DE3930739A1 - Neue acylpeptide, verfahren zu ihrer herstellung und ihre verwendung - Google Patents
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Description
Die Erfindung betrifft neue Acylpeptide der Formel
worin R₁ für eine Alkyl- oder die Trifluormethylgruppe und das Symbol - - - für eine Einfach-
oder Doppelbindung stehen und wobei an den in der Formel I als , und bezeichneten
Positionen S- oder R-Konfiguration herrscht, Verfahren zu ihrer Herstellung und ihre
Verwendung.
Erfindungsgemäß gelangt man zu den Verbindungen der Formel I, indem man Verbindungen
der Formel
worin R₁ und - - - obige Bedeutung besitzen und R₂, R₃ und R₄ gleich oder verschieden sind
und jeweils für eine Hydroxyschutzgruppe stehen, nach an sich bekannten Methoden
entschützt.
Als Schutzgruppe können allgemein zum Schutz von Hydroxygruppen bekannte Schutzgruppen
eingesetzt werden, beispielsweise Benzyl oder niederes Alkyl. Die Abspaltung dieser
Schutzgruppen erfolgt nach bekannten Methoden, beispielsweise durch Behandeln einer
Verbindung der Formel II mit einer Base, wie NaOH.
Die Verbindungen der Formel II sind neu und können erhalten werden, indem man
- a) zur Herstellung von Verbindungen der Formel worin R₁ bis R₄ obige Bedeutung besitzen, eine Verbindung der Formel worin R₁ bis R₃ obige Bedeutung besitzen, mit einer Verbindung der Formel worin R₄ obige Bedeutung besitzt, unter Lewissäure-Katalyse umsetzt oder
- b) zur Herstellung von Verbindungen der Formel worin R₁ bis R₄ obige Bedeutung besitzen, Verbindungen der Formel IIa reduziert.
Die Verbindungen der Formel III können nach folgendem Reaktionsschema erhalten werden:
In diesem Reaktionsschema besitzen R₁ bis R₃ obige Bedeutung. R′, R′′ und R′′′ sind
Schutzgruppen.
Dieses Verfahren kann folgendermaßen ausgeführt werden:
Ausgehend von geschütztem α-Aminomalonester der Formel IV erhält man nach
α-Alkylierung, Verseifung und Decarboxylierung das Racemat des α-Alkylglycinesters der
Formel VI. Diese Verbindung wird verseift, beispielsweise bei 0° mit 1 N NaOH, und mit Hilfe
eines D-Alanin- bzw. eines L-Alaninderivates gekuppelt. Die jeweils entstehenden diastereomeren
Gemische werden chromatographisch getrennt, wobei die Konfiguration am
Glycinteil mit Hilfe einer enzymatischen Hydrolyse zugeordnet wird. Dabei erhält man
sterisch einheitliche Produkte der Formel VII (R/R, S/R, R/S und S/S). Das gemischte
Anhydrid aus N-(R₁-CO)-(R)-glutaminsäure-benzylester und Chlorameisensäureisobutylester
wird jeweils mit den so erhaltenen Verbindungen der Formel VII umgesetzt, wobei man die
Diastereomeren der Formel III erhält.
Die Verbindungen der Formel I zeigen eine Beeinflussung der unspezifischen antimikrobiellen
Resistenz und besitzen vorteilhafterweise eine besonders geringe Pyrogenität. Diese
Wirkung kann beispielsweise mit folgenden Testmethodenn gezeigt werden:
Die Prüfung der Pyrogenität erfolgt entsprechend der US-Pharmacopeia 1985 (USP XXI)
nach intravenöser Verabreichung der Prüfsubstanz in verschiedenen Dosen an je 3
Kaninchen. Als pyrogen wird eine Substanzdosis bezeichnet, wenn die Summe der Temperaturerhöhung
von 3 Tieren innerhalb von 3 Stunden nach Injektion deutlich über 1,5°C
liegt.
Bei den Verbindungen der Formel I wurde bis zu Dosen von 500 µg/kg Körpergewicht keine
Pyrogenität festgestellt.
Der Test erfaßt die Erzeugung eines Endotoxinschocks bzw. eines klinisch ähnlichen Zustandes
mit letalem Ausgang durch LPS oder LPS-ähnliche Substanzen in Galac
tosamin-(GalN)-sensibilisierten Mäusen. Männliche C57 bl.-Mäuse (6 Tiere pro Kollektiv)
erhalten simultan i. p. 8 mg GalN, gelöst in 0,5 ml PBS, und i. v. 0,1µg LPS aus Salmonella
abortus equi (Sigma), gelöst in 0,2 ml physiologischer Kochsalzlösung. Diese Behandlung
führt zum Tod aller Tiere innerhalb von 6-12 Stunden (C. Galanos et al., Proc. Natl. Acad.
Sci., USA, 76 (1979) 5939-5943). Anstelle des LPS im Standardverfahren werden
Prüfsubstanzen in verschiedenen Dosierungen i. v. simultan mit GalN verabreicht. Die Beurteilung
des Ergebnisses erfolgt anhand eines Vergleiches der geringsten Dosis, die zum Tod
aller Tiere einer Gruppe führt, oder durch Berechnung einer LD₅₀ mittels der Spearman-Kälber-Methode.
Die LD₅₀ beträgt für die Substanz des Beispiels 1 1870 µg/kg.
Dieses Modell gestattet die Prüfung einer substanzbedingten unspezifischen Abwehrsteigerung in mikrobiell infizierten, neutropenischen Mäusen. Zur Erzeugung einer
Neutropenie erhalten je 10 weibliche B₆D₂F₁-Mäuse 1×200 mg/kg Körpergewicht
Cyclophosphamid in 0,2 ml Aqua dest. gelöst, s. c. am Tag 0 verabreicht. Am Tag 3 wird die
Prüfsubstanz, soweit möglich, in physiologischer NaCl-Lösung, ansonsten jedoch auch in
anderer Weise gelöst (0,3 ml) parenteral (vorranging i. p.) verabreicht. Die Infektion erfolgt
am Tag 4 durch i. v. Verabreichung des jeweiligen Inoculums in einem Volumen von 0,2 ml
(Keimzahl pro Maus z. B. Pseudomonas aeruginosa Δ 12: ca. 6×10⁴). Die Versuchstiere
werden bis zum 10. Tag nach der Infektion beobachtet und täglich die auftretenden
Todesfälle registriert. Im Vergleich zur Infektionskontrolle bzw. zu Standards wird die Überlebensrate
als Parameter ausgewertet. Die erfindungsgemäßen Verbindungen zeigen nach
mehrmaliger parenteraler Applikation (1× täglich an 3 Tagen) in Dosisbereichen von 12,5-50 mg/kg
signifikante Erhöhung (<80%) der Überlebensraten.
CSFs sind Mediatoren, die im Organismus für die Aufrechterhaltung der Haemopoese
verantwortlich sind und darüber hinaus vielseitige biologische Funktionen im Netzwerk der
Immunabwehrreaktionen besitzen. Die biologische Eigenschaft von Substanzen, CSFs zu
induzieren, wird als mögliches therapeutisches Potential angesehen, das zur Behandlung
von Patienten zur Steigerung der zellulären Immunabwehr oder zur beschleunigten
Rekonstitution des Blutes nach immunsuppressiver Behandlung eingesetzt werden kann. Zur
experimentellen Prüfer von CSF-induzierenden Eigenschaften wurden die Substanzen parenteral
(i. p., i. v., s. c.) oder oral in Dosierungen von 0,2-50 mg/kg Körpergewicht an
B₆D₂F₁-Mäuse appliziert. 4-6 Stunden nach der Therapie wurden die Tiere entblutet, das
Serum gewonnen und auf CSF-Aktivität untersucht. Der Gehalt des Serums an CSF-Aktivität
wird in einem Zellkulturassay bestimmt, bei dem Maus-Knochenmarkszellen aus
B₆D₂F₁-Mäusen mit verschiedenen Serumkonzentrationen für 7 Tage inkubiert und
anschließend die Proliferationsraten der Zellen im Vergleich zu Negativkontrollen bestimmt
werden [d. Metcalf, The haemopoietic colony stimulating factors, 1984, Elsevier; L. M.
Green et al., J. Immunol. Methods 70, 257-268 (1984)]. Die erfindungsgemäßen Verbindungen
zeigen nach parenteraler bzw. oraler Verabreichung in Dosierungen von 0,2 bis 50 mg/kg
Körpergewicht nach ein- oder mehrmaliger Applikation Induktion hoher CSF-Aktivitäten in
Mäusen.
Die TNF-Induktion wurde in Maus-Knochenmark-Zellkulturen untersucht. Hierfür wurden
Knochenmarkszellen von BDF₁-Mäusen für 8-10 Tage in Teflonsäckchen in
Proliferationsmedium (DMEM H21+10% FCS+5% Pferdeserum+15% L 929
Zellüberstand= CSF+Penicillin 10 U/ml und Streptomycin 100 µg/ml kultiviert. Durch
Zentrifugationsschritte wurden die Zellen anschließend gewaschen und im Induktionsmedium
(RPMI 1640+5% FCS+Penicillin 10 U/ml+Streptomycin 100 µg/ml+1% Glutamin) auf 1×
10⁶ Zellen/ml verdünnt, je 1 ml/well in 24 well Costarplatten aufgeteilt und 24 Stunden mit
und ohne rm Interferon gamma (100 U/ml) bei 37°C/5% CO₂ inkubiert. Die Zellkulturen
wurden jetzt mit Induktionsmedium ohne FCS 2× gewaschen und für 4 Stunden mit den im
gleichen Medium verdünnten Substanzen im Konzentrationsbereich von 0,1-100 µg/ml
(1 : 10-Verdünnungsstufen) inkubiert. Die Überstände werden geerntet, bei -70°C eingefroren
oder direkt auf TNF-Aktivität untersucht [Sayers, T. J. et al. 1987, J. Immunol. 136,
2935-2940]. Die erfindungsgemäßen Substanzen zeigen nur geringe TNF-Induktion, was auf
ein niedriges endotoxisches Potential schließen läßt, aber eine Aktivierung der Makrophagen
für die Immunabwehr anzeigt.
In Mikrotiterplatten werden L929-Zellen zu 3×10⁴ Zellen/Näpfchen/100 µl über Nacht vorkultiviert
(37°C/5% CO₂), mit 100 µl der jeweiligen Probe versetzt und in Serie in 1 : 2-Stufen
weiterverdünnt. Nach Zugabe von 100 µl Actinomycin D (1 µg/ml Medium) in jedes
Näpfchen wird weitere 18 Stunden bei 37°C/5% CO₂ inkubiert. Nach Entfernen der
Überstände wird der verbliebene Zellrasen mit Giemsa-Lösung gefärbt und die Absorption
bei 620 nm am Titertek Multiskan Autoreader (Flow) gemessen. Eine Einheit TNF ist definiert
als jene Aktivität, welche eine 50%ige Lyse der L929-Targetzellen hervorruft. Als positive
Kontrolle wird in jedem Assay ein TNF-Standard (rec. murine TNF from Genzyme) mit einer
Ausgangskonzentration von 1000 units TNF/ml mitgeführt. Angaben in internationale units
TNF human beziehen sich auf Vergleiche mit TNF-human (rec. DNA) code number 86/659
from W. H. O. international laboratory for biological standards, Herfordshire, EN 6 3 QG. In
diesem Test induzieren die Verbindungen der Formel I in Konzentrationen von 0,1 bis 10 µg/ml.
In einem weiteren Test wird die Beeinflussung der "procoagulant activity" (PCA) untersucht.
Nach Stimulation mit LPS synthetisieren humane Endothelzellen PCA, gemessen als
Verkürzung der Gerinnungszeit von Plasma. Ebenso verkürzen M⌀ nach LPS-Behandlung
sowie Peritonealleukozyten (gewonnen von Kaninchen) nach Auslösen der generellen
Shwartzman-Reaktion die Gerinnungszeit von recalzifiziertem Plasma. Zur Untersuchung der
Beeinflussung der durch LPS generierten PCA in vitro wurden Thioglycolat-stimulierte Peritoneal-M⌀
von B₆D₂F₁-Mäusen in einem Versuchsdesign (a) über Nacht mit LPS allein bzw.
mit LPS und Prüfsubstanz in DMEM Medium ohne fötales Kälberserum (FCS) behandelt. Im
Versuchsdesign (b) wurden ebensolche Maus-M⌀ 24 Stunden lang mit LPS bzw.
Prüfsubstanz behandelt und nach Mediumwechsel über Nacht mit LPS stimuliert. Die Gerinnungszeit
von recalzifiziertem humanen Kontrollplasma nach Zugabe der mehrfach eingefrorenen
und ultrabeschallten M⌀-Suspension wurde mittels Häkchenmethode gemessen.
Zugabe von Prüfsubstanz reduziert die durch LPS ausgelöste PCA unter jene des
Kontrollwertes (Verlängerung der Gerinnungszeit). Ebenso führt Vorbehandlung mit
Prüfsubstanz zu einer Reduzierung der PCA.
In vivo konnte die Beeinflussung der LPS-induzierten PCA von Maus-Peritonealleukozyten
nach Vorbehandlung der Tiere mit Prüfsubstanz folgendermaßen gezeigt werden:
B₆D₂F₁-Mäuse wurden am Tag 1, 2 und 3 mit LPS bzw. Prüfsubstanz, intraperitoneal verabreicht, behandelt. Zusätzlich erhielten alle Tiere am Tag 3 1,5 ml Thioglycolat i. p. Am Tag 6 wurden Peritoneal-M⌀ gewonnen, die Probe jedes Tieres auf 1×10⁶/ml Zellen eingestellt und 24 Stunden lang mit LPS in DMEM-Medium ohne FCS stimuliert. Die PCA dieser Zellen wurde, wie oben beschrieben, bestimmt. Vorbehandlung mit LPS bzw. mit Prüfsubstanz erbringt eine deutlich verringerte PCA. Ein ähnlicher Befund konnte bei Vorversuchen mit Kaninchen erhoben werden.
B₆D₂F₁-Mäuse wurden am Tag 1, 2 und 3 mit LPS bzw. Prüfsubstanz, intraperitoneal verabreicht, behandelt. Zusätzlich erhielten alle Tiere am Tag 3 1,5 ml Thioglycolat i. p. Am Tag 6 wurden Peritoneal-M⌀ gewonnen, die Probe jedes Tieres auf 1×10⁶/ml Zellen eingestellt und 24 Stunden lang mit LPS in DMEM-Medium ohne FCS stimuliert. Die PCA dieser Zellen wurde, wie oben beschrieben, bestimmt. Vorbehandlung mit LPS bzw. mit Prüfsubstanz erbringt eine deutlich verringerte PCA. Ein ähnlicher Befund konnte bei Vorversuchen mit Kaninchen erhoben werden.
Für die genannten Anwendungen ist die indizierte parenterale Dosis zwischen ca. 0,1 mg
und ca. 70 mg, einmal verabreicht zur Erzielung eines Adjuvanseffektes, z. B. bei supportiver
Behandlung, oder täglich, wobei im letzteren Fall die Dosis auf 2 bis 4 Verabreichungen
pro Tag aufgeteilt oder in Retardform gegeben wird. Indizierte Dosiseinheiten für die
Verabreichung enthalten daher zwischen ca. 0,025 und ca. 35 mg Substanz der Formel I,
wenn tägliche Verabreichung, oder bis zu 70 mg Substanz der Formel I, wenn eine einzelne,
adjuvante Behandlung gewünscht wird.
Aufgrund ihrer immunmodulierenden Aktivität eignen sich Verbindungen der Formel I auch
als Adjuvantien für Vakzine. Für diese Verwendungsart ist eine indizierte Dosis zwischen 0,5
und 100 mg, vorzugsweise ca. 70 mg, verabreicht am Tage der Impfung mit einer
möglichen Wiederholung bei gleicher Dosis 2 bis 4 Wochen später.
Pharmazeutische Bereitungen, enthaltend die Verbindungen der Formel I, können gemäß
galenischen Standardverfahren, z. B. durch Vermischen mit konventionellen, pharmazeutisch
unbedenklichen Verdünnungsmitteln oder Trägersubstanzen, hergestellt werden.
Solche Bereitungen können beispielsweise in Form von injizierbaren Lösungen hergestellt
werden und bilden ebenfalls einen Teil der Erfindung.
Die Erfindung betrifft daher auch eine Methode zur Bekämpfung von Erkrankungen und Infektionen,
wie sie oben beschrieben sind, durch Verabreichung einer wirksamen Menge einer
Verbindung der Formel I oder eines chemotherapeutisch verträglichen Salzes davon an den
Kranken, sowie die Verbindungen der Formel I zur Verwendung als chemotherapeutische
Mittel, insbesondere als Immunmodulatoren, als antivirale Mittel und als antiinflammatorische
Mittel.
In den nachfolgenden Beispielen, die die Erfindung näher erläutern, ihren Umfang jedoch in
keiner Weise einschränken sollen, erfolgen alle Temperaturangaben in Celsiusgraden.
270 mg N-Heptanoyl-(R)-γ-glutamyl-(α-benzylester)-(R)-α-[2-(R/S)-hydroxy-4-pen
tensäurebutylester-5-yl]glycyl-(R)-alaninmethylester werden in einem Gemisch aus 10 ml
Tetrahydrofuran und 1,2 ml 1 N NaOH gelöst und bei 0° innerhalb von 3 Stunden verseift.
Das Reaktionsgemisch wird mit 1 N HCl auf pH 4,5 eingestellt und anschließend lyophilisiert.
Der Rückstand wird über HP20 (DAICEL) mit einem Wasser/Aceton-Gradienten (bis 15%
Aceton) chromatographiert. Nach nochmaligem Lyophilisieren erhält man die Titelverbindung.
NMR(D₂O): 5.95 (m, 1H Olefin); 5.66 (dd, 1H Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 4.18 (m, 3H, α-H-Ala, α-H-Glu, CHOH); 1.36, 1.38 (d, 3H, CHCH₃, 6 Hz); 0.86 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR(D₂O): 5.95 (m, 1H Olefin); 5.66 (dd, 1H Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 4.18 (m, 3H, α-H-Ala, α-H-Glu, CHOH); 1.36, 1.38 (d, 3H, CHCH₃, 6 Hz); 0.86 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Analog wie in Beispiel 1 beschrieben, können auch folgende Verbindungen der Formel I erhalten
werden:
NMR(D₂O): 5.95 (m, 1H, Olefin); 5.68 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 4.19 (m, 2H, α-H-Ala,
α-H-Glu); 4.1 (m, 1H, CHOH); 1.36, 1.34 (d, 1H, CHCH₃, 6 Hz); 0.88 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅.
Fp: 213-217° (2-Propanol/Di(2-propyl)ether)
NMR(D₂O): 5.89 (td, 1H, Olefin, 10 Hz, 6 Hz); 5.67 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 4.18 (m, 2H, α-H-Ala, α-H-Glu); 4.07 (m, 1H, CHOH); 1.35, 1.33 (d, 1H, CHCH₃, 6 Hz); 0.88 (s, 3H, CH₃(CH₂)₅.
NMR(D₂O): 5.89 (td, 1H, Olefin, 10 Hz, 6 Hz); 5.67 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 4.18 (m, 2H, α-H-Ala, α-H-Glu); 4.07 (m, 1H, CHOH); 1.35, 1.33 (d, 1H, CHCH₃, 6 Hz); 0.88 (s, 3H, CH₃(CH₂)₅.
Die benötigten Ausgangspunkte können folgendermaßen erhalten werden:
Zu einer Lösung aus 1,8 g Natrium in 100 ml absolutem Ethanol wird nach Ausbilden des
Alkoholates tropfenweise eine Lösung aus 20,5 g 2-t-Butyloxycarbonylamino-malonsäurediethylester
in 20 ml Ethanol zugesetzt. Man fügt anschließend 9 g Allylbromid zu und kocht
das Reaktionsgemisch 4 Stunden unter Rückfluß. Nach Abfiltrieren des ausgefallenen NaBr
wird im Vakuum eingedampft und wie üblich aufgearbeitet. Man erhält die Titelverbindung als
Rohprodukt, das ohne weitere Reinigung eingesetzt werden kann. Eine Probe wurde zur
Charakterisierung über Kieselgel (Laufmittel: Hexan/Essigsäureethylester=4/1) chromatographiert.
NMR(CDCl₃): 5.9 (m, 1H, NH); 5.65 (m, 1H, Olefin); 5.13 (m, 2H, Olefin); 4.25 (m, 4H,
OCH₂CH₃); 3.04 (d, 2H, CH₂=CHCH₂, 7 Hz); 1.44 (s, 9H, (CH₃)₃C)); 1.26 (t, 6H, OCH₂CH₃).
14,5 g 2-t-Butyloxycarbonylamino-2-allyl-malonsäure-diethylester werden in einer Lösung
aus 30 ml Ethanol und 46 ml 1 N NaOH aufgenommen und 16 Stunden bei 20° gehalten.
Anschließend wird das Reaktionsgemisch im Vakuum von Ethanol befreit, mit 1 N HCl auf
pH 3,5 eingestellt und mit Essigsäurethylester extrahiert. Man erhält nach üblicher Aufarbeitung
die Titelverbindung als Rohprodukt, das ohne weitere Reinigung der Decarboxylierung
in Xylol (2 Stunden unter Rückfluß) unterworfen wird. Das Reaktionsgemisch wird
im Vakuum eingedampft und über eine kurze Kieselgelsäule (Laufmittel: Hexan/Essigsäureethylester=6/1) filtriert.
NMR (CDCl₃): 5.65 (m, 1H, Olefin); 5.12 (m, 3H, NH, Olefin); 4.35 (m, 1H, H); 4.2 (q, 2H, OCH₂CH₃); 2.53 (m, 2H, b-H); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C)); 1.28 (t, 3H, OCH₂CH₃).
NMR (CDCl₃): 5.65 (m, 1H, Olefin); 5.12 (m, 3H, NH, Olefin); 4.35 (m, 1H, H); 4.2 (q, 2H, OCH₂CH₃); 2.53 (m, 2H, b-H); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C)); 1.28 (t, 3H, OCH₂CH₃).
Zu einer Lösung von 4,3 g t.Butyloxycarbonyl-(R,S)-α-allyl-glycin, 2,75 g R-Alaninmethylester
und 2 g N-Methylmorpholin in 100 ml Methylenchlorid werden bei 20° portionsweise
4,1 g Dicyclohexylcarbodiimid zugefügt. Nach einer Reaktionszeit von 24 Stunden
wird vom Dicyclohexylharnstoff abfiltriert, die Reaktionslösung zur Trockene eingeengt und
der Rückstand über Kieselgel (Laufmittel: Hexan/Essigsäureethylester=5/1) chromatographiert.
Man erhält die beiden diastereomeren Titelverbindungen.
R-Diastereomer:
[α]D=+17,4° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.72 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.78 (m, 1H, Olefin); 5.15 (m, 2H, Olefin); 4.62 (quin, 1H, α-H-Ala, 7,2 Hz); 4.2 (q, 1H, α-H-Gly, 7,2 Hz); 3.8 (s, 3H, OCH₃); 2.55 (m, 2H, CH₂-CH=CH₂); 1.5 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH).
S-Diastereomer:
[α]D=+13,9° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.75 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.75 (m, 1H, Olefin); 5.18 (m, 2H, Olefin); 4.6 (quin, 1H, α-H-Ala, 7,5 Hz); 4.2 (q, 1H, α-H-Gly, 7,2 Hz); 7.76 (s, 3H, OCH₃); 2.52 (m, 2H, CH₂CH=CH₂); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH).
R-Diastereomer:
[α]D=+17,4° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.72 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.78 (m, 1H, Olefin); 5.15 (m, 2H, Olefin); 4.62 (quin, 1H, α-H-Ala, 7,2 Hz); 4.2 (q, 1H, α-H-Gly, 7,2 Hz); 3.8 (s, 3H, OCH₃); 2.55 (m, 2H, CH₂-CH=CH₂); 1.5 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH).
S-Diastereomer:
[α]D=+13,9° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.75 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.75 (m, 1H, Olefin); 5.18 (m, 2H, Olefin); 4.6 (quin, 1H, α-H-Ala, 7,5 Hz); 4.2 (q, 1H, α-H-Gly, 7,2 Hz); 7.76 (s, 3H, OCH₃); 2.52 (m, 2H, CH₂CH=CH₂); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH).
Man verfährt analog wie unter c) beschrieben.
R-Diastereomer:
[α] D=-12,1° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.78 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.78 (m, 1H, Olefin); 5.15 (m, 2H, Olefin); 4.57 (quin, 1H, α-H-Ala, 6,25 Hz); 4.2 (q, 2H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz); 4.2 (m, 1H, α-H-Gly); 2.52 (m, 2H, CH₂-CH=CH₂); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH, 6,25 Hz); 1.26 (t, 3H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz).
S-Diastereomer:
[α] D=-24,3° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.8 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.78 (m, 1H, Olefin); 5.15 (m, 2H, Olefin); 4.55 (quin, 1H, α-H-Ala, 6,25 Hz); 4.2 (q, 2H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz); 4.2 (m, 1H, α-H-Gly); 2.5 (m, 2H, CH₂-CH=CH₂); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH, 6,25 Hz); 1.26 (t, 3H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz).
R-Diastereomer:
[α] D=-12,1° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.78 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.78 (m, 1H, Olefin); 5.15 (m, 2H, Olefin); 4.57 (quin, 1H, α-H-Ala, 6,25 Hz); 4.2 (q, 2H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz); 4.2 (m, 1H, α-H-Gly); 2.52 (m, 2H, CH₂-CH=CH₂); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH, 6,25 Hz); 1.26 (t, 3H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz).
S-Diastereomer:
[α] D=-24,3° (CH₃OH)
NMR (CDCl₃): 6.8 (d, 1H, NH, 7,5 Hz); 5.78 (m, 1H, Olefin); 5.15 (m, 2H, Olefin); 4.55 (quin, 1H, α-H-Ala, 6,25 Hz); 4.2 (q, 2H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz); 4.2 (m, 1H, α-H-Gly); 2.5 (m, 2H, CH₂-CH=CH₂); 1.45 (s, 9H, (CH₃)₃C); 1.4 (d, 3H, CH₃CH, 6,25 Hz); 1.26 (t, 3H, OCH₂CH₃, 7,5 Hz).
Eine Lösung von 1,5 g t-Butyloxycarbonyl-(R)-α-allyl-glycyl-(R)-alaninmethylester und
950 mp p-Toluolsulfonsäure in 20 ml 80%iger Trifluoressigsäure wird bei 20° 30 Minuten
gehalten und anschließend im Vakuum bei 50°C zur Trockene eingeengt. Nach Aufnehmen in
20 ml Methylenchlorid wird mit 1,5 g N-Methylmorpholin die Base freigesetzt und diese
Lösung einem Gemisch aus 1,75 g N-Heptanoyl-(R)-glutaminsäure-α-benzylester, 0,5 g
N-Methylmorpholin und 0,6 g Chlorameisensäureisobutylester in 20 ml Methylenchlorid
langsam zugetropft. Nach einer Reaktionszeit von 2 Stunden wird wie üblich aufgearbeitet
und über Kieselgel (Laufmittel: Chloroform/Methanol=100/7) chromatographiert.
NMR (DMSO): 8.81 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.21 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.95 (d, 1H, NH, 7 Hz); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.13 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 5.72 (m, 1H, Olefin); 5.05 (m, 2H, Olefin); 4.26 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.25 (m, 1H, α-H-Glu); 4.36 (m, 1H, α-H-Gly); 3.63 (s, 3H, OCH₃); 1.29 (d, 3H, CHCH₃); 0.86 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (DMSO): 8.81 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.21 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.95 (d, 1H, NH, 7 Hz); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.13 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 5.72 (m, 1H, Olefin); 5.05 (m, 2H, Olefin); 4.26 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.25 (m, 1H, α-H-Glu); 4.36 (m, 1H, α-H-Gly); 3.63 (s, 3H, OCH₃); 1.29 (d, 3H, CHCH₃); 0.86 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Ausgehend von t-Butyloxycarbonyl-(S)-α-allyl-glycyl-(R)-alaninmethylester verfährt man
analog wie unter e) beschrieben:
NMR (DMSO): 8.37 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.21 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.95 (d, 1H, Nh, 7 Hz); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.12 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 5.7 (m, 1H, Olefin); 5.05 (m, 2H, Olefin); 4.27 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.26 (m, 1H, α-H-Glu); 4.38 (m, 1H, α-H-Gly); 3.61 (s, 3H, OCH₃); 1.25 (d, 3H, CHCH₃); 0.86 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (DMSO): 8.37 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.21 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.95 (d, 1H, Nh, 7 Hz); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.12 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 5.7 (m, 1H, Olefin); 5.05 (m, 2H, Olefin); 4.27 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.26 (m, 1H, α-H-Glu); 4.38 (m, 1H, α-H-Gly); 3.61 (s, 3H, OCH₃); 1.25 (d, 3H, CHCH₃); 0.86 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Ausgehend von t-Butyloxycarbonyl-(R)-α-allyl-glycyl-(S)-alaninethylester verfährt man
analog wie unter e) beschrieben:
NMR (DMSO): 8.35 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.20 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.94 (d, 1H, NH, 7 Hz); 5.11 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.7 (m, 1H, Olefin); 5.05 (m. 2H, Olefin); 4.22 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.25 (m, 1H, α-H-Glu); 4.4 (m, 1H, α-H-Gly); 4.07 (q, 2H, OCH₂CH₃, 6 Hz); 1.24 (d, 3H, CHCH₃); 1.17 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.84 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (DMSO): 8.35 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.20 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.94 (d, 1H, NH, 7 Hz); 5.11 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.7 (m, 1H, Olefin); 5.05 (m. 2H, Olefin); 4.22 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.25 (m, 1H, α-H-Glu); 4.4 (m, 1H, α-H-Gly); 4.07 (q, 2H, OCH₂CH₃, 6 Hz); 1.24 (d, 3H, CHCH₃); 1.17 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.84 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Ausgehend von t-Butyloxycarbonyl-(S)-α-allyl-glycyl-(S)-alaninethylester verfährt man
analog wie unter e) beschrieben:
NMR (DMSO): 8.39 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.23 (d, 1H, 6 Hz); 7.98 (d, 1H, NH, 7 Hz); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.75 (m, 1H, Olefin); 5.12 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 5.08 (m, 2H, Olefin); 4.23 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.25 (m, 1H, α-H-Glu); 4.36 (m, 1H, α-H-Gly); 4.06 (q, 2H, OCH₂CH₃, 6 Hz); 1.28 (d, 3H, CHCH₃); 1.17 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.84 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (DMSO): 8.39 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.23 (d, 1H, 6 Hz); 7.98 (d, 1H, NH, 7 Hz); 7.37 (s, 5H, C₆H₅); 5.75 (m, 1H, Olefin); 5.12 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 5.08 (m, 2H, Olefin); 4.23 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.25 (m, 1H, α-H-Glu); 4.36 (m, 1H, α-H-Gly); 4.06 (q, 2H, OCH₂CH₃, 6 Hz); 1.28 (d, 3H, CHCH₃); 1.17 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.84 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Einer Lösung aus 1,17 g frisch destilliertem Glyoxylsäurebutylester und 3,12 g Zinntetrachlorid
in 20 ml absolutem Methylenchlorid wird bei 20° eine Lösung aus 1,06 g N-Hep
tanoyl-(R)-γ-glutamyl-(α-benzylester)-(R)-α-allyl-glycyl-(S)-alaninethylester in 10 ml absolutem
Methylenchlorid langsam zugetropft. Nach einer Reaktionszeit von 3 Stunden wird
wie üblich aufgearbeitet und über Kieselgel (Laufmittel: Methylenchlorid/Isopropanol/
Cyclohexan=3/2/7) chromatographiert.
NMR (DMSO): 8.4, 8.38 (2d, 1H, NH); 8.22 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.12 (d, 1H, NH, 7 Hz); 7.38 (s, 5H, C₆H₅); 5.68 (m, 1H, Olefin); 5.5 (m, 1H, Olefin); 5.13 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 4.92 (bt, 1H, α-H-Gly); 4.21 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.24 (m, 1H, α-H-Glu); 4.05 (m, 4H, OCH₂CH₃ u. OCH₂CH₂CH₂CH₃); 1.27 (d, 3H, CHXH₃, 6 Hz); 1.18 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.88 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 0.85 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (DMSO): 8.4, 8.38 (2d, 1H, NH); 8.22 (d, 1H, NH, 6 Hz); 8.12 (d, 1H, NH, 7 Hz); 7.38 (s, 5H, C₆H₅); 5.68 (m, 1H, Olefin); 5.5 (m, 1H, Olefin); 5.13 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 4.92 (bt, 1H, α-H-Gly); 4.21 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.24 (m, 1H, α-H-Glu); 4.05 (m, 4H, OCH₂CH₃ u. OCH₂CH₂CH₂CH₃); 1.27 (d, 3H, CHXH₃, 6 Hz); 1.18 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.88 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 0.85 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Ausgehend von N-Heptanoyl-(R)-γ-glutamyl-(α-benzylester)-(S)-α-allyl-glycyl-(S)-
alaninethylester, verfährt man analog wie unter i) beschrieben:
NMR (CDCl₃): 6.95 (m, 2H, NH); 6.64 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.35 (s, 5H, C₆H₅); 5.5, 5.87 (td, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 5.62 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 5.18 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 4.95 (m, 1H, α-H-Gly); 4.51, 4.56 (quin, 1H, α-H-Ala); 4.2 (m, 5H, OCH₂CH₃, OCH₂C₃H₇, α-H-Glu); 1.41 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.94, 0.95 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 0.87 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (CDCl₃): 6.95 (m, 2H, NH); 6.64 (d, 1H, NH, 6 Hz); 7.35 (s, 5H, C₆H₅); 5.5, 5.87 (td, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 5.62 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 5.18 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 4.95 (m, 1H, α-H-Gly); 4.51, 4.56 (quin, 1H, α-H-Ala); 4.2 (m, 5H, OCH₂CH₃, OCH₂C₃H₇, α-H-Glu); 1.41 (t, 3H, OCH₂CH₃); 0.94, 0.95 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 0.87 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Ausgehend von N-Heptanoyl-(R)-γ-glutamyl-(α-benzylester)-(R)-α-allyl-glycyl-(R)-
alaninmethylester verfährt man analog wie unter i) beschrieben:
NMR (DMSO): 5.74 (td, 1H, Olefin, 12 Hz, 7 Hz); 5.57 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 7 Hz); 4.86 (m, 1H, α-H-Gly); 4.33 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.34 (m, 1H, α-H-Glu); 4.08 (m, 3H, CHOH, OCH₂C₃H₇); 3.64 (s, 3H, OCH₃); 1.3 (d, 3H, CHCH₃, 6 Hz); 0.9 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 0.84 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (DMSO): 5.74 (td, 1H, Olefin, 12 Hz, 7 Hz); 5.57 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 7 Hz); 4.86 (m, 1H, α-H-Gly); 4.33 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.34 (m, 1H, α-H-Glu); 4.08 (m, 3H, CHOH, OCH₂C₃H₇); 3.64 (s, 3H, OCH₃); 1.3 (d, 3H, CHCH₃, 6 Hz); 0.9 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 0.84 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Ausgehend von N-Heptanoyl-(R)-γ-glutamyl-(α-benzylester)-(S)-α-allyl-glycyl-(R)-
alaniumethylester verfährt man analog wie unter i) beschrieben:
NMR (DMSO): 5.5 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 5.44 (d, 1H, OH, 5 Hz); 5.12 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 4.89 (t, 1H, α-H-Gly); 4.72, 4.68 (td, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 4.26 (m, 1H, α-H-Glu); 4.25 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.03 (m, 3H, OCH₂C₃H₇, CHOH); 3.62 (s, 3H, OCH₃); 1.25 (d, 3H, CHCH₃, 6 Hz); 1.38 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 1.34 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
NMR (DMSO): 5.5 (dd, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 5.44 (d, 1H, OH, 5 Hz); 5.12 (s, 2H, OCH₂C₆H₅); 4.89 (t, 1H, α-H-Gly); 4.72, 4.68 (td, 1H, Olefin, 12 Hz, 6 Hz); 4.26 (m, 1H, α-H-Glu); 4.25 (quin, 1H, α-H-Ala, 6 Hz); 4.03 (m, 3H, OCH₂C₃H₇, CHOH); 3.62 (s, 3H, OCH₃); 1.25 (d, 3H, CHCH₃, 6 Hz); 1.38 (t, 3H, O(CH₂)₃CH₃); 1.34 (t, 3H, CH₃(CH₂)₅).
Claims (2)
1. Neue Acylpeptide der Formel
worin R₁ für eine Alkyl- oder die Trifluormethylgruppe und das Symbol - - - für eine Einfach-
oder Doppelbindung stehen und wobei an den in der Formel I als , und bezeichneten
Positionen S- oder R-Konfiguration herrscht.
2. Verfahren zur Herstellung neuer Acylpeptide der Formel
worin R₁ für eine Alkyl- oder die Trifluormethylgruppe und das Symbol - - - für eine Einfach-
oder Doppelbindung stehen und wobei an den in der Formel I als , und bezeichneten
Positionen S- oder R-Konfiguration herrscht, dadurch gekennzeichnet, daß man Verbindungen
der Formel
worin R₁ und - - - obige Bedeutung besitzen und R₂, R₃ und R₄ gleich oder verschieden sind
und jeweils für eine Hydroxyschutzgruppe stehen, nach an sich bekannten Methoden
entschützt.
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