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GEBIET DER
ERFINDUNG
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Die
vorliegende Erfindung bezieht sich im Allgemeinen auf die Identifikation
und Isolation neuer DNA und auf die rekombinante Produktion neuer
Polypeptide, die durch diese DNA kodiert werden.
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HINTERGRUND
DER ERFINDUNG
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Extrazelluläre und membrangebundene
Proteine spielen wichtige Rollen in der Bildung, Differenzierung
und Erhaltung von multizellulären
Organismen. Das Schicksal zahlreicher einzelner Zellen, z.B. Proliferation,
Migration, Differenzierung oder Wechselwirkung mit anderen Zellen,
wird typischerweise durch Informationen gesteuert, die von anderen
Zelten und/oder der unmittelbaren Umgebung erhalten, werden. Diese
Informationen werden oft durch sekretierte Polypeptide (beispielsweise
mitogene Faktoren, Überlebensfaktoren, cytotoxische
Faktoren, Differenzierungsfaktoren, Neuropeptide und Hormone) übertragen,
die wiederum von unterschiedlichen Zellrezeptoren oder membrangebundenen
Proteinen empfangen oder interpretiert werden. Diese sekretierten
Polypeptide oder Signalmoleküle
wandern normalerweise über
den zellulären
Sekretionsweg, um ihre Wirkungsstelle in der extrazellulären Umgebung, üblicherweise
an einem membrangebundenen Rezeptorprotein, zu erreichen.
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Sekretierte
Proteine haben verschiedene gewerbliche Anwendbarkeiten, umfassend
die Verwendung als Pharmazeutika, Diagnostika, Biosensoren und Bioreaktoren.
Die meisten Protein-Medikamente, die heute erhältlich sind, wie beispielsweise
thrombolytische Mittel, Interferone, Interleukine, Erythropoietine,
Koloniewachstum stimulierende Faktoren und verschiedene andere Cytokine,
sind Sekretionsproteine. Ihre Rezeptoren, die membrangebundene Proteine
sind, haben auch Potential, als Therapeutika oder Diagnostika eingesetzt
zu werden. Rezeptor-Immunoadhäsine
beispielsweise können
als therapeutische Mittel eingesetzt werden, um Rezeptor-Liganden-Wechselwirkungen
zu blockieren. Membrangebundene Proteine können auch zum Screenen eines
potentiellen Peptids oder Inhibitoren kleiner Moleküle der relevanten
Rezeptor-Liganden-Wechselwirkung verwendet werden. Solche membrangebundenen
Proteine und Zeltrezeptoren umfassen, sind jedoch nicht beschränkt auf,
Cytokinrezeptoren, Rezeptorkinasen, Rezeptorphosphatasen, Rezeptoren,
die in Zell-Zell-Wechselwirkungen eingebunden sind, und zelluläre Adhäsinmoleküle wie Selektine
und Integrine. Transduktion von Signalen, die Zellwachstum und -Differenzierung
regulieren, wird teilweise durch Phosphorylierung verschiedener
zellulärer
Proteine reguliert. Proteintyrosinkinasen, Enzyme, die diesen Prozess
katalysieren, können
auch als Wachstumsfaktorrezeptoren wirken. Beispiele umfassen Fibroblasten-Wachstumsfaktorezeptor
und Nerven-Wachstumsfaktorrezeptor.
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Es
wurden sowohl seitens der Industrie als auch seitens der akademischen
Forschung Anstrengungen unternommen, um neue, native sekretierte
und membrangebundene Rezeptorproteine zu identifizieren. Zahlreiche
Anstrengungen konzentrierten sich auf das Screenen von rekombinanten
Säugetier-DNA-Bibliotheken, um
die Codiersequenzen für
neue sekretierte und membrangebundene Rezeptorproteine zu identifizieren.
Beispiele für
Screening-Verfahren und -Techniken sind in der Literatur beschrieben
[siehe beispielsweise Klein et al., Proc. Natl. Acad. Sci. 93, 7108-7113
(1996); US-Patent Nr. 5.536.637)].
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Die
Erfinder beschreiben hierin die Identifizierung und Charakterisierung
neuer sekretierter und transmembraner Polypeptide und neuer Nucleinsäuren, die
für diese
Polypeptide kodieren.
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PRO224
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Cholesterinaufnahme
kann schwerwiegende Auswirkungen auf die Gesundheit haben. Cholesterinaufnahme
kann Zellen mit einem Großteil
des Cholesterins versorgen, das sie zur Membransynthese benötigen. Wird
die Aufnahme blockiert, so sammelt sich Cholesterin im Blut und
kann zur Bildung von Arterioskleroseplättchen an Blutgefäßwänden führen. Das
meiste Cholesterin wird gebunden an Protein in Form von Komplexen,
die als Lipoproteine geringer Dichte (low-density lipoproteins,
LDL) bekannt sind, im Blut transportiert. LDL werden über LDL-Rezeptorproteine
in Zellen Endozytose unterzogen. Daher sind LDL-Rezeptorproteine
und Proteine mit Homologie hierzu für die Bereiche der Forschung
und Medizin von Interesse. Membrangebundene Proteine und Rezeptoren
können
in der Bildung, Differenzierung und Aufrechterhaltung von mutizellulären Organismen
eine wichtige Rolle spielen. Die LDL-Rezeptoren sind ein Beispiel
für Membran-gebundene
Proteine, die in die Synthese und Bildung von Zellmembranen eingebunden
sind, worin die Gesundheit einer Person durch deren Funktion direkt
und indirekt beeinflusst wird. Zahlreiche Membran-gebundene Proteine
wirken als Rezeptoren, wie beispielsweise der LDL-Rezeptor. Diese Rezeptoren
können
so funktionieren, dass sie Substrate Endozytose unterziehen, oder
sie können
als ein Rezeptor für
einen Kanal funktionieren. Andere Membran-gebundene Proteine funktionieren
als Signale oder Antigene.
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Membran-gebundene
Proteine und Rezeptormoleküle
sind für
verschiedene industrielle Anwendungsbereiche geeignet, umfassend
die Anwendung als pharmazeutische oder diagnostische Mittel. Die
Membran-gebundenen Proteine können
auch zum Screenen potentieller Peptid- oder kleiner Molekülregulatoren
der relevanten Rezeptor/Liganden-Wechselwirkung verwendet werden.
Im Fall des LDL-Rezeptors ist es wünschenswert, Moleküle zu finden,
die Endozytose fördern,
um den Blutcholesterinspiegel und die Plättchenbildung zu senken. Auch
ist es wünschenswert,
Moleküle
zu identifizieren, die Endozytose hemmen, sodass diese Moleküle von Personen
mit hohem Blutcholesterin vermieden oder reguliert werden können. Polypeptide, die
zu Lipoproteinrezeptoren homolog sind, die jedoch nicht als Lipoproteinrezeptoren
funktionieren, sind zur Bestimmung der Funktion der Fragmente, die
Homolgie aufweisen, auch von Interesse.
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Die
folgenden Studien berichten von bereits bekannten Rezeptoren für Lipoproteine
geringer Dichte und verwandten Proteinen, umfassend Apolipoproteine:
Sawamura et al., Nippon Chemiphar Co., Japanische Patentanmeldung
J09.098.787; S. Novak et al., J. Biol. Chem. 271(20), 11732-11736
(1996); D. Blaas, J. Virol. 69(11), 7244- 7247 (Nov. 1995); J. Scott, J. Inherit.
Metab. Dis. (UK) 9/Beilage 1, 3-16 (1986); Yamamoto et al., Cell
39, 27-38 (1984); Rebece et al., Neurobiol. Aging 15, 5117 (1994);
S. Novak et al., J. Biol. Chemistry 271, 11732-11736 (1996); und
Sestavel & Fruchart,
Cell. Mol. Biol. 40(4), 461-481 (Juni 1994). Diese Veröffentlichungen
und andere, die vor dem Einreichungsdatum dieser Anmeldung veröffentlicht
wurden, liefern weitere Hintergrundinformationen zu Peptiden, die
auf dem Gebiet der Erfindung bereits bekannt sind.
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Sowohl
in der Industrie als auch in der Forschung wurden Anstrengungen
unternommen, um neue, native Membran-gebundene Rezeptorproteine
zu identifizieren, insbesondere solche, die Homologie zu Lipoproteinrezeptoren
aufweisen. Die Erfinder beschreiben hierin die Identifikation und
Charakterisierung neuer Polypeptide mit Homologie zu Lipoproteinrezeptoren,
die hierin als PRO224-Polypeptide bezeichnet werden.
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ZUSAMMENFASSUNG
DER ERFINDUNG
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PRO224
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Die
Anmelder identifizierten einen cDNA-Klon, der für ein neues Polypeptid kodiert,
worin das Polypeptid in der vorliegenden Anmeldung als " PRO224" bezeichnet wird.
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In
einer Ausführungsform
stellt die Erfindung ein isoliertes Nucleinsäuremolekül bereit, das DNA wie in den
Ansprüchen
definiert umfasst, die für
ein PRO224-Polypeptid
kodiert. In einem Aspekt umfasst die isolierte Nucleinsäure DNA,
die für
das PRO224-Polypeptid mit den Aminosäureresten 1 bis 282 aus 2 (Seq.-ID
Nr. 2) kodiert, oder sie ist komplementär zu solch einer kodierenden
Nucleinsäuresequenz
und bleibt unter zumindest moderat stringenten, und gegebenenfalls
unter hochstringenten, Bedingungen an sie gebunden.
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In
einer anderen Ausführungsform
stellt die Erfindung isolierte PRO224-Polypeptide gemäß der Definition
der Ansprüche
bereit. Insbesondere stellt die Erfindung isoliertes Nativsequenz-PRO224-Polypeptid
bereit, das in einer Ausführungsform
eine Aminosäuresequenz
umfassend die Reste 1 bis 282 aus 2 (Seq.-ID
Nr. 2) einbindet.
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Zusätzliche
Ausführungsformen
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In
anderen Ausführungsformen
der vorliegenden Erfindung stellt die Erfindung Vektoren bereit,
die für jedes
der zuvor oder nachstehend beschriebenen Polypeptide kodierende
DNA umfasst. Eine Wirtszelle, die jegliche solcher Vektoren umfasst,
wird auch bereitgestellt. Als Beispiel können Wirtszellen CHO-Zellen,
E. coli oder Hefe sein. Weiters wird ein Verfahren zur Herstellung
jedes der zuvor oder nachstehend beschriebenen Polypeptide bereitgestellt,
das das Kultivieren von Wirtszellen unter geeigneten Bedingungen
zur Expression des erwünschten
Polypeptids und die Gewinnung des erwünschten Polypeptids aus der
Zellkultur umfasst.
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In
anderen Ausführungsformen
stellt die Erfindung chimäre
Moleküle
bereit, die jedes der zuvor und nachstehend beschriebenen Polypeptide,
die mit einem heterologen Polypeptid oder Aminosäuresequenz fusioniert sind,
umfasst. Ein Beispiel für
solch ein chimäres
Molekül
umfasst jedes der zuvor oder nachstehend beschriebenen Polypeptide,
die mit einer Epitopmarkierungs-Sequenz oder einer Fc-Region eines
Immunglobulins fusioniert sind.
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In
einer anderen Ausführungsform
stellt die Erfindung einen Antikörper
bereit, der sich an jedes der zuvor oder nachstehend beschriebenen
Polypeptide spezifisch bindet. Gegebenenfalls ist der Antikörper ein monoklonaler
Antikörper.
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In
wiederum anderen Ausführungsformen
stellt die Erfindung Oligonucleotidsonden bereit, die zum Isolieren
genomischer und cDNA-Nucleotidsequenzen nützlich sind, worin diese Sonden
von jeder der zuvor und nachstehend beschriebenen Nucleotidsequenzen
abgeleitet sein können.
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KURZBESCHREIBUNG
DER ZEICHNUNGEN
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1 zeigt
eine Nucleotidsequenz (Seq.-ID Nr. 1) einer Nativsequenz-PRO224-cDNA, worin Seq.-ID Nr.
1 ein Klon ist, der hierin als "UNQ198" und/oder "DNA33221-1133" bezeichnet wird.
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2 zeigt
die Aminosäuresequenz
(Seq.-ID Nr. 2), die von der Codiersequenz von Seq.-ID Nr. 1, gezeigt
in 1, abgeleitet ist.
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DETAILLIERTE BESCHREIBUNG
DER ERFINDUNG
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I. Definitionen
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Die
hierin verwendeten Bezeichnungen "PRO-Polypeptid" und "PRO" beziehen
sich, sofern eine Nummernbezeichnung folgt, auf verschiedene Polypeptide,
worin sich die vollständige
Bezeichnung (d.h. PRO/Nummer) auf spezifische Polypeptidsequenzen,
wie sie hierin beschrieben sind, beziehen. Die Bezeichnungen "PRO/Nummer-Polypeptid" und "PRO/Nummer", wie sie hierin
verwendet werden, umfassen Nativsequenz-Polypeptide und Polypeptidvarianten
(die hierin näher
beschrieben werden). Die hierin beschriebenen PRO-Polypeptide können aus
zahlreichen Quellen, wie beispielsweise aus menschlichen Gewebetypen
oder aus anderen Quellen, isoliert oder durch Rekombinations- oder
Syntheseverfahren hergestellt werden.
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Ein "Nativsequenz-PRO-Polypeptid" umfasst ein Polypeptid
mit derselben Aminosäuresequenz
wie das entsprechende PRO-Polypeptid, das aus natürlichen
Quellen abgeleitet ist. Solche Nativsequenz-PRO-Polypeptide können aus
der Natur isoliert oder durch Rekombinations- oder Synthesemittel
hergestellt werden. Die Bezeich nung "Nativsequenz-PRO-Polypeptid" umfasst spezifisch
natürlich
vorkommende, trunkierte oder sekretierte Formen des spezifischen
PRO-Polypeptids (z.B. eine Sequenz der extrazellulären Domäne), natürlich vorkommende
Varianten (z.B. abwechselnd gespleißte Formen) und natürlich vorkommende
Allelvarianten des Polypeptids. In einer Ausführungsform der Erfindung ist
das Nativsequenz-PRO224-Polypeptid
ein reifes oder Vollängen-Nativsequenz-PRO224-Polypeptid,
das die Aminosäuren 1
bis 282 aus 2 (Seq.-ID Nr. 2) umfasst.
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"PRO-Polypeptid-Variante" bedeutet ein aktives
PRO-Polypeptid wie zuvor oder nachstehend definiert, das zumindest
etwa 80 % Aminosäuresequenzidentität mit der
hierin offenbarten Sequenz des Nativsequenz-PRO-Polypeptids voller
Länge aufweist.
Solche PRO-Polypeptid-Varianten umfassen beispielsweise PRO-Polypeptide, worin
ein oder mehrere Aminosäurereste
am N- oder C-Terminus der nativen Aminosäuresequenz voller Länge hinzugefügt oder
deletiert werden. Gewöhnlicherweise
weist eine PRO-Polypeptidvariante zumindest etwa 80 % Aminosäurensequenzidentität, noch
bevorzugter zumindest etwa 90 % Aminosäuresequenzidentität, und insbesondere
bevorzugt zumindest 95 % Aminosäuresequenzidentität, mit der
Aminosäuresequenz
der hierin offenbarten, nativen Aminosäuresequenz voller Länge auf.
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"Prozent (%) an Aminosäuresequenzidentität" in Bezug auf die
hierin identifizierten PRO-Polypeptidsequenzen ist definiert als
der Prozentsatz der Aminosäurereste
in einer vermutlichen Sequenz, die mit den Aminosäureresten
in der spezifischen PRO-Polypeptidsequenz,
nach Angleichen der Sequenzen und Einführen von Lücken, sofern erforderlich,
um den maximalen Prozentsatz an Sequenzidentität zu erreichen, identisch sind,
wobei konservativen Substitutionen nicht als Teil der Sequenzidentität betrachtet
werden. Eine Angleichung zum Zweck der Bestimmung der prozentuellen
Aminosäuresequenzidentität kann auf
verschiedene Weisen erreicht werden, die auf dem Gebiet der Erfindung
bekannt sind, beispielsweise unter Verwendung im Handel erhältlicher
Computersoftware wie BLAST-, ALIGN- oder Megalign(DNASTAR-) Software.
Das bevorzugte Software-Angleichungsprogramm ist BLAST.
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Fachleute
können
geeignete Parameter zur Messung der Angleichung, umfassend jegliche
Algorithmen, die erforderlich sind, um maximale Angleichung über die
volle Länge
der zu vergleichenden Sequenzen zu erlangen, bestimmen.
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"Prozent (%) an Nucleinsäuresequenzidentität" in Bezug auf die
hierin identifizierten, für
PRO kodierenden Nucleinsäuresequenzen
ist definiert als der Prozentsatz der Nucleotide in einer vermutlichen
Sequenz, die mit den Nucleotiden in der PRO-Nucleinsäuresequenz von Interesse, nach
Angleichung der Sequenzen und Einführen von Lücken, sofern erforderlich,
um den maximalen Prozentsatz an Sequenzidentität zu erreichen, identisch sind.
Eine Angleichung zum Zweck der Bestimmung der prozentuellen Nucleinsäuresequenzidentität kann auf
verschiedene Weisen erreicht werden, die im Fachbereich der Erfindung
liegen, beispielsweise unter Verwendung im Handel erhältlicher
Computersoftware wie BLAST-, ALIGN- oder Megalign- (DNASTAR-) Software.
Fachleute können
geeignete Parameter zur Messung der Angleichung, umfassend jegliche
Algorithmen, die erforderlich sind, um maximale Angleichung über die
volle Länge
der zu vergleichenden Sequenzen zu erlangen, bestimmen.
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"Isoliert", sofern es verwendet
wird, um die verschiedenen, hierin offenbarten Polypeptide zu beschreiben,
bezeichnet ein Polypeptid, das aus einer Komponente seiner natürlichen
Umgebung identifiziert und getrennt und/oder gewonnen wurde. Verunreinigende
Komponenten seiner natürlichen
Umgebung sind Materialien, die typischerweise die diagnostische
oder therapeutische Verwendung des Polypeptids stören würden, und
können
Enzyme, Hormone und andere proteinische und nichtproteinische Gelöststoffe
umfassen. In bevorzugten Ausführungsformen
wird das Polypeptid (1) bis zu einem ausreichenden Grad, um zumindest
15 Reste der Nterminalen oder inneren Aminosäuresequenz durch die Verwendung
eines Zentrifugenröhrchen-Sequenzierers
zu erhalten, oder (2) bis zur Homogenität durch SDS-PAGE unter nicht-reduzierenden oder
reduzierenden Bedingungen unter Verwendung von Coomassie-Blau- oder,
vorzugsweise, Silberfärbung gereinigt.
Isoliertes Polypeptid umfasst Polypeptid in situ innerhalb rekombinanter
Zellen, da zumindest eine Komponente aus der natürlichen PRO-Polypeptid-Umgebung
nicht vorhanden ist. Üblicherweise
wird jedoch isoliertes Polypeptid durch zumindest einen Reinigungsschritt
hergestellt.
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Eine "isolierte" PRO-Polypeptid-Nucleinsäure ist
ein Nucleinsäuremolekül, das aus
zumindest einem verunreinigendem Nucleinsäuremolekül identifiziert und abgetrennt
wird, mit dem es üblicherweise
in der natürlichen
Quelle der PRO-Polypeptidnucleinsäure verbunden ist. Ein isoliertes
PRO-Polypeptidnucleinsäuremolekül liegt
in anderer Form oder Anordnung vor, in der es in der Natur gefunden
wird. Isolierte PRO-Polypeptidnucleinsäuremoleküle werden daher vom spezifischen
PRO-Polypeptidnucleinsäuremolekül unterschieden,
wie es in natürlichen
Zellen existiert. Ein isoliertes PRO-Polypeptidnucleinsäuremolekül umfasst
jedoch PRO-Polypeptidnucleinsäuremoleküle, die
in Zellen enthalten sind, die üblicherweise
das PRO-Polypeptid
exprimieren, wenn beispielsweise das Nucleinsäuremolekül an einem anderen chromosomalen
Ort vorkommt als die natürlichen
Zellen.
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"Southern-Analyse" oder "Southern-Blotting" ist ein Verfahren,
durch das die Gegenwart von DNA-Sequenzen in einem Restriktionsendonuclease-Verdau
von DNA oder einer DNA-enthaltenden Zusammensetzung durch Hybridisierung
an ein bekanntes, markiertes Oligonucleotid oder DNA-Fragment bestätigt wird. Southern-Analyse umfasst typischerweise
Elektrophorese-Trennung von DNA-Verdauen auf Agarose-Gelen, Denaturierung
der DNA nach Elektrophoresetrennung und Übertragung der DNA auf Nitrocellulose,
Nylon oder andere geeignete Membranträger zur Analyse mit einer radioaktiv
markierten, biotinylierten oder Enzym-markierten Sonde, wie in den
Kapiteln 9.37-9.52 aus Sambrook et al., Molecular Cloning: A Laboratory Manual
(New York: Gold Spring Harbor Laboratory Press (1989)) beschrieben
wird.
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"Northern-Analyse" oder "Northern-Blotting" ist ein Verfahren,
das verwendet wird, um RNA-Sequenzen zu identifizieren, die an eine
bekannte Sonde wie ein Oligonucleotid, DNA-Fragment, cDNA oder ein
Fragment davon oder ein RNA-Fragment hybridisieren. Die Sonde ist
mit einem Radioisotop wie 32P oder durch Biotinylierung oder
mit einem Enzym markiert. Die zu analysierende RNA wird üblicherweise über Elektrophorese
auf einem Agarose- oder Polyacrylamidgel getrennt, auf Nitrocellulose,
Nylon oder andere geeignete Membranen übertragen und mit der Sonde
hybridisiert, wobei Standardverfahren verwendet werden, die auf dem
Gebiet der Erfindung bekannt sind, wie beispielsweise jene, die
in den Kapiteln 7.39-7.52 von Sambrook et al., s.o., beschrieben
werden.
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Die
Bezeichnung "Kontrollsequenzen" bezieht sich auf
DNA-Sequenzen, die für
die Expression einer operabel gebundenen Codiersequenz in einem
bestimmten Wirtsorgansimus notwendig sind. Die Kontrollsequenzen,
die beispielsweise für
Prokaryoten geeignet sind, umfassen einen Promotor, gegebenenfalls
eine Operatorsequenz und eine Ribosom-Bindungsstelle. Eukaryotische
Zellen sind dafür
bekannt, Promotoren, Polyadenylierungssignale und Enhancer einzusetzen.
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Nucleinsäure ist "operabel gebunden", wenn sie in eine
funktionelle Beziehung mit einer anderen Nucleinsäuresequenz
gebracht wird. Beispielsweise ist DNA für eine Präsequenz oder einen sekretorischen
Leader dann an DNA für
ein Polypeptid operabel gebunden, wenn sie als ein Präprotein
exprimiert wird, das an der Sekretion des Polypeptids beteiligt
ist; ein Promotor oder Enhancer ist an eine kodierende Sequenz operabel
gebunden, wenn er die Transkription der Sequenz beeinflusst; oder
eine Ribosom-Bindungsstelle ist an eine kodierende Sequenz operabel
gebunden, wenn sie so angeordnet ist, dass sie Translation erleichtert.
Im Allgemeinen bedeutet "operabel
gebunden", dass
die zu bindenden DNA-Sequenzen zusammenhängend sind und im Fall eines
sekretorischen Leaders zusammenhängend
sind und sich in Lesephase befinden. Enhancer müssen jedoch nicht zusammenhängend sein.
Das Binden erfolgt über
Ligation an geeigneten Restriktionsstellen. Existieren solche Stellen
nicht, werden die synthetischen Oligonucleotid-Adaptoren gemäß herkömmlichen
Praktiken verwendet.
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Die
Bezeichnung "Antikörper" wird im breitesten
Sinn verwendet und deckt insbesondere einzelne monoklonale Anti-PRO-Polypeptid-Anitkörper (umfassend
Agonist, Antagonist und neutralisierende Antikörper) und Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper-Zusammensetzungen
mit polyepitopischer Spezifität
ab. Die hierin verwendete Bezeichnung "monoklonaler Antikörper" bezieht sich auf einen Antikörper, der
aus einer Population von im Wesentlichen homogenen Antikörpern erhalten
wurde, d.h. die einzelnen in der Population vorkommenden Antikörper sind
identisch, mit Ausnahme möglicher
natürlich
vorkommender Mutationen, die in geringen Mengen vorhanden sein können.
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"Aktiv" oder "Aktivität" für den hierin
verwendeten Zweck bezieht sich auf (eine) Formen) von PRO-Polypeptid,
die die biologischen und/oder immunologischen Aktivitäten des
spezifischen nativen oder natürlich vorkommenden
PRO-Polypeptids beibehält/beibehalten.
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"Behandlung" oder "Behandeln" bezieht sich sowohl
auf therapeutische Behandlung als auch auf prophylaktische oder
präventive
Maßnahmen.
Jene, die einer Behandlung bedürfen,
umfassen jene, die bereits an einer Erkrankung leiden, und jene,
die für
solche Erkrankungen empfänglich
sind, oder jene, bei denen es die Erkrankung zu unterbinden gilt.
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"Säugetier" für
den Zweck der Behandlung bezieht sich auf jedes Tier, das als Säugetier
klassifiziert ist, umfassend Menschen, Zucht- und Nutztiere, und
Zoo-, Sport- oder
Haustiere, wie Schafe, Hunde, Pferde, Katzen, Kühe und dergleichen. Vorzugsweise
ist das Säugetier
hierin ein Mensch.
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"Träger", wie sie hierin
verwendet werden, umfassen pharmazeutisch annehmbare Träger, Arzneimittelträger oder
Stabilisatoren, die für
die Zelle oder das Säugetier,
denen diese Substanz verabreicht wird, in den verwendeten Dosen
und Konzentrationen nicht toxisch sind. Oft ist der physiologisch
annehmbare Träger eine
wässrige
pH-gepufferte Lösung.
Beispiele für
physiologisch annehmbare Träger
umfassen Puffer wie Phosphat, Citrat und andere organische Säuren; Antioxidantien
umfassend Ascorbinsäure;
niedermolekulare Polypeptide (weniger als etwa 10 Reste); Proteine
wie Serumalbumin, Gelatine oder Immunglobuline; hydrophile Polymere
wie Polyvinylpyrrolidon; Aminosäuren
wie Glycin, Glutamin, Asparagin, Arginin oder Lysin; Monosaccharide,
Disaccharide und andere Kohlenhydrate, umfassend Glucose, Mannose
oder Dextrine; Chelatbildner wie EDTA; Zuckeralkohole wie Mannit
oder Sorbit; Salz-bildende Gegenionen wie Natrium; und/oder nichtionische
Tenside wie TWEENTM, Polyethylenglykol (PEG)
und PLURONICSTM.
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Die
Bezeichnung "Agonist" wird verwendet,
um auf Peptid- oder Nicht-Peptid-Analoga
der nativen PRO-Polypeptide (worin sich natives PRO-Polypeptid auf
Pro-PRO-Polypeptid,
Prä-PRO-Polypeptid, Präpro-PRO-Polypeptid
oder reifes PRO-Polypeptid
bezieht) der vorliegenden Erfindung und auf Antikörper Bezug
zu nehmen, die solche nativen PRO-Polypeptide spezifisch binden,
vorausgesetzt, dass sie zumindest eine biologische Aktivität eines
nativen PRO-Polypeptids beibehalten. Vorzugsweise behalten die Agonisten der
vorliegenden Erfindung die qualitativen Bindungs-Erkennungseigenschaften
und Rezeptor-Aktivierungseigenschaften des nativen PRO-Polypeptids
bei.
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Die
Bezeichnung "Antagonist" wird verwendet,
um Bezug auf ein Molekül
zu nehrnen, das eine biologische Aktivität eines nativen PRO-Polypeptids
der vorliegenden Erfindung hemmt, worin sich natives PRO-Polypeptid
auf Pro-PRO-Polypeptid, Prä-PRO-Polypeptid, Prapro-PRO-Polypeptid
oder reifes PRO-Polypeptid bezieht. Vorzugsweise hemmen die Antagonisten
hierin die Bindung eines nativen PRO-Polypeptids der vorliegenden Erfindung.
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Ein
PRO-Polypeptid-"Antagonist" ist ein Molekül, das eine
PRO-Antagonisten-Effektorfunktion
unterbindet oder stört
(z.B. ein Molekül,
das das Binden und/oder die Aktivierung eines PRO-Polypeptid-Rezeptors durch
PRO-Polypeptid unterbindet oder stört). Solche Moleküle können beispielsweise
auf ihre Fähigkeit
gescreent werden, PRO-Polypeptid-Rezeptoraktivierung durch Überwachen
der Bindung nativen PRO-Polypeptids in Gegenwart und Abwesenheit
des Testantagonisten-Moleküls durch
Konkurrenz zu hemmen.
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Ein
Antagonist der Erfindung umfasst auch ein Antisense-Polynucleotid
gegen das PRO-Polypeptidgen, worin das Antisense-Polynucleotid Transkription
oder Translation des PRO-Polypeptidgens blockiert, wodurch seine
Expression und biologische Aktivität gehemmt werden.
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"Stringente Bedingungen" bedeuten (1) den
Einsatz geringer lonenstärke
und hoher Temperatur beim Waschschritt, beispielsweise 0,015 Natriumchlorid/0,0015
M Natriumcitrat/0,1 % Natriumdodecylsulfat bei 50 °C, oder (2)
den Einsatz eines Denaturierungsmittels wie Formamid während der
Hybridisierung, beispielsweise 50 Vol.- % Formamid mit 0,1 % Rinderserumalbumin/0,1
% Ficoll/0,1 % Polyvinylpyrrolidon/50 nM Natriumphosphatpuffer bei
pW 6,5 mit 750 mM Natriumchlorid, 75 mM Natriumcitrat bei 42 °C. Ein weiteres
Beispiel ist die Verwendung von 50 % Formamid, 5 × SSC (0,75
M NaCl, 0,075 M Natriumcitrat), 50 mM Natriumphosphat (pH 6/8),
0,1 % Natriumpyrophosphat, 5 × Denhardts
Lösung,
beschallte Lachssperma-DNA (50 μg/ml), 0,1
% SDS und 10 % Dextransulfat bei 42 °C, wobei Waschschritte bei 42 °C in 0,2 × SSC und
0,1 % SDS durchgeführt
werden. Wiederum ein anderes Beispiel ist Hybridisierung unter Verwendung
eines Puffers aus 10 % Dextransulfat, 2 × SSC (Natriumchlorid/Natriumcitrat)
und 50 % Formamid bei 55 °C,
gefolgt von einem hochstringenten Waschschritt, bestehend aus 0,1 × SSC mit
EDTA bei 55 °C.
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"Moderat stringente
Bedingungen" sind
in Sambrook et al., s.o., beschrieben und umfassen die Verwendung
einer Waschlösung
und von Hybridisierungsbedingungen (z.B. Temperatur, lonenstärke und
% SDS), die weniger stringent sind als zuvor beschrieben. Ein Beispiel
für moderat
stringente Bedingungen ist eine Bedingung wie Inkubation über Nacht
bei 37 °C
in einer Lösung,
umfassend: 20 % Formamid, 5 × SSC (150
mM NaCl, 15 mM Trinatriumcitrat), 50 mM Natriumphosphat (pH 7,6),
5 × Denhardts
Lösung,
10 % Dextransulfat und 20 mg/ml denaturierte, abgeschnittene Lachssperma-DNA,
gefolgt von Waschen der Filter in 1 x SSC bei etwa 37-50 °C. Der Fachmann
wird erkennen, wie Temperatur, lonenstärke usw. einzustellen sind, um
Faktoren wie Sondenlänge
und dergleichen Rechnung zu tragen.
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II Zusammensetzungen
und Verfahren der Erfindung
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Volllängen-PRO224-Polypeptide
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Die
vorliegende Erfindung stellt neu identifizierte und isolierte Nucleotidsequenzen
bereit, die für
Polypeptide kodieren, auf die in der vorliegenden Erfindung mit
PRO224 Bezug genommen wird. Insbesondere identifizierten und isolierten
die Anmelder cDNA, die für
ein PRO224-Polypeptid kodiert, wie näher im nachstehenden Beispiel
offenbart wird. Durch die Verwendung von BLAST- und FastA-Computerprogrammen
zur Sequenzangleichung fanden die Anmelder heraus, dass natives
Volllängen-PRO224
(2, Seq.-ID Nr. 2) Aminosäureidentität mit Apolipoprotein-E-Rezeptor
2906 von Homo sapiens aufweist. Die Abgleichungen verschiedener
Abschnitte dieser zwei Polypeptide zeigen Aminosäureidentität von 37 %, 36 %, 30 %, 44
%, 44 % bzw. 28 %. Natives Volllängen-PRO224
(2, Seq.-ID Nr. 2) weist auch Aminosäureidentität mit Lipoprotein-Rezeptorvorläufer sehr
geringer Dichte aus der Galle auf. Die Abgleichungen verschiedener
Abschnitte dieser zwei Polypeptide weisen Aminosäureidentitäten von 38 %, 37 %, 42 %, 33
% bzw. 37 % auf. Darüber
hinaus weist natives Volllängen-PRO224
(2, Seq.-ID Nr. 2) Aminosäurenidentität mit dem Hühner-Oozyten-Rezeptor P95 der
Spezies Gallus gallus auf. Die Abgleichungen verschiedener Abschnitte
dieser zwei Polypeptide weisen Aminosäureidentität von 38 %, 37 %, 42 %, 33
% bzw. 37 % auf. Weiters weist natives Vollängen-PRO224 (2,
Seq.-ID Nr. 2) Aminosäurenidentität mit Kurzform-Vorläufer des
Lipoproteinrezeptors sehr geringer Dichte von Menschen auf. Die
Abgleichungen verschiedener Abschnitte dieser zwei Polypeptide weisen
Aminosäureidentität von 32
%, 38 %, 34 %, 45 % bzw. 31 % auf. Demgemäß wird gegenwärtig angenommen,
dass PRO224-Polypeptid, das in der vorliegenden Anmeldung offenbart
wird, ein neu identifiziertes Mitglied der Familie von Lipoproteinrezeptoren
geringer Dichte darstellt und die strukturellen Eigenschaften besitzt,
die erforderlich sind, um die funktionelle Fähigkeit zu besitzen, Lipoproteine
geringer Dichte, die für
die Familie der Lipoproteinrezeptoren geringer Dichte typisch sind,
zu erkennen und Endozytose zu unterziehen. (Die zuvor beschriebenen
Abgleichungen entstanden unter Verwendung der folgenden Wertungsparametern: T
= 7, S +65, S2 = 36, Matrix: BLOSUM62.)
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PRO-Polypeptid-Varianten
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Zusätzlich zu
den hierin beschriebenen Volllängen-Nativsequenz-PRO-Polypeptiden
wird erwogen, dass PRO-Polypeptid-Varianten hergestellt werden können: PRO-Polypeptid-Varianten
können
durch Einführen
geeigneter Nucleotidänderungen
in die PRO-Polypeptid-DNA oder durch Synthese des erwünschten PRO-Polypeptids
hergestellt werden. Fachleuten wird bekannt sein, dass Aminosäurenänderungen
posttranslationelle Prozesse der PRO-Polypeptide verändern können, wie
beispielsweise das Ändern
der Anzahl oder der Position von Glykosylierungsstellen oder das Ändern der
Membranverankerungseigenschaften.
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Variationen
in den hierin beschriebenen Volllängen-Nativsequenz-PRO-Polypeptiden
oder in verschiedenen Domänen
der PRO-Polypeptide können
beispielsweise unter Verwendung jeglicher der beispielsweise im
US-Patent Nr. 5.364.934 beschriebenen Verfahren und Richtlinien
für konservative
und nicht konservative Mutationen hervorgebracht werden. Variationen
können
in Form von Substitutionen, Deletionen oder Insertionen eines oder
mehrerer Codons, die für
das PRO-Polypeptid kodieren, vollzogen werden, was zu einer Änderung
der Aminosäuresequenz
des PRO-Polypeptids
im Vergleich zum Nativsequenz-PRO-Polypeptid führt. Gegebenenfalls erfolgt
die Variation durch Substitution von zumindest einer Aminosäure mit
einer anderen Aminosäure
in einer oder mehreren Domänen
des PRO-Polypeptids. Bezugspunkte zur Bestimmung, welcher Aminosäurerest
insertiert, substituiert oder deletiert werden kann, ohne die erwünschte Aktivität negativ
zu beeinflussen, können
durch einen Vergleich der Sequenz des PRO-Polypeptids mit jener
der homologen, bekannten Proteinmoleküle und durch Minimieren der
Anzahl der Aminosäuresequenzänderungen
in Regionen hoher Homologie gefunden werden. Aminosäure-Substitutionen können das
Resultat der Ersetzung einer Aminosäure durch eine andere Aminosäure mit ähnlichen
strukturellen und/oder chemischen Eigenschaften sein, wie beispielsweise
die Ersetzung eines Leucins durch ein Serin, d.h. konservative Aminosäuren-Ersetzungen. Insertionen
oder Deletionen können
gegebenenfalls 1 bis 5 Aminosäuren
umfassen. Die zugelassene Variation kann durch systematisches Durchführen von
Insertionen, Deletionen oder Substitutionen von Aminosäuren in der
Sequenz und Testen der resultierenden Varianten auf Aktivität im In-vitro-Test, der in den
nachstehenden Beispielen beschrieben wird, bestimmt werden.
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Die
Variationen können
unter Verwendung von auf dem Gebiet der Erfindung bekannten Verfahren, wie
Oligonucleotid-vermittelte (ortsgerichtete) Mutagenese, Alanin-Scanning
und PCR-Mutagenese, durchgeführt
werden. Ortsgerichtete Mutagenese [Carter et al., Nucl. Acids Res.
13, 4331 (1986); Zoller et al., Nucl. Acids Res. 10, 6487 (1987)],
Kassettenmutagenese [Wells et al., Gene 34, 315 (1985)], Restriktionsselektions-Mutagenese
[Wells et al., Philos. Trans. R. Soc. London SerA 317, 415 (1986)]
oder andere bekannte Verfahren können
an der klonierten DNA durchgeführt
werden, um die erwünschte
PRO-Polypeptid-Varianten-DNA herzustellen.
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Die
Scanning-Aminosäure-Analyse
kann auch verwendet werden, um eine oder mehrere Aminosäuren entlang
einer zusammenhängenden
Sequenz zu identifizieren. Zu den bevorzugten Scanning-Aminosäuren gehören relativ
kleine, neutrale Aminosäuren.
Solche Aminosäuren
umfassen Alanin, Glycin, Serin und Cystein. Alanin ist typischerweise
eine bevorzugte Scanning-Aminosäure
aus dieser Gruppe, da sie die Seitenketten nach dem Beta-Kohlenstoff
eliminiert und weniger dazu neigt, die Hauptketten-Konformation
der Variante zu ändern.
Alanin ist auch typischerweise bevorzugt, da sie die üblichste
Aminosäure
ist. Weiters wird sie häufig
sowohl in tiefliegenden als auch in offenliegenden Positionen gefunden
[Creighton, The Proteins (W.H. Freeman & Co, N.Y.); Chothia, J. Mol. Biol.
150, 1 (1976)]. Ergibt Alaninsubstitution keine angemessenen Mengen
an Varianten, so kann eine isoterische Aminosäure verwendet werden.
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Modifikationen
von PRO-Polypeptiden
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Kovalente
Modifikationen von PRO-Polypeptiden sind vom Schutzumfang der Erfindung
umfasst. Eine Art kovalenter Modifikation umfasst die Umsetzung
von Ziel-Aminosäureresten
des PRO-Polypeptids mit einem organischen Derivatisierungsittel,
das in der Lage ist, mit ausgewählten
Seitenketten oder N- oder C-terminalen Resten des PRO-Polypeptids
zu reagieren. Die Derivatisierung mit bifunktionellen Mitteln ist
nützlich, beispielsweise
zum Vernetzen eines PRO-Polypeptids zu einer wasserunlöslichen
Trägermatrix
oder Oberfläche
zur Verwendung im Verfahren zur Reinigung von Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper, und
umgekehrt. Herkömmlich
verwendete Vernetzer umfassen z.B. 1,1-Bis(diazoacetyl)-2-phenylethan,
Glutaraldehyd, N-Hydroxysuccinimidester,
beispielsweise Ester mit 4-Azidosalicylsäure, homobifunktionelle Imidoester,
umfassend Disuccinimidylester wie 3,3'-Dithiobis(succinimidylpropionat),
bifunktionelle Maleinimide wie Bis-N-maleinimido-1,8-octan und Mittel wie Methyl-3-[(p-azidophenyl)dithio]propioimidat.
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Andere
Modifikationen umfassen Desamidierung von Glutaminyl- und Asparaginylresten
zu den entsprechenden Glutamyl- bzw. Aspartylresten, Hydroxylierung
von Prolin und Lysin, Phosphorylierung von Hydroxygruppen von Seryl-
oder Threonylresten, Methylierung der α-Aminogruppen von Lysin-, Arginin-
und Histidin-Seitenketten
[T.E. Creighton, Proteins: Structure and Molecular Properties, W.H.
Freeman & Co.,
San Francisco, 79-86 (1983)], Acetylierung des N-terminalen Amins
und Amidierung jeder beliebigen C-terminalen Carboxygruppe.
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Eine
andere Art kovalenter Modifikation der PRO-Polypeptide, die in den
Schutzumfang dieser Erfindung eingeschlossen ist, umfasst das Ändern des
nativen Glykosylierungsmusters des Polypeptids. Unter "Ändern des nativen Glykosylierungsmusters" wird im Rahmen der
hierin beabsichtigten Zwecke das Deletieren einer oder mehrerer
Kohlenhydrat-Gruppierungen, die in einem Nativsequenz-PRO-Polypeptid
zu finden sind, und/oder das Hinzufügen einer oder mehrerer Glykosylierungs-Stellen, die im Nativsequenz-PRO-Polypeptid nicht
vorhanden sind, verstanden.
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Das
Hinzufügen
von Glykosylierungsstellen zum PRO-Polypeptid kann durch Ändern der
Aminosäuresequenz
erfolgen. Die Änderung
kann beispielsweise durch das Hinzufügen oder die Substitution von
einem oder mehreren Serin- oder Threoninresten zum bzw. im Nativsequenz-PRO-Polypeptid
(für O-verbundene
Glykosylierungsstellen) erfolgen. Die PRO-Polypeptid-Aminosäuresequenz
kann gegebenenfalls durch Veränderungen
auf DNA-Niveau geändert
werden, insbesondere durch Mutieren der DNA, die für das PRO-Polypeptid kodiert,
an vorbestimmten Basen, sodass Codons gebildet werden, die in die
erwünschten
Aminosäuren
translatiert werden.
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Ein
anderes Mittel zur Steigerung der Anzahl der Kohlenhydratgruppierungen
am PRO-Polypeptid ist chemisches oder enzymatisches Binden von Glykosiden
an das Polypeptid. Solche Verfahren sind auf dem Gebiet der Erfindung
beschrieben, z.B. in der WO 87/05.330, veröffentlicht am 11. September
1987, und in Aplin und Writson, CRC Crit. Rev. Biochem., 259-306
(1981).
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Das
Entfernen von Kohlenhydratgruppierungen, die am PRO-Polypeptid vorhanden
sind, kann chemisch oder enzymatisch oder durch Mutations-Substitution
von Codons erfolgen, die für
Aminosäurereste
kodieren, die als Targets für
Glykosylierung dienen. Chemische Deglykosylierungsverfahren sind
auf dem Gebiet der Erfindung bekannt und beschrieben, beispielsweise
von Hakimuddin et al., Arch. Biochem. Biophys. 259, 52 (1987), und
von Edge et al., Anal. Biochem: 118, 131 (1981). Enzymatische Spaltung
von Kohlenhydrat-Gruppierungen auf Polypeptiden kann durch die Verwendung
einer Vielzahl an Endo- und Exoglykosidasen erreicht werden, wie
von Thotakura et al., Meth. Enzymol. 138, 350 (1987), beschrieben.
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Eine
andere Art der kovalenten Modifikation von PRO-Polypeptiden der
Erfindung umfasst das Binden des PRO-Polypeptids an eines von zahlreichen,
nichtproteinischen Polymeren, z.B. Polyethylenglykol, Polypropylenglykol
oder Polyoxyalkylene, auf die Weise, wie sie in den US-Patenten
Nr. 4.640.835, 4.496.689, 4.301.144, 4.670.417, 4.791.192 oder 4.179.337
beschrieben wird.
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Die
PRO-Polypeptide der vorliegenden Erfindung können auch auf eine Weise modifiziert
werden, dass sie ein chimäres
Molekül
bilden, das ein PRO-Polypeptid umfasst, das an ein anderes, heterologes
Polypeptid oder eine andere, heterologe Aminosäuresequenz gebunden ist. In
einer Ausführungsform
umfasst solch ein chimäres
Molekül
eine Fusion des PRO-Polypeptids mit einem Markierungs-Polypeptid,
das ein Epitop bereitstellt, an das sich ein Anti-Markierung-Antikörper selektiv
binden kann. Die Epitop-Markierung ist im Allgemeinen am Amino-
oder Carboxy-Terminus des PRO-Polypeptids angeordnet. Die Gegenwart
solcher Epitop-markierten Formen des PRO-Polypeptids kann unter
Verwendung eines Antikörpers
gegen das Markierungs-Polypeptid nachgewiesen werden. Auch ermöglicht das
Bereitstellen der Epitop-Markierung, dass das PRO-Polypeptid leicht
durch Affinitätsreinigung
unter Verwendung eines Anti-Markierung-Antikörpers oder einer anderen Art
an Affinitätsmatrix,
die sich an die Epitop-Markierung bindet, gereinigt werden kann.
In einer alter nativen Ausführungsform
kann das chimäre
Molekül
eine Fusion des PRO-Polypeptids
mit einem Immunglobulin oder einer bestimmten Region eines Immunglobulins
umfassen. Für
eine zweiwertige Form des chimären
Moleküls
könnte
solch eine Fusion an die Fc-Region eines IgG-Moleküls erfolgen.
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Verschiedene
Markierungs-Polypeptide und ihre entsprechenden Antikörper sind
auf dem Gebiet der Erfindung gut bekannt. Beispiele umfassen Polyhistidin-
(poly-his-) oder Poly-Histidin-Glycin- (poly-his-gly-) Markierungen;
das flu-HA-Markierungs-Polypeptid
und seinen Antikörper
12CA5 [Field et al., Mol. Cell. Biol. 8, 2159-2165 (1988)]; die
c-myc-Markierung und die 8F9-, 3C7-, 6E10-, G4-, B7- und 9E10-Antikörper dazu [Evan
et al., Molecular and Cellular Biology 5, 3610-3616 (1985)]; und
die Herpes-Simplex-Virus-Glykoprotein-D- (-gD-) Markierung und ihren
Antikörper
[Paborsky et al., Protein Engineering 3(6), 547-553 (1990)]. Andere
Markierungs-Polypeptide
umfassen das Flag-Peptid [Hopp et al., BioTechnology 6, 1204-1210
(1988)]; das KT3-Epitoppeptid [Martin et al., Science 255, 192-194
(1992)]; ein α-Tubulinepitoppeptid
[Skinner et al., J. Biol. Chem. 266, 15163-15166 (1991)]; und die
T7-Gen-10-Proteinpeptid-Markierung [Lutz-Freyermuth et al., Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 87, 6393-6397 (1990)].
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Herstellung
von PRO-Polypeptiden
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Die
nachstehende Beschreibung bezieht sich hautpsächlich auf die Herstellung
von PRO-Polypeptiden mittels Kultivieren von Zellen, die mit einem
Vektor, der die gewünschte
PRO-Polypeptid-Nucleinsäure
enthält,
transformiert oder transfiziert sind. Beispielsweise kann die PRO-Polypeptid-Sequenz,
oder Teile davon, mittels direkter Peptidsynthese unter Verwendung
von Festphasenverfahren hergestellt [siehe z.B. Stewart et al.,
Solid-Phase Peptide Synthesis, W.H. Freeman Co., San Francisco,
CA (1969); Merrifield, J. Am. Chem. Soc. 85, 2149-2154 (1963)].
In-vitro-Proteinsynthese
kann mittels manueller Verfahren oder mittels Automation durchgeführt werden.
Automatisierte Synthese kann beispielsweise unter Verwendung eines
Applied Biosystems Peptide Synthesizer (Foster City, CA) und Befolgung
der Anweisungen des Herstellers erfolgen. Verschiedene Abschnitte
des erwünschten
PRO-Polypeptids
können
einzeln chemisch synthetisiert und mittels chemischer oder enzymatischer
Verfahren kombiniert werden, um das Volllängen-PRO-Polypeptid herzustellen.
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A. Isolierung von für PRO-Polypeptide
kodierender DNA
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DNA,
die für
PRO-Polypeptide kodiert, kann aus einer cDNA-Bibliothek erhalten
werden, die aus Geweben hergestellt wird; von denen angenommen wird,
dass sie die erwünschte
PRO-Polypeptid-mRNA aufweist und sie in detektierbarer Konzentration
exprimiert. Demgemäß kann menschliche
PRO-Polypeptid-DNA gut aus einer cDNA-Bibliothek, die aus menschlichem
Gewebe hergestellt wurde, erhalten werden, wie in den Beispielen
beschrieben wird. Das für
PRO-Polypeptid kodierende Gen kann auch aus einer genomischen Bibliothek
oder durch Oligonucleotid-Synthese erhalten werden.
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Bibliotheken
können
mit Sonden (wie Antikörpern
gegen das erwünschte
PRO-Polypeptid oder
Oligonucleotiden von zumindest etwa 20-80 Basen) gescreent werden,
deren Zweck es ist, das Gen von Interesse oder das durch dieses
Gen kodierte Protein zu identifizieren. Screening der cDNA- oder
der genomischen Bibliothek mit der ausgewählten Sonde kann unter Verwendung
von Standardverfahren durchgeführt
werden, wie in Sambrook et al., Molecular Cloning: A Laboratory
Manual (New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press (1989)) beschrieben
wird. Ein alternatives Mittel, um das Gen, das das erwünschte PRO-Polypeptid
kodiert, zu isolieren, ist die Verwendung der PCR-Methodik [Sambrook
et al., s.o.; Dieffenbach et al., PCR Primer: A Laboratory Manual
(Cold Spring Harbor Laboratory Press (1995))].
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Die
nachstehenden Beispiele beschreiben Verfahren zum Screenen einer
cDNA-Bibliothek.
Die als Sonden ausgewählten
Oligonucleotid-Sequenzen sollten von ausreichender Länge sein
und ausreichend eindeutig sein, um falsche Positive zu minimieren.
Das Oligonucleotid ist vorzugsweise so markiert, dass es über Hybridisierung
an DNA in der zu screenenden Bibliothek nachgewiesen werden kann.
Markierungsverfahren sind auf dem Gebiet der Erfindung bekannt und
umfassen die Verwendung von radioaktiven Markierungen wie 32P-markiertem ATP, Biotinylierung oder Enzymmarkierung.
Hybridisierungsbedingungen, umfassend moderate Stringenz und hohe
Stringenz, sind in Sambrook et al., s.o., bereitgestellt.
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Sequenzen,
die im Rahmen solcher Bibliotheks-Screening-Verfahren identifiziert
werden, können
mit anderen bekannten Sequenzen verglichen und abgeglichen werden,
die in öffentlichen
Datenbanken wie GenBank oder anderen privaten Sequenzdatenbanken
hinterlegt und zugänglich
sind. Sequenzidentität
(entweder auf Niveau der Aminosäure
oder des Nucleotids) innerhalb definierter Regionen des Moleküls oder über die Volllängen-Sequenz
können
mittels Sequenzangleichung unter Verwendung von Computer-Softwareprogrammen
wie BLAST, ALIGN, DNAstar und INHERIT bestimmt werden, die verschiedene
Algorithmen verwenden, um Homologie zu berechnen.
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Nucleinsäure mit
Protein-Codiersequenz kann durch Screenen ausgewählter cDNA- oder genomischer Bibliotheken unter
Verwendung der abgeleiteten Aminosäuresequenz, die hierin zum
ersten Mal offenbart wird, und, sofern notwendig, unter Ver wendung
herkömmlicher
Primer-Extensions-Verfahren, wie sie in Sambrook et al., s.o., beschrieben
sind, erhalten werden, um Vorläufer
und Processing-Zwischenprodukte
von mRNA nachzuweisen, die eventuell nicht in cDNA reverstranskribiert
worden sind.
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B. Auswahl und Transformation
von Wirtszellen
-
Wirtszellen
werden mit hierin für
die Herstellung von PRO-Polypeptid beschriebenen Expressions- oder
Kloniervektoren transfiziert oder transformiert und in herkömmlichen
Nährmedien
kultiviert, die geeignet sind, um Promotoren zu induzieren, Transformanten
auszuwählen
oder die für
die erwünschten
Sequenzen kodierenden Gene zu amplifizieren. Die Kultivierungsbedingungen
wie Medium, Temperatur, pH und dergleichen können von Fachleuten ohne übermäßiges Experimentieren
ausgewählt
werden. Im Allgemeinen können Prinzipien,
Protokolle und praktische Verfahren zur Maximierung der Produktivität von Zellkulturen
in Mammalian Cell Biotechnology: a Practical Approach, M. Butler
(Hrsg.); IRL Press (1991), und Sambrook et al., s.o., nachgelesen
werden.
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Transfektionsverfahren
sind Fachleuten bekannt, beispielsweise CaPO4 und
Elektroporation. Je nach verwendeter Wirtszelle erfolgt Transformation
mittels Standardverfahren, die für
solche Zellen geeignet sind. Die Calciumbehandlung, die Calciumchlorid
verwendet, wie sie in Sambrook et al., s.o., beschrieben wird, oder Elektroporation
wird im Allgemeinen für
Prokaryoten oder andere Zellen verwendet, die wesentliche Zellwandbarrieren
aufweisen. Infektion mit Agrobacterium tumefaciens wird zur Transformation
bestimmter Pflanzenzellen verwendet, wie von Shaw et al., Gene 23,
315 (1983), und in der WO 89/05.859, veröffentlicht am 29. Juni 1989,
beschrieben wird. Für
Säugetierzellen
ohne solche Zellwände
kann das Calciumphosphat-Ausfällungsverfahren
von Graham & van
der Eb, Virology 52, 456-457 (1978), verwendet werden. Allgemeine
Aspekte der Säugetierzellen-Wirtssystem-Transformationen
sind im US-Patent Nr. 4.399.216 beschrieben. Transformationen zu
Hefe werden typischerweise gemäß dem von
Van Solingen et al., J. Bact. 130, 946 (1977), und Hsiao et al.,
Proc. Natl. Acad. Sci. (USA) 76, 3829 (1979), beschriebenen Verfahren
durchgeführt.
Jedoch können
auch andere Verfahren zum Einführen
von DNA in Zellen, wie durch Kern-Mikroinjektion, Elektroporation, bakterielle
Protoplastenfusion mit intakten Zellen oder Polykationen, z.B. Polybren,
Polyornithin, verwendet werden. Verschiedene Verfahren zur Transformation
von Säugetierzellen
können
in Keown et al., Methods in Enzymology 185, 527-537 (1990), und
Mansour et al., Nature 336, 348-352 (1988), nachgelesen werden.
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Geeignete
Wirtszellen zum Klonieren oder Exprimieren der DNA in den hierin
beschriebenen Vektoren umfassen Prokaryoten-, Hefe- oder höhere Eukaryotenzellen.
Geeignete Prokaryoten umfassen Eubakterien, wie Gram-negative oder
Grampositive Organismen, beispielsweise Enterobacteriaceae wie E.
coli, sind jedoch nicht beschränkt
darauf. Verschiedene E.-coli-Stämme
sind öffentlich
erhältlich,
wie der E.-coli-K12-Stamm MM294 (ATCC 31.446); E. coli X1776 (ATCC
31.537); E.coli-Stamm W3110 (ATCC 27.325) und K5 772 (ATCC 53.635).
Andere geeignete prokaryotische Wirtszellen umfassen Enterobacteriaceae
wie Escherichia, z.B. E. coli, Enterobacter, Erwinia, Klebsiella,
Proteus, Salmonella, z.B. Salmonella typhimurium, Serratia, z.B.
Serratia marcescans, und Shigella sowie Bacilli, wie B. subtilis
und B. licheniformis (z.B. B. licheniformis 41P, offenbart in DD
266.710, veröffentlicht
am 12. April 1989), Pseudomonas, wie P. aeruginosa, und Streptomyces. Verschiedene
E.-coli-Stämme
sind öffentlich
zugänglich,
wie E.-coli-K12-Stamm MM294 (ATCC 31.466); E. coli X1776 (ATCC 31.537);
E.-coli-Stamm W3110 (ATCC 27.325) und K5 772 (ATCC 53.635). Diese
Beispiele sind illustrativ und nicht einschränkend. Stamm W3110 ist ein
besonders bevorzugter Wirt oder Elternwirt, da er ein häufiger Wirtsstamm
für rekombinante
DNA-Produkt-Fermentationen ist. Vorzugsweise sekretiert die Wirtszelle
minimale Mengen an proteolytischen Enzymen. Stamm W3110 kann modifiziert
werden, um eine genetische Mutation in den Genen zu bewirken, die
für zum
Wirt endogene Proteine kodieren, wobei Beispiele für solche
Wirte Folgendes umfassen: E.-coli-W3110-Stamm 1A2, der den kompletten
Genotypus tonA aufweist; E.-coli-W3110-Stamm 9E4, der den kompletten
Genotypus tonA ptr3 aufweist; E.-coli-W3110-Stamm 27C7 (ATCC 55.244),
der den kompletten Genotypus tonA ptr3 phoA E15 (argF-lac)169 degP
ompT kan' aufweist;
E.-coli-W3110-Stamm 37D6, der den kompletten Genotypus tonA ptr3
phoA E15 (argF-lac)169 degP ompT rbs7 ilvG kan' aufweist; E-coli-W3110-Stamm 40B4,
der Stamm 37D6 mit einer nicht-Kanamycin-resistenten degP-Deletionsmutation
ist; und ein E.coli-Stamm mit mutanter periplasmatischer Protease,
offenbart im US-Patent Nr. 4.946.783, ausgegeben am 7. August 1990.
Alternativ dazu sind In-vitro-Klonierungsverfahren, z.B. PCR oder
andere Nucleinsäure-Polymerasereaktionen,
geeignet.
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Zusätzlich zu
Prokaryoten sind eukaryotische Mikroben wie Fadenpilze oder Hefe
geeignete Klonierungs- oder Expressionswirte für für PRO-Polypeptid kodierende
Vektoren. Saccharomyces cerevisiae ist ein üblicherweise verwendeter, niederer
eukaryotischer Wirtsmikroorganismus. Andere umfassen Schizosaccharomyces
pombe (Beach and Nurse, Nature 290, 140 [1981];
EP 139.383 , veröffentlicht am 2. Mai 1985); Kluyveromyces-Wirte
(US-Patent Nr. 4.943.529; Fleer et al., Bio/Technology 9, 968-975
(1991)) wie z.B. K. lactis (MW98-8C, CBS683, CBS4574; Louvencourt
et al., J. Bacteriol., 737 [1983]), K. fragilis (ATCC 12.424), K. bulgaricus
(ATCC 16.045), K. wickeramii (ATCC 24.178), K. waltii (ATCC 56.500),
K. drosophilarum (ATCC 36.906; Van den Berg et al., Bio/Technology
8, 135 (1990)), K. thermotolerans und K. marxianus; Yarrowia (
EP 402.226) ; Pichia pastoris
(
EP 183.070 ; Sreekrishna
et al., J. Basic Microbiol. 28, 265-278 [1988]); Candida; Trichoderma
reesia (
EP 244.234 );
Neurospora crassa (Case. et al., Proc. Natl.. Acad. Sci. USA 76,
5259- 5263 [1979]); Schwanniomyces wie Schwanniomyces occidentalis
(
EP 394.538 , veröffentlicht
am 31. Oktober 1990); und Fadenpilze wie z.B. Neurospora, Penicillium,
Tolypocladium (WO 91/00357, veröffentlicht
am 10. Jänner
1991) und Aspergillus-Wirte wie A. nidulans (Ballance et al., Biochem.
Biophys. Res. Commun. 112, 284-289 [1983]; Tilburn et al., Gene
26, 205-221 [1983]; Yelton et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81,
1470-1474 [1984], und A. niger (Kelly & Hynes, EMBO J. 4, 475-479 [1985]). Metyhlotropische
Hefearten sind hierin geeignet und umfassen Hefe, die in der Lage
ist, auf Methanol zu wachsen, ausgewählt aus den aus Hansenula, Candida,
Kloeckera, Pichia, Saccharomyces, Torulopsis und Rhodotorula bestehenden
Genera, sind jedoch nicht darauf beschränkt. Eine Liste spezifischer
Spezies, die beispielhaft für
diese Klasse von Hefearten ist, ist in C. Anthony, The Biochemistry
of Methylotrophs, 269 (1982), zu finden.
-
Geeignete
Wirtszellen für
die Expression von glykosylierten PRO-Polypeptiden sind von multizellulären Organismen
abgeleitet. Beispiele für
Zellen von Wirbellosen umfassen Insektenzellen wie Drosophila S2 und
Spodoptera Sf9 sowie Pflanzenzellen. Beispiele für nützliche Säugetier-Zelllinien umfassen
Chinahamster-Eierstockzellen (CHO) und COS-Zellen. Spezifischere
Beispiele umfassen die Affennieren-CV1-Linie, transformiert durch SV40 (COS-7,
ATCC CRL 1651); menschliche Embryonennieren-Linie (293 oder 293-Zellen,
subkloniert für
Wachstum in Suspensionskultur, Graham et al., J. Gen Virol. 36,
59 (1977)); Chinahamster-Eierstockzellen/-DHFR (CHO, Urlaub & Chasin, Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 77, 4216 (1980)); Maus-Sertolizellen (TM4, Mather, Biol. Reprod.
23, 243-251 (1980)); menschliche Lungenzellen (W138, ATCC CCL 75); menschliche
Leberzellen (Hep G2, HB 8065); und Maus-Mammakarzinom (MMT 060562,
ATCC CCL51). Es wird erachtet, dass die Auswahl der geeigneten Wirtszelle
im Rahmen des Gebiets der Erfindung möglich ist.
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C. Auswahl und Verwendung
eines replikablen Vektors
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Die
Nucleinsäure
(z.B. cDNA oder genomische DNA), die für ein erwünschtes PRO-Polypeptid kodiert, kann in einen replikablen
Vektor zum Klonieren (Amplifikation der DNA) oder zur Expression
insertiert werden. Verschiedene Vektoren sind öffentlich erhältlich.
Der Vektor kann beispielsweise in Form eines Plasmids, Cosmids,
viralen Partikels oder Phagen sein. Die geeignete Nucleinsäuresequenz
kann in den Vektor durch zahlreiche Verfahren insertiert werden.
Im Allgemeinen wird DNA in (eine) geeignete Restriktionsendonuclease-Stelle(n)
unter Verwendung von Verfahren, die auf dem Gebiet der Erfindung
bekannt sind, insertiert. Vektorkomponenten umfassen im Allgemeinen
eine oder mehrere Signalsequenzen, einen Replikationsstartpunkt, ein
oder mehrere Markierungsgene, ein Enhancer-Element, einen Promotor
und eine Transkriptionsterminationssequenz, sind jedoch nicht darauf
beschränkt.
Zur Kon struktion geeigneter Vektoren, die eine oder mehrere dieser
Komponenten umfassen, werden Standard-Ligationsverfahren verwendet,
die Fachleuten bekannt sind.
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Das
PRO-Polypeptid von Interesse kann rekombinant nicht nur direkt produziert
werden, sondern kann auch als Fusions-Polypeptid mit einem heterologen
Polypeptid produziert werden, das eine Signalsequenz oder ein anderes
Polypeptid mit einer spezifischen Spaltungsstelle am N-Terminus
des reifen Proteins oder Polypeptids sein kann. Im Allgemeinen kann
die Signalsequenz eine Komponente des Vektors sein, oder sie kann
ein Teil der PRO-Polypeptid-DNA sein, die in den Vektor insertiert
wird. Die Signalsequenz kann eine prokaryotische Signalsequenz sein,
die beispielsweise aus der Gruppe der alkalischen Phosphatase, Penicillinase,
Ipp oder wärmestabilen
Enterotoxin-II-Leader ausgewählt
ist. Zur Hefesekretion kann die Signalsequenz z.B. der Hefe-Invertase-Leader,
Alpha-Faktor-Leader (umfassend Saccharomyces- und Kluyveromyces-α-Faktor-Leader,
wobei Letzterer im US-Patent Nr. 5.010.182 beschrieben ist) oder
Saure-Phosphatase-Leader, der C.-albicans-Glucoamylase-Leader (
EP 362.179 , veröffentlicht am 4. April 1990)
oder das Signal sein, das in der WO 90/13.646, veröffentlicht
am 15. November 1990, beschrieben ist. Bei Säugetierzellenexpression können Säugetier-Signalsequenzen
verwendet werden, um die Sekretion des Proteins zu steuern, wie
beispielsweise Signalsequenzen aus sekretierten Polypeptiden derselben
oder verwandter Spezies, sowie virale sekretorische Leader.
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Sowohl
Expressions- als auch Klonierungs-Vektoren enthalten eine Nucleinsäuresequenz,
die es dem Vektor ermöglicht,
sich in einer oder mehreren ausgewählten Wirtszellen zu replizieren.
Solche Sequenzen sind für
eine Vielzahl an Bakterien, Hefe und Viren gut bekannt. Der Replikationsstartpunkt
des Plasmids pBR322 ist für
die meisten Gram-negativen Bakterien geeignet, der 2μ-Plasmid-Startpunkt
ist für
Hefe zweckdienlich, und verschiedene virale Startpunkte (SV40, Polyoma,
Adenovirus, VSV oder BPV) sind für
Klonierungsvektoren in Säugetierzellen
zweckdienlich.
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Expressions-
und Klonierungs-Vektoren enthalten typischerweise ein Selektionsgen,
das auch als selektierbarer Marken bezeichnet wird. Typische Selektionsgene
kodieren für
Proteine, die (a) Resistenz gegen Antibiotika oder andere Toxine,
z.B. Ampicillin, Neomycin, Methotrexat oder Tetracyclin, verleihen,
(b) auxotrophe Mängel
ergänzen
oder (c) maßgebliche
Nährstoffe
zur Verfügung
stellen, die aus komplexen Medien nicht verfügbar sind, beispielsweise das
Gen, das für
die D-Alaninracemase für
Bacilli kodiert.
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Ein
Beispiel für
geeignete selektierbare Marker für
Säugetierzellen
umfasst eine, die in der Lage sind, die Identifikation von Zellen
zu ermöglichen,
die fähig
sind, die PRO-Polypeptid-Nucleinsäure aufzunehmen, wie beispielsweise
DHFR oder Thymidinkinase. Eine geeignete Wirtszelle, wenn Wildtyp-DHFR
verwendet wird, ist die CHO-Zelllinie, die in DHFR-Aktivität unzureichend
ist, die hergestellt und verlängert
worden ist, wie von Urlaub et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77,
4216 (1980), beschrieben wurde. Ein zur Verwendung in Hefe geeignetes
Selektionsgen ist das trp1-Gen,
das im Hefe-Plasmid YRp7 vorhanden ist [Stinchcomb et al., Nature
282, 39 (1979); Kingsman et al., Gene 7, 141 (1979); Tschemper et
al., Gene 10, 157 (1980)]. Das trp1-Gen stellt einen Selektionsmarker
für einen
Mutantenstamm von Hefe bereit, dem die Fähigkeit fehlt, in Tryptophan
zu wachsen, beispielsweise ATCC Nr. 44.076 oder PEP4-1 [Jones, Genetics
85, 12 (1977)].
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Expressions-
und Klonierungs-Vektoren enthalten üblicherweise einen Promotor,
der operabel mit der PRO-Polypeptid-Nucleinsäuresequenz verbunden ist, um
mRNA-Synthese zu
lenken. Promotoren, die durch eine Vielzahl potentieller Wirtszellen
erkannt werden, sind bekannt. Promotoren, die zur Verwendung mit
prokaryotischen Wirten geeignet sind, umfassen die β-Lactamase-
und Lactose-Promotorsysteme [Chang et al., Nature 275, 615 (1978);
Goeddel et al., Nature 281, 544 (1979)], alkalische Phosphatase,
ein Tryptophan- (trp-) Promotorsystem [Goeddel, Nucleic Acids Res.
8, 4057 (1980);
EP 36.776 ]
und Hybridpromotoren wie den Tac-Promotor [deBoer et al., Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 80, 21-25 (1983)]. Promotoren zur Verwendung
in bakteriellen Systemen enthalten auch eine Shine-Dalgarno- (S.D.-)
Se quenz, die operabel an die DNA gebunden ist, die für das erwünschte PRO-Polypeptid kodiert.
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Beispiele
für geeignete
Promotor-Sequenzen zur Verwendung mit Hefewirten umfassen die Promotoren
für 3-Phosphoglycerat-Kinase
[Hitzeman et al., J. Biol. Chem. 225, 2073 (1980)] oder andere glykolytische Enzyme
[Hess et al., J. Adv. Enzyme Reg. 7, 149 (1968); Holland, Biochemistry
17, 4900 (1978)], wie beispielsweise Enolase, Glyceraldehyd-3-phosphatdehydrogenase,
Hexokinase, Pyruvatdecarboxylase, Phosphofructokinase, Glucose-6-phosphatisomerase,
3-Phosphoglyceratmutase, Pyruvatkinase, Triosephosphatisomerase,
Phosphoglucoseisomerase und Glucokinase.
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Andere
Hefe-Promotoren, die induzierbare Promotoren mit dem zusätzlichen
Vorteil von durch Wachstumsbedingungen kontrollierter Transkription
sind, sind die Promotorregionen von Alkoholdehydrogenase 2, Isocytochrom
C, Saure Phosphatase, abbauende Enzyme, verbunden mit Stickstoffmetabolismus,
Metallothionein, Glyceraldehyd-3-phosphatdehydrogenase und Enzyme,
die für
Maltose- und Galactose-Verwertung verantwortlich
sind. Für
die Verwendung bei Hefeexpression geeigneter Vektoren und Promotoren
sind in dem
EP 73.657 näher beschrieben.
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PRO-Polypeptid-Transkription
von Vektoren in Säugetierwirtszellen
wird beispielsweise durch Promotoren gesteuert, die aus den Genomen
von Viren wie Polyomavirus, Geflügelpockenvirus
(UK 2.211.504, veröffentlicht
am 5. Juli 1989), Adenovirus (wie Adenovirus 2), Rinder-Papillomavirus,
Vogel-Sarkomvirus, Zytomegalie-Virus, ein Retrovirus, Hepatitis-B-Virus
und Simian-Virus 40 (SV40), aus heterologen Säugetierpromotoren wie z.B.
dem Actinpromotor oder einem Immunglobulinpromotor und aus Hitzeschockpromtoren
erhalten werden, vorausgesetzt, solche Promotoren sind mit dem Wirtszellsystem
kompatibel.
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Die
Transkription einer DNA, die für
das erwünschte
PRO-Polypeptid kodiert, durch höhere
Eukaryoten kann durch Insertieren einer Enhancer-Sequenz in den
Vektor erhöht
werden. Enhancer sind cis-wirkende Elemente von DNA, üblicherweise
von etwa 10 bis 300 bp, die auf einen Promotor wirken, um seine
Transkription zu steigern. Zahlreiche Enhancer-Sequenzen von Säugetiergenen
(Globin, Elastase, Albumin, α-Fötoprotein
und Insulin) sind bekannt. Typischerweise wird jedoch ein Enhancer
aus einem eukaryotischen Zellvirus verwendet. Beispiele umfassen
den SV40-Enhancer an der späten
Seite des Replikationsstartpunktes (bp 100-270), den frühen Zytomegalie-Promotor-Enhancer,
den Polyoma-Enhancer an der späten
Seite des Replikationsstartpunktes und Adenovirus-Enhancer. Der
Enhancer kann in den Vektor an einer Position 5' oder 3' zur PRO-Polypeptid-Codiersequenz gespleißt sein,
ist vorzugsweise jedoch an einer Stelle 5' vom Promtor angeordnet.
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Expressionsvektoren,
die in eukaryotischen Wirtszellen (Hefe, Pilzen, Insekten, Pflanzen,
Tieren, Menschen oder kernhaltigen Zellen von anderen, mehrzelligen
Organismen) verwendet werden, enthalten auch Sequenzen, die für die Transkriptionstermination
und zum Stabilisieren der mRNA notwendig sind. Solche Sequenzen
sind von den untranslatierten 5'-,
und manchmal 3'-,
Regionen von eukaryotischen oder viralen DNA oder cDNA üblicherweise
erhältlich.
Diese Regionen enthalten Nucleotidsegmente, die als polyadenylierte
Fragmente im untranslatierten Abschnitt der für die PRO-Polypeptide kodierenden
mRNA transkribiert sind.
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Weitere
andere Verfahren, Vektoren und Wirtszellen, die zur Anpassung an
die Synthese von PRO-Polypeptiden in rekombinanter Wirbeltier-Zellkultur
geeignet sind, sind in Gething et al., Nature 293, 620-625 (1981);
Mantei et al., Nature 281, 40-46 (1979); dem
EP 117.060 und dem
EP 117.058 beschrieben.
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D. Nachweisen von Genamplifikation/-Expression
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Genamplifikation
und/oder -Expression können
in einer Probe direkt gemessen werden, beispielsweise durch herkömmliches
Southern-Blotting, Northern-Blotting, um die Transkription von mRNA
zu quantifizieren [Thomas, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77, 5201-5205
(1980)], Dot-Blotting (DNA-Analyse) oder In-situ-Hybridisierung,
wo bei eine geeignet markierte Sonde, basierend auf den hierin bereitgestellten
Sequenzen, verwendet wird. Alternativ dazu können Antikörper verwendet werden, die
spezifische Duplexe, umfassend DNA-Duplexe, RNA-Duplexe und DNA-RNA-Hybridduplexe oder
DNA-Protein-Duplexe, erkennen können. Die
Antikörper
wiederum können
markiert werden, und der Test kann durchgeführt werden, wo der Duplex an eine
Oberfläche
gebunden ist, sodass bei der Bildung eines Duplex an der Oberfläche die
Gegenwart von Antikörpern,
die an den Duplex gebunden sind, nachgewiesen werden kann.
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Genexpression
kann, alternativ dazu, durch immunologische Verfahren wie beispielsweise
immunohistochemisches Färben
von Zellen oder Gewebeschnitte und Tests an Zellkulturen oder Körperflüssigkeiten gemessen
werden, um die Expression von Genprodukten direkt zu quantifizieren.
Antikörper,
die für
immunohistochemisches Färben
und/oder Tests an Probenflüssigkeiten
verwendet werden, können
entweder monoklonal oder polyklonal sein und können in jedem Säugetier
hergestellt werden. Gut können
Antikörper
gegen ein Nativsequenz-PRO-Polypeptid oder gegen ein synthetisches
Peptid, basierend auf den DNA-Sequenzen, die hierin bereitgestellt
werden, oder gegen exogene Sequenzen, die an eine PRO-Polypeptid-DNA
fusioniert sind und für
ein spezifisches Antikörper-Epitop
kodieren, hergestellt werden.
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E. Reinigung von Polypeptid
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Formen
von PRO-Polypeptiden können
aus Kulturmedium oder aus Wirtszelllysaten gewonnen werden. Ist
es membrangebunden, so kann es aus der Membran mittels einer geeigneten
Detergenzienlösung (z.B.
Triton-X 100) oder mittels enzymatischer Spaltung freigesetzt werden.
Zellen, die zur Expression von PRO-Polypeptiden verwendet werden,
können
durch verschiedene physikalische oder chemische Mittel, wie Gefrier-Auftau-Zyklieren,
Beschallen, mechanisches Aufbrechen oder Zell-Lysiermittel, aufgeschlossen werden.
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Es
kann wünschenswert
sein, PRO-Polypeptide aus rekombinanten Zellproteinen oder Polypeptiden zu
reinigen. Die folgenden Verfahren sind Beispiele für geeignete
Reinigungsverfahren: Fraktionierung an einer lonenaustausch-Säule; Ethanolfällung; Umkehrphasen-HPLC;
Chromatographie auf Siliciumdioxid oder einem Kationenaustausch-Harz
wie DEAE; Chromatofokussierung,. SDS-PAGE; Ammoniumsulfat-Ausfällung; Gelfiltration
unter Verwendung von beispielsweise Sephadex G-75; Protein-A-Sepharose-Säulen, um
Kontaminanten wie IgG zu entfernen; und Metall chelatierende Säulen, um
Epitop-markierte Formen des PRO-Polypeptids zu binden. Zahlreiche
Verfahren der Proteinreinigung können
verwendet werden, und solche Verfahren sind auf dem Gebiet der Erfindung
bekannt und beispielsweise in Deutscher, Methods in Enzymology,
182 (1990); Scopes, Protein Purification: Principles and Practice,
Springer-Verlag, New York (1982), beschrieben. Der/Die ausgewählte(n)
Reinigungsschritte) hängt/hängen beispielsweise
von der Beschaffenheit des Herstellungsverfahrens und des bestimmten,
hergestellten PRO-Polypeptids ab.
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Verwendungen
für PRO-Polypeptide
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Nucleotidsequenzen
(oder ihre Komplemente), die für
die PRO-Polypeptide der vorliegenden Erfindung kodieren, haben verschiedene
Anwendungsgebiete im Bereich der Molekularbiologie, umfassend Verwendungen
als Hybridisierungssonden, beim Chromosom- und Genkartieren und
bei der Herstellung von Antisense-RNA und – DNA. Für PRO-Polypeptid kodierende
Nucleinsäure
ist auch zur Herstellung von PRO-Polypeptiden durch die hierin beschriebenen
Rekombinationsverfahren nützlich.
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Die
Nucleinsäure,
die für
das Volllängen-Nativsequenz-PRO-Polypeptid
kodiert, oder Teile davon können
als Hybridisierungssonden für
eine cDNA-Bibliothek verwendet werden, um das Volllängen-PRO-Polypeptidgen
zu isolieren oder um weitere andere Gene (beispielsweise jene, die
für natürlich vorkommende
Varianten des PRO-Polypeptids
oder der PRO-Polypeptide anderer Spezies kodieren) zu isolieren,
die eine erwünschte
Sequenzidentität
mit den PRO-Polypeptid-Nucleinsäuresequenzen aufweisen.
Gegebenenfalls umfasst die Länge
der Sonden etwa 20 bis etwa 50 Basen. Die Hybridisierungssonden
können
von der Nucleotidsequenz jedes der hierin offenbarten DNA-Moleküle oder
von den genomischen Sequenzen, umfassend Promotoren, Enhancer-Elemente
und Introns der für
das Nativsequenz-PRO-Polypeptid kodierenden DNA, abgeleitet sein.
Beispielsweise umfasst ein Screening-Verfahren das Isolieren der
Codierregion des PRO-Polypeptidgens unter Verwendung der bekannten
DNA-Sequenz, um eine ausgewählte
Sonde von etwa 40 Basen zu synthetisieren. Hybridisierungssonden
können
durch zahlreiche verschiedene Markierungen, umfassend Radionucleotide
wie 32P oder 35S,
oder durch enzymatische Markierungen wie alkalische Phosphatase, an
die Sonde über
Avidin/Biotin-Bindungssysteme
gebunden, markiert sein. Markierte Sonden mit einer Sequenz, die
zu jener des spezifischen PRO-Polypeptidgens der vorliegenden Erfindung
komplementär
ist, können
verwendet werden, um Bibliotheken menschlicher cDNA, genomischer
DNA oder mRNA zu screenen, um zu bestimmen, welche Bestandteile
solcher Bibliotheken an die Sonde hybridisieren. Hybridisierungsverfahren werden
in den folgenden Beispielen näher
beschrieben.
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Die
in der vorliegenden Anmeldung offenbarten EST können unter Venrwendung der
hierin offenbarten Verfahren ähnlich
als Sonden verwendet werden.
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Die
Sonden können
auch in PCR-Verfahren verwendet werden, um einen Pool an Sequenzen
zur Identifikation von eng verwandten PRO-Polypeptidsequenzen zu
bilden.
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Nucleotidsequenzen,
die für
ein PRO-Polypeptid kodieren, können
auch verwendet werden, um Hybridisierungssonden zur Kartierung des
Gens, das für
dieses PRO-Polypeptid
kodiert, und für
die genetische Analyse von Personen mit Erbkrankheiten zu konstruieren.
Die hierin bereitgestellten Nucleotidsequenzen können an ein Chromosom und spezifische
Regionen eines Chromosoms unter Verwendung bekannter Verfahren,
wie beispielsweise durch In-situ-Hybridisierung, Bindungsanalyse gegen
bekannte chromosomale Marker und Hybridisierungs-Screenen mit Bibliotheken,
kartiert werden.
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Das
PRO-Polypeptid kann in Tests zur Identifizierung seiner Liganden
verwendet werden. Dem ähnlich
können
Inhibitoren der Rezeptor/Liganden-Bindungswechselwirkung identifiziert
werden. Proteine, die in solche Bindungswechselwirkungen eingebunden
sind, können
auch verwendet werden, um auf Peptid oder kleinere Molekülinhibitoren
oder Agonisten der Bindungswechselwirkung zu screenen. Screening-Tests können entworfen
werden, um Leitverbindungen zu finden, die die biologische Aktivität eines
nativen PRO-Polypeptids oder eines Liganden für das PRO-Polypeptid nachahmen. Solche Screening-Tests
umfassen Tests, die für
das High-Throughput-Screenen
chemischer Bibliotheken geeignet sind, was sie für die Identifikation kleiner vermutlicher
Arzneimittel-Moleküle
besonders geeignet macht. Kleine in Betracht gezogene Moleküle umfassen
synthetische organische oder anorganische Verbindungen. Die Tests
können
in zahlreichen verschiedenen Formaten durchgeführt werden, umfassend Protein-Protein-Bindungstests,
biochemische Screening-Tests, Immuntests und zellbasierte Tests,
die auf dem Gebiet der Erfindung gut beschrieben sind.
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Nucleinsäuren, die
für ein
PRO-Polypeptid kodieren, oder seine modifizierten Formen können auch verwendet
werden, um entweder transgene Tiere oder "Knockout"-Tiere zu bilden, die ihrerseits zur
Entwicklung und zum Screenen therapeutisch nützlicher Reagenzien nützlich sind.
Ein transgenes Tier (z.B. eine Maus oder Ratte) ist ein Tier, das
Zellen aufweist, die ein Transgen enthalten, wobei dieses Transgen
in das Tier oder einen Vorfahren des Tiers in einem pränatalen
Stadium, z.B. dem Embryonalstadium, eingeführt wurde. Ein Transgen ist
eine DNA, die in das Genom einer Zelle integriert ist, aus der sich
ein transgenes Tier entwickelt. In einer Ausführungsform kann eine cDNA,
die für
ein PRO-Polypeptid von Interesse kodiert, verwendet werden, um genomische
DNA, die für
das PRO-Polypeptid kodiert, gemäß anerkannter
Verfahren und genomische Sequenzen zu klonieren, die verwendet werden,
um transgene Tiere zu bilden, welche Zellen enthalten, die für PRO- Polypeptid kodierende
DNA exprimieren. Verfahren zur Bildung transgener Tiere, besonders
von Tieren wie Mäusen
oder Ratten, sind auf dem Gebiet der Erfindung bereits alltäglich und
sind beispielsweise in den US-Patenten Nr. 4.736.866 und 4.870.009
beschrieben. Typischerweise würde
auf Zellen für
den Einbau von PRO-Polypeptid-Transgenen
mit gewebespezifischen Enhancern abgezielt werden. Transgene Tiere,
die eine Kopie eines Transgens aufweisen, das für ein PRO-Polypeptid kodiert, das in einem Embryonalstadium
in die Keimbahn des Tiers eingeführt
wurde, können
verwendet werden, um die Auswirkung erhöhter Expression von DNA, die
für das
PRO-Polypeptid kodiert, zu untersuchen. Solche Tiere können als Testtiere
für Reagenzien
verwendet werden, die so entworfen sind, dass sie Schutz beispielsweise
vor Krankheitszuständen,
die mit Überexpression
von PRO-Polypeptid
in Verbindung stehen, bieten. Gemäß diesem Aspekt der Erfindung
wird ein Tier mit dem Reagens behandelt, und ein im Vergleich mit
nicht behandelten Tieren, die das Transgen in sich tragen, reduziertes
Auftreten des Krankheitszustandes würde auf eine mögliche therapeutische
Wirkung für
diesen Krankheitszustand hinweisen.
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Alternativ
dazu können
nichtmenschliche Homologe von PRO-Polypeptiden verwendet werden,
um ein PRO-Polypeptid-"Knock-out"-Tier zu konstruieren,
das aufgrund homologer Rekombination zwischen dem endogenen Gen,
das für
das PRO-Polypeptid
kodiert, und der geänderten
genomischen DNA, die für
das PRO-Polypeptid
kodiert, die in eine Embryonenzelle des Tiers eingeführt wurden,
ein defektes oder verändertes
Gen aufweist, das für
das PRO-Polypeptid von Interesse kodiert. Beispielsweise kann cDNA,
die für
ein PRO-Polypeptid kodiert, verwendet werden, um genomische DNA,
die für
das PRO-Polypeptid kodiert, gemäß den anerkannten
Verfahren zu klonieren. Ein Teil der genomischen DNA, die für ein PRO-Polypeptid kodiert, kann
deletiert oder durch ein anderes Gen ersetzt werden, beispielsweise
ein Gen, das für
einen selektierbaren Marken kodiert, der verwendet werden kann,
um Integration zu überwachen.
Typischennreise sind mehrere Kilobasen nicht geänderter, flankierender DNA
(sowohl am 5'- als
auch am 3'-Ende)
in den Vektor eingebunden [siehe z.B. Thomas & Capecchi, Cell 51, 503 (1987), für eine Beschreibung
homologer Rekombinationsvektoren]. Der Vektor wird in eine embryonale
Stammzellenlinie (z.B. durch Elektroporation) eingeführt, und
Zellen, in denen sich die eingeführte
DNA homolog mit der endogenen DNA rekombiniert hat, werden ausgewählt [siehe
z.B. Li et al., Cell 69, 915 (1992)]. Die ausgewählten Zellen werden anschließend in
eine Blastozyste eines Tiers (z.B. einer Maus oder Ratte) injiziert,
um Aggregationschimären
zu bilden [siehe z.B. Bradley, in Teratocarcinomas and Embryonic
Stem Cells: A Practical Approach, E.J. Robertson (Hrsg.), 113-152,
(IRL, Oxford (1987))]. Ein chimärer
Embryo kann dann in ein geeignetes, scheinschwangeres weibliches
Leihmuttertier implantiert werden, und das Embryo wird von diesem
Tier ausgetragen, um ein "Knock-out"-Tier zu bilden.
Nachkommenschaft, die die homolog rekombinierte DNA in ihren Keimzellen
trägt,
kann durch Standardverfahren identifiziert und weiters verwendet
werden, um Tiere zu züchten,
in denen alle Zellen die homolog rekombinierte DNA enthalten. Knockout-Tiere
können
beispielsweise über
ihre Fähigkeit;
selbst gegen bestimmte Krankheitszustände resistent zu sein, und über ihre
Entwicklung von Krankheitszuständen
aufgrund fehlenden PRO-Polypeptids charakterisiert werden.
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Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper
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Die
vorliegende Erfindung stellt weiters Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper bereit.
Beispiele für
Antikörper
umfassen polyklonale, monoklonale, humanisierte, bispezifische und
heterokonjugierte Antikörper.
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A. Polyklonale Antikörper
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Die
Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper
können
polyklonale Antikörper
umfassen. Verfahren zur Herstellung polyklonaler Antikörper sind
Fachleuten bekannt. Polyklonale Antikörper können in einem Säugetier
beispielsweise durch eine oder mehr Injektionen eines Immunisierungsmittels
und, falls gewünscht,
eines Adjuvans. Typischerweise wird das Immunisierungsmittel und/oder
das Adjuvans durch mehrfache subkutane oder intraperitoneale Injektionen
in das Säugetier
injiziert. Das Immunisie rungsmittel kann das PRO-Polypeptid oder
ein Fusionsprotein davon enthalten. Es kann nützlich sein, das Immunisierungsmittel
an ein Protein zu konjugieren, von dem bekannt ist, dass es im zu
immunisierenden Säugetier
immunogen ist. Beispiele für
solche immunogenen Proteine umfassen Schlüsselloch-Napfschnecken-Hämocyanin, Serumalbumin, Rinder-Thyroglobulin
und Sojabohnen-Trypsinhemmer, sind jedoch nicht darauf beschränkt. Beispiele
für Adjuvantia,
die verwendet werden können,
sind komplettes Freundsches Adjuvans und MPL-TDM-Adjuvans (Monophosphoryl-Lipid
A, synthetisches Trehalosedicorynomycolat). Das Immunisierungsprotokoll
kann von Fachleuten ohne übermäßiges Experimentieren
ausgewählt
werden.
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B. Monoklonale Antikörper
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Alternativ
dazu können
die Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper
monoklonale Antikörper
sein. Monoklonale Antikörper
können
unter Verwendung von Hybridomverfahren, wie jenen, die von Kohler
und Milstein, Nature 256, 495 (1975), beschrieben werden, hergestellt
werden. In einem Hybridomverfahren wird eine Maus, ein Hamster oder
ein anderes, geeignetes Wirtstier mit einem Immunisierungsmittel
typischerweise immunisiert, um Lymphozyten hervorzurufen, die Antikörper produzieren
oder produzieren können,
die sich spezifisch an das Immunisierungsmittel binden. Alternativ
dazu können
die Lymphozyten in vitro immunisiert werden. –
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Das
Immunisierungsmittel umfasst typischerweise das PRO-Polypeptid von
Interesse oder ein Fusionsprotein davon. Im Allgemeinen werden entweder
Lymphozyten peripheren Bluts ("PBL" = peripheral blood lymphocytes)
verwendet, wenn Zellen menschlichen Ursprungs erwünscht sind,
oder es werden Milzzellen oder Lymphknotenzellen verwendet, wenn
nichtmenschliche Säugetierquellen
erwünscht
sind. Die Lymphozyten werden anschließend mit einer sich unbegrenzt
vermehrenden Zelllinie unter Verwendung eines geeigneten Fusionsmittels
wie Polyethylenglykol fusioniert, um eine Hybridomzelle zu bilden
[Goding, Monoclonal Antibodies: Principles and Practice, Academic
Press, 59-103 (1986)]. Sich unbegrenzt vermehrende Zelllinien sind üblicherweise
transformierte Säugetierzellen,
insbesondere Myelomzellen von Nagetieren, Rindern oder Menschen. Üblicherweise
werden Ratten- oder Maus-Myelomzelllinien verwendet. Die Hybridomzellen
können
in einem geeigneten Kulturmedium kultiviert werden, das vorzugsweise
eine oder mehrere Substanzen enthält, die das Wachstum oder Überleben
der nicht fusionierten, sich unbegrenzt vermehrenden Zellen hemmt.
Fehlt beispielsweise den Ausgangszellen das Enzym Hypoxanthin-Guanin-Phosphoribosyl-Transferase
(HGPRT oder HPRT), umfasst das Kulturmedium für die Hybridomen typischerweise
Hypoxanthin, Aminopterin und Thymidin ("HAT-Medium"), die das Wachstum von HGPRT-defizienten
Zellen unterbindet.
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Bevorzugte,
sich unbegrenzt vermehrende Zelllinien sind jene, die sich wirksam
fusionieren, die stabile, hohe Antikörper-Expression durch die ausgewählten Antikörperproduzierenden
Zellen unterstützen
und die gegenüber
einem Medium wie das HAT-Medium empfindlich sind. Noch bevorzugtere,
sich unbegrenzt vermehrende Zelllinien sind Maus-Myelomlinien, die
beispielsweise vom Salk Institute Cell Distribution Center, San
Diego, Kalifornien, und von der Amercian Type Culture Collection,
Rockville, Maryland, erhalten werden können. Menschliche Myelom- und
Maus-Menschen-Heteromyelom-Zelllinien
sind auch zur Herstellung menschlicher monoklonalen Antikörper beschrieben
worden [Kozbor, J. Immunol. 133, 3001 (1984); Brodeuret al., Monoclonal
Antibody Production Techniques and Applications, Marcel Dekker,
Inc., New York, 51-63 (1987)].
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Das
Kulturmedium, in dem die Hybridomzellen kultiviert werden, können anschließend auf
die Gegenwart von monoklonalen Antikörpern getestet werden, die
gegen das PRO-Polypeptid von Interesse gerichtet sind. Vorzugsweise
wird die Bindungsspezifität
von monoklonalen Antikörpern,
die durch die Hybridomzellen produziert werden, durch Immunfällung oder
durch einen In-vitro-Bindungstest, wie Radioimmuntest (RIA) oder
enyzmgekoppelte Immunadsorptionsbestimmung (ELISA), bestimmt. Solche
Verfahren und Tests sind auf dem Gebiet der Erfindung bekannt. Die
Bindungsaffinität
des monoklonalen Antikörpers
kann beispielsweise durch die Scat chard-Analyse von Munson und Pollard,
Anal. Biochem. 107, 220 (1980), bestimmt werden.
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Nachdem
die erwünschten
Hybridomzellen identifiziert wurden, können die Klone durch Grenzverdünnungsverfahren
subkloniert und mittels Standardverfahren [Goding, s.o.] gezüchtet werden.
Geeignete Kulturmedien für
diesen Zweck umfassen beispielsweise Dulbecco's Modified Eagle's Medium und RPMI-1640-Medium. Alternativ
dazu können
die Hybridomzellen in vivo in einem Säugetier als Aszites gezüchtet werden.
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Die
monoklonalen, durch die Subklone sekretierten Antikörper können aus
dem Kulturmedium oder der Aszites-Flüssigkeit durch herkömmliche
Immunglobulin-Reinigungsverfahren,
beispielsweise Protein-A-Sepharose, Hydroxylapatit-Chromatographie,
Gelelektrophorese, Dialyse oder Affinitätschromatographie, isoliert
oder gereinigt werden.
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Die
monoklonalen Antikörper
können
auch durch DNA-Rekombinationsverfahren, wie beispielsweise jenen,
die im US-Patent Nr. 4.816.567 beschrieben wurden, hergestellt werden.
Die für
die monoklonalen Antikörper
gemäß vorliegender
Erfindung kodierende DNA kann unter Verwendung herkömmlicher
Verfahren (z.B. unter Verwendung von Oligonucleotidsonden, die in
der Lage sind, sich spezifisch an Gene zu binden, die für die Schwer-
und Leichtketten von Maus-Antikörpern
kodieren) einfach isoliert und sequenziert werden. Die Hybridomzellen
der Erfindung dienen als eine bevorzugte Quelle für solche
DNA. Wurde sie isoliert, kann die DNA in Expressionsvektoren platziert
werden, die anschließend
in Wirtszellen wie Affen-COS-Zellen, Chinahamster-Eierstock- (CHO-)
Zellen oder Myelomzellen transfiziert werden, die anderenfalls kein
Immunglobulinprotein produzieren, um die Synthese monoklonaler Antikörper in
den rekombinanten Wirtszellen zu erreichen. Die DNA kann beispielsweise
auch durch Substituieren der homologen Maus-Sequenzen durch die Codiersequenz
von menschlichen konstanten Domänen
der Schwer- und Leichtkette [US-Patent
Nr. 4.816.567; Morrison et al., s.o.] oder durch kovalentes Binden
der gesam ten Codiersequenz für
ein Nicht-Immunglobulin-Polypeptid oder eines Teils davon an die
Immunglobulin-Codiersequenz modifiziert werden. Solch ein Nicht-Immunglobulin-Polypeptid
kann die konstanten Domänen
eines Antikörpers
der Erfindung oder die variablen Domänen einer Antigen-kombinierenden
Stelle eines Antikörpers
der Erfindung ersetzen, um einen chimären, zweiwertigen Antikörper zu
bilden.
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Die
Antikörper
können
einwertige Antikörper
sein. Verfahren zur Herstellung einwertiger Antikörper sind
auf dem Gebiet der Erfindung bekannt. Ein Verfahren umfasst beispielsweise
die rekombinante Expression von Immunglobulinleichtkette und modifizierter
-schwerkette. Die Schwerkette ist im Allgemeinen an jeder Stelle
in der Fc-Region
trunkiert, sodass Schwerketten-Vernetzung unterbunden wird. Alternativ
dazu werden die relevanten Cysteinreste durch einen anderen Aminosäurerest
ersetzt, oder sie werden deletiert, um Vernetzung zu unterbinden.
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In-vitro-Verfahren
sind auch zur Herstellung einwertiger Antikörper geeignet. Verdau von Antikörpern, um
Fragmente davon, besonders Fab-Fragmente, herzustellen, können mittels
auf dem Gebiet der Erfindung bekannter Routine-Verfahren durchgeführt werden.
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C. Humanisierte Antikörper
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Die
Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper
der Erfindung können
weiters humanisierte Antikörper
oder menschliche Antikörper
umfassen. Humanisierte Formen nichtmenschlicher (z.B. Maus-) Antikörper sind
chimäre
Immunglobuline, Immunglobulinketten oder Fragmente davon (wie beispielsweise
Fv, Fab, Fab', F(ab')2 oder
andere, Antigen-bindende Subsequenzen von Antikörpern), die eine Minimalsequenz
enthalten, die von nichtmenschlichem Immunglobulin abgeleitet ist.
Humanisierte Antikörper
umfassen menschliche Immunglobuline (Rezipienten-Antikörper), in
denen Reste einer komplementaritätsbestimmenden
Region (CDR) des Rezipienten durch Reste von einer CDR einer nichtmenschlichen
Spezies (Spender-Antikörper),
wie einer Maus, einer Ratte oder eines Kaninchens, mit der enrwünschten
Spezifität,
Affinität
und Kapazität
ersetzt werden. Humanisierte Antikörper können auch Reste umfassen, die
weder im Rezipienten-Antikörper
noch in der importierten CDR oder den Gerüstsequenzen zu finden sind.
Im Allgemeinen umfasst der humanisierte Antikörper im Wesentlichen die gesamte
von zumindest einer, und typischerweise zwei, variablen Domäne(n), in
denen alle oder im Wesentlichen alle der CDR-Regionen jenen eines
nichtmenschlichen Immunglobulins entsprechen und alle oder im Wesentlichen
alle der FR-Regionen jene einer menschlichen Immunglobulin-Consensus-Sequenz sind. Der
humanisierte Antikörper
umfasst im besten Fall auch zumindest einen Anteil einer konstanten
Immunglobulinregion (Fc), typischerweise jenen eines menschlichen
Immunglobulins [Jones et al., Nature 321, 522-525 (1986); Riechmann
et al., Nature 332, 323-329 (1988); und Presta, Curr. Op. Struct.
Biol. 2, 593-596 (1992)].
-
Verfahren
zur Humanisierung von nichtmenschlichen Antikörpern sind auf dem Gebiet der
Erfindung bekannt. Im Allgemeinen weist ein humanisierter Antikörper einen
oder mehrere Aminosäurereste
auf, die in ihn aus einer Quelle eingeführt wurden, die nichtmenschlich
ist. Diese nichtmenschlichen Aminosäurereste werden oft als "Import"-Reste bezeichnet,
die typischerweise aus einer variablen "Import"-Domäne
entnommen sind. Humanisierung kann im Wesentlichen nach dem Verfahren
von Winter und Mitarbeitern [Jones et al., Nature 321, 522-525 (1986);
Riechmann et al., Nature 332, 323-327 (1988); Verhoeyen et al.,
Science 239, 1534-1536 (1988)] erfolgen, indem die entsprechenden
Sequenzen eines menschlichen Antikörpers durch Nagetier-CDR oder
-CDR-Sequenzen ersetzt werden. Demgemäß sind solche "humanisierten" Antikörper chimäre Antikörper (US-Patent
Nr. 4.816.567), worin im Wesentlichen weniger als eine intakte menschliche
variable Domäne
durch die entsprechende Sequenz aus einer nichtmenschlichen Spezies
substituiert wurde. In der praktischen Anwendung sind humanisierte
Antikörper
typischerweise menschliche Antikörper,
in denen manche CDR-Reste und möglicherweise
manche FR-Reste durch Reste analoger Stellen in Nagetier-Antikörper ersetzt
sind.
-
Menschliche
Antikörper
können
auch unter Verwendung verschiedener Verfahren, die auf dem Gebiet der
Erfindung bekannt sind, umfassend Phagendisplay-Bibliotheken, hergestellt werden [Hoogenboom & Winter, J. Mol.
Biol. 227, 381 (1991); Marks et al., J. Mol. Biol. 222, 581 (1991)].
Die Verfahren von Cole et al. und Boerner et al. sind zur Herstellung
von menschlichen monoklonalen Antikörpern ebenso verfügbar [Cole
et al., Monoclonal Antibodies and Cancer Therapy, Alan R. Liss,
77 (1985), und Boerner et al., J. Immunol. 147(1), 86-95 (1991)].
-
D. Bispezifische Antikörper
-
Bispezifische
Antikörper
sind monoklonale, vorzugsweise menschliche oder humanisierte, Antikörper, die
Bindungsspezifitäten
für zumindest
zwei verschiedene Antigene aufweisen. Im vorliegenden Fall betrifft eine
der Bindungsspezifitäten
das PRO-Polypeptid, die andere ein beliebiges anderes Antigen und
vorzugsweise ein Zelloberflächen-Protein
oder einen Rezeptor oder eine Rezeptoruntereinheit.
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Verfahren
zur Herstellung bispezifischer Antikörper sind auf dem Gebiet der
Erfindung bekannt. Üblicherweise
beruht die rekombinante Herstellung bispezifischer Antikörper auf
der Co-Expression von zwei Immunglobulin-Leichtketten/Schwerketten-Paaren, worin die
zwei Schwerketten unterschiedliche Spezifitäten aufweisen [Milstein & Cuello, Nature
305, 537-539 (1983)]. Aufgrund der zufälligen Auswahl von Immunglobulinschwer-
und -leichtketten produzieren diese Hybridome (Quadrome) ein mögliches
Gemisch aus zehn verschiedenen Antikörpermolekülen, von denen nur eines die
korrekte bispezifische Struktur aufweist. Die Reinigung des korrekten
Moleküls
erfolgt üblicherweise über Verfahrensschritte
der Affinitätschromatographie. Ähnliche
Verfahren sind in der WO 93/08.829, veröffentlicht am 13. Mai 1993,
und in Traunecker et al., EMBO J. 10, 3655-3659 (1991), offenbart.
-
Variable
Antikörper-Domänen mit
den erwünschten
Bindungsspezifitäten
(Antikörper-Antigen-Bindungsstellen)
können
an konstante Immunglobulinsequenzen fusioniert werden. Die Fusion
erfolgt vorzugsweise mit einer konstanten Immunglo bulinschwerketten-Domäne, umfassend
zumindest einen Teil der Gelenks-, CH2-und CH3-Region. Vorzugsweise enthält die erste
konstante Schwerketten-Region (CH1) die notwendige Stelle für die Leichtketten-Bindung,
die in zumindest einer der Fusionen vorhanden ist. DNA, die für die Immunglobulin-Leichtketten-Fusionen
und, sofern erwünscht,
die Immunglobulinleichtkette kodieren, werden in zwei getrennte
Expressionsvektoren insertiert und in geeignete Wirtsorganismen
co-transfiziert. Für
nähere
Details bezüglich
der Herstellung bispezifischer Antikörper siehe beispielsweise Suresh
et al., Methods in Enzymology 121, 210 (1986).
-
E. Heterokonjugierte Antikörper
-
Heterokonjugierte
Antikörper
liegen auch innerhalb des Schutzumfangs der vorliegenden Erfindung. Heterokonjugierte
Antikörper
setzen sich aus zwei kovalent gebundenen Antikörpern zusammen. Solche Antikörper wurden
beispielsweise vorgeschlagen, um Immunsystemzellen auf nicht erwünschte Zellen
zu richten [US-Patent Nr. 4.676.980], sowie zur Behandlung von HIV-Infektion
[WO 91/00.360; WO 92/200.373;
EP 03.089 ].
Es wird erwogen, dass die Antikörper
in vitro unter Verwendung bekannter chemischer Verfahren für synthetische
Proteine hergestellt werden, umfassend jene Verfahren, die Vernetzer
einbinden. Beispielsweise können
Immuntoxine unter Einsatz einer Disulfid-Austauschreaktion oder
durch Bilden einer Thioetherbindung konstruiert werden. Beispiele
für geeignete
Reagenzien für
diesen Zweck umfassen Iminothiolat und Methyl-4-mercaptobutyrimidat
und jene, die beispielsweise im US-Patent Nr. 4.676.980 offenbart
wurden.
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Verwendungen
für Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper
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Die
Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper
der Erfindung sind auf verschiedene Weise nützlich. Beispielsweise können Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper für diagnostische
Tests für
ein PRO-Polypeptid verwendet werden, z.B. zur Detektion seiner Expression
in spezifischen Zellen, Geweben oder Serum. Verschiedene diagnostische
Testverfahren, die auf dem Gebiet der Erfindung bekannt sind, können verwendet
wer den, beispielsweise kompetitive Bindungstests, direkte oder indirekte
Sandwich-Tests und
Immunfällungstests,
die entweder in heterogenen oder homogenen Phasen durchgeführt werden
[Zola, Monoclonal Antibodies: A Manual of Techniques, CRC Press,
Inc., 147-158 (1987)]. Die in den diagnostischen Tests verwendeten
Antikörper
können
mit einer nachweisbaren Gruppierung markiert werden. Die nachweisbare
Gruppierung sollte in der Lage sein, entweder direkt oder indirekt
ein nachweisbares Signal zu produzieren. Beispielsweise kann die
nachweisbare Gruppierung ein Radioisotop, wie z.B. 3H, 1 4C, 32P, 35S oder 125I, eine
fluoreszierende oder chemilumineszierende Verbindung, wie z.B. Fluoresceinisothiocyanat,
Rhodamin oder Luciferin, oder ein Enzym, wie z.B. alkalische Phosphatase,
Beta-Galactosidase
oder Meerrettichperoxidase, sein. Jedes beliebige Verfahren, das
auf dem Gebiet der Erfindung zur Konjugation des Antikörpers mit
der nachweisbaren Gruppierung bekannt ist, kann eingesetzt werden,
umfassend jene von Hunter et al., Nature 144, 945 (1962); David
et al., Biochemistry 13, 1014 (1974); Pain et al., J. Immunol. Meth.
40, 219 (1981); und Nygren, J. Histochem. and Cytochem. 30, 407
(1982), beschriebenen Verfahren.
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Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper sind
auch für
die Affinitätsreinigung
von PRO-Polypeptid
aus rekombinanter Zellkultur oder natürlichen Quellen nützlich.
In diesem Verfahren werden die Antikörper gegen das PRO-Polypeptid
auf einem geeigneten Träger
wie Sephadex-Harz oder Filterpapier unter Verwendung von Verfahren
immobilisiert, die auf dem Gebiet der Erfindung bekannt sind. Der
immobilisierte Antikörper
wird dann mit einer Probe kontaktiert, die das zu reinigende PRO-Polypeptid
enthält,
und hiernach wird der Träger mit
einem geeigneten Lösungsmittel
gewaschen, das im Wesentlichen das gesamte Material in der Probe
außer
dem PRO-Polypeptid
entfernt, das an den immobilisierten Antikörper gebunden ist. Schließlich wird
der Träger
mit einem anderen geeigneten Lösungsmittel
gewaschen, das das PRO-Polypeptid vom Antikörper freisetzt.
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Mit
Krebs verbundene oder für
Krebs spezifische Antigene ermöglichen
das Bilden von Tumor- oder Krebs-spezifischen monoklonalen Antikörpern (mAb),
die für
solche Tumor-Antigene spezifisch sind. Solche mAb, die zwischen
normalen und kanzerösen
Zellen unterscheiden können,
sind zur Diagnose, Prognose und Behandlung der Krankheit nützlich.
-
Für Krebs
spezifische monoklonale Antikörper
(mAb) sind für
Tumor-Antigene spezifisch. Solche mAb, die zwischen normalen und
kanzerösen
Zellen unterscheiden können,
sind zur Diagnose, Prognose und Behandlung der Krankheit nützlich.
Bestimmte Antigene sind dafür
bekannt, mit neoplastischen Krankheiten wie kolorektalem Krebs oder
Brustkrebs in Verbindung zu stehen. Da Kolonkarzinome eine weit
verbreitete Krankheit darstellen, sind Frühdiagnose und frühe Behandlung
ein wichtiges medizinisches Ziel. Diagnose und Behandlung von Krebs
können
unter Verwendung monoklonaler Antikörper (mAb), die dafür spezifisch
sind und fluoreszierende, kernmagnetische oder radioaktive Markierungen
aufweisen, durchgeführt
werden. Radioaktive Gene, Toxine und/oder Wirkstoff-markierte mAb
können
zur Insitu-Behandlung mit minimaler Patientbeschreibung verwendet
werden.
-
Die
folgenden Beispiele sind nur zur Veranschaulichung bereitgestellt
und sollen in keiner Weise den Schutzumfang der vorliegenden Erfindung
einschränken.
-
Alle
Patente und Literaturverweise, die in der vorliegenden Beschreibung
zitiert werden, sind in ihrer Gesamtheit hierin durch Verweis aufgenommen.
-
BEISPIELE
-
Im
Handel erhältliche
Reagenzien, auf die in den Beispielen Bezug genommen wird, wurden,
außer es
wird anders angegeben, gemäß den Anweisungen
der Hersteller verwendet. Die Quelle dieser in den folgenden Beispielen
und in der gesamten Beschreibung durch die ATCC-Zugriffsnummern
identifizierten Zellen ist die Amercian Type Culture Collection,
Rockville, Maryland.
-
BEISPIEL 1: Homologie-Screenen
der extrazellulären
Domäne
zur Identifikation neuer Polypeptide und dafür kodierender cDNA
-
Die
extrazellulären
Domänen-
(ECD-) Sequenzen (umfassend die Sekretionssignalsequenz, sofern vorhanden)
aus etwa 950 bekannten sekretierten Proteinen aus der öffentlichen
Swiss-Prot-Datenbank wurden verwendet, um EST-Datenbanken zu durchsuchen.
Die EST-Datenbanken umfassten öffentliche
Datenbanken (z.B. Dayhoff, GenBank) und rechtlich geschützte Datenbanken
(z.B. LIFESEQTM, Incyte Pharmaceuticals,
Palo Alto, CA). Die Suche wurde unter Verwendung des Computerprogramms
BLAST oder BLAST2 (Altschul & Gish,
Methods in Enzymology 266, 460-480 (1996); http://blast.wustl/edu/blast/README.html)
als ein Vergleich der ECD-Proteinsequenzen mit einer 6-Raster-Translation
der EST-Sequenzen durchgeführt.
Diese Vergleiche mit einem Blast-Score von 70 (oder in manchen Fällen 90)
oder mehr, die nicht für
bekannte Proteine kodierten, wurden gruppiert und zu Consensus-DNA-Sequenzen
mit dem Programm "phrap" zusammengeset (Phil
Green, University of Washington, Seattle, WA; http://bozeman.mbt.washington.edu/phrap.docs/phrap.html).
-
Unter
Verwendung dieses Homologie-Screens extrazellulärer Domänen wurden Consensus-DNA-Sequenzen
in Bezug auf die anderen, identifizierten EST-Sequenzen zusammengesetzt. Weiters wurden
die erhaltenen Consensus-DNA Sequenzen oft (jedoch nicht immer)
unter Verwendung wiederholter Durchläufe von BLAST und phrap verlängert, um
die Consensus-Sequenz so weit wie möglich unter Verwendung der
Quellen von zuvor erläuterten
EST-Sequenzen zu verlängern.
-
Basierend
auf den wie zuvor beschrieben erhaltenen Consensus-Sequenzen wurden
anschließend Oligonucleotide
synthetisiert und verwendet, um durch PCR eine cDNA-Bibliothek zu
identifizieren, die die Sequenz von Interesse enthielt, und um als
Sonden verwendet zu werden, um einen Klon der Codiersequenz voller
Länge für ein PRO-Polypeptid
zu isolieren. Vorwärts-
(.f-) und Rückwärts- (.r-)
PCR, Primer liegen im Allgemeinen im Bereich von 20 bis 30 Nucleotiden
und sind oft dafür
bestimmt, ein PCR-Produkt von einer Länge von etwa 100-1.000 bp zu
bilden. Die Sonden- (.p-Sequenzen
umfassen typischerweise eine Länge
von 40-55 bp. In manchen Fällen
werden zusätzliche
Oligonucleotide dann synthetisiert, wenn die Consensus-Sequenz länger als
etwa 1-1,5 kbp ist. Um mehrere Bibliotheken für ein Volllängen-Klon zu screenen, wurde DNA aus den
Bibliotheken mittels PCR-Amplifikation, nach Ausubel et al., Current
Protocols in Molecular Biology, mit dem PCR-Primerpaar gescreent.
Eine positive Bibliothek wurde dann verwendet, um Klone, die für das Gen von
Interesse kodieren, mittels des Sondenoligonucleotids und eines
der Primerpaare zu isolieren.
-
Die
cDNA-Bibliotheken, die verwendet wurden, um die cDNA-Klone zu isolieren,
wurden mittels Standardverfahren unter Verwendung von im Handel
erhältlichen
Reagenzien, wie jenen von Invitrogen, San Diego, CA, konstruiert.
Die cDNA wurde mit Oligo-dT, das eine Notl-Stelle enthielt, geprimt, über das
stumpfe Ende mit mit Sall-Hemikinase verdauten Adaptoren verbunden,
mit Notl gespalten, geeignet mittels Gel-Elektrophorese klassifiziert
und in einer definierten Ausrichtung in einen geeigneten Kloniervektor
(wie pRKB oder pRKD; pRK5B ist ein Vorläufer von pRK5D, der die Sfil-Stelle
nicht enthält;
siehe Holmes et al., Science 253, 1278-1280 (1991)) in die einzigartigen
Xhol- und Notl-Stellen kloniert.
-
BEISPIEL 2: Isolierung
von cDNA-Klonen, die für
menschliches PRO224 kodieren
-
Eine
Consensus-DNA-Sequenz assemblierte sich in Bezug auf die anderen
identifizierten EST-Sequenzen wie in Beispiel 1 beschrieben, worin
die Consensus-Sequenz
hierin als DNA30845 bezeichnet wird. Basierend auf der DNA30845-Consensus-Sequenz
wurden Oligonucleotide synthetisiert, um mittels PCR eine cDNA-Bibliothek
zu identifizieren, die die Sequenz von Interesse enthielt, und zur
Verwendung als Sonden, um einen Klon der Volllängen-Codiersequenz für PRO224
zu isolieren.
-
Ein
Paar von (Vorwärts-
und Rückwärts-) PCR-Primern
wurde synthetisiert:
Vorwärts-PCR-Primer:
5'-AAGTTCCAGTGCCGCACCAGTGGC-3' (Seq.-ID Nr. 3)
Rückwärts-PCR-Primer:
5'-TTGGTTCCACAGCCGAGCTCGTCG-3' (Seq.-ID Nr. 4)
-
Weiters
wurde eine synthetische Oligonucleotid-Hybridisierungssonde aus
der Consensus-DNA30845-Sequenz konstruiert, die die folgende Nucleotidsequenz
aufwies:
-
Hybridisierungssonde:
-
- 5'-GAGGAGGAGTGCAGGATTGAGCCATGTACCCAGAAAGGGCAATGCCCACC-3' (Seq.-ID Nr. 5)
-
Um
mehrere Bibliotheken für
eine Quelle eines Volllängen-Klons
zu screenen, wurde DNA aus den Bibliotheken mittels PCR-Amplifikation
mit dem PCR-Primerpaar, das zuvor identifiziert wurde, gescreent.
Eine positive Bibliothek wurde dann verwendet, um Klone, die für das PRO224-Gen
kodieren, unter Verwendung des Sonden-Oligonucleotids und eines der PCR-Primer
zu isolieren.
-
RNA
zur Konstruktion der cDNA-Bibliotheken wurde aus menschlichem Fötal-Lebergewebe isoliert. DNA-Sequenzieren
der wie zuvor beschrieben isolierten Klone ergab die Volllängen-DNA-Sequenz
für PRO224
[hierin bezeichnet als UNQ198 (DNA33221-1133)] und die abgeleitete
Proteinsequenz für
PRO224.
-
Die
gesamte Nucleotidsequenz von UNQ198 (DNA33221-1133) ist in den 1 (Seq.-ID
Nr. 1) dargestellt. Der Klon UNQ198 (DNA33221-1133) enthält einen
einzelnen offenen Leseraster mit einer scheinbaren Translationsinitiationsstelle
an den Nucleotidpositionen 96-98 und endet am Stoppcodon an den
Nucleotidpositionen 942-944 (1, Seq.-ID
Nr. 1). Der Start der Transmembranregion beginnt an Nucleotidposition 777.
Der vorhergesagte Polypeptidvorläufer
ist 282 Aminosäuren
lang (2). Klon UNQ198 (DNA33221-1133) wurde bei der
ATCC hinterlegt, und ihm wurde die ATCC-Zugriffsnummer ATCC 209263
zugeteilt.
-
Eine
Analyse der Aminosäuresequenz
des Volllängen-PRO224-Polypeptids
lässt darauf
schließen, dass
es Homologie mit den Lipoproteinrezeptoren sehr geringer Dichte,
Apolipoprotein-E-Rezeptor und Hühner-Oozyt-Rezeptoren
P95 aufweist. Auf Grundlage einer BLAST- und FastA-Sequenzabgleichungs-Analyse der
Volllängensequenz
weist PRO224 Aminosäureidentität mit Abschnitten
dieser Proteine im Bereich von 28 % bis 45 % und vollständige Identität mit diesen
Proteinen im Bereich von 33 % bis 39 % auf.
-
BEISPIEL 3: Verwendung
von für
PRO-Polypeptid kodierender Nucleinsäure als Hybridisierungssonden
-
Das
folgende Verfahren beschreibt die Verwendung einer Nucleotidsequenz,
die für
ein PRO-Polypeptid kodiert, als eine Hybridisierungssonde.
-
DNA,
umfassend die Codiersequenz für
ein PRO-Polypeptid von Interesse, das hierin offenbart ist, kann
als eine Sonde verwendet werden oder als Grundlage verwendet werden,
von der ausgehend Sonden hergestellt werden, um in menschlichen
Gewebe-cDNA-Bibliotheken oder menschlichen genomischen Gewebebibliotheken
auf homologe DNA (wie jene, die für natürlich vorkommende Varianten
des PRO-Polypeptids kodieren)
zu screenen.
-
Hybridisierung
und Waschen von Filtern, die jede Bibliotheks-DNA enthalten, erfolgt
unter den folgenden, hochstringenten Bedingungen. Hybridisierung
einer radioaktiv markierten, von für das PRO-Polypeptid kodierender
Nucleinsäure
abgeleiteten Sonde an die Filter erfolgt in einer Lösung von
50 % Formamid, 5 × SSC,
0,1 SDS, 0,1 % Natriumpyrophosphat, 50 mM Natriumphosphat, pH 6,8,
2× Denhardts
Lösung
und 10 % Dextransulfat bei 42 °C
20 Stunden lang. Das Waschen der Filter erfolgt in einer wässrigen
Lösung
von 0,1× SSC
und 0,1 % SDS bei 42 °C.
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DNA
mit einer erwünschten
Sequenzidentität
mit der DNA, die für
das Volllängen-Nativsequenz-PRO-Polypeptid
kodiert, können
anschließend
mittels Standardverfahren, die auf dem Gebiet der Erfindung bekannt
sind, identifiziert werden.
-
BEISPIEL 4: Expression
von PRO-Polypeptiden in E. coli
-
Dieses
Beispiel veranschaulicht die Herstellung einer nicht glykosylierten
Form eines erwünschten PRO-Polypeptids
durch rekombinante Expression in E. coli.
-
Die
DNA-Sequenz, die für
das erwünschte
PRO-Polypeptid kodiert, wird anfänglich
unter Verwendung ausgewählter
PCR-Primer amplifiziert. Die Primer sollten Restriktionsenzymstellen
enthalten, die den Restriktionsenzymstellen am ausgewählten Expressionsvektor
entsprechen. Zahlreiche verschiedene Expressionsvektoren können verwendet
werden. Ein Beispiel für
einen geeigneten Vektor ist pBR322 (abgeleitet von E. coli; siehe
Bolivar et al., Gene 2, 95 (1977)), der Gene zur Ampicillin- und
Tetracyclin-Resistenz enthält.
Der Vektor wird mit Restriktionsenzym verdaut und dephosphoryliert.
Die PCR-amplifizierten Sequenzen werden anschließend in den Vektor ligiert.
Der Vektor umfasst vorzugsweise Sequenzen, die für ein Antibiotikum-Resistenzgen kodieren,
einen trp-Promotor, einen polyhis-Leader (umfassend die ersten sechs
STII-Codons, polyhis-Sequenz und Enterokinase-Spaltungsstelle),
die spezifische PRO-Polypeptid-Codierregion, Lambda-Transkriptionsterminator
und ein argU-Gen.
-
Das
Ligationsgemisch wird anschließend
verwendet, um einen ausgewählten
E.-coli-Stamm unter Verwendung
der in Sambrook et al., s.o., beschriebenen Verfahren zu transformieren.
Die Transformanten werden durch ihre Fähigkeit identifiziert, auf
LB-Platten zu wachsen,
und Antibiotikum-resistente Kolonien werden anschließend ausgewählt. Plasmid-DNA
kann isoliert und durch Restriktionsanalyse und DNA-Sequenzieren bestätigt werden.
-
Ausgewählte Klone
können über Nacht
in flüssigem
Kulturmedium wie LB-Nährlösung, ergänzt mit
Antibiotika, gezüchtet
werden. Die Übernacht-Kultur
kann in weiterer Folge verwendet werden, um eine größere Kultur
zu beimpfen. Die Zellen werden dann zu einer erwünschten optischen Dichte gezüchtet, währenddessen
der Expressionspromotor angeschaltet wird.
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Nach
dem Kultivieren der Zellen über
mehrere Stunden hinweg können
die Zellen mittels Zentrifugation geerntet werden. Das durch die
Zentrifugation erhaltene Zell-Pellet
kann unter Verwendung verschiedener, auf dem Gebiet der Erfindung
bekannter Mittel löslich
gemacht werden, und das solubilisierte PRO-Polypeptid kann dann
unter Verwendung einer Metallchelatbildungssäule unter Bedingungen gereinigt
werden, die enges Binden des Proteins erlauben.
-
PRO
224 wurde in E. coli in einer poly-His-markierten Form unter Verwendung
des folgenden Verfahrens erfolgreich exprimiert. Die für PRO 224
kodierende DNA wurde anfänglich
unter Verwendung selektierter PCR-Primer amplifiziert. Die Primer
enthielten Restriktionsenzymstellen, die den Restriktionsenzymstellen
am ausgewählten
Expressionsvektor entsprachen, und andere nützliche Sequenzen, die für effiziente
und zuverlässige
Translationsinitiation, rasche Reinigung an einer Metallchelatbildungssäule und
proteolytische Entfernung mit Enterokinase sorgten. Die PCR-amplifizierten,
poly-His-markierten Sequenzen wurden anschließend in einen Expressionsvektor
ligiert, der verwendet wurde, um einen E.-coli-Wirt, basierend auf
Stamm 52, (W3110 fuhA(tonA) lon galE rpoHts(htpRts) clpP(laclq))
zu transformieren. Die Transformanten wurden zuerst in LB mit 50
mg/ml Carbenicillin bei 30 °C
unter Schütteln
gezüchtet,
bis eine O.D.600 von 3-5 erreicht war. Die Kulturen wurden 50- bis
100fach in CRAP-Medien (hergestellt durch Vermischen von 3,57 g
(NHa)2SO4, 0,71
g Natriumcitrat2H2O,
1,07 g KCl, 5,36 g Difco-Hefeextrakt, 5,36 g Sheffield-Hycase SF
in 500 ml Wasser sowie 110 mM MPOS, pH 7,3, 0,55 % (Gew./Vol.) Glucose
und 7 mM MgSO4) verdünnt und etwa 20-30 Stunden
lang bei 30 °C
unter Schütteln
gezüchtet.
Proben wurden entfernt, um Expression mittels SDS-PAGE-Analyse zu überprüfen, und
der Großteil
der Kultur wurde zentrifugiert, um die Zellen zu pelletieren. Zellpellets
wurden bis zur Reinigung und Neufaltung eingefroren.
-
E.-coli-Paste
aus 0,5- bis 1-1-Fermentationen (6-10 g Pellets) wurde in 10 Volumina
(Gew./Vol.) in 7 M Guanidin, 20 mM Tris-Puffer, pH 8, resuspendiert.
Festes Natriumsulfit und Natriumtetrathionat wurden zugesetzt, um
die Endkonzentrationen von 0,1 M bzw. 0,02 M herzustellen, und die
Lösung
wurde über
Nacht bei 4 °C
gerührt.
Dieser Verfahrensschritt resultierte in einem denaturierten Protein,
in dem alle Cysteinreste durch Sulfitolisierung blockiert waren.
Die Lösung
wurde bei 40.000 Ulmin in einer Beckman Ultracentrifuge 30 Minuten
lang zentrifugiert. Der Überstand
wurde mit 3-5 Volumina Metallchelatsäulen-Puffer (6 M Guanidin,
20 mM Tris, pH 7,4) verdünnt
und durch 0,22-μm-Filter
filtriert, um ihn zu klären.
Eventuell wurde der geklärte
Extrakt auf eine 5-ml-Qiagen-Ni-NTA-Metallchelatsäule geladen,
die im Metallchelatsäulenpuffer äquilibriert
worden war. Die Säule
wurde mit zusätzlichem
Puffer, der 50 mM Imidazol (Calbiochem, Utrol-Gütegrad), pH 7,4, enthielt,
gewaschen. Das Protein wurde mit 250 mM Imidazol enthaltendem Puffer
eluiert. Fraktionen, die das erwünschte
Protein enthielten, wurden gepoolt und bei 4 °C gelagert. Die Proteinkonzentration
wurde durch seine Absorption bei 280 nm unter Verwendung des auf
Grundlage seiner Aminosäuresequenz
berechneten Extinktionskoeffizienten berechnet.
-
Die
Proteine wurden durch langsames Verdünnen der Probe in frisch vorbereiteten,
rückfaltenden
Puffer aus 20 mM Tris, pH 8,6, 0,3 M NaCl, 2,5 M Harnstoff, 5 mM
Cystein, 20 mM Glycin und 1 mM EDTA rückgefaltet. Die rückfaltenden
Volumina wurden so gewählt,
dass die endgültige
Proteinkonzentration im Bereich zwischen 50 bis 100 μg/ml lag.
Die Rückfaltungs-Lösung wurde
bei 4 °C
12-36 Stunden lang leicht gerührt.
Die Rückfaltungs-Reaktion
wurde durch Zusatz von TFA auf eine Endkonzentration von 0,4 % (pH
etwa 3) gequencht. Vor weiterer Reinigung des Proteins wurde die
Lösung
durch einen 0,22-μm-Filter
filtriert, und Acetonitril wurde zugesetzt, sodass eine Endkonzentration
von 2 bis 10 % erhalten wurde. Das rückgefaltete Protein wurde mittels
Chromatographie auf einer reversen Poros-R1/H-Umkehr phasensäule unter
Verwendung eines mobilen Puffers aus 0,1 % TFA unter Elution mit
einem Gradienten aus Acetonitril von 10 bis 80 % untersucht. Aliquoten
von Fraktionen mit A280-Extinktion wurden auf SDS-Polyacrylamidgelen
analysiert, und Fraktionen, die homogene, rückgefaltete Proteine enthielten,
wurden gepoolt. Im Allgemeinen werden die korrekt rückgefalteten
Spezies der meisten Proteine bei geringsten Konzentrationen von
Acetonitril verdünnt,
da diese Spezies die kompaktesten sind, deren hydrophobes Innere
von Wechselwirkungen mit dem Umkehrphasenharz geschützt ist.
Aggregierte Spezies werden üblicherweise
bei höheren
Acetonitril-Konzentrationen eluiert. Zusätzlich zum erneuten Lösen fehlgefalteter
Proteine von der erwünschten
Form entfernt der Umkehrphasenschritt auch Endotoxin aus den Proben.
-
Fraktionen,
die das erwünschte
gefaltete Protein PRO224 enthalten, wurden gepoolt, und Acetonitril wurde
unter Verwendung eines schwachen Stickstoffstroms, der auf die Lösung gerichtet
war, entfernt. Proteine wurden in 20 mM Hepes, pH 6,8, mit 0,14
M Natriumchlorid und 4 % Mannit durch Dialyse oder Gelfiltration unter
Verwendung von G25-Superfine-Harzen (Pharmacia), äquilibriert
im Formulierungspuffer, formuliert und steril filtriert.
-
BEISPIEL 5: Expression
von PRO-Polypeptiden in Säugetierzellen
-
Dieses
Beispiel veranschaulicht die Herstellung einer glykosylierten Form
eines erwünschten PRO-Polypeptids
durch rekombinante Expression in Säugetierzellen.
-
Der
Vektor, pRK5 (siehe
EP 307.247 ,
veröffentlicht
am 15. März
1989), wird als Expressionsvektor verwendet. Gegebenenfalls ist
die für
PRO-Polypeptid kodierende DNA in pRK5 mit ausgewählten Restriktionsenzymen ligiert,
um die Insertion der PRO-Polypeptid-DNA unter Verwendung von Ligationsverfahren,
wie sie in Sambrook et al., s.o., beschrieben sind, zu ermöglichen.
Der resultierende Vektor heißt
pRK5-PRO-Polypeptid.
-
In
einer Ausführungsform
können
die ausgewählten
Wirtszellen 293-Zellen sein. Menschliche 293-Zellen (ATCC CCL 1573)
werden bis zur Konfluenz in Gewebekulturplatten in einem Medium
wie DMEM, ergänzt mit
fötalem
Rinderserum und gegebenenfalls Nährkomponenten
und/oder Antibiotika, gezüchtet.
Etwa 10 μg pRK5-PRO-Polypeptid-DNA
werden mit etwa 1 μg
DNA, die für
das VA-RNA-Gen [Thimmappaya et al., Cell 31, 543 (1982)] kodiert,
vermischt und in 500 μl
von 1 mM Tris-HCl, 0,1 mM EDTA, 0,227 M CaCl2 aufgelöst. Diesem
Gemisch werden 500 μl
von 50 mM HEPES (pH 7,35), 280 mM NaCl, 1,5 mM NaPO4 zugetropft,
und ein Präzipitat
wird 10 Minuten lang bei 25 °C
bilden gelassen. Das Präzipitat
wird suspendiert und den 293-Zellen zugesetzt und wird etwa vier
Stunden lang bei 37 °C
sich absetzen gelassen. Das Kulturmedium wird abgesaugt, und 2 ml
von 20%igem Glycerin in PBS werden 30 Sekunden lang zugesetzt. Die
293-Zellen werden anschließend
mit Serum-freiem Medium gewaschen, frisches Medium wird zugesetzt,
und die Zellen werden etwa 5 Tage lang inkubiert.
-
Etwa
24 Stunden nach den Transfektionen wird das Kulturmedium entfernt
und durch Kulturmedium (alleine) oder Kulturmedium, das 200 μCi/ml 35S-Cystein und 200 μCi/ml 35S-Methionin
enthält,
ersetzt. Nach 12 Stunden Inkubation wird das konditionierte Medium
gesammelt, auf einem Rotationsfilter konzentriert und auf ein 15%iges
SDS-Gel geladen. Das verarbeitete Gel kann getrocknet und eine gewahlte
Zeit lang einem Film ausgesetzt werden, um die Gegenwart von PRO-Polypeptid
nachzuweisen. Die transfizierte Zellen enthaltenden Kulturen können weiteren
Inkubationen (in Serum-freiem Medium) unterzogen werden, und das
Medium wird im Rahmen ausgewählter
Biotests getestet.
-
In
einem alternativen Verfahren kann PRO-Polypeptid vorübergehend
in 293-Zellen unter Verwendung des Dextransulfatverfahrens, wie
es von Somparyrac et al., Proc. Natl. Acad. Sci. 12, 7575 (1981),
beschrieben ist, eingeführt
werden. 293-Zellen werden bis zu maximaler Dichte in einem Rotationskolben
gezüchtet,
und 700 μg
pRK5-PRO-Polypeptid-DNA werden zugesetzt. Die Zellen werden zuerst
aus dem Rotationskolben durch Zentrifugation konzentriert und mit
PBS gewaschen. Das DNA-Dextran-Präzipitat wird auf dem Zellpellet vier
Stunden lang inkubiert. Die Zellen werden mit 20 % Glycerin 90 Sekunden
lang behandelt, mit Gewebekulturmedium gewaschen und wieder in den
Rotationskolben eingeführt,
der Gewebekulturmedium, 5 μg/ml Rinderinsulin
und 0,1 μg/ml
Rindertransferrin enthält.
Nach etwa vier Tagen wird das konditionierte Medium zentrifugiert
und filtriert, um Zellen und Bruchstücke zu entfernen. Die Probe,
die das exprimierte PRO-Polypeptid enthält, kann anschließend konzentriert
und durch jegliches ausgewählte
Verfahren wie Dialyse und/oder Säulenchromatographie
gereinigt werden.
-
In
einer anderen Ausführungsform
können
PRO-Polypeptide in CHO-Zellen exprimiert werden. Das pRK5-PRO-Polypeptid
kann unter Verwendung bekannter Reagenzien wie CaPO4 oder
DEAE-Dextran in CHO-Zellen transfiziert werden. Wie zuvor beschrieben
können
die Zellkulturen inkubiert und das Medium durch Kulturmedium (alleine)
oder Medium, das eine radioaktive Markierung wie 35S-Methionin
enthält,
ersetzt werden. Nach Bestimmung der Gegenwart von PRO-Polypeptid
kann das Kulturmedium mit Serum-freiem Medium ersetzt werden. Vorzugsweise
werden Kulturen etwa 6 Tage lang inkubiert, und anschließend wird
das konditionierte Medium geerntet. Das Medium, das das exprimierte
PRO-Polypeptid enthält,
kann dann konzentriert und durch jedes beliebige ausgewählte Verfahren
gereinigt werden.
-
Epitop-markiertes
PRO–Polypeptid
-kann auch in Wirts-CHO–Zellen
exprimiert werden. Das PRO-Polypeptid kann aus dem pRK5-Vektor subkloniert
werden. Das Subklon-Insert kann PCR unterzogen werden, um im Raster
mit einer ausgewählten
Epitop-Markierung wie einer poly-his-Markierung in einen Baculovirus-Expressionsvektor
zu fusionieren. Das poly-his-markierte PRO-Polypeptid-Insert kann
anschließend
in einen SV40-getriebenen Vektor, der einen Selektionsmarker wie
DHFR zur Auswahl stabiler Klone enthält, subkloniert werden. Schließlich können die
CHO-Zellen mit dem
SV40-getriebenen Vektor (wie zuvor beschrieben) transfiziert werden.
Das Markieren kann, wie zuvor beschrieben, erfolgen, um Expression
zu überprüfen. Das
Kulturmedium, das das exprimierte poly-His-markierte PRO-Polypeptid
enthält, kann
dann konzentriert und durch jegliches ausgewählte Verfahren, wie durch Ni2+-Chelat-Affinitätschromatographie,
gereinigt werden.
-
PRO224
wurde in CHO-Zellen sowohl mittels eines vorübergehenden als auch eines
permanenten Expressionsverfahren erfolgreich exprimiert.
-
Stabile
Expression in CHO-Zellen wurde unter Einsatz der folgenden Verfahren
durchgeführt.
Die Proteine wurden als ein IgG-Konstrukt (Immunadhäsin) exprimiert,
in dem die kodierenden Sequenzen für die löslichen Formen (z.B. extrazellulären Domänen) der
entsprechenden Proteine an eine konstante Region der IgG1-. Sequenz,
die die Gelenks-, CH2- und CH2-Domänen enthielt und/oder eine
poly-Hismarkierte Form ist, fusioniert waren.
-
Nach
der PCR-Amplifikation wurden die betreffenden DNA mittels Standardverfahren,
wie sie in Ausubel et al., Current Protocols of Molecular Biology,
Kapitel 3.16, John Wiley and Sons (1997), beschrieben sind, in einem
CHO-Expressionsvektor subkloniert. CHO-Expressionsvektoren sind
so konstruiert, dass sie kompatible Restriktionsstellen 5' und 3' von der DNA von
Interesse aufweisen, die gutes Pendeln der cDNA ermöglichen.
Der für
die Expression in CHO-Zellen verwendete Vektor ist wie in Lucas
et al., Nucl. Acids Res. 24(9), 1774-1779 (1996), beschrieben beschaffen
und verwendet den frühen
SV40-Promotor/Enhancer, um Expression der cDNA von Interesse und
von Dihydrofolatreductase (DHFR) voranzutreiben. DHFR-Expression ermöglicht die
Auswahl aufgrund stabiler Aufrechterhaltung des Plasmids nach der
Transfektion.
-
12 μg der erwünschten
Plasmid-DNA wurden in etwa 10 Millionen CHO-Zellen unter Verwendung
von im Handel erhältlichen
Reagenzien, Superfect* (Qiagen), Dosper* oder Fugene* (Boehringer
Mannheim), eingeführt.
Die Zellen wurden gezüchtet
und in Lucas et al., s.o., beschrieben. Etwa 3 × 10-7 Zellen
wurden in einer Ampulle zum weiteren Züchten und Herstellung, wie
nachstehend beschrieben wird, eingefroren.
-
Die
die Plasmid-DNA enthaltenden Ampullen wurden durch Platzieren in
ein Wasserbad aufgetaut und durch Wirbeln vermischt. Der Inhalt
wurde in ein Zentrifugenröhrchen
pipettiert, das 10 ml Medium enthielt, und wurde bei 1.000 U/min
5 Minuten lang zentrifugiert. Der Überstand wurde abgesaugt, und
die Zellen wurden in 10 ml selektivem Medium (0,2-μm-filtriertes
PS20 mit 5 % 0,2-μm-diafiltriertem,
fötalem
Rinderserum) resuspendiert. Die Zellen wurden anschließend in
eine 100-ml-Zentrifuge,
die 90 ml selektives Medium enthielt, aliquot aufgeteilt. Nach 1-2
Tagen wurden die Zellen in eine 250-ml-Zentrifuge, die mit 150 ml
selektivem Wachstumsmedium gefüllt
war, übertragen
und bei 37 °C
inkubiert. Nach weiteren 2-3 Tagen wurden eine 250-ml-, eine 500-ml-
und eine 2.000-ml-Zentrifuge mit 3 × 105 Zellen/ml
beimpft. Das Zellmedium wurde gegen frisches Medium durch Zentrifugation
und Resuspension im Produktionsmedium ausgetauscht. Obwohl jedes
geeignete CHO-Medium verwendet werden kann, wurde ein im US-Patent
Nr. 5.122.469, aus gegeben am 16. Juni 1992, beschriebenes Produktionsmedium
tatsächlich
verwendet. Eine 3-l-Produktionszentrifuge wird mit einer Konzentration
von 1,2 × 106 Zellen/ml beimpft. An Tag 0 wurde der Zellanzahl-pN
bestimmt. An Tag 1 wurden der Zentrifuge Proben entnommen, und das
Besprengen mit filtrierter Luft wurde begonnen. An Tag 2 wurden der
Zentrifuge Proben entnommen, die Temperatur wurde auf 33 °C verändert, und
30 ml von 500g/l Glucose und 0,6 ml von 10 % Antischaummittel (z.B.
35 % Polydimethylsiloxan-Emulsion, Dow Corning 365 Medical Grade
Emulsion) wurden zugesetzt.- Während
der Produktion wurde der pH nach Bedarf eingestellt, um ihn auf
etwa 7,2 zu halten. Nach 10 Tagen, oder nachdem die Lebensfähigkeit
unter 70 % gefallen war, wurde die Zellkultur mittels Zentrifugation
und Filtrieren durch ein 0,22-μm-Filter
geerntet. Das Filtrat wurde entweder bei 4 °C gelagert oder sofort zur Reinigung
auf Säulen
geladen.
-
Für die poly-His-markierten
Konstrukte wurden die Proteine unter Verwendung einer Ni-NTA-Säule (Qiagen)
gereinigt. Vor der Reinigung wurde dem konditionierten Medium Imidazol
bis zu einer Konzentration von 5 mM zugesetzt. Das konditionierte
Medium wurde auf eine 6-ml-Ni-NTA-Säule, die in 20 mM Hepes-Puffer,
pH 7,4, der 0,3 M NaCl und 5 mM Imidazol enthielt, äquilibriert
wurde, mit einer Fließgeschwin digkeit
von 4-5 ml/min bei 4 °C
gepumpt. Nach dem Beladen wurde die Säule mit zusätzlichem Äquilibrierungspuffer gewaschen
und das Protein mit Äquilibrierungspuffer,
der 0,25 M Imidazol enthielt, eluiert. Das hochgereinigte Protein
wurde danach in einen Lagerungspuffer, der 10 mM Hepes, 0,14 M NaCl
und 4 % Mannit, pH 6,8, enthielt, mit einer 25-ml-G25-Superfine-Säule (Pharmacia)
entsalzt und bei -80 °C
gelagert.
-
Immunadhäsin-Konstrukte
(Fc enthaltend) wurden von den konditioniertem Medien wie folgt
gereinigt. Das konditionierte Medium wurde auf eine 5-ml-Protein-A-Säule (Pharmacia)
gepumpt, die davor in 20 mM Na-Phosphat-Puffer, pH 6,8, äquilibriert
worden war. Nach dem Laden wurde die Säule mit Äquilibrierungspuffer ausführlich gewaschen,
bevor mit 100 mM Zitronensäure,
pH 3,5, eluiert wurde. Das eluierte Protein wurde unverzüglich durch
Sammeln von 1-ml-Fraktionen in Röhrchen,
die 275 μl
von 1 M Tris-Puffer, pH 9, enthielten, neutralisiert. Das hochgereinigte
Protein wurde in weiterer Folge in Lagerungspuffer, wie zuvor für die poly-His-markierten
Proteine beschrieben wurde, entsalzt. Die Homogenität wurde
mittels SDS-Polyacrylamidgelen
und durch Sequenzieren von N-terminalen Aminosäuren mittels Edman-Abbau bestimmt.
-
PRO224
wurde auch erfolgreich vorübergehend
in COS-Zellen exprimiert.
-
BEISPIEL 6: Expression
von PRO-Polypeptiden in Hefe
-
Das
folgende Verfahren beschreibt rekombinante Expression eines erwünschten
PRO-Polypeptids in Hefe.
-
Zuerst
werden Hefe-Expressionsvektoren zur intrazellulären Produktion oder Sekretion
von PRO-Polypeptiden aus dem ADH2/GAPDH-Promotor konstruiert. DNA,
die für
ein erwünschtes
PRO-Polypeptid kodiert, ein ausgewähltes Signalpeptid und der
Promotor werden in geeignete Restriktionsenzymstellen im ausgewählten Plasmid
insertiert, um intrazelluläre
Expression des PRO-Polypeptids zu steuern. Zur Sekre tion kann DNA,
die für
das PRO-Polypeptid kodiert, gemeinsam mit der DNA, die für den ADH2/GAPDH-Promotor kodiert,
der Hefe-Alpha-Faktor-Sekretions-Signal/Leader-Sequenz
und Linkersequenzen (sofern erforderlich) zur Expression des PRO-Polypeptids
in das ausgewählte
Plasmid kloniert werden.
-
Hefezellen,
wie beispielsweise Hefestamm AB110, können anschließend mit
den Expressionsplasmiden, die zuvor beschrieben wurden, transformiert
und in ausgewählten
Fermentationsmedien kultiviert werden. Die transformierten Hefe-Überstände können durch Ausfällen mit
10 % Trichloressigsäure
und Trennung durch SDS-PAGE analysiert werden, gefolgt von Färben der
Gele mit Coomassie-Blau.
-
Rekombinantes
PRO-Polypeptid kann danach durch Entfernen der Hefezellen aus dem
Fermentationsmedium durch Zentrifugieren und anschließendes Konzentrieren
des Mediums unter Verwendung ausgewählter Filterpatronen isoliert
und gereinigt werden. Das das PRO-Polypeptid enthaltende Konzentrat
kann weiters unter Verwendung von Säulenchromatographieharzen gereinigt
werden.
-
BEISPIEL 7: Expression
von PRO-Polypeptiden in Baculovirus-infizierten Insektenzellen
-
Das
folgende Verfahren beschreibt rekombinante Expression von PRO-Polypeptiden
in Baculovirus-infizierten Insektenzellen.
-
Das
erwünschte
PRO-Polypeptid ist stromauf einer enthaltenen Epitop-Markierung
mit einem Baculovirus-Expressionsvektor fusioniert. Solche Epitop-Markierungen
umfassen poly-his-Markierungen und Immunglobulin-Markierungen (wie
Fc-Regionen von
IgG). Zahlreiche Plasmide können
verwendet werden, umfassend Plasmide, die von im Handel erhältlichen
Plasmiden wie pVL1393 (Novagen) abgeleitet sind. Kurz beschrieben
wird das PRO-Polypeptid oder der erwünschte Abschnitt des PRO-Polypeptids
(wie die Sequenz, die für
die extrazelluläre
Domäne
ei nes transmembranen Proteins kodiert) mittels PCR mit Primern,
die komplementär
zu den 5'- und 3'-Regionen sind, amplifiziert.
Der 5'-Primer kann
flankierende (ausgewählte)
Restriktionsenzymstellen inkorporieren. Das Produkt wird dann mit
jenen ausgewählten
Restriktionsenzymen verdaut und in den Expressionsvektor subkloniert.
-
Rekombinantes
Baculovirus wird durch Co-Transfizieren des obigen Plasmids und
BaculoGoldTM-Virus-DNA (Pharmingen) in Spodoptera-frugiperda-
("Sf9-") Zellen (ATCC CRL
1711) unter Verwendung von Lipofectin (im Handel bei GIBCO-BRL erhältlich)
erzeugt. Nach 4-5 Tagen Inkubation bei 28 °C werden die freigesetzten Viren
geerntet und zur weiteren Amplifikation verwendet. Virale Infektion
und Proteinexpression werden wie von O'Reilley et al., Baculovirus expression
vectors: A laboratory Manual, Oxford: Oxford University Press (1994),
beschrieben durchgeführt.
-
Exprimiertes
poly-his-markiertes PRO-Polypeptid kann anschließend, beispielsweise durch
Ni2+-Chelat-Affinitätschromatographie, wie folgt
gereinigt werden. Extrakte werden aus rekombinanten, virusinfizierten Sf9-Zellen,
wie von Rupert et al., Nature 362, 175-179 (1993), beschrieben,
hergestellt. Kurz zusammengefasst werden Sf9-Zellen gewaschen, in Beschallungspuffer
(25 ml Hepes, pH 7,9; 12,5 mM MgCl2; 0,1
mM EDTA; 10 % Glycerin; 0,1 % NP-40; 0,4 M KCI) resuspendiert und
zweimal 20 Sekunden lang auf Eis beschallt. Die Beschallungsprodukte
werden mittels Zentrifugation geklärt, und der Überstand
wird 50fach in Beladungspuffer (50 mM Phosphat, 300 mM NaCl, 10
% Glycerin, pH 7,8) verdünnt
und durch ein 0,45-μm-Filter
filtriert. Eine Ni2+-NTA-Agarose-Säule (im
Handel bei Qiagen erhältlich)
wird mit einem Bettvolumen von 5 ml hergestellt, mit 25 ml Wasser
gewaschen und anschließend
mit 25 ml Beladungspuffer äquilibriert.
Der filtrierte Zellextrakt wird mit einer Geschwindigkeit von 0,5
ml pro Minute auf die Säule
geladen. Die Säule
wird bis zur Basislinie A280 mit Beladungspuffer
gewaschen, sodann die Fraktionssammlung beginnt. Als Nächstes wird
die Säule
mit einem zweiten Waschpuffer (50 mM Phosphat; 300 mM NaCl, 10 %
Glycerin, pH 6,0) gewaschen, der nicht-spezifisch gebundenes Protein
eluiert. Nach neuerlichem Erreichen der A280-Basislinie
wird die Säule mit
einem Imidazolgradienten von 0 bis 500 mM im zweiten Waschpuffer
entwickelt. 1-ml-Fraktionen werden gesammelt und durch SDS-PAGE
und Silberfärbung
oder Western-Blotting mit an alkalische Phosphatase konjugiertem
Ni2+-NTA (Qiagen) analysiert. Fraktionen,
die eluiertes, His10-markiertes PRO-Polypeptid
enthalten, werden gepoolt und gegen Beladungspuffer dialysiert.
-
Alternativ
dazu kann die Reinigung des IgG-markierten (oder Fc-markierten)
PRO-Polypeptids
unter Verwendung bekannter Chromatographieverfahren, umfassend beispielsweise
Protein-A- oder Protein-G-Säulenchromatographie,
durchgeführt
werden.
-
PRO224
wurde erfolgreich in Baculovirus-infizierten Sf9- oder high5-Insektenzellen
exprimiert. Während
die Expression hierbei in einem Maßstab von 0,5-2 l erfolgte,
kann sie leicht auf größere Ansätze (z.B.
8 l) gesteigert werden. Die Proteine wurden als ein IgG-Konstrukt
(Immunadhäsin),
in dem die extrazelluläre
Proteinregion mit einer konstanten Region der IgG1-Sequenz, die
Gelenks-, CH2- und CH3-Domänen
enthält,
fusioniert wurde, und/oder in poly-His-markierten exprimiert.
-
Nach
der PCR-Amplifikation wurden die jeweiligen Codiersequenzen in einen
Baculovirus-Expressionsvektor subkloniert (pb.PH.IgG für IgG-Fusionen
und pb:PH.His.c für
poly-His-markierte Proteine), und der Vektor und die Bacalogold®-Baculovirus-DNA (Pharmingen)
wurden in 105 Spodoptera-frugiperda- ("Sf9"-) Zellen
(ATCC CRL 1711) unter Verwendung von Lipofectin (Gibco BRL) co-transfiziert.
pb.PH.IgG und pb.PH.His sind Modifikationen vom im Handel erhältlichen
Baculovirus-Expressionsvektor pVL1393 (Pharmigen) mit modifizierten
Polylinker-Regionen, um die His- oder Fc-Markierungs-Sequenzen zu
enthalten. Die Zellen wurden in Hinks TNM-FH-Medium, ergänzt mit
10 % FBS (Hyclone), gezüchtet.
Die Zellen wurden 5 Tage lang bei 28 °C inkubiert. Der Überstand
wurde geerntet und in weiterer Folge zur ersten viralen Amplifikation
durch Infizieren von Sf9-Zellen in Hinks TNM-FH-Medium, ergänzt mit 10 % FBS, bei einer
ungefähren Infektionsmultiplizität (MOI =
multiplicity of infection) von 10 verwendet. Die Zellen wurden drei
Tage lang bei 28 °C
inkubiert. Der Überstand
wurde geerntet, und die Expression der Konstrukte im Baculovirus-Expressionsvektor
wurde durch Batch-Bindung von 1 ml Überstand an 25 ml Ni-NTA-Kügelchen
(Qiagen) für
Histidin-markierte Proteine oder Protein-A-Sepharose-CL-4B-Kügelchen (Pharmacia) für IgG-markierte
Proteine bestimmt, wonach sie durch SDS-PAGE-Analyse mit einer bekannten
Konzentration von Proteinstandard durch Coomassie-Blaufärbung verglichen
wurde.
-
Der
erste virale Amplifikationsüberstand
wurde verwendet, um eine Schleuderkultur (500 ml) von Sf9-Zellen,
die in ESF-921-Medium (Expression Systems LLC) bei einer ungefähren MOI
von 0,1 gezüchtet wurden,
zu infizieren. Die Zellen wurden 3 Tage lang bei 28 °C inkubiert.
Der Überstand
wurde geerntet und filtriert. Batch-Bindung und SDS-PAGE-Analyse
wurden, sofern notwendig, wiederholt, bis die Expression der Schleuderkultur
bestätigt
war.
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Das
konditionierte Medium aus den transfizierten Zellen (0,5 bis 3 l)
wurde durch Zentrifugation geerntet, um die Zellen zu entfernen,
und wurde durch 0,22-μm-Filter
filtriert. Für
die poly-His-markierten Konstrukte wurde das Proteinkonstrukt unter
Verwendung einer Ni-NTA-Säule
(Qiagen) gereinigt. Vor der Reinigung wurde dem konditioniertem
Medium Imidazol bis zu einer Konzentration von 5 mM zugesetzt. Die
konditionierten Medien wurden auf eine 6-ml-Ni-NTA-Säule gepumpt,
die in 20 mM Hepes–Puffer,
pH- 7,4,-äquilibriert
worden war, wobei der Puffer 0,3-M NaCl und 5 mM Imidazol bei einer
Durchflussgeschwindigkeit von 4-5 ml/min bei 4 °C enthielt. Nach dem Beladen
wurde die Säule
mit zusäztlichem Äquilibrationspuffer
gewaschen, und das Protein wurde mit Äquilibrationspuffer, der 0,25
M Imidazol enthielt, eluiert. Das hochgereinigte Protein wurde in
weiterer Folge in einen Speicherpuffer, der 10 mM Hepes, 0,14 M
NaCl und 4 % Mannit, pH 6,8, enthielt, mit einer 25-ml-G25-Superfine-Säule (Pharmacia)
entsalzt und bei -80 °C
gelagert.
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Immunadhäsin- (Fc-enthaltende)
Proteinkonstrukte wurden aus den konditionierten Medien wie folgt gereinigt.
Die vorbehandelten Medien wurden auf eine 5-ml-Protein-A-Säule (Pharmacia)
gepumpt, die in 20 mM Na-Phosphat-Puffer, pH 6,8, äquilibriert worden
war. Nach dem Beladen wurde die Säule ausführlich mit Äquilibrationspuffer gewaschen,
bevor mit 100 mM Zitronensäure,
pH 3,5, eluiert wurde. Das eluierte Protein wurde unverzüglich durch
Sammeln von 1-ml-Fraktionen in Röhrchen,
die 275 ml eines 1 M Tris-Puffers, pH 9, enthielten, neutralisiert.
Das hoch gereinigte Protein wurde weiters in Speicherpuffer, wie
zuvor für
die poly-His-markierten Proteine beschrieben, entsalzt. Die Homogenität dieser
Proteine wurde durch SDS-Polyacrylamidgel-
(PEG-) Elektrophorese und N-terminales Aminosäuresequenzieren mittels Edman-Abbau überprüft.
-
BEISPIEL 8: Herstellung
von Antikörpern
die sich an PRO-Polypeptide binden
-
Dieses
Beispiel illustriert die Herstellung von monoklonalen Antikörpern, die
sich spezifisch an ein PRO-Polypeptid binden können.
-
Verfahren
zur Herstellung der monoklonalen Antikörper sind auf dem Gebiet der
Erfindung bekannt und werden beispielsweise in Goding, s.o., beschrieben.
Immunogene, die verwendet werden können, umfassen gereinigtes
PRO-Polypeptid, Fusionsproteine, die das PRO-Polypeptid enthalten,
und Zellen, die rekombinantes PRO-Polypeptid an der Zellobertläche exprimieren.
Die Auswahl des Immungens kann von Fachleuten ohne übermäßiges Experimentieren
erfolgen. Mäuse,
wie beispielsweise Balb/c, werden mit dem PRO-Polypeptid-Immunogen,
das in komplettem Freundschen Adjuvans emulgiert ist und subkutan
oder intraperitoneal in einer Menge von 1-100 μg injiziert wird, immunisiert.
Alternativ dazu wird das Immunogen in MPL-TDM-Adjuvans (Ribi Immunochemical
Research, Hamilton, MT) emulgiert und in die Hinterpfoten des Tiers
injiziert. Die immunisierten Mäuse
werden dann 10 oder 12 Tage später
mit zusätzlichem
Immunogen, das im ausgewählten
Adjuvans emulgiert wurde, geboostet. Hiernach können die Mäuse mehrere Wochen lang mit
zusätzlichen
Immunisierungsinjektionen geboostet werden. Serumproben können periodisch
durch Blutabnahme hinter der Augenhöhle für Tests in Form von ELISA-Tests
von den Mäusen
erhalten werden, um Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper nachzuweisen.
-
Nachdem
ein geeigneter Antikörper-Titer
nachgewiesen wurde, kann den Tieren, die in Bezug auf Antikörper "positiv" sind, eine letzte
intravenöse
Injektion von PRO-Polypeptid
verabreicht werden. Drei oder vier Tage später werden die Mäuse getötet, und
die Milzzellen werden geerntet. Die Milzzellen werden anschließend (unter
Verwendung von 35 % Polyethylenglykol) mit einer ausgewählten Maus-Hybridpmzelllinie
wie P3X63AgU.1 fusioniert, die aus ATCC, Nr. CRL 1597, erhältlich ist.
Die Fusionen bilden Hybridomzellen, die anschließend in 96-Well-Gewebekulturplatten,
die HAT- (Nypoxanthin, Aminopterin und Thymidin) Medium enthalten,
ausplattiert werden, um Proliferation von nicht-fusionierten Zellen,
Myelomhybriden und Milzzellhybriden zu hemmen.
-
Die
Hybridomzellen werden in einem ELISA auf Reaktivität gegen
das PRO-Polypeptid
gescreent. Die Bestimmung von "positiven" Hybridomzellen,
die die erwünschten
monoklonalen Antikörper
gegen das PRO-Polypeptid sekretieren, liegt auf dem Gebiet der Erfindung.
-
Die
positiven Hybridomzellen können
intraperitoneal in syngenetische Balb/c-Mäuse injiziert werden, um Aszites
zu bilden, das die monoklonalen Anti-PRO-Polypeptid-Antikörper enthält. Alternativ
dazu können die
Hybridomzellen in Gewebekulturkolben oder -rollflaschen gezüchtet werden.
Die Reinigung der monoklonalen Antikörper, die in den Aszites gebildet
werden, kann mittels Ammoniumsulfatfällung, gefolgt von Gel-Ausschlusschromatographie,
erfolgen. Alternativ dazu kann Affinitätschromatographie, basierend
auf dem Binden von Antikörper
an Protein A oder Protein G, verwendet werden.
-
BEISPIEL 9: Chimäre PRO-Polypeptide
-
PRO-Polypeptide
können
als chimäre
Proteine exprimiert werden, wobei eine oder mehrere zusätzliche
Polypeptiddomänen
hinzugefügt
werden, um Proteinreinigung zu erleichtern. Solche die Reinigung
erleichternde Domänen
umfassen, sind jedoch nicht limitiert auf, Metall-chelatierende
Peptide wie Histidin-Tryptophan-Module, die Reinigung auf immobilisierten
Metallen ermöglichen,
Protein-A-Domänen,
die Reinigung auf immobilisiertem Immunglobulin ermöglichen,
und die Domäne,
die im FLAGSTM-Verlängerungs/Affinitätsreinigungssystem
(Immunex Corp., Seattle, Wash.) verwendet wird. Die Einbindung einer
spaltbaren Linkersequenz wie Factor XA oder Enterokinase (Invitrogen,
San Diego, Kalifornien) zwischen der Reinigungsdomäne und der
PRO-Polypeptidsequenz kann nützlich
sein, um Expression von DNA, die für PRO-Polypeptid kodiert, zu
erleichtern.
-
BEISPIEL 10: Reinigung
von PRO-Polypeptiden unter Verwendung spezifischer Antikörper
-
Native
oder rekombinante PRO-Polypeptide können mittels zahlreicher Standardverfahren,
die auf dem Gebiet der Proteinreinigung zur Verfügung stehen, gereinigt werden.
Beispielsweise wird Pro-PRO-Polypeptid, reifes PRO-Polypeptid oder
Prä-PRO-Polypeptid durch
Immunaffinitätschromatographie
unter Verwendung von Antikörpern
gereinigt, die spezifisch für
das PRO-Polypeptid von Interesse sind. Im Allgemeinen wird eine
Immunaffinitätssäule durch
kovalentes Binden des Anti-PRO-Polypeptid-Antikörpers an
ein aktiviertes Chromatographie-Harz konstruiert.
-
Polyklonale
Immunglobuline werden aus Immunseren entweder durch Ausfällung mit
Ammoniumsulfat oder durch Reinigung an immobilisiertem Protein A
(Pharmacia LKB Biotechnology, Piscataway, N.J.) hergestellt. Dem ähnlich werden
monoklonale Antikörper
aus Maus-Aszites-Flüssigkeit
durch Ammoniumsulfatfällung
oder Chromatographie auf immobilisiertem Protein A hergestellt.
Teilweise gereinigtes Immunglobulin wird kovalent an ein Chromatographieharz
wie CnBr-aktivierte SEPHAROSETM (Pharmacia
LKB Biotechnology) gebunden. Der Antikörper wird an das Harz gebunden,
das Harz wird blockiert, und das Derivat-Harz wird gemäß den Anleitungen
der Hersteller gewaschen.
-
Solch
eine Immunaffinitätssäule wird
zur Reinigung von PRO-Polypeptid durch Herstellung einer Fraktion
von Zellen, die PRO-Polypeptid in löslicher Form enthalten, verwendet.
Dieses Präparat
ist durch Solubilisierung der gesamten Zelle oder einer subzellulären Fraktion
abgeleitet, die durch differentielle Zentrifugation durch den Zusatz
von Detergens oder durch andere Verfahren, die auf dem Gebiet der
Erfindung bekannt sind, erhalten werden. Alternativ dazu kann lösliches
PRO-Polypeptid, das eine Signalsequenz enthält, in nützlicher Menge in das Medium,
in dem die Zellen gezüchtet
werden, sekretiert werden.
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Ein
lösliches,
PRO-Polypeptid enthaltendes Präparat
wird über
die Immunaffinitätssäule geführt, und die
Säule wird
unter Bedingungen gewaschen, die die bevorzugte Absorption von PRO-Polypeptid
(z.B. Puffer mit hoher lonenstärke
in Gegenwart von Detergens) ermöglichen.
Anschließend
wird die Säule
unter Bedingungen eluiert, die Antikörper/PRO-Polypeptid-Bindung
stören
(z.B. ein Puffer mit niedrigem pH wie etwa pH 2-3 oder eine hohe
Konzentration eines Chaotrops wie Harnstoff oder Thiocyanat-Ion),
und PRO-Polypeptid wird gesammelt.
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BEISPIEL 11: Wirkstoff-Screenen
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Diese
Erfindung ist besonders nützlich
zum Screenen von Verbindungen unter Verwendung von PRO-Polypeptiden
oder Bindungsfragmenten davon in jedem beliebigen Wirkstoff-Screening-Verfahren.
Das PRO-Polypeptid oder das Fragment, das in solchen Tests verwendet
wird, kann entweder frei in Lösung,
fixiert an einen festen Träger,
auf einer Zelloberfläche
getragen oder zwischen den Zellen angeordnet vorhanden sein. Ein
Verfahren des Wirkstoff-Screenens verwendet eukaryotische oder prokaryotische
Wirtszellen, die mit rekombinanten Nucleinsäuren, die das PRO-Polypeptid oder das
Fragment exprimieren, stabil transformiert werden. Wirkstoffe werden
gegen solche transformierten Zellen in kompetitiven Bindungstests
gescreent. Solche Zellen, entweder in lebensfähiger oder in fixierter Form,
können
für Standard-Bindungstests
verwendet werden. Es kann beispielsweise die Bildung von Komplexen
zwischen PRO-Polypeptid oder einem Fragment und dem zu testenden
Mittel gemessen werden. Alternativ dazu kann der Rückgang der
Komplexbildung zwischen dem PRO-Polypeptid und seiner Targetzelle
oder Targetrezeptoren, der durch das zu testende Mittel verursacht
wird, untersucht werden.
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So
stellt die vorliegende Erfindung Screening-Verfahren für Wirkstoffe
oder andere Mittel bereit, die eine mit PRO-Polypeptid verbundene
Krankheit oder Störung
beeinflussen können.
Diese Verfahren umfassen das Kontaktieren eines solchen Mittels
mit einem PRO-Polypeptid oder Fragment davon und das Testen (i)
auf die Gegenwart eines Komplexes zwischen dem Mittel und dem PRO-Polypeptid
oder Fragment oder (ii) auf die Gegenwart eines Komplexes zwischen
dem PRO-Polypeptid oder Fragment und der Zelle durch Verfahren, die
auf dem Gebiet der Erfindung bekannt sind. In solchen kompetitiven
Bindungstests wird das PRO-Polypeptid oder das Fragment typischerweise
markiert. Nach geeigneter Inkubation wird freies PRO-Polypeptid oder Fragment
von jenem getrennt, das in gebundener Form vorliegt, und die Menge
an freier oder nicht komplexierter Markierung stellt ein Maß für die Fähigkeit
des bestimmten Mittels dar, sich an PRO-Polypeptid zu binden oder
den PRO Polypeptid/Zell-Komplex zu stören.
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Ein
anderes Verfahren zum Wirkstoff-Screenen stellt High-Throughput-Screening
für Verbindungen bereit,
die geeignete Bindungsaffinität
zu einem Polypeptid aufweisen, und wird näher in der WO 84/03.564, veröffentlicht
am 13. September 1984, beschrieben. Kurz zusammengefasst werden
große
Mengen unterschiedlicher kleiner Peptidtestverbindungen auf einem
festen Träger
wie Kunststoffstiften oder anderen Oberflächen synthetisiert. Bei der
Anwendung auf ein PRO-Polypeptid werden die Peptidtestverbindungen
mit PRO-Polypeptid umgesetzt und gewaschen. Gebundenes PRO-Polypeptid
wird mittels Verfahren nachgewiesen, die auf dem Gebiet der Erfindung
bekannt sind. Gereinigtes PRO-Polypeptid kann zur Verwendung in
den zuvor genannten Wirkstoff-Screening-Verfahren auch direkt auf
Platten aufgetragen werden. Darüber
hinaus können
nicht neutralisierende Antikörper
verwendet werden, um das Peptid einzufangen und es auf dem festen
Träger
zu immobilisieren.
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Die
Erfindung erwägt
auch die Verwendung von kompetitiven Wirkstoff-Screening-Tests, in denen neutralisierende
Antikörper,
die in der Lage sind, PRO-Polypeptid zu binden, spezifisch mit einer
Testverbindung um das Binden an PRO-Polypeptid oder Fragmente davon
konkurrieren. Auf diese Weise können
die Antikörper
verwendet werden, um die Gegenwart jedes beliebigen Peptids nachzuweisen,
das eine oder mehrere antigene Determinanten mit PRO-Polypeptid
gemeinsam hat.
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BEISPIEL 12: Rationales
Wirkstoffdesign
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Ziel
des rationalen Wirkstoffdesigns ist, strukturelle Analoga von biologisch
aktivem Polypeptid von Interesse (d.h. einem PRO-Polypeptid) oder
von kleinen Molekülen
herzustellen, mit denen sie wechselwirken, z.B. Agonisten, Antagonisten
oder Inhibitoren. Jedes dieser Beispiele kann verwendet werden,
um Wirkstoffe zu gestalten, die aktivere oder stabilere Formen des
PRO-Polypeptids darstellen oder die die Funktion des PRO-Polypeptids
in vivo fördern
oder stören
(vgl. Hodgson, Bio/Technology 9, 19-21 (1991)).
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In
einem Ansatz wird die dreidimensionale Struktur des PRO-Polypeptids
oder eines PRO-Polypeptid-Inhibitor-Komplexes durch Röntgenkristallographie,
durch Computer-Modellieren oder, am häufigsten, durch eine Kombination
dieser zwei Ansätze
bestimmt. Sowohl die Form als auch die Ladungen des PRO-Polypeptids
müssen
ermittelt werden, um die Struktur zu erklären und aktive Stelle(n) des
Moleküls
zu bestimmen. Weniger häufig
können
nützliche
Informationen hinsichtlich der Struktur des PRO-Polypeptids durch
Modellieren auf Grundlage der Struktur homologer Proteine gewonnen
werden. In beiden Fällen
wird relevante strukturelle Information verwendet, um analoge PRO-Polypeptid-ähnliche
Moleküle
zu entwerfen oder wirksame Inhibitoren zu identifizieren. Nützliche
Beispiele rationalen Wirkstoffdesigns können Moleküle umfassen, die Aktivität oder Stabilität verbesserten,
wie von Braxton & Wells,
Biochemistry 31, 7796-7801 (1992), gezeigt wurde, oder die als Inhibitoren;
Agonisten oder Antagonisten nativer Peptide wirken, wie von Athauda
et al., J. Biochem. 113, 742-746 (1993), gezeigt wurde.
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Auch
ist es möglich,
einen Ziel-spezifischen Antikörper
zu isolieren, der durch funktionelle Tests wie zuvor beschrieben
ausgewählt
wird, und anschließend
seine Kristallstruktur zu lösen.
Dieser Ansatz erbringt prinzipiell ein Pharmakon, auf das weitere
Wirkstoffdesigns aufbauen können.
Es ist möglich,
Proteinkristallographie durch das Bilden von anti-idiotypischen
Antikörpern
(anti-id) gegen einen funktionellen, pharmakologisch aktiven Antikörper gänzlich zu
umgehen. Als Spiegelbild eines Spiegelbildes würde von der Bindungsstelle
der anti-id erwartet werden, dass sie ein Analogon des originalen
Rezeptors ist. Der anti-id könnte
verwendet werden, um Peptide aus Banken chemisch oder biologisch
hergestellter Peptide zu identifizieren und isolieren. Die isolierten
Peptide würden
dann als das Pharmakon wirken.
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Aufgrund
der vorliegenden Erfindung können
ausreichende Mengen des PRO-Polypeptids
erhältlich gemacht
werden, um solche analytischen Studien wie Röntgenkristallographie durchzuführen. Darüber hinaus dient
das hierin bereitgestellte Wissen über die PRO-Polypeptid-Aminosäuresequenz
als Anhaltspunkt für
jene, die Computer-Modellierungsverfahren anstelle von oder zusätzlich zu
Röntgenkristallographie
einsetzen.
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BEISPIEL 13: Verwendung
von PRO224 zum Screenen von Verbindungen
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PRO224
wird in einer Zelle exprimiert, von der die Membranproteine entfernt
wurden und die in der Lage ist, PRO224 zu exprimieren. Lipoproteine
geringer Dichte mit einer detektierbaren Markierung werden den Zellen
zugesetzt und ausreichend lang zur Endozytose inkubiert. Die Zellen
werden gewaschen. Die Zellen werden anschließend auf Markierung analysiert,
die an die Membran und nach der Zelllyse innerhalb der Zelle gebunden
ist. Das Nachweisen der Lipoproteine geringer Dichte innerhalb der
Zelle legt fest, dass PRO224 der Familie von Rezeptorproteinen für Lipoproteine
geringer Dichte angehört.
Mitglieder, die innerhalb dieser Familie gefunden wurden, werden
anschließend
zum Screenen von Verbindungen verwendet, die diese Rezeptoren, und
insbesondere die Aufnahme von Cholesterin über diese Rezeptoren, beeinflussen.
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BEISPIEL 14: Fähigkeit
von PRO-Polypeptiden, durch vaskulären Endothelwachstumsfaktor
(VEGF) stimulierte Vermehrung von Endothelzellen zu hemmen
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Die
Fähigkeit
verschiedener PRO-Polypeptide, VEGF-stimulierte Vermehrung von Endothelzellen
zu hemmen, wurde getestet. Insbesondere wurden Rinder-Nebennierenrinden-Kapillarendothel-
(ACE-) Zellen (aus Primärkultur,
maximal 12-14 Passagen) auf 96-Well-Mikrotiterplatten (Amersham
Life Science) bei einer Dichte von 500 ZellenM/Well pro 100 μl in DMEM
mit niedrigem Glucose-Gehalt, 10 % Kälberserum, 2 mM Glutamin, 1 × Pen/Strep
und Fungizone, ergänzt
mit 3 ng/ml VEGF, ausplattiert. Kontrollen wurden auf dieselbe Weise
ausplattiert, enthielten jedoch keinen VEGF. Eine Testprobe des
PRO-Polypeptids von Interesse wurde in ein 100-μl-Volumen
zu einem Endvolumen von 200 μl
zugesetzt. Die Zellen wurden 6-7 Tage lang bei 37 °C inkubiert.
Das Medium wurde abgesaugt, und die Zellen wurden 1 × mit PBS
gewaschen. Einsaures Phosphatase-Reaktionsgemisch (100 μl, 0,1 M
Natriumacetat, pH 5,5, 0,1 % Triton-100, 100 mM p-Nitrophenylphosphat)
wurde zugesetzt. Nach 2-stündiger
Inkubation bei 37 °C
wurde die Reaktion durch Zusatz von 10 μl 1 N NaOH gestoppt. OD wurde
auf einem Mikrotiterplattenleser bei 405 nm gemessen. Kontrollen
waren keine Zellen, Zellen alleine, Zellen + FGF (5 ng/ml), Zellen
+ VEGF (3 ng/ml), Zellen + VEGF (3 ng(ml) + TGF-β (1 ng/ml) und Zellen + VEGF
(3 ng/ml) + LIF 5 ng/ml). (TGF-β bei
einer Konzentration von 1 ng/ml ist bekannt dafür, 70-90 % von VEGF-stimulierter
Zellvermehrung zu blockieren.) Die Ergebnisse wurden durch Berechnen
der prozentuellen Inhibition von VEGF(3 ng/ml) stimulierten Zellenvermehrung,
bestimmt durch Messen von sauren Phos phatase-Aktivität bei OD
405 nm, (1) in Bezug auf Zellen ohne Stimulation und (2) in Bezug auf
die Referenz-TGF-β-Inhibition
von VEGF-stimulierter Aktivität
bewertet. Die Resultate weisen wie in Tabelle 2 nachstehend gezeigt
auf die Nützlichkeit
der PRO-Polypeptide im Rahmen der Krebstherapie und spezifisch zum
Hemmen von Tumor-Angiogenese hin. Die in Tabelle 2 gezeigten Zahlenwerte
(relative Inhibition) werden durch Berechnen der prozentuellen Hemmung
von VEGF-stimulierter Vermehrung durch das PRO-Polypeptid in Bezug
auf die Zellen ohne Stimulierung und anschließendes Dividieren dieses Prozentsatzes
in Prozent Hemmung, die durch TGF-β bei 1 ngl/ml erhalten wird,
das dafür
bekannt ist, 70-90 % von VEGF- stimulierter
Zellvermehrung zu blockieren, bestimmt.
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BEISPIEL 15: Durch PRO224
induzierte Steigerung von Herz-Neonatal-Hypertrophie
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Dieser
Test zielt darauf ab, die Fähigkeit
von PRO224-Polypeptiden zu messen, Hypertrophie von neonatalen Herzen
zu stimulieren.
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Es
wurden Herzmuskelzellen von 1 Tag alten Harlan-Sprague-Dawley-Ratten
entnommen. Zellen (180 μl
bei 7,5 × 104/ml, Serum <0,1 %, frisch isoliert) werden an Tag
1 96-Well-Platten zugesetzt, die davor mit DMEM/F12 + 4 % FCS beschichtet
wurden. Testproben, die nur das Test-PRO224-Polypeptid oder Wachstumsmedium
(negative Kontrolle) (20 μl/Well)
enthielten, wurden den Wells direkt an Tag 1 zugesetzt. PGF (20 μl/Well) wurde
anschließend
an Tag 2 bei einer Endkonzentration von 10-6 M
zugesetzt. Die Zellen wurden dann an Tag 4 gefärbt und an Tag 5 nach visuellen
Kriterien beurteilt, worin Zellen ohne Größenwachstum im Vergleich zu
negativen Kontrollen mit 0,0, Zellen mit einem geringen bis moderaten
Wachstum im Vergleich zu negativen Kontrollen mit 1,0 und Zellen
mit einem großen
Wachstum im Vergleich mit negativen Kontrollen mit 2,0 bewertet
wurden. Diese Resultate sind nachstehend in Tabelle 9 gezeigt.
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BEISPIEL 16: In-situ-Hybridisierung
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In-situ-Hybridisierung
ist ein leistungsfähiges
und vielfältiges
Verfahren zur Detektion und Lokalisierung von Nucleinsäuresequenzen
innerhalb von Zell- oder Gewebepräparaten. Es kann beispielsweise
nützlich
sein, um Stellen von Genexpression zu identifizieren, die Gewebeverteilung
von Transkription zu analysieren, virale Infektion zu identifizieren
und lokalisieren, Veränderungen
in spezifischer mRNA-Synthese zu beobachten und um Chromosom-Kartierung
zu unterstützen.
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In-situ-Hybridisierung
wurde gemäß einer
optimierten Version des Protokolls von Lu & Gillett, Cell Vision 1, 169-176
(1994), unter Verwendung von PCR-gebildeten, 33Pmarkierten
Ribosonden durchgeführt.
Kurz zusammengefasst wurden in Formalin fixierte, in Paraffin eingebettete,
menschliche Gewebe unterteilt, entparaffiniert, in Proteinase K
(20 g/ml) 15 Minuten lang bei 37 °C
deproteinisiert und zur In-situ-Hybridisierung,
wie in Lu & Gillett,
s.o., beschrieben, weiter bearbeitet. Eine [33-P]-UTP-markierte Antisense-Ribosonde
wurde aus einem PCR-Produkt gebildet und bei 55 °C über Nacht hybridisiert. Die
Objektträger
wurden in Kodak-NTB2-Kernspuremulsion
getaucht und 4 Wochen lang exponiert.
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33P-RNA-Hybridisierungssonden-Synthese
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6,0 μl (125 mCi)
von 33P-UTP (Amersham BF 1002, SA<2000
Ci/mmol) wurden schnell-vakuumgetrocknet. Jedem Röhrchen,
das getrocknetes 33P-UTP enthielt, wurden
die folgenden Bestandteile zugesetzt:
2,0 μl 5× Transkriptionspuffer
1,0 μl DTT (100
mM)
2,0 μl
NTP-Gemisch (2,5 mM : 10 μ;
jeweils von 10 mM GTP, CTP & ATP
+ 10 μl
H2O)
1,0 μl UTP (50 μM)
1,0 μl Rnasin
1,0 μl DNA-Matrize
(1 μg)
1,0 μl H2O
1,0 μl RNA-Polymerase (für PCR-Produkte
T3 = AS, T7 = S, üblicherweise)
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Die
Röhrchen
wurden bei 37 °C
eine Stunde lang inkubiert. 1,0 μl
RQ1-DNase wurden zugesetzt, worauf Inkubation bei 37 °C 15 Minuten
lang folgte 90 μl
TE-(10 mM Tris, pH 7,6/1 mM EDTA, pH 8,0) wurden zugesetzt, und
das Gemisch wurde auf DE81-Papier pipettiert. Die verbleibende Lösung wurde
in eine Microcon-50-Ultrafiltrationseinheit
geladen und unter Verwendung von Programm 10 (6 Minuten) geschleudert.
Die Filtrationseinheit wurde über
einem zweiten Röhrchen
umgedreht und unter Verwendung von Programm 2 (3 Minuten) geschleudert.
Nach dem abschließenden
Schleudern zur Gewinnung wurden 100 μl TE zugesetzt. 1 μl des Endprodukts
wurde auf DE81-Papier pipettiert und in 6 ml Biofluor II gezählt.
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Die
Sonde wurde auf TBE/Harnstoff-Gel laufen gelassen. 1-3 μl der Sonde
oder 5 μl
von RNA Mrk III wurden zu 3 μl
Beladungspuffer zugesetzt. Nach dreiminütigem Erhitzen auf einem 95-°C-Heizblock
wurde das Gel sofort auf Eis gegeben. Die Gel-Wells wurden gespült, die Probe geladen und bei
180-250 Volt 45 Minuten lang laufen gelassen. Das Gel wurde mit
Saran-Hülle
umhüllt
und einem XAR-Film mit einer Verstärkerfolie in einem -70-°C-Tiefkühler für eine Dauer
von einer Stunde bis über
Nacht ausgesetzt.
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33P-Hybridisierung
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A. Vorbehandlung gefrorener
Schnitte
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Die
Objektträger
wurden aus dem Tiefkühler
entfernt, in Aluminiumschalen gegeben und bei Raumtemperatur 5 Minuten
lang aufgetaut. Die Schafen wurden fünf Minuten lang in einen 55-°C-Inkubator
gegeben, um Kondensation zu reduzieren. Die Objektträger wurden
10 Minuten lang in 4%igem Paraformaldehyd auf Eis im Abzug fixiert
und in 0,5 × SSC
5 Minuten lang bei Raumtemperatur gewaschen (25 ml 20 × SSC + 975
ml SQ H2O). Nach zehnminütiger Deproteinisierung in
0,5 μg/ml
Proteinase K bei 37 °C
(12,5 μl
von 10 mg/ml Stammlösung
in 250 ml vorgewärmtem,
RNase-freiem RNase-Puffer) wurden die Schnitte in 0,5 × SSC 10
Minuten lang bei Raumtemperatur gewaschen. Die Schnitte wurden in
70 %, 95 %, 100 % Ethanol, 2 Minuten jeweils, dehydriert.
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B. Vorbehandlung von in
Paraffin eingebetteten Schnitten
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Die
Schnitte wurden entparaffiniert, in SQ H2O
gegeben und zweimal mit 2 × SSC
bei Raumtemperatur, jeweils 5 Minuten lang, gewaschen. Die Schnitte
wurden in 20 μg/ml
Proteinase K (500 μl
von 10 mg/ml in 250 ml RNase-freiem RNase-Puffer; 37 °C, 15 Minuten) – menschlicher
Embryo, oder in 8 × Proteinase
K (100 μl
in 250 ml RNase-Puffer, 37 °C,
30 Minuten) – Formalingewebe,
deproteinisiert. Darauffolgendes Spülen in 0,5 × SSC und Dehydrierung erfolgten
wie zuvor beschrieben.
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C. Prähybridisierung
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Die
Schnitte wurden in einem Kunststoffbehälter, der mit Box-Puffer- (4 × SSC, 50
Formamid) gesättigtem
Filterpapier ausgekleidet war, ausgelegt. Das Gewebe wurde mit 50 μl Hybridisierungspuffer
(3,75 g Dextransulfat + 6 ml SQ H2O) bedeckt,
gewirbelt und in der Mikrowelle 2 Minuten lang mit gelockertem Deckel erhitzt.
Nachdem es auf Eis abgekühlt
worden war, wurden 18,75 ml Formamid, 3,75 ml 20 × SSC und
9 ml SQ H2O zugesetzt, das Gewebe wurde
gut gewirbelt und bei 42 °C
1-4 Stunden lang inkubiert.
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D. Hybridisierung
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1,0 × 106 cpm Sonde und 1,0 μl tRNA (50 mg/ml Stammlösung) pro
Objektträger
wurden 3 Minuten lang bei 95 °C
erhitzt. Die Objektträger
wurden auf Eis gekühlt,
und 48 μl
Hybridisierungspuffer wurden pro Objektträger zugesetzt. Nach dem Wirbeln
wurden 50 μl 33P-Mischung der 50 μl Prähybridisierung auf dem Objektträger zugesetzt.
Die Objektträger
wurden über
Nacht bei 55 °C
inkubiert.
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E. Waschschritte
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Das
Waschen-erfolgte 2 × 10
Minuten lang mit 2xSSC, EDTA bei Raumtemperatur (400 ml 20 × SSC +
16 ml 0,25 M EDTA, Vf = 4 l), gefolgt von
RNaseA-Behandlung bei 37 °C
30 Minuten lang (500 μl
von 10 mg/ml in 250 ml RNase-Puffer = 20 μg/ml). Die Objektträger wurden
2 × 10
Minuten mit 2 × SSC,
EDTA bei Raumtemperatur gewaschen. Die Stringezn der Waschbedingungen
lauteten wie folgt: 2 Stunden bei 55 °C, 0,1 × SSC, EDTA (20 ml 20 × SSC +
16 ml EDTA, Vf = 4 l).
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F. Oligonucleotide
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In-situ-Analyse
wurde an zahlreichen hierin offenbarten DNA-Sequenzen durchgeführt. Die
für diese Analyse
verwendeten Oligonucleotide waren wie folgt beschaffen:
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DNA33221-1133 (PRO224)
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- p1 5'-GGATTCTAATACGACTCACTATAGGGCGCAGCGATGGCAGCGATGAGG-3' (Seq.-ID Nr. 6)
- p2 5'-CTATGAAATTAACCCTCACTAAAGGGACAGACGGGGCAGAGGGAGTG-3' (Seq.-ID Nr. 7)
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G. Resultate
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In-situ-Analyse
wurde an zahlreichen hierin offenbarten DNA-Sequenzen durchgeführt. Die
Resultate aus diesen Analysen sind nachstehend beschrieben.
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DNA33221-1133 (PRO224)
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Expression
war auf vaskuläres
Endothel in fötaler
Milz, erwachsener Milz, fötaler
Leber, erwachsener Schilddrüse
und erwachsenen Lymphknoten (Schimpanse) limitiert. Eine zusätzliche
Expressionsstelle stellen die sich entwickelnden Spinalganglien
dar. Alle anderen Gewebe wiesen negative Resultate auf.
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Untersuchte menschliche
Fötalgewebe
(E12-E16-Wochen) umfassen:
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Plazenta,
Nabelschnur, Leber, Niere, Nebennieren, Schilddrüse, Lungen, Herz, große Blutgefäße, Speiseröhre, Magen,
Dünndarm,
Milz; Thymus, Bauchspeicheldrüse,
Gehirn, Auge, Rückenmark,
Körperwand,
Becken und untere Extremität.
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Untersuchte menschliches
Erwachsenen-Gewebe:
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Niere
(normal und Endstadium), Nebenniere, Herzmuskel, Aorta, Milz, Lymphknoten,
Bauchspeicheldrüse,
Lunge, Haut, Auge (inkl. Netzhaut), Blase, Leber (normal, zirrhotisch,
akutes Versagen).
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Untersuchte nichtmenschliche
Gewebe:
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Schimpansen-Gewebe:
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Speicheldrüse, Magen,
Schilddrüse,
Nebenschilddrüse,
Haut, Thymus, Eierstock, Lymphknoten.
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Rhesusaffen-Gewebe:
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Großhirnrinde,
Hippocampus, Kleinhirn, Penis.
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Hinterlegung
von Material
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Das
folgende Material wurde bei der American Type Culture Collection,
12301 Park-lawn
Drive, Rockville, MD, USA (ATCC), hinterlegt:
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Diese
Hinterlegung erfolgte gemäß den Bestimmungen
des Budapester Vertrags über
die internationale Anerkennung der Hinterlegung von Mikroorganismen
für die
Zwecke von Patentverfahren und die darin enthaltenen Regelungen
(Vertrag von Budapest). Dies stellt die Erhaltung von lebensfähigen Kulturen
der Hinterlegung 30 Jahre lang nach der Hinterlegung sicher. Die
Hinterlegungen werden durch ATCC unter den Bestimmungen des Vertrags
von Budapest zugänglich
gemacht und unterliegen einem Abkommen zwischen Genentech, Inc.,
und ATCC, das permanente und uneingeschränkte öffentliche Verfügbarkeit
der Nachkommenschaft der Kultur der Hinterlegung für die Öffentlichkeit
bei Erteilung des gemäßen US-Patents
oder bei Offenlegung jeglicher US- oder ausländischen Patentanmeldung sicherstellt,
welche auch immer zuerst vorliegt, und das die Verfügbarkeit
der Nachkommenschaft für
jemanden sicherstellt, der vom US-Commissioner of Patents and Trademarks
bestimmt wird, gemäß 35 USC § 122 und
den demgemäßen Bestimmungen
des Commissioners (umfassend 37 CFR § 1.14, unter besonderem Verweis
auf 886 OG 638) dazu befugt zu sein.
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Der
Zessionar der vorliegenden Anmeldung hat sich bereit erklärt, die
Materialien unverzüglich
nach Kenntnisnahme durch eine andere oder dieselbe Kultur zu ersetzen,
sofern eine Kultur der hinterlegten Materialien sterben, verloren
gehen oder zerstört
werden sollte, obwohl sie unter geeigneten Bedingungen kultiviert wurde.
Die Verfügbarkeit
des hinterlegten Materials ist nicht als eine Lizenz zur praktischen
Durchführung
der Erfindung zu sehen, die einen Verstoß gegen die unter der Be fugnis
jeder beliebigen Regierung gemäß ihren Patentrechten
zuerkannten Rechte darstellen würde.
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Die
obige Beschreibung wird als ausreichend erachtet, um Fachleute in
die Lage zu versetzen, die Erfindung durchzuführen. Die vorliegende Erfindung
ist durch das hinterlegte Konstrukt nicht in ihrem Schutzumfang
eingeschränkt,
da die hinterlegte Ausführungsform
lediglich als eine Veranschaulichung bestimmter Aspekte der Erfindung
zu betrachten ist. Die Hinterlegung von Material hierin ist nicht
mit einem Zugeständnis gleichzusetzen,
dass die hierin festgehaltene Beschreibung inadäquat sei, die praktische Durchführung jedes Aspekts
der Erfindung, umfassend den besten Modus davon, zu ermöglichen,
noch ist sie als eine Einschränkung
des Schutzumfangs der Ansprüche
in Bezug auf die spezifischen Darstellungen, die sie darstellt,
zu betrachten. Verschiedene Modifikationen zusätzlich zu jenen, die hierin
gezeigt und beschrieben wurden, werden für Fachleute aus der obigen
Beschreibung ersichtlich sein und fallen in den Schutzumfang der
beiliegenden Ansprüche.
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Anhang
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