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Diese
Erfindung bezieht sich auf Ultraschallbildgebung, genauer gesagt,
auf die Verwendung neuer Kontrastmittelpräparate bei der Ultraschallbildgebung,
zum Beispiel der Visualisierung von Gewebeperfusion.
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Bekanntermaßen sind
Kontrastmittel, die Dispersionen von Mikrobläschen von Gasen umfassen, aufgrund
der geringen Dichte und der leichten Komprimierbarkeit der Mikrobläschen besonders
effiziente Rückstreuer
von Ultraschall. Solche Mikrobläschendispersionen
ermöglichen,
sofern entsprechend stabilisiert, die hoch effektive Ultraschallvisualisierung
beispielsweise des Gefäßsystems
und der Gewebemikrogefäßanordnung,
oftmals in vorteilhaft niedrigen Dosen.
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Die
Verwendung von Sonographie zur Messung der Blutperfusion (d. h.
des Blutflusses pro Gewebemasse-Einheit) ist beispielsweise bei
der Tumordetektion, Tumorgewebe, das typischerweise eine andere
Gefäßanordnung
aufweist, als gesundes Gewebe, und für Studien des Myokards, z.
B. zur Detektion von Myokardinfarkten, von besonderem Wert. Ein
Problem bei der Anwendung existierender Ultraschallkontrastmittel
in Studien über
die Herzperfusion ist, dass der Informationsgehalt der erhaltenen
Bilder durch Dämpfung,
verursacht durch Kontrastmittel in den Herzkammern, geschwächt wird.
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Die
vorliegende Erfindung basiert auf der Erkenntnis, dass die Ultraschallvisualisierung
eines Patienten, insbesondere der Perfusion im Myokard und anderen
Geweben, mittels Gas-enthaltender Kontrastmittelpräparate,
die das steuerbare und vorübergehende
Wachstum der Gasphase in vivo nach der Verabreichung fördern, erreicht
und/oder verstärkt werden
kann. Daher können
solche Kontrastmittelpräparate
beispielsweise dazu verwendet werden, die steuerbare und vorübergehende
Retention der Gasphase, zum Beispiel in Form von Mikrobläschen, in
der Gewebemikrogefäßanordnung
zu fördern,
wobei die Konzentration an Gas in einem solchen Gewebe und demgemäß seine
Echogenität,
z. B. bezogen auf den Blutpool, verstärkt wird.
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Es
ist davon auszugehen, dass sich die Verwendung von Gas als ein deponierter
Perfusionstracer deutlich von existierenden Vorschlägen bezüglich intravenös verabreichbarer
Mikrobläschen-Ultraschallkontrastmittel
unterscheidet. Daher wird es allgemein für notwendig empfunden, das
Mikrobläschenwachstum
zu vermeiden, da dies, sofern nicht gesteuert, zu potentiell gefährlicher
Gewebeembolisation führen
kann. Demgemäß muss/müssen die verabreichte
Dosis eingeschränkt
und/oder Gasmischungen mit Zusammensetzungen, die so gewählt sind,
dass das Bläschenwachstum
in vivo durch Inhibierung des Hineindiffundierens von Blutgasen
in die Mikrobläschen
minimiert wird, verwendet werden (siehe z. B.
WO-A-9503835 und
WO-A-9516467 ).
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Gemäß der vorliegenden
Erfindung wird auf der anderen Seite ein Verfahren zum Erzeugen
verstärkter
Herzbilder bereitgestellt, worin eine Zusammensetzung, umfassend
eine dispergierte Gasphase, zusammen mit einer Zusammensetzung,
die mindestens eine Substanz umfasst, die ein Gas oder einen Dampfdruck
besitzt oder fähig
ist, dieses/diesen in vivo zu erzeugen, das/der ausreichend ist,
um ein steuerbares Wachstum der dispergierten Gasphase zu fördern durch
dort Hineindiffundieren von Molekülen aus Gas oder Dampf, das/der
von der Substanz, die hierin kurz als eine „diffundierbare Komponente" bezeichnet wird,
erhalten wird, verabreicht wird, obgleich davon auszugehen ist,
dass zusätzlich
oder alternativ andere Transportmechanismen als die Diffusion in
die Ausführung
der Erfindung involviert sein können,
wie hierin nachstehend ausführlicher
erörtert wird.
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Diese
gemeinsame Verabreichung einer eine dispergierte Gasphase-enthaltenden
Zusammensetzung und einer Zusammensetzung, die eine diffundierbare
Komponente mit einem geeigneten Grad an Flüchtigkeit umfasst, kann früheren Vorschlägen bezüglich der
Verabreichung flüchtiger Substanzen
allein, beispielsweise in Form von phasenverschobenen Kolloiden,
wie in
WO-A-9416739 beschrieben,
gegenübergestellt
werden. Daher ermöglichen
die Kontrastmittelpräparate
zur Verwendung in dem Verfahren der vorliegenden Erfindung die Steuerung
von Faktoren wie der Wahrscheinlichkeit und/oder Geschwindigkeit
des Wachstums des dispergierten Gases durch die Wahl geeigneter
Bestandteile der zusammen verabreichten Zusammensetzungen, wie nachstehend
ausführlicher
beschrieben, wohingegen die Verabreichung der zuvor genannten phasenverschobenen
Kolloide allein zur Erzeugung von Mikrobläschen führen kann, die ungesteuert
und ungleichmäßig wachsen,
möglicherweise zu
einem Ausmaß,
bei dem zumindest ein Teil der Mikrobläschen eine potentiell gefährliche
Embolisation beispielsweise der Myokardgefäßanordnung und des Gehirns
verursachen kann (siehe z. B. Schwarz, Advances in Echo-Contrast
[1994(3)], S. 48–49).
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Überdies
ist herausgefunden worden, dass die Verabreichung phasenverschobener
Kolloide allein nicht zu einer zuverlässigen oder konsistenten In-vivo-Verflüchtigung
der dispergierten Phase unter Erzeugung von Gas oder Dampfmikrobläschen führen kann.
Grayburn et al. schlagen in J. Am. Coll. Cardiol. 26(5)[1995], S.
1340–1347
vor, dass die Voraktivierung von Perfluorpentanemulsionen erforderlich
sein kann, um eine Myokardeintrübung
in Hunden bei effektiven Bildgebungsdosen, die gering genug sind,
um hämodynamische
Nebenwirkungen zu vermeiden, zu erreichen. Eine Aktivierungstechnik für solche
kolloiden Dispersionen, die das Anlegen hypobarer Kräfte daran
umfasst, wird in
WO-A-9640282 beschrieben;
typischerweise umfasst diese das teilweise Füllen einer Spritze mit der Emulsion
und das anschließende
kraftvolle Abziehen und dann Freisetzen des Kolbens der Spritze
zur Erzeugung einer vorübergehenden
Druckänderung,
die die Bildung von Gasmikrobläschen
in der Emulsion verursacht. Dies ist eine von Natur aus etwas beschwerliche
Technik, die keine konsistenten Aktivierungsgrade ergibt.
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In
US-A-5536489 wird
dargelegt, dass Emulsionen aus wasserunlöslichen gasbildenden Chemikalien
wie Perfluorpentan als Kontrastmittel für die ortsgerichtete Bildgebung
verwendet werden können,
wobei die Emulsionen nur eine signifikante Anzahl bildverstärkender
Gasmikrobläschen
beim Anlegen von Ultraschallenergie an die spezielle Stelle im Körper, die
abgebildet werden soll, erzeugen. Unsere eigene Forschung hat gezeigt,
dass Emulsionen aus flüchtigen
Verbindungen wie 2-Methylbutan
oder Perfluorpentan weder in vitro noch in vivo detektierbare Echoverstärkung ergeben,
wenn sie mit Energieniveaus ultraschallbehandelt werden, die ausreichen, um
unter Verwendung von Zweikomponenten-Kontrastmitteln gemäß der vorliegenden
Erfindung ausgeprägte
Kontrastwirkungen zu erhalten.
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Gemäß einem
Aspekt der Erfindung wird ein Verfahren zum Erzeugen verstärkter Herzbilder
eines menschlichen oder nicht-menschlichen tierischen Patienten
bereitgestellt, das die Schritte:
- i) Injizieren
eines physiologisch akzeptablen wässerigen Mediums mit darin
dispergiertem Gas in das Gefäßsystem
des Patienten;
- ii) vor, während
oder nach der Injektion des wässerigen
Mediums das Verabreichen einer Zusammensetzung, umfassend eine diffundierbare
Komponente, die in vivo in das dispergierte Gas diffundieren kann,
um so zumindest vorübergehend
seine Größe zu vergrößern und
- iii) das Erzeugen eines Ultraschallbildes von zumindest einem
Teil des Patienten umfasst.
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Dieses
Verfahren gemäß der Erfindung
kann vorteilhaft bei der Visualisierung der Gewebeperfusion in einem
Patienten verwendet werden, wobei der Anstieg der Größe des dispergierten
Gases dazu genutzt wird, eine Anreicherung oder vorübergehende Retention
von Gas in der Mikrogefäßanordnung
eines solchen Gewebes herbeizuführen,
wodurch seine Echogenität
verstärkt
wird.
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In
der Gasdispersion kann irgendein biokompatibles Gas vorliegen, wobei
der Ausdruck „Gas", wie hierin verwendet,
alle Substanzen (einschließlich Mischungen)
umfasst, die zumindest teilweise, z. B. im wesentlichen oder vollständig, in
gasförmiger
(einschließlich
Dampf-) Form bei der normalen menschlichen Körpertemperatur von 37°C vorliegen.
Das Gas kann daher zum Beispiel Luft; Stickstoff; Sauerstoff; Kohlendioxid;
Wasserstoff; ein inertes Gas, wie Helium, Argon, Xenon oder Krypton;
ein Schwefelfluorid, wie Schwefelhexafluorid, Dischwefeldecafluorid oder
Trifluormethylschwefelpentafluorid; Selenhexafluorid; ein gegebenenfalls
halogeniertes Si-Ian,
wie Methylsilan oder Dimethylsilan; einen Kohlenwasserstoff niedrigen
Molekulargewichts (z. B. enthaltend bis zu 7 Kohlenstoffatome),
zum Beispiel ein Alkan wie Methan, Ethan, ein Propan, ein Butan
oder ein Pentan, ein Cycloalkan wie Cyclopropan, Cyclobutan oder
Cyclopentan, ein Alken wie Ethylen, Propen, Propadien oder ein Buten
oder ein Alkin wie Acetylen oder Propin; einen Ether wie Dimethylether;
ein Keton; einen Ester; einen halogenierten Kohlenwasserstoff mit
niedrigem Molekulargewicht (z. B. enthaltend bis zu 7 Kohlenstoffatome)
oder eine Mischung von beliebigen der vorstehenden umfassen. Vorteilhafterweise
sind zumindest einige der Halogenatome in halogenierten Gasen Fluoratome;
daher können biokompatible
halogenierte Kohlenwasserstoffgase beispielsweise aus Bromchlordifluormethan,
Chlordifluormethan, Dichlordifluormethan, Bromtrifluormethan, Chlortrifluormethan, Chlorpentafluorethan,
Dichlortetrafluorethan, Chlortrifluorethylen, Fluorethylen, Ethylfluorid,
1,1-Difluorethan und Perfluorkohlenstoffen ausgewählt sein.
Repräsentative
Perfluorkohlenstoffe umfassen Perfluoralkane wie Perfluormethan,
Perfluorethan, Perfluorpropane, Perfluorbutane (z. B. Perfluor-n-butan,
gegebenenfalls in Beimischung mit anderen Isomeren wie Perfluor-iso-butan),
Perfluorpentane, Perfluorhexane oder Perfluorheptane; Perfluoralkene
wie Perfluorpropen, Perfluorbutene (z. B. Perfluorbut-2-en), Perfluorbutadien, Perfluorpentene
(z. B. Perfluorpent-1-en) oder Perfluor-4-methylpent-2-en; Perfluoralkine
wie Perfluorbut-2-in; und Perfluorcycloalkane wie Perfluorcyclobutan,
Perfluormethylcyclobutan, Perfluordimethylcyclobutane, Perfluortrimethyl-cyclobutane,
Perfluorcyclopentan, Perfluormethylcyclopentan, Perfluordimethylcyclopentane,
Perfluorcyclohexan, Perfluormethylcyclohexan oder Perfluorcycloheptan.
Andere halogenierte Gase umfassen Methylchlorid, fluorierte (z.
B. perfluorierte) Ketone wie Perfluoraceton und fluorierte (z. B.
perfluorierte) Ether wie Perfluordiethylether. Die Verwendung perfluorierter
Gase, zum Beispiel Schwefelhexafluorid und Perfluorkohlenstoffe
wie Perfluorpropan, Perfluorbutane, Perfluorpentane und Perfluorhexane,
kann aus Sicht der anerkannt hohen Stabilität im Blutstrom von Mikrobläschen, die solche
Gase enthalten, besonders vorteilhaft sein. Andere Gase mit physiko-chemischen
Merkmalen, durch die sie überaus
stabile Mikrobläschen
im Blutstrom bilden, können
ebenso von Nutzen sein.
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Das
dispergierte Gas kann in irgendeiner bequemen Form beispielsweise
unter Verwendung irgendeiner geeigneten Gas-enthaltenden Ultraschallkontrastmittelformulierung
als Gas-enthaltende Zusammensetzung verabreicht werden. Repräsentative Beispiele
für solche
Formulierungen umfassen Mikrobläschen
aus Gas, stabilisiert (z. B. zumindest teilweise eingekapselt) durch
eine Koaleszenz-resistente Oberflächenmembran (zum Beispiel Gelatine,
wie beispielsweise in
WO-A-8002365 beschrieben),
ein filmbildendes Protein (zum Beispiel ein Albumin wie humanes
Serumalbumin, wie in
US-A-4718433 ,
US-A-4774958 ,
US-A-4844882 ,
EP-A-0359246 ,
WO-A-9112823 ,
WO-A-9205806 ,
WO-A-9217213 ,
WO-A-9406477 oder
WO-A-9501187 beschrieben), ein Polymermaterial
(zum Beispiel ein synthetisches biologisch abbaubares Polymer, wie
in
EP-A-0398935 beschrieben,
eine elastische synthetische Grenzflächenpolymermembran, wie in
EP-A-0458745 beschrieben,
einen mikropartikulären biologisch
abbaubaren Polyaldehyd, wie in
EP-A-0441468 beschrieben, ein mikropartikuläres N-Dicarbonsäurederivat
einer Polyaminosäure – po lycyclisches
Imid, wie in
EP-A-0458079 beschrieben, oder
ein biologisch abbaubares Polymer, wie in
WO-A-9317718 oder
WO-A-9607434 beschrieben), ein
nicht-polymeres
und nicht-polymerisierbares Wand-bildendes Material (wie beispielsweise
in
WO-A-9521631 beschrieben)
oder ein oberflächenaktives
Mittel (zum Beispiel ein oberflächenaktives Mittel
auf der Basis eines Polyoxyethylen-Polyoxypropylen-Blockcopolymers wie
Pluronic, ein polymeres oberflächenaktives
Mittel, wie in
WO-B-9506518 beschrieben,
oder ein filmbildendes oberflächenaktives
Mittel wie ein Phospholipid, wie beispielsweise in
WO-A-9211873 ,
WO-A-9217212 ,
WO-A-9222247 ,
WO-A-9428780 ,
WO-A-9503835 oder
WO-A-9729783 beschrieben).
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Andere
verwendbare Gas-enthaltende Kontrastmittelformulierungen umfassen
Gasenthaltende Feststoffsysteme, zum Beispiel Mikropartikel (insbesondere
Aggregate von Mikropartikeln), in denen Gas enthalten oder anderweitig
damit assoziiert ist (zum Beispiel adsorbiert auf der Oberfläche und/oder enthalten
in Hohlräumen,
Höhlen
oder Poren, wie beispielsweise in
EP-A-0122624 ,
EP-A-0123235 ,
EP-A-0365467 ,
WO-A-9221382 ,
WO-A-9300930 ,
WO-A-9313802 ,
WO-A-9313808 oder
WO-A-9313809 beschrieben).
Es wird erkennbar sein, dass die Echogenität solcher mikropartikulären Kontrastmittel
direkt von dem enthaltenen/assoziierten Gas und/oder von Gas (z.
B. Mikrobläschen),
das aus dem Feststoffmaterial (beispielsweise bei der Auflösung der
mikropartikulären
Struktur) freigesetzt wurde, abgeleitet werden kann.
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Gasmikrobläschen und
andere Gas-enthaltende Materialien wie Mikropartikel haben bevorzugt eine
anfängliche
durchschnittliche Größe, die
10 μm nicht übersteigt
(z. B. von 7 μm
oder weniger), damit sie nach der Verabreichung, z. B. durch intravenöse Injektion,
frei durch das Lungensystem fließen können. Es können jedoch auch größere Mikrobläschen eingesetzt
werden, wenn diese beispielsweise eine Mischung aus einem oder mehreren
relativ blutlöslichen
oder anderweitig diffundierbaren Gasen wie Luft, Sauerstoff, Stickstoff
oder Kohlendioxid mit einem oder mehreren im wesentlichen unlöslichen
und nicht-diffundierbaren Gasen wie Perfluorkohlenstoffen enthalten.
Das Hinausdiffundieren des löslichen/diffundierbaren
Gasgehalts nach der Verabreichung wird dazu führen, dass die Mikrobläschen schnell
auf eine Größe schrumpfen,
die durch die Menge an vorhandenem unlöslichem/nicht- diffundierbarem Gas
bestimmt wird, und die so gewählt wird,
dass die resultierenden Mikrobläschen
durch die Lungenkapillaren des Lungensystems fließen können.
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Da
das gemäß der Erfindung
verabreichte dispergierte Gas durch die Interaktion mit der diffundierbaren
Komponente in vivo wachsen kann, kann die minimale Größe der Mikrobläschen, Feststoff-assoziiertem
Gas usw., wie verabreicht, wesentlich kleiner sein als die Größe, die üblicherweise
zur Bereitstellung einer signifikanten Interaktion mit Ultraschall für notwendig
erachtet wird (typischerweise ca. 1–5 μm bei herkömmlich eingesetzten Bildgebungsfrequenzen);
die dispergierten Gaskomponenten können daher Größen von
beispielsweise nur 1 nm oder darunter haben. Die Erfindung kann
demgemäß die Verwendung
Gas-enthaltender Zusammensetzungen, die bisher zur Verwendung als
Ultraschallkontrastmittel vorgeschlagen worden sind, beispielsweise
aufgrund der geringen Größe der dispergierten Gaskomponente,
ermöglichen.
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Beim
Einsatz Phospholipid-enthaltender Zusammensetzungen gemäß der Erfindung,
z. B. in Form Phospholipid-stabilisierter Gasmikrobläschen, umfassen
repräsentative
Beispiele für
verwendbare Phospholipide Lecithine (d. h., Phosphatidylcholine), zum
Beispiel natürliche
Lecithine wie Eigelblecithin oder Sojabohnenlecithin, halbsynthetische
(z. B. teilweise oder vollständig
hydrierte) Lecithine und synthetische Lecithine wie Dimyristoylphosphatidylcholin,
Dipalmitoylphosphatidylcholin oder Distearoylphosphatidylcholin;
Phosphatidinsäuren;
Phosphatidylethanolamine; Phosphatidylserine; Phosphatidylglycerole;
Phosphatidylinositole; Cardiolipine; Sphingomyeline; fluorierte
Analoga von beliebigen der vorstehenden; Mischungen von beliebigen
der vorstehenden und Mischungen mit anderen Lipiden wie Cholesterol.
Die Verwendung von Phospholipiden, die vorwiegend (z. B. mindestens
75%) Moleküle
umfassen, die jeweils eine Nettogesamtladung, z. B. eine negative
Ladung, tragen, wie beispielsweise in natürlich vorkommenden (z. B. abgeleitet
von Sojabohnen oder Eigelb), halbsynthetischen (z. B. teilweise
oder vollständig
hydrierten) und synthetischen Phosphatidylserinen, Phosphatidylglycerolen,
Phosphatidylinositolen, Phosphatidinsäuren und/oder Cardiolipinen,
wie beispielsweise in
WO-A-9729783 beschrieben,
ist besonders von Vorteil.
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Repräsentative
Beispiele für
Gas-enthaltende mikropartikuläre
Materialien, die gemäß der Erfindung
verwendbar sind, umfassen Kohlenhydrate (zum Beispiel Hexosen wie
Glucose, Fructose oder Galactose; Disaccharide wie Saccharose, Lactose oder
Maltose; Pentosen wie Arabinose, Xylose oder Ribose; α-, β- und γ-Cyclodextrine; Polysaccharide wie
Stärke,
Hydroxyethylstärke,
Amylose, Amylopectin, Glycogen, Inulin, Pulullan, Dextran, Carboxymethyldextran,
Dextranphosphat, Ketodextran, Aminoethyldextran, Alginate, Chitin,
Chitosan, Hyaluronsäure
oder Heparin und Zuckeralkohole, einschließlich Alditole wie Mannitol
oder Sorbitol), anorganische Salze (z. B. Natriumchlorid), organische
Salze (z. B. Natriumcitrat, Natriumacetat oder Natriumtartrat), Röntgenstrahlen-Kontrastmittel
(z. B. irgendeines der kommerziell erhältlichen Carbonsäure- und nicht-ionischen
Amid-Kontrastmittel, die typischerweise mindestens eine 2,4,6-Triiodphenylgruppe
mit Substituenten wie Carboxyl, Carbamoyl, N-Alkylcarbamoyl, N-Hydroxyalkylcarbamoyl,
Acylamino, N-Alkylacylamino
oder Acylaminomethyl an der 3- und/oder 5-Stellung enthalten, wie
in Metrizoesäure, Diatrizoesäure, Iotalaminsäure, Ioxaglinsäure, Iohexol,
Iopentol, Iopamidol, Iodixanol, Iopromid, Metrizamid, Iodipamid,
Megluminiodipamid, Megluminacetrizoat und Meglumindiatrizoat) und
Polypeptide und Proteine (z. B. Gelatine oder Albumin wie humanes Serumalbumin).
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Andere
Gas-enthaltende Materialien, die gemäß der Erfindung verwendbar
sind, umfassen Gas-enthaltendes Material, stabilisiert durch Metalle (wie
beispielsweise in
US-A-3674461 oder
US-A-3528809 beschrieben),
Gas-enthaltendes Material, stabilisiert durch synthetische Polymere
(wie beispielsweise in
US-A-3975194 oder
von Farnand in Powder Technology 22 [1979], S. 11–16 beschrieben),
kommerziell erhältliche
Mikrokügelchen
vom Typ Expancel
®, z. B. Expancel 551 DE
(siehe z. B. Eur. Flask. Neves 9(5)[1982], S. 39, Nonwovens Industry
[1981], S. 21 und Mat. Plast. Elast. 10 [1980], S. 468), kommerziell
erhältliche
Mikrokügelchen
vom Typ Ropaque
® (siehe
z. B. J. Coatings Technol. 55(707)[1983], S. 79), mikro- und nano-große Gas-enthaltende
Strukturen wie Zeolithe, anorganische oder organische Aerogele,
nano-große
Hohlraum-enthaltende chemische Strukturen wie Fullerene, Klathrate
oder Nanoröhrchen
(wie beispielsweise von G. E. Gadd in Science 277 (5328)[1997],
S. 933–936
beschrieben), und durch natürliche
oberflächenaktive
Mittel stabilisierte Mikrobläschendispersionen
(wie beispielsweise von d'Arrigo
in „Stable Gas-in-Liquid
Emulsions, Studies in physical and theoretical chemistry” 40 – Elsevier,
Amsterdam [1986] beschrieben).
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Gemäß der Erfindung
kann ein breiter Bereich diffundierbarer Komponenten verwendet werden,
einschließlich
Gase/Dämpfe,
flüchtige
Flüssigkeiten,
flüchtige
Feststoffe und Präkursoren,
die beispielsweise nach der Verabreichung Gas erzeugen können, wobei
die Grundvoraussetzung ist, dass die Komponente in vivo ausreichend
Gas- oder Dampfdruck besitzen sollte oder erzeugen kann (z. B. mindestens
10 Torr), damit sie das Hineindiffundieren von Gas oder Dampfmolekülen in das
dispergierte Gas fördern
kann. Es wird erkennbar sein, dass gemäß der Erfindung nach Bedarf
Mischungen aus zwei oder mehr diffundierbaren Komponenten eingesetzt
werden können;
Verweise hierein auf „die
diffundierbare Komponente" sind
dahingehend zu interpretieren, dass solche Mischungen eingeschlossen sind.
Dem ähnlich
sollen Verweise auf die Verabreichung einer diffundierbaren Komponente
die Verabreichung von zwei oder mehr dieser Komponenten, entweder
als Mischungen oder als mehrfache Verabreichungen, umfassen.
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Die
Zusammensetzung, die die diffundierbare Komponente umfasst, kann
irgendeine geeignete Form annehmen und kann durch irgendein geeignetes
Verfahren verabreicht werden, wobei der Verabreichungsweg zum Teil
von dem Bereich des Patienten abhängig ist, der untersucht werden
soll. So kann beispielsweise die orale Verabreichung einer geeigneten
Zusammensetzung, die eine diffundierbare Komponente umfasst, besonders
nützlich
sein, wenn die vorübergehende
Retention von Gas im Gewebe der Magen-Darm-Wand gefördert werden
soll. In repräsentativen
Ausführungsformen
solcher Anwendungen kann die Gasdispersion intravenös in Dosen, die
denen ähneln,
die bei der Echokardiographie verwendet werden, injiziert werden,
und die diffundierbare Komponente kann als eine oral verabreichbare Emulsion,
z. B. eine Perfluorkohlenstoff-in-Wasser-Emulsion, formuliert werden,
wie hierin nachstehend ausführlich
beschrieben, zum Beispiel in einer Dosis von 0,2–1,0 μl Perfluorkohlenstoff/kg. Nach
der Verabreichung und Verteilung der beiden Zusammensetzungen kann
das Wachstum der Gasdispersion im Kapillarblutpool in der Magen- oder Darmwand den
Konturkontrast aus diesen Regionen verstärken. Es wird zu erkennen sein,
dass die umgekehrte Kombination einer oral verabreichbaren Gasdispersion und
intravenös
injizierbaren diffundierbaren Komponente bei der Bereitstel lung
eines Konturkontrasts von der Innenwand oder Mukosa des Magen-Darm-Systems von Nutzen
sein kann.
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Es
kann von Vorteil sein, wenn solche Zusammensetzungen oral verabreichbarer
Gasdispersionen oder diffundierbarer Komponenten zur Einführung chemischer
Gruppen oder Substanzen, die die Adhäsion an die Wand des Magen-Darm-Traktes
fördern,
zum Beispiel durch Beimischung mit der Zusammensetzung oder durch
Anlagerung an eine Komponente davon, z. B. ein oberflächenaktives
Mittel oder eine andere stabilisierende Komponente, verwendet werden,
da dies das Wachstum der dispergierten Gasphase stimuliert, indem
der Kontakt mit der diffundierbaren Komponente verstärkt wird. Beispiele
für solche
die Adhäsion
fördernden
Gruppen/Substanzen sind zuvor beispielsweise in bezug auf Magen-Darm-Röntgen-Kontrastmittel beschrieben
worden und umfassen Acrylester, wie in
WO-A-9722365 beschrieben,
Iodphenolsulfonatester, wie in
US-A-5468466 beschrieben, und iodierte Phenylester,
wie in
US-A-5260049 beschrieben.
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Die
Inhalation geeignet flüchtiger
diffundierbarer Komponenten kann beispielsweise zur Förderung
des Wachstums der verabreichten Gasdispersion, unmittelbar nachdem
sie durch die Lungenkapillaren geflossen ist, verwendet werden,
so dass beispielsweise das Gas dann vorübergehend in den Kapillaren
des Myokards zurückgehalten
wird. In solchen Ausführungsformen
kann das Wachstum des dispergierten Gases durch eine Erhöhung des
Lungendrucks der diffundierbaren Komponente, z. B. durch einen Überschuss
von bis zu 0,5 bar, zum Beispiel durch die Verwendung eines Atemgeräts oder indem
der Patient gegen einen Widerstand ausatmet, weiter gesteigert werden.
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Die
intramuskuläre
oder subkutane Injektion geeignet formulierter Zusammensetzungen
diffundierbarer Komponenten, die beispielsweise eine physiologisch
akzeptable Trägerflüssigkeit
beinhaltet, kann vorteilhaft zum Beispiel eingesetzt werden, wenn
speziell die Wirkung der Komponente auf einen bestimmten Zielbereich
des Patienten eingeschränkt werden
soll. Ein Beispiel für
eine Zusammensetzung zur subkutanen Injektion umfasst Nanopartikel
wie sie für
die Lymphangiographie verwendet werden. Die subkutan injizierte
diffundierbare Komponente kann von dem Lymphsystem aufgenommen werden, wo
sie das Wachstum einer intravenös
injizier ten Gasdispersion herbeiführt, wodurch die Bildgebung der
Lymphknoten erleichtert wird. Die umgekehrte Kombination einer subkutan
injizierten Gasdispersion und einer intravenös injizierten diffundierbaren Komponente
kann ähnlich
eingesetzt werden.
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Die
intravenöse
Injektion geeignet formulierter Zusammensetzungen der diffundierbaren
Komponente, die beispielsweise eine physiologisch akzeptable Trägerflüssigkeit
beinhaltet, ermöglicht
eine bemerkenswerte Vielseitigkeit im Betrieb der Erfindung, da,
wie nachstehend ausführlich
erörtert
wird, die Bestandteile der Zusammensetzungen der Gasdispersion und
der diffundierbaren Komponente so gewählt werden können, dass
Parameter wie der Beginn und die Geschwindigkeit des Wachstums des
dispergierten Gases und somit der Teile des Körpers, in denen die Gewebeechogenität durch
eine vorübergehende Retention
von Gas, zum Beispiel in der Mikrogefäßanordnung, verstärkt werden
kann, gesteuert werden.
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Geeignete
topische Formulierungen können kutan
angewendet werden, um so die transkutane Absorption der diffundierbaren
Komponente zu fördern.
Eine solche Verabreichung kann bei der Bildgebung und/oder Therapie
der Haut, Subkutis und benachbarter Regionen und Organe, zum Beispiel
beim Targeting des peripheren Kreislaufes der Körperextremitäten, wie
der Beine, Anwendung finden.
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Diffundierbare
Komponenten zur oralen Verabreichung oder durch Injektion können zum
Beispiel als Lösungen
in oder Mischungen mit Wasser und/oder einem oder mehreren wassermischbaren und
physiologisch akzeptablen organischen Lösungsmittel(n), wie Ethanol,
Glycerol oder Polyethylenglycol; Dispersionen in einem wässerigen
Medium, zum Beispiel als die Ölphase
oder ein Bestandteil der Ölphase
einer Öl-in-Wasser-Emulsion;
Mikroemulsionen, d. h. Systeme, in denen die Substanz effektiv im
hydrophoben Inneren oberflächenaktiver
Mizellen in einem wässerigen
Medium gelöst
ist; oder in Verbindung mit Mikropartikeln oder Nanopartikeln, dispergiert
in einer geeigneten Trägerflüssigkeit,
die beispielsweise auf den Oberflächen von Mikropartikeln oder
Nanopartikeln adsorbiert und/oder in Hohlräumen, Höhlen oder Poren von Mikropartikeln
oder Nanopartikeln enthalten oder in Mikrokapseln eingekapselt ist,
formuliert werden.
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Soll
eine diffundierbare Komponente als eine Lösung verabreicht werden, wird
der daraus in vivo stammende Partialdruck von der Konzentration
der Komponente, z. B. im Blutstrom, und dem entsprechenden Druck
des reinen Komponentenmaterials, beispielsweise gemäß dem Raoult'schen-Gesetz in einem
System, das Idealzustand erreicht, abhängen. Wenn die Komponente daher über eine
geringe Wasserlöslichkeit
verfügt,
sollte sie in reiner Form bei normaler Körpertemperatur wünschenswerterweise
einen ausreichenden Dampfdruck, z. B. mindestens 50 Torr, bevorzugt
mindestens 100 Torr, aufweisen. Beispiele für relativ wasserunlösliche Komponenten
mit hohen Dampfdrücken
umfassen Gase wie die, die vorstehend als mögliche Mikrobläschengase
aufgelistet wurden.
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Repräsentative
Beispiele für
stärker
wasserlösliche/wassermischbare
diffundierbare Komponenten, die folglich niedrigere Dampfdrücke bei
Körpertemperatur
zeigen, umfassen aliphatische Ether wie Ethylmethylether oder Methylpropylether;
aliphatische Ester wie Methylacetat, Methylformiat oder Ethylformiat;
aliphatische Ketone wie Aceton; aliphatische Amide wie N,N-Dimethylformamid
oder N,N-Dimethylacetamid
und aliphatische Nitrile wie Acetonitril.
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Bevorzugt
wird jedoch eine im wesentlichen mit Wasser nicht mischbare diffundierbare
Komponente, formuliert als eine Emulsion (d. h., eine stabilisierte
Suspension) in einem geeigneten wässerigen Medium, eingesetzt,
da in solchen Systemen der Dampfdruck in der wässerigen Phase der diffundierbaren
Komponente im wesentlichen dem des reinen Komponentenmaterials selbst
in stark verdünnten Emulsionen
gleichen wird. In solchen Ausführungsformen
kann die diffundierbare Komponente zum Beispiel als ein Teil einer
gesetzlich geschützten pharmazeutischen
Emulsion, wie Intralipid® (Pharmacia), formuliert
werden.
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Die
diffundierbare Komponente ist in solchen Emulsionen bei der Verarbeitungs-
und Lagertemperatur, die zum Beispiel nur –10°C sein kann, wenn die wässerige
Phase ein geeignetes Frostschutzmaterial enthält, vorteilhafterweise eine
Flüssigkeit,
während sie
bei Körpertemperatur
ein Gas ist oder einen wesentlichen Dampfdruck zeigt. Geeignete
Verbindungen können
beispielsweise aus den verschiedenen Listen emulgierbarer niedrigsiedender
Flüssigkeiten, die
in der vorstehend genannten
WO-A-9416379 ,
deren Inhalte hierin durch Verweis aufgenommen sind, angegeben sind, ausgewählt werden.
Spezielle Beispiele emulgierbarer diffundierbarer Komponenten umfassen
aliphatische Ether wie Diethylether; polycyclische Öle oder
Alkohole wie Menthol, Kampher oder Eucalyptol; heterocyclische Verbindungen
wie Furan oder Dioxan; aliphatische Kohlenwasserstoffe, die gesättigt oder
ungesättigt
und geradkettig oder verzweigt sein können, wie beispielsweise in
n-Butan, n-Pentan, 2-Methylpropan,
2-Methylbutan, 2,2-Dimethylpropan, 2,2-Dimethylbutan, 2,3-Dimethylbutan,
1-Buten, 2-Buten, 2-Methylpropen, 1,2-Butadien, 1,3-Butadien, 2-Methyl-1-buten, 2-Methyl-2-buten,
Isopren, 1-Penten, 1,3-Pentadien, 1,4-Pentadien, Butenin, 1-Butin,
2-Butin oder 1,3-Butadiin; cycloaliphatische Kohlenwasserstoffe
wie Cyclobutan, Cyclobuten, Methylcyclopropan oder Cyclopentan;
und halogenierte Kohlenwasserstoffe niederen Molekulargewichts (die
beispielsweise bis zu 7 Kohlenstoffatome enthalten). Repräsentative
halogenierte Kohlenwasserstoffe umfassen Dichlormethan, Methylbromid,
1,2-Dichlorethylen, 1,1-Dichlorethan, 1-Bromethylen, 1-Chlorethylen, Ethylbromid,
Ethylchlorid, 1-Chlorpropen, 3-Chlorpropen, 1-Chlorpropan, 2-Chlorpropan und t-Butylchlorid.
Vorteilhafterweise sind zumindest einige der Halogenatome Fluoratome,
wie beispielsweise in Dichlorfluormethan, Trichlorfluormethan, 1,2-Dichlor-1,2-difluorethan, 1,2-Dichlor-1,1,2,2-tetrafluorethan,
1,1,2-Trichlor-1,2,2-trifluorethan, 2-Brom-2-chlor-1,1,1-trifluorethan,
2-Chlor-1,1,2-trifluorethyldifluormethylether,
1-Chlor-2,2,2-trifluorethyldifluormethylether, teilweise fluorierten
Alkanen (z. B. Pentafluorpropanen wie 1H,1H,3H-Pentafluorpropan,
Hexafluorbutanen, Nonafluorbutanen wie 2H-Nonafluor-t-butan und
Decafluorpentanen wie 2H,3H-Decafluorpentan), teilweise fluorierten
Alkenen (z. B. Heptafluorpentenen wie 1H,1H,2H-Heptafluorpent-1-en
und Nonafluorhexenen wie 1H,1H,2H-Nonafluorhex-1-en), fluorierten Ethern
(z. B. 2,2,3,3,3-Pentafluorpropylmethylether oder 2,2,3,3,3-Pentafluorpropyldifluormethylether), und
stärker
bevorzugt Perfluorkohlenstoffe. Beispiele für Perfluorkohlenstoffe umfassen
Perfluoralkane wie Perfluorbutane, Perfluorpentane, Perfluorhexane
(z. B. Perfluor-2-methylpentan), Perfluorheptane, Perfluoroctane,
Perfluornonane und Perfluordecane; Perfluorcycloalkane wie Perfluorcyclobutan,
Perfluordimethyl-cyclobutane, Perfluorcyclopentan und Perfluormethylcyclopentan;
Perfluoralkene wie Perfluorbutene (z. B. Perfluorbut-2-en oder Perfluorbuta-1,3-dien),
Perfluorpentene (z. B. Perfluorpent-1-en) und Perfluorhexene (z.
B. Perfluor-2-methylpent-2-en oder Perfluor-4-methylpent-2-en);
Perfluorcycloalkene wie Perfluorcyclopenten oder Perfluorcyclopentadien;
und perfluorierte Alkohole wie Perfluor-t-butanol.
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Solche
Emulsionen können
auch mindestens ein oberflächenaktives
Mittel enthalten, um die Dispersion zu stabilisieren; dieses kann
dasselbe oder ein anderes oberflächenaktives
Mittel als das zur Stabilisierung der Gasdispersion verwendete sein.
Die Beschaffenheit eines solchen oberflächenaktiven Mittels kann Faktoren
wie die Geschwindigkeit des Wachstums der dispergierten Gasphase
signifikant beeinflussen. Im allgemeinen kann ein breiter Bereich
oberflächenaktiver
Mittel verwendet werden, beispielsweise ausgewählt aus den umfassenden Listen,
die in
EP-A-0727225 angegeben
sind, dessen Inhalte hierin durch Verweis aufgenommen sind. Repräsentative
Beispiele verwendbarer oberflächenaktiver
Mittel umfassen Fettsäuren
(z. B. geradkettige gesättigte
oder ungesättigte
Fettsäuren,
die beispielsweise 10–20
Kohlenstoffatome enthalten) und Kohlenhydrat- und Triglyceridester
davon, Phospholipide (z. B. Lecithin), Fluor-enthaltende Phospholipide,
Proteine (z. B. Albumine wie humanes Serumalbumin), Polyethylenglycole
und oberflächenaktive Mittel
auf der Basis von Blockcopolymeren (z. B. Polyoxyethylen-Polyoxypropylen-Blockcopolymeren wie
Pluronics, gestreckte Polymere wie Acyloxyacylpolyethylenglycole,
zum Beispiel Polyethylenglycolmethylether-16-hexadecanoyloxyhexadecanoat,
worin zum Beispiel die Polyethylenglycoleinheit ein Molekulargewicht
von 2300, 5000 oder 10000 hat) und Fluor-enthaltende oberflächenaktive
Mittel (wie beispielsweise unter den Markennamen Zonyl und Fluorad
vermarktet oder wie in
WO-A-9639197 ,
dessen Inhalte hierin durch Verweis aufgenommen sind, beschrieben).
Besonders nützliche
oberflächenaktive Mittel
umfassen Phospholipide, die Moleküle mit einer negativen Nettogesamtladung
umfassen, wie natürlich
vorkommende (wie beispielsweise von Sojabohnen oder Eigelb abgeleitet),
halbsynthetische (z. B. teilweise oder vollständig hydriert) und synthetische
Phosphatidylserine, Phosphatidylglycerole, Phosphatidylinositole,
Phosphatidinsäuren
und/oder Cardiolipine.
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Die
Tröpfchengröße der dispergierten
diffundierbaren Komponente in Emulsionen, die zur intravenösen Injektion
vorgesehen sind, sollte bevorzugt kleiner als 10 μm, z. B.
kleiner als 7 μm,
und größer als
0,1 μm sein,
um so den ungehinderten Durchfluss durch das Lungensystem zu erleichtern.
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Wie
erwähnt,
können
auch mit Wasser nicht mischbare diffundierbare Komponenten als Mikroemulsionen
formuliert werden. Solche Systeme sind aufgrund ihrer thermodynamischen
Stabilität
und aufgrund der Tatsache, dass die diffundierbare Kompo nente in
der Praxis nicht einheitlich durch die wässerige Phase verteilt ist,
von Vorteil; die Mikroemulsionen erscheinen daher als Lösungen,
können,
was den Partialdruck der dispergierten Phase angeht, jedoch die
Eigenschaften von Emulsionen zeigen.
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Gaspräkursoren,
die verwendet werden können,
umfassen alle biokompatiblen Komponenten, die in vivo zur Gaserzeugung
fähig sind,
das heißt, bei
Körpertemperatur
und physiologischem pH. Repräsentative
Beispiele umfassen anorganische und organische Carbonate und Bicarbonate
und Stickstoff-erzeugende Substanzen wie Pyrazoline, Pyrazole, Triazoline,
Diazoketone, Diazoniumsalze, Tetrazole und Azide. Es ist davon auszugehen,
dass in solchen Systemen das schließlich erzeugte Gas die tatsächliche
diffundierbare Komponente ist.
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Um
die maximale Verflüchtigung
der diffundierbaren Komponente nach der Verabreichung sicher zu
stellen und das Wachstum des dispergierten Gases zu verstärken, was
beides endotherme Verfahren sind, kann es von Vorteil sein, die
Temperatur der Lösung
oder Suspension der diffundierbaren Komponente und/oder der Gasdispersion
vor der Verabreichung zu manipulieren und/oder exotherm reaktive
Bestandteile einzuführen;
die Verwendung solcher Bestandteile, die unter dem Einfluss von
Ultraschallstrahlung exotherm reagieren, kann besonders vorteilhaft
sein.
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Das
Wachstum der dispergierten Gasphase in vivo kann zum Beispiel mit
der Ausdehnung eines Einkapselungsmaterials (wenn dies über ausreichende
Flexibilität
verfügt)
und/oder mit der Absonderung überschüssigen oberflächenaktiven
Mittels aus dem verabreichten Material in die wachsenden Gas-Flüssigkeit-Grenzflächen verbunden
sein. Es ist jedoch auch möglich,
dass das Dehnen des Einkapselungsmaterials und/oder die Interaktion
des Materials mit Ultraschall seine Porosität deutlich erhöht. Während bisher
angenommen wurde, dass eine solche Spaltung des Einkapselungsmaterials
durch Hinausdiffusion und Auflösung
des dabei ausgesetzten Gases in vielen Fällen zu einem rapiden Verlust
der Echogenität
führt,
haben wir herausgefunden, dass unter Verwendung von Kontrastmittelpräparaten
gemäß der vorliegenden
Erfindung das ausgesetzte Gas weitgehend Stabilität zeigt.
Ohne sich an theoretische Berechnungen binden zu wollen, glauben
wir, dass das ausgesetzte Gas, z. B. in Form freigesetzter Mikrobläschen durch
die übersättigte Umgebung, erzeugt durch
die diffundierbare Komponente, die einen Innendruckgradienten liefert,
der der Hinausdiffusionsneigung des Mikrobläschengases entgegenwirkt, beispielsweise
gegen das Zusammenfallen der Mikrobläschen stabilisiert werden kann.
Durch die freigelegte Gasoberfläche
kann das Kontrastmittelpräparat
aufgrund des wesentlichen Fehlens von Einkapselungsmaterial außergewöhnlich günstige Akustikeigenschaften
zeigen, wie durch hohe Rückstreuung
und niedrige Energieabsorption zu erkennen (ausgedrückt z. B.
durch hohe Verhältnisse
von Rückstreuung:Dämpfung);
diese echogene Wirkung kann für
einen signifikanten Zeitraum andauern, selbst während der Fortführung der
Ultraschallbestrahlung.
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Die
Stabilisierungswirkung der gemeinsam verabreichten diffundierbaren
Komponente kann daher überaus
vorteilhaft zur Verstärkung
sowohl der Dauer als auch des Ausmaßes der Echogenität existierender
Gas-enthaltender Kontrastmittelformulierungen in Fällen, wo
diese Parameter ungenügend sind,
wenn die Kontrastmittelzusammensetzung allein verabreicht wird,
verwendet werden. So ist beispielsweise die Dauer der Wirkung Albumin-basierender
Kontrastmittel durch den Zusammenfall des Albumin-Einkapselungsmaterials,
entweder im Ergebnis systolischer Druckveränderungen im Herz- oder Venensystem
oder als Folge der Ultraschallbestrahlung, oftmals stark eingeschränkt, kann
jedoch durch die gleichzeitige Verabreichung mit einer diffundierbaren
Komponente gemäß der vorliegenden Erfindung
deutlich verstärkt
werden.
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In
einer repräsentativen
Ausführungsform des
Verfahrens der Erfindung werden eine Zusammensetzung, umfassend
eine Gasdispersion, und eine Zusammensetzung, umfassend eine Suspension
der diffundierbaren Komponente so ausgewählt, dass mindestens ein Teil
des dispergierten Gases durch die Lungen fließt und dann nach dem Fließen aus
den Lungen durch Hineindiffundieren der diffundierbaren Komponente
schnell wächst,
so dass es vorübergehend
im Myokard zurückgehalten
wird und dabei die Ultraschallvisualisierung einer Myokardperfusion
ermöglicht.
Wenn die Konzentration an flüchtiger
diffundierbarer Komponente im Blutstrom abfällt, beispielsweise wenn die
Komponente, zum Beispiel durch Entfernung durch die Lungen und Ausatmen durch
den Patienten, durch Metabolismus oder Wiederverteilung in anderen
Geweben aus dem Blut geklärt
wird, wird die diffundierbare Komponente typischerweise aus dem
dispergierten Gas ausdiffundieren, das folglich auf seine anfängliche
kleinere Größe schrumpfen
wird und schließlich
wieder frei im Blutstrom fließt,
wobei es typischerweise durch das retikuloendotheliale System daraus
entfernt wird. Dieses Muster einer vorübergehenden wesentlichen Erhöhung der
Echogenität,
gefolgt vom Verschwinden einer Kontrastwirkung, unterscheidet sich
merklich von jeglichen echogenen Eigenschaften, die eine der beiden
Zusammensetzungen zeigte, wenn sie allein verabreicht wurde. Aus
Vorstehendem wird deutlich, dass die Steuerung der Retentionsdauer
des dispergierten Gases daher durch die entsprechende Einstellung
der Dosis und/oder Formulierung der diffundierbaren Komponente erreicht
werden kann.
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Andere
Kapillarsysteme, wie zum Beispiel, aber nicht beschränkt auf
die der Niere, Leber, Milz, Schilddrüse, des Skelettmuskels, der
Brust und des Penis können ähnlich bildlich
dargestellt werden.
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Es
wird zu erkennen sein, dass Faktoren wie die Geschwindigkeit und/oder
das Ausmaß des Wachstums
des dispergierten Gases allgemein durch die entsprechende Auswahl
des Gases und eines stabilisierenden Einkapselungsmaterials und spezieller
die Beschaffenheit der diffundierbaren Komponente und der Art wie
sie formuliert wurde, einschließlich
der Beschaffenheit eines eingesetzten oberflächenaktiven Mittels und der
Größe der Tröpfchen der
dispergierten Phase, wenn die Komponente als eine Emulsion formuliert
wird, gesteuert werden können;
in diesem letzteren Kontext kann für eine vorgegebene Menge an
emulgierter diffundierbarer Komponente eine Verringerung der Tröpfchengröße die Austauschrate
der diffundierbaren Komponente bezogen auf die größerer Tröpfchen verstärken, da aus
kleineren Tröpfchen
mit höheren
Verhältnissen von
Oberfläche:Volumen
eine schnellere Freisetzung stattfindet. Andere Parameter, die eine
Steuerung ermöglichen,
umfassen die relativen Mengen, in denen die beiden Zusammensetzungen
verabreicht werden, und, wenn diese separat verabreicht werden, die
Reihenfolge der Verabreichung, das Zeitintervall zwischen den beiden
Verabreichungen, und möglicherweise
die räumliche
Trennung der beiden Verabreichungen. In diesem letzten Zusammenhang
wird zu erkennen sein, dass die inhärente Diffundierbarkeit der
diffundierbaren Komponente ihre Anwendung in verschiedenen Teilen
des Körpers
auf eine Vielzahl von Wegen, zum Beispiel durch Inhalation, kutan,
subkutan, intravenös,
intramuskulär oder
oral, erlauben kann, wohingegen die verfügbare Form der Verabreichung
für das
dispergierte Gas ein wenig eingeschränkter sein kann.
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Besonders
wichtige Parameter in Bezug auf die diffundierbare Komponente sind
ihre Löslichkeit in
Wasser/Blut und ihre Diffundierbarkeit (wie beispielsweise durch
ihre Diffusionskonstanten ausgedrückt), die ihre Transportgeschwindigkeit
durch die Trägerflüssigkeit
oder das Blut und ihre Permeabilität durch eine das dispergierte
Gas einkapselnde Membran bestimmen. Auch der durch die diffundierbare Komponente
in vivo erzeugte Druck wird ihre Diffusionsgeschwindigkeit in das
dispergierte Gas sowie ihre Konzentration beeinflussen. Daher wird
gemäß dem Fickschen
Gesetz der Konzentrationsgradient der diffundierbaren Komponente
bezogen beispielsweise auf den Abstand zwischen den einzelnen Gasmikrobläschen und
Emulsionströpfchen,
zusammen mit dem Diffusionskoeffizienten der diffundierbaren Substanz
in das umliegende flüssige
Medium die Austauschrate durch einfache Diffusion bestimmen; der
Konzentrationsgradient wird durch die Löslichkeit der diffundierbaren
Komponente in dem umliegenden Medium und dem Abstand zwischen den
einzelnen Gasmikrobläschen
und Emulsionströpfchen
bestimmt.
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Die
effektive Transportgeschwindigkeit der diffundierbaren Komponente
kann nach Bedarf durch das Einstellen der Viskosität der Zusammensetzung der
dispergierten Gasphase und/oder der Zusammensetzung der diffundierbaren
Komponente, zum Beispiel durch Einführung von einem oder mehrerer biokompatibler
Viskositätsverstärker wie
Röntgenstrahlenkontrastmittel,
Polyethylenglycolen, Kohlenhydraten, Proteinen, Polymeren oder Alkoholen
in die Formulierung, gesteuert werden. Es kann zum Beispiel von
Vorteil sein, die beiden Zusammensetzungen als einen Bolus mit relativ
hohem Volumen gemeinsam zu injizieren (z. B. mit einem Volumen von
mindestens 20 ml im Fall eines 70 kg schweren menschlichen Patienten),
da so das vollständige
Vermischen mit den Bestandteilen des Blutes (und somit das Einsetzen
des Wachstums des dispergierten Gases) bis nach dem Eintritt in
den rechten Ventrikel des Herzens und die Lungenkapillaren verzögert wird. Die
Verzögerung
des Wachstums des dispergierten Gases kann durch den Einsatz einer
Trägerflüssigkeit,
die in bezug auf Gase und alle anderen diffundierbaren Komponenten,
wie vorstehend definiert, z. B. durch Abkühlen, untersättigt ist,
erhöht
werden.
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Wie
oben erwähnt,
können
in die Ausführung der
Erfindung andere Transportmechanismen als Diffusion involviert sein.
So kann der Transport beispielsweise auch mittels hydrodynamischem
Durchfluss in dem umliegenden flüssigen
Medium stattfinden; dies kann in Gefäßen und Kapillaren wichtig sein,
in denen ein Durchfluss mit hoher Scherrate stattfinden kann. Der
Transport der diffundierbaren Komponente in das dispergierte Gas
kann auch als ein Ergebnis der Kollisions- oder Beinahe-Kollisionsverfahren,
z. B. zwischen Gasmikrobläschen
und Emulsions-tröpfchen,
stattfinden, was zum Beispiel zur Adsorption der diffundierbaren
Komponente an der Mikrobläschenoberfläche und/oder
Penetration der diffundierbaren Komponente in die Mikrobläschen, d.
h. einer Form von Koaleszenz, führt.
In solchen Fällen
haben der Diffusionskoeffizient und die Löslichkeit der diffundierbaren
Komponente eine minimale Wirkung auf die Austauschrate, wobei die
Teilchengröße der diffundierbaren
Komponente (z. B. die Tröpfchengröße, wenn
diese als eine Emulsion formuliert wird) und die Kollisionsfrequenz
zwischen Mikrobläschen
und Tröpfchen
die grundlegenden Faktoren sind, die die Geschwindigkeit und das
Ausmaß des
Mikrobläschenwachstums
steuern. So wird zum Beispiel für
eine vorgegebene Menge an emulgierter diffundierbarer Komponente
eine Verringerung der Tröpfchengröße zu einer
Erhöhung
der Gesamtanzahl an Tröpfchen
führen
und so die Austauschrate durch Verringerung des mittleren Zwischenteilchenabstandes
zwischen den Gasmikrobläschen
und Emulsionströpfchen
verstärkt
und so wiederum die Wahrscheinlichkeit für eine Kollision und/oder Koaleszenz
erhöht
werden. Es ist davon auszugehen, dass die Austauschraten, die während der
Kollisionsverfahren verlaufen, deutlich verstärkt werden können, wenn
die Gasmikrobläschen
und Emulsionströpfchen
der diffundierbaren Komponente durch das Anlegen von Ultraschallenergie
zusätzlich
oszillatorisch bewegt werden. Die Kinetiken der Kollisionsverfahren,
die durch eine solche Ultraschallenergie induziert werden, können sich
von den Kinetiken für
den Transport der diffundierbaren Komponente in der Trägerflüssigkeit
und/oder im Blut beispielsweise dahingehend unterscheiden, dass
spezielle Energieniveaus notwendig sein können, um eine Koaleszenz kollidierender
Gasmikrobläschen
und Emulsionströpfchen
zu initiieren. Demgemäß kann es
von Vorteil sein, die Größe und daher
die Masse der Emulsionströpfchen
so zu wählen,
dass sie ausreichend Kollisionskraft mit den oszillierenden Mikrobläschen zur
Induktion von Koaleszenz erzeugen.
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Wie
ebenfalls oben erwähnt,
ist die Permeabilität
eines Materials, das die dispergierte Gasphase einkapselt, ein Parameter,
der die Wachstumsrate der Gasphase beeinflussen kann, und es ist
daher wünschenswert,
eine diffundierbare Komponente zu wählen, die schnell in ein solches
Einkapselungsmaterial (das zum Beispiel ein Polymer oder eine oberflächenaktive
Membran, z. B. eine Schicht oder eine oder mehrere Doppelschichten
eines Membran-bildenden oberflächenaktiven
Mittels wie eines Phospholipids sein kann) eindringt. Wir haben
herausgefunden, dass auch im wesentlichen undurchlässiges Einkapselungsmaterial
verwendet werden kann, da scheinbar die Sonifikation, einschließlich Sonifikation bei
niedrigeren und höheren
Frequenzen, als sie üblicherweise
bei der medizinischen Ultraschallbildgebung verwendet werden, (z.
B. im Bereich von 10 Hz bis 1 GHz, bevorzugt zwischen 1 kHz und
10 MHz) und entweder mit kontinuierlicher Bestrahlung oder einfachen
oder komplexen Impulsmustern, kombinierter Kontrastmittelpräparate,
verabreicht gemäß der Erfindung,
selbst das Wachstum des dispergierten Gases fördern oder verstärken können. Solch
ein Wachstum kann zum Beispiel durch die Ultraschallbestrahlung,
die zur Untersuchung verwendet wird, oder durch einleitende lokalisierte
Bestrahlung, die beispielsweise dazu dient, eine vorübergehende
Retention des Gases in der Mikrogefäßanordnung eines bestimmten
Zielorgans zu bewirken, induziert werden. Alternativ kann die Aktivierung
des Wachstums des dispergierten Gases durch Anwendung ausreichender
Mengen anderer Energieformen, zum Beispiel Schütteln, Vibration, eines elektrischen
Feldes, Bestrahlung oder Teilchenbeschuss, z. B. mit neutralen Teilchen,
Ionen oder Elektronen, induziert werden.
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Ohne
uns an theoretische Betrachtungen binden zu wollen, kann es sein,
dass die Ultraschallbehandlung zumindest vorübergehend die Permeabilität des Einkapselungsmaterials,
die Diffundierbarkeit der diffundierbaren Komponente in die umliegende
flüssige
Phase und/oder die Häufigkeit
von Kollisionen zwischen Emulsionströpfchen und den eingekapselten
Mikrobläschen
modifiziert. Da die Wirkung unter Verwendung extrem kurzer Ultraschallimpulse (z.
B. mit Zeitintervallen von ca. 0,3 μs bei der B-Mode-Bildgebung
oder ca. 2 μs
bei der Doppler- oder Zweite-Harmonische-Bildgebung)
zu beobachten ist, scheint sie kein Beispiel für gerichtete Diffusion zu sein,
worin die laufende Ultraschallbestrahlung eine stetige Erhöhung der
Gleichgewichtsradien der Gasbläschen
erzeugt (siehe Leighton, E. G. – „The Acoustic
Bubble", Academic
Press [1994], S. 379), und es kann sein, dass die Ultra schallimpulse
die Einkapselungsmembran zerstören
und so das Wachstum des dispergierten Gases durch Hineindiffundieren
der diffundierbaren Komponente in die so freigelegte Gasphase verstärken.
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Nach
Bedarf kann entweder das dispergierte Gas oder die diffundierbare
Komponente eine azeotrope Mischung umfassen oder so gewählt sein,
dass in vivo eine azeotrope Mischung gebildet wird, wenn sich die
diffundierbare Komponente mit dem dispergierten Gas vermischt. Eine
solche Azeotropenbildung kann zum Beispiel effektiv zur Verstärkung der Flüchtigkeit
der Verbindungen relativ hohen Molekulargewichts, z. B. halogenierter
Kohlenwasserstoffe wie Fluorkohlenstoffe (einschließlich Perfluorkohlenstoffe),
die unter Standardbedingungen bei normaler menschlicher Körpertemperatur
von 37°C
flüssig sind,
verwendet werden, so dass sie bei dieser in Gasform verabreicht
werden können.
Dies hat wesentliche Vorteile im Hinblick auf die effektive echogene
Lebenszeit der Kontrastmittel in vivo, die solche azeotropen Mischungen
enthalten, da sich Parameter wie die Wasserlöslichkeit, Fettlöslichkeit,
Diffundierbarkeit und Druckresistenz von Verbindungen wie Fluorkohlenstoffen
bekanntermaßen
mit steigendem Molekulargewicht verringern.
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Im
allgemeinen wird die ausgewiesene natürliche Resistenz azeotroper
Mischungen gegen die Abtrennung ihrer Bestandteile die Stabilität der Kontrastmittelkomponenten,
die selbige enthalten, sowohl während
der Herstellung, Lagerung als auch Handhabung und nach der Verabreichung
verstärken.
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Azeotrope
Mischungen, die gemäß der Erfindung
von Nutzen sind, können
beispielsweise anhand der Literatur, die sich auf Azeotrope bezieht, durch
experimentelle Untersuchung und/oder durch theoretische Vorhersagen,
wie beispielsweise von Tanaka in Fluid Phase Equilibria 24 (1985),
S. 187–203,
von Kittel, C. und Kroemer, H. in Kapitel 10 der Thermal Physics
(W. H. Freeman & Co.,
New York, USA, 1980) oder von Hemmer, P. C. in den Kapiteln 16–22, Statistisk
Mekanikk (Tapir, Trondheim, Norwegen, 1970), deren Inhalte hierin
durch Verweis aufgenommen sind, beschrieben, ausgewählt werden.
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Ein
Literaturbeispiel für
ein Azeotrop, das effektiv den Siedepunkt einer Komponente höheren Molekulargewichts
auf unter normale Körpertemperatur
reduziert, ist die 57:43 G./G.-Mischung aus 1,1,2-Trichlor-1,2,2-trifluormethan
(Sp. 47,6°C)
und 1,2-Difluor-methan (Sp. 29,6°C),
beschrieben in
US-A-4055049 ,
mit einem azeotropen Siedepunkt von 24,9°C. Andere Beispiele für Halogenkohlenwasserstoffenthaltende
azeotrope Mischungen werden in
EP-A-0783017 ;
US-A-5599783 ;
US-A-5605647 ;
US-A-5605882 ;
US-A-5607616 ;
US-A-5607912 ;
US-A-5611210 ;
US-A-5614565 und
US-A-5616821 offenbart, deren
Inhalte hierin durch Verweis aufgenommen sind.
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Simons
et al. in J. Chem. Phys. 18(3)(1950), S. 335–346 berichten, dass Mischungen
von Perfluor-n-Pentan (Sp. 29°C)
und n-Pentan (Sp. 36°C)
eine große
positive Abweichung vom Raoult'schen
Gesetz zeigen; die Wirkung wird bei ungefähr äquimolaren Mischungen am deutlichsten.
Es ist herausgefunden worden, dass in der Praxis der Siedepunkt
der azeotropen Mischung etwa 22°C
oder weniger beträgt.
Mischungen von Perfluorkohlenwasserstoffen und unsubstituierten
Kohlenwasserstoffen können
im allgemeinen nützliche
azeotrope Eigenschaften zeigen; starke azeotrope Wirkungen sind
bei Mischungen aus solchen Komponenten mit im wesentlichen ähnlichen
Siedepunkten beobachtet worden. Beispiele für andere Perfluorkohlenwasserstoff:Kohlenwasserstoff-Azeotrope
umfassen Mischungen von Perfluor-n-hexan (Sp. 59°C) und n-Pentan, wo das Azeotrop
einen Siedepunkt zwischen Raumtemperatur und 35°C hat, und von Perfluor-4-methylpent-2-en (Sp.
49°C) und
n-Pentan, wo das Azeotrop einen Siedepunkt von ungefähr 25°C hat.
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Andere
potentiell nützliche
azeotrope Mischungen umfassen Mischungen von Halothan und Diethylether
und Mischungen aus zwei oder mehr fluorierten Gasen, zum Beispiel
Perfluorpropan und Fluorethan, Perfluorpropan und 1,1,1-Trifluorethan oder
Perfluorethan und Difluormethan.
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Bekanntermaßen können fluorierte
Gase wie Perfluorethan Azeotrope mit Kohlendioxid bilden (siehe
z. B.
WO-A-9502652 ).
Demgemäß kann die Verabreichung
von Kontrastmitteln, die solche Gase enthalten, zur In-vivo-Bildung
ternärer
oder höherer Azeotrope
mit Blutgasen wie Kohlendioxid führen, wodurch
die Stabilität
des dispergierten Gases weiter verstärkt wird.
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Wo
die beiden Zusammensetzungen der kombinierten Kontrastmittelpräparate gemäß der Erfindung
gleichzeitig verabreicht werden sollen, können sie beispielsweise aus
separaten Spritzen über geeignete
Kopplungsmittel injiziert oder bevorzugt unter kontrollierten Bedingungen
vorgemischt werden, so das ein frühzeitiges Mikrobläschenwachstum vermieden
wird.
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Zusammensetzungen,
die vor der gleichzeitigen Verabreichung gemischt werden sollen,
können vorteilhafterweise
in geeigneten Doppel- oder Mehrkammervorrichtungen gelagert werden.
So können die
Zusammensetzung der Gasdispersion oder ein getrockneter Präkursor davon
[der z. B. einen lyophilisierten Rest einer Suspension aus den Gasmikrobläschen in
einem amphiphiles Material-enthaltenden wässerigen Medium, worin das
amphiphile Material insbesondere im wesentlichen überwiegend
aus Phospholipid besteht (z. B. zu mindestens 75%, bevorzugt im
wesentlichen vollständig),
umfassend Moleküle,
die jeweils eine Gesamtnettoladung (z. B. eine negative Ladung)
aufweisen] in einer ersten Kammer wie einem Glasfläschchen
enthalten sein, an das eine Spritze, enthaltend die Zusammensetzung
der diffundierbaren Komponente, dicht angeschlossen wird; wobei
der Spritzenauslass z. B. mit einer Membran oder einem Pfropfen
verschlossen ist, um ein frühzeitiges
Mischen zu verhindern. Die Betätigung des
Spritzenkolbens zerreißt
die Membran und führt zum
Vermischen der Zusammensetzung der diffundierbaren Komponente mit
der Komponente der Gasdispersion oder zum Vermischen mit einem Präkursor und
zur Rekonstitution eines Präkursors
davon; wobei die Mischung nach dem notwendigen oder gewünschten
Schütteln
und/oder Verdünnen
abgezogen (z. B. durch eine Spritze) und verabreicht werden kann.
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Alternativ
können
die beiden Zusammensetzungen einem einzelnen abgedichteten Glasfläschchen
oder einer Spritze, die zum Beispiel durch eine Membran oder einen
Pfropfen getrennt sind, gelagert werden; wobei ein Überdruck
von Gas oder Dampf an eine oder beide Zusammensetzungen angelegt werden
kann. Das Zerreißen
der Membran oder des Pfropfens, z. B. durch Einführen einer subkutanen Nadel
in das Glasfläschchen,
führt zum
Vermischen der Zusammensetzungen; dies kann nach Bedarf durch Schütteln per
Hand verstärkt
werden, wonach die Mischung abgezogen und verabreicht werden kann.
Andere Ausführungsformen,
in denen zum Beispiel ein Glasfläschchen,
enthaltend einen getrockneten Präkursor
für die
Zusammensetzung der Gasdispersion, mit einer ersten Spritze, enthaltend
ein Redispersionsfluid für
den Präkursor,
und einer zweiten Spritze, enthaltend die Zusammensetzung der diffundierbaren
Komponente, ausgestattet ist, oder in denen ein Glasfläschchen,
enthaltend eine Membran-getrennte Zusammensetzung der diffundierbaren Komponente
und einen Präkursor
für die
Zusammensetzung der Gasdispersion, mit einer Spritze, enthaltend
ein Redispersionsfluid für
letztere, können ähnlich verwendet
werden.
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In
Ausführungsformen
der Erfindung, in denen die Zusammensetzung der Gasdispersion und die
Zusammensetzung der diffundierbaren Komponente vor der Verabreichung
gemischt werden, entweder in der Herstellungsstufe oder danach,
wird die Mischung typischerweise bei erhöhtem Druck oder verringerter
Temperatur gelagert, so dass der Druck der diffundierbaren Komponente
nicht ausreicht, für das
Wachstum des dispergierten Gases zu sorgen. Die Aktivierung des
Wachstums des dispergierten Gases kann einfach durch die Freisetzung
von überschüssigem Druck
oder durch Erwärmen
auf Körpertemperatur,
was nach der Verabreichung der Mischung erfolgt, induziert werden,
oder es kann nach Bedarf durch das Vorerwärmen der Mischung unmittelbar
vor der Verabreichung bewirkt werden.
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In
Ausführungsformen
der Erfindung, in denen die Zusammensetzung der Gasdispersion und die
Zusammensetzung der diffundierbaren Komponente separat verabreicht
werden, kann das Timing zwischen den beiden Verabreichungen zur
Beeinflussung des Bereiches des Körpers, in dem das Wachstum
der dispergierten Gasphase vorwiegend stattfindet, verwendet werden.
Daher kann die diffundierbare Komponente beispielsweise zuerst in
die Leber injiziert werden und sich darin konzentrieren, wodurch die
Bildgebung dieses Organs bei der anschließenden Injektion der Gasdispersion
verbessert wird. Wo es die Stabilität der Gasdispersion gestattet,
kann auch diese zuerst in die Leber injiziert werden und sich darin
konzentrieren, wobei die diffundierbare Komponente dann zur Verstärkung ihrer
Echogenität verabreicht
wird.
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Die
Bildgebungsmodalitäten,
die gemäß der Erfindung
verwendet werden können,
umfassen zwei- und dreidimensionale Bildgebungstechniken wie die
B-Mode-Bildgebung
(zum Beispiel unter Verwendung der zeitvariablen Amplitude der Signalhülle, erzeugt
aus der Grundschwingungsfrequenz des emittierten Ultraschallimpul ses,
aus Subharmonischen oder höheren
Harmonischen davon oder aus Summen- oder Differenzfrequenzen, abgeleitet
von dem emittierten Impuls und solchen Harmonischen, wobei Bilder,
erzeugt aus der Grundschwingungsfrequenz oder der zweiten Harmonischen
davon bevorzugt sind), die Farb-Doppler-Bildgebung, Doppler-Amplituden-Bildgebung
und Kombinationen der letzten beiden Techniken mit irgendeiner der
anderen oben beschriebenen Modalitäten. Es ist herausgefunden
worden, dass für
eine vorgegebene Dosis der Zusammensetzungen der Gasdispersion und
der diffundierbaren Komponente die Verwendung des Farb-Doppler-Bildgebungsultraschalls
das Wachstum des dispergierten Gases stärkere Kontrastwirkungen während der
anschließenden
B-Mode-Bildgebung liefert, möglicherweise
als ein Ergebnis der eingesetzten höheren Ultraschallintensitäten. Zur Reduktion
von Bewegungen können
aufeinanderfolgende Bilder von Geweben wie des Herzens oder der Niere
mit Hilfe geeigneter Synchronisationstechniken (z. B. Signalgating
für das
ECG oder Atembewegung des Patienten) gesammelt werden. Nützlicherweise kann
auch eine Messung der Veränderungen
der Resonanzfrequenz oder Frequenzabsorption, die das Wachstum des
dispergierten Gases begleiten, zur Detektion des Kontrastmittels
vorgenommen werden.
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Es
wird angenommen, dass der Gehalt an dispergiertem Gas des kombinierten
Kontrastmittelpräparats
gemäß der Erfindung
möglicherweise
in Konzentrationen proportional zur regionalen Geschwindigkeit der
Gewebeperfusion vorübergehend im
Gewebe zurückgehalten
wird. Wenn demgemäß unter
Verwendung von Ultraschallbildgebungsmodalitäten wie herkömmlicher
oder harmonischer B-Mode-Bildgebung, bei denen die Wiedergabe direkt
aus rückkehrenden
Signalintensitäten
abgeleitet ist, können
Bilder von solchem Gewebe als Perfusionskarten interpretiert werden,
in denen die wiedergegebene Signalintensität eine Funktion der lokalen
Perfusion ist. Dies steht im Gegensatz zu Bildern, erhalten unter
Verwendung frei-fließender
Kontrastmittel, wo die regionale Konzentration an Kontrastmittel
und die entsprechende Rückführungssignalintensität vom eigentlichen
Blutgehalt und nicht von der Perfusionsrate des lokalen Gewebes
abhängt.
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In
Herzstudien, in denen Perfusionskarten aus Rückführungssignalintensitäten gemäß dieser Ausführungsformen
der Erfindung abgeleitet sind, kann es von Vorteil sein, einen Patienten
physisch oder pharmakologisch anzustrengen, um die Unter scheidung
und so die Differenz der Bildintensitäten zwischen normal perfundiertem
Myokard und allen Myokardregionen, die von stenotischen Arterien
versorgt werden, zu verstärken.
Aus der Radionucleid-Herzbildgebung ist bekannt, dass eine solche
Anstrengung Vasodilatation und erhöhten Blutfluss in gesundem
Myokardgewebe induziert, wohingegen der Blutfluss in unter-perfundiertem
Gewebe, das von einer stenotischen Arterie versorgt wird, im wesentlichen
unverändert
bleibt, da die Fähigkeit
zur Arteriolenerweiterung bereits durch inhärente Autoregulation, die versucht,
den eingeschränkten
Blutfluss zu erhöhen,
erschöpft
wurde.
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Der
Einsatz von Anstrengung als Körperübung oder
pharmakologisch durch Verabreichung adrenerger Agonisten kann bei
Patientengruppen, die möglicherweise
an einer Herzerkrankung leiden, zu Beschwerden wie Brustschmerzen
führen,
und daher wird bevorzugt die Perfusion von gesundem Gewebe durch
Verabreichung eines gefäßerweiternden
Arzneimittels, beispielsweise ausgewählt aus Adenosin, Dipyridamol,
Nitroglycerin, Isosorbidmononitrat, Prazosin, Doxazosin, Dihydralazin,
Hydralazin, Natriumnitroprussid, Pentoxyphyllin, Amelodipin, Felodipin,
Isradipin, Nifedipin, Nimodipin, Verapamil, Diltiazem und Stickstoff(I)-oxid
verstärkt.
Im Falle von Adenosin kann dies zu einer mehr als vierfachen Erhöhung des
Koronarblutflusses in gesundem Myokardgewebe führen, wodurch die Aufnahme
und vorübergehende
Retention von Kontrastmitteln gemäß der Erfindung stark erhöht werden
und so wiederum die Differenz der Rückführungssignalintensitäten zwischen
normalem und hypoperfundiertem Myokardgewebe signifikant erhöht wird.
Da eine im wesentlichen physische Einschlussmethode involviert ist,
ist die Retention der Kontrastmittel gemäß der Erfindung überaus effizient;
diese kann mit der Aufnahme von Radionucleidtracern wie Thallium
201 und Technetium-Sestamibi verglichen werden, die durch eine kurze
Kontaktzeit zwischen Tracer und Gewebe eingeschränkt ist und so das Aufrechthalten
der Vasodilatation für
den gesamten Zeitraum der Blutpoolverteilung für den Tracer (z. B. 4–6 Minuten
für die Thalliumszintigraphie)
zur Sicherstellung einer optimalen Wirkung erfordert. Andererseits
leiden die Kontrastmittel der Erfindung nicht unter derartigen Diffusions-
oder Transporteinschränkungen,
und daher kann ihre Retention in Myokardgewebe beispielsweise auch
durch Einstellen der Wachstum-erzeugenden Ultraschallbestrahlung
schnell beendet werden, wobei der Zeitraum für die Vasodilatation, die zum
Erhalt der bildlichen Darstellung der Herzperfusion gemäß dieser
Ausführungsform
der Erfindung erforderlich ist, sehr kurz sein kann, zum Beispiel
weniger als eine Minute. Dies wird die Dauer einer möglichen
Beschwerde für
den Patienten, verursacht durch die Verabreichung gefäßerweiternder
Arzneimittel, reduzieren.
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Im
Hinblick auf die Tatsache, dass die erforderliche Vasodilatation
nur kurz andauern muss, ist Adenosin ein besonders nützliches
gefäßerweiterndes
Arzneimittel, das sowohl eine endogene Substanz ist als auch eine
sehr kurz anhaltende Wirkung hat, was durch eine Blutpool-Halbwertszeit
von nur 2 Sekunden ersichtlich wird. Eine Vasodilatation wird demgemäß im Herzen
am intensivsten sein, da das Arzneimittel körperfernere Gewebe in weniger
als pharmakologisch aktiven Konzentrationen erreichen wird. Es wird
angenommen, dass aufgrund dieser kurzen Halbwertszeit während der
Herzbildgebung gemäß dieser
Ausführungsform
der Erfindung eine wiederholte Injektion oder Infusion von Adenosin
notwendig sein wird; beispielsweise kann eine anfängliche
Verabreichung von 150 μg/kg
Adenosin im wesentlichen gleichzeitig mit der Verabreichung der Kontrastmittelzusammensetzung,
10 Sekunden später
gefolgt von der langsamen Injektion weiterer 150 μg/kg Adenosin,
z. B. über
einen Zeitraum von 20 Sekunden, stattfinden.
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Kontrastmittelpräparate zur
Verwendung in dem Verfahren gemäß der Erfindung
können
vorteilhaft als Abgabemittel für
bioaktive Komponenten wie therapeutische Arzneimittel (d. h. Mittel
mit einer vorteilhaften Wirkung auf eine spezielle Krankheit bei
einem lebenden Menschen oder einem nicht-menschlichen Tier), insbesondere
an den vorgesehenen Stellen, eingesetzt werden. So können zum
Beispiel therapeutische Verbindungen in dem dispergierten Gas vorhanden
sein, mit einem Teil einer einkapselnden Wand oder Matrix, z. B.
mittels kovalenter oder ionischer Bindungen, nach Bedarf durch einen Spacer-Arm,
verbunden werden oder physikalisch in einem solchen Einkapselungs-
oder Matrixmaterial gemischt werden; wobei die letzte Option insbesondere
da anwendbar ist, wo die therapeutische Verbindung und das Einkapselungs-
oder Matrixmaterial ähnliche
Polaritäten
oder Löslichkeiten
haben.
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Die
steuerbaren Wachstumseigenschaften des dispergierten Gases können dazu
verwendet werden, seine vorübergehende
Retention in der Mikrogefäßanordnung
einer angestrebten Zielregion herbeizuführen; wobei die Verwendung
von Ultraschallbestrahlung zur Induktion des Wachstums und daher
der Retention des Gases und der damit verbundenen therapeutischen
Verbindung in einer Zielstruktur besonders vorteilhaft ist. Auch
die lokale Injektion der Zusammensetzung der Gasdispersion oder
stärker
bevorzugt der Zusammensetzung der diffundierbaren Komponente, wie
beispielsweise vorstehend beschrieben, kann zur Konzentration des Wachstums
des dispergierten Gases in einem Zielbereich genutzt werden.
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Die
therapeutische Verbindung, die nach Bedarf mit einem ortsspezifischen
Vektor mit Affinität
für spezielle
Zellen, Strukturen oder pathologische Stellen gekoppelt werden kann,
kann zum Beispiel im Ergebnis des Streckens oder Brechens des Einkapselungs-
oder Matrixmaterials, verursacht durch das Wachstum des dispergierten
Gases, Auflösung
des Einkapselungs- oder Matrixmaterials oder Desintegration der
Mikrobläschen
oder Mikroteilchen (z. B. induziert durch Ultraschallbehandlung
oder durch eine Umkehrung des Konzentrationsgradienten der diffundierbaren
Komponente im Zielbereich) freigesetzt werden. Wo ein therapeutisches
Mittel chemisch mit einer einkapselnden Wand oder Matrix verbunden wird,
kann die Verbindung oder irgendein damit verbundener Spacer-Arm
vorteilhafterweise eine oder mehrere labile Gruppen enthalten, die
zur Freisetzung des Mittels aufgespalten werden können. Repräsentative
spaltbare Gruppen umfassen Amid-, Imid-, Imin-, Ester-, Anhydrid-,
Acetal-, Carbamat-, Carbonat-, Carbonatester- und Disulfidgruppen,
die in vivo, z. B. im Ergebnis einer hydrolytischen und/oder enzymatischen
Wirkung, biologisch abbaubar sind.
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Repräsentative
und nicht-einschränkende Beispiele
für Arzneimittel,
die gemäß dieser
Ausführungsform
der Erfindung von Nutzen sind, umfassen Antineoplastika wie Vincristin,
Vinblastin, Vindesin, Busulfan, Chlorambucil, Spiroplatin, Cisplatin,
Carboplatin, Methotrexat, Adriamycin, Mitomycin, Bleomycin, Cytosinarabinosid,
Arabinosyladenin, Mercaptopurin, Mitotan, Procarbazin, Dactinomycin
(Antinomycin D), Daunorubicin, Doxorubicinhydrochlorid, Taxol, Plicamycin,
Aminoglutethimid, Estramustin, Flutamid, Leuprolid, Megestrolacetat,
Tamoxifen, Testolacton, Trilostan, Amsacrin (m-AMSA), Asparaginase
(L-Asparaginase), Etoposid, Interferon a-2a und 2b, Blutprodukte
wie Hämatoporphyrine oder
Derivate der vorstehenden; biologische Reaktionsmodifikatoren wie
Muramylpeptide; Antimykotika wie Ketoconazol, Nystatin, Griseofulvin,
Flucytosin, Miconazol oder Amphotericin B; Hormone oder Hormon-Analoga wie das Wachstumshormon,
das Melanophorenhormon, Estradiol, Beclo methasondipropionat, Betamethason,
Cortisonacetat, Dexamethason, Flunisolid, Hydrocortison, Methylprednisolon, Paramethasonacetat,
Prednisolon, Prednison, Triamcinolon oder Fludrocortisonacetat;
Vitamine wie Cyanocobalamin oder Retinoide; Enzyme wie alkalische
Phosphatase oder Mangansuperoxiddismutase; Antiallergika wie Amelexanox;
Antikoagulationsmittel wie Warfarin, Phenprocoumon oder Heparin; Antithrombotika;
Kreislaufarzneimittel wie Propranolol; Stoffwechselverstärker wie
Glutathion; Tuberkulosemittel wie p-Aminosalicylsäure, Isoniazid,
Capreomycinsulfat, Cyclosexin, Ethambutol, Ethionamid, Pyrazinamid,
Rifampin oder Streptomycinsulfat; Virostatika wie Acyclovir, Amantadin,
Azidothymidin, Ribavirin oder Vidarabin; Blutgefäß erweiternde Mittel wie Diltiazem,
Nifedipin, Verapamil, Erythritoltetranitrat, Isosorbiddinitrat,
Nitroglycerin oder Pentaerythritoltetranitrat; Antibiotika wie Dapson,
Chloramphenicol, Neomycin, Cefaclor, Cefadroxil, Cephalexin, Cephradin,
Erythromycin, Clindamycin, Lincomycin, Amoxicillin, Ampicillin,
Bacampicillin, Carbenicillin, Dicloxacillin, Cyclacillin, Picloxacillin,
Hetacillin, Methicillin, Nafcillin, Penicillin oder Tetracyclin;
entzündungshemmende
Mittel wie Diflunisal, Ibuprofen, Indomethacin, Meclefenamat, Mefenaminsäure, Naproxen,
Phenylbutazon, Piroxicam, Tolmetin, Aspirin oder Salicylate; Antiprotozoenmittel
wie Chlorquin, Metronidazol, Chinin oder Megluminantimonat; Antirheumatika
wie Penicillamin; Narkotika wie Paregoric; Opiate wie Codein, Morphin
oder Opium; kardiale Glycoside wie Deslanesid, Digitoxin, Digoxin,
Digitalin oder Digitalis; Nerven-Muskel-Blocker wie Atracuriummesylat,
Gallamintriethiodid, Hexafluoreniumbromid, Metocuriniodid, Pancuroniumbromid,
Succinylcholinchlorid, Tubocurarinchlorid oder Vecuroniumbromid;
Sedativa wie Amobarbital, Amobarbitalnatrium, Apropbarbital, Butabarbitalnatrium,
Chloralhydrat, Ethchlorvynol, Ethinamat, Flurazepamhydrochlorid,
Glutethimid, Methotrimeprazinhydrochlorid, Methyprylon, Midazolamhydrochlorid,
Paraldehyd, Pentobarbital, Secobarbitalnatrium, Talbutal, Temazepam
oder Triazolam; Lokalanästhetika
wie Bupivacain, Chlorprocain, Etidocain, Lidocain, Mepivacain, Procain
oder Tetracain; Allgemeinanästhetika wie
Droperidol, Etomidat, Fentanylcitrat mit Droperidol, Ketaminhydrochlorid,
Methohexitalnatrium oder Thiopental und pharmazeutisch akzeptable
Salze (z. B. Säureadditionssalze
wie die Hydrochlorid- oder Hydrobromid- oder Basensalze wie Natrium-,
Calcium oder Magnesiumsalze) oder Derivate (z. B. Acetate) davon;
und radioaktive Chemikalien, die zum Beispiel Beta-Strahler umfassen.
Besonders wichtig sind Antithrombotika wie Vitamin K-Antagonisten, Heparin
und Mittel mit Heparin-ähnlicher
Wirkweise wie Antithrombin III, Dalteparin und Enoxaparin; Blutplättchen-Aggregations-Inhibitoren
wie Ticlopidin, Aspirin, Dipyridamol, Iloprost und Abciximab; und thrombolytische
Enzyme wie Streptokinase und Plasminogenaktivator. Andere Beispiele
für Therapeutika umfassen
genetisches Material wie Nucleinsäuren, RNA und DNA natürlichen
oder synthetischen Ursprungs, einschließlich rekombinante RNA und
DNA. DNA, die bestimmte Proteine kodiert, kann zur Behandlung vieler
unterschiedlicher Arten von Krankheiten verwendet werden. Beispielsweise
können
der Tumor-Nekrose-Faktor oder Interleukin-2 zur Behandlung fortgeschrittener
Krebsarten bereitgestellt werden; Thymidinkinase kann zur Behandlung
von Eierstockkrebs oder Hirntumoren bereitgestellt werden; Interleukin-2
kann zur Behandlung eines Neuroblastoms, eines malignen Melanoms
oder Nierenkrebs bereitgestellt werden und Interleukin-4 kann zur
Behandlung von Krebs bereitgestellt werden.
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Die
Kontrastmittelpräparate
zur Verwendung in dem Verfahren gemäß der Erfindung können als Vehikel
für Kontrast-verstärkende Komponenten
für andere
Bildgebungsmodalitäten
als Ultraschall, zum Beispiel Röntgenstrahlen,
Lichtbildgebung, Magnetresonanz und stärker bevorzugt szintigraphische Bildgebungsmittel,
verwendet werden. Das gesteuerte Wachstum der dispergierten Gasphase
kann zur Positionierung solcher Mittel in den vorgesehenen Bereichen
im Körper
von Patienten, zum Beispiel unter Verwendung von Ultraschallbestrahlung
eines Zielorgans oder – gewebes
zur Induktion des gewünschten
gesteuerten Wachstums und der vorübergehenden Retention des Mittels,
das dann unter Verwendung der entsprechenden Nicht-Ultraschall-Bildgebungsmodalität abgebildet
wird, verwendet werden.
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Die
Kontrastmittelpräparate
zur Verwendung in dem Verfahren gemäß der Erfindung können auch als
Vehikel für
therapeutisch aktive Substanzen, die nicht notwendigerweise aus
dem Präparat
freigesetzt werden müssen,
damit sie ihre therapeutische Wirkung zeigen, verwendet werden.
Solche Präparate können zum
Beispiel radioaktive Atome oder Ionen wie Beta-Strahler enthalten,
die eine lokalisierte Strahlenemittierungswirkung nach dem Wachstum der
dispergierten Gasphase und vorübergehende Retention
des Mittels an der Zielstelle zeigen. Es wird erkennbar sein, dass
solche Mittel bevorzugt so zu gestalten sind, dass das anschließende Schrumpfen und
Einstellen der Retention des dispergierten Gases nicht stattfindet,
bis die gewünschte
therapeutische Strahlendosis verabreicht worden ist.
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Die
Kontrastmittelpräparate
zur Verwendung in dem Verfahren gemäß der Erfindung können ferner von
allein therapeutische Eigenschaften zeigen. So kann zum Beispiel
das dispergierte Gas auf Kapillaren gerichtet werden, die zu Tumoren
führen,
und als Zellgift agieren, indem es diese Kapillaren blockiert. So
kann durch die Anwendung lokalisierter Ultraschallenergie eine gesteuerte
und lokalisierte Embolie erhalten werden; diese ist als solche oder
in Kombination mit anderen therapeutischen Maßnahmen wichtig. Die Konzentrationen
des dispergierten Gases in den Kapillaren kann auch die Absorption
von Ultraschallenergie in der Hyperthermie-Therapie verstärken; diese
kann zum Beispiel bei der Behandlung von Lebertumoren angewendet
werden. Die Bestrahlung mit einem fokussierten Ultraschallstrahl,
z. B. bei 1,5 MHz, mit relativ hoher Energie (z. B. 5 W) kann in solchen
Anwendungen geeignet sein.
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Es
wird erkennbar sein, dass sich die vorliegende Erfindung auf das
Verfahren zur Erzeugung von Bildern, umfassend die Verwendung von
Präparaten,
die ein wässeriges
Medium mit darin dispergiertem Gas umfassen, und einer Zusammensetzung,
umfassend eine diffundierbare Komponente, als allgemeine gegenständliche
Zusammensetzungen, erstreckt.
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Die
folgenden nicht-einschränkenden
Beispiele dienen zur Veranschaulichung der Erfindung.
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Beispiel 1 – Herstellungen
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a) Perfluorbutan-Gasdispersion
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Hydriertes
Phosphatidylserin (100 mg) in einer 2%igen Lösung von Propylenglycol in
gereinigtem Wasser (20 ml) wurde 5 Minuten auf 80°C erhitzt, und
die resultierende Dispersion konnte über Nacht auf Raumtemperatur
abkühlen.
Portionen von 1 ml wurden in 2-ml-Glasfläschchen überführt, der Dampfraum über jeder
Portion wurde mit Perfluorbutangas gespült und die Glasfläschchen
wurden 45 Sekunden unter Verwendung eines Espe CapMix®-Mixers
für Dentalmaterialen
geschüttelt,
was milchig weiße
Mikrobläschendispersionen
mit einem mittleren Volumendurchmesser von 5,0 μm, gemessen unter Verwendung
eines Coulter-Counters, ergab (alle Coul ter-Counter-Messungen wurden
bei Raumtemperatur unter Verwendung eines Instruments, ausgestattet
mit einer 50-μm-Öffnung und
mit einem Messbereich von 1–30 μm, durchgeführt; Isoton
II wurde als Elektrolyt verwendet).
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b) Dispersion einer Gasdispersion aus
lyophilisiertem Perfluorbutan
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Eine
Probe der milchig weißen
Dispersion aus Beispiel 1(a) wurde dreimal durch Zentrifugation und
Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit gewaschen, wonach
ein gleiches Volumen einer 10%igen Saccharoselösung zugegeben wurde. Die resultierende
Dispersion wurde lyophilisiert und dann in destilliertem Wasser
erneut dispergiert, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion mit einem mittleren
Volumendurchmesser von 3,5 μm,
gemessen unter Verwendung eines Coulter-Counters, ergab.
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c) 2-Methylbutanemuision
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Hydriertes
Phosphatidylserin (100 mg) in gereinigtem Wasser (20 ml) wurde 5
Minuten auf 80°C erhitzt
und die resultierende Dispersion über Nacht auf 0°C abgekühlt. 1 ml
der Dispersion wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in das 200 μl 2-Methylbutan (Sp.
28°C) gegeben
wurden. Das Glasfläschchen
wurde dann 45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert wurde. Der mittlere Volumendurchmesser der Emulsionströpfchen betrug
1,9 μm,
gemessen unter Verwendung eines Coulter-Counters.
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d) Perfluorpentanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(c) wurde wiederholt, außer dass das 2-Methylbutan
durch Perfluorpentan (Sp. 29°C)
ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
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e) 2-Chlor-1,1,2-trifluorethyldifluormethyletheremulsion
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(c) wurde wiederholt, außer dass das 2-Methylbutan
durch 2-Chlor-1,1,2-trifluorethyldifluormethylether (Sp. 55–57°C) ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
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f) 2-Brom-2-chlor-1,1,1-trifluorethanemulsion
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(c) wurde wiederholt, außer dass das 2-Methylbutan
durch 2-Brom-2-chlor-1,1,1-trifluorethan (Sp. 49°C) ersetzt wurde. Die so erhaltene
Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert.
-
g) 1-Chlor-2,2,2-trifluorethyldifluormethyletheremulsion
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(c) wurde wiederholt, außer dass das 2-Methylbutan
durch 1-Chlor-2,2,2-trifluorethyldifluormethylether (Sp. 49°C) ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
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h) Dispersion von Gas-enthaltenden Polymer-/humanes
Serumalbumin-Teilchen
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Mit
humanem Serumalbumin beschichtete Gas-enthaltende Polymerteilchen
aus Ethyliden-bis-(16-hydroxyhexadecanoat) und Adipoylchlorid, hergestellt
gemäß Beispiel
3(a) von
WO-A-9607434 ,
(100 mg) wurden in einem Mörser zerstoßen und
in 0,9% wässerigem
Natriumchlorid (10 ml) durch Schütteln
auf einem Laborschüttler
für 24
Stunden dispergiert.
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i) Dispersion von Gas-enthaltenden Polymer-/Gelatine-Teilchen
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Gelatine-beschichtete
Gas-enthaltende Polymerteilchen aus Ethyliden-bis-(16-hydroxyhexadecanoat)
und Adipoylchlorid, hergestellt gemäß Beispiel 3(e) von
WO-A-9607434 , (100 mg) wurden
in einem Mörser
zerstoßen
und in 0,9% wässerigem
Natriumchlorid (10 ml) durch Schütteln
auf einem Laborschüttler
für 24
Stunden dispergiert.
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j) 2-Methylbutanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(c) wurde wiederholt, außer dass die Emulsion vor der
Verwendung 10 Mal verdünnt
und bei Nichtgebrauch in einem Eisbad gelagert wurde.
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k) Perfluorpentanemulsion
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(d) wurde wiederholt, außer dass die Emulsion vor der
Verwendung 10 Mal verdünnt
und bei Nichtgebrauch in einem Eisbad gelagert wurde.
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l) Perfluorpentanemulsion
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Hydriertes
Phosphatidylserin (100 mg) in gereinigtem Wasser (20 ml) wurde 5
Minuten auf 80°C erhitzt
und die resultierende Dispersion über Nacht auf 0°C abgekühlt. 1 ml
der Dispersion wurden in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in das 100 μl Perfluor-n-pentan
(Sp. 29°C)
gegeben wurden. Das Glasfläschchen
wurde dann 75 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert wurde. Der mittlere Volumendurchmesser der Emulsionströpfchen betrug
2,9 μm,
gemessen unter Verwendung eines Coulter-Counters.
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m) Perfluorbutanemulsion
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch Perfluorbutan (Sp. –2°C) ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
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n) Perfluorpentanemulsion, hergestellt
durch Ultraschallbehandlung
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Hydriertes
Phosphatidylserin (500 mg) in gereinigtem Wasser (100 ml) wurde
5 Minuten auf 80°C erhitzt,
und die resultierende Dispersion konnte über Nacht auf Raumtemperatur
abkühlen.
10 ml der Dispersion wurden in ein 30-ml-Glasfläschchen überführt, in das dann Perfluorpentan
(1 ml) gegeben wurde. Die Ultraschallbehandlung der resultierenden
Mischung für
zwei Minuten ergab eine Dispersion der diffundierbaren Komponente,
in der die Tropfen einen mittleren Durchmesser von < 1 μm hatten.
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o) Perfluorpentanemulsion
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Volumen an eingesetztem Perfluorpentan
auf 60 μl
reduziert wurde. Die erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
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p) Perfluorpentanemulsion
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Volumen an eingesetztem Perfluorpentan
auf 20 μl
reduziert wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde
bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
q) Perfluorpentan: Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
(1:1)
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch eine Mischung aus 50 μl
Perfluorpentan (Sp. 29°C)
und 50 μl
Perfluor-4-methylpent-2-en
(Sp. 49°C)
ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert. Der mittlere Volumendurchmesser der Emulsionströpfchen betrug
2,8 μm,
gemessen unter Verwendung eines Coulter-Counters.
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r) Perfluorpentan: 1H,1H,2H-Heptafluorpent-1-enemulsion
(1:1)
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch eine Mischung aus 50 μl
Perfluorpentan (Sp. 29°C)
und 50 μl
1H,1H,2H-Heptafluorpent-1-en
(Sp. 30–31°C) ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
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s) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
durch Distearoylphosphatidylcholin:Distearoylphosphatidylserin (1:1)
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das hydrierte Phosphatidylserin durch
eine Mischung aus Distearoylphosphatidylcholin (50 mg) und Distearoylphosphatidylserin,
Natriumsalz (50 mg) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der
diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
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t) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
durch Distearoylphosphatidylcholin:Distearoylphosphatidylserin (3:1)
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das hydrierte Phosphatidylserin durch
eine Mischung aus Distearoylphosphatidylcholin (75 mg) und Distearoylphosphatidylserin,
Natriumsalz (25 mg) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der
diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
u) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
durch Distearoylphosphatidylcholin:Distearoylphosphatidylglycerol
(3:1)
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das hydrierte Phosphatidylserin durch
eine Mischung aus Distearoylphosphatidylcholin (75 mg) und Distearoylphosphatidylglycerol,
Natriumsalz (25 mg) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der
diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
v) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
durch hydriertes Phosphatidylcholin:hydriertes Phosphatidylserin (11:1)
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Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das hydrierte Phosphatidylserin durch
100 mg einer Mischung aus hydriertem Phosphatidylcholin und hydriertem
Phosphatidylserin (11:1) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion
der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
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w) Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion,
stabilisiert durch Distearoylphosphatidylcholin:Distearoylphosphatidylserin
(3:1)
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das hydrierte Phosphatidylserin durch
eine Mischung aus Distearoylphosphatidylcholin (75 mg) und Distearoylphosphatidylserin,
Natriumsalz (25 mg) und das Perfluorpentan durch Perfluor-4-methylpent-2-en
ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
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x) Perfluorpentan:Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
(1:1), stabilisiert durch Distearoylphosphatidylcholin:Distearoylphosphatidylserin
(3:1)
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(w) wurde wiederholt, außer dass das Perfluor-4-methylpent-2-en durch
eine Mischung aus 50 μl
Perfluorpentan und 50 μl
Perfluor-4-methylpent-2-en
ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde
bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
y) Perfluorpentan:Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
(1:1), stabilisiert durch Distearoylphosphatidylcholin:Distearoylphosphatidylglycerol
(3:1)
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(x) wurde wiederholt, außer dass das Distearoylphosphatidylserin, Natriumsalz
durch Distearoylphosphatidylglycerol, Natriumsalz ersetzt wurde.
Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde bei
Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
z) Perfluordecalin:Perfluorbutan-Emulsion
-
Hydriertes
Phosphatidylserin (100 mg) in wässerigem
Glycerol (5,11%)/Propylenglycol (1,5%)(20 ml) wurde 5 Minuten auf
80°C erhitzt
und die resultierende Dispersion über Nacht auf 0°C abgekühlt. 1 ml
der Dispersion wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in
das 100 ml Perfluordecalin (Sp. 141–143°C), gesättigt mit Perfluorbutan (Sp. –2°C), gegeben
wurden. Das Glasfläschchen
wurde dann für
60 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert wurde.
-
aa) Perfluordecalin:Perfluorpropan-Emulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(z) wurde wiederholt, außer dass das mit Perfluorbutan
gesättigte Perfluordecalin
durch Perfluordecalin, gesättigt
mit Perfluorpropan (Sp. –39°C), ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde
bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
ab) Perfluordecalin:Schwefelhexafluorid-Emulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(z) wurde wiederholt, außer dass das mit Perfluorbutan
gesättigte Perfluordecalin
durch Perfluordecalin, gesättigt
mit Schwefelhexafluorid (Sp. –64°C), ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
ac) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
mit Fluorad FC-170C
-
1
ml einer Dispersion von Fluorad FC-170C (200 mg) in gereinigtem
Wasser (20 ml) wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in das 100 μl Perfluor-n-pentan
gegeben wurden. Dann wurde das Glasfläschchen 75 Sekunden unter Verwendung
eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch bei
0°C gelagert
wurde.
-
ad) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
mit Pluronic F68:Fluorad FC-170C
-
100 μl einer 10%igen
Pluronic F68-Lösung wurden
zu 200 μl
von 1%igem Fluorad FC-170C und 700 μl gereinigtem Wasser gegeben.
Die resultierende Mischung wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in
das 100 μl
Perfluor-n-pentan gegeben wurden. Das Glasfläschchen wurde dann 75 Sekunden unter
Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was eine Emulsion der
diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert
wurde. Eine Probe dieser Emulsion wurde in ein Kunststoff-Glasfläschchen
mit Schraubverschluss (2,8 ml) überführt, das
dann in einem Wasserbad 2 Minuten (Impulssonifikation: 1 pro Sekunde)
ultraschallbehandelt wurde. Der mittlere Volumendurchmesser der
ultraschallbehandelten Tröpfchen
betrug 0,99 μm,
gemessen unter Verwendung eines Coulter-Counters.
-
ae) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
mit Pluronic F68:Fluorad FC-170C und hergestellt durch Homogenisierung
-
1
ml einer 10%igen Pluronic F68-Lösung wurden
zu 2 ml von 1%igem Fluorad FC-170C und 7 ml gereinigtem Wasser gegeben,
wonach der resultierenden Mischung 1 ml Perfluor-n-pentan zugegeben
wurde. Die so erhaltene Dispersion wurde dann durch Rotor/Stator-Homogenisierung
für 2 Minuten bei
23000 U/min homogenisiert. Die resultierende Emulsion wurde in ein
Kunststoff-Glasfläschchen
mit Schraubverschluss (10 ml) überführt und
in einem Wasserbad für
2 Minuten (Impulssonifikation: 1 pro Sekunde) ultraschallbehandelt.
-
af) Perfluorpentanemulsion
-
Hydriertes
Phosphatidylserin (250 mg) in gereinigtem Wasser (100 ml) wurde
50 Minuten auf 80°C
erhitzt und die resultierende Dispersion über Nacht auf 0°C abgekühlt. 1 ml
der Dispersion wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in das 100 μl Perfluorpentan
gegeben wurden. Das Glasfläschchen
wurde 75 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch bei
0°C gelagert
wurde.
-
ag) Dispersion einer Gasdispersion von
lyophilisiertem Perfluorbutan
-
Eine
Probe der milchig weißen
Dispersion aus Beispiel 1(a) wurde dreimal durch Zentrifugation und
Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit gewaschen, wonach
ein gleiches Volumen einer 10%igen Saccharoselösung zugegeben wurde. Die resultierende
Dispersion wurde lyophilisiert und dann in destilliertem Wasser
erneut dispergiert, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion mit einem mittleren
Volumendurchmesser von 2,6 μm,
gemessen unter Verwendung eines Coulter-Counters, ergab.
-
ah) Perfluorpropangasdispersion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(a) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorbutangas
durch Perfluorpropangas ersetzt wurde. Die resultierende milchig
weiße
Mikrobläschendispersion
hatte einen mittleren Volumendurchmesser von 2,6 μm, gemessen unter
Verwendung eines Coulter-Counters.
-
ai) Perfluorpentanemulsion
-
Hydriertes
Phosphatidylserin (100 mg) in gereinigtem Wasser (100 ml) wurde
5 Minuten auf 80°C erhitzt
und die resultierende Dispersion über Nacht auf 0°C abgekühlt. 1 ml
der Dispersion wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in das 100 μl Perfluorpentan
gegeben wurden. Das Glasfläschchen
wurde 75 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch
bei 0°C gelagert
wurde.
-
aj) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
mit Brij 58:Fluorad FC-170C, hergestellt durch Schütteln
-
Brij
58 (400 mg) wurde zu einer Lösung
von 0,1% Fluorad FC-170C (10 ml) gegeben und bei Raumtemperatur
eine Stunden gerührt.
1 ml der resultierenden Lösung
wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in
das Perfluorpentan (100 μl)
gegeben wurde. Das Glasfläschchen
wurde dann für
75 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch
bei 0°C gelagert
wurde.
-
ak) Perfluorpentanemulsion, stabilisiert
mit Brij 58:Fluorad FC-170C, hergestellt durch Ultraschallbehandlung
-
Brij
58 (400 mg) wurde zu einer Lösung
von 0,1% Fluorad FC-170C (10 ml) gegeben und bei Raumtemperatur
eine Stunde gerührt.
Dann wurde Perfluorpentan (1 ml) zugegeben und die resultierende
Mischung 2 Minuten ultraschallbehandelt, was eine Emulsion kleiner
Tropfen der diffundierbaren Komponente ergab. Die Emulsion wurde
bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
al) Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch Perfluor-4-methylpent-2-en (Sp. 49°C) ersetzt wurde. Die so erhaltene
Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert.
-
am) 1H,1H,2H-Heptafluorpent-1-enemulsion
-
Das
Verfahren von Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch 1H,1H,2H-Heptafluorpent-1-en (Sp. 30–31°C) ersetzt wurde. Die so erhaltene
Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert.
-
an) Perfluorcyclopentenemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch Perfluorcyclopenten (Sp. 27°C)
ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde
bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
ao) Perfluordimethylcyclobutanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch Perfluordimethylcyclobutan (Mischung aus 1,2- und 1,3-Isomeren,
Sp. 45°C)
ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
ap) Emulsion aus einer azeotropen Perfluorhexan:n-Pentan-Mischung
-
4,71
g (0,014 mol) Perfluor-n-hexan (Siedepunkt 59°C)(Fluorochem Ltd.) und 0,89
g (0,012 mol) n-Pentan (Siedepunkt 36°C)(Fluka AG) wurden in einem
Glasfläschchen
unter Erhalt einer azeotropen Mischung, die ohne weiteres bei 35°C siedete,
gemischt. In einem anderen Glasfläschchen wurde hydriertes Phosphatidylserin
(100 mg) in gereinigtem Wasser (20 ml) 5 Minuten auf 80°C erhitzt
und die resultierende Dispersion auf Raumtemperatur abgekühlt. 1 ml
der Phospholipiddispersion wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in
das 100 μl
der azeotropen Mischung gegeben wurden. Das Glasfläschchen
wurde dann für
45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, das
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, bei Nichtgebrauch bei
Raumtemperatur gelagert wurde.
-
aq) Perfluordimethylcyclobutanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch Perfluordimethylcyclobutan (> 97%
1,1-Isomer, Rest sind 1,2- und 1,3-Isomere) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion
der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
ar) Perfluorhexanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch Perfluorhexan (Sp. 57°C)
ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
as) Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert mit fluoriertem oberflächenaktivem Mittel
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass
das hydrierte Phosphatidylserin entweder durch perfluoriertes Distearoylphosphatidylcholin
(5 mg/ml) oder eine Mischung aus perfluoriertem Distearoylphosphatidylcholin
und hydriertem Phosphatidylserin (3:1, Gesamtlipidkonzentration
5 mg/ml) ersetzt wurde. Die so erhaltenen Emulsionen der diffundierbaren
Komponente wurden bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
at) 2,2,3,3,3-Pentafluorpropylmethyletheremulsion
-
Das
Verfahren von Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch 2,2,3,3,3-Pentafluorpropylmethylether (Sp. 46°C) ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
au) 2H,3H-Decafluorpentanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch 2H,3H-Decafluorpentan (Sp. 54°C) ersetzt wurde. Die so erhaltene
Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert.
-
av)
Perfluordimethylcyclobutanemulsion, stabilisiert durch Lysophosphatidylcholin
Das Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass das
hydrierte Phosphatidylserin durch Lysophosphatidylcholin ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
aw) Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert durch hydriertes Phosphatidylserin:Lysophosphatidylcholin
(1:1)
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass
das hydrierte Phosphatidylserin durch eine Mischung aus hydriertem
Phosphatidylserin und Lysophosphatidylcholin (1:1) ersetzt wurde. Die
so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert.
-
ax) Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert durch ein Polyethylenglycol 10.000-basierendes oberflächenaktives
Mittel
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass
die hydrierte Phosphatidylserindispersion durch eine Lösung von α-(16-Hexadecanoyloxyhexadecanoyl)-ω-methoxypolyethylenglycol 10.000
in Wasser (10 mg/ml) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der
diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
ay) Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert durch ein Polyethylenglycol 10.000-basierendes oberflächenaktives
Mittel
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass
die hydrierte Phosphatidylserindispersion durch eine Lösung von α-(16-Hexadecanoyloxyhexadecanoyl)-ω-methoxypolyethylenglycol 10.000
in Wasser (20 mg/ml) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der
diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
az) Perfluorbutan-gefüllte Mikrobläschen, eingekapselt
von Phosphatidylserin und RGDC-Mal-Polyethylenglycol 2000-distearoylphosphatidylethanolamin
-
Zu
einer Mischung aus Phosphatidylserin (4,5 mg) und Mal-Polyethylenglycol
2000-distearoylphosphatidylethanolamin
(0,5 mg) in einem Glasfläschchen
wurde eine Lösung
von 1,4% Propylenglycol/2,4% Glycerol in Wasser (1 ml) gegeben.
Die Dispersion wurde 5 Minuten auf 80°C erhitzt, auf Raumtemperatur
abgekühlt
und mit Perfluorbutangas gespült.
Das Glasfläschchen
wurde für
45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt und
dann auf einem Rollentisch platziert. Nach der Zentrifugation wurde
die unten schwimmende Flüssigkeit
durch eine Lösung
von RGDC in Natriumphosphatpuffer mit einem pH von 7,5 ausgetauscht, wonach
das Glasfläschchen
für mehrere
Stunden auf dem Rollentisch platziert wurde.
-
ba) Perfluorbutan-gefüllte Mikrobläschen, eingekapselt
von Phosphatidylserin und Dipalmitoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
2000
-
Zu
einem Glasfläschchen,
enthaltend Phosphatidylserin und Dipalmitoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
2000 (Verhältnis
10:1) wurde eine Lösung
von 2% Propylenglycol in Wasser gegeben, was eine Lipidkonzentration
von 5 mg/ml ergab. Die Dispersion wurde 5 Minuten auf 80°C erhitzt
und dann auf Raumtemperatur abgekühlt, wonach der Dampfraum mit
Perfluorbutangas gespült
wurde. Das Glasfläschchen
wurde 45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt und
dann auf einem Rollentisch platziert. Nach dem Waschen durch Zentrifugation
und Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit wurde ein gleiches
Volumen Wasser, enthaltend 10% Saccharose, zugegeben. Die resultierende
Dispersion wurde lyophilisiert und dann durch Zugabe von Wasser
erneut dispergiert, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion ergab.
-
bb) Perfluorbutan-gefüllte Mikrobläschen, eingekapselt
mit Phosphatidylserin und Distearoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
5000
-
Zu
einem Glasfläschchen,
enthaltend Phosphatidylserin und Distearoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
5000 (Verhältnis
10:1) wurde eine Lösung
von 2% Propylenglycol in Wasser gegeben, was eine Lipidkonzentration
von 5 mg/ml ergab. Die Dispersion wurde 5 Minuten auf 80°C erhitzt
und dann auf Raumtemperatur abgekühlt, wonach der Dampfraum mit
Perfluorbutangas gespült
wurde. Das Glasfläschchen
wurde 45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt und
dann auf einem Rollentisch platziert. Nach dem Waschen durch Zentrifugation
und Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit wurde ein gleiches
Volumen Wasser, enthaltend 10% Polyethylenglycol, zugegeben. Die
resultierende Dispersion wurde lyophilisiert und dann durch Zugabe
von Wasser erneut dispergiert, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion
ergab.
-
bc) Perfluorbutan-gefüllte Mikrobläschen, eingekapselt
mit Phosphatidylserin und Dipalmitoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
2000
-
Zu
einem Glasfläschchen,
enthaltend Phosphatidylserin und Dipalmitoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
2000 (Verhältnis
10:1) wurde eine Lösung
von 2% Propylenglycol in Wasser gegeben, was eine Lipidkonzentration
von 5 mg/ml ergab. Die Dispersion wurde 5 Minuten auf 80°C erhitzt
und dann auf Raumtemperatur abgekühlt, wonach der Dampfraum mit
Perfluorbutangas gespült
wurde. Das Glasfläschchen
wurde 45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt und
dann auf einem Rollentisch platziert. Nach dem Waschen durch Zentrifugation
und Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit wurde ein gleiches
Volumen Wasser zugegeben, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion ergab.
-
bd) Perfluorbutan-gefüllte Mikrobläschen, eingekapselt
mit Phosphatidylserin und Distearoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
5000
-
Zu
einem Glasfläschchen,
enthaltend Phosphatidylserin und Distearoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
5000 (Verhältnis
10:1) wurde eine Lösung
von 2% Propylenglycol in Wasser gegeben, was eine Lipidkonzentration
von 5 mg/ml ergab. Die Dispersion wurde 5 Minuten auf 80°C erhitzt
und dann auf Raumtemperatur abgekühlt, wonach der Dampfraum mit
Perfluorbutangas gespült
wurde. Das Glasfläschchen
wurde 45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt und dann
auf einem Rollentisch platziert. Nach dem Waschen durch Zentrifugation
und Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit wurde ein gleiches
Volumen Wasser zugegeben, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion ergab.
-
be) Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert mit Phosphatidylserin und Dipalmitoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
2000
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass
das hydrierte Phosphatidylserin durch eine Mischung aus hydriertem
Phosphatidylserin und Dipalmitoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
2000 (Verhältnis
10:1) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren
Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
bf) Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert mit Phosphatidylserin und Distearoylphosphatidyl-ethanolamin-Polyethylenglycol
5000
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass
das hydrierte Phosphatidylserin durch eine Mischung aus hydriertem
Phosphatidylserin und Distearoylphosphatidylethanolamin-Polyethylenglycol
5000 (Verhältnis
10:1) ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren
Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert.
-
bg) Lyophilisierte Perfluorbutan-gefüllte Mikrobläschen, erneut
dispergiert in einer Emulsion
-
Eine
Probe der milchig weißen
Dispersion, hergestellt wie in Beispiel 1(bp) beschrieben, wurde dreimal
durch Zentrifugation und Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit
gewaschen, wonach ein gleiches Volumen einer 10%igen Saccharoselösung zugegeben
wurde. Die resultierende Dispersion wurde lyophilisiert und dann
in einer Emulsion, hergestellt wie in Beispiel 1(aq) beschrieben,
kurz vor der Verwendung erneut dispergiert.
-
bh) Tröpfchen
einer avidinylierten Perfluordimethylcyclobutanemulsion
-
Distearoylphosphatidylserin
(4,5 mg) und Biotin-dipalmitoylphosphatidylethanolamin (0,5 mg) wurden
in ein sauberes Glasfläschchen
abgewogen und 1,0 ml einer Lösung
von 2%igem Propylenglycol wurde zugegeben. Nach dem Erhitzen auf
80°C wurde
die Mischung auf Raumtemperatur abgekühlt. 100 μl Perfluordimethylcyclobutan
wurden zugegeben und das Glasfläschchen
für 75
Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab. Eine verdünnte Probe
der Emulsion (100 ⎕l Emulsion in 1 ml Wasser) wurde mit
einem Überschuss
Avidin inkubiert und auf einem Rollentisch platziert. Die verdünnte Emulsion
wurde dann gründlich
mit Wasser gewaschen und durch Zentrifugation konzentriert.
-
bi) 1H-Tridecafluorhexanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch 1H-Tridecafluorhexan (Sp. 71°C) ersetzt wurde. Die so erhaltene
Emulsion der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert.
-
bj) Perfluorheptanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(1) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorpentan
durch Perfluorheptan (Sp. 80–85°C) ersetzt
wurde. Die so erhaltene Emulsion der diffundierbaren Komponente
wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C
gelagert.
-
bk) Perfluordimethylcyclobutanemulsion
mit Phosphatidylserin und fluoreszierendem Streptavidin
-
Distearoylphosphatidylserin
(4,5 mg) und Biotin-dipalmitoylphosphatidylethanolamin (0,5 mg) wurden
in ein sauberes Glasfläschchen
abgewogen und 1,0 ml einer Lösung
von 2%igem Propylenglycol wurde zugegeben. Nach dem Erhitzen auf
80°C wurde
die Mischung auf Raumtemperatur abgekühlt. 100 μl Perfluordimethylcyclobutan
wurden zugegeben und das Glasfläschchen
für 75
Sekunden unter Verwendung eines CapMix®-Mixers
geschüttelt,
was eine Emulsion der diffundierbaren Kompo nente ergab. Eine verdünnte Probe
der Emulsion (100 μl Emulsion
in 1 ml Wasser) wurde mit einem Überschuss
fluoreszierendem Streptavidin in Phosphatpuffer inkubiert und auf
einem Rollentisch platziert. Die verdünnte Emulsion wurde dann gründlich mit Wasser
gewaschen und durch Zentrifugation konzentriert.
-
bl) Dispersion einer Gasdispersion von
lyophilisiertem Perfluorbutan
-
Eine
Probe der milchig weißen
Dispersion, hergestellt wie in Beispiel 1(a) beschrieben, wurde dreimal
durch Zentrifugation und Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit
gewaschen, wonach ein gleiches Volumen einer 10%igen Saccharoselösung zugegeben
wurden. Die resultierende Dispersion wurde lyophilisiert und dann
kurz vor der Verwendung erneut in destilliertem Wasser dispergiert.
-
bm) Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert durch sterilisiertes Phosphatidylserin
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(aq) wurde wiederholt, außer dass
das hydrierte Phosphatidylserin durch eine sterilisierte Lösung von
hydriertem Phosphatidylserin ersetzt wurde. Die so erhaltene Emulsion
der diffundierbaren Komponente wurde bei Nichtgebrauch bei 0 C gelagert.
-
bn) Perfluorpropangasdispersion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 1(a) wurde wiederholt, außer dass das Perfluorbutangas
durch Perfluorpropangas ersetzt wurde.
-
bo) Dispergiertes Echovist
-
Echovist-Granulat
(Schering AG)(0,25 g) wurde in einer Emulsion (1,15 ml), hergestellt
wie in Beispiel 1 (aq) beschrieben, dispergiert.
-
bp) Perfluorbutangasdispersion
-
Hydriertes
Phosphatidylserin (500 mg) wurde zu einer Lösung von 1,5% Propylenglycol/5,11% Glycerol
in Wasser (100 ml) gegeben und 5 Minuten auf 80°C er hitzt, wonach die resultierende
Dispersion auf Umgebungstemperatur abkühlen konnte. Portionen von
1 ml wurden in 2-ml-Glasfläschchen überführt, der
Dampfraum über
jeder Portion wurde mit Perfluorbutangas gespült und die Glasfläschchen wurden
45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, wonach
die Glasfläschchen
auf einem Rollentisch platziert wurden.
-
bq) Herstellung biotinylierter Perfluorbutan-Mikrobläschen
-
Distearoylphosphatidylserin
(4,5 mg) und Biotin-dipalmitoylphosphatidylethanolamin (0,5 mg) wurden
in ein sauberes Glasfläschchen
abgewogen und 1,0 ml einer Lösung
von 1,4% Propylenglycol/2,4% Glycerol wurde zugegeben. Nach dem
Erhitzen auf 78°C
wurde die Mischung auf Raumtemperatur abgekühlt und der Dampfraum mit Perfluorbutangas
gespült.
Das Glasfläschchen
wurde für
45 Sekunden unter Verwendung eines CapMix®-Mixers
geschüttelt
und dann 16 Stunden auf einem Rollentisch platziert. Die resultierenden
Mikrobläschen
wurden gründlich
mit deionisiertem Wasser gewaschen.
-
br) Aerogele
-
Zu
einer „Spatelspitze" pyrolysierter Resorcinol-Formaldehyd-Aerogelteilchen
(bereitgestellt von Dr. Pekala, Lawrence Livermore National Laborstory) wurden
300 μl Wasser,
ein Tropfen eines pH 9-Puffers und 5–10 Tropfen von 1%igem Pluronic
F68 gegeben. Die Aerogelteilchen sedimentierten schnell, aggregierten
aber nicht.
-
bs) Kleine Bläschen
-
Ein
Gummischlauch, 8 mm Innendurchmesser und ungefähr 20 cm lang, wurde vertikal
in einem Stativ platziert, am unteren Ende verschlossen und mit
einer Mikrobläschendispersion,
hergestellt gemäß Beispiel
1(a)(außer
dass ein Ystral®-Rotor-Stator-Homogenisator
zur Herstellung der Mikrobläschendispersion
verwendet wurde) gefüllt.
Nach zwei Stunden wurde eine mit einer Kanüle verbundene Spritze nahe
dem Boden in den Gummischlauch eingeführt und eine 1-ml-Fraktion
der größenfraktionierten
Mikrobläschendispersion
wurde gesammelt. Die Coulter-Counter- Analyse ergab, dass die so erhaltene
Mikrobläschendispersion
einen mittleren Durchmesser von 1,2 μm hatte.
-
bt) Perfluorbutangasdispersion, stabilisiert
durch 5% Albumin: 5% Dextrose (1:3)
-
20%
Humanserum wurden mit gereinigtem Wasser auf 5% verdünnt. Eine
5-ml-Probe des verdünnten Albumins
wurde mit 5% Glucose (15 ml) weiter verdünnt, und die resultierende
Mischung wurde in ein Glasfläschchen überführt. Der
Dampfraum wurde mit Perfluorbutangas gespült, und das Glasfläschchen
wurde 80 Sekunden ultraschallbehandelt, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion
ergab.
-
bu) Dispersion von Buckminsterfulleren
C60
-
Buckminsterfulleren
C60 wurde zu 2,5% humanem Serumalbumin (1
ml) in einem 2-ml-Glasfläschchen
gegeben, das 75 Sekunden unter Verwendung einem CapMix® geschüttelt wurde.
-
bv) Schwefelhexafluoridgasdispersion
-
Stabilisierte
Mikrobläschen
aus Distearoylphosphatidylcholin:Dipalmitoylphosphatidyl-glycerol (10:1)
wurden, wie in Beispiel 5 von
WO-A-9409829 beschrieben, hergestellt. So
wurden 50 mg Distearoylphosphatidylcholin, 5 mg Dipalmitoylphosphatidylglycerol
und 2,2 g Polyethylenglycol 4000 bei 60°C in 22 ml t-Butanol gelöst, und
die Lösung
wurde schnell auf –77°C abgekühlt und über Nacht
lyophilisiert. 100 mg des resultierenden Pulvers wurden in einem Glasfläschchen
platziert und der Kopfraum evakuiert und dann mit Schwefelhexafluorid
gefüllt.
Kurz vor der Verwendung wurde 1 ml gereinigtes Wasser zugegeben,
was eine Mikrobläschendispersion
ergab.
-
bw) 2-Methylbutanemulsion
-
Hydriertes
Phosphatidylserin (100 mg) in gereinigtem Wasser (20 ml) wurde 5
Minuten auf 80°C erhitzt
und die resultierende Dispersion über Nacht in einem Kühlschrank
abgekühlt.
1 ml der Dispersion wurde in ein 2-ml-Glasfläschchen überführt, in das 100 μl 2-Methylbutan
gegeben wurden. Das Glasfläschchen
wurde 75 Sekun den unter Verwendung eines CapMix® geschüttelt, was
eine Emulsion der diffundierbaren Komponente ergab, die bei Nichtgebrauch
bei 0°C
gelagert wurde.
-
bx) Lyophilisierte Perfluorbutangasdispersion
in wässerigem
Natriumbicarbonat
-
Eine
Probe der milchig weißen
Dispersion aus Beispiel 1(a) wurde dreimal durch Zentrifugation und
Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit gewaschen, wonach
ein gleiches Volumen einer 10%igen Saccharoselösung zugegeben wurde. Die resultierende
Dispersion wurde lyophilisiert und dann in 0,1 M Natriumbicarbonatlösung erneut
dispergiert.
-
by) Perfluorbutangasdispersion
-
Eine
Perfluorbutangasdispersion wurde wie in Beispiel 1(a) hergestellt.
Die Dispersion wurde durch Zentrifugation und Entfernung der unten schwimmenden
Flüssigkeit
dreimal mit gereinigtem Wasser gewaschen, was eine milchig weiße Mikrobläschendispersion
ergab.
-
bz) Perfluorbutangasdispersion mit Eisenoxidteilchen
-
Zu
1 ml einer Perfluorbutangasdispersion, hergestellt wie in Beispiel
1(by), wurde 1 ml gereinigtes Wasser gegeben. Der pH wurde mit Ammoniumhydroxid
auf 11,2 angehoben und die Dispersion 5 Minuten bei 60°C erhitzt.
Unbeschichtete Eisenoxidteilchen (0,3 ml, 4,8 mg Fe/ml) wurden zugegeben und
die Dispersion wurde 5 Minuten stehengelassen. Der pH wurde mit
Salzsäure
auf 5,9 gesenkt, was eine braune Dispersion ergab, die nach einer
Weile eine Oberschicht mit braunen Teilchen, eine klare nicht-gefärbte unten
schwimmende Flüssigkeit
aber keinen Niederschlag entwickelte.
-
ca) Perfluorbutangasdispersion mit Eisenoxidteilchen
-
Zu
1 ml einer Perfluorbutangasdispersion, hergestellt wie in Beispiel
1(by), wurden 0,3 ml unbeschichteter Eisenoxidteilchen (4,8 mg Fe/ml)
bei pH 7 gegeben, was eine braune Dispersion ergab, die beim Stehenlassen
eine Oberschicht mit braunen Mik robläschen, eine klare unten schwimmende
Flüssigkeit
aber keinen Niederschlag entwickelte.
-
cb) [Vergieich]
-
Zu
1 ml einer Lösung
von hydriertem Phosphatidylserin in gereinigtem Wasser (5 mg/ml)
wurden 0,3 ml unbeschichteter Eisenoxidteilchen (4,8 mg Fe/ml) gegeben,
was eine braune Dispersion ergab, die beim Stehenlassen einen braunen
Niederschlag entwickelte.
-
cc) Perfluorbutangasdispersion mit Eisenoxidteilchen,
beschichtet mit Ölsäure
-
1,3
mmol FeCl2·4H2O
(0,259 g) und 2,6 mmol FeCl3·6H2O (0,703 g) wurden in 10 ml gereinigtem Wasser
gelöst,
und 1,5 ml Ammoniumhydroxid wurden zugegeben. Die resultierenden
Eisenoxidteilchen wurden fünfmal
mit gereinigtem Wasser (25 ml) gewaschen. Verdünntes Ammoniumhydroxid wurde zu
den Teilchen gegeben und die Suspension auf 80°C erhitzt. Ölsäure (0,15 g) wurde zugegeben,
und die Dispersion wurde 5 Minuten bei Umgebungstemperatur stehengelassen.
Gereinigtes Wasser (10 ml) wurde zugegeben, und der pH wurde mit
Salzsäure auf
5,4 gesenkt. Die Dispersion wurde 15 Minuten ultraschallbehandelt,
wonach die unten schwimmende Flüssigkeit
entfernt und die Teilchen in 2-Methylbutan (5 ml) suspendiert wurden,
was eine feine schwarze Dispersion ergab.
-
25
mg Distearoylphosphatidylcholin und 2,5 mg Dimyristoylphosphatidylglycerol
wurden bei 60°C in
11 ml t-Butanol gelöst
und 0,1 ml der Eisenoxidteilchen von oben wurden zusammen mit 1,1
g Polyethylenglycol 4000 zugegeben. Die Dispersion wurde 10 Minuten
bei 60°C
erhitzt, schnell auf –77°C abgekühlt und
lyophilisiert. 100 mg des Lyophilisats wurden in ein 2-ml-Glasfläschchen
eingeführt,
das dann evakuiert und zweimal mit Perfluorbutangas gespült wurde.
Das Lyophilisat wurde dann in 1 ml gereinigtem Wasser dispergiert
und zweimal durch Zentrifugation unter Entfernung der unten schwimmenden Flüssigkeit
und des Niederschlages mit gereinigtem Wasser gewaschen. Nach dem
Stehenlassen hatte die resultierende Dispersion eine hellgraue und
flotierende Oberschicht.
-
Beispiel 2 – In-vitro-Charakterisierung
des Mikrobläschenwachstums
durch Mikroskopie/visuelle Beobachtung
-
- a) Ein Tropfen der Perfluorbutangasdispersion aus
Beispiel 1(a) bei ca. 4°C
wurde mit einem Tropfen luftübersättigten
gereinigten Wassers bei ca. 4°C
auf einem Mikroskopobjektträger,
abgekühlt
auf ca. 4°C,
verdünnt
und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Es war zu beobachten, dass die Mikrobläschen unterschiedliche
Größen von
2 bis 5 μm
hatten. Die Temperatur wurde dann auf ca. 40°C angehoben, woraufhin eine
signifikante Steigerung der Größe der Mikrobläschen zu
beobachten war, wobei die größeren Mikrobläschen am
größten wurden.
Die Anzahl der Mikrobläschen
war nach etwa 5 Minuten signifikant reduziert.
- b) [Vergleich] Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion aus Beispiel
1(c), gekühlt
in einem Eisbad auf ca. 0°C,
wurde auf einem Mikroskopobjektträger, gekühlt auf ca. 0°C, platziert
und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Es war zu beobachten, dass die Ölphasentröpfchen der Emulsion unterschiedliche
Größen von
2 bis 6 μm
hatten. Die Temperatur wurde dann auf ca. 40°C angehoben. Es war keine Bildung
von Mikrobläschen
zu beobachten.
- c) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)(0,5
ml) wurde mit gereinigtem Wasser (50 ml) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein Teil
dieser verdünnten
Dispersion (1 ml) wurde mit einem Teil der 2-Methylbutanemulsion
aus Beispiel 1(c)(100 μl)
gemischt. Ein Tropfen der resultierenden Mischung wurde auf einem
Mikroskopobjektträger,
gehalten bei 0°C
mittels eines Heiz-/Kühltisches,
platziert und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur des
Deckglases wurde unter Verwendung des Heiz-/Kühltisches stufenweise auf 40°C angehoben.
Durch Mikroskopie war ein schnelles und wesentliches Mikrobläschenwachstum
zu beobachten und wurde durch Größen- und
Verteilungsmessungen unter Verwendung eines Malvern-Mastersizers
bestätigt.
- d) [Vergleich] Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus
Beispiel 1(a)(0,5 ml) wurde mit gereinigtem Wasser (50 ml) verdünnt und
in einem Eisbad auf 0°C
abgekühlt.
Ein Teil dieser verdünnten
Dispersion (1 ml) wurde mit 100 μl
einer 5 mg/ml- Dispersion
des hydrierten Phosphatidylserins in gereinigtem Wasser, ebenso
bei 0°C,
gemischt. Ein Tropfen der resultierenden Mischung wurde auf einem
Mikroskopobjektträger,
gekühlt auf
0°C, platziert
und mit einer Vergrößerung von 400X
untersucht. Es war zu beobachten, dass die Mikrobläschen unterschiedliche
Größen von
2 bis 5 μm
hatten. Die Temperatur wurde dann auf ca. 40°C angehoben, woraufhin eine
signifikante Steigerung der Größe der Mikrobläschen zu
beobachten war, obgleich die Steigerung weniger stark und nicht
so schnell war, wie die in Beispiel 2(c) beobachtete.
- e) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
wurde mit gereinigtem Wasser (1:1) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein
Tropfen der 2-Chlor-1,1,2-trifluorethyldifluormethyletheremulsion
aus Beispiel 1(e) wurde der verdünnten
Mikrobläschendispersion
auf einem Mikroskopobjektträger,
gehalten bei 0°C
mit einem Heiz-/Kühltisch,
zugegeben und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur
des Objektträgers
wurde stufenweise unter Verwendung des Heiz-/Kühltisches
auf 40°C
angehoben. Durch Mikroskopie war ein schnelles und wesentliches
Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- f) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
wurde mit gereinigtem Wasser (1:1) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein
Tropfen der 2-Brom-2-chlor-1,1,1-trifluorethanemulsion
aus Beispiel 1(f) wurde der verdünnten
Mikrobläschendispersion
auf einem Mikroskopobjektträger, gehalten
bei 0°C
mit einem Heiz-/Kühltisch,
zugegeben und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur
des Objektträgers wurde
stufenweise unter Verwendung des Heiz-/Kühltisches
auf 40°C
angehoben. Durch Mikroskopie war ein schnelles und wesentliches
Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- g) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
wurde mit gereinigtem Wasser (1:1) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein
Tropfen der 1-Chlor-2,2,2-trifluorethyldifluormethyletheremulsion
aus Beispiel 1(g) wurde der verdünnten
Mikrobläschendispersion
auf einem Mikroskopobjektträger,
gehalten bei 0°C
mit einem Heiz-/Kühltisch,
zugegeben und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur
des Objektträgers
wurde stufenweise unter Verwendung des Heiz- /Kühltisches
auf 40°C
angehoben. Durch Mikroskopie war ein schnelles und wesentliches
Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- h) Ein Tropfen der Dispersion aus Polymer-/humanes Serumalbumin-Mikroteilchen
aus Beispiel 1(h) und ein Tropfen der Perfluorpentanemulsion aus
Beispiel 1(k) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 50°C, platziert und mit einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tröpfchen war ein signifikantes Wachstum
der Mikrobläschen
zu beobachten.
- i) Ein Tropfen der Dispersion aus Polymer-/humanes Serumalbumin-Mikroteilchen
aus Beispiel 1(h) und ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion aus
Beispiel 1(j) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 40°C, platziert und mit einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tröpfchen war ein signifikantes, schnelles
und starkes Wachstum der Mikrobläschen
zu beobachten.
- j) Ein Tropfen der Dispersion aus Polymer-/Gelatine-Mikroteilchen
aus Beispiel 1(i) und ein Tropfen der Perfluorpentanemulsion aus
Beispiel 1(k) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 50°C, platziert und mit einer Vergrößerung von 400X
untersucht. Beim Vermischen der Tröpfchen war ein signifikantes
Wachstum der Mikrobläschen
zu beobachten.
- k) Ein Tropfen der Dispersion aus Polymer-/Gelatine-Mikroteilchen
aus Beispiel 1(i) und ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion aus
Beispiel 1(j) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 40°C, platziert und mit einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tröpfchen war ein signifikantes,
schnelles und starkes Wachstum der Mikrobläschen zu beobachten.
- l) [Vergleich] Ein Tropfen der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel
1(k) wurde auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 50 °C, platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Es war keine Mikrobläschenbildung zu beobachten.
- m) [Vergleich] Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion aus Beispiel
1(j) wurde auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 40°C, platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Es war keine Mikrobläschenbildung zu beobachten.
- n) [Vergleich] Ein Tropfen der Dispersion aus Polymer-/humanes
Serumalbumin-Mikroteilchen aus
Beispiel 1(h) wurde auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 40°C, platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Es war keine signifikante Veränderung zu beobachten.
- o) [Vergleich] Ein Tropfen der Dispersion aus Polymer-/Gelatine-Mikroteilchen
aus Beispiel 1(i) wurde auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf
50°C, platziert
und bei einer Vergrößerung von 400X
untersucht. Es war keine signifikante Veränderung zu beobachten.
- p) Ein Tropfen einer Dispersion aus mit humanem Serumalbumin
stabilisierten Luftmikrobläschen, hergestellt
wie in US-A-4718433 beschrieben, und
ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion
aus Beispiel 1(j) wurden auf einem Mikroskopobjektträger bei
20°C platziert
und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes
Wachstum der Mikrobläschen
zu beobachten.
- g) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
wurde mit gereinigtem Wasser (1:1) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein
Tropfen der Perfluordecalin/Perfluorbutanemulsion aus Beispiel 1(z)
wurde der verdünnten
Mikrobläschendispersion
auf einem Mikroskopobjektträger,
gehalten bei 0°C
mit einem Heiz-/kühltisch,
zugegeben und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur
des Objektträgers
wurde unter Verwendung des Heiz-/Kühltisches stufenweise auf 40°C angehoben.
Durch Mikroskopie war ein schnelles und wesentliches Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- r) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
wurde mit gereinigtem Wasser (1:1) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein
Tropfen der Perfluordecalin/Perfluorpropanemulsion aus Beispiel
1(aa) wurde der verdünnten
Mikrobläschendispersion
auf einem Mikroskopobjektträger,
gehalten bei 0°C
mit einem Heiz-/kühltisch,
zugegeben und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur
des Objektträgers
wurde unter Verwendung des Heiz-/Kühltisches stufenweise auf 40°C angehoben.
Durch Mikroskopie war ein schnelles und wesentliches Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- s) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
wurde mit gereinigtem Wasser (1:1) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein
Tropfen der Perfluordecalin/Schwefelhexafluoridemulsion aus Beispiel
1(ab) wurde der verdünnten
Mikrobläschendispersion
auf einem Mikroskopobjektträger, gehalten
bei 0°C
mit einem Heiz-/Kühltisch,
zugegeben und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur
des Objektträgers wurde
unter Verwendung des Heiz-/Kühltisches stufenweise
auf 40°C
angehoben, woraufhin nach 4 bis 5 Minuten eine Erhöhung der
Größe der Mikrobläschen zu
beobachten war, obgleich die Erhöhung
weniger stark und weniger schnell war, als die in den Beispielen
2(q) und 2(r) beobachtete.
- t) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
wurde mit gereinigtem Wasser (1:1) verdünnt und auf 0°C abgekühlt. Ein
Tropfen der Pluronic F68-stabilisierten
Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(ad) wurde der verdünnten Mikrobiäschendispersion
auf einem Mikroskopobjektträger,
gehalten bei 0°C
mit einem Heiz-/Kühltisch,
zugegeben und mit einem Deckglas, ebenso bei 0°C, abgedeckt. Die Temperatur
des Objektträgers
wurde unter Verwendung des Heiz-/Kühltisches stufenweise auf 40°C angehoben.
Durch Mikroskopie war ein schnelles und wesentliches Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- u) Ein Tropfen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
und ein Tropfen der Brij 58:Fluorad FC-170C-stabilisierten Perfluorpentanemulsion
aus Beispiel 1(aj) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf
40°C, platziert
und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Nach einer Weile war ein langsames Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- v) Ein Tropfen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
und ein Tropfen der Brij 58:Fluorad FC-170C-stabilisierten Perfluorpentanemulsion
aus Beispiel 1(ak) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf
40°C, platziert
und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Nach einer Weile war ein Mikrobläschenwachsturn
zu beobachten.
- w) Ein Tropfen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
und ein Tropfen der Perfluor-4-methyl-pent-2-enemulsion aus Beispiel
1(al) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 40°C, platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Nach einer Weile war ein langsames Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- x) Ein Tropfen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
und ein Tropfen der 1H,1H,2H-Heptafluorpent-1-enemulsion aus Beispiel
1(am) wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 40°C, platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes
und schnelles Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- y) Ein Tropfen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)
und ein Tropfen der Perfluorcyclopentenemulsion aus Beispiel 1(an)
wurden auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 40°C, platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes
und schnelles Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- z) 400 μl
einer Perfluorbutangasdispersion, hergestellt wie in Beispiel 1(b),
wurden in ein 2-ml-Glasfläschchen
bei Raumtemperatur überführt und
zu 100 μl
der azeotropen Emulsion von Beispiel 1(ap) gegeben. Ein Tröpfchen der
Mikrobläschen/Emulsion-Mischung
wurde auf einem Mikroskopobjektträger, gehalten bei 20°C mit einem
Heiz-/Kühltisch,
platziert. Die Temperatur des Objektträgers wurde unter Verwendung
des Heiz-/Kühltisches
schnell auf 37°C
angehoben. Es war ein wesentliches, spontanes und schnelles Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- aa) Ein Tropfen biotinylierter Mikrobläschen, hergestellt wie in Beispiel
1(bq), wurde zu einem Tropfen der Emulsion, hergestellt wie in Beispiel 1(bh)
beschrieben, auf einem Mikroskopobjektträger, erwärmt auf 60°C, zugegeben und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Bei den aggregierten Emulsionströpfchen war
ein signifikantes Wachstum der Mikrobläschen und Akkumulation der
Mikrobläschen
zu sehen.
- ab) Mikrobläschen,
hergestellt wie in Beispiel 1(bq) beschrieben, können mittels Durchflusszytometrie,
z. B. durch den Einsatz einer Emulsion von fluoreszierendem Streptavidin,
hergestellt wie in Beispiel 1(bk) beschrieben, hinsichtlich der
Detektion der Anhaftung von Streptavidin an die biotinylierten Mikrobläschen analysiert
werden.
- ac) Ein Tropfen der Echovist-Dispersion, hergestellt wie in
Beispiel 1(bo) beschrieben, wurde für die Mikroskopieuntersuchung
auf einem Objektträger
platziert und unter Verwendung eines Heiz-/Kühltisches bei 37°C gehalten.
Die Probe wurde mit einem Deckglas abgedeckt und unter einem Mikroskop
platziert. Es war ein signifikantes Bläschenwachstum zu beobachten.
- ad) Ein Tropfen der Aerogeldispersion aus Beispiel 1(br) wurde
zur Mikroskopieuntersuchung auf einem Objektträger platziert und unter Verwendung
eines Heiz-/Kühltisches
bei 37°C
gehalten. Die Probe wurde mit einem Deckglas abgedeckt und unter
einem Mikroskop platziert. Ein Tropfen 2-Methylbutanemulsion (aus
Beispiel 1(c) oben, außer
dass 100 μl
2-Methylbutan anstelle von 200 μl
verwendet wurden) wurde auf den Rand des Deckglases gegeben, so
dass die Emulsion in die Aerogeldispersion eindrang. Nach dem Erhöhen der
Temperatur auf ungefähr
60°C ergaben
sich Mikrobläschen
aus den Aerogelteilchen.
- ae) [Vergleich] Ein Tropfen der Aerogeldispersion aus Beispiel
1(br) wurde zur Mikroskopieuntersuchung auf einem Objektträger platziert
und unter Verwendung eines Heiz-/Kühltisches bei 20°C gehalten.
Die Probe wurde mit einem Deckglas abgedeckt und unter einem Mikroskop
platziert und die Temperatur auf 60°C angehoben. Es war kein Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- af) Ein Tropfen der Mikrobläschendispersion
aus Beispiel 1(bs) wurde zur Mikroskopieuntersuchung auf einem Objektträger platziert.
Die Probe wurde mit einem Deckglas abgedeckt und unter einem Mikroskop,
ausgestattet mit einem Heiz-/Kühltisch,
der die Probentemperatur bei 20°C
hielt, platziert. Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion aus Beispiel 1(c)
oben wurde auf den Rand des Deckglases gegeben, so dass die Emulsion
in die Mikrobläschendispersion
eindrang. Während
des Mischens war kein Mikrobläschenwachstum
zu beobachten. Die Temperatur wurde dann auf 40°C angehoben, woraufhin ein wesentliches
Mikrobläschenwachstum
zu beobachten war.
- aq) [Vergleich] Ein Tropfen der Mikrobläschendispersion aus Beispiel
1(bs) wurde zur Mikroskopieuntersuchung auf einem Objektträger platziert. Die
Probe wurde mit einem Deckglas abgedeckt und unter einem Mikroskop,
ausgestattet mit einem Heiz-/Kühltisch,
der die Probentemperatur bei 20°C
hielt, platziert. Als die Temperatur auf 40°C angehoben wurde, war kein
Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- ah) Zu Echovist-Granulat (Schering AG) auf einem Mikroskopobjektträger wurde
ein Tropfen Lösungsmittel
für Echovist-Granulat
bei Umgebungstemperatur gegeben. Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bw), wurde zugegeben und bei einer
Vergrößerung von
100X untersucht. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes
Wachstum der Mikrobläschen
zu beobachten.
- ai) Ein Tropfen Levovist®, hergestellt zur Injektion, und
ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bw), wurden auf einem Mikroskopobjektträger bei
Umgebungstemperatur platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes,
schnelles und starkes Wachstum der Mikrobläschen zu beobachten.
- aj) Ein Tropfen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(br) und ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion, hergestellt wie
in Beispiel 1(bw), wurden auf einem Mikroskopobjektträger bei
Umgebungstemperatur platziert und bei einer Vergrößerung von
400X untersucht. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes,
schnelles und starkes Wachstum der Mikrobläschen zu beobachten.
- ak) Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion, hergestellt wie in
Beispiel 1(by), wurde zu einem Tropfen der Buckminsterfulleren C60-Dispersion aus Beispiel 1(bu) auf einem
Mikroskopobjektträger
bei 40°C
gegeben. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes, starkes
und schnelles Wachstum der Mikrobläschen zu beobachten.
- al) Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion, hergestellt wie in
Beispiel 1(bw), wurde zu einem Tropfen der Schwefelhexafluoridgasdispersion aus
Beispiel 1(bv) auf einem Mikroskopobjektträger bei 40°C gegeben. Beim Vermischen der Tropfen
war ein signifikantes, schnelles und starkes Wachstum der Mikrobläschen zu
beobachten.
- am) Ein Tropfen 0,5 M Salzsäure
wurde zu einem Tropfen der Perfluorbutangasdispersion in wässerigem
Natriumbicarbonat aus Beispiel 1(bx) auf einem Mikroskopobjektträger bei
Umgebungstemperatur gegeben. Beim Vermischen der Tropfen war ein
schnelles, starkes und kurzlebiges Mikrobläschenwachstum zu beobachten.
- an) Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion, hergestellt wie in
Beispiel 1(bw), wurde zu einem Tropfen der Perfluorbutangasdispersion
mit Eisenoxidteilchen aus Beispiel 1(bz) auf einem Mikroskopobjektträger bei
Umgebungstemperatur gegeben. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes,
starkes und schnelles Wachstum der Mikrobläschen zu beobachten.
- ao) Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion, hergestellt wie in
Beispiel 1(bw), wurde zu einem Tropfen der Perfluorbutangasdispersion
mit Eisenoxidteilchen aus Beispiel 1(ca) auf einem Mikroskopobjektträger bei
Umgebungstemperatur gegeben. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes,
starkes und schnelles Wachstum der Mikrobläschen zu beobachten.
- ap) [Vergleich] Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion, hergestellt
wie in Beispiel 1(bw), wurde zu einem Tropfen der Eisenoxidteilchendispersion aus
Beispiel 1(cb) auf einem Mikroskopobjektträger bei Umgebungstemperatur
gegeben. Es war keine Mikrobläschenbildung
zu beobachten.
- aq) Ein Tropfen der 2-Methylbutanemulsion, hergestellt wie in
Beispiel 1(bw), wurde zu einem Tropfen der Perfluorbutangasdispersion
mit den Ölsäure-beschichteten
Eisenoxidteilchen aus Beispiel 1(cc) auf einem Mikroskopobjektträger bei Umgebungstemperatur
gegeben. Beim Vermischen der Tropfen war ein signifikantes, starkes und
schnelles Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- ar) 1 ml der Mikrobläschendispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bp) beschrieben, wurde mit 50 ml Wasser
verdünnt.
Ein Tropfen der verdünnten Dispersion
wurde zu einem Tropfen Sodawasser auf einem Mikroskopobjektträger bei
Umgebungstempe ratur geben. Beim Vermischen der Tropfen war ein spontanes
Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
- as) 0,4 μl
einer biotinylierten Mikrobläschendispersion,
hergestellt gemäß Beispiel
1(bq), und 0,02 ml der Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt
wie in Beispiel 1(bh) beschrieben, wurden nacheinander unter Rühren in
ein Becherglas, enthaltend 200 ml Isoton bei 37°C, gegeben. Die Mischung wurde
20 Sekunden inkubiert. Ein Strahl gepulsten Ultraschalls (10 kHz
Folgefrequenz, 100 μJ
in jedem Puls) bei 2,5 MHz wurde durch die Lösung gerichtet, die in scharfem
Seitenlicht gegen einen schwarzen Hintergrund betrachtet wurde.
Im Strahlenweg war unmittelbar ein heller Streifen größerer Bläschen zu
beobachten.
- at) Ein Tropfen der Mikrobläschendispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl), wurde zur Mikroskopieüberprüfung auf
einem Objektträger
platziert. Die Probe wurde mit einem Deckglas abgedeckt und unter
einem Mikroskop, ausgestattet mit einem Heiz-/Kühltisch,
der die Temperatur bei 20°C hielt,
platziert. Ein Tropfen der Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt
wie in Beispiel 1(as), wurde auf den Rand des Deckglases gegeben,
so dass er in die Mikrobläschendispersion eindringen
konnte. Nach dem Erhöhen
der Temperatur auf ungefähr
60°C war
ein deutliches Mikrobläschenwachstum
zu beobachten.
-
Beispiel 3 – In-vitro-Charakterisierung
der Mikrobläschengröße und -verteilung
-
a) Messungen unter Verwendung eines Malvern-Mastersizers
-
Das
Mikrobläschenwachstum
und die Veränderung
der Größenverteilung
nach dem Mischen mit der diffundierbaren Komponente wurde unter
Verwendung eines Malvern-Mastersizers 1002, ausgestattet mit einer
45-mm-Linse und mit einem Messbereich von 0,1–80 μm, analysiert. Die Probenzelle
enthielt Isoton 11 (150 ml) und war mit einem temperaturgeregelten
Bad, das über
einen Temperaturbereich von 9–37°C betrieben
werden kann, verbunden. Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion
aus Beispiel 1(a)(110 μl)
wurde der Probenzelle zugegeben und nach der Äquilibrierung wurde ein Teil
der 2-Methylbutanemulsion aus Beispiel 1(c)(500 μl) zugegeben. Die Isoton-II-Lösung wurde
durch den Mastersizer und das temperaturgeregelte Bad ge pumpt, so dass
sie die Messzelle alle 30 Sekunden passierte. Alle 30 Sekunden wurden
für 3 Minuten
wiederholte Messungen durchgeführt.
Die Temperatur der Isoton-II-Lösung wurde
stufenweise angehoben, und es wurden weitere Messungen durchgeführt. Auch
die Perfluorbutangasdispersion und die 2-Methylbutanemulsion wurden
separat unter Verwendung ähnlicher Bedingungen
analysiert.
-
Die
Analyse der Perfluorbutangasdispersion allein zeigte, dass bei 9°C 82% der
Mikrobläschen eine
Größe unter
9,9 μm hatten;
dieser Anteil wurde auf 31% verringert, als die Temperatur auf 37°C angehoben
wurde. Diese Temperaturveränderung
war begleitet von einer entsprechenden Erhöhung des Anteils an Mikrobläschen in
einem Größenbereich von
15–80 μm, von 8%
auf 42%.
-
Nach
dem Mischen der Perfluorbutangasdispersion und der 2-Methylbutanemulsion
bei 9°C
war eine leichte Erhöhung
der Mikrobläschengröße zu beobachten.
Die Erhöhung
der Temperatur auf 25°C führte zu
einem starken Mikrobläschenwachstum, wobei
etwa 81% der Mikrobläschen
Größen im Bereich
von 15–80 μm hatten.
Eine weitere Temperaturerhöhung
führte
zu einem Mikrobläschenwachstum
auf Größen jenseits
des Messbereichs des Instruments.
-
Das
Mischen der Perfluorbutangasdispersion und der 2-Methylbutanemulsion
bei 37°C
führte
zu einem schnellen Mikrobläschenwachstum;
nach einem 30-Sekunden-Meßzyklus
hatten 97% der Mikrobläschen
Größen im Bereich
von 15–80 μm.
-
b) Messungen unter Verwendung eines Coulter-Multisizers
-
Das
Mikrobläschenwachstum
und die Veränderung
der Größenverteilung
nach dem Mischen mit der diffundierbaren Komponente wurden unter
Verwendung eines Coulter-Multisizers II, ausgestattet mit einer
50 μm-Öffnung und
mit einem Messbereich von 1–30 μm, analysiert.
Die beiden Komponenten jeder Probe wurden der Probenzelle zugegeben,
die 200 ml Isoton II, vorerwärmt
auf 37°C,
bei denen die Messungen durchgeführt
wurden, enthielt. Die Größenverteilung
der Mischung wurde unmittelbar und 1,5 Minuten nach der Einführung der
Proben gemessen. Danach wurde die Probenzelle unter Verwendung eines
2,25 MHz-Transducers, der mit einem Im- Pulserzeuger verbunden war, für 1 Minute
Ultraschall ausgesetzt; das Energieniveau betrug 100 μJ.
- b)(i) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus
Beispiel 1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(I)
führte
zu einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 3% auf ungefähr 16%.
- b)(ii) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorbutanemulsion aus Beispiel 1(m) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum. Die Gesamtvolumenkonzentration
erhöhte
sich von 1% auf ungefähr
6%.
- b)(iii) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(p) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von ungefähr 1% auf
ungefähr
4%.
- b)(iv) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(af) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von ungefähr 2% auf
ungefähr
8%.
- b)(v) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentan/Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
aus Beispiel 1(q) führte
zu einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 2% auf ungefähr 4%.
- b)(vi) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentan/1H,1H,2H-Hepafluorpent-1-enemulsion
aus Beispiel 1(r) führte
zu einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 2% auf ungefähr 4,5%,
- b)(vii) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(s) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 2% auf ungefähr 13%.
- b)(viii) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(t) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 2% auf ungefähr 13%.
- b)(ix) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(u) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 3% auf ungefähr 15%.
- b)(x) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(v) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 3% auf ungefähr 22%.
- b)(xi) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(ai) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 3% auf ungefähr 8%.
- b)(xii) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentan:Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
aus Beispiel 1(x) führte
zu einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 2% auf ungefähr 7,5%.
- b)(xiii) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentan:Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
aus Beispiel 1(y) führte
zu einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbe handlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 2,5% auf ungefähr 7%.
- b)(xiv) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(ac) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum. Die Erhöhung der
Größe der Mikrobläschen war
stärker
und schneller als das in Beispiel 3(b)(xv) beobachtete. Die Gesamtvolumenkonzentration
erhöhte
sich von 3,5% auf ungefähr 53%.
- b)(xv) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(ae) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum. Die Gesamtvolumenkonzentration
erhöhte
sich von 7% auf ungefähr
19%. Eine Ultraschallbehandlung führte zu einem weiteren Mikrobläschenwachstum,
was durch eine Erhöhung
der Gesamtvolumenkonzentration auf ungefähr 54,5% angezeigt wurde.
- b)(xvi) Das Mischen der Perfluorpropangasdispersion aus Beispiel
1(ah) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(l) führte zu
einem schnellen Mikrobläschenwachstum,
obgleich nicht so stark wie das in Beispiel 3(b)(i) beobachtete.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 3% auf ungefähr 4,5%.
- b)(xvii) Das Mischen der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel
1(ag) und der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(o) führte zu
einem schnellen und wesentlichen Mikrobläschenwachstum nach der Ultraschallbehandlung.
Die Gesamtvolumenkonzentration erhöhte sich von 1% auf ungefähr 8%.
- b)(xviii) Eine Probe der Perfluorhexanemulsion, hergestellt
wie in Beispiel 1(ar) beschrieben, hatte eine Gesamtkonzentration
an Tröpfchen
von 8,6 Vol.-% und die Tröpfchengröße betrug
2,6 μm.
- b)(xix) Eine Probe der 2,2,3,3,3-Pentafluorpropylmethyletheremulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(at) beschrieben, hatte eine Gesamtkonzentration
an Tröpfchen
von 4,3 Vol.-% und die Tröpfchengröße betrug
1,5 μm.
- b)(xx) Eine Probe der 2H,3H-Decafluorpentanemulsion, hergestellt
wie in Beispiel 1(au) beschrieben, hatte eine Gesamtkonzentration
an Tröpfchen
von 5,6 Vol.-% und die Tröpfchengröße betrug
1,9 μm.
- b)(xxi) Eine Probe der Perfluorheptanemulsion, hergestellt wie
in Beispiel 1(bj) beschrieben, hatte eine Gesamtkonzentration an
Tröpfchen
von 8,5 Vol.-% und die Tröpfchengröße von 2,2 μm.
- (c) Messungen unter Verwendung eines Coulter-Multisizers (140 μm Öffnung)
Das Mikrobläschenwachstum
und die Veränderung
der Größenverteilung
nach dem Mischen mit Emulsionen der diffundierbaren Komponente wurden
unter Verwendung eines Coulter-Multisizers II mit einer 140-μm-Öffnung analysiert.
Der Messbereich wurde auf 10–80 μm eingestellt.
Die Bläschendispersion
und Emulsionströpfchen
wurden der Probenzelle, enthaltend 200 ml vorerwärmtes Isoton II, zugegeben.
Die Messungen wurden bei 37°C durchgeführt. Die
Größenverteilung
der Mischung wurde unmittelbar und 3 Minuten nach dem Mischen gemessen.
Danach wurde die Probenlösung
1 Minute unter Verwendung eines 2,25 MHz-Transducers, verbunden
mit einem Impulserzeuger, ultraschallbehandelt. Das Energieniveau
betrug 100 μJ.
Die Größenverteilung
der Mischung wurde 1 Minute und 3 Minuten nach der Ultraschallbehandlung
gemessen.
- c)(i) Unmittelbar nach der Zugabe von 182 μl der Heptafluorpent-1-enemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(am) beschrieben, zu 400 μl einer Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, erhöhte sich
unverzüglich die
Größe der Mikrobläschen und
die Gesamtvolumenkonzentration im Größenbereich von 10–80 μm erhöhte sich
von unwesentlich auf etwa 60 Vol.-% innerhalb 1 Minute.
- c)(ii) Nach der Zugabe von 70 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(av) beschrieben, zu 330 μl der Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, erhöhte sich
die Größe der Mikrobläschen nach
Ultraschallbehandlung deutlich. Die Gesamtvolumenkonzentration im
Größenbereich
von 10–80 μm erhöhte sich
von unwesentlich auf etwa 14 Vol.-% innerhalb von 3 Minuten.
- c)(iii) Nach der Zugabe von 71 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(aw) beschrieben, zu 330 μl der Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bi) beschrieben, erhöhte sich
die Größe der Mikrobläschen nach
Ultraschallbehandlung deutlich. Die Gesamtvolumenkonzentration im
Größenbereich
von 10–80 μm erhöhte sich
von unwesentlich auf etwa 8,6 Vol.-% innerhalb von 3 Minuten.
- c)(iv) Nach der Zugabe von 105 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(ax) beschrieben, zu 300 ul der Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, erhöhte sich
die Größe der Mikrobläschen nach
Ultraschallbehandlung deutlich. Die Gesamtvolumenkonzentration im
Größenbereich
von 10–80 μm erhöhte sich
von 3,2 Vol.-% auf etwa 4,8 Vol.-% innerhalb von 3 Minuten.
- c)(v) Nach der Zugabe von 105 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(ay) beschrieben, zu 300 μl der Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, erhöhte sich
die Größe der Mikrobläschen nach
Ultraschallbehandlung. Die Gesamtvolumenkonzentration im Größenbereich von
10–80 μm erhöhte sich
von 1,5 Vol.-% auf etwa 2,2 Vol.-% innerhalb von 3 Minuten.
- c)(vi) Nach der erneuten Dispersion lyophilisierter Perfluorbutanmikrobläschen in
der Perfluordimethylcyclobutanemulsion, beschrieben in Beispiel 1(bg),
kam es zu einer umgehenden Erhöhung der
Größe der Mikrobläschen. Die
Gesamtvolumenkonzentration im Größenbereich
von 10–80 μm erhöhte sich
von unwesentlich auf etwa 60 Vol.-% innerhalb 1 Minute.
- c)(vii) Unmittelbar nach der Zugabe von 76 μl der 1H-Tridecafluorhexanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bi) beschrieben, zu 400 μl der Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, erhöhte sich
die Größe der Mikrobläschen, und
die Gesamtvolumenkonzentration im Größenbereich von 10–80 μm erhöhte sich von
unwesentlich auf etwa 20 Vol.-% innerhalb von 3 Minuten.
- c)(viii) Unmittelbar nach der Zugabe von 63 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bm) beschrieben, zu 741 μl der Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, erhöhte sich
die Größe der Mikrobläschen, und
die Gesamtvolumenkonzentration im Größenbereich von 10–80 μm erhöhte sich
von unwesentlich auf etwa 2 Vol.-% innerhalb von 3 Minuten.
- c)(ix) Nach der Zugabe von 67 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
hergestellt wie in Beispiel 1(aq) beschrieben, zu 56 μl der Perfluorpropangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bn) beschrieben, erhöhte sich
die Größe der Mikrobläschen nach
Ultraschallbehandlung. Die Gesamtvolumenkonzentration im Größenbereich von
10–80 μm erhöhte sich
von unwesentlich auf etwa 2,7 Vol.-% innerhalb 1 Minute.
-
Beispiel 4 – In-vitro-Messungen der Schalldämpfung
-
- a) Eine Probe der Perfluorbutangasdispersion
aus Beispiel 1(a)(1 μl)
wurde in Isoton II (55 ml) bei 37°C
suspendiert, und die Schalldämpfung
wurde als eine Funktion der Zeit unter Verwendung zweier Breitband-Transducer
mit Mittenfrequenzen von 3,5 MHz und 5,0 MHz in einer Impulsechotechnik
gemessen. Nach 20 Sekunden wurde eine diffundierbare Komponente
zu der Suspension gegeben, und die Messungen wurden für weitere
120 Sekunden fortgeführt.
- a)(i) Unmittelbar nach der Zugabe von 100 μl der 2-Methylbutanemulsion
aus Beispiel 1(c) erhöhte sich
die Dämpfung
um einen Faktor von mehr als 4; eine genaue Quantifizierung war
nicht möglich, da
die Dämpfung
den maximalen Wert, der mit diesem System messbar ist, überstieg.
Die Wirkung dauerte 50 Sekunden an und war von einer kompletten Änderung
der Form der Dämpfungsspektren
begleitet, was durch eine deutliche Erhöhung der Größe der Mikrobläschen angezeigt wurde.
- a)(ii) Die Zugabe von 20 μl
der 2-Methylbutanemulsion aus Beispiel 1(c) führte zu einer stufenweisen
Erhöhung
der Dämpfung,
die nach 40 Sekunden ein Maximum zwischen dem drei- und vierfachen
des Ausgangswertes erreichte und dann schnell abfiel. Wiederum zeigte
eine komplette Veränderung
der Form der Dämpfungsspektren
eine deutliche Erhöhung
der Größe der Mikrobläschen an.
- a)(iii) Die Zugabe von 5 μl
der 2-Methylbutanemulsion aus Beispiel 1(c) führte zu einer stufenweisen Erhöhung der
Dämpfung,
die nach 30 Sekunden ein Maximum von etwa 50% über dem Ausgangswert erreiche
und dann langsam in Richtung des Ausgangswertes abfiel. Eine Verschiebung
in Richtung niedrigerer Resonanzfrequenzen in den Dämpfungsspektren
zeigte eine mäßige Erhöhung der
Größe der Mikrobläschen an.
- a)(iv) Die Zugabe von 500 μl
der 2-Chlor-1,1,2-trifluorethyldifluormethyletheremulsion aus Beispiel
1(e) führte
zu einer stufenweisen Erhöhung
der Dämpfung,
die nach 20 Sekunden ein Maximum von etwa 50% über dem Ausgangswert erreiche
und dann langsam in Richtung des Ausgangswertes abfiel. Eine Verschiebung
in Richtung niedrigerer Resonanzfrequenzen in den Dämpfungsspektren
zeigte eine mäßige Erhöhung der
Größe der Mikrobläschen an.
- a)(v) Die Zugabe von 500 μl
der Perfluorpentanemulsion aus Beispiel 1(d) führte zu einer kleinen Erhöhung der
Dämpfung.
Eine Verschiebung in Richtung niedrigerer Resonanzfrequenzen in
den Dämpfungsspektren
zeigte eine kleine Erhöhung der
Größe der Mikrobläschen an.
Anhand einer Kontrolle wurde festgestellt, dass die Zugabe von 500 μl Wasser
keine erkennbare Veränderung
der Dämpfung
erzeugte.
- b) Eine Probe der 2-Methylbutanemulsion aus Beispiel 1(c)(100 μl) wurde
dem Isoton 11 (55 ml) bei 37°C
zugegeben und die Schalldämpfung
wie oben in (a) beschrieben gemessen. Nach 20 Sekunden wurde eine
Probe der Perfluorbutangasdispersion aus Beispiel 1(a)(1 μl) zu der
Suspension gegeben und die Messungen für weitere 120 Sekunden fortgeführt. Nach
der Zugabe der Gasdispersion erhöhte
sich die Dämpfung
schnell, erreichte nach 20 Sekunden den maximalen Messpegel des
Systems und fing nach 50 Sekunden an zu fallen. Die Dämpfungsspektren
zeigten die Gegenwart riesiger Mikrobläschen an.
-
Anhand
einer Kontrolle wurde festgestellt, dass, wenn 100 μl Wasser
anstelle der 2-Methylbutanemulsion
verwendet wurden, sich die Dämpfung nach
der Zugabe der Gasdispersion schnell erhöhte, nach 40 Sekunden erreichte
sie einen stabilen Pegel bei einem Viertel von dem, der unter Verwendung
der 2-Methylbutanemulsion gemessen wurde. Die Dämpfung wurde für die restlichen
120 Sekunden des Messzeit raumes bei diesem Pegel gehalten. Die Dämpfungsspektren
zeigten die Gegenwart kleiner Mikrobläschen an.
-
Beispiel 5 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion [Vergleich]
-
Eine
Injektionsspritze, enthaltend eine Menge der Perfluorbutangasdispersion
aus Beispiel 1(b), die 2 μl
des Gasgehalts entspricht, wurde hergestellt, und die Inhalte wurden
unter Verwendung eines Katheters, der in eine Vene der oberen Extremitäten eingeführt wurde,
in einen Hund von 20 kg mit offenem Brustkorb injiziert. Die Bildgebung
des Herzens wurde mit einem Vingmed CFM-750-Scanner unter Verwendung
einer medianen Short-Axis-Projektion durchgeführt. Der Scanner war so eingestellt,
dass er Bilder des Tiers einmal am Ende jeder Systole durch Signalgating
für das
ECG aufnahm. Im rechten Ventrikel war ein paar Sekunden nach der
Injektion ein heller Kontrast zu sehen, und ein Kontrast mit ähnlicher
Helligkeit erschien im linken Ventrikel etwa 4 – 5 Sekunden später, jedoch
mit einer deutlichen Dämpfung,
die vorrübergehend
die hinteren Teile des Herzens überdeckte.
Basierend auf den vom Scanner aufgezeichneten Cine-Loop-Daten wurde
eine digitale Offline-Rückstreuintensitätsanalyse
durchgeführt. Ein
kurzer vorübergehender
Peak der Kontrastverstärkung,
der etwa 10 Sekunden anhielt, der 3 Sekunden nach dem Einsetzen
der Kontrastverstärkung im
linken Ventrikel anfing, war in einer repräsentativen Region des vorderen
linken Ventrikelmyokards ersichtlich.
-
Beispiel 6 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer 2-Methylbutanemulsion [Vergleich]
-
Eine
Injektionsspritze, enthaltend 1,0 ml der 2-Methylbutanemulsion aus
Beispiel 1(c) wurde hergestellt und die Inhalte wurden wie in Beispiel
5 in das Tier injiziert. Die Bildgebung des Herzens wurde, wie in
Beispiel 5 beschrieben, durchgeführt.
Es waren keine Kontrastwirkungen zu erkennen.
-
Beispiel 7 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer 2-Methylbutanemulsion
-
Injektionsspritzen
wurden hergestellt wie in den Beispielen 5 und 6, und die Inhalte
beider Spritzen wurden gleichzeitig über einen Y-Konnektor und den
in Beispiel 5 beschriebenen Katheter in den Hund injiziert. Die
Bildgebung des Herzens wurde, wie in Beispiel 5 beschrieben, durchgeführt. Die Echoverstärkung der
Ventrikel war ähnlich
den Beobachtungen in Beispiel 5. Im linken Ventrikelmyokard gab
es einen monotonen Anstieg der Echointensität in den 30 Sekunden nach der
Ankunft des Kontrastbolus im Koronarkreislauf. Die Kontrastwirkungen
im Myokard waren 5 Minuten später
komplett verschwunden.
-
Beispiel 8 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorpentanemulsion [Vergleich]
-
Eine
Injektionsspritze, enthaltend 0,5 ml der Perfluorpentanemulsion
aus Beispiel 1(d), wurde hergestellt, und die Inhalte wurden wie
in Beispiel 5 in das Tier injiziert. Die Bildgebung des Herzens
wurde wie in Beispiel 5 durchgeführt.
In keinem Bereich des Bildes konnten Anzeichen für eine Echoverstärkung beobachtet
werden.
-
Beispiel 9 – Intensitätsarme In-vivo-Bildgebung eines Hundeherzens
mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluorpentanemulsion
-
Injektionsspritzen
wurden hergestellt wie in den Beispielen 5 und 8, und die Inhalte
der beiden Spritzen wurden gleichzeitig über einen Y-Konnektor und einen
Katheter, eingeführt
in eine Vene der oberen Extremitäten,
in einen Mischlingshund von 20 kg mit offenem Brustkorb injiziert.
Die Bildgebung des Herzens wurde mit einem Vingmed CFM-750-Scanner
unter Verwendung einer medianen Short-Axis-Projektion durchgeführt. Der
Scanner wurde so eingestellt, dass er die Schallmenge durch Verringerung
der emittierten Energie auf einen Wert von 1 minimierte (auf einer
Skala im Bereich von 0 bis 7) und Bilder nur einmal am Ende jeder
Systole durch Signalgating für
das ECG des Tiers aufnahm. Die beobachtete Kontrastverstärkung war
wie in Beispiel 5 beschrieben, jedoch mit einer etwas längeren Dauer im
Myokard.
-
Beispiel 10 – Intensitätsstarke In-vivo-Bildgebung
eines Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer
Perfluorpentanemulsion
-
Das
Experiment aus Beispiel 9 wurde wiederholt, außer dass die Scannerleistung
so eingestellt wurde, dass die Ultraschallexposition der abgebildeten
Geweberegion maximiert wurde. Dies erreichte man unter Verwendung
einer Kombination aus kontinuierlicher Bildgebung mit hoher Bildfolge und
der höchsten
Abgabeleistung (7 auf einer Skala im Bereich von 0 bis 7). Nach
der Injektion war eine intensive und helle Kontrastverstärkung in
beiden Ventrikeln des Herzens erkennbar. In allen Regionen des Myokards
war ein stetiger Anstieg der Kontrastverstärkung bis zu einer Verstärkungsintensität nahe dem
Maximum des Weißpegels
des Bildschirms zu erkennen. Die Dauer des Gewebekontrasts betrug ungefähr 30 Minuten,
während
Kontrastwirkungen im Blutpool innerhalb von 5 Minuten der Injektion
in die Nähe
der Grundlinie abfielen, was ein Bild fast ohne Blutpooldämpfung und
eine komplette und extrem helle Umfangs-Kontrastverstärkung des
Myokards hinterließ.
Die Kontrastwirkung im Myokard nahe dem Transducer schien trotz
kontinuierlicher intensitätsstarker
Ultraschallexposition nicht zu verblassen.
-
Beispiel 11 – Intensitätsstarke In-vivo-Bildgebung
eines Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer
Perfluorpentanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 10 wurde wiederholt, außer dass die eingesetzte Perfluorpentanemulsion
durch Abkühlen
einer Lösung
von Polyethylenglycol 10000-methylether-16-hexadecanoyloxyhexadecanoat
(200 mg, hergestellt wie in Beispiel 2(k) von
WO-A-9607434 ) in gereinigtem
Wasser (20 ml), Überführen einer
Portion von 1 ml dieser Lösung
in ein 2-ml-Glasfläschchen,
Zugeben von Perfluorpentan (200 μl),
Schütteln
des Glasfläschchens
für 45 Sekunden
unter Verwendung eines CapMix
® hergestellt wurde, und
die Emulsion wurde bei Nichtgebrauch bei 0°C gelagert. Die beobachteten
Kontrastverstärkungen
von Blut und Myokardgewebe waren wie in Beispiel 5 beschrieben.
-
Beispiel 12 – in-vivo-Bildgebung einer
Hundeniere
-
Es
wurden dieselben Substanzen und Injektionsverfahren, die in Beispiel
9 beschrieben wurden, verwendet. Die linke Niere des Hundes wurde
unter Verwendung derselben Hochleistungsinstrumenteneinstellungen
wie in Beispiel 10 durch die intakte Abdominalwand abgebildet. Die
Zentralstrukturen der Niere, die die Versorgungsarterien enthalten,
waren in dem Bild enthalten. 20 Sekunden nach der Injektion war
der Beginn eines stetigen Anstiegs der Nieren-Parenchym-Kontrastverstärkung zu
erkennen, die 1 bis 2 Minuten später
eine Intensitätsebene
extremer Helligkeit erreichte. Der Transducer wurde 4 Minuten nach
der Injektion zur Abbildung der rechten Niere bewegt. Zuerst hatte
diese Niere ein normales, nicht-verstärktes Erscheinungsbild.
Es war jedoch zu beobachten, dass die Anwendung intensitätsstarken Ultraschalls
nach einigen Minuten eine leichte Erhöhung der Echointensität erzeugte,
wenn auch nicht auf das in der linken Niere beobachtete Niveau.
-
Beispiel 13 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer reduzierten
Menge einer Perfluorpentan-emulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 10 wurde wiederholt, außer dass die Dosis der Perfluorpentanemulsion
auf ein Drittel verringert wurde. Die Peakintensität der Myokardkontrastverstärkung war
mit der in Beispiel 10 beobachteten vergleichbar, die Dauer des Gewebekontrastes
wurde jedoch von 30 Minuten auf weniger als 10 Minuten verringert.
-
Beispiel 14 – Extrathorakale In-vivo-Bildgebung
eines Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer
Perfluorpentanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 10 wurde in einem extrathorakalen Experiment
wiederholt. Die Myokardkontrastverstärkung war mit der in Beispiel
10 beobachteten vergleichbar.
-
Beispiel 15 – In-vivo-Farb-Doppler-Bildgebung
eines Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer
Perfluorpentanemulsion
-
Das
Verfahren aus Beispiel 10 wurde wiederholt, außer dass der Scanner (im Farb-Doppler-Modus) in
der ersten Minute nach der Injektion im linken Herzventrikel angewendet
wurde, um so das Mikrobläschenwachstum
zu initiieren. Danach war die Myokardkontrastverstärkung intensiver
als die in Beispiel 10 beobachtete.
-
Beispiel 16 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
-
0,5
ml einer isotonisch rekonstituierten Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(ag), und 66 μl der Perfluor-4-methylpent-2-enemulsion
aus Beispiel 1(al) wurden, wie in Beispiel 10 beschrieben, injiziert.
Die resultierende Myokardkontrastverstärkung war hinsichtlich der
Intensität
mit der in Beispiel 10 vergleichbar, hatte jedoch eine Dauer von
6 – 8
Minuten.
-
Beispiel 17 – In-vivo-Bildgebung einer
blutgefüllten Region
eines Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer
Perfluorpentanemulsion
-
Ein
Zweig der Koronararterie des Hundes wurde vorübergehend für 2 Minuten abgebunden, wonach
ein Kontrastmittel, wie in Beispiel 10 beschrieben, injiziert wurde.
Die Kontrastverstärkung des
nunmehr blutgefüllten
Myokards war deutlich intensiver als die des umliegenden normalen
Gewebes.
-
Beispiel 18 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion
-
0,5
ml einer isotonisch rekonstituierten Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(ag), und 66 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion
aus Beispiel 1(ao) wurden wie in Beispiel 10 injiziert. Die resultierende
intensive Myokardkontrastverstärkung
war mit der in Beispiel 10 beobachteten vergleichbar.
-
Beispiel 19 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion
-
0,5
ml einer isotonisch rekonstituierten Perfluorbutangasdispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl), und 66 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion
aus Beispiel 1(aq) wurden wie in Beispiel 10 injiziert. Die resultierende
intensive Myokardkontrastverstärkung
war mit der in Beispiel 16 beobachteten vergleichbar.
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Beispiel 20 – In-vivo-„Teilchen-zu-Teilchen"-Targeting
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0,02 μl/kg Perfluorbutanmikrobläschen, hergestellt
gemäß Beispiel
1(bq), und 0,02 μl/kg
der Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt wie in Beispiel
1(bh) beschrieben, wurden gleichzeitig intravenös in einen anästhetisierten
Mischlingshund von 20 kg injiziert, während das Herz durch Ultraschall, wie
in Beispiel 10 beschrieben, abgebildet wurde. Die Myokardechoverstärkung war ähnlich der
in Beispiel 10 beobachteten, außer
dass der Dämpfungspeak
im linken Ventrikelblut weit weniger deutlich war.
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Beispiel 21 – In-vivo-Bildgebung eines
Kaninchenherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer
Perfluordimethylcyclobutanemulsion
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Eine
Injektionsspritze, enthaltend eine Menge der Perfluorbutanmikrobläschendispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl)(mittlerer Volumendurchmesser 3,0 μm), die 1 μl des Gasgehalts
entspricht, und eine weitere Injektionsspritze, enthaltend 105 μl der Perfluordimethylcyclobutanemulsion
aus Beispiel 1(aq), wurden hergestellt. Die Inhalte beider Spritzen wurden
gleichzeitig unter Verwendung eines Katheters, eingeführt in eine
Ohrvene, in ein 5-kg-Kaninchen injiziert. Die B-Mode-Bildgebung des Herzens wurde
unter Verwendung eines ATL HDI-3000-Scanners mit einer P5-3-Sonde
unter Verwendung einer parasternalen Short-Axis-Projektion am offenen
Thorax durchgeführt.
Die Ergebnisse waren mit den in Beispiel 18 beobachteten vergleichbar.
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Beispiel 22 – Durch Ultraschallbehandlung
induzierte Arzneimittelabgabe
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Einem
anästhetisierten
New Zealand Black-Kaninchen von 3 kg wurden intravenös 0,04 ml der
Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt wie in Beispiel
1(aq) beschrieben, und gleichzeitig 0,12 ml der Perfluorbutangassuspension,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, injiziert, während die
linke Niere mit einem ATL HDI-3000-Scanner einer P5-3-Sonde abgebildet
wurde, wobei der Scanner auf die maximale Abgabeleistung eingestellt
war. Es waren signifikantes Bläschenwachstum
und -akkumulation im Nierenparenchym zu beobachten. Dann wurden
160 mg FITC-Dextran
(Mw 2.000.000) in 5 ml Wasser gelöst und intravenös injiziert,
und die Ultraschallbildgebung an der gleichen Stelle wurde für weitere
5 Minuten fortgesetzt, wobei nunmehr der Scanner auf den Power-Doppler-Modus
eingestellt wurde, um die Schalleistung zu erhöhen. Dann wurde das Tier getötet und
beide Nieren entfernt und unter UV-Licht untersucht. Eine erhöhte Menge
an Fluoreszenz wurde als 50–100 μm große Flecken
im Hohlraum innerhalb der Regionen der linken Niere beobachtet,
die in Gegenwart der Mikrobläschen
mit Ultraschall behandelt wurden. Mit jedem dieser Flecken war ein
Nephron ohne intravaskuläre
Fluoreszenz verbunden.
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Beispiel 23 – Albunex® als
Gasdispersion
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0,3
ml/kg Albunex® und
1,5 μl/kg
der Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt wie in Beispiel
1(aq) beschrieben, wurden intravenös in einen anästhetisierten
männlichen
Mischlingshund von 20 kg injiziert und durch Ultraschall, wie in
Beispiel 10 beschrieben, abgebildet. Die Myokardverstärkung war
wie in Beispiel 10 beschrieben.
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Beispiel 24 – Targetierte Mikrobläschen bei
der Bildgebung eines Kaninchenherzens
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0,1 μl/kg Mikrobläschen, hergestellt
wie in Beispiel 1(az) beschrieben, wurden intravenös in ein Kaninchen
injiziert, während
das Herz des Kaninchens durch Ultraschall unter Verwendung eines
ATL HDI-3000-Scanners mit einer P5-3-Sonde abgebildet wurde. Es
war eine schwache, aber dauerhafte Myokardechoverstärkung erkennbar.
Drei Minuten später wurden
1,5 μl/kg
der Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt wie in Beispiel
1(aq) beschrieben, injiziert. Es war eine leichte Erhöhung der Echointensität aus dem
nicht beschallten Myokard zu beobachten.
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Beispiel 25 – In-vivo-Bildgebung eines
Rattenherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion
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Das
in Beispiel 19 beschriebene Experiment wurde mit vergleichbaren
Ergebnissen an einer Ratte durchgeführt.
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Beispiel 26 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluorhexanemulsion
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0,1 μl/kg der
Perfluorhexanemulsion, hergestellt wie in Beispiel 1(ar) beschrieben,
und 0,2 μl/kg der
Perfluorbutanmikrobläschensuspension,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, wurden gleichzeitig
in einen Hund injiziert, wie in Beispiel 10 beschrieben. Die Myokardkontrastwirkung
war mit der in Beispiel 10 beobachteten vergleichbar.
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Beispiel 27 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Heptafluorpent-1-enemulsion
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0,3 μl/kg der
Perfluorbutanmikrobläschensuspension,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, und 0,15 ml der in
Beispiel 1(am) beschriebenen Heptafluorpent-1-enemulsion wurden gleichzeitig in einen
Hund injiziert, wie in Beispiel 10 beschrieben. Es war eine relativ
schwache Myokardkontrastwirkung zu beobachten, die jedoch intensiver
war und länger
dauerte als die in Beispiel 5 beobachtete.
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Beispiel 28 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion,
stabilisiert mit sterilisiertem Phospholipid
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0,3 μl/kg der
Perfluorbutanmikrobläschensuspension,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl) beschrieben, und 0,3 μl/kg der
in Beispiel 1(bm) beschriebenen Perfluordimethylcyclobutanemulsion
wurden gleichzeitig in einen Hund injiziert, wie in Beispiel 19 beschrieben.
Es war eine Myokardkontrastwirkung zu beobachten, die mit der in
Beispiel 19 beschriebenen vergleichbar war.
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Beispiel 29 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorpropangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion
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0,17
ml der Perfluorpropanmikrobläschensuspension,
hergestellt wie in Beispiel 1(bn) beschrieben, und 0,3 μl/kg der
Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt wie in Beispiel
1(aq) beschrieben, wurden gleichzeitig in einen Hund injiziert, wie
in Beispiel 19 beschrieben. Es war eine Myokardkontrastwirkung zu
beobachten, die mit der in Beispiel 19 beschriebenen vergleichbar
war.
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Beispiel 30 – In-vivo-Bildgebung des Magen-Darm-Traktes
eines Hundes mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion
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20
ml einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt wie in
Beispiel 1(aq) beschrieben, wurden über einen Magenschlauch einem
anästhetisierten
Hund verabreicht. Danach wurde eine kleine Menge (Dosisbereich 0,1–0,2 μl Gas/kg)
einer Perfluorbutanmikrobläschendispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(a), intravenös injiziert. Ein Ultraschall-Bildgebungs-Transducer
wurde an die Abdominalwand angelegt und das lokalisierte Mikrobläschenwachstum
im Magenwandkapillarsystem lieferte einen verstärkten Kontrast mit verbesserter
Abgrenzung der Mukosakonturen.
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Beispiel 31 – In-vivo-Bildgebung des Magen-Darm-Traktes
eines Hundes mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion
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Eine
Perfluorbutanmikrobläschendispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(a), wurde über einen Magenschlauch einem
anästhetisierten
Hund verabreicht. Die Dispersion konnte sich gleichmäßig im Magenventrikel
verteilen, wie durch Ultraschallbildgebung verifiziert wurde. Eine
kleine Menge einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion, hergestellt
wie in Beispiel 1(aq) beschrieben (Dosisbereich 0,2–1 μl Perfluorkohlenstoff/kg),
wurde intravenös
injiziert. Der Ultraschalltransducer wurde in der Region von Interesse
gehalten; das Mikrobläschenwachstum
in den Magenflüssigkeitsschichten
proximal zu den Mukosaoberflächen
lieferte einen verstärkten
Kontrast mit verbesserter Abgrenzung der Mukosakonturen.
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Beispiel 32 – In-vivo-Bildgebung eines
Hundeherzens mit einer Perfluorbutangasdispersion und einer Perfluordimethylcyclobutanemulsion
und gleichzeitig verabreichtem Adenosin
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Eine
Okklusionsschlinge wurde um den Hauptzweig der linken vorderen absteigenden
Koronararterie eines Hundes von 22 kg mit offenem Brustkorb gelegt,
und ein Ultraschall-Durchlaufzeit-Flussmeter wurde unmittelbar nach
dem Okkluder platziert, der dann so eingestellt wurde, dass er eine
stetige 25%ige Flussreduktion von etwa 14 bis 10 ml/min erzeugte.
Die Inhalte der drei Spritzen, jeweils enthaltend (i) eine Menge
einer Perfluorbutanmikrobläschendispersion,
hergestellt wie in Beispiel 1(bl), die 4,4 μl des Gasgehalts entspricht,
(ii) eine Menge der Perfluordimethylcyclobutanemulsion aus Beispiel 1(aq),
die 33 μl
der dispergierten Perfluordimethylcyclobutanphase entspricht, und
(iii) 3,0 mg Adenosin, gelöst
in 0,9% Salzlösung,
wurden dann intravenös als
ein gleichzeitiger Bolus injiziert; woraufhin 10 Sekunden später weitere
3,0 mg Adenosin, gelöst
in 0,9% Salzlösung,
langsam über
20 Sekunden injiziert wurden. Die Bildgebung des linken Ventrikels
des Herzens wurde unter Verwendung eines ATL HDI-3000-Scanners mit
einer P5-3-Sonde durchgeführt;
es kontinuierlich für
1 Minute bei maximaler Leistung ultraschallbehandelt, um das Mikrobläschenwachstum
zu induzieren, woraufhin das Myokard unter Verwendung der B-Mode-Bildgebung untersucht
wurde. Es war ein deutlich erkennbarer Unterschied der Grauskalaniveaus
zwischen stenotischen Flächen
(heller als Grundlinienaufzeichnungen) und normalen Flächen (viel
heller als Grundlinienaufzeichnungen) zu sehen.