DE69533807T2

DE69533807T2 - Verwendung des Pilzes Gliocladium catenulatum zur biologischen Kontrolle von Pflanzenkrankheiten

Info

Publication number: DE69533807T2
Application number: DE69533807T
Authority: DE
Inventors: Tapio Risto TAHVONEN; Helena Hanna AVIKAINEN; Tuulikki Milja KESKINEN; Marja-Leena LAHDENPERÄ; Tapani Pekka SEISKARI; Esa Petri Teperi; Ulla Anita Tuominen
Original assignee: Verdera Oy
Current assignee: Verdera Oy
Priority date: 1994-09-30
Filing date: 1995-09-29
Publication date: 2005-12-15
Anticipated expiration: 2015-09-30
Also published as: FI101631B1; FI944557A; US5968504A; ATE283347T1; CA2201336A1; NZ293626A; WO1996010626A1; EP0792348A1; JPH10506288A; DE69533807D1; ES2230550T3; CA2201336C; AU3610295A; FI944557A0; FI101631B; EP0792348B1

Description

Gebiet der Erfindung
Die vorliegende Erfindung betrifft die biologische Kontrolle von Pflanzenkrankheiten und betrifft spezifisch neue Mikroorganismen, die zur Gattung Gliocladium gehören, sowie ihre Verwendung zur Kontrolle von Pilzinfektionen in Pflanzen. Die Erfindung betrifft ebenfalls Zusammensetzungen, die neue Gliocladium-Stämme umfassen, und ihre Verwendung für den genannten Zweck.
Hintergrund der Erfindung
Kultivierte Nutzpflanzen werden von zahlreichen Pilz-, Bakterien- und Viruskrankheiten befallen, sowie von einer Anzahl an Insekten-Schädlingen. Es wurden viele technische, chemische und biologische Kultivierungs-Kontrollverfahren entwickelt, um diese zu kontrollieren. Der Zweck solcher Verfahren besteht darin, die qualitativen und quantitativen Verluste bei Nutzpflanzen zu verhindern, die durch Pflanzenkrankheiten und andere Schädlinge verursacht werden.
Im Allgemeinen bedeutet der Begriff biologische Kontrolle von Pflanzenkrankheiten die Kontrolle von Pflanzenpathogenen durch einen anderen Organismus, der dann ein biologischer Kontrollorganismus der Pflanzenkrankheiten genannt wird, sowie die Herstellung eines biologischen Kontrollmittels oder eines Biopestizids daraus. Die Mechanismen der biologischen Kontrolle von Pflanzenkrankheiten variieren in der Tat, und die Wirkung basiert oft auf der kooperativen Wirkung von vielen unterschiedlichen Mechanismen. Die Kontrollwirkung kann auf hemmenden chemischen Agenzien beruhen, die durch den Organismus hergestellt werden, manchmal parasitiert der Kontrollorganismus das Pathogen oder kompetitiert mit ihm um Raum zum Wachstum und/oder verfügbare Nährstoffe.
Die Notwendigkeit, neue biologische Kontrollmittel zu entdecken, erhöhte sich durch die Tatsache, dass sich von vielen der traditionellen chemischen Pestizide herausstellte, dass sie für die Umwelt und den Menschen schädlich sind. Ein Nachteil der Chemikalien besteht auch in der Tatsache, dass viele Schädlinge gegen eines oder sogar gegen eine Reihe an Pestiziden resistent wurden. Die Entwicklung einer Resistenz gegenüber Biopestiziden ist dagegen unwahrscheinlich, da deren Wirkung auf einer Anzahl an unterschiedlichen Weisen an Mechanismen basiert. Die Chemikalien wirken gewöhnlich schneller und effektiver als Biopestizide. Biopestizide dagegen wirken oft länger als Chemikalien, da ihre Wirkung auf einem lebensfähigen und sich selbst reproduzierenden Mikroorganismus beruht.
Die wichtigste Gruppe an Biopestiziden sind bakterielle Produkte, die gegen Insekten gerichtet sind. Bioinsektizide, die auf dem Bakterium Bacillus thuringiensis basieren, werden vermutlich am meisten verwendet. Ein Biofungizid, das auf dem Actinomyceten Streptomyces basiert und das gegen eine Reihe an vom Boden und von Samen übertragenen Pilzkrankheiten von Pflanzen wirksam ist, wird in Finnland hergestellt. Pilze der Gattung Trichoderma besitzen ebenfalls eine fungizide Wirkung.
Bakterien der Gattung Pseudomonas, insbesondere der Art Pseudomonas fluorescens, wurden intensiv untersucht, und heute ist eine große Zahl an P. fluorescens-Stämmen bekannt, die eine fungizide Wirkung aufweisen. Vergleiche z. B. die veröffentlichten Patentanmeldungen WO 92/18613, FI 92 1722 und WO 90/01327 sowie das EP-Patent 228 457.
Es ist bekannt, dass Pilze der Gattung Gliocladium fungizide Aktivität besitzen. Gliocladium virens-Stämme, insbesondere der G. virens-Stamm G1-3, wurden in der Patentliteratur beschrieben. Ein Problem bei der Verwendung dieser Art bestand jedoch darin, dass man nicht in der Lage war, eine Formulierung dieses Pilzes herzustellen, in der die Lebensfähigkeit des Pilzes während der Lagerung der Formulierung in einem zufriedenstellenden Ausmaß aufrechterhalten werden kann. In den US-Patenten 4,668,512, 4,724,147 und 4,818,530 wurde neben anderen Pilzstämmen die Verwendung von Gliocladium virens-Stämmen zur Herstellung von biofungiziden Formulierungen beschrieben.
In den US-Patenten 5,165,928, 5,194,258 und 5,268,173 wurde ebenfalls die Verwendung von Gliocladium virens-Stämmen als Biofungizide beschrieben.
Es ist ebenfalls bekannt, dass einige Stämme der Art Gliocladium catenulatum biofungizide Aktivität besitzen. Die Patentanmeldung SU 1836907 A1 beschreibt einen Gliocladium catenulatum-Stamm, der zur Kontrolle von Kartoffelpathogenen wie z. B. Fusarium sambucinum verwendet werden kann. Huang (Can. J. Botany 56: 2243–46, 1978) diskutiert die Wirkungsweise von G. catenulatum gegen pathogene Pilze der Gattungen Sclerotia und Fusarium. Eine ähnliche Studie wird durch Turhan (J. Phytopathology 138: 283–292, 1993) beschrieben, der aufzeigt, dass zahlreiche Pilzgattungen, einschließlich Gliocladium, auf Alternaria als Pilzparasiten leben.
Weiterhin untersuchten Reyes und Dirks (Phytoprotection 66: 23–29, 1985) die Hemmung von Fusarium- und Pythium-Erbsenwurzelfäule durch antagonistische Mikroorganismen, einschließlich Gliocladium catenulatum.
Zusammenfassung der Erfindung
Die vorliegende Erfindung betrifft Pilzstämme von Gliocladium catenulatum, von denen herausgefunden wurde, dass sie gegen eine Reihe von schädlichen Pilzen sehr aktiv wirken.
Die Erfindung betrifft weiterhin eine biofungizide Zusammensetzung, die aus einem Mikrobenstamm hergestellt wird, der als aktiven Bestandteil die Pilzstämme umfasst, die zur der Art Gliocladium catenulatum gemäß der Erfindung gehören, und wahlweise Zusätze oder Träger, die im Fachgebiet üblich sind, als eine geeignete Formulierung. Beispiele für solche Formulierungen sind Zusammensetzungen, die zur Beizung von Samen geeignet sind, sowie pulverisierte oder granuläre Zusammensetzungen, die auf Wachstumssubstrate der Pflanzen aufgesprüht werden, oder flüssige Formulierungen zur Behandlung des Bodens.
Genaue Beschreibung der Erfindung
Im Folgenden werden die Pilzstämme der Erfindung sowie ihre Isolierung und Charakterisierung in Einzelheiten beschrieben. Weiterhin wird die Formulierung der biofungiziden Zusammensetzungen, die aus diesen Stämmen formuliert wurden, und ihre charakteristischen Eigenschaften beschrieben, sowie Untersuchungen zur Wirksamkeit der isolierten Pilzstämme und Zusammensetzungen, die aus ihnen hergestellt wurden.
Isolierung der Mikroorganismen
Die Bodenproben, aus denen die Pilzstämme der Erfindung isoliert wurden, wurden in den Jahren 1989 bis 1991 in unterschiedlichen Teilen Finnlands vorwiegend von den Forschungsstationen des MTT (Agricultural Research Center) gesammelt, und zwar aus unterschiedlichen Bodenarten mit unterschiedlichem Nutzpflanzenwechsel, wobei Gerste und Weizen als Köderpflanzen verwendet wurden. Die Proben wurden aus der Wurzelschicht (aus einer Tiefe von 0 bis 15 cm) entnommen. Von jedem Feld wurden zahlreiche Unterproben entnommen, die zu Proben von 1 bis 2 Litern vereinigt wurden.
Die Isolierungen wurden entweder durch ein Verdünnungsverfahren (Bodenisolate) oder ein Köderpflanzen-Verfahren (Wurzelisolate) durchgeführt, wobei die Durchführung nachstehend im Abschnitt Methoden in Einzelheiten beschrieben wird.
Charakterisierung der Mikroorganismen
Die aus den Bodenproben isolierten Pilzstämme wurden mit dem Durchmusterungsverfahren untersucht, das in der FI-Patentanmeldung 94 0463 beschrieben wurde. Dabei wurden fünf Stämme gefunden, die sehr gute Ergebnisse lieferten. Die Stämme, die als Gliocladium catenulatum J1446, Gliocladium catenulatum M67-6, Gliocladium catenulatum J2734, Gliocladium catenulatum M2423 und Gliocladium catenulatum M3081 bezeichnet wurden, wurden bei der DSM (Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH) in Deutschland charakterisiert. Die Stämme wurden am 19. Mai 1994 gemäß dem Budapester Vertrag bei der DSM-Hinterlegungsstelle mit den Zugangsnummern DSM 9212, DSM 9213, DSM 9214, DSM 9215 bzw. DSM 9216 hinterlegt.
Die morphologischen Charakteristika der Mikroorganismen sind die Folgenden:
Morphologie: Die primären Konidienträger sind ähnlich wie bei Verticillium und die sekundären ähnlich wie bei Penicillium. Ihre Längen variieren zwischen 50 und 125 μm. Sie erscheinen bei der direkten Beobachtung mit Warzen besetzt, aber glatt bei Beobachtung in Flüssigkeit. In den sekundären Konidienträgern können die Konidien miteinander verbunden bleiben, um lange (sogar 150 μm) Ketten zu bilden. Die Konidien sind grün und haben die Abmessungen 4–7,5 × 3–4,5 μm. Es können hyaline Chlamydosporen vorliegen, terminal oder intercalar, die 7–10 μm Durchmesser besitzen.
Erscheinungsbild der Kolonie: Auf Platten dehnen sich die Kolonien relativ breit aus. Auf Malzextrakt-Agar wachsen sie in zehn Tagen bei einer Temperatur von 20°C bis zu einer Größe von 2,5–3,5 cm im Durchmesser heran. Die Kolonien erscheinen ansonsten wie diejenigen von G. roseum, aber die Bereiche der Konidien färben sich grün (fahl-oliv), wenn sie 7 bis 10 Tage alt sind. In alten Kulturen sind die Konidienbereiche dunkelgrün. Die Rückseite der Kulturen ist farblos oder gelblich.
Aus diesen Stämmen können Formulierungen hergestellt werden, die bei Lagerung genügend lange lebensfähig bleiben, d. h. biofungizide Zusammensetzungen der Erfindung, welche leicht auf Anpflanzungen aufgebracht werden können, die eine Krankheitskontrolle benötigen. Eine Formulierung kann z. B. in Form eines Pulvers hergestellt werden. Die Kultivierung einer Mikrobe kann mit einem Inokulat begonnen werden, wobei es sich um ein PDA-Sediment handelt, das eine Sporensuspension umfasst und bei –80°C aufbewahrt wurde. Die Mikrobe kann entweder als Flüssigkultur oder auf einem festen Träger angezogen werden. Das Nährmedium umfasst Zucker wie z. B. Saccharose und Stickstoff sowie kleine Mengen anderer Nährstoffe. Ein geeignetes Nährmedium zur Kultivierung ist z. B. GYM (Glucose: 4 g/l, Hefeextrakt: 4 g/l, Malzextrakt: 10 g/l) oder PDB (Kartoffel-Dextrose-Nährmedium). Die Anzucht wird für knapp eine Woche bis zu gut einer Woche durchgeführt.
Dann bildet der Pilz Sporen aus. Die Zellmasse kann von dem Nährmedium entweder über Filtration durch Filterpapier oder durch Zentrifugation abgetrennt werden. Wenn die Flüssigkultur verwendet wurde, wird ein Träger wie z. B. Saccharose, Milchpulver, Kaolin, Stärke, Lignin und/oder CMC (Carboxymethylcellulose) der Zellmasse beigemischt. Die Masse wird bei Zimmertemperatur getrocknet und zu Pulver zermahlen.
Methoden
Isolierung der Mikroben
a) Verdünnungsverfahren (Bodenisolate)
10 g Boden wurden mit 100 ml 0,5% Wasseragar (Bactoagar) gemischt. Aus dem Gemisch wurden Verdünnungen von 10^–1 und 10^–2 in 0,5% Wasseragar in drei Replika hergestellt. Die Verdünnungen wurden 20–30 min auf einem Schüttler geschüttelt (im Wasserbad). 1 ml einer Verdünnung wurde in eine leere Petrischale pipettiert, und es wurden 20 ml Littman-Oxgall-Agar (LOA) darauf gegossen. Die Schalen wurden 3 bis 7 Tage bei Zimmertemperatur inkubiert. Die gewachsenen Pilzkolonien wurden in reiner Form auf PDA-Platten (Kartoffel-Dextrose-Agar) isoliert.
b) Köderpflanzenverfahren (Wurzelisolate)
Die Bodenprobe wurde in die Vertiefungen einer seriellen Topfplatte (serielle Vefi-VP 96-Topfplatte) platziert, jeweils 15 Vertiefungen/Bodenprobe (Vertiefungen 40 × 40 × 60 mm). Es wurden Weizen, Gerste und Raps („turnip rape") in die Vertiefungen ausgesät, jeweils 5 Vertiefungen/Art. Es wurden vier Weizensamen, vier Gerstensamen und 10–20 Rapssamen pro Vertiefung ausgesät. Die Samen wurden mit Sand bedeckt. Die Samen und die Oberfläche des Bodens wurden gewässert, insgesamt mit weniger als 10 ml/Topf. Die Anzucht erfolgte bei einer Temperatur von +15°C. Nach zwei Wochen Anzucht wurden die Pflanzen herausgenommen und in fließendem Wasser gewaschen oder mit einer Bürste ohne Wasser gereinigt. Aus den Wurzeln wurden kleine Stücke herausgeschnitten und auf Platten gelegt. Die verwendeten Medien waren: LOA (10 g Pepton, 10 g Dextrose, 15 g Bacto-Oxgall, 0,01 g B-Kristallviolett, 0,03 g Streptomycin, 20 g Agar, Wasser bis 1000 ml), PCNB (15 g Pepton, 1 g KH₂PO₄, 0,5 g MgSO₄ × 7H₂O, 2 g Avicol, 3 ppm Streptomycin, 20 g Agar, Wasser bis 1000 ml) und PDA-Streptomycin (39 g PDA-Präparat, 300 ppm Streptomycin, Wasser bis 1000 ml). Nach einigen Tagen Anzucht wurden die Pilze auf PDA-Platten überführt.
Die Stämme wurden durch Entnahme von Sedimenten aus den PDA-Platten mit einem Korkbohrer und Einfrieren der Sedimente in Ampullen (Nalgene 5000-0012, steriles PP, 1,2 ml) bei –80°C gelagert.
Die im Durchmusterungsverfahren enthaltenen Untersuchungen im Gewächshaus, welche zur Selektion der Stämme verwendet wurden, wurden, wie in der FI-Patentanmeldung 94 0463 beschrieben, durchgeführt, und diese Untersuchungen werden nachstehend kurz beschrieben.
Sand-Test
Die Samen eines Getreides werden auf einer Lage Sand ausgesät. Die ersten Mycelien und die Sporen des Pathogens und anschließend die Sporen des Test-Pilzes werden in einer wässrigen Suspension auf die Samen und das Wachstumssubstrat pipettiert, dann werden die Samen mit Sand bedeckt. Nach zweieinhalb Wochen wird die Intensität der Krankheitssymptome der Sprößlinge bewertet (Skala von 0–5). Diejenigen Pilze, die die Intensität der Krankheit nicht beeinflussen oder sich selbst als pathogen herausstellen, werden von weiteren Experimenten ausgeschlossen.
Torf-Test
Ein Samen eines Getreides wird in einer Sporensuspension eines Pathogens befeuchtet und getrocknet. Danach wird der Samen mit der Sporensuspension des Testpilzes befeuchtet, getrocknet und ausgesät. Als Wachstumssubstrat wird mit Dampf behandelter Torf verwendet. Nach zweieinhalb Wochen Anzucht werden Beobachtungen über die Gesundheit der Sprößlinge vorgenommen. Pilzstämme, die die Krankheit eindeutig verhindern, werden in den Feldbodentest übernommen.
Feldbodentests
Zerkrümelter und angefeuchteter Feldboden wird in 1,5 l-Töpfe gegeben, und 36 Getreidesamen werden in jeden Topf ausgesät. Die Behandlung der Samen vor der Aussaat wird wie bei dem Torf-Test durchgeführt. Es werden z. B. drei Replika-Töpfe bei dem Test verwendet. Die Symptome der Sprößlinge werden nach vierwöchiger Anzucht untersucht.
Stämme, die sich bei diesen Untersuchungen als gut herausstellen, werden in den Feldversuch übernommen, der die endgültige Gewissheit über die Biopestizide Wirkung der ausgewählten Mikobenisolate liefert.
Pathogenität der Pilzstämme
Die Wirksamkeit des Pilzstammes J1446 bei der Kontrolle von Pflanzenkrankheiten wurde in einer Reihe von Untersuchungen mit insgesamt acht Pflanzenarten ausgetestet. Keine dieser Untersuchungen zeigte eine nachteilige Wirkung von J 1446 auf die Entwicklung der Pflanzen, obwohl bei einigen der Untersuchungen insbesondere die Samen der Pflanzen behandelt wurden, und dies manchmal mit sehr hohen Dosen. Auf dieser Grundlage wird deutlich, dass J1446 die Entwicklung der Pflanzen nicht behindert. Um eine weitere Bestätigung zu erhalten, wurde mit einer neuen Testreihe begonnen, welche die Wirksamkeit von J1446 bei 32 unterschiedlichen Pflanzenarten aufzeigen soll, aber von dieser sind noch keine Ergebnisse verfügbar. Die anderen Gliocladium catenulatum-Stämme der Erfindung wurden noch nicht in dem Maße wie J1446 untersucht. Bei den Untersuchungen zur Wirksamkeit, an denen diese Stämme (J2734, M67-6, M2423 und M3081) teilgenommen haben, stellten sie sich nicht als pathogen heraus.
EXPERIMENTELLES
Die folgenden Experimente erläutern die Anwendung der Erfindung. Unter Punkt (A) wird die Herstellung der Formulierungen, die aus den Gliocladium catenulatum-Stämmen der Erfindung hergestellt werden, beschrieben, unter Punkt (B) werden die Ergebnisse zur Kontrollwirksamkeit des Pilzstammes J1446 gegen eine Infektion mit Rhizoctonia, Pythium, Alternaria oder Fusarium auf Blumenkohl, Gurke, Dill und Weizen als Sporensuspension und in unterschiedlichen Formulierungen beschrieben, unter Punkt (C) wird die Wirksamkeit der Pilzstämme gegen die Umfallkrankheit verursachende Pilze (Rhizoctonia, Pythium, Fusarium, Phomopsis und Alternaria) auf Tomaten, Blumenkohl, Zuckerrüben, Gurken, und Salat beschrieben, unter Punkt (D) werden die vergleichenden Untersuchungen, durch die die Wirkung der Pilzstämme der Erfindung, insbesondere des Stammes J1446, beziehungsweise die Wirkung der kommerziellen Formulierung, auf die folgenden Pathogene: Fusarium und Gaueumannomyces graminis auf Gerste und Weizen untersucht wurde, beschrieben, und unter Punkt (E) wird die Wirkungsweise der Stämme beschrieben.
(A) Herstellung der Formulierungen aus den Pilzstämmen
Die Pulver-Formulierungen des Pilzstammes J1446 werden wie folgt hergestellt:
(a) Schüttelkultur
Die Anzucht wurde in einem 1 l-Erlenmeyerkolben mit 0,5 l Nährmedium durchgeführt, welches 4 g/l Saccharose, 4 g/l Hefeextrakt, 10 g/l Malzextrakt und 10 g/l CMC enthielt. Der pH-Wert wurde vor der Sterilisierung in einem Autoklaven nicht eingestellt. Als Impfmaterial wurde ein Agarsediment (Kartoffel-Dextrose-Agarmedium) verwendet, das Sporen enthielt und das bei –80°C gelagert worden war. Die Geschwindigkeit des Schüttlers betrug 150 UpM, die Anzuchttemperatur war die Zimmertemperatur (22–26°C), und die Anzuchtzeit betrug 3 bis 7 Tage. Die Zellen wurden durch Zentrifugation (9.000 UpM, 20 min) abgetrennt. Der Zellmasse wurden eines oder mehrere der folgenden Materialien zugemischt: Saccharose, Milchpulver, Kaolin, Stärke, Lignin und CMC. Formulierung 1

Zellen 40% (Trockenmaterial)

Saccharose 20%

Kaolin 35%

CMC (7% wässrige Lösung) 5%
Das Gemisch wurde bei Zimmertemperatur auf offenen Petrischalen 4 bis 7 Tage in einem Abzug getrocknet. Die Dicke der Lage betrug 1 bis 2 cm. Die getrockneten Platten wurden zu Pulver zermahlen. Die Lebensfähigkeit der Formulierung betrug 10⁷ KBE/g Pulver (KBE = Kolonie-bildende Einheiten).
KBE (Kolonie-bildende Einheiten) ist eine Einheit, die zur Bestimmung der Lebensfähigkeit von Mikroben verwendet wird. Die verdünnte Mikobensuspension wird auf den Agarplatten verteilt und die Kolonien werden nach einigen Tagen gezählt. Wenn der Verdünnungsfaktor bekannt ist, kann die Zahl der Kolonien, d. h. die Zahl der Mikrobenzellen in der ursprünglichen Probe gezählt werden. Formulierung 2

Zellen 40% (Trockenmasse)

Milchpulver 40%

Saccharose 20%
Das Trockenen und Zermahlen erfolgte wie vorstehend. Die Lebensfähigkeit der Formulierung betrug 10⁷ KBE/g Pulver. Formulierung 3

Zellen 40% (Trockenmasse)

Stärke 35%

Saccharose 20%

CMC (7%-ige wässrige Lösung) 5%
Das Trockenen und Zermahlen erfolgte wie vorstehend. Die Lebensfähigkeit der Formulierung betrug 10⁷ KBE/g Pulver. Formulierung 4

Zellen 40% (Trockenmasse)

Lignin 35%

Saccharose 20%

CMC (7%-ige wässrige Lösung) 5%
Das Trockenen und Zermahlen erfolgte wie vorstehend. Die Lebensfähigkeit der Formulierung betrug 10⁹ KBE/g Pulver.
(b) Fermenterkulturen
Formulierung 5
Die Anzuchten wurden in belüfteten, 10 und 30 l umfassenden Braun Biostat-Fermentern durchgeführt, in denen die Flüssigkeitsvolumina 10 l beziehungsweise 25 l betrugen. Die Nährmedien und die Anzuchtbedingungen waren ähnlich denen der Schüttelkultur. Die Anzuchtzeit betrug 4 Tage, und die Abtrennung und die Formulierung sowie die Trocknung wurden wie vorstehend durchgeführt. Die Lebensfähigkeit der Formulierung nach dem Zermahlen betrug 10⁷ bis 10⁸ KBE/g Pulver.
(c) Anzucht auf festen Medium
Formulierung 6
Der Stamm J1446 wurde auf einem festen Medium angezogen, das Kieselgel als Träger umfasste. Das Wachstumsmedium enthielt 50 ml Kartoffel-Dextrose-Nährmedium (Difco, 24 g PD-Medium/l destilliertes Wasser), 20 g Silika (Sipernat 22S, Degussa) und 0,2 g CaCO₃ (p. a., Merck). Die Substrate wurden in einem Becherglas gemischt und 20 min bei 120°C autoklaviert. Das abgekühlte Medium wurde mit 4 ml J1446-Sporensuspension beimpft, die durch Abkratzen der Sporen von einer PDA-Platte in steriles Wasser erhalten worden war.
Das Medium wurde aseptisch in Petrischalen übertragen und 10 Tage bei 16°C inkubiert, bis der Pilz Sporen bildete. Anschließend wurde das Medium in offenen Petrischalen 2 Tage bei Zimmertemperatur getrocknet. Die Lebensfähigkeit des getrockneten Präparats betrug 7 × 10⁷ KBE/g.
Aus den anderen Stämmen der Erfindung können Formulierungen in ähnlicher Weise hergestellt werden.
(B) Ergebnisse zur Kontrollwirkung des Pilzstammes J1446, verwendet als Sporensuspension und in unterschiedliche Formulierungen
In den Tabellen 1 bis 12 werden die Ergebnisse der Experimente zur Kontrollwirkung dargestellt, die mit dem Stamm J1446 wie folgt durchgeführt wurden.
Kontrolle des Pilzes Rhizoctonia solani auf Blumenkohl: In der Tabelle 1 wird die Kontrollwirkung des Pilzstammes J1446 bei zwei unterschiedlichen Temperaturen angegeben, in Tabelle 2 kann der Unterschied in den Wirkungen der J1446-Präparate (verschiedene Chargen, die durch Fermenter mit unterschiedlichen Größen hergestellt wurden) und den Plattenanzuchten beobachtet werden, und in Tabelle 3 sieht man die Wirkung des flüssigen, fermentierten Präparats bei unterschiedlichen Mengen und Arten der Anwendung.
Kontrolle des Pilzes Pythium: In Tabelle 4 ist die Wirkung unterschiedlicher Präparate auf Gurken unter Verwendung der Gießbehandlung angegeben, in Tabelle 5 wird die Kontrollwirkung der Trocken- und der Flüssig-Beizung auf Dill gezeigt, wenn das flüssige, fermentierte Präparat verwendet wurde, und in Tabelle 6 wird die Wirkung unterschiedlicher Konzentrationen auf die Kontrollwirkung gezeigt, wenn die Gießbehandlung verwendet wurde. Die untersuchte Pflanze ist Gurke.
Kontrolle des Pilzes Alternaria brassicicola auf Blumenkohl: In den Tabellen 7 und 8 ist die Wirkung des Pilzstammes J1446 als Flüssigbeize (2 unterschiedliche Konzentrationen) bei 4 unterschiedlichen pH-Werten angegeben, und in Tabelle 9 wird die Wirkung unterschiedlicher Präparate beschrieben, wenn die Flüssigbeizung verwendet wurde. In Tabelle 10 werden in ähnlicher Weise die Wirkungen der unterschiedlichen Präparate gezeigt, wenn die Flüssigbeizung verwendet wurde, wobei die Infektion stärker als bei der Untersuchung in Tabelle 9 war.
Kontrolle des Pilzes Fusarium culmorum auf Weizen bei zwei unterschiedlichen Wachstumssubstraten: Tabelle 11 zeigt die Kontrollwirkung des Pilzstammes, der auf einer Platte angezogen wurde, sowie eines Festphasen-Präparats, wenn die Flüssigbeizung verwendet wurde. Die Temperatur betrug 15°C. Als Substrat wurde Torf verwendet. Der in Tabelle 12 beschriebene Test ist ähnlich, mit der Ausnahme, dass das verwendete Wachstumssubstrat Sand war, und wobei zusätzlich zu der künstlichen Infektion durch F. culmorum auch eine natürliche Infektion stattfand, die aus dem Feldboden stammte.
Tabelle 1. Die Kontrollwirkung des Pilzstammes J1446 gegen den Pilz Rhizoctonia solani auf Blumenkohl bei zwei unterschiedlichen Temperaturen (20°C und 25°C)
Krankheitsindex

0 gesund
1 leicht erkrankt
2 stark erkrankt
3 abgestorben oder nicht gekeimt

Tabelle 4. Die Wirkung einer J1446-Gießbehandlung (10⁶/ml, 4 ml/Pflanze) gegen den Pilz Pythium auf Gurke. Topf-Test, Torf als Wachstumssubstrat. R = Schüttelkultur in Flüssigkeit, N = flüssig, fermentiert, KF = Anzucht auf fester Phase und M = flach auf Platte gewachsene Mikrobe. Das Ergebnis der Schüttelkultur ist als Mittelwert von 2 Chargen und das Ergebnis der Flüssig-Fermentation als Mittelwert von 3 Chargen angegeben
Krankheitsindex

1 lebende Sämlinge
2 tote Sämlinge
3 nicht gekeimt

Tabelle 5. Die Wirkung von J1446-Beizbehandlungen gegen den durch den Boden übertragenen Pilz Pythium sylvaticum auf Dill. F = Anzucht im 30 l-Fermenter, Probe 2/94 (7 × 10⁸ KBE/g)
Größenabstufung

4 das vierte Laubblatt des Sämlings beginnt sich zu öffnen oder hat sich geöffnet
3 der Sämling hat 3 gut ausgebildete Laubblätter
2 der Sämling hat 2 Laubblätter
1 der Sämling hat < 2 Laubblätter
0 nicht gekeimt oder abgestorben

Tabelle 6. Die Wirkung einer J1446-Gießbehandlung gegen den durch den Boden übertragenen Pilz Pythium bei unterschiedlichen Konzentrationen. Gurke als Testpflanze. R = Schüttelkultur Charge 57/93/1 7d (1,7 × 10⁸ KBE/g)
Krankheitsindex

1 gesunde Sämlinge
2 tote Sämlinge
3 nicht gekeimt

Tabelle 7. Die Kontrollwirkung des Pilzstammes J1446 (Flüssigbeizung 10⁵/ml) gegen die Alternaria brassicicola-Umfallkrankheit auf Blumenkohl. 4 Topf-Tests bei unterschiedlichen pH-Werten, Torf als Wachstumssubstrat
Tabelle 8. Die Kontrollwirkung des Pilzstammes J1446 (Flüssigbeizung 10⁶/ml) gegen die Alternaria brassicicola-Umfallkrankheit auf Blumenkohl. 4 Topf-Tests bei unterschiedlichen pH-Werten, Torf als Wachstumssubstrat
Krankheitsindex

0 gesund
1 leicht erkrankt
2 schwer erkrankt
3 abgestorben und nicht gekeimt

Tabelle 9. Die Kontrollwirkung von J1446-Präparaten gegen den Pilz Alternaria auf Blumenkohl. R = Schüttelkultur in Flüssigkeit, N = Fermentation in Flüssigkeit, KF = Anzucht auf fester Phase und M = flach auf Platte kultivierte Mikrobe. Die Ergebnisse der Schüttelkultur sind als Mittelwert von 2 Chargen und die Ergebnisse der Flüssig-Fermentation als Mittelwert von 4 Chargen angegeben. Topf-Test, Torf als Wachstumssubstrat
Krankheitsindex

0 gesund
1 leicht erkrankt
2 schwer erkrankt
3 abgestorben oder nicht gekeimt

Tabelle 10. Kontrollwirkung von J1446-Präparaten (Flüssigbeizung 10⁶/ml) gegen den Pilz Alternaria brassicicola auf Blumenkohl. R = Schüttelkultur in Flüssigkeit, KF = Anzucht auf fester Phase und M = flach auf Platte kultivierte Mikrobe. Die Ergebnisse der Schüttelkultur sind als Mittelwert von 7 Chargen angegeben. Topf-Test, Torf als Wachstumssubstrat
Krankheitsindex

0 gesund
1 leicht erkrankt
2 schwer erkrankt
3 abgestorben oder nicht gekeimt

Tabelle 11. Die Wirkung von J1446 (Flüssigbeizung 10⁶/ml) gegen den Pilz Fusarium culmorum auf Polkka-Weizen als Mittelwert von drei Topf-Tests (pH 5,6, 6,3 und 7,0). Torf als Wachstumssubstrat. Temperatur 15°C. M = flach auf Platte kultivierte Mikrobe und KF = angezogen auf Festphase (3,8 × 10⁸ KBE/g)
Tabelle 12. Wirkung von J1446 (Flüssigbeizung 10⁶/ml) gegen den Pilz Fusarium culmorum auf Polkka-Weizen als Mittelwert von fünf Topf-Tests (pH 5,3, 6,5, 7,1, 7,4 und 8,0). Sand als Wachstumssubstrat. Temperatur 15°C. M = flach auf Platte kultivierte Mikrobe und KF = kultiviert auf Festphase
Krankheitsindex

0 gesund
1 leicht erkrankt
2 schwer erkrankt
3 abgestorben oder nicht gekeimt

(C) Die Wirkung der Pilzstämme der Erfindung gegenüber die Umfallkrankheit verursachenden Pilzen
Krankheiten und Testpflanzen

Alternaria: Samen-Übertragung, Blumenkohl
Rhizoctonia: Boden-Übertragung, Blumenkohl
Pythium: Boden-Übertragung, Zuckerrübe, Salat, Gurke
Fusarium: Boden-Übertragung, Tomaten

Verdünnung: 1 Platte/Liter Torf, wobei die Menge an Sporen etwa 10⁶/ml Torf betrug.
Mischung und Lagerung: Die Pilzmycelien und -Sporen wurden von einer Platte (Alter nicht weniger als 3 Wochen) mit einem Objektträger abgeschabt und mit dem Ultra Turrax mit destilliertem Wasser vermischt, jeweils 100 ml/Liter Torf (1 Platte/100 ml Wasser/1 Liter Torf), die Suspension wurde mit Torf gemischt, und der Torf wurde bei Zimmertemperatur 1 Tag, 1 Woche, 2 Wochen oder 1 Monat je nach Untersuchung gelagert.
Torf: Bei allen Untersuchungen wurde der Torf durch Verwendung von 800 g Dolomit-Kalk und 150 g Torf Y-lannos/100 l Torf gedüngt und mit Dampf behandelt (Y-lannos = Handelsmarke eines finnischen Universaldüngers). Der Torf zum Beimpfen wurde durch Mischen von 1 PDA-Platte pathogener Pilze mit dem Agar mit Wasser unter Verwendung des Ultra Turrax und durch die Mischung der Suspension mit dem mit Dampf behandelten Torf (1 PDA-Platte Pilz/100 ml Wasser/Liter Torf) durchgeführt. Der Torf wurde bei Zimmertemperatur gelagert. Der Torf zum Kontaminieren wurde mit dem dampfbehandelten Torf für die Untersuchungen im Verhältnis 1 : 19 gemischt, bevor die Antagonisten-Suspension zugemischt wurde.
Durchführung
Die Tests mit Blumenkohl und Zuckerrüben: (Rhizoctonia, Alteraria, Pythium). Die Samen wurden zu 25 Samen/Topf in 0,5 l-Plastiktöpfe ausgesät. Es wurden 5 Replika verwendet. Die Anzucht fand bei einer Temperatur von 18–20°C unter kontinuierlichem Licht von etwa 6.000–8.000 Lux statt.
Analyse: Das Erscheinen bzw. die Keimung der Sämlinge wurde 9 Tage nach der Aussaat gezählt. Die abgestorbenen Sämlinge wurden in zweitägigen Intervallen bis zum Ende der Untersuchung gezählt und verworfen. Der Test wurde etwa drei Wochen (18–22 Tage) nach der Aussaat abgebrochen. Anschließend wurden die Schäden an den Sämlingen mit einer Skala von 0–3 analysiert:
0 = gesund
1 = Umfallkrankheit an den Keimblättern
2 = Wurzeln und Basis der Sämlinge leicht erkrankt
3 = Basis der Sämlinge schwer erkrankt, Sämling abgestorben
Aus den Ergebnissen wurde die Menge an gesunden Sämlingen als Prozentsatz der ausgesäten Samen berechnet (die nicht gekeimten Samen wurden ebenfalls mit berücksichtigt). Das Trockengewicht der Sämlinge wurde ebenfalls gemessen (17 Stunden bei 105°C).
Beizungs-Tests: Blumenkohlsamen wurden mit drei Konzentrationen des Antagonisten gebeizt: 1 Platte Pilz/25 ml Wasser (10⁰ = unverdünnt, wobei die KBE 10⁷ betrug) und Verdünnungen davon: 10^–1 (KBE 10⁶) und 10^–2 (KBE 10⁵). Für die Zuckerrüben wurden Verdünnungen von 10⁰ und 10^–2 verwendet. 5 ml der Suspension wurden auf die Samen pipettiert und eine Minute einwirken gelassen. Die Samen wurden auf Filterpapier bis zum folgenden Tag getrocknet, an dem sie ausgesät wurden. Die Durchführung und die Analyse der Untersuchungen erfolgte analog den anderen Untersuchungen an Kohl und Zuckerrüben.
Tomate: Bei der Untersuchung wurden 10 Replika verwendet, wobei jeder Replikatest einen Samen umfasste. Die Samen wurden in nicht mit Dampf behandelten Torf ausgesät.
Test 1: Auf den Boden eines 1 Liter-Plastiktopfs wurde Filterpapier gelegt, auf das 10 g kontaminierter Torf abgemessen wurde, und der Topf wurde mit Antagonisten-Torf gefüllt. Die Sämlinge wurden im Alter von 12 Tagen in die Töpfe eingepflanzt. Die Anzuchtzeit betrug 2 Monate.
Analyse: Ein Stück von 10 cm wurde aus der Basis eines Stammes und auf der Höhe von etwa einem Meter herausgeschnitten. Die Schnittfläche wurde visuell untersucht. Wenn eine Braunfärbung der Gefäßbündel nicht deutlich beobachtet werden konnte, wurden 0,5 cm dicke Stücke des Stammes auf Mais-Streptomycin-Medium (4 Stücke/Platte) gelegt. Die Medien wurden nach zwei Wochen untersucht. Die Bewertungsskala bei der Untersuchung reichte von 0–5:
0 = gesunde Basis
1 = keine Erkrankung sichtbar, aber Erkrankung der Basis-Stücke bei der Anzucht auf Agar
2 = Basis deutlich braun (bei Sichtbewertung)
3 = Basis deutlich erkrankt, bei Anzucht auf Agar Erkrankung auch bei 1 Meter Höhe
4 = Erkrankung bei Sichtbewertung auch bei 1 Meter Höhe
5 = Pflanze abgestorben.
Test 2: Die anfängliche Anzucht erfolgte wie in Test 1. Die Keimlinge wurden in Ein-Liter-Töpfe in Torf ausgepflanzt, als sie 15 Tage alt waren, in denen sowohl kontaminierter Torf (1 : 19) als auch die Antagonisten-Suspension miteinander vermischt worden waren. Die Anzucht erfolgte über 47 Tage. Analyse: ein Stammstück wurde aus der Basis und in der Höhe von 50 cm herausgeschnitten. Beide Stücke wurden auf Mais-Sreptomycin-Medium gelegt. Die Anzuchten wurden nach zwei Wochen untersucht. Bei der Analyse wurde eine Skala von 0–4 verwendet:
0 = gesund
1 = auf Agar Wachstum bei den Basis-Stücken
2 = Erkrankung bei Sichtbewertung an der Basis nachweisbar
3 = Erkrankung bei 50 cm, verlangsamtes Wachstum
4 = Pflanze abgestorben
Gurke
Pythium: 10 Replika, 1 Pflanze/Replika. Man ließ die Sämlinge in reinem Torf 11 Tage keimen, und dann wurden sie in kontaminierten und behandelten Torf ausgepflanzt. Die Anzuchtzeit nach der Behandlung betrug 24 Tage, dann wurde der Krankheitszustand der Basis und der Wurzeln des Sämlings mit einer Skala von 0–5 analysiert:
0 = gesund
1 = leicht erkrankte Wurzeln, Basis gesund
2 = Wurzeln und Basis leicht geschädigt
3 = Wurzeln und Basis deutlich erkrankt
4 = Wurzel fast abgestorben, Basis erkrankt
5 = Pflanze abgestorben
Darüber hinaus wurde die Länge der Keimlinge gemessen, und das Trockengewicht wurde ermittelt.
Phomopsis: 3 Replika, jeweils 3 Pflanzen. Die vorgekeimten Samen wurden in 0,5 Liter-Töpfe ausgesät, auf deren Boden 10 g kontaminierter Torf platziert worden war, und die Töpfe wurden mit Antagonisten-Torf gefüllt. Nach 19 Tagen wurden die Keimlinge in 3 l-Töpfe mit dampfbehandeltem Torf überführt. Die Keimlinge wurden unter künstlichem Licht bei etwa 20°C angezogen. Zweimal wöchentlich erfolgte eine zusätzliche Düngung. Die Untersuchung wurde drei Monate nach der Aussaat abgebrochen.
Analyse: Der Krankheitsgrad der Gurkenschösslinge wurde mit einer Skala von 0–5 bewertet:
0 = gesunde Pflanze
1 = einige Erkrankungssymptome in Wurzeln, gesunde Basis
2 = Wurzel leicht erkrankt, Basis leicht geschädigt
3 = Wurzel und Basis deutlich geschädigt
4 = Pflanze verwelkt, Wurzeln spärlich, Basis braun
5 = Pflanze abgestorben
Salat: Die Keimlinge (35) wurden auf eine serielle Topf-Platte (Vefi-VP 96) in Torf ausgesät, der mit Pythium kontaminiert und mit einem Antagonisten behandelt worden war. Die Sämlinge wurden 6 Wochen angezogen, zu diesem Zeitpunkt wurde der Gesundheitszustand und die Dicke der Keimlingswurzeln mit einer Skala von 0–3 analysiert:
0 = Wurzeln gesund
1 = leicht verdünnte Wurzeln
2 = deutlich verdünnt und braungefärbte Wurzeln
3 = Sämling fast abgestorben.
Das Frischgewicht der Sämlinge wurde ermittelt.
J1446 Pulver-Tests
Menge der Anwendungs-Untersuchungen

Test-Pflanzen: Blumenkohl und Zuckerrübe Menge der Anwendung

1 g J1446 Pulver/Liter Torf

0,5 g/Liter Torf

0,1 g/Liter Torf

0,05 g/Liter Torf

0,01 g/Liter Torf

0,001 g/Liter Torf.

Das Pulver wurde mit Wasser (100 ml/Liter Torf) unter Verwendung eines Ultra Turrax gemischt, es wurde eine Stunde stehen gelassen und dann mit Torf gemischt. Aussaat, Handhabung und Analyse der Untersuchungen wurden in ähnlicher Weise wie die anderen Untersuchungen mit Blumenkohl und Zuckerrüben durchgeführt.
Ergebnisse Tabelle 13. Die Wirkung der Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die Pythium-Umfallkrankheit von Zuckerrübe. Konzentration: 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf). Die Tests wurden einen Tag und eine Woche oder einen Monat nach der Antagonisten-Behandlung ausgesät
Tabelle 14. Die Wirkung der Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die Pythium-Umfallkrankheit von Zuckerrübe. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf. Die Tests wurden einen Tag und einen Monat nach der Antagonisten-Behandlung ausgesät
Tabelle 15. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die Pythium-Umfallkrankheit von Zuckerrübe. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf. Die Tests wurden einen Tag und einen Monat nach der Antagonisten-Behandlung ausgesät
Tabelle 16. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die Pythium-Umfallkrankheit von Zuckerrübe. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf). Die Tests wurden einen Tag und einen Monat nach der Antagonisten-Behandlung ausgesät
Tabelle 17. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die durch Boden übertragene Rhizoctonia-Umfallkrankheit von Blumenkohl. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf). Die Tests wurden einen Tag und eine Woche oder zwei Wochen nach der Antagonisten-Behandlung ausgesät
Tabelle 18. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die durch Boden übertragene Rhizoctonia-Umfallkrankheit von Blumenkohl. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf). Die Tests wurden einen Tag und einen Monat nach der Antagonisten-Behandlung ausgesät
Tabelle 19. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die Rhizoctonia-Umfallkrankheit von Blumenkohl. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf. Die Tests wurden einen Tag und einen Monat nach der Antagonisten-Behandlung ausgesät
Tabelle 20. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die durch den Samen übertragene Alternaria-Umfallkrankheit von Blumenkohl. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁶/ml Torf
Tabelle 21. Die Wirkung von Antagonisten-Beizung gegen durch den Boden übertragene Rhizoctonia- und Pythium-Erkankungen
Tabelle 22. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen den Pilz Fusarium auf Tomate. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf)
Tabelle 23. Die Wirkung von Antagonisten, die mit Torf gemischt worden waren, gegen die Pythium-Erkrankung des Salats. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf
Tabelle 24. Die mit Torf gemischten Antagonisten gegen die Phomopsis-Erkrankung der Gurke. Konzentration 1 Platte/Liter Torf (KBE ca. 10⁵–10⁶/ml Torf)
Tabelle 25. Die Wirkung von J1446-Pulver gegen die Rhizoctonia-Umfallkrankheit des Blumenkohls. Das Pulver wurde mit Torf als eine wässrige Suspension gemischt
Tabelle 26. Die Wirkung von J1446-Pulver gegen die Pythium-Umfallkrankheit der Zuckerrübe. Das Pulver wurde mit Torf als wässrige Suspension gemischt
(D) Vergleich des J1446-Isolats und kommerzieller Präparate in Gewächshaus- und Feldversuchen
(a) Auswahl-Tests mit 1 J1446 gegen dem Pilz Fusarium culmorum
Sand-Test: J1446 erhielt die Bewertungen 0, 0, 0, 0, 0 und 1 und wurde in die folgenden Testschritte übernommen.
Torf-Test
Feldboden-Test
(b) Gewächshaus- und Feldboden-Tests mit J1446 Tabelle 27. Gewächshaus mit natürlich kontaminierter (Fusarium nivale) Gerste
Tabelle 28. Feldversuch mit künstlich infiziertem (Fusarium culmorum) Weizen im Sommer 1992
Tabelle 29. Feldversuch mit künstlich kontaminierter (Fusarium nivale) Gerste im Sommer 1992
Tabelle 30. Feldversuch mit künstlich infiziertem (F. culmorum) Weizen im Sommer 1993. Die Quadratgröße war eine Reihe von 1,4 m
Tabelle 31. Feldversuch mit "natürlich kontaminiertem" (F. culmorum) Weizen im Sommer 1993. Das Saatgut war im vorangegangenen Sommer hergestellt und während des Blühens mit einer Fusarium-Konidiensuspension infiziert worden. Unterschiede zwischen den Ertragsergebnissen sind statistisch nicht signifikant
Tabelle 32. Feldversuch gegen durch den Boden übertragene Fußfäule-Verursacher (Fusarium spp./Gaueumannomyces graminis) bei Weizen im Sommer 1993
(E) DER WIRKUNGSMECHANISMUS DER STÄMME
Die Aufklärung der Wege, durch die die Gliocladium catenulatum-Pilzstämme der Erfindung auf andere Pilze wirken, hat gerade begonnen. Gegenwärtig besitzen wir nichts anderes als Mikroskop-Beobachtungen der Wechselwirkung der Mycelien in Doppelanzuchten, bei denen ein Isolat der folgenden Pilze mit dem Pilzstamm J1446 kultiviert wurde: Rhizoctonia solani, Fusarium culmorum und Pythium sp. Die Mycelien aller dieser pflanzenpathogenen Pilze beginnen sich abzubauen, wenn ein Mycel des Pilzstammes J1446 nahe bei ihnen wächst. Zuerst bilden sich in den Zellen große Vakuolen, dann leeren sich die Zellen und schließlich werden die Zellwände abgebaut. Diese Art von Reaktion erfolgt offenbar aufgrund von antibiotischen oder enzymähnlichen Stoffen, die J1446 in seine Umgebung sekretiert. Offensichtlich ist von diesen Pilzen R. solani gegenüber den Stoffen, die J1446 produziert, am empfindlichsten. Auf dünnem Nährmedium stoppt das Koloniewachstum dieses Pilzes in der Nähe der Kolonien von J1446 vollständig, und als Folge davon kann eine enge Hemmzone mit bloßem Auge beobachtet werden. Ein Teil der Mycelien aller drei untersuchten Pilze wird nicht abgebaut, bis der Kontakt der Mycelien erfolgt. Es scheint auch so, dass dieser Teil später abgebaut wird, wenn sich die Mycelien des Pilzstammes J1446 um ihn herum falten. Die Stärke, mit der sich die Mycelien um den Pilzstamm J1446 herumfalten, scheint von dem verwendeten Wachstumsmedium abzuhängen. Es wurde nicht beobachtet, dass die Mycelien des Pilzstammes J1446 in die Mycelien anderer Pilze eindringen.
DIE INTERPRETATION DER ERGEBNISSE
Von den Gliocladium catenulatum-Pilzstämmen, die die Aufgabe der Erfindung darstellen, hat sich heraus gestellt, dass sie zur Verwendung bei der biologischen Kontrolle von Pflanzenkrankheiten vielversprechend sind. Vor allem wurde die mögliche Verwendung des Stammes J1446 nachgewiesen. Er wirkt gut gegen drei sehr häufig vorkommende und im Boden enthaltene Verursacher der Umfallkrankheit: Rhizoctonia solani, Pythium- und Fusarium-Pilzarten. Darüber hinaus wurden mit ihm gute Ergebnisse bei der Kontrolle von durch Samen übertragenen Krankheiten erzielt, die durch die Pilze Alternaria und Fusarium verursacht werden. Mit den Pilzstämmen und den Formulierungen der Erfindung wurden gute Ergebnisse erzielt und zwar durch die Verwendung von Mengen, die offensichtlich auch bei Anzuchten in der Praxis realistisch sind. Es ist außerdem sehr vielversprechend, dass sie bei den Untersuchungen ihre Fähigkeit beibehalten haben, im Boden enthaltene Krankheiten über lange Zeiten zu kontrollieren, wenn sie mit dem Wachstumsmedium vermischt wurden.
Entsprechend den bis jetzt gemachten Beobachtungen scheint es so, dass die Pilzstämme der Erfindung sogar die Keimung und das Wachstum der Pflanzen fördern und ihre Qualität verbessern. Es wurde ebenfalls beobachtet, dass die Behandlung des Wachstumsmediums mit diesen Stämmen das Wachstum von Schimmel vermindert, der als solcher unschädlich ist, der aber die Keimung von Pflanzen mit kleinem Samen fördert und sich nur langsam entwickelt.
Hinterlegte Mikroorganismen
Die folgenden Pilzstämme wurden bei der DSM-Hinterlegungsstelle (Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH), Mascheroder Weg 1b, D-38124 Braunschweig, Deutschland, hinterlegt.

Claims

Reine Kultur des Pilzstammes Gliocladium catenulatum J1446 (DSM 9212).
Reine Kultur des Pilzstammes Gliocladium catenulatum M67-6 (DSM 9213).
Reine Kultur des Pilzstammes Gliocladium catenulatum J2734 (DSM 9214).
Reine Kultur des Pilzstammes Gliocladium catenulatum M2423 (DSM 9215).
Reine Kultur des Pilzstammes Gliocladium catenulatum M3081 (DSM 9216).
Biofungizider Stoff, der einen Gliocladium catenulatum-Pilzstamm umfasst, der ausgewählt ist aus Gliocladium catenulatum J1446, M67-6, J2734, M2423 und M3081 mit den jeweiligen Zugangsnummern DSM 9212, DSM 9213, DSM 9214, DSM 9215 und DSM 9216.
Biofungizide Zusammensetzung zur Bekämpfung von Pflanzenkrankheiten, umfassend einen Gliocladium catenulatum-Pilzstamm ausgewählt aus Gliocladium catenulatum-Pilzstämmen gemäß den Ansprüchen 1 bis 5, und übliche Träger und/oder Zusätze.
Zusammensetzung nach Anspruch 7, wobei als Träger und Zusätze eine oder mehrere der folgenden Substanzen verwendet werden: Silika, Kaolin, Milchpulver, Carboxymethylcellulose, Saccharose, Lignin und Stärke.
Zusammensetzung nach Anspruch 7 oder 8, die hergestellt wird durch (a) Züchten eines Gliocladium catenulatum-Pilzstammes in einem geeigneten Wachstumsmedium, Abtrennen der Zellmasse und Hinzufügen von Trägern und/oder Zusätzen, Trocknen der erhaltenen Masse und Mahlen zu Pulver, oder (b) Züchten eines Gliocladium catenulatum-Pilzstammes in einem geeigneten Wachstumsmedium mit Silika und Hinzufügen, sofern gewünscht, von Trägern und/oder Zusätzen, Trocknen der erhaltenen Masse und Mahlen zu Pulver.
Verfahren zur Hemmung einer Pilzinfektion in einer Pflanze, das umfasst: Aufbringen eines Stoffes gemäß Anspruch 6 oder einer Zusammensetzung gemäß Anspruch 7 oder 8 auf die Pflanze oder deren Saatgut, oder Hinzufügen desselben zu dem Wachstumssubstrat vor oder nach dem Aussäen des Saatguts.
Verwendung eines Gliocladium catenulatum-Stammes nach einem der Ansprüche 1 bis 5, um Pflanzenkrankheiten zu bekämpfen.