EP3510405A1 - In-vitro verfahren zur identifizierung und analyse von ionenkanälen und/oder wasserkanälen und/oder rezeptoren der signaltransduktion unter verwendung eines dreidimensionalen zellkulturmodells der schweissdrüse - Google Patents

In-vitro verfahren zur identifizierung und analyse von ionenkanälen und/oder wasserkanälen und/oder rezeptoren der signaltransduktion unter verwendung eines dreidimensionalen zellkulturmodells der schweissdrüse

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EP3510405A1
EP3510405A1 EP17752055.8A EP17752055A EP3510405A1 EP 3510405 A1 EP3510405 A1 EP 3510405A1 EP 17752055 A EP17752055 A EP 17752055A EP 3510405 A1 EP3510405 A1 EP 3510405A1
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EP
European Patent Office
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sweat gland
cells
receptors
dimensional
signal transduction
Prior art date
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Withdrawn
Application number
EP17752055.8A
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English (en)
French (fr)
Inventor
Patricia Klaka
Bernhard Banowski
Sabine GRÜDL
Thomas Welss
Melanie Giesen
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Henkel AG and Co KGaA
Original Assignee
Henkel AG and Co KGaA
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Filing date
Publication date
Application filed by Henkel AG and Co KGaA filed Critical Henkel AG and Co KGaA
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Withdrawn legal-status Critical Current

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    • C12N2513/00—3D culture

Definitions

  • the present invention relates to an in vitro method for the identification and analysis of ion channels and / or water channels and / or receptors of signal transduction, in which initially provided a three-dimensional sweat gland equivalent with 500 to 500,000 sweat gland cells and a diameter of 100 to 6000 ⁇ and then an identification and analysis of ion channels present in this equivalent and / or water channels and / or receptors of signal transduction.
  • the three-dimensional sweat gland equivalents used according to the invention have ordered structures as well as differently differentiated cells and show a reactivity both at the gene expression level and at the level of protein expression to an external stimulus, for example a cholinergic stimulus by acetylcholine (also referred to as ACh).
  • washing, cleansing and caring for one's own body is a basic human need, and modern industry is constantly trying to meet these needs of man in a variety of ways.
  • Especially important for daily hygiene is the permanent elimination or at least reduction of body odor and underarm wetness.
  • Underarm wetness and body odor are caused by the secretion of eccrine and apocrine sweat glands in the human axilla. While the eccrine glands serve to thermoregulate the body and cause the onset of underarm wetness, the apocrine glands secrete viscous secretions in response to stress, resulting in unpleasant body odor due to bacterial decomposition.
  • Sweat glands can then be divided into apocrine and eccrine sweat glands and a mixed form of apocrine and eccrine sweat glands (also referred to as apoekkrine sweat gland).
  • the aforementioned forms can be distinguished by morphological and characteristic features.
  • the eccrine sweat gland in particular the human eccrine sweat gland, is one of the unbranched tubular tubular glands and can be in the secretory tail (also referred to as a coil), the dermal Ausfgang (also referred to as a duct) and the epidermal output (also known as Acrosyringium) divide.
  • the cells present in these glandular sections have different functions and functions, such as, for example, secretion in the coil, reabsorption of ions in the duct and release of the secretion, in particular of sweat, to the surrounding skin by the acrosyringium.
  • the eccrine sweat glands become stimulated mainly by the neurotransmitter acetylcholine (ACh), but also a purinerge (for example with ATP / UTP) as well as an ⁇ -adrenergic (eg with norepinephrine) stimulation is possible.
  • ACh neurotransmitter acetylcholine
  • purinerge for example with ATP / UTP
  • ⁇ -adrenergic eg with norepinephrine
  • cosmetic compositions which are able to reliably prevent underarm wetness and / or body odor and which are free of aluminum and / or aluminum zirconium salts and antibacterial compounds.
  • One way to provide such agents is to use substances that effectively inhibit the stimulation and / or biological processes of the sweat glands and thus reduce or prevent sweat secretion.
  • in-vivo tests can be carried out with test participants.
  • such assays are expensive and do not allow high throughput screening methods.
  • in-vitro tests using sweat gland cell models can be used to investigate the influence of test substances on sweat gland stimulation.
  • the cell model of the sweat gland used must emulate the in vivo situation as precisely as possible.
  • three-dimensional cell models are required, since the two-dimensional models known in the prior art do not have sufficient physiological proximity to the native sweat gland and thus only insufficiently reproduce the in vivo situation.
  • a clarification of the sweat secretion mechanism is required. Only in this way can so-called biological targets, in particular proteins produced by the sweat gland cells, be identified whose influence by test substances leads to reduced welding products. Possible biological targets that might be associated with sweat production are ion channels and / or water channels and / or signal transduction receptors that control sweat secretion.
  • in vitro methods that can be used to identify and analyze biological targets responsible for increased sweat production. After the identification and analysis of such targets, it is preferable to investigate the influence of different test substances on these targets.
  • Such in vitro methods are intended be standardized, inexpensive and fast to be carried out, so that the determination of the influence of test substances on the biological targets in high-throughput screening methods is made possible.
  • a first subject of the present invention is thus an in vitro method for the identification and analysis of ion channels and / or water channels and / or receptors of signal transduction in the human sweat gland, comprising the following method steps: a) providing at least one three-dimensional sweat gland equivalent comprising 500 to 500,000 sweat gland cells, wherein the at least one three-dimensional sweat gland equivalent has a diameter of 100 to 6,000 ⁇ and
  • the three-dimensional sweat gland equivalents used in the method of the invention form an ordered structure and have differentiated cells with the same characteristics as native sweat glands. Furthermore, these equivalents show a response to gene expression as well as to protein expression level on a stimulus by acetylcholine (ACh).
  • ACh acetylcholine
  • the results obtained by the method according to the invention can therefore be well transferred to the in vivo situation.
  • cultured primary sweat gland cells in the preparation of the equivalents high standardization can be achieved since a variety of equivalents having the same property can be produced from the cultured cells.
  • equivalents with approximately equal numbers of sweat gland cells can be generated, which also ensures high standardizability.
  • the term "ion channel” is understood to mean ion-permeable areas in the cell membrane through which these ions can migrate from the extracellular space into the cell interior and vice versa Such channels are preferably formed by proteins which are located in the cell membrane of the sweat gland cells
  • water channel is understood to mean a channel which is formed by a protein in the cell membrane of the sweat gland cells and through which only water, but no ions or electrolytes, can get into and out of the cell.
  • receptor of signal transduction means proteins and molecules which regulate the signal transmission of stimuli from the extracellular space to the sweat gland cells.
  • a three-dimensional sweat gland equivalent is understood to mean a cell model of sweat gland cells which has an extension in all three spatial directions and in which the cells exhibit a similar function, in particular an identical function, as the cells of a native sweat gland.
  • step a) of the method according to the invention at least one three-dimensional sweat gland equivalent having a specific cell number and a specific diameter is initially provided.
  • Particularly preferred three-dimensional sweat gland equivalents have certain diameters. It is therefore advantageous according to the invention if the at least one three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a) has a diameter of from 100 to 4,000 ⁇ m, preferably from 100 to 2,000 ⁇ m, in particular from 200 to 1,500 ⁇ m.
  • the diameter of the preferred spherical sweat gland equivalents used according to the invention can be determined, for example, by microscopic measurement using the software "CellSens".
  • the sweat gland equivalents used in method step a) are free of matrix compounds and / or carriers.
  • matrix compounds are meant compounds which are capable of forming spatial networks. However, this does not include the substances produced and excreted by the cells of the equivalents themselves, which are capable of forming spatial networks.
  • carriers within the meaning of the present invention are understood as meaning self-supporting substances which can serve as a support or framework for the sweat gland cells.
  • the at least one three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a) is free of matrix compounds and / or carriers, in particular free of matrix compounds and carriers.
  • the term "free of” is understood according to the invention to mean that the three-dimensional sweat gland equivalents contain less than 1% by weight, based on the total weight of the three-dimensional sweat gland equivalent, of matrix compounds and / or carriers the three-dimensional sweat gland equivalents used in method step a) 0 to 1 wt .-%, preferably 0 to 0.5 wt .-%, preferably 0 to 0.2 wt .-%, in particular 0 wt .-%, each based on the total weight of the three-dimensional sweat gland equivalent to matrix compounds and carriers.
  • the three-dimensional sweat gland equivalents used in method step a) are free of certain matrix compounds and carriers. It is therefore preferred if the three-dimensional sweat gland equivalent contains no matrix compounds and / or carriers which are selected from the group of collagens, in particular collagen type I and / or type III and / or type IV, scleroproteins, gelatins, chitosans, glucosamines, glucosaminoglucans (GAG), heparin sulfate proteoglucans, sulfated glycated proteins, growth factors, cross-linked polysaccharides, cross-linked polypeptides and mixtures thereof.
  • collagens in particular collagen type I and / or type III and / or type IV, scleroproteins, gelatins, chitosans, glucosamines, glucosaminoglucans (GAG), heparin sulfate proteoglucans, sulfated glycated proteins, growth factors
  • the three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a) is one equivalent of the eccrine and / or apocrine human sweat gland.
  • Preferred embodiments of the present invention are therefore characterized in that the at least one three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a) is a three-dimensional sweat gland equivalent of the eccrine and / or apocrine human sweat gland.
  • Such sweat gland equivalents are particularly well suited for the identification and analysis of ion channels and / or water channels and / or receptors of signal transduction as well as for determining the influence of test substances on these proteins.
  • the three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a) has been produced from human eccrine and / or apocrine sweat glands. It is therefore advantageous in the context of the present invention for the at least one three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a) to be a three-dimensional sweat gland equivalent obtained from eccrine and / or apocrine native human sweat gland cells.
  • the three-dimensional sweat gland equivalents provided in method step a) have at least one specific type of cell.
  • the use of such equivalents leads to a particularly good identification and analysis of ion channels and / or water channels and / or receptors of signal transduction.
  • Preferred embodiments of the present invention are therefore characterized in that the at least one three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a) contains at least one cell type selected from the group consisting of (i) coil cells, in particular clear cells, dark cells, myoepithelial cells, (ii) duct cells and (iii) mixtures thereof.
  • the term "clear cells” refers to cells which have a clear or undyed cytoplasm when stained with dyes, in particular with hematoxylin and eosin .
  • Such "clear cells” are preferably secretory cells of the epithelium, the plasma membrane being at the apical and lateral surface is strongly folded.
  • the cytoplasm of these "clear cells” contains high amounts of glycogen as well as many mitochondria.
  • the cells are preferably in contact with the lumen.
  • the aqueous component of the sweat which contains electrolytes and inorganic substances, is preferably excreted by this cell type previously cited “dark cells” cells whose vacuoles have a positive staining for mucopolysaccharide acid, the cytoplasm of which can therefore be stained by dyes.
  • These "dark cells” are in contact with the basement membrane and have only a few mitochondria in comparison to the "clear cells”.
  • macromolecules such as glycoproteins
  • macromolecules are separated from these "dark cells.”
  • the "myoepithelial cells” mentioned above are contractile epithelial cells which have a cytoskeleton with gap junctions and can therefore contract. In this way, the secretion from the gland end pieces is supported. Such cells are preferably located between the basal membrane and the previously mentioned “clear cells” and “dark cells”.
  • duct cells is understood to mean cells which form the wall of the duct and have a stratified cubic epithelium
  • the above-mentioned cell types can, in addition to the use of hematoxylin and eosin, also be determined by means of immunocytochemical staining using markers specific for these cells
  • a specific marker which can be used for myoepithelial cells is alpha-smooth muscle actin (also referred to as ⁇ -SMA)
  • Substance P and S100 are suitable as specific marker clear cells.
  • the marker known as CGRP (calcitonin-gene related peptide) can be used, for duct cells the specific marker cytokeratin 10 (also referred to as CK10) and CD200.
  • a particularly preferred embodiment of this subject of the invention is therefore to provide a three-dimensional sweat gland equivalent of the eccrine and / or apocrine human sweat gland comprising 500 to 500,000 sweat gland cells, the three-dimensional sweat gland equivalent having a diameter of 200 to 1,500 ⁇ .
  • a particularly preferred embodiment of this subject of the invention is the provision of a three-dimensional sweat gland equivalent derived from eccrine and / or apocrine native human sweat gland cells, comprising 500 to 500,000 Sweat gland cells, wherein the three-dimensional sweat gland equivalent has a diameter of 200 to 1,500 ⁇ .
  • a particularly preferred embodiment of this subject invention is the provision of a three-dimensional sweat gland equivalent comprising 500 to 500,000 sweat gland cells, wherein the three-dimensional sweat gland equivalent has a diameter of 200 to 1500 ⁇ and at least one cell type selected from the group of clear cells, dark cells, myoepithelial cells , Duct cells and mixtures thereof contains.
  • a particularly preferred embodiment of this subject matter is the provision of a three-dimensional sweat gland equivalent obtained from eccrine and / or apocrine native human sweat gland cells, comprising 500 to 500,000 sweat gland cells, the three-dimensional sweat gland equivalent having a diameter of 200 to 1,500 ⁇ and at least one cell type selected from the Group of clear cells, dark cells, myoepithelial cells, duct cells and mixtures thereof.
  • a particularly preferred embodiment of this subject of the invention is the provision of a three-dimensional sweat gland equivalent of the eccrine and / or apocrine human sweat gland comprising 500 to 500,000 sweat gland cells, the three-dimensional sweat gland equivalent having a diameter of 200 to 1,500 ⁇ and 0 percent by weight on the total weight of the three-dimensional sweat gland equivalent, matrix compounds and carriers.
  • a particularly preferred embodiment of this subject of the invention is the provision of a three-dimensional sweat gland equivalent of the eccrine and / or apocrine human sweat gland comprising 500 to 500,000 sweat gland cells, wherein the three-dimensional sweat gland equivalent has a diameter of 200 to 1,500 ⁇ and 0 percent by weight on the total weight of the three-dimensional sweat gland equivalent, on matrix compounds and carriers, where the matrix compounds and / or carriers are selected from the group of collagens, in particular collagen type I and / or type III and / or type IV, scleroproteins, gelatins, chitosans, glucosamines, Glucosaminoglucans (GAG), heparin sulfate proteoglucans, sulfated glycated proteins, growth factors, cross-linked polysaccharides, cross-linked polypeptides, and mixtures thereof.
  • collagens in particular collagen type I and / or type III and / or type IV, scleroproteins, ge
  • the three-dimensional sweat gland equivalents provided in method step a) have a higher standardizability and availability than isolated sweat glands and are closer to the in vivo situation than one-dimensional and two-dimensional sweat gland models. Furthermore, these equivalents represent a cost-effective alternative to in vivo studies on humans, since these equivalents can be used to identify ion channels and / or water channels and / or receptors of signal transduction and to analyze their influence on sweat secretion. Because the three-dimensional Sweat gland equivalents simulate the sweat gland in vivo both in their structure and in their histological composition, so that the information obtained with these equivalents are readily transferable to humans.
  • the three-dimensional sweat gland equivalents provided in method step a) can be obtained, for example, by the following production method.
  • a first step initially isolated sweat glands are provided which can be obtained from skin biopsies or the like and which have been removed from their natural environment.
  • the isolated sweat glands of the first step are obtained by isolating native sweat glands, particularly native eccrine and / or apocrine sweat glands, from the human skin, preferably isolating the native sweat glands by enzymatic digestion of human skin using a mixture of 2-3 mg / ml Collagenase II and 0, 1 to 0.2 mg / ml thermolysin for 3 to 6 hours at 35 to 40 ° C, especially at 37 ° C, takes place.
  • These isolated sweat glands are cultured in a second step in a specific nutrient medium to obtain a cell culture.
  • a particularly good cultivation of the isolated sweat gland cells obtained in the first step is achieved if a mixture of DMEM and Ham 's F12 in the weight ratio 3: 1, which additionally 10 wt .-%, based on the total weight of the mixture, fetal calf serum ( FCS), used as nutrient medium.
  • FCS fetal calf serum
  • the cultivation of these cells in the nutrient medium described above is preferably carried out for 7 to 28 days, especially for 14 days, at a temperature of 36 to 38 ° C and a CO 2 content of 5 wt .-%, based on the total weight for cultivation used atmosphere.
  • a cell preparation of primary sweat gland cells in a nutrient medium is produced in the third step, wherein the cell count of the primary sweat gland cells in the cell preparation 50 to 250.00 cells per ⁇ _, preferably 100 to 10,000 cells per ⁇ _, preferably 150 to 5000 cells per [iL , more preferably 200 to 3,200 cells per [iL, even more preferably 300 to 1 .000 cells per [iL, in particular 400 to 600 cells per [iL nutrient medium.
  • the cell preparation of primary sweat gland cells is preferably prepared by detachment of the sweat gland cells cultured in the second step, in particular gentle trypsinization, culturing these detached sweat gland cells in monolayer cultures, suspending the cultured primary sweat gland cells in a nutrient medium and adjusting the cell number.
  • FCS fetal Calf Serum
  • the cultivation of the detached sweat gland cells is preferably carried out at a temperature of 36 to 38 ° C and a CO 2 content of 5 wt .-%, based on the total weight of the atmosphere used for cultivation, carried out to Kofluenz.
  • a fourth step 10 to 100 [iL, preferably from 20 to 80 [iL, preferably from 30 to 70 [iL, in particular from 40 to 60 [iL of this cell preparation in suspended state, ie in the form of a free-floating from a surface drooping, cultured until the three-dimensional sweat gland equivalents have formed.
  • hanging drop wells as disclosed for example in the publication WO 2012/014047 A1 and commercially available from the company Insphero as GravityPLUS® seeding plate with SureDrop® Inlet introduction system and GravityTRAP® harvesting plate, as proved advantageous.
  • the cultivation of the cell preparation in suspended state for a period of 1 to 25 days, especially from 2 to 7 days, at a temperature of 36 to 38 ° C and a CO 2 content of 5 wt .-%, based on the total weight the atmosphere used for cultivation.
  • the equivalents After isolation of the equivalents obtained by addition of 50 to 200 [iL, in particular from 70 to 100 [iL, nutrient medium, the equivalents can be used directly for the process step b) of the inventive method or cultured again.
  • the renewed cultivation of the obtained equivalents is preferably carried out for a period of 1 to 6 days at a temperature of 36 to 38 ° C and a CO 2 content of 5 wt .-%, based on the total weight of the atmosphere used for cultivation.
  • step (ii) providing a cell preparation of primary sweat gland cells from the sweat glands isolated in step (i), wherein the cell number of the primary sweat gland cells in the cell preparation is 400 to 600 cells per [iL and wherein the cell preparation of primary sweat gland cells has a volume of 40 to 60 [ iL has,
  • step (iii) culturing the cell preparation provided in step (ii) in a suspended state, wherein the suspended state of the cell preparation is achieved by using a hanging-drop multiwell plate, and wherein during the culture period, 40% by volume based on the total volume of that in this step cell preparation used, the culture medium of the cell preparation can be replaced by fresh nutrient medium,
  • step (iv) isolating the three-dimensional sweat gland equivalent obtained in step (iii), wherein the isolation of the three-dimensional sweat gland equivalent is accomplished by adding 50 to 200 ⁇ l of culture medium to detach the model,
  • step (v) optionally culturing the three-dimensional sweat gland equivalent isolated in step (iv) for a period of 1 to 6 days at a temperature of 36 to 38 ° C and a CO 2 content of 5% by weight, based on the total weight of the culture used atmosphere.
  • step a) the production of the equivalents provided in step a) is carried out using eccrine and / or or apocrine native human sweat glands.
  • eccrine and / or apocrine native sweat glands are hereby understood to be eccrine and / or apocrine sweat glands which have been isolated from the skin of humans, in particular from human skin biopsies or by other methods.
  • the three-dimensional sweat gland equivalents provided in step a) are preferably prepared exclusively using in vitro methods. Consequently, no process steps are included in which in vivo methods are used. Thus, these equivalents can also be used to test substances intended for cosmetic use. Furthermore, this method of preparation allows low cost production of standardized equivalents which can be used in high throughput screening methods. In addition, this manufacturing process results in three-dimensional sweat gland equivalents, which form ordered structures, have differentially differentiated cells and express sweat gland-specific markers, so that a good transferability of in vitro data to the in vivo situation is made possible.
  • the identification and analysis takes place at least one ion channel and / or water channel and / or receptor of the signal transduction in the three-dimensional sweat gland equivalent provided in method step a).
  • Preferred biological targets according to the invention are certain ion channels and / or water channels which control the cellular import and export. It is therefore preferable if the at least one ion channel and / or water channel in method step b) is selected from ion channels and / or water channels of the cellular import and export.
  • the control of the cellular import and export is understood to mean the control of the transport, in particular selective transport, of ions and / or water from the extracellular space into the sweat gland cells or from the sweat gland cells into the extracellular space.
  • Examples of such ion channels are, for example, chloride channels (also referred to as CaCC) which are opened by binding of Ca 2+ - Ba 2+ and Sr 2+ .
  • chloride channels in the present invention are those termed “transmembrane member 16A” (also referred to as TMEM16A and AN01), "cystic fibrosis transmembrane conductor regulator” (also referred to as CFTR), “chloride channel accessory” (also referred to as CLCA1 to CLCA4), “chlorid intracellular channel protein 6” (also referred to as CLIC6), and bestrophin (also referred to as BEST1 to BEST4) known transmembrane proteins.
  • transmembrane member 16A also referred to as TMEM16A and AN01
  • CFTR cystic fibrosis transmembrane conductor regulator
  • chloride channel accessory also referred to as CLCA1 to CLCA4
  • CLIC6 chlorid intracellular channel protein 6
  • bestrophin also referred to as BEST1 to BEST4 known transmembrane proteins.
  • sodium-potassium cotransporter also referred to as NKCC1 and / or SLC12A2
  • NKCC1 and / or SLC12A2 sodium-potassium cotransporter
  • This channel transports Na + , K + and chloride ions into the cell and out of the cell, transporting with neutrality so that each carries 1 Na + and 1 K + - in combination with 2 chloride ions become.
  • Another preferred biological target is the epithalic sodium channel (also referred to as ENaC or SCNN 1). This channel is permeable to Li + , H + and especially Na + and provides for the reabsorption of sodium ions from the extracellular space into the sweat gland cell by Na + / K + -ATPase (for example ATP1 B1).
  • water channels are furthermore suitable biological targets.
  • a preferred water channel in the context of the present invention is known by the name aquaporin-5 water channel (also referred to as AQP-5). This water channel is formed by the integral membrane pore protein aquaporin-5 and selectively transports water molecules blocking the passage of ions or other solutes.
  • a preferred biological target also constitutes receptors of signal transduction.
  • Preferred embodiments of the present invention are therefore characterized in that the at least one signal transduction receptor is selected from the group of G-protein coupled receptors, neuroreceptors, neutromodulators and mixtures thereof.
  • G-protein-coupled receptors are understood as meaning all proteins anchored in the cell membrane with 7 helices (also referred to as seven-transmembrane domain receptors, 7-TM receptors and heptahelical receptors) which are capable of binding and activating G proteins.
  • the 7 subunits span the cell membrane and are connected by three intracellular and three extracellular loops. These receptors have an extracellular binding domain for a ligand and an intracellular binding domain for the G protein.
  • Such receptors direct signals via GTP-binding proteins to the cell interior.
  • a preferred G-protein coupled receptor In the context of the present invention, the receptor known under the name muscarinic acetylcholine receptor M3 (also referred to as CHRM3) is known.
  • a neuroreceptor is understood as meaning a membrane receptor protein which, unlike a G protein-coupled receptor, is stimulated or inhibited by a neurotransmitter.
  • Such proteins reside in the cell membrane and interact with chemical compounds that bind to such receptors.
  • binding of a neurotransmitter to a neuroreceptor can elicit an electrical signal that regulates the activity of an ion channel.
  • neuroreceptors are ligand-gated receptors, such as galanin receptors, neuropeptide Y receptors, vasoactive intestinal peptide receptors (also referred to as VIPRs), as well as ionotropic receptors.
  • neuromodulators chemical compounds are understood to be released as messengers of neurons or cells, bind to other neurons or cells with the corresponding receptors and transmit in this way a signal.
  • the aforementioned channels and receptors play a role in controlling sweat production and are therefore particularly useful as biological targets for studying the secretory mechanism.
  • identification and analysis of ion channels and / or water channels and / or receptors of signal transduction is carried out according to the invention using certain methods. It is therefore preferred according to the invention if the identification and analysis in method step b) are carried out using methods selected from the group of molecular biological methods, protein analyzes, assays for determining the functionality and combinations thereof.
  • Molecular biological methods which can be used in the context of the present invention are, for example, NGS (next generation sequencing) analysis and qRT-PCR (quantitative real-time PCR). By means of these methods, the previously mentioned proteins can be identified and quantitatively determined by means of gene expression analyzes.
  • the expression levels of the proteins obtained in the three-dimensional sweat gland equivalents were compared with the expression level of these proteins in samples of the human sweat gland as well as in full skin samples.
  • the level of expression of these proteins in the three-dimensional sweat gland equivalents as well as in the human sweat gland was significantly higher than in the full-skin samples, so that these proteins can therefore be specific marker proteins for the sweat gland.
  • the expression of these proteins in the three-dimensional sweat gland equivalents obtained was comparable to the expression of these proteins in the human sweat glands.
  • the sweat gland equivalents used in the method according to the invention Therefore, the situation is excellent in vivo, thus ensuring a good transferability of the in vitro results to the in vivo situation.
  • Suitable protein analyzes are, for example, immunolabelling of the previously mentioned proteins by means of specific markers, such as the method of immunofluorescence, Western blot analyzes and / or ELISA. With the two latter methods, a quantitative determination of the aforementioned proteins is also possible.
  • a further process step c) is carried out.
  • this method step c) the influence of different test substances on the identified in step b) ion channels and / or water channels and / or receptors of signal transduction, in particular the above-mentioned specific channels and receptors, determined.
  • Preferred embodiments of the present invention are therefore characterized in that, in an additional method step c), the influence of compounds on the at least one ion channel and / or water channel and / or receptor of the signal transduction identified in method step b) is investigated.
  • Those compounds used in method step c) are preferably inhibitors of these channels and / or receptors, if these channels or the binding to these receptors are responsible for increased sweat secretion. However, if the abovementioned channels or the binding to these receptors reduce sweat secretion, activators are preferably used as compounds in process step c).
  • method step c) certain methods for determining the influence of the compound on the proteins identified in method step b) are used. It is therefore advantageous according to the invention for the influence of the at least one compound in process step c) to take place with methods selected from the group of molecular biological methods, protein analyzes, assays for determining the functionality and combinations thereof. With regard to the methods, reference is made to the methods mentioned above and used in method step b), which can equally be used for carrying out method step c).
  • the native sweat glands were obtained from human tissue samples, called biopsies, obtained from plastic surgery of patients who have consented to the use of the material for research purposes.
  • the tissue used was removed for upper arm tightening and facial tautening. From this, the eccrine and apocrine sweat glands were isolated from the underarm area. For this purpose, the respective biopsy was cut into small pieces and then cut into pieces of a maximum of about 1 cm x 1 cm. Subsequently, the skin was digested with a mixture of equal parts Collagenase II (5 mg / ml) and Thermolysin (0.25 mg / ml) at 37 ° C in the incubator for about 3.5 to 5 hours until the connective tissue almost was completely digested.
  • Collagenase II 5 mg / ml
  • Thermolysin (0.25 mg / ml)
  • the sweat glands isolated in step 1 .1 were placed in collagen-I coated culture flasks and then added to 25 ml of nutrient medium. After culturing for 7 to 21 days in the incubator at 37 ° C and 5% CO2, the growing sweat gland cells were peeled off and cultivated again on collagen I-coated culture flasks to confluency (monolayer culture of the primary sweat gland cells).
  • composition of the nutrient medium used is as follows:
  • the SD sweat gland equivalents are harvested by adding 50 to 200 [iL of nutrient medium and transferred to a "GravityTRAP®” plate (Insphero AG, Switzerland) before harvesting the "GravityTRAP®” plate with 60 to 100 [iL keratinocyte medium using a multichannel pipette moistened to minimize the formation of air bubbles and to avoid the loss of three-dimensional sweat gland equivalents. After harvesting, plate is centrifuged for 1 to 5 minutes at 100 to 300 xg to remove air bubbles.
  • One part of the three-dimensional sweat gland equivalents was analyzed, whereas another part was cultured for a further 1 to 6 days in the wells of the harvest plate at 37 ° C and 5% by weight CO2 based on the total weight of the culture used for culturing.
  • the detection of the abovementioned ion channels and / or water channels and / or receptors of the signal transduction can be determined for example by means of molecular biological methods.
  • the mRNA is first isolated according to the manufacturer's instructions using the "RNeasy Micro Kit” (Qiagen) and then analyzed by means of quantitative real-time PCR (Bellas et al .: "In Vitro 3D Full Thickness Skin Equivalent Tissue Model Using Silk and Collagen Biomaterials "; Macromolecular Bioscience, 2012, 12, pages 1627-1636).
  • the G protein-coupled receptor CHRM3 (muscarinic acetylcholine receptor M3), NKCC1, CFTR, AQP5, GalR2 and GalR3, and AN01 in the three-dimensional sweat gland equivalents provided in method step a) could be detected by this method.

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Abstract

Die vorliegende Erfindung betrifft ein in-vitro Verfahren zur Identifizierung und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion, in welchem zunächst mindestens ein dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalent mit 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen sowie einem Durchmesser von 100 bis 6.000 μm bereitgestellt und anschließend lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion in diesem Äquivalent infiziert und analysiert werden. Bevorzugt wird in einem weiteren Verfahrensschritt c) der Einfluss von Testsubstanzen auf die zuvor in Schritt b) identifizierten Proteine untersucht. Da die in Schritt a) verwendeten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente unterschiedlich differenzierte Zellen aufweisen und die in-vivo-Situation gut abbilden, lassen sich die mit dem erfindungsgemäßen in-vitro Verfahren erhaltenen Messdaten gut auf die in-vivo-Situation übertragen.

Description

"ln-vitro Verfahren zur Identifizierung und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion unter Verwendung eines dreidimensionalen Zellkulturmodells der Schweißdrüse "
Die vorliegende Erfindung betrifft ein in-vitro Verfahren zur Identifizierung und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion, bei welchem zunächst ein dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalent mit 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen sowie einem Durchmesser von 100 bis 6.000 μιη bereitgestellt und anschließend eine Identifizierung und Analyse von in diesem Äquivalent vorliegenden lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion erfolgt. Die erfindungsgemäß verwendeten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente weisen geordnete Strukturen sowie unterschiedlich differenzierte Zellen auf und zeigen ein Reaktionsvermögen sowohl auf Genexpressionsebene als auch auf Ebene der Proteinexpression auf einen externen Stimulus, beispielsweise einen cholinergenen Stimulus durch Acetylcholin (auch als ACh bezeichnet).
Das Waschen, Reinigen und Pflegen des eigenen Körpers stellt ein menschliches Grundbedürfnis dar und die moderne Industrie versucht fortlaufend, diesen Bedürfnissen des Menschen in vielfältiger Weise gerecht zu werden. Besonders wichtig für die tägliche Hygiene ist die anhaltende Beseitigung oder zumindest Reduzierung des Körpergeruchs und der Achselnässe. Achselnässe und Körpergeruch entstehen durch die Sekretion aus ekkrinen und apokrinen Schweißdrüsen in der humanen Achselhöhle. Während die ekkrinen Drüsen der Thermoregulation des Körpers dienen und für die Entstehung der Achselnässe verantwortlich sind, scheiden die apokrinen Drüsen ein viskoses Sekret in Reaktion auf Stress ab, aus welchem durch bakterielle Zersetzung unangenehmer Körpergeruch entsteht.
Erste Forschungsarbeiten an nativen ekkrinen und apokrinen Schweißdrüsen wurden bereits Anfang des 20. Jahrhunderts durchgeführt, um diese zur Gruppe der exokrinen Drüsen gehörenden Hautanhangsgebilde zu klassifizieren. Schweißdrüsen lassen sich hiernach in apokrine und ekkrine Schweißdrüsen sowie eine Mischform aus apokrinen und ekkrinen Schweißdrüsen (auch als apoekkrine Schweißdrüse bezeichnet) einteilen. Die zuvor genannten Formen können anhand morphologischer und charakteristischer Merkmale unterschieden werden.
Die ekkrine Schweißdrüse, insbesondere die humane ekkrine Schweißdrüse, gehört zu den unverzweigten gewunden tubulären Drüsen und lässt sich in das sekretorische Endstück (auch als Coil bezeichnet), den dermalen Ausführgang (auch als Dukt bezeichnet) sowie den epidermalen Ausführgang (auch als Acrosyringium bezeichnet) unterteilen. Die in diesen Drüsenabschnitten vorhanden Zellen weisen unterschiedliche Aufgaben und Funktionen auf, wie beispielsweise die Sekretion im Coil, Rückresorption von Ionen im Dukt sowie Abgabe des Sekrets, insbesondere des Schweißes, an die umliegende Haut durch das Acrosyringium. Die ekkrinen Schweißdrüsen werden hauptsächlich durch den Neurotransmitter Acetylcholin (ACh) stimuliert, jedoch ist auch eine purinerge (beispielsweise mit ATP/UTP) sowie eine αβ-adrenerge (beispielsweise mit Noradrenalin) Stimulation möglich.
Im Hinblick auf die Vermeidung von Achselnässe und/oder Körpergeruch ist es daher wünschenswert, die Sekretion aus ekkrinen und/oder apokrinen Schweißdrüsen zu vermindern und/oder zu vermeiden. Dies kann beispielsweise dadurch erreicht werden, dass die Ausführungsgänge der ekkrinen Schweißdrüsen mittels sogenannter Plugs verstopft. Hierzu werden im Stand der Technik schweißhemmende Aluminium- und/oder Aluminium-Zirkoniumsalze eingesetzt, welche jedoch vom Verbraucher als kritisch empfunden werden. Weiterhin werden im Stand der Technik antibakterielle Mittel eingesetzt, welche den bakteriellen Abbau des Schweißes verhindern. Derartige Mittel können jedoch die natürliche Mikroflora der Haut unter der Achselhöhle negativ beeinflussen. Es ist daher wünschenswert, kosmetische Mittel bereitzustellen, welche in der Lage sind, die Achselnässe und/oder den Körpergeruch zuverlässig zu verhindern und welche frei von Aluminium- und/oder Aluminium-Zirkoniumsalzen sowie antibakteriell wirkenden Verbindungen sind. Eine Möglichkeit zur Bereitstellung derartiger Mittel besteht in dem Einsatz von Substanzen, welche die Stimulierung und/oder die biologischen Prozesse der Schweißdrüsen effektiv hemmen und somit die Schweißsekretion vermindern bzw. vermeiden. Um derartige Substanzen identifizieren zu können, können in-vivo Tests mit Versuchsteilnehmern durchgeführt werden. Solche Tests sind jedoch aufwändig und erlauben keine Screeningverfahren mit hohen Durchsatzraten. Zum anderen können in-vitro Tests unter Einsatz von Zellmodellen von Schweißdrüsen eingesetzt werden, an welchen der Einfluss von Testsubstanzen auf die Stimulation der Schweißdrüsen untersucht werden kann.
Damit die in-vitro erhaltenen Testergebnisse gut auf die in-vivo Situation übertragbar sind, muss das eingesetzte Zellmodell der Schweißdrüse die in-vivo-Situation möglichst genau nachbilden. Hierzu sind dreidimensionale Zellmodelle erforderlich, da die im Stand der Technik bekannten zweidimensionalen Modelle keine ausreichende physiologische Nähe zur nativen Schweißdrüse aufweisen und damit die in-vivo-Situation nur unzureichend wiedergeben. Darüber hinaus ist eine Aufklärung des Schweißsekretionsmechanismus erforderlich. Denn nur auf diese Weise können sogenannte biologische Targets, insbesondere durch die Schweißdrüsenzellen produzierte Proteine, identifiziert werden, deren Beeinflussung durch Testsubstanzen zu einer verminderten Schweißprodukten führt. Mögliche biologische Targets, welche im Zusammenhang mit der Schweißproduktion stehen könnten, sind lonenkanäle und/oder Wasserkanäle und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion, welche die Schweißsekretion steuern.
Es besteht daher weiterhin ein Bedarf an in-vitro Verfahren, mit deren Hilfe biologische Targets, welche für eine erhöhte Schweißproduktion verantwortlich sind, identifiziert und analysiert werden können. Nach der Identifikation und Analyse derartiger Targets erfolgt bevorzugt die Untersuchung des Einflusses verschiedener Testsubstanzen auf diese Targets. Derartige in-vitro Verfahren sollen standardisierbar, kostengünstig und schnell durchführbar sein, so dass die Ermittlung des Einflusses von Testsubstanzen auf die biologischen Targets in Screeningverfahren mit hohen Durchsatzraten ermöglicht wird.
Der vorliegenden Erfindung lag daher die Aufgabe zugrunde, ein in-vitro Verfahren zur Identifikation und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion bereitzustellen, welches standardisierbar, kostengünstig sowie schnell durchführbar ist und dessen Ergebnisse sich auf die in-vivo-Situation übertragen lassen.
Es wurde nun überraschend gefunden, dass mit Hilfe bestimmter dreidimensionaler Schweißdrüsenäquivalente eine Identifikation und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion ermöglicht wird. Die eingesetzten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente weisen eine geordnete Struktur auf. Weiterhin bilden die primären Schweißdrüsenzellen dieser Äquivalente die gleichen Charakteristika aus wie native Schweißdrüsen. Daher lassen sich die mit diesen Äquivalenten erhaltenen Messdaten in Bezug auf die Identifikation und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion sehr gut auf die in-vivo-Situation übertragen.
Ein erster Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist somit ein in-vitro Verfahren zur Identifikation und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion in der humanen Schweißdrüse, umfassend die folgenden Verfahrensschritte: a) Bereitstellen mindestens eines dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 100 bis 6.000 μιη aufweist und
b) Identifizierung und Analyse von mindestens einem lonenkanal und/oder Wasserkanal und/oder Rezeptor der Signaltransduktion in dem in Verfahrensschritt a) bereitgestellten mindestens einen dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalent.
Die in dem erfindungsgemäßen Verfahren verwendeten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente bilden eine geordnete Struktur und weisen differenzierte Zellen mit den gleichen Charakteristika auf wie native Schweißdrüsen. Weiterhin zeigen diese Äquivalente eine Reaktion auf Genexpressions- als auch auf Proteinexpressionsebene auf einen Stimulus durch Acetylcholin (ACh). Die mit dem erfindungsgemäßen Verfahren erhaltenen Ergebnisse lassen sich daher gut auf die in-vivo-Situation übertragen. Durch Verwendung von kultivierten primären Schweißdrüsenzellen bei der Herstellung der Äquivalente kann eine hohe Standardisierung erreicht werden, da aus den kultivierten Zellen eine Vielzahl von Äquivalenten mit gleichen Eigenschaft erzeugt werden können. Weiterhin können durch den Einsatz von kultivierten primären Schweißdrüsenzellen Äquivalente mit annährend gleichen Zahlen an Schweißdrüsenzellen erzeugt werden, was ebenfalls eine hohe Standardisierbarkeit sicherstellt. Unter dem Begriff „lonenkanal" werden erfindungsgemäß für Ionen durchlässige Areale in der Zellmembran verstanden, durch welche diese Ionen von dem Extrazellulärraum in das Zellinnere und umgekehrt wandern können. Derartige Kanäle werden bevorzugt von Proteinen gebildet, welche sich in der Zellmembran der Schweißdrüsenzellen befinden. In diesem Zusammenhang wird unter dem Begriff„Wasserkanal" ein Kanal verstanden, welcher von einem Protein in der Zellmembran der Schweißdrüsenzellen gebildet wird und durch welchen lediglich Wasser, jedoch keine Ionen oder Elektrolyte in und aus der Zelle gelangen kann.
Zudem werden unter dem Begriff„Rezeptor der Signaltransduktion" erfindungsgemäß Proteine und Moleküle verstanden, welche die Signalweitergabe von Stimuli aus dem Extrazellulärraum an die Schweißdrüsenzellen regulieren.
Weiterhin wird unter einem dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalent erfindungsgemäß ein Zellmodell aus Schweißdrüsenzellen verstanden, welches eine Ausdehnung in alle drei Raumrichtungen aufweist und in welchem die Zellen eine ähnliche Funktion, insbesondere eine identische Funktion, wie die Zellen einer nativen Schweißdrüse zeigen.
In Verfahrensschritt a) des erfindungsgemäßen Verfahrens wird zunächst mindestens ein dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalent mit einer bestimmten Zellzahl und einem bestimmten Durchmesser bereitgestellt.
Besonders bevorzugte dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalente weisen bestimmte Durchmesser auf. Es ist daher erfindungsgemäß vorteilhaft, wenn das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 100 bis 4.000 μιη, vorzugsweise von 100 bis 2.000 μιη, insbesondere von 200 bis 1.500 μιη, aufweist. Der Durchmesser der bevorzugt kugelförmigen erfindungsgemäß verwendeten Schweißdrüsenäquivalente kann beispielsweise mittels mikroskopischer Vermessung unter Verwendung der Software„CellSens" bestimmt werden.
Im Rahmen der vorliegenden Erfindung ist es bevorzugt, wenn die in Verfahrensschritt a) verwendeten Schweißdrüsenäquivalente frei sind von Matrixverbindungen und/oder Trägern. Unter Matrixverbindungen sind hierbei Verbindungen zu verstehen, welche zur Ausbildung räumlicher Netzwerke in der Lage sind. Hierunter fallen jedoch nicht die von den Zellen der Äquivalente selbst produzierten und ausgeschiedenen Substanzen, welche zur Ausbildung räumlicher Netzwerke in der Lage sind. Weiterhin werden unter Trägern im Sinne der vorliegenden Erfindung selbsttragende Stoffe verstanden, welche als Unterlage bzw. Gerüst für die Schweißdrüsenzellen dienen können. Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung ist das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent frei von Matrixverbindungen und/oder Trägern ist, insbesondere frei von Matrixverbindungen und Trägern. Unter dem Begriff „frei von" wird erfindungsgemäß verstanden, dass die dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente weniger als 1 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht des dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents, an Matrixverbindungen und/oder Träger enthalten. Es ist daher im Rahmen der vorliegenden Erfindung vorteilhaft, wenn die in Verfahrensschritt a) eingesetzten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente 0 bis 1 Gew.-%, vorzugsweise 0 bis 0,5 Gew.-%, bevorzugt 0 bis 0,2 Gew.-%, insbesondere 0 Gew.-%, jeweils bezogen auf das Gesamtgewicht des dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents, an Matrixverbindungen und Trägern enthalten.
In diesem Zusammenhang ist es besonders vorteilhaft, wenn die in Verfahrensschritt a) verwendeten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente frei sind von bestimmten Matrixverbindungen und Träger. Es ist daher bevorzugt, wenn das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent keine Matrixverbindungen und/oder Träger enthält, welche ausgewählt sind aus der Gruppe von Collagenen, insbesondere Collagen Typ I und/oder Typ III und/oder Typ IV, Scleroproteinen, Gelatinen, Chitosanen, Glucosaminen, Glucosaminoglucanen (GAG), Heparinsulfatproteoglucanen, sulfatierten Glycoproteinen, Wachstumsfaktoren, vernetzten Polysacchariden, vernetzten Polypeptiden sowie deren Mischungen.
Besonders bevorzugt handelt es sich bei dem in Verfahrensschritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalent um ein Äquivalent der ekkrinen und/oder apokrinen humanen Schweißdrüse. Bevorzugte Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung sind daher dadurch gekennzeichnet, dass das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent ein dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalent der ekkrinen und/oder apokrinen humanen Schweißdrüse ist. Derartige Schweißdrüsenäquivalente sind besonders gut zur Identifizierung und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion sowie für die Ermittlung des Einflusses von Testsubstanzen auf diese Proteine geeignet.
Darüber hinaus ist es erfindungsgemäß besonders bevorzugt, wenn das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent aus humanen ekkrinen und/oder apokrinen Schweißdrüsen hergestellt wurde. Es ist daher im Rahmen der vorliegenden Erfindung vorteilhaft, wenn das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent ein aus ekkrinen und/oder apokrinen nativen humanen Schweißdrüsenzellen gewonnenes dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalent ist.
Darüber hinaus hat es sich erfindungsgemäß als vorteilhaft erwiesen, wenn die in Verfahrensschritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente mindestens eine bestimme Zellart aufweisen. Der Einsatz derartiger Äquivalente führt zu einer besonders guten Identifizierung und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion. Bevorzugt Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung sind daher dadurch gekennzeichnet, dass das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent mindestens eine Zellart, ausgewählt aus der Gruppe von (i) Coilzellen, insbesondere clear cells, dark cells, sowie Myoepitheliumzellen, (ii) Duktzellen sowie (iii) deren Mischungen, enthält. Unter dem Begriff „clear cells" werden erfindungsgemäß Zellen verstanden, welche ein klares bzw. ungefärbtes Cytoplasma bei Anfärbung mit Farbstoffen, insbesondere mit Hematoxylin und Eosin aufweisen. Derartige„clear cells" sind bevorzugt sekretorische Zellen des Epitheliums, wobei die Plasmamembran an der apikalen und lateralen Oberfläche stark gefaltet ist. Das Cytoplasma dieser„clear cells" enthält hohe Mengen an Glycogen sowie viele Mitochondrien. Die Zellen befinden sich bevorzugt in Kontakt mit dem Lumen. Die wässrige Komponente des Schweißes, welche Elektrolyte und anorganische Substanzen enthält, wird bevorzugt von dieser Zellart ausgeschieden. Hingegen sind die zuvor angeführten„dark cells" Zellen, deren Vakuolen eine positive Anfärbung auf Mucopolysaccharidsäure aufweisen, deren Cytoplasma sich also durch Farbstoffe anfärben lässt. Diese„dark cells" stehen in Kontakt mit der Basalmembran und weisen im Vergleich zu den„clear cells" nur wenige Mitochondrien auf. Bevorzugt werden Makromoleküle, wie beispielsweise Glycoproteine, von diesen„dark cells" abgeschieden. Unter den zuvor angeführten „Myoepithelzellen" sind kontraktile Epithelzellen zu verstehen, welche ein Zytosklett mit sogenannten Gap junctions aufweisen und sich daher kontrahieren können. Auf diese Weise wird die Sekretabgabe aus den Drüsenendstücken unterstützt. Derartige Zellen befinden sich bevorzugt zwischen der Basalmembran und den zuvor angeführten„clear cells" und„dark cells". Schließlich werden unter dem Begriff „Duktzellen" erfindungsgemäß Zellen verstanden, welche die Wand des Duktes bilden und ein stratifiziertes kubisches Epithel aufweisen. Die zuvor angeführten Zellarten können durch neben der Verwendung von Hematoxylin und Eosin auch mittels immunzytochemischen Färbungen unter Einsatz von für diese Zellen spezifische Marker bestimmt werden. Ein für Myoepithelzellen einsetzbarer spezifischer Marker ist alpha-smooth muscle actin (auch als α-SMA bezeichnet). Als spezifische Marker „clear cells" eignet sich beispielsweise Substance P sowie S100. Weiterhin kann für „dark cells" der unter der Bezeichnung CGRP (calcitonin-gene related peptide) bekannte Marker, für Duktzellen die spezifischen Marker Cytokeratin 10 (auch als CK10 bezeichnet) und CD200 verwendet werden.
Im Folgenden sind besonders bevorzugte in Verfahrensschritt a) verwendete dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalente beschrieben.
Eine besonders bevorzugte Ausführungsform dieses Erfindungsgegenstands ist demnach die Bereitstellung eines dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents der ekkrinen und/oder apokrinen humanen Schweißdrüse, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 200 bis 1 .500 μιη aufweist.
Weiterhin ist eine besonders bevorzugte Ausführungsform dieses Erfindungsgegenstands die Bereitstellung eines aus ekkrinen und/oder apokrinen nativen humanen Schweißdrüsenzellen gewonnenes dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalent, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 200 bis 1.500 μιη aufweist.
Darüber hinaus ist eine besonders bevorzugte Ausführungsform dieses Erfindungsgegenstands die Bereitstellung eines dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 200 bis 1.500 μιη aufweist und mindestens eine Zellart, ausgewählt aus der Gruppe von clear cells, dark cells, Myoepitheliumzellen, Duktzellen sowie deren Mischungen enthält.
Zudem ist eine besonders bevorzugte Ausführungsform dieses Erfindungsgegenstands die Bereitstellung eines aus ekkrinen und/oder apokrinen nativen humanen Schweißdrüsenzellen gewonnenes dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalent, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 200 bis 1.500 μιη aufweist und mindestens eine Zellart, ausgewählt aus der Gruppe von clear cells, dark cells, Myoepitheliumzellen, Duktzellen sowie deren Mischungen enthält.
Weiterhin ist eine besonders bevorzugte Ausführungsform dieses Erfindungsgegenstands die Bereitstellung eines dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents der ekkrinen und/oder apokrinen humanen Schweißdrüse, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 200 bis 1 .500 μιη aufweist und 0 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht des dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents, an Matrixverbindungen und Trägern enthält.
Zudem ist eine besonders bevorzugte Ausführungsform dieses Erfindungsgegenstands die Bereitstellung eines dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents der ekkrinen und/oder apokrinen humanen Schweißdrüse, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 200 bis 1 .500 μιη aufweist und 0 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht des dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents, an Matrixverbindungen und Trägern enthält, wobei die Matrixverbindungen und/oder Träger sind aus der Gruppe von Collagenen, insbesondere Collagen Typ I und/oder Typ III und/oder Typ IV, Scleroproteinen, Gelatinen, Chitosanen, Glucosaminen, Glucosaminoglucanen (GAG), Heparinsulfatproteoglucanen, sulfatierten Glycoproteinen, Wachstumsfaktoren, vernetzten Polysacchariden, vernetzten Polypeptiden sowie deren Mischungen.
Die in dem Verfahrensschritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente weisen eine höhere Standardisierbarkeit und Verfügbarkeit auf wie isolierte Schweißdrüsen und besitzen eine größere Nähe zur in-vivo Situation als eindimensionale und zweidimensionale Schweißdrüsenmodelle. Weiterhin stellen diese Äquivalente eine kostengünstige Alternative zu in- vivo Studien am Menschen dar, da mittels dieser Äquivalente lonenkanäle und/oder Wasserkanäle und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion identifiziert sowie deren Einfluss auf die Schweißsekretion analysiert werden können. Denn die dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente simulieren die Schweißdrüse in-vivo sowohl in ihrer Struktur als auch in ihrer histologischen Zusammensetzung, so dass die mit diesen Äquivalenten erhaltenen Informationen gut auf den Menschen übertragbar sind.
Die in Verfahrensschritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente lassen sich beispielsweise durch das folgende Herstellungsverfahren erhalten.
In einem ersten Schritt werden zunächst isolierte Schweißdrüsen bereitgestellt, welche aus Hautbiopsien oder dergleichen erhalten werden können und welche aus ihrer natürlichen Umgebung entfernt wurden. Bevorzugt werden die isolierten Schweißdrüsen des ersten Schritts durch Isolierung nativer Schweißdrüsen, insbesondere nativer ekkriner und/oder apokriner Schweißdrüsen, aus der menschlichen Haut erhalten, wobei die Isolierung der nativen Schweißdrüsen bevorzugt durch enzymatischen Verdau der menschlichen Haut unter Verwendung einer Mischung aus 2 bis 3 mg/ml Collagenase I I und 0, 1 bis 0,2 mg/ml Thermolysin für 3 bis 6 Stunden bei 35 bis 40 °C, insbesondere bei 37°C, erfolgt.
Diese isolierten Schweißdrüsen werden in einem zweiten Schritt in einem bestimmten Nährmedium kultiviert, um eine Zellkultur zu erhalten. Eine besonders gute Kultivierung der in dem ersten Schritt erhaltenen isolierten Schweißdrüsenzellen wird erreicht, wenn eine Mischung aus DMEM und Ham's F12 im Gewichtsverhältnis 3: 1 , welche zusätzlich 10 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht der Mischung, fetales Kälber Serum (FCS), enthält, als Nährmedium verwendet wird. Die Kultivierung dieser Zellen in dem zuvor beschriebenen Nährmedium erfolgt vorzugsweise für 7 bis 28 Tage, insbesondere für 14 Tage, bei einer Temperatur von 36 bis 38 °C und einem C02-Gehalt von 5 Gew.-% , bezogen auf das Gesamtgewicht der zur Kultivierung eingesetzten Atmosphäre.
Aus den kultivierten Zellen wird im dritten Schritt eine Zellpräparation von primären Schweißdrüsenzellen in einem Nährmedium hergestellt, wobei die Zellzahl der primären Schweißdrüsenzellen in der Zellpräparation 50 bis 250.00 Zellen pro μΙ_, vorzugsweise 100 bis 10.000 Zellen pro μΙ_, bevorzugt 150 bis 5.000 Zellen pro [iL, weiter bevorzugt 200 bis 3.200 Zellen pro [iL, noch weiter bevorzugt 300 bis 1 .000 Zellen pro [iL, insbesondere 400 bis 600 Zellen pro [iL Nährmedium beträgt. Die Zellpräparation von primären Schweißdrüsenzellen wird bevorzugt durch Ablösung der im zweiten Schritt kultivierten Schweißdrüsenzellen, insbesondere durch schonende Trypsinierung, Kultivierung dieser abgelösten Schweißdrüsenzellen in Monolayer-Kulturen, Suspendierung der kultivierten primären Schweißdrüsenzellen in einem Nährmedium sowie Einstellung der Zellzahl hergestellt. Für die Kultivierung der abgelösten Schweißdrüsenzellen sowie zur Herstellung der Zellsuspension hat es sich als vorteilhaft erwiesen, wenn eine Mischung aus DMEM und Ham's F12 im Gewichtsverhältnis 3: 1 , welche zusätzlich 10 Gew.-% , bezogen auf das Gesamtgewicht der Mischung, fetales Kälber Serum (FCS), enthält, als Nährmedium verwendet wird. Die Kultivierung der abgelösten Schweißdrüsenzellen wird vorzugsweise bei einer Temperatur von 36 bis 38 °C und einem C02-Gehalt von 5 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht der zur Kultivierung eingesetzten Atmosphäre, bis zur Kofluenz durchgeführt.
Anschließend werden in einem vierten Schritt 10 bis 100 [iL, vorzugsweise von 20 bis 80 [iL, bevorzugt von 30 bis 70 [iL, insbesondere von 40 bis 60 [iL dieser Zellpräparation in hängenden Zustand, also in Form eines von einer Oberfläche frei schwebend herabhängenden Tropfens, kultiviert, bis sich die dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente ausgebildet haben. In diesem Zusammenhang hat sich die Verwendung sogenannter Hanging-Drop-Wells, wie beispielsweise in der Offenlegungsschrift WO 2012/014047 A1 offenbart und kommerziell von der Firma Insphero als GravityPLUS®-Einsaatplatte mit SureDrop® Inlet-Einführsystem sowie GravityTRAP®-Ernteplatte erhältlich, als vorteilhaft erwiesen. Bevorzugt erfolgt die Kultivierung der Zellpräparation in hängendem Zustand für einen Zeitraum von 1 bis 25 Tagen, insbesondere von 2 bis 7 Tagen, bei einer Temperatur von 36 bis 38 °C und einem C02-Gehalt von 5 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht der zur Kultivierung eingesetzten Atmosphäre. Hierbei ist es bevorzugt, wenn während der Kultivierungsdauer, insbesondere nach 1 bis 3 Tagen, 40 Volumenprozent, bezogen auf das Gesamtvolumen der zuvor angeführten Zellpräparation, des Nährmediums der Zellpräparation durch frisches Nährmedium ersetzt werden.
Nach Isolation der erhaltenen Äquivalente durch Zugabe von 50 bis 200 [iL, insbesondere von 70 bis 100 [iL, Nährmedium können die Äquivalente direkt für den Verfahrensschritt b) des erfindungsgemäßen Verfahrens verwendet oder erneut kultiviert werden. Die erneute Kultivierung der erhaltenen Äquivalente erfolgt bevorzugt für einen Zeitraum von 1 bis 6 Tagen bei einer Temperatur von 36 bis 38 °C und einem C02-Gehalt von 5 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht der zur Kultivierung eingesetzten Atmosphäre.
Die Bereitstellung der dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente in Verfahrensschritt a) erfolgt daher besonders bevorzugt mit den nachfolgend beschriebenen Verfahren, welches die folgenden Schritte in der angegebenen Reihenfolge umfasst:
(i) Bereitstellung von isolierten Schweißdrüsen, wobei die isolierten Schweißdrüsen durch Isolierung nativer ekkriner und/oder apokriner Schweißdrüsen aus der menschlichen Haut und anschließender Suspendierung dieser isolierten Schweißdrüsen in Nährmedium erhalten werden,
(ii) Bereitstellung einer Zellpräparation von primären Schweißdrüsenzellen aus den in Verfahrensschritt (i) isolierten Schweißdrüsen, wobei die Zellzahl der primären Schweißdrüsenzellen in der Zellpräparation 400 bis 600 Zellen pro [iL beträgt und wobei die Zellpräparation von primären Schweißdrüsenzellen ein Volumen von 40 bis 60 [iL aufweist,
(iii) Kultivierung der in Verfahrensschritt (ii) bereitgestellten Zellpräparation in einem hängenden Zustand, wobei der hängende Zustand der Zellpräparation durch Verwendung einer Hanging- Drop-Multiwellplatte erreicht wird und wobei während der Kultivierungsdauer 40 Volumenprozent, bezogen auf das Gesamtvolumen der in diesem Verfahrensschritt verwendeten Zellpräparation, des Nährmediums der Zellpräparation durch frisches Nährmedium ersetzt werden,
(iv) Isolierung des in Verfahrensschritts (iii) erhaltenen dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents, wobei die Isolierung des dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents durch Zugabe von 50 bis 200 [iL Nährmedium zur Ablösung des Modells erfolgt,
(v) Gegebenenfalls Kultivierung des in Verfahrensschritt (iv) isolierten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalents für einen Zeitraum von 1 bis 6 Tagen bei einer Temperatur von 36 bis 38 °C und einem C02-Gehalt von 5 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht der zur Kultivierung eingesetzten Atmosphäre.
Da im Rahmen der vorliegenden Erfindung bevorzugt die Identifikation und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion der ekkrinen und/oder apokrinen humanen Schweißdrüse erfolgen soll, erfolgt die Herstellung der in Schritt a) bereitgestellten Äquivalente unter Verwendung von ekkrinen und/oder apokrinen nativen humanen Schweißdrüsen. Unter ekkrinen und/oder apokrinen nativen Schweißdrüsen sind hierbei ekkrine und/oder apokrine Schweißdrüsen zu verstehen, welche aus der Haut des Menschen, insbesondere aus Hautbiopsien des Menschen oder durch andere Verfahren, isoliert wurden.
Weiterhin werden die in Schritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente bevorzugt ausschließlich unter Verwendung von in-vitro Methoden hergestellt. Folglich sind keine Verfahrensschritte enthalten, bei welchen in-vivo Methoden eingesetzt werden. Somit können diese Äquivalente auch zur Testung von Substanzen verwendet werden, welche zur kosmetischen Anwendung vorgesehen sind. Weiterhin erlaubt dieses Herstellungsverfahren eine kostengünstige Herstellung von standardisierten Äquivalenten, welche in Screeningverfahren mit hohen Durchsatzraten eingesetzt werden können. Zudem resultiert dieses Herstellverfahren in dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalenten, welche geordnete Strukturen ausbilden, unterschiedlich differenzierte Zellen aufweisen und Schweißdrüsenspezifische Marker exprimieren, so dass eine gute Übertragbarkeit von in-vitro Daten auf die in-vivo-Situation ermöglicht wird.
Ein Herste II verfahren für die in Verfahrensschritt a) des erfindungsgemäßen Verfahrens bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente ist beispielsweise in der deutschen Anmeldung DE 10 2015 222 279 offenbart, auf deren Inhalt hiermit vollinhaltlich Bezug genommen wird.
In dem zweiten Verfahrensschritt des erfindungsgemäßen Verfahrens erfolgt die Identifizierung und Analyse mindestens einem lonenkanal und/oder Wasserkanal und/oder Rezeptor der Signaltransduktion in dem in Verfahrensschritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalent.
Erfindungsgemäß bevorzugte biologische Targets stellen bestimmte lonenkanäle und/oder Wasserkanäle dar, welche den zellulären Im- und Export steuern. Es ist daher bevorzugt, wenn der mindestens eine lonenkanal und/oder Wasserkanal in Verfahrensschritt b) ausgewählt ist aus lonenkanälen und/oder Wasserkanälen des zellulären Im- und Exports. Unter Steuerung des zellulären Im- und Exports wird die Steuerung des Transports, insbesondere selektiven Transports, von Ionen und/oder Wasser aus dem Extrazellulärraum in die Schweißdrüsenzellen bzw. aus den Schweißdrüsenzellen in den Extrazellulärraum verstanden. Beispiele für derartige lonenkanäle sind beispielsweise Chlorid-Kanäle (auch als CaCC bezeichnet), welche durch Bindung von Ca2+- Ba2+ und Sr2+ geöffnet werden. Besonders bevorzugte Chlorid-Kanäle im Rahmen der vorliegenden Erfindung sind die als„transmembrane member 16A" (auch als TMEM16A und AN01 bezeichnet), „cystic fibrosis transmembrane conductor regulator" (auch als CFTR bezeichnet),„Chloride Channel accessory" (auch als CLCA1 bis CLCA4 bezeichnet),„Chloride intracellular Channel protein 6" (auch als CLIC6 bezeichnet) sowie Bestrophin (auch als BEST1 bis BEST4 bezeichnet) bekannten transmembranen Proteine. Erfindungsgemäß bevorzugt ist weiterhin der als Natrium-Kalium- Cotransporter (auch als NKCC1 und/oder SLC12A2 bezeichnet) bekannte lonenkanal, welcher durch einen durch Na+/K+-ATPase erzeugten Gradienten von Na+ gesteuert wird. Dieser Kanal transportiert Na+-, K+- und Chlorid-Ionen in die Zelle und aus der Zelle hinaus, wobei der Transport unter Wahrung der Neutralität erfolgt, so dass jeweils 1 Na+- und 1 K+- in Kombination mit 2 Chloridionen transportiert werden. Ein ebenfalls bevorzugtes biologisches Target stellt der epithale Natriumkanal (auch als ENaC oder SCNN 1 bezeichne) dar. Dieser Kanal ist durchlässig für Li+, H+ und insbesondere Na+ und sorgt für die Rückresorption von Natriumionen aus dem extrazellulären Raum in die Schweißdrüsenzelle durch Na+/K+-ATPase (beispielsweise ATP1 B1 ).
Im Rahmen der vorliegenden Erfindung stellen weiterhin Wasserkanäle geeignete biologische Targets dar. Ein im Rahmen der vorliegenden Erfindung bevorzugter Wasserkanal ist unter dem Namen Aquaporin-5 Wasserkanal (auch als AQP-5 bezeichnet) bekannt. Dieser Wasserkanal wird durch das integrale Membranporenprotein Aquaporin-5 gebildet und transportiert selektiv Wassermoleküle unter Blockierung des Durchtritts von Ionen oder anderen Soluten.
Ein ebenfalls bevorzugtes biologisches Target stellen darüber hinaus Rezeptoren der Signaltransduktion dar. Bevorzugte Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung sind daher dadurch gekennzeichnet, dass der mindestens eine Rezeptor der Signaltransduktion ausgewählt ist aus der Gruppe von G-Protein gekoppelten Rezeptoren, Neurorezeptoren, Neutromodulatoren sowie deren Mischungen. Unter G-Protein gekoppelten Rezeptoren werden erfindungsgemäß alle in der Zellmembran verankerten Proteine mit 7 Helices (auch als Sieben-Transmembrandomänen- Rezeptoren, 7-TM-Rezeptoren und heptahelikale Rezeptoren bezeichnet) verstanden, welche zur Bindung und Aktivierung von G-Proteinen befähigt sind. Die 7 Untereinheiten durchspannen hierbei die Zellmembran und sind durch drei intrazelluläre und drei extrazelluläre Schleifen miteinander verbunden. Diese Rezeptoren besitzen eine extrazelluläre Bindungsdomäne für einen Liganden und eine intrazelluläre Bindungsdomäne für das G-Protein. Derartige Rezeptoren leiten Signale über GTP-bindende Proteine an das Zellinnere weiter. Ein bevorzugter G-Protein gekoppelter Rezeptor im Rahmen der vorliegenden Erfindung ist der unter dem Namen Muskariner Acetylcholin-Rezeptor M3 (auch als CHRM3 bezeichnet) bekannte Rezeptor.
Unter einem Neurorezeptor wird erfindungsgemäß ein Membranrezeptorprotein verstanden, welches im Gegensatz zu einem G-Protein gekoppelten Rezeptor durch einen Neurotransmitter stimuliert bzw. inhibiert wird. Derartige Proteine befinden sich in der Zellmembran und interagieren mit chemischen Verbindungen, welche an derartige Rezeptoren binden. Auf diese Weise kann eine Kommunikation zwischen Zellen ermöglicht werden. So kann beispielsweise die Bindung eines Neurotransmitters an einen Neurorezeptor ein elektrisches Signal auslösen, welches die Aktivität eines lonenkanals reguliert. Beispiele für Neurorezeptoren sind ligand-gated Rezeptoren, wie Galanin-Rezeptoren, Neuropeptide Y-Rezeptoren, Vasoaktive intestinal Peptid Rezeptoren (auch als VIPR bezeichnet), sowie ionotropische Rezeptoren.
Schließlich werden unter dem Begriff „Neuromodulatoren" chemische Verbindungen verstanden, welche als Botenstoffe von Neuronen oder Zellen freigesetzt werden, an andere Neuronen oder Zellen mit den entsprechenden Rezeptoren binden und auf diese Weise ein Signal übermitteln.
Die zuvor genannten Kanäle und Rezeptoren spielen eine Rolle bei der Steuerung der Schweißproduktion und eignen sich daher besonders als biologische Targets zur Untersuchung des Sekretionsmechanismus.
Die Identifizierung und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion, insbesondere der zuvor angeführten Kanäle und Rezeptoren, wird erfindungsgemäß unter Verwendung bestimmter Methoden durchgeführt. Es ist daher erfindungsgemäß bevorzugt, wenn die Identifizierung und Analyse in Verfahrensschritt b) mit Methoden, ausgewählt aus der Gruppe von molekularbiologischen Methoden, Proteinanalysen, Assays zur Bestimmung der Funktionalität sowie deren Kombinationen erfolgt. Im Rahmen der vorliegenden Erfindung einsetzbare molekularbiologische Methoden sind beispielsweise die NGS (next generation sequencing)-Analyse sowie die qRT-PCR (quantitative real-time PCR). Mittels dieser Methoden können die zuvor angeführten Proteine mittels Genexpressionsanalysen identifiziert und quantitativ bestimmt werden. Die in den dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalenten erhaltenen Expressionslevel der Proteine wurden mit dem Expressionslevel dieser Proteine in Proben der humanen Schweißdrüse sowie in Proben der Vollhaut verglichen. Das Expressionslevel dieser Proteine in den dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalenten sowie in der humanen Schweißdrüse war signifikant höher als in den Proben der Vollhaut, so dass diese Proteine daher spezifische Markerproteine für die Schweißdrüse darstellen können. Weiterhin war die erhaltene Expression dieser Proteine in den dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalenten vergleichbar mit der Expression dieser Proteine in der humanen Schweißdrüsen. Die in dem erfindungsgemäßen Verfahren eingesetzten Schweißdrüsenäquivalente bilden daher die Situation in-vivo hervorragend ab und gewährleisten auf diese Weise eine gute Übertragbarkeit der in-vitro-Ergebnisse auf die in-vivo-Situation.
Geeignete Proteinanalysen sind beispielsweise Immunmarkierungen der zuvor angeführten Proteine mittels spezifischer Marker, wie die Methode der Immunfluoreszenz, Western Blot-Analysen und/oder ELISA. Mit den beiden zuletzt genannten Methoden ist ebenfalls eine quantitative Bestimmung der zuvor genannten Proteine möglich.
Im Rahmen des erfindungsgemäßen Verfahrens hat es sich als vorteilhaft erwiesen, wenn nach dem Verfahrensschritt b) ein weiterer Verfahrensschritt c) durchgeführt wird. In diesem Verfahrensschritt c) wird der Einfluss von verschiedenen Testsubstanzen auf die in Verfahrensschritt b) identifizierten lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion, insbesondere die zuvor angeführten bestimmten Kanäle und Rezeptoren, ermittelt. Bevorzugte Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung sind daher dadurch gekennzeichnet, dass in einem zusätzlichen Verfahrensschritt c) der Einfluss von Verbindungen auf die in Verfahrensschritt b) identifizierten mindestens einen lonenkanal und/oder Wasserkanal und/oder Rezeptor der Signaltransduktion untersucht wird. Bei denen in Verfahrensschritt c) eingesetzte Verbindungen handelt es sich bevorzugt um Inhibitoren dieser Kanäle und/oder Rezeptoren, falls diese Kanäle oder die Bindung an diese Rezeptoren für eine erhöhte Schweißsekretion verantwortlich sind. Vermindern die zuvor genannten Kanäle bzw. die Bindung an diese Rezeptoren jedoch die Schweißsekretion, werden als Verbindungen in Verfahrensschritt c) bevorzugt Aktivatoren eingesetzt.
In diesem Zusammenhang ist es bevorzugt, wenn in Verfahrensschritt c) bestimmte Methoden zur Ermittlung des Einflusses der Verbindung auf die in Verfahrensschritt b) identifizierten Proteine eingesetzt werden. Es ist daher erfindungsgemäße vorteilhaft, wenn der Einfluss der mindestens einen Verbindung in Verfahrensschritt c) mit Methoden, ausgewählt aus der Gruppe von molekularbiologischen Methoden, Proteinanalysen, Assays zur Bestimmung der Funktionalität sowie deren Kombinationen erfolgt. Bezüglich der Methoden wird auf die vorstehend genannten und in Verfahrensschritt b) verwendeten Methoden verwiesen, welche für die Durchführung des Verfahrensschritts c) gleichermaßen herangezogen werden können.
Die folgenden Beispiele erläutern die vorliegende Erfindung, ohne sie jedoch darauf einzuschränken: Beispiele:
1 Bereitstellung der dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente (Verfahrensschritt a))
1.1 Isolation der Schweißdrüsen
Die nativen Schweißdrüsen wurden aus humanen Gewebeproben, sogenannten Biopsien gewonnen, welche aus plastischen Operationen von Patienten stammen, die der Verwendung des Materials zu Forschungszwecken zugestimmt haben. Das verwendete Gewebe wurde bei Oberarmstraffungen und Gesichtsstraffungen entnommen. Hieraus wurden die ekkrinen und apokrinen Schweißdrüsen aus dem Achselbereich isoliert. Hierzu wurde die jeweilige Biopsie in kleine Stücke zerteilt und danach in Stücke von maximal ca. 1 cm x 1 cm geschnitten wurde. Anschließend erfolgte der Verdau der Haut mit einem Gemisch aus gleichen Teilen Collagenase I I (5 mg/ml) und Thermolysin (0,25 mg/ml) bei 37 °C im Brutschrank für ca. 3,5 bis 5 Stunden, bis das Bindegewebe fast vollständig verdaut war. Diese Mischung wurde anschließend bei 1200 rpm für 5 Minuten zentrifugiert und der Überstand verworfen, um die Enzymlösung sowie das überschüssige Fett zu entfernen. Das entstandene Pellet wurde in DMEM- Lösung aufgenommen und die Lösung in eine Petrischale überführt. Anhand einer Mikrokapillare wurden intakte Schweißdrüsen unter einem Binokular isoliert und in frisches DMEM-Medium überführt.
1 .2 Kultivieren der isolierten nativen Schweißdrüsen
Die in Schritt 1 .1 isolierten Schweißdrüsen wurden in Collagen-I beschichtete Kulturflaschen gegeben und anschließend 25 ml Nährmedium hinzugefügt. Nach Kultivierung für 7 bis 21 Tage im Brutschrank bei 37 °C und 5 % CO2 wurden die auswachsenden Schweißdrüsenzellen abgelöst und auf Collagen-I beschichteten Kulturflaschen erneut bis zur Konfluenz kultiviert (Monolayer-Kultur der primären Schweißdrüsenzellen).
Die Zusammensetzung des eingesetzten Nährmediums ist wie folgt:
1 .3 Herstellung der Zellpräparation und der dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente
Nach Bestimmung der genauen Zellzahlen der obigen Monolayer-Kulturen der primären Schweißdrüsenzellen wurden diese unter Verwendung des obigen Nährmediums auf eine Zellzahl von 10 bis 5.000 Zellen pro μΙ eingestellt und anschließend je 50 μΙ dieser Zellsuspension mittels des„SureDrop® Inlef'-Einführsystems in Wells einer„GravityPLUS®"-Einsaatplatte (jeweils Firma Inshpero AG, Schweiz) überführt. Die Kultivierung erfolgt bei 36 bis 38 °C und einem C02-Gehalt von 5 Gew.-%, bezogen auf das Gesamtgewicht der zur Kultivierung eingesetzten Atmosphäre. Nach 1 bis 3 Tagen werden jeweils 40 Vol.-% des Mediums in den Wells der„GravityPLUS®"- Einsaatplatte durch frisches Nährmedium ersetzt. Nach 2 bis 7 Tagen Kultivierung werden die SD- Schweißdrüsenäquivalente durch Zugabe von 50 bis 200 [iL Nährmedium geerntet und in eine „GravityTRAP®"-Platte (Firma Insphero AG, Schweiz) überführt. Vor der Ernte wird die „GravityTRAP®"-Platte mit 60 bis 100 [iL Keratinozyten-Medium mithilfe einer Multikanalpipette angefeuchtet, um die Bildung von Luftblasen zu minimieren und den Verlust der dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente zu vermeiden. Nach der Ernte wird die Platte für 1 bis 5 Minuten bei 100 bis 300 xg zentrifugiert, um Luftblasen zu entfernen. Ein Teil der dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalente wurde analysiert, wohingegen ein weiterer Teil für weitere 1 bis 6 Tage in den Vertiefungen der Ernteplatte bei 37 °C und 5 Gew.-% CO2, bezogen auf das Gesamtgewicht der zur Kultivierung eingesetzten Atmosphäre, kultiviert wurde.
2. Identifizierung und Analyse eines lonenkanals und/oder Wasserkanals und/oder eines Rezeptors der Signaltransduktion (Verfahrensschritt b))
Der Nachweis der zuvor genannten lonenkanäle und/oder Wasserkanäle und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion, insbesondere die zuvor angeführten bestimmten Kanäle und Rezeptoren, kann beispielsweise mittels molekularbiologischer Methoden bestimmt werden. Hierbei wird zunächst die mRNA mithilfe des„RNeasy Micro Kits" (Qiagen) nach Herstellerangaben isoliert und anschließend mittels quantitativer Real-Time-PCR analysiert (Bellas et. al.: „In Vitro 3D Full-Thickness Skin- Equivalent Tissue Model Using Silk and Collagen Biomaterials"; Macromolecular Bioscience, 2012, 12, Seiten 1627-1636). Es ist jedoch auch möglich, die zuvor genannten lonenkanäle und/oder Wasserkanäle und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion mithilfe von Immunofluoreszenzfärbungen nachzuweisen. Mittels dieses Verfahrens konnten beispielsweise der G-Protein gekoppelte Rezeptor CHRM3 (Muskariner Acetylcholin Rezeptor M3), NKCC1 , CFTR, AQP5, GalR2 und GalR3, sowie AN01 in den in Verfahrensschritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalenten mittels dieses Verfahrens nachgewiesen werden.

Claims

Patentansprüche:
1. In-vitro Verfahren zur Identifikation und Analyse von lonenkanälen und/oder Wasserkanälen und/oder Rezeptoren der Signaltransduktion in der humanen Schweißdrüse, umfassend die folgenden Verfahrensschritte:
a) Bereitstellen mindestens eines dreidimensionales Schweißdrüsenäquivalents, umfassend 500 bis 500.000 Schweißdrüsenzellen, wobei das dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 100 bis 6.000 μιη aufweist und b) Identifizierung und Analyse von mindestens einem lonenkanal und/oder Wasserkanal und/oder Rezeptor der Signaltransduktion in dem in Verfahrensschritt a) bereitgestellten dreidimensionalen Schweißdrüsenäquivalent.
2. Verfahren nach Anspruch 1 , dadurch gekennzeichnet, dass das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent einen Durchmesser von 100 bis 4.000 μιη, vorzugsweise von 100 bis 2.000 μιη, insbesondere von 200 bis 1.500 μιη, aufweist.
3. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent frei von Matrixverbindungen und/oder Trägern ist, insbesondere frei von Matrixverbindungen und Trägern, ist.
4. Verfahren nach Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Matrixverbindungen und/oder Träger ausgewählt sind aus der Gruppe von Collagenen, insbesondere Collagen Typ I und/oder Typ III und/oder Typ IV, Scleroproteinen, Gelatinen, Chitosanen, Glucosaminen, Glucosaminoglucanen (GAG), Heparinsulfatproteoglucanen, sulfatierten Glycoproteinen, Wachstumsfaktoren, vernetzten Polysacchariden, vernetzten Polypeptiden sowie deren Mischungen.
5. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass das in Verfahrensschritt a) bereitgestellte mindestens eine dreidimensionale Schweißdrüsenäquivalent mindestens eine Zellart, ausgewählt aus der Gruppe von (i) Coilzellen, insbesondere clear cells, dark cells, sowie Myoepitheliumzellen, (ii) Duktzellen sowie (iii) deren Mischungen, enthält.
6. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass der mindestens eine lonenkanal und/oder Wasserkanal in Verfahrensschritt b) ausgewählt ist aus lonenkanälen und/oder Wasserkanälen des zellulären Im- und Exports.
7. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass der mindestens eine Rezeptor der Signaltransduktion ausgewählt ist aus der Gruppe von G-Protein gekoppelten Rezeptoren, Neurorezeptoren, Neutromodulatoren sowie deren Mischungen.
8. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Identifizierung und Analyse in Verfahrensschritt b) mit Methoden, ausgewählt aus der Gruppe von molekularbiologischen Methoden, Proteinanalysen, Assays zur Bestimmung der Funktionalität sowie deren Kombinationen erfolgt.
9. Verfahren nach einem der vorangehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass in einem zusätzlichen Verfahrensschritt c) der Einfluss von mindestens einer Verbindung auf das in Verfahrensschritt b) identifizierten mindestens einen lonenkanal und/oder Wasserkanal und/oder Rezeptor der Signaltransduktion untersucht wird.
10. Verfahren nach Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet, dass der Einfluss der mindestens einen Verbindung in Verfahrensschritt c) mit Methoden, ausgewählt aus der Gruppe von molekularbiologischen Methoden, Proteinanalysen, Assays zur Bestimmung der Funktionalität sowie deren Kombinationen erfolgt.
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