IL-4,
GM-CSF y TNF\alpha) a los sobrenadantes de los
cultivos. Por ejemplo, en comparición con la estimulación con
IL-2, células T CD4^{+} expandidas mediante el uso
de co-estimulación de anti-CD3 y
anti-CD28 secretan altos niveles de
GM-CSF y TNF\alpha al medio de cultivo. Estas
citoquinas pueden purificarse del cultivo de sobrenadantes o los
sobrenadantes pueden usarse directamente para mantener las células
en el cultivo. Asimismo, las células T expandidas mediante el método
de la invención junto con el sobrenadante del cultivo y las
citoquinas pueden administrarse para sostener el crecimiento de las
células in vivo. Por ejemplo, en pacientes con tumores, las
células T pueden obtenerse de un individuo, expandirse in
vitro, y la población de células T y el sobrenadante
resultantes, que incluyen citoquinas tales como el TNF\alpha,
pueden readministrarse al paciente con tal de aumentar el
crecimiento de células T in vivo.
Aunque los anticuerpos utilizados en los métodos
descritos en este documento pueden obtenerse fácilmente de fuentes
públicas, tales como la ATCC, los anticuerpos de las moléculas
accesorias de superficie de las células T, el complejo CD3 o CD2
pueden producirse con técnicas estándares. Las metodologías para
generar los anticuerpos para usar en los métodos de la invención se
describen en detalle a continuación.
El término "inmunógeno" se emplea aquí para
describir una composición que contiene un péptido o una proteína
como un principio activo utilizado para la preparación de
anticuerpos contra un antígeno (por ejemplo, CD3, CD28). Cuando un
péptido o una proteína se utiliza para inducir anticuerpos, se
entiende que los péptidos pueden emplearse solos, o enlazados con un
vehículo tal como un conjugado o como un polímero peptídico.
Para generar anticuerpos apropiados, el
inmunógeno debe contener una cantidad inmunológicamente efectiva de
un péptido o una proteína, opcionalmente como un conjugado enlazado
con un vehículo. La cantidad efectiva de péptido por unidad de dosis
depende de, entre otras cosas, la especie de animal que se inocula,
el peso corporal del animal y el régimen de inmunización elegido,
tal como se conoce en el estado de la técnica. La preparación de
inmunógeno típicamente contendrá concentraciones de péptido de
aproximadamente 10 microgramos hasta aproximadamente 500 miligramos
por dosis de inmunización, preferiblemente aproximadamente 50
microgramos hasta aproximadamente 50 miligramos por dosis. Una
preparación de inmunización puede incluir también un adyuvante como
parte del diluente. Adyuvantes tales como el adyuvante completo de
Freund (CFA), el adyuvante incompleto de Freund (IFA) y alumbre son
materiales bien conocidos en el estado de la técnica, y están
disponibles en una variedad de fuentes.
Aquellos expertos en la técnica apreciarán que,
en vez de las formas del antígeno encontradas en la naturaleza (por
ejemplo, CD3, CD28) para inmunización, los péptidos sintéticos
pueden emplearse como alternativa, y se pueden producir anticuerpos
para estos péptidos para el uso en esta invención. Formas tanto
solubles como ancladas en la membrana de la proteína o los
fragmentos peptídicos están indicados para el uso como un inmunógeno
y pueden aislarse también mediante la purificación por
inmunoafinidad. Una forma purificada de proteína, como la que se
puede aislar tal como se ha descrito anteriormente o tal como se
conoce en el estado de la técnica, puede emplearse directamente como
un inmunógeno, o como alternativa, se puede enlazar con un vehículo
proteico indicado mediante técnicas convencionales, que incluyen el
acoplamiento químico y la ingeniería genética con un gen clonado de
la proteína. La proteína purificada puede también estar sujeta a
modificaciones covalentes o no covalentes con materiales no
proteicos tales como lípidos o hidratos de carbono para potenciar la
inmunogenicidad o la solubilidad. Como alternativa, una proteína
purificada puede acoplarse con o incorporarse en una partícula
viral, un virus replicante, u otro microorganismo con tal de
potenciar la inmunogenicidad. La proteína puede, por ejemplo,
sujetarse químicamente a la partícula viral o al microorganismo o a
la porción inmunogénica del mismo.
En una realización ilustrativa, una proteína CD28
purificada, o un fragmento peptídico del mismo (por ejemplo,
producido mediante la técnica de proteolisis limitada o ADN
recombinante) se conjuga con un vehículo que es inmunogénico en
animales. Los vehículos preferidos incluyen las proteínas tales como
las albúminas, las proteínas séricas (por ejemplo, las globulinas y
lipoproteínas), y poliaminoácidos. Ejemplos de proteínas útiles
incluyen albúmina sérica bovina, albúmina sérica de conejo,
tiroglobulina, hemocianina de lapa californiana, ovoalbúmina de
huevo, y gama-globulinas bovinas. Los
poliaminoácidos sintéticos tales como la polilisina o poliarginina
también son vehículos útiles. Con respecto a la sujeción covalente
de la proteína CD28 o de fragmentos peptídicos a un vehículo
inmunogénico apropiado, existe un número de agentes de
entrelazamiento conocidos por los expertos en la técnica, que
incluyen succinimidil
4-(N-maleimidometil)ciclohexano-1-carboxilato
(SMCC), éster de
m-maleimidobenzoil-N-hidroxisuccinimido
(MBS); N-succinimidil
(4-iooacetil)aminobenzoato (SIAB),
succinimidil 4-(p-maleimidofenil)butirato
(SMPB),
1-etil-3-(3-dimetilaminopropil)carbodiimido
(EDC);
4-succinimidil-oxicarbonil-a-metil-a-(2-piridilditio)-tolueno
(SMPT), n-succinimidil
3-(piridilditio)propionato (SPDP), succinimidil
6-[3-(2-piridilditio)propionato]hexanoato
(LC-SPDP).
También puede resultar ventajoso simplemente
inmunizar un animal con células enteras que expresen una proteína de
interés (por ejemplo, CD28) en su superficie. Varias líneas
celulares pueden usarse como inmunógenos para generar anticuerpos
monoclonales de un antígeno que incluyen, pero no se limitan a, las
células T. Por ejemplo, las células T de sangre periférica pueden
obtenerse de un sujeto que expresan CD28 constitutivamente, pero que
pueden activarse in vitro con anticuerpos
anti-CD3, PHA, o AFM. Como alternativa, un clon de
una célula T específica para antígenos (por ejemplo, una célula T
aloreactiva) puede activarse para expresar CD28 mediante la
presentación de un antígeno, junto con una señal
co-estimuladora, a la célula T. Células enteras que
pueden emplearse como inmunógenos para producir anticuerpos
específicos para CD28 también incluyen transfectantes recombinantes.
Por ejemplo, células COS y CHO pueden reconstituirse mediante la
transfección con un ADNc CD28 para producir células que expresan
CD28 en su superficie. Estas células transfectantes pueden luego
emplearse como inmunógenos para producir anticuerpos
anti-CD28. Otros ejemplos de células transfectantes
son conocidas, especialmente células eucarióticas capaces de
glicosilar la proteína CD28, pero cualquier procedimiento que actúe
para expresar los genes de CD28 transfectados en la superficie de la
célula podría usarse para producir el inmunógeno de la célula
entera.
Como alternativa a una célula que expresa el CD28
o una proteína aislada de CD28, fragmentos peptídicos de CD28 u otro
antígeno de superficie como el antígeno de 27 kD pueden emplearse
como inmunógenos para generar anticuerpos. Por ejemplo, el epitopo
unido por el anticuerpo monoclonal ES5.2D8 comprende una secuencia
de aminoácidos:
(Xaa_{1})_{n}-Gly-Xaa_{2}-Trp-Leu-Xaa_{3}-Xaa_{4}-Asp(Glu)-(Xaa_{5})_{n}
(SEC ID Nº: 5), en donde Xaa_{4} puede o no puede estar presente,
Xaa_{1}, Xaa_{2}, Xaa_{3}, Xaa_{4} y Xaa_{5} son cualquier
residuo de aminoácido y n = 0-20, más
preferiblemente, n = 0-10, y más preferiblemente
aún, n = 0-5, y para lo más preferido, n =
0-3. En una realización preferida, Xaa_{2} es Cys
o Ile, Xaa_{3} es Leu o Arg y Xaa_{4}, si está presente, es Arg
o Pro. Por tanto, un péptido que tiene una secuencia de aminoácidos
de SEC Nº: 5 puede emplearse como un inmunógeno. De acuerdo con
esto, la invención también comprende un péptido aislado que
comprende una secuencia de aminoácidos
(Xaa_{1})_{n}-Gly-Xaa_{2}-Trp-Leu-Xaa_{3}-Xaa_{4}-Asp(Glu)-(Xaa_{5})_{n}
(SEC ID Nº: 5), en donde Xaa_{4} puede o no puede estar presente,
Xaa_{1}, Xaa_{2}, Xaa_{3}, Xaa_{4} y Xaa_{5} son cualquier
residuo de aminoácido y n = 0-20, más
preferiblemente, n = 0-10, y más preferiblemente
aún, n = 0-5, y para lo más preferido, n =
0-3. En una realización preferida, Xaa_{2} es Cys
o Ile, Xaa_{3} es Leu o Arg y Xaa_{4}, si presente, es Arg o
Pro. Como alternativa, se ha encontrado que el anticuerpo monoclonal
ES5.2D8 reacciona de forma cruzada con un número de otras secuencias
peptídicas (determinadas mediante tecnología de visualización de
fagos tal como se describe en el ejemplo 3). Ejemplos de estas otras
secuencias se muestran a continuación:
2D8#2 (SEC ID Nº 1) H Q F C D H W G C W L L R
E T H I F T P
2D8#4 (SEC ID Nº 2) H Q F C D H W G C W L L R
E T H I F T P
2D8#10 (SEC ID Nº 3) H Q F C D H W G C W L L R
E T H I F T P
2D8#6 (SEC ID Nº 4) L R L V L E D P G I W L R
P D Y F F P A
Cualquiera de estos péptidos, u otros péptidos
que contienen una región de siete aminoácidos indicados en negrita
(que representan el epitopo unido por el anticuerpo) posiblemente
flanqueados por residuos de aminoácidos alternativos, pueden usarse
también como inmunógenos para producir un anticuerpo para el uso en
los métodos de la invención y están en el alcance de la invención.
Para el uso como inmunógenos, los péptidos pueden modificarse para
aumentar la solubilidad y/o potenciar la inmunogenicidad tal como se
ha descrito anteriormente.
Los anticuerpos policlonales de una proteína
purificada o un fragmento del péptido del mismo pueden generarse
generalmente en animales mediante inyecciones múltiples subcutáneas
(sc) o intraperitoneales (ip) de un inmunógeno apropiado, tal como
el dominio extracelular de la proteína, y un adyuvante. Un antisuero
policlonal puede producirse, por ejemplo, tal como se describe en
Lindsten T. et al. (1993) J. Immunol. 151:
3489-3499. En una realización ilustrativa,
típicamente, los animales se inmunizan contra la proteína, el
péptido o el derivado inmunogénico mediante la combinación de
aproximadamente 1 \mug a 1 mg de proteína con el adyuvante
completo de Freund y la inyección intradermal de la solución en
sitios múltiples. Después de un mes, los animales reciben una
inyección de recuerdo con 1/5 a 1/10 de la cantidad inicial de
inmunógeno en el adyuvante completo de Freund (u otro adyuvante
apropiado) mediante la inyección subcutánea en sitios múltiples.
Después de siete a 14 días, se extrae sangre de los animales y el
suero se ensaya para una fracción anti-proteína o
anti-péptido (por ejemplo, mediante ELISA). Los
animales reciben inyecciones de recuerdo hasta alcanzar una fracción
estable. Además, la adición de agentes tales como alumbre puede
usarse para potenciar la respuesta inmunológica.
Estas poblaciones mamíferas de moléculas de
anticuerpos se denominan "policlonales" porque la población
comprende anticuerpos con inmunoespecifidades y afinidades
diferentes para el antígeno. A continuación, las moléculas de
anticuerpos se recogen del mamífero (por ejemplo, de la sangre) y se
aíslan mediante técnicas conocidas, tales como la cromatografía de
proteína A, para obtener la fracción de IgG. Para potenciar la
especificad del anticuerpo, los anticuerpos pueden purificarse
mediante la cromatografía de inmunoafinidad con inmunógeno sujeto a
fase sólida. Se hace contactar el anticuerpo con el inmunogeno
sujeto a la fase sólida durante un periodo de tiempo suficiente para
que el inmunógeno inmunorreaccione con las moléculas de anticuerpos
para formar un inmunocomplejo sujeto a la fase sólida. Los
anticuerpos unidos se separan del complejo mediante técnicas
estándares.
El término "anticuerpo monoclonal" o
"composición de anticuerpos monoclonales", tal como se emplea
aquí, se refiere a una población de moléculas de anticuerpos que
contienen sólo un tipo de sitio de unión de antígenos capaz de
inmunorreaccionar con un epitopo particular de un antígeno. Por lo
tanto, una composición de anticuerpos monoclonales típicamente
muestra una afinidad de unión unitaria para una proteína particular
con la que inmunorreacciona. Preferiblemente, el anticuerpo
monoclonal empleado en el método sujeto de la invención se
caracteriza más porque inmunorreacciona con una proteína derivada de
humanos.
Los anticuerpos monoclonales útiles en los
métodos de la invención se dirigen contra un epitopo de el/los
antí-
geno(s) en las células T, tal que la formación de un complejo entre el anticuerpo y el antígeno (también denominado aquí como ligación) induce la estimulación y expansión de las células T. Un anticuerpo monoclonal de un epitopo de un antígeno (por ejemplo, CD3, CD238) puede prepararse mediante una técnica que proporciona la producción de moléculas de anticuerpos con líneas celulares continuas en cultivo. Éstas incluyen, pero no se limitan a, la técnica de hibridomas descrita originalmente por Kohler y Milstein (1975, Nature 256: 495-497), y, más reciente, la técnica de hibridomas de células B humanas (Kozbor et al., (1983) Immunol. Today 4: 72), la técnica EBV-hibridoma (Cole et al. (1985), Monoclonal Antibodies and Cancer Therapy, Alan R. Liss, Inc., p77-96), y técnicas de triomas. Otros métodos que pueden eficazmente proporcionar anticuerpos monoclonales útiles en la presente invención incluyen técnicas de display de fagos (Marks et al. (1992) J Biol Chem 16007-16010).
geno(s) en las células T, tal que la formación de un complejo entre el anticuerpo y el antígeno (también denominado aquí como ligación) induce la estimulación y expansión de las células T. Un anticuerpo monoclonal de un epitopo de un antígeno (por ejemplo, CD3, CD238) puede prepararse mediante una técnica que proporciona la producción de moléculas de anticuerpos con líneas celulares continuas en cultivo. Éstas incluyen, pero no se limitan a, la técnica de hibridomas descrita originalmente por Kohler y Milstein (1975, Nature 256: 495-497), y, más reciente, la técnica de hibridomas de células B humanas (Kozbor et al., (1983) Immunol. Today 4: 72), la técnica EBV-hibridoma (Cole et al. (1985), Monoclonal Antibodies and Cancer Therapy, Alan R. Liss, Inc., p77-96), y técnicas de triomas. Otros métodos que pueden eficazmente proporcionar anticuerpos monoclonales útiles en la presente invención incluyen técnicas de display de fagos (Marks et al. (1992) J Biol Chem 16007-16010).
En una realización, la preparación del anticuerpo
administrada en el método sujeto de la presente invención es un
anticuerpo monoclonal producido por una línea celular hibridoma. Las
técnicas hibridomas de fusión fueron introducidas por primera vez
por Köhler y Milstein (Köhler et al. Nature (1975)
265: 495-97; Brown et al. (1981) J.
Immunol. 127: 539-46; Brown et al.
(1980) J. Biol. Chem. 255: 4980-83;
Yeh et al. (1976) PNAS 76:
2927-31; y Yeh et al. (1982) Int. J.
Cancer 29: 269-75). Por tanto, las
composiciones de anticuerpos monoclonales de la presente invención
pueden producirse mediante el siguiente método, que comprende:
(a) La inmunización de un animal con una proteína
(por ejemplo, CD28) o un péptido del mismo. La inmunización
típicamente se efectúa administrando una cantidad inmunológicamente
efectiva, es decir, una cantidad suficiente para inducir una
respuesta inmunológica, del inmunógeno a un mamífero
inmunológicamente inmunocompetente. Preferiblemente, el mamífero es
un roedor tal como un conejo, una rata, o un ratón. A continuación,
el mamífero se mantiene durante un periodo de tiempo suficiente para
que produzca células que secretan las moléculas de anticuerpos que
inmunorreaccionan con el inmunógeno. La inmunorreacción se detecta
mediante un cribado de las moléculas de anticuerpos producidos de
este modo con respeto a inmunorreactividad con una preparación de la
proteína inmunogénico. Opcionalmente, puede ser deseable cribar las
moléculas de anticuerpos con una preparación de la proteína en la
forma en que será detectada por las moléculas de anticuerpos en un
ensayo, por ejemplo, una forma del antígeno asociada a la membrana
(por ejemplo, CD28). Estos métodos de cribado, por ejemplo, el
ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA) y/o citometría de
flujo, son conocidos por los expertos en la materia.
(b) Una suspensión de células que producen
anticuerpos extraídos de cada mamífero inmunizado que secreta el
anticuerpo deseado se prepara a continuación. Después de un periodo
de tiempo suficiente, el ratón se sacrifica para obtener los
linfocitos somáticos productores de anticuerpos. Las células
productoras de anticuerpos pueden derivarse de los nodos linfáticos,
los bazos, y la sangre periférica de animales cebados.
Se prefieren las células esplénicas, que pueden
separarse con métodos mecánicos conocidos en el estado de la técnica
en células individuales en un medio tolerado fisiológicamente. Los
linfocitos del ratón proporcionan un porcentaje más alto de fusiones
estables con los mielomas del ratón descritos más adelante. Pueden
utilizarse también células somáticas de rata, conejo o rana. Los
cromosomas que codifican las inmunoglobulinas deseadas se
inmortalizan fusionando las células esplénicas con las células de
mieloma, generalmente en presencia de un agente de fusión tal como
el polietilenglicol (PEG). Cualquiera de una variedad de líneas
celulares de mieloma puede utilizarse como pareja de fusión según
las técnicas estándares; por ejemplo, las líneas
P3-BS1/1-Ag4-1,
P3x63-Ag8.653 o Sp2/0-Ag14 de
mieloma. Estas líneas de mieloma están disponibles en la Colección
Americana de Cultivos Tipo (ATCC), Rockville, Md.
Las células resultantes, que incluyen los
hibridomas deseados, se cultivan a continuación en un medio
selectivo, tal como el medio HAT, en el que finalmente mueren las
células paternas de mieloma o linfocito. Sólo las células hibridomas
sobreviven y pueden cultivarse en condiciones de dilución limitantes
para obtener los clones aislados. Los sobrenadantes de los
hibridomas se criban para la presencia del anticuerpo con la
especificidad deseada, por ejemplo, mediante técnicas de
inmunoensayo con el antígeno que se ha utilizado para la
inmunización. A continuación, los clones positivos pueden
subclonarse en condiciones de dilución limitantes y el anticuerpo
monoclonal producido puede aislarse. Existen varios métodos
convencionales para el aislamiento y la purificación de los
anticuerpos monoclonales con tal de librarles de las otras proteínas
y otros contaminantes. Los métodos empleados frecuentemente para la
purificación de anticuerpos monoclonales incluyen precipitación con
sulfato de amonio, cromatografía de intercambio iónico, y
cromatografía de afinidad (ver por ejemplo, Zola et al. en
Monoclonal Hybridoma Antibodies: Techniques And Applications,
Burell (ed.) p51-52 (CRC Press 1982)). Los
hibridomas producidos según estos métodos pueden propagarse in
vitro o in vivo (en el líquido ascítico) con técnicas
conocidas en el estado de la técnica.
Generalmente, la línea celular individual puede
propagarse in vitro, por ejemplo, en recipientes de cultivo
en el laboratorio, y el medio de cultivo que contiene altas
concentraciones de un solo anticuerpo monoclonal específico puede
recogerse mediante la decantación, filtración o centrifugación. Como
alternativa, el rendimiento de un anticuerpo monoclonal puede
potenciarse mediante la inyección de una muestra del hibridoma en un
animal histocompatible del tipo empleado para proporcionar las
células somáticas y de mieloma para la fusión original. Los tumores
que secretan el anticuerpo monoclonal específico producidos por el
híbrido celular fusionado se desarrollan en el animal inyectado. Los
líquidos corporales del animal, tales como el líquido ascítico o el
suero, proporcionan los anticuerpos monoclonales en concentraciones
altas. Cuando se emplean hibridomas humanos o
EBV-hibridomas, es necesario evitar el rechazo del
xenoinjerto inyectado en animales tales como ratones. Pueden usarse
los ratones inmunodeficientes o lampiños, o el hibridoma puede
introducirse primero en un ratón lampiño irradiado como un tumor
subcutáneo sólido, cultivarse in vitro y luego inyectarse de
forma intraperitoneal en los ratones lampiños irradiados previamente
sensibilizados con pristano, que desarrollan tumores ascíticos que
secretan altas cantidades de los anticuerpos monoclonales
específicos humanos.
Tanto los medios como los animales útiles para la
preparación de estas composiciones son conocidos en el estado de la
técnica y están disponibles comercialmente, e incluyen medios de
cultivo sintéticos, ratones endogámicos, y parecidos. Un ejemplo de
un medio sintético es el medio mínimo esencial de Dulbecco (DMEM;
Dulbecco et al. (1959) Virol. 8: 396) suplementado con
4,5 gm/l de glucosa, 20 mM de glutamina, y 20% del suero fetal
bovino. Un ejemplo de una cepa de ratón endogámico es el Balb/c.
Las composiciones de anticuerpos monoclonales de
la invención pueden producirse también con otros métodos conocidos
por los expertos en tecnología de ADN recombinante. Un método
alternativo, denominado el método de la "visualización
combinatoria de anticuerpos", se ha desarrollado para identificar
y aislar los fragmentos de anticuerpos que tienen una especificidad
antigénica concreta, y que pueden emplearse para producir los
anticuerpos monoclonales (para descripciones de la visualización
combinatoria de anticuerpos, ver por ejemplo, Sastry et al.
(1989) PNAS 86: 5728; Huse et al. (1989)
Science 246: 1275; y Orlandi et al. (1989)
PNAS 86: 3833). Después de inmunizar un animal con un
inmunógeno apropiado (por ejemplo, CD3, CD28) tal como se ha
descrito anteriormente, se clona el repertorio del conjunto de
células B. Generalmente, se conocen métodos para obtener una
secuencia de ADN de las regiones variables de una población diversa
de moléculas de inmunoglobulina mediante la mezcla de cebadores
oligoméricos y RCP. Por ejemplo, una mezcla de cebadores
oligoméricos que corresponden a las secuencias líder 5' (péptido
señal) y/o las secuencias del marco 1 (FR1), así como el cebador de
un cebador de una región conservada constante 3' puede usarse para
la amplificación por RCP de regiones de cadena larga y corta de un
número de anticuerpos murinos (Larrick et al. (1991)
Biotechniques 11: 152-156). Una
estrategia similar puede aplicarse también para la amplificación de
regiones variables humanas de cadena larga y corta de anticuerpos
humanos (Larrick et al. (1991) Methods: Companion to
Methods in Enzymology 2: 106-110).
En una realización ilustrativa, se aísla el ARN
de células B activadas de, por ejemplo, células de sangre
periférica, la medula ósea, o preparaciones esplénicas, con
protocolos estándares (por ejemplo, la patente estadounidense número
4,683,202; Orlando, et al. PNAS (1989) 86:
3833-3837; Sastry et al., PNAS (1989)
86: 5728-5732; y Huse et al. (1989)
Science 246: 1275-1281). Se sintetiza
la primera hebra de ADN con cebadores específicos para la región
constante de la(s) cadena(s) larga(s) y cada
una de las cadenas cortas \kappa y \lambda, así como los
cebadores de la secuencia señal. Utilizando cebadores de región
variable de RCP, las regiones variables de las cadenas tanto largas
como cortas se amplifican, bien solas o en combinación, se ligan en
los vectores apropiados para manipulación adicional con tal de
generar los paquetes de visualización. Los cebadores de
oligonucleótidos útiles en protocolos de amplificación pueden ser
únicos o degenerados o incorporar inosina en posiciones degeneradas.
Secuencias que reconocen endonucleasa de restricción pueden
incorporarse también en los cebadores para permitir la clonación del
fragmento amplificado en un vector en un marco de lectura
predeterminado para la expresión.
La biblioteca de genes V clonada de la gama de
anticuerpos derivados de inmunización puede expresarse mediante una
población de paquetes de visualización, preferiblemente derivada de
un fago filamentoso, para formar una biblioteca de visualización de
anticuerpos. Lo ideal es que el paquete de visualización comprenda
un sistema que permita el muestreo de bibliotecas variegadas de
visualización de anticuerpos muy grandes, una clasificación rápida
después de cada paso de separación de afinidad, y un aislamiento
fácil del gen del anticuerpo de los paquetes de purificación
purificados. Además de los equipos disponibles comercialmente para
generar bibliotecas de visualización de fagos (por ejemplo, el
Recombinant Phage Antibody System de Pharmacia, número de
catálogo 27-9400-01); y el equipo de
visualización de fagos SurfZAP^{TM} de Stratagene, número
de catálogo 240612), ejemplos de los métodos y reactivos
especialmente susceptibles de emplear en la generación de una
biblioteca variegada de visualización de fagos pueden encontrarse
en, por ejemplo, Ladner et al. patente estadounidense número
5,223,409; Kang et al. Publicación internacional número WO
92/15679; Dower et al. Publicación internacional número WO
91/17271; Winter et al. Publicación internacional número WO
92/20791; Markland et al. Publicación internacional número WO
92/15679; Breitling et al. Publicación internacional número
WO 93/01288; McCafferty et al. Publicación internacional
número WO 92/01047; Garrard et al. Publicación internacional
número WO 92/090690; Ladner et al. Publicación internacional
número WO 90/02809; Fuchs et al. (1991) Bio/Technology
9: 1370-1372; Hay et al. (1992) Hum
Antibod. Hybridomas 3: 81-85; Huse et
al. (1989) Science 246: 1275-1281;
Griffths et al. (1993) EMBO J 12:
725-734; Hawkins et al. (1992) J. Mol
Biol 226: 889-896; Clackson et al.
(1991) Nature 352: 624-628; Gram et
al. (1992) PNAS 89: 3576-3580;
Garrad et al. (1991) Bio/Technology 9:
1373-1377; Hoogenboom et al. (1991) Nuc
Acid Res 19: 4133-4137; y Barbas et
al. (1991) PNAS 88: 7978-7982.
En ciertas realizaciones, los dominios de la
región V de cadenas largas y cortas pueden expresarse en el mismo
polipéptido, unido por un enlace flexible para formar un fragmento
monocatenario Fv, y el gen scFV puede clonarse a continuación en el
vector de expresión deseado o en el genoma del fago. Tal como se
describe de forma general en McCafferty et al., Nature
(1990) 348: 552-554, los dominios completos
V_{H} y V_{L} de un anticuerpo, unidos por un enlace flexible
(Gly_{4}-Ser)_{3} pueden utilizarse para
producir un anticuerpo monocatenario para permitir la separación del
paquete de visualización, basándose en la afinidad antigénica.
Anticuerpos scFV aislados que son inmunorreactivos con el antígeno
pueden formularse a continuación en una preparación farmacéutica
para el uso en el método objeto de la presente invención.
Una vez visualizada en la superficie del paquete
de visualización (por ejemplo, el fago filamentoso), la biblioteca
de anticuerpos se criba con la proteína, o el fragmento peptídico de
la misma, para identificar y aislar los paquetes que expresan un
anticuerpo con una especificidad para la proteína. El ácido nucleico
que codifica el anticuerpo seleccionado puede recuperarse del
paquete de visualización (por ejemplo, del genoma del fago) y
subclonarse en otros vectores de expresión mediante técnicas
estándares de ADN recombinantes.
Los hibridomas útiles en la presente invención
son los caracterizados por su capacidad de producir un anticuerpo
monoclonal que se inmunorreacciona específicamente con un antígeno
de interés (por ejemplo, CD3, CD28). Los métodos para generar los
hibridomas que producen, es decir, secretan, las moléculas de
anticuerpos con una inmunospecificidad deseada, por ejemplo, con la
capacidad de inmunorreaccionar con el antígeno CD28, y/o un epitopo
identificable de CD28 son conocidos en el estado de la técnica.
Especialmente aplicable es la tecnología hibridoma descrita en Niman
et al. (1983) PNAS 80:
4949-4953, y en Galfre et al. (1981) Meth.
Enzymol. 73: 3-46.
El método de la invención puede usarse para
expandir selectivamente una población de células T CD4^{+} o
CD8^{+} para el uso en el tratamiento de enfermedades infecciosas,
el cáncer, y la inmunoterapia. Como resultado del método aquí
descrito, se puede producir una población de células T que es
policlonal con respeto a la reactividad del antígeno, pero
esencialmente homogénea con respeto a bien CD4^{+} o CD8^{+}.
Además, el método permite la expansión de una población de células T
a un número suficiente como para reconstituir la población total de
células T CD4^{+} o CD8^{+} de un individuo (la población de
linfocitos en un individuo es aproximadamente 10^{11}). La
población resultante de células T puede transducirse genéticamente
para el uso en la inmunoterapia o se puede usar en métodos de
análisis in vitro de agentes infecciosos. Por ejemplo, una
población de linfocitos infiltrantes de tumores puede obtenerse de
un individuo con cáncer y las células T pueden estimularse para
proliferar en un número suficiente. La población de células T
resultante puede transducirse genéticamente para expresar el factor
tumoral de necrosis (TNF) u otros factores y reintroducirse en el
individuo.
Otro uso particular para las células T CD4^{+}
expandidas por el método de la invención es en el tratamiento de una
infección de VIH en un individuo. Una infección prolongada de VIH
puede finalmente derivar en un descenso acusado en el número de
linfocitos T CD4^{+}. A su vez, dicho descenso provoca un estado
profundo de inmunodeficiencia, lo que deja al paciente susceptible a
una variedad de infecciones oportunas que amenazan la vida. Se
espera que el hecho de reponer el número de células T para llegar a
niveles normales permitirá la recuperación de la función
inmunológica en una medida significativa. Así, el método descrito
aquí proporciona una forma de expandir las células T selectivamente
hasta un número suficiente como para reconstituir dicha población en
un paciente infectado con VIH. También puede resultar necesario
evitar la infección de células T durante una estimulación a largo
plazo o puede ser deseable hacer que las células T tengan una
resistencia permanente a la infección con VIH o que sean incapaces
de producir el virus antes de reponer las células T en el individuo
infectado. Por ejemplo, uno o más agentes
anti-retrovirales pueden cultivarse con células T
CD4^{+} antes de la expansión para inhibir la replicación de VIH o
la producción viral (por ejemplo, fármacos dirigidos contra la
transcriptasa inversa y/o otros componentes de la maquinaria viral,
ver por ejemplo Chow et al. (1993) Nature 361,
650-653).
Pueden utilizarse varios métodos para transducir
células T genéticamente con tal de producir moléculas que inhiben la
infección con VIH o su replicación. Por ejemplo, en una realización,
las células T pueden transducirse genéticamente para producir
inhibidores transdominantes, que son formas mutadas, no funcionales,
de los productos normales de VIH. Los inhibidores transdominantes
funcionan mediante la oligomerización o la competición para la unión
a proteínas VIH de cepas naturales. Varios inhibidores
transdominantes se han derivado de las proteínas VIH, e incluyen
tat, rev, y gag. La función de tat es potenciar la transcripción de
genes virales mediante la unión a un elemento de respuesta a
activación trans (tar) que se encuentra en la región promotora de la
mayoría de genes de VIH. Rev, mediante la unión al elemento de
respuesta a rev (RRE) que se encuentra en el extremo 5' de
transcriptos de VIH no empalmados, facilita la transferencia de ARNm
no procesado del núcleo al citoplasma para el empaquetamiento en
viriones. Gag se sintetiza primero como un solo polipéptido y luego
se escinde con una proteasa codificada por el virus para
proporcionar tres proteínas estructurales, p15, p17 y p24. Se ha
demostrado que inhibidores transdominantes derivados de estos
productos génicos pueden inhibir la infección de células cultivadas
con aislados de VIH de animales del laboratorio. Un ejemplo de un
inhibidor transdominante que aparentemente actúa formando multímeros
no funcionales con Rev de fuentes naturales es RevM10. Un constructo
de RevM10 ha bloqueado la infección de células CEM con
HTLV-IIIB durante hasta 28 días (Malim et
al., JEM 176: 1197, Bevec et al., PNAC 89:
9870). En estos estudios, RevM10 no mostró ningún efecto adverso en
la función normal de las células T determinada mediante los
criterios de velocidad de crecimiento y la secreción de
IL-2.
IL-2.
En otro abordaje, las células T pueden
transducirse para producir moléculas conocidas como "señuelos
moleculares" que son elementos de unión para proteínas virales
críticas para la replicación o el montaje, tales como TAR. Se ha
demostrado que alta expresión mediada por el retrovirus de TAR en
células CEM SS puede bloquear de forma efectiva el aislado ARV.2
VIH, determinado mediante un ensayo RT (Sullenger et al.
Cell 63: 601). Es significativo que también bloqueara la
infección con SIV (SIVmac251), lo que sugiere que la inhibición de
la infección con VIH con señuelos moleculares puede aplicarse
generalmente a varios aislados y así aliviar el problema de
supervariabilidad. Es más, se ha demostrado que la expresión de TAR
no tiene ningún efecto detectable en la viabilidad celular
(Sullenger et al. J. Virol. 65: 6811). Las células T
pueden transducirse para producir otro "señuelo molecular", CD4
soluble marcado en el extremo carboxi-terminal con
una secuencia KDEL (lisina-ácido aspártico-ácido
glutámico-leucina), una señal para la retención de
ER (Buonocore y Rose, PNAC 90: 2695) (Nature 345:
625). La expresión del gen SCD4-KDEL se activa con
VIH LTR. Las células H9 transducidas con el constructo
sCD4-KDEL muestra un aumento en la regulación de la
expresión de CD4 intracelular al producirse la infección con VIH.
Esta estrategia bloqueó de forma efectiva la producción de VIH MN
durante 60 días después de la infección. La ventaja propuesta de
este inhibidor es que el virus no puede evitar este efecto mutándose
porque la unión de CD4 es esencial para la infectividad de
VIH.
VIH.
Las células T pueden transducirse también para
expresar moléculas antisentido y ribozimas que bloquean la
replicación o infección viral. La replicación viral puede inhibirse
con una variedad de estrategias antisentido. Un ribozima particular
que escinde la integrasa VIH (Sioud y Drlica, PNAS 88: 7303)
se ha desarrollado y puede ofrecer una forma de bloquear la
infección en vez de sólo la producción viral.
Otro abordaje para bloquear la infección con VIH
implica la transducción de células T con toxinas reguladas por VIH.
Dos ejemplos de este tipo de abordaje son el gen de la toxina A de
difteria (Harrison et al. AIDS Res. Hum. Retro. 8: 39)
y el gen de la timidina quinasa del virus herpes simple (Caruso y
Klatzmann, PNAS 89: 182). En ambos casos, la transcripción
fue controlada por secuencias reguladoras de VIH. Mientras que la
toxina de difteria es por sí misma tóxica, HSV TK necesita la
adición de aciclovir para matar las células infectadas. Por ejemplo,
el uso de HSV TK seguido de la adición de 10 \mum de aciclovir
durante 17 días bloquea totalmente la infección con VIH de células
HUT 78 durante hasta 55 días en cultivo.
Los métodos para estimular y expandir una
población de células T específicas para antígenos son útiles en
situaciones terapéuticas donde es deseable aumentar la regulación de
una respuesta inmunológica (por ejemplo, inducir una respuesta o
potenciar una respuesta existente) al administrar las células T a un
sujeto. Por ejemplo, el método puede utilizarse para potenciar una
respuesta de células T a antígenos asociados con tumores. Las
células tumorales de un sujeto típicamente expresan antígenos
asociados con tumores pero pueden ser incapaces de estimular una
señal co-estimuladora en las células T (por ejemplo,
porque les falta la expresión de moléculas
co-estimuladoras). Por tanto, las células tumorales
pueden hacerse contactar con células T del sujeto in vitro y
las células T específicas para antígenos pueden expandirse de
acuerdo con el método de la invención y las células T pueden
devolverse al sujeto. Como alternativa, las células T pueden
estimularse y expandirse tal como se describe aquí para inducir o
potenciar la responsividad a agentes patogénicos, tales como los
virus (por ejemplo, el virus de inmunodeficiencia humano),
bacterias, parásitos y hongos.
Esta invención se ilustra con más detalle en los
siguientes ejemplos que no deben considerarse como limitantes. El
contenido de todas las referencias y las solicitudes de patentes
publicadas citadas en esta aplicación se incorporan como
referencias. Se utilizó la siguiente metodología descrita en la
sección de materiales y métodos en todos los ejemplos presentados a
continuación.
Los matraces de cultivo de tejidos se revistieron
con anticuerpo monoclonal anti-CD3. Aunque existe un
número de anticuerpos monoclonales anti-CD3 humano,
OKT3 preparado de células hibridomas obtenidas de la Colección
Americana de Cultivos Tipo se utilizó en este procedimiento. Para
cualquier anticuerpo anti-CD3, típicamente, se
determinó que la concentración óptima estuvo en el intervalo de 0,1
a 10 microgramos por mililitro. Para hacer una solución de
recubrimiento, el anticuerpo se suspendió en 0,05 M de
Tris-HCl, pH 9,0 (Sigma Chemical Co., St. Louis,
MO). Se añadió una cantidad suficiente de solución de recubrimiento
(Falcon, Nunc o Costar) para cubrir el fondo del matraz de cultivo
de tejido y se incubó durante la noche a 4ºC. Los matraces se
lavaron tres veces con una solución salina tamponada con fosfato sin
calcio o magnesio (PBS sin Ca o Mg) y tampón de bloqueo (PBS sin Ca
o Mg más albúmina de suero bovino 5%) se añadió para cubrir el fondo
del matraz y se incubaron durante 2 horas a temperatura ambiente.
Después de esta incubación, los matraces se utilizaron directamente
o se congelaron para el almacenamiento, dejando la solución de
bloqueo en el matraz.
Las muestras se obtuvieron mediante leucoferesis
de donantes sanos. Bajo condiciones estériles, los leucocitos se
transfirieron a un matraz de cultivo T800. El bolso se lavó con una
solución salina equilibrada de Hanks sin calcio o magnesio (HBSS
sin) (Whittaker Bioproducts, Inc., Walkersville, MD). Las células se
diluyeron con HBSS sin y se mezcló bien. Las células se dividieron
por partes iguales entre dos tubos plásticos estériles de cultivo
con fondos cónicos de 200 mililitros. Cada tubo se llevó a 200 ml
con HBSS sin y se centrifugó a 1800 RPM durante 12 minutos en una
centrífuga Beckmann TJ-6. El sobrenadante se aspiró
y cada sedimento celular se resuspendió en 50 ml HBSS sin. Las
células se transfirieron a dos tubos con fondos cónicos de 50 ml y
se centrifugó a 1500 RPM durante 8 minutos. El sobrenadante se
aspiró de nuevo.
Para lisar los glóbulos rojos, los sedimentos
celulares se resuspendieron en 50 ml de tampón de lisado ACK
(Biofluids, Inc., Rockville MD, Catalogo #304) a temperatura
ambiente con un mezclado suave durante 3 minutos. Las células se
sedimentaron de nuevo centrifugando a 1500 RPM durante 8 minutos.
Después de aspirar el sobrenadante, los sedimentos se unieron en un
tubo de 50 ml en 32 ml HBSS sin.
La separación de los PBLs de los monolitos se
llevó a cabo mediante una centrifugación a través de un gradiente
PERCOLL^{TM}. Para preparar 1 litro de solución PERCOLL^{TM}
(PERCOLL^{TM}-MO), 716 ml de PERCOLL^{TM}
(Pharmacia, Piscataway, NJ, Catalogo
#17-0891-01) se combinó con 100 ml
de cloruro sódico 1,5M, 20 ml de sodio-HEPES 1M, y
164 ml de agua. Todos los reactivos tienen que ser para el cultivo
de tejidos y filtrados estérilmente. Después de mezclar, esta
solución se filtró a través de un filtro estéril de 0,2 \mum^{3}
y se almacenó a 4ºC. se añadieron 24 ml de
PERCOLL^{TM}-MO a cada uno de dos tubos con fondos
cónicos de 50 ml. A cada tubo, se le añadieron 16 ml de suspensión
celular. La solución se mezcló extensivamente mediante la inversión
de los tubos. Los tubos se centrifugaron a 2800 RPM durante 30
minutos de forma continúa. Los tubos se retiraron de la centrífuga
cuidadosamente para no mezclar las capas. Los PBLs se encontraban en
el fondo de los tubos. A continuación, el sobrenadante se aspiró y
los PBLs se lavaron en HBSS sin mediante una centrifugación de 8
minutos a 1500 RPM.
La clasificación de células mediante
inmunoadherencia magnética negativa tiene que llevarse a cabo a 4ºC.
Los sedimentos celulares lavados obtenidos de los gradientes de
PERCOLL^{TM} descritos anteriormente se resuspendieron en el medio
de recubrimiento (RPM1-1640 (Bio Whittaker,
Walkersville, MD, Catalogo nº 12-167Y), suero fetal
bovino (FCS) (o AB de suero humano 1% o albúmina de suero bovino
5%), 5 mM de EDTA (Quality Bioligical, Inc., Gaithersburg, MD,
Catalogo nº 14-117-1), 2 mM de
L-glutamina (BioWhittaker, Walkersville, MD,
Catalogo nº 17-905C), 20 mM de HEPES (BioWhittaker,
Walkersville, MD, Catalogo nº 17-757A), 50 \mug/ml
de gentamicina (BioWhittaker, Walkersville, MD, Catalogo nº
17-905C)) a una densidad celular de 20x10^{6} por
ml. Una mezcla de anticuerpos monoclonales dirigidos contra los
marcadores de superficie celular se añadió a una concentración final
de 1 \mug/ml para cada anticuerpo. La composición de esta mezcla
se diseña para enriquecer las células T CD4^{+} o CD28^{+}. De
este modo, la mezcla típicamente incluirá anticuerpos de CD14, CD20,
CD11b, CD16, HLA-DR y (sólo para las células
CD4^{+}) CD8. (Ver la tabla 1 para una lista de mezclas de
anticuerpos monoclonales de clasificación.) El tubo que contiene las
células y los anticuerpos se agitó a 4ºC durante
30-45 minutos. Al cabo de esta incubación, las
células se lavaron tres veces con el medio de recubrimiento para
eliminar los anticuerpos no unidos. Perlas magnéticas recubiertas
con IgG anti-ratón de cabra (Dynabeads
M-450, Catalogo nº 11006, P&S Biochemicals,
Gaithersburg, MD) y prelavadas con el medio de recubrimiento se
añadieron a una relación de tres perlas por célula. A continuación,
las células y perlas se agitaron durante 1-1,5 horas
a 4ºC. Las células recubiertas de anticuerpo se retiraron con un
concentrador magnético de partículas según las instrucciones del
fabricante (MPC-1, Catalogo nº 12001, P&S
Biochemicals, Gaithersburg, MD). Las células no adherentes se
eliminaron del medio de recubrimiento mediante un lavado y se
resuspendieron en un medio apropiado de
cultivo.
cultivo.
TABLA 1
(continuación)
Los matraces de cultivo de tejido recubiertos con
anticuerpos monoclonales anti-CD3 se descongelaron y
se lavaron tres veces con PBS. Las células T purificadas se
añadieron a una densidad de 2 x 10^{6}/ml. El anticuerpo
monoclonal anti-CD28 9.3 (Dr. Jeffery Ledbetter,
Bristol Myers Squibb Corporation, Seattle, WA) o EX5.3D10, depósito
de ATCC nº HB11373 (Repligen Corporation, Cambridge, MA) se añadió a
una concentración de 1 \mug/ml y las células se cultivaron a 37ºC
durante una noche. A continuación, las células se separaron del
matraz mediante un pipeteo vigoroso y se transfirieron a un matraz
nuevo sin tratar a una densidad de 0,5 x 10^{6}/ml. De ahora en
adelante, las células se resuspendieron cada segundo día mediante
pipeteos vigorosos y se diluyeron a 0,5 x 10^{6}/ml. El diámetro
medio de las células se vigiló con un Contador Coulter 2M conectado
a un Coulter Channelyzer. Las células T en reposo tienen un diámetro
medio de 6,8 micras. Con este protocolo de estimulación, el diámetro
medio aumentó hasta más de 12 micras antes del día 4 y, después,
empezó a reducirse aproximadamente en el día 6. Cuando el diámetro
medio se redujo hasta aproximadamente 8 micras, las células se
estimularon de nuevo durante una noche con anti-CD3
y anti-CD28 tal como se ha descrito anteriormente.
Era importante no permitir que las células volviesen a su diámetro
de reposo. El ciclo se repitió durante periodos de hasta tres meses.
Se anticipa que el tiempo entre reestimulaciones se reducirá de
forma progresiva.
Los métodos conocidos anteriormente para el
cultivo de células T in vitro exigen la adición de células
exógenas de alimentación o factores de crecimiento celular (tales
como interleuquina 2 o 4) y una fuente de antígenos o lectina
mitogénica vegetal. Las células T CD28^{+} de sangre periférica se
aislaron mediante la selección negativa con inmunobolitas magnéticas
y anticuerpos monoclonales tal como se ha descrito en la anterior
sección de Métodos y Materiales. Las células CD4^{+} se aislaron,
además, de la población de células T tratando las células con
anticuerpos monoclonales anti-CD8 y eliminando las
células CD8^{+} con las inmunobolitas magnéticas. En resumen, las
células T se obtuvieron de la leucoferesis de un donante normal, y
se purificaron con centrifugación de gradiente de densidad
FICOLL^{TM}, seguido de una clasificación con inmunobolitas
magnéticas. Las células T CD28^{+} y CD4^{+} resultantes se
cultivaron en un medio definido (X-Vivo10 con
gentamicina y L-glutamina (Whittaker Bioproducts) a
una densidad inicial de 2,0 x 10^{6}/ml mediante la adición de
células a platos de cultivo que contenían IgG
anti-ratón de cabra absorbido en plástico
(Kirkegaard and Perry Laboratorios, Gaithersburg, MD) y mAb
anti-CD3 G19-4. Después de 48 horas,
las células se retiraron y se colocaron en matraces que contenían
hIL-2 (5%, CalBiochem) o anti-CD28
mAb (500 ng/ml). Las células cultivadas con IL-2 se
alimentaron con IL-2 recién obtenido cada dos días.
Medio recién preparado se añadió a todos los cultivos si fuera
necesario para mantener una densidad celular de 0,5 x 10^{6}/ml.
Las células se reestimularon en intervalos de aproximadamente una
semana mediante el cultivo en mAb anti-CD3 absorbido
en plástico durante 24 horas, a continuación, las células se
retiraron y se colocaron a 1,0 x 10^{6}/ml en medio recién
preparado en matraces que contenían bien IL-2 o mAb
anti-CD28.
En el ejemplo presentado en la figura 1, el
recipiente de cultivo contenía inicialmente 50 x 10^{6} células, y
las células se cultivaron en una cantidad óptima de lectina PHA
mitogénica, o se cultivaron con una estimulación cíclica de mAb
anti-CD3 inmovilizado en plástico en presencia de
interleuquina 2 o mAb anti-CD28 9.3. Las células
cultivadas en PHA solo no proliferaron, y todas las células se
murieron después de aproximadamente 20 días de cultivo, lo que
indica la ausencia funcional de células accesorias. Al contrario,
las células cultivadas en la presencia de anti-CD3
con IL-2 o anti-CD28 entraron en una
fase de crecimiento logarítmico, con velocidades de crecimiento
iguales para las primeras tres semanas de cultivo. Sin embargo, las
velocidades de crecimiento de los cultivos anti-CD3
empezaron a divergir durante la cuarta semana de cultivo, y las
células alimentadas con IL-2 entraron en una fase
sin cambios después de una expansión de 2,8log_{10}.
Contrariamente, los cultivos que crecieron en presencia de
anti-CD28 seguían con un crecimiento logarítmico
hasta la sexta semana de cultivo, cuando había tenido una expansión
de 3,8log_{10}. De este modo, la estimulación del receptor de
CD28, quizás mediante el entrelazamiento de
anti-CD28, puede estimular el crecimiento de células
CD4^{+} en ausencia del suero fetal bovino o células accesorias, y
además, se pueden obtener aproximadamente 10 veces más células con
anti-CD28 comparado con la adición de
IL-2 exógena. En experimentos repetidos, la
expansión de células T CD4^{+} con anticuerpos
anti-CD28 proporcionó más células T CD4^{+} de
forma consistente que la expansión con IL-2 (por
ejemplo, hasta 1000 veces más células). Este sistema tiene la
ventaja añadida de que no necesita la presencia de células
accesorias lo que puede ser ventajoso en situaciones clínicas donde
las células accesorias están limitadas o son defectuosas.
Otra serie de experimentos comprobaron si la
ventaja de crecimiento de la estimulación del receptor de CD28 se
debía a la sustitución de factores normalmente presentes en el suero
fetal bovino. Las células T se obtuvieron de la leucoferesis de un
donante normal, y se purificaron mediante centrifugaciones con un
gradiente de densidad FICOLL^{TM}, seguido de una clasificación
con inmunobolitas magnéticas. Las células T CD28^{+}, CD4^{+}
resultantes se cultivaron a una densidad inicial de 2,0 x
10^{6}/ml en medio (RPM1-1640 que contenía 10% de
suero fetal bovino activado por el calor [Hyclone, Logan, UTA] y
gentamicina y L-glutamina) añadiendo las células a
placas de cultivo que contenían OKT3 absorbido en plástico. Después
de 48 horas, las células se retiraron y se colocaron en matraces que
contenían bien hIL-2 (concentración final del 10%,
CalBiochem) o mAb anti-CD28 9.3 (800 ng/ml). Las
células se alimentaron con medio recién preparado según la necesidad
para mantener una densidad celular de 0,5 x 10^{6}/ml, y se
reestimularon en intervalos de aproximadamente una semana mediante
el cultivo en mAb anti-CD3 absorbido en plástico
durante 24 horas.
Tal como se muestra en la figura 2, las células
entraron en una fase de crecimiento logarítmico, con velocidades de
crecimiento iguales durante las primeras tres semanas de cultivo.
Sin embargo, las velocidades de crecimiento de los cultivos
anti-CD3 empezaron a divergir durante la cuarta
semana de cultivo, y las células alimentadas con
IL-2 entraron en una fase sin cambios después de una
expansión de 4,0log_{10}. Al contrario, los cultivos que crecieron
en presencia de anti-CD28 seguían creciendo de forma
logarítmica hasta la quinta semana de cultivo, cuando había habido
una expansión de 5,1log_{10}. De este modo, la estimulación de
CD28 resultó en una expansión de 125.000 veces el cultivo inicial,
mientras que la alimentación con IL-2 resultó en una
expansión de las células de 10.000 veces.
Experimentos adicionales comprobaron si los
métodos alternativos de activar las células T permitirían también un
crecimiento estimulado de CD28. Se cree que la activación
farmacológica de las células T con AFM e ionomicina puede imitar el
desencadenamiento del receptor de células T mediante el complejo
RCT/CD3. Las células T obtenidas de la leucoferesis de un donante
normal, y purificadas mediante centrifugaciones secuenciales de
gradiente de densidad FICOLL^{TM} y PERCOLL^{TM}, seguido de una
clasificación con inmunobolitas magnéticas. Las células T
CD28^{+}, CD4^{+} resultantes se cultivaron a una densidad
inicial de 2,0 x 10^{6}/ml mediante la adición de células a las
placas de cultivo que contenían ácido forbol miristato (AFM 3 ng/ml,
Sigma) e ionomicina (120 ng/ml, Calbiochem, lote nº 3710232).
Después de 24 horas, las células se diluyeron a 0,5 x 10^{6}/ml y
se colocaron en matraces que contenían rIL-2 (50
UI/ml, Boerhinger Mannheim, lote nº 118449900)) o mAb
anti-CD28 (1 \mug/ml). Las células se alimentaron
con medio recién preparado según la necesidad con tal de mantener
una densidad celular de 0,5 x 10^{6}/ml, y se reestimularon
cíclicamente en intervalos de aproximadamente una semana mediante la
readición de AFM y ionomicina. IL-2 nuevo se añadió
en intervalos diarios al cultivo que contenía
IL-2.
Los resultados de este experimento se muestran en
la figura 3. Las células T que se purificaron de las células
accesorias no crecieron en número de células en presencia de AFM (la
"P" en la figura) e ionomicina (la "I" en la figura), con
o sin IL-2. Las células se agregaron y se
aumentaron, tal como se indicó el análisis de tamaño, lo que sugiere
que las células se habían inducido a entrar en la fase G1 del ciclo
celular pero no pasaron a la síntesis de ADN y la división celular.
Al contrario, la adición de mAb CD28 a AFM más ionomicina en células
tratadas resultó en un crecimiento celular logarítmico. De este
modo, mAb anti-CD3 no es necesario para proporcionar
la activación de las células T. Debe tenerse en cuenta que otros
activadores de la proteína quinasa C, tales como briostatina o
diacilglicerol pueden utilizarse en lugar de AFM.
Para examinar los subgrupos de células T que se
expanden, se propagaron linfocitos de sangre periférica durante 16
días con anti-CD3 y IL-2 o con
anti-CD3 y anti-CD28. La figura 4
demuestra el enriquecimiento selectivo de células CD4 de linfocitos
de sangre periférica. Las células mononucleares se aislaron de la
sangre mediante centrifugación con un gradiente de densidad de
FICOLL^{TM}-hipaque. Las células se tiñeron con
anticuerpos monoclonales CD4 y CD8, y se analizaron para determinar
el porcentaje de células positivas en el día 0. A continuación, las
células se cultivaron en el anticuerpo monoclonal
anti-CD3 inmovilizado en plástico
G19-4 más IL-2, o el anticuerpo
monoclonal anti-CD3 inmovilizado en plástico
G19-4 más anticuerpo monoclonal
anti-CD28 9.3 (0,5 \mug/ml). El día 16, las
células se aislaron del cultivo, y se llevó a cabo una tinción
repetida para antígenos CD4 y CD8 mediante citometría de flujo. Se
recogieron datos correspondientes a la población de linfocitos
mediante la dispersión de la luz hacia adelante y lateral. Según
este análisis, los porcentajes de células CD4 y CD8 fueron 8,0% y
84,5% en las células cultivadas en IL-2,
respectivamente, y 44,6% y 52,5% en las células cultivadas en CD28,
respectivamente. Estos resultados sugieren que la expansión de CD28
favorece la célula CD4^{+}, al contrario de la observación bien
conocida de que las células CD8^{+} predominan en células
cultivadas en IL-2 (ver por ejemplo, D.A. Cantrell y
K.A. Smith, (1983), J. Exp. Med. 158: 1895 y Gullberg, M. y
K.A. Smith (1986) J. Exp. Med. 163, 270).
Para proporcionar una comprobación adicional de
esta posibilidad, las células T CD4^{+} se enriquecieron hasta una
pureza de 98% con una selección negativa con anticuerpos
monoclonales y las inmunobolitas magnéticas tal como se ha descrito
anteriormente. El análisis activado por fluorescencia para
clasificación de células (AFCC) se empleó para examinar el fenotipo
de las células T cultivadas con el anti-CD3 y
anti-CD28. Las células se sedimentaron mediante
centrifugación y se resuspendieron en PBS/BSA 1%. A continuación,
las células se lavaron repitiendo el procedimiento dos veces. Las
células se sedimentaron y se resuspendieron en 100 \mul de una
solución de anticuerpos primaria, se sometieron a agitación
vorticial, y se mantuvieron sobre hielo durante una hora. Después de
lavar dos veces en PBS/BSA 1%, las células se resuspendieron en 100
\mul de IgG anti-ratón de cabra marcado en
fluoresceína y se incubó durante 30 minutos sobre hielo. Después de
esta incubación, las células se lavaron dos veces en PBS y se
resuspendieron en 500 \mul de paraformaldehido 1% en PBS. Las
células marcadas se analizaron en un Ortho Cytofluorograph. Las
células se tiñeron después de su aislamiento, o después de 26 días
en cultivo, con anti-CD3 (Leu-4),
CD4 (Leu-3ª), CD8 (OKT8) conjugado con ficoeritrina
o con anticuerpos monoclonales IgG2a de control y la fluorescencia
se cuantificó con un citómetro de flujo. Las células se cultivaron
durante un mes con anti-CD3 y bien
IL-2 o anti-CD28 para propagar las
células. Había una expansión parecida de las células durante los
primeros 26 días de cultivo (no mostrado), sin embargo, como se ve
en la figura 5, el fenotipo de las células se divergió
progresivamente con el tiempo de cultivo tal que en el día 26 de
cultivo, la célula predominante en el cultivo
anti-CD28 fue CD4^{+} mientras que las células en
el cultivo de IL-2 fueron predominantemente
CD8^{+}. De este modo, la estimulación del receptor de CD28,
quizás mediante un entrelazamiento, es capaz de expandir de forma
selectiva las células T del fenotipo CD4 mientras que el método
convencional de cultivo in vitro de células T proporciona
células del fenotipo CD8. Se han llevado a cabo experimentos
adicionales con resultados parecidos, lo que indica que la
estimulación con CD28 de poblaciones inicialmente mezcladas de
células puede proporcionar cultivos en que predominan o que
contienen exclusivamente las células T CD4, y por tanto se pueden
expandir y "rescatar" las células CD4 que estaban presentes al
inicio en cantidades limitadas.
Para determinar el tiempo de reestimulación de
células T, los cambios en el volumen celular se vigilaron con un
Contador Coulter ZM conectado a un Coulter. Las células T
CD28^{+}, CD4^{+} se aislaron tal como se ha descrito mediante
inmunoselección magnética, y se cultivaron en presencia de mAb
anti-CD28 9.3 (0,5 \mug/ml), y se reestimularon
con anticuerpo monoclonal anti-CD3 inmovilizado en
plástico G19-4 tal como se ha indicado. La figura 9
demuestra los cambios cíclicos en el volumen celular durante seis
reestimulaciones consecutivas ("S1" a "S6") realizadas
esencialmente como se ha descrito en el ejemplo 1. En resumen, las
células se expandieron con anti-CD3 y
anti-CD28 durante 3 semanas en cultivo. Las células
se cambiaron a medio recién preparado en cada reestimulación con
anticuerpo anti-CD3. Hubo una separación de diez
días entre las estimulaciones. Las células se reestimularon siempre
que el volumen celular se redujo hasta <400 fl.
En otro experimento, la expresión cíclica del
antígeno B7-1 se empleó para determinar el tiempo
para la reestimulación de las células T. Las células obtenidas del
experimento que se muestra en la figura 10 se tiñeron con una
proteína de fusión CTLA-4Ig (obtenida de Repligen
Corporation; ver también Linsley P.S. et al. (1991) J.
Exp. Med. 174, 561-569) y se analizó mediante
citometría de flujo para medir la expresión del receptor
B7-1. Se determinó que las células T CD4^{+} no
expresan inicialmente el receptor B7-1, y que con el
cultivo, se induce su expresión. Además, la expresión de
B7-1 resultó ser transitoria, y reinducible con
reestimulación repetida con
anti-CD3.
anti-CD3.
Se realizaron experimentos para analizar las
citoquinas producidas por las células T después de la estimulación
con anti-CD28. Las células T CD28^{+}/CD4^{+} se
aislaron tal como se ha descrito en los ejemplos anteriores. Las
células se estimularon con anticuerpo monoclonal
anti-CD3 inmovilizado en plástico y
IL-2 (200 U/ml) o anti-CD3 y
anti-CD28 sin linfoquina añadida. Las células se
reestimularon con anticuerpo anti-CD3 según los
cambios en el volumen celular tal como se ha descrito en el ejemplo
5. El sobrenadante de cultivo celular se eliminó a los tiempos
indicados y se analizó para detectar IL-2 (figura
11), GM-CSF (Figura 12), y
TNF-\alpha (figura 13). IL-2 se
determinó mediante un bioensayo en células CTLL-2
mientras que TNF-\alpha y GM-CSF
se midieron con ELISA según las instrucciones del fabricante
(TNF-\alpha, GMCSF: R&D Systems, Minneapolis,
MN). Los datos presentados para las diferentes citoquinas proceden
de experimentos separados. En otros experimentos (no presentados),
se demostró que la estimulación con anti-CD3 más
anti-CD28 provocaba altos niveles de
IL-4 y IL-5 en los sobrenadantes de
cultivo después de aproximadamente el día 10 de cultivo, aunque sólo
pequeñas cantidades de estas citoquinas estaban presentes en los
primeros tiempos del cultivo.
Los patrones de secreción de citoquinas con
células expandidas mediante varias reestimulaciones según el
protocolo descrito en los ejemplos se compararon a los de células
expandidas con anti-CD3 más IL-2
durante 3 semanas en cultivo. Las células se cambiaron a un medio
recién preparado en cada reestimulación con anticuerpo
anti-CD3. Hubo un intervalo de 10 días entre las
estimulaciones. Después de 24 horas de cultivo adicional, una
alícuota de sobrenadante de cultivo celular se retiró para ensayar.
Los ensayos ELISA para citoquinas individuales se realizaron con
equipos de diferentes proveedores (IL-2: T Cell
Diagnostics, Cambridge, MA; IFN-\gamma Endogen,
Inc., Boston, MA; IL-4,
TNF-\alpha, GMCSF: R&D Systems, Minneapolis,
MN) según las instrucciones proporcionadas con los equipos. Como se
puede apreciar en los resultados de un experimento representativo
presentado en la tabla 2, los dos protocolos proporcionan niveles
muy parecidos de secreción de IL-2 y
IL-4. Los niveles más altos de secreción de
GM-CSF y TNF-\alpha con
co-estimulación con anti-CD3 y CD28
sugieren que la capacidad proliferativa de esta combinación de
estímulos puede deberse en parte a su capacidad para estimular el
bucle
autocrino.
autocrino.
\newpage
\hskip0,7cmConcentración de linfoquina en pg/ml
La policlonalidad de una población de células T
después de la estimulación con un anticuerpo
anti-CD3 y un anticuerpo anti-CD28
tal como se ha descrito en los ejemplos anteriores se ha
determinado. Las células CD28^{+}/CD4^{+} se aislaron tal como
se ha descrito en los ejemplos anteriores. Las células se
estimularon con mAb anti-CD3 y
anti-CD28 inmovilizado en plástico y un análisis
AFCC se realizó esencialmente tal como se ha descrito en el ejemplo
4 con un conjunto de anticuerpos anti-RCT
(V\beta5a, V\beta5b, V\beta5c, V\beta6a, V\beta8a,
V\beta12a y V\alpha2a) obtenidos de Pharmingen. La
policlonalidad de la población de células T se determinó antes (día
1) y después (día 24) de estimulación. Como se indica en la figura
14, la diversidad de RCT de una población de células T estimuladas
por CD28 se mantiene en el día 24.
Se realizó otra serie de experimentos para
determinar la expresión de varios marcadores de la superficie de
células T en células de individuos VIH seropositivos y seronegativos
expandidas de acuerdo con los procedimientos descritos en los
ejemplos anteriores. Las células T CD28^{+}/CD4^{+} se
obtuvieron tal como se ha descrito en el presente documento. En
estos experimentos, mAb anti-CD3 se marcó con un
primer marcador (por ejemplo, rodamina) y un segundo anticuerpo
apropiado (por ejemplo, anti-CD28,
anti-CD4, anti-CD8) y se marcó con
un segundo marcador (por ejemplo, fluoresceína). Las células T se
estimularon con mAb anti-CD3 y
anti-CD28 inmovilizados en plástico tal como se
describe en el presente documento y el porcentaje de células T que
expresan una variedad de marcadores de la superficie celular con
diferentes estimulaciones (es decir, S1, S2 y S3) se determinó
mediante el análisis AFCC. Como se aprecia en las figuras 15 y 16,
la distribución global de marcadores de superficie celular en las
células T obtenidas de individuos VIH seropositivos y seronegativos
es aproximadamente la misma durante el ensayo de estimulación. Cabe
resaltar que la presencia de un marcador de superficie celular,
CD45RA, que es un marcador para células T no expuestas, se reduce
durante el curso de la expansión de células T estimuladas por CD28.
Al contrario, el porcentaje de células T que expresan el marcador de
superficie celular de memoria, CD45RO, aumenta con mayor
estimulación. De este modo, la expansión de células T a través de
estimulación con CD28 expande de forma preferencial las células T de
memoria o convierte células T no expuestas a células T de memoria.
Se debe tener en cuenta que la reducción en el porcentaje de células
T que expresan CD28 es un artefacto del experimento debido a la
presencia de un anticuerpo anti-CD28 en el cultivo
de células T a lo largo del ensayo. La presencia de anticuerpos
anti-CD28 evita la tinción del antígeno CD28.
\newpage
Se realizaron experimentos para determinar si una
población de células T CD8^{+} podría expandirse de forma
preferencial con un mAb anti-CD3 y un anticuerpo
monoclonal ES5.2D8. Las células T CD28^{+} se obtuvieron
esencialmente tal como se ha descrito en el ejemplo 1. Para ensayar
la expresión de CD8, un anticuerpo anti-CD8 primario
y un anticuerpo apropiado secundario marcado se emplearon en el
análisis AFCC para determinar el porcentaje de células positivas.
Como se indica en la figura 17, en el día 7 después de la
estimulación de las células T con el mAb anti-CD3
G19-4sp y el mAb ES5.2D8, la fracción CD8^{+}
había aumentado desde aproximadamente el 20% hasta más del 40%. Se
encontró que otro anticuerpo monoclonal ER4.7G11 (denominado como
7G11) también estimula las células T CD8^{+}. Este anticuerpo se
produjo contra CTLA4 recombinante humano y se ha depositado con el
ATCC el 3 de junio de 1994, con número de acceso ______. Este
resultado indica que la unión de una región diferente de CTLA4 o de
una proteína de superficie celular con reactividad cruzada activa
selectivamente las células T CD8^{+}.
Para determinar el epitopo del anticuerpo
monoclonal ES5.2D8, el mapeo del epitopo se realizó mediante el
cribado de una biblioteca de visualización de fagos (PDL) y se
confirmó con péptidos sintéticos. Se preparó un PDL aleatorio de 20
aminoácidos clonando un oligonucleótido degenerado en el vector
fUSE5 (Scout, J.K. y Smith G.P. (1990) Science 249:
386-390) tal como se describe en Cwirla, S.E. et
al (1990) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87:
6378-6382. La PDL se utilizó para identificar los
péptidos de cadena corta que se unieron específicamente a mAb
ES5.2D8 mediante una técnica de microseparación descrito en Jellis,
C.L. et al. (1993) Gene 137:
63-68. Clones individuales de fagos se purificaron
de la biblioteca gracias a su afinidad para el mAb inmovilizado y el
péptido aleatorio se identificó con la secuencia de ADN. En resumen,
mAb ES5.2D8 se recubrió en placas de Nuca Maxisorp con 96 pocillos y
se incubó con 5 x 10^{10} fagos que representaban 8 x 10^{6}
fagos diferentes, visualizando péptidos aleatorios de 20
aminoácidos. Fagos unidos específicamente se eluyeron, se
amplificaron y, a continuación, se incubaron con el anticuerpo por
segunda vez. Después de la tercera etapa, se aislaron 7 fagos, y se
preparó el ADN para secuenciar.
El análisis de la secuencia de estos clones
demostró que tres de las siete secuencias eran idénticas y que una
cuarta era similar.
ES5.2D8#2 (SEC ID Nº: 1) | H Q F C D H W G C W L L R E T H I F T P |
ES5.2D8#4 (SEC ID Nº: 1) | H Q F C D H W G C W L L R E T H I F T P |
ES5.2D8#10 (SEC ID Nº: 1) | H Q F C D H W G C W L L R E T H I F T P |
ES5.2D8#6 (SEC ID Nº: 1) | L R L V L E D P G I W L R P D Y F F P A |
En base a estos datos, se propuso un epitopo de
G X W L X D/E (SEC. ID. Nº: 5).
Los expertos en la técnica reconocerán, o podrán
averiguar con sólo una experimentación rutinaria, muchos
equivalentes a las realizaciones específicas de la invención aquí
descrita.
Claims (32)
1. Un método in vitro para inducir la
proliferación de una población de células T, que comprende poner una
población de células T en contacto con una superficie sólida sobre
la que se ha inmovilizado directamente:
(a) un primer agente que proporciona una señal de
activación principal a las células T, lo que activa las células T;
y
(b) un segundo agente que estimula una molécula
accesoria en la superficie de las células T, lo que estimula las
células T activadas, con lo que el primer y el segundo agentes
inducen la proliferación de las células T.
2. El método de la reivindicación 1 para inducir
la proliferación de una población de células T CD4^{+}, que
comprende, además, el aislamiento de una población de células T
CD4^{+} antes de la etapa (a).
3. El método de la reivindicación 1 ó 2, en el
que el primer agente estimula una señal asociada al complejo RCT/CD3
en las células T.
4. El método de la reivindicación 3, en el que el
primer agente es un anticuerpo anti-CD3.
5. El método de la reivindicación 4, en el que el
anticuerpo anti-CD3 es un anticuerpo monoclonal
anti-CD3 humano.
6. El método de la reivindicación 1 ó 2, en el
que el primer agente es un anticuerpo anti-CD2.
7. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 6, en el que la molécula accesoria en la célula
T es CD28.
8. El método de la reivindicación 7, en el que el
segundo agente es un anticuerpo anti-CD28.
9. El método de la reivindicación 8, en el que el
anticuerpo anti-CD28 es un anticuerpo monoclonal
anti-CD28 humano.
10. El método de la reivindicación 8, en el que
el anticuerpo anti-CD3 es OKT3 y el anticuerpo
anti-CD28 es uno de 9.3 o EX5.3D10.
11. El método de la reivindicación 7, en el que
el segundo agente es una forma estimuladora de un ligando natural de
CD28.
12. El método de la reivindicación 11, en el que
el ligando natural es B7-1 o
B7-2.
13. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 12, que además comprende: vigilar la
proliferación de células T; y reactivar y reestimular las células T
con el primer y el segundo agentes cuando la velocidad de
proliferación de células T se ha reducido para inducir la
proliferación adicional de las células T.
14. El método de la reivindicación 13, en el que
la etapa de vigilancia de la proliferación de las células T se
realiza examinando el tamaño de las células o determinando el nivel
de expresión de una molécula de la superficie celular, y la etapa de
reactivación y reestimulación se inicia cuando el tamaño de las
células se haya reducido o cuando el nivel de la molécula de la
superficie celular se haya reducido.
15. El método según la reivindicación 14, en el
que la molécula de la superficie celular es
B7-1.
16. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 15, en el que la población de células T puede
obtenerse de un individuo infectado con VIH.
17. El método según la reivindicación 16, en el
que el método comprende, además, otorgar a las células T resistencia
a la infección con VIH.
18. El método de la reivindicación 17, en el que
a las células T se les otorga resistencia a la infección con VIH
mediante el contacto entre las células T y al menos un agente
retro-viral que inhibe la replicación de VIH o la
producción viral.
19. El método de la reivindicación 17, en el que
a las células T, se les otorga resistencia a la infección con VIH
mediante la transducción genética de las células T para producir
moléculas que inhiben infección con VIH o replicación.
20. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 15, en el que las células T de un individuo
afectado con inmunodeficiencia asociada con un defecto genético se
transducen genéticamente para corregir el defecto.
\newpage
21. El método de la reivindicación 1 ó 2, en el
que las células T se activan mediante el contacto con un antígeno o
una porción del mismo.
22. El método según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 21, que comprende, además, repetir las etapas
(a) - (b) para producir una población de células T con números
aumentados desde aproximadamente 100 a aproximadamente 100.000 veces
la población original de células T.
23. El método de la reivindicación 1 para inducir
la proliferación de una población de células T CD8^{+}.
24. El método de la reivindicación 23, en el que
la molécula accesoria en células T activadas tiene un peso molecular
de aproximadamente 27 kD.
25. El método de la reivindicación 23 ó 24, que
comprende, además, repetir las etapas (a) - (b) para producir una
población de células T CD8^{+} con números aumentados desde
aproximadamente 100 a aproximadamente 100.000 veces la población
original de células T.
26. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 23 a 25, en el que el segundo agente es el
anticuerpo monoclonal ES5.2D8.
27. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 23 a 26, en el que la población de células T
CD8^{+} es linfocitos infiltrantes de tumores, que se pueden
obtener de un individuo con cáncer.
28. El método de una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 15, en el que la población de células T se
puede obtener de un individuo con cáncer.
29. Una composición que comprende una superficie
de fase sólida tal como se define en una cualquiera de las
reivindicaciones 1, 3 a 12, 24 ó 26.
30. La composición de la reivindicación 29 a la
que está fijado de forma covalente:
(a) un anticuerpo anti-CD3; y
(b) un anticuerpo anti-CD28.
31. La composición de la reivindicación 29 ó 30,
en donde la superficie de fase sólida es una perla o una superficie
de un recipiente de cultivo.
32. La composición de la reivindicación 31, en
donde la perla es una perla magnética.
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