DE3910970A1 - Verfahren zur hochregioselektiven veresterung und esterspaltung an ungesaettigten zuckerverbindungen mit hilfe von lipasen und esterasen und mit diesem verfahren herstellbare produkte - Google Patents
Verfahren zur hochregioselektiven veresterung und esterspaltung an ungesaettigten zuckerverbindungen mit hilfe von lipasen und esterasen und mit diesem verfahren herstellbare produkteInfo
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Description
Verfahren zur hochregioselektiven Veresterung und
Esterspaltung an ungesättigten Zuckerverbindungen mit Hilfe
von Lipasen und Esterasen und mit diesem Verfahren
herstellbare Produkte.
Ungesättigte Zucker finden als Synthesebausteine eine
breite Anwendung, beispielsweise bei der Herstellung von
Glycokonjugaten, Disacchariden, Oligosacchariden,
2-Desoxyzuckern, Aminozuckern, Thromboxanen und dem
Lactonteil des Compactins.
Die für diese Synthesen notwendigen regioselektiven
Transformationen bzw. Modifikationen der ungesättigten
Zucker stellen in der organischen Chemie häufig ein Problem
dar und erfordern schwierige bzw. aufwendige
Reaktionsfolgen. Für die regioselektive chemische Acylierung
der zahlreichen Hydroxylgruppen ist die zeitaufwendige
Einführung und spätere Abspaltung von speziellen
Schutzgruppen notwendig.
Es ist bekannt, daß regioselektive Veresterungen und
Esterspaltungen an primären Hydroxylgruppen einfacher
gesättigter Zucker mit Hilfe von ausgewählten Lipasen
durchgeführt werden können [Therisod M, Klibanov A. M., J.
Am. Chem. Soc. 108, 5638, (1986); Sweers H. M., Wong C. H., J.
Am. Chem. Soc. 108, 6421 (1986); Kloosterman M. et al.
Tetrahedron Letters 28, 2989 (1987)]. Die von Therisod und
Klibanov beschriebenen Reaktionen erfordern große
Enzymüberschüsse, Reaktionszeiten von mindestens zwei Tagen,
wobei die Umsätze meistens unter 50% liegen.
Sweers und Wong beschreiben die regioselektive enzymatische
Spaltung von 2,3,4,6-Tetra-O-acyl-D-hexopyranosiden zum
6-OH-Derivat. Bei den Acylresten handelt es sich jedoch um
langkettige Ester.
Von Kloostermann ist die regioselektive Deacetylierung von
Methyl-2,3,4,6-Tetra-O-acetyl-α-D-glucopyranosid
beschrieben.
Die enzymatischen Esterspaltungen von
Monosaccharidpentaacetaten führen zu komplexen Mischungen
verschiedener Regioisomerer. So erhalten Shaw und Klibanov
[Biotech. Bioeng. 29, 648 (1987)] Gramm-Mengen von
Glucose-2,3,4,6-tetraacetat, Glucosetriacetat, und zwar
eine Mischung aus 2,4,6- und 3,4,6-Triacetat, sowie
Glucose-4,6-diacetat.
Es wurde nun gefunden, daß ungesättigte Zucker mit Hilfe
von Lipasen und Esterasen regiospezifisch bzw.
regioselektiv verestert bzw. je nach Bedingungen die
Esterbindungen auch gespalten werden können. Dies ist
insbesondere überraschend, da Enzyme bekanntermaßen nur mit
bestimmten Substraten reagieren.
Ungesättigte Zucker stellen ein neues Substrat für Lipasen
dar. Die sind empfindlicher als gesättigte Zucker, besitzen
eine andere räumliche Struktur und eine zusätzliche
funktionelle Gruppe. Daher war es nicht vorauszusehen, daß
diese Reaktionen überhaupt ablaufen würden und schon gar
nicht, daß sie derart wirtschaftlich durchzuführen sind.
Die Erfindung betrifft somit ein Verfahren zur Veresterung
und Esterspaltung mit Hilfe von Lipasen und Esterasen, das
dadurch gekennzeichnet ist, daß ungesättigte
Zuckerverbindungen der allgemeinen Formel I,
in der
- a) R¹, R² und R³ (C₁ bis C₁₀)-Acyloxy, dessen C-Atome mit Halogen und/oder Amino und/oder Methoxy und/oder Phenyl und/oder Phenoxy substituiert sein können, und/oder Benzoyloxy, dessen C-Atome mit Nitro und/oder Halogen und/oder (C₁ und C₂)-Alkoxy substituiert sein können,
- b) R¹, R² und R³ Hydroxyl,
- c) R¹ ein geschütztes Hydroxyl und R² und R³ (C₁-C₁₀)- Acyloxy und/oder Benzoyloxy,
- d) R¹ und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy und/oder Benzoyloxy und R² ein geschützes Hydroxyl,
- e) R¹ ein geschütztes Hydroxyl und R² und R³ Hydroxyl,
- f) R¹ und R³ Hydroxyl und R² ein geschütztes Hydroxyl,
- g) R¹ und R² Hydroxyl und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy, Benzoyloxy oder ein geschütztes Hydroxyl und
- h) R¹ und R² Acyloxy und/oder Benzoyloxy und R³ ein geschütztes Hydroxyl sind,
eingesetzt werden, wobei Acyloxy und Benzoyloxy jeweils wie
unter a) definiert substituiert sein können. Ferner betrifft
die Erfindung die Verbindungen der allgemeinen Formel I, in
der
- i) R¹ Hydroxyl und R² und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy und/oder Benzoyloxy,
- j) R¹ und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy und/oder Benzoyloxy und R² Hydroxyl,
- k) R¹ und R² Hydroxyl und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy oder Benzoyloxy sind, sowie
deren Derivate mit geschützter Hydroxylgruppe, wobei Acyloxy
und Benzoyloxy jeweils wie unter a) definiert substituiert
sein können. Die Erfindung betrifft auch die Verwendung
dieser Verbindungen als Zwischenprodukte.
Im folgenden wird die Erfindung detailliert beschrieben,
insbesondere in ihren bevorzugten Ausführungsformen. Ferner
wird die Erfindung in den Ansprüchen definiert.
Die ungesättigte Verbindung der allgemeinen Formel I ist
käuflich (Glucal und Galactal bzw. deren
Triacetylverbindungen 3,4,6-Tri-O-acetyl-1,5-anhydro-2-
deoxy-arabino-hex-1-enitol oder 3,4,6-Tri-O-acetyl-1,5-
anhydro-2-deoxy-lyxo-hex-1-enitol) oder durch chemische
Synthese leicht erhältlich [Roth W., Pigman W., Methods
Carbohydr. Chem. 2, 405 (1963)].
Bei den geschützten Derivaten der ungesättigten
Zuckerverbindungen der allgemeinen Formel I handelt es
sich, im wesentlichen a) um Acetale, bevorzugt beispielsweise
Tetrahydropyranylether (THP-Ether), Methoxymethylether
(MOM-Ether), Methylthiomethylether (MTM-Ether),
2-Methoxyethoxymethylether (MEM-Ether), 2-(Trimethylsilyl)
ethoxymethylether (SEM-Ether) und 1-Ethoxyethylether,
oder b) um Ether, bevorzugt beispielsweise Methylether,
Benzylether, Trimethylsilylether, tertiär-
Butyldimethylsilylether, tertiär-Butyldiphenylsilylether
und Allylether, sowie c) um Ester, bevorzugt beispielsweise
Acetate, Chloracetate, Trifluoracetat, Benzoate, Pivaloat,
Trifluormethansulfonsäureester, Methansulfonsäureester und
Toluolsulfonsäureester.
Unter Acyloxy werden Gruppen mit 1 bis 10 C-Atomen,
bevorzugt 1 bis 5 C-Atomen verstanden. Diese C-Atome können
mit Halogen, Amino, Methoxy, Phenyl und/oder Phenoxy
substituiert sein. Benzoyloxy kann mit Nitro, Halogen
und/oder (C₁ und C₂)-Alkoxy substituiert sein.
Erfindungsgemäß können Lipasen und Esterasen in dem
Verfahren eingesetzt werden, die vorzugsweise aus
Mikroorganismen bzw. Pankreas oder Leber von Tieren
gewonnen werden. Insbesondere bevorzugt werden Lipasen und
Esterasen aus Pseudomonas, Candida, Mucor, Rhizopus,
Penicillium und Aspergillus sowie aus Schweineleber und
Schweinepankreas verwendet. Die Enzyme sind käuflich bzw.
können nach bekannten Methoden aus dem entsprechenden
Mikroorganismus bzw. aus der Leber oder dem Pankreas
extrahiert werden. Die Reaktion kann auch mit ganzen Zellen
der genannten Mikroorganismen durchgeführt werden, soweit
sie das dafür notwendige Enzym enthalten. Es ist dann unter
Umständen vorteilhaft die Zellen mit Hilfe an sich
bekannter Methoden durchlässig zu machen, so daß die Enyzme
leichter an das Substrat gelangen können.
Bei der enzymatischen Veresterung geht man am besten wie
folgt vor:
Man löst die Verbindungen Ib, e, f oder g in einem Lösungsmittel, beispielsweise Essigester, Dimethoxyethan, Tetrahydrofuran, tert. Butylmethylether oder Methylethylketon, und gibt dann den Benzoyl- oder Aclydonor hinzu, z. B. einen Carbonsäureester, bevorzugt einen Vinylester, wie beispielsweise Vinylacetat, Benzoesäurevinylester, Chloressigsäurevinylester, Methoxyessigsäurevinylester, Phenoxyessigsäurevinylester, Phenylessigsäurevinylester, Aminosäurevinylester, z. B. Z-Glycinvinylester oder Isopropenylacetat, oder anstelle eines Carbonsäureesters die Carbonsäureanhydride, wie z. B. Pivalinsäureanhydrid, Essigsäureanhydrid und Benzoesäureanhydrid. Man kann aber auch den Benzoyl- oder Acyldonor gleichzeitig als Lösungsmittel benutzen. Die Lipase oder Esterase wird in freier oder immobilisierter Form zugegeben, wobei bei Temperaturen zwischen 0 und 80°C, vorzugsweise zwischen 10 und 50°C inkubiert wird.
Man löst die Verbindungen Ib, e, f oder g in einem Lösungsmittel, beispielsweise Essigester, Dimethoxyethan, Tetrahydrofuran, tert. Butylmethylether oder Methylethylketon, und gibt dann den Benzoyl- oder Aclydonor hinzu, z. B. einen Carbonsäureester, bevorzugt einen Vinylester, wie beispielsweise Vinylacetat, Benzoesäurevinylester, Chloressigsäurevinylester, Methoxyessigsäurevinylester, Phenoxyessigsäurevinylester, Phenylessigsäurevinylester, Aminosäurevinylester, z. B. Z-Glycinvinylester oder Isopropenylacetat, oder anstelle eines Carbonsäureesters die Carbonsäureanhydride, wie z. B. Pivalinsäureanhydrid, Essigsäureanhydrid und Benzoesäureanhydrid. Man kann aber auch den Benzoyl- oder Acyldonor gleichzeitig als Lösungsmittel benutzen. Die Lipase oder Esterase wird in freier oder immobilisierter Form zugegeben, wobei bei Temperaturen zwischen 0 und 80°C, vorzugsweise zwischen 10 und 50°C inkubiert wird.
Zur Immobilisierung der Enzyme kommen alle gängigen, in der
Literatur beschriebenen Verfahren in Frage [W. Hartmeier,
Trends in Biotechnology 3, 149 (1985); A Rosevaer, J. Chem.
Tech. Biotechnol. 34B, 127 (1984)]. Immobilisierte und freie
Enzyme können auch im Säulenverfahren eingesetzt werden.
Die Reaktionszeiten sind von Struktur und Löslichkeit des
ungesättigten Zuckers, von der Temperatur und von den
Konzentrationsverhältnissen, insbesondere der Enzymmenge
abhängig. Sie können zwischen 0,5 Stunden und 3 Tagen liegen,
jedoch in aller Regel zwischen 5 und 24 Stunden.
Die Aufarbeitung der Reaktionen erfolgt meist durch
Abtrennen, z. B. Abfiltrieren, des freien oder
immobilisierten Enzyms, Abdestillieren der Lösungsmittel
und/oder der Acyldonoren im Vakuum und Reinigung der
Produkte, sofern nötig, durch Kristallisation,
Chromatographie oder Extraktion.
Zur enzymatischen Hydrolyse gibt man die Verbindungen
Ia, c, d, f oder h in reiner oder gelöster Form in eine
gepufferte, wäßrige Lösung und gibt das gewünschte Enzym
hinzu. Man kann sowohl bei konstantem pH-Wert als auch
ohne pH-Wert-Kontrolle im Bereich von etwa 4 bis 8
arbeiten. Nach Beendigung der Reaktion erhält man das
gewünschte Produkt durch Extraktion oder nach
Gefrier-Trocknung und Abtrennen von Enzym und Begleitsalzen
durch z. B. Filtration oder Chromatographie.
Bestimmte Reaktionen werden vorteilhaft mit bestimmten
Enzymen durchgeführt, insbesondere um beste
Reaktionsgeschwindigkeiten und Ausbeuten zu erzielen. Die
Esterspaltung der Verbindung mit der Formel Ia, in der R¹,
R² und R³ Acyloxy und/oder Benzoyloxy bedeutet, wird
bevorzugt mit Lipasen bzw. Esterasen aus Pseudomonaden
durchgeführt. Als Reaktionsprodukt entsteht die Verbindung
der Formel Ii, in der R¹ Hydroxyl und R² und R³ Acyloxy
und/oder Benzoyloxy bedeutet. Die Veresterung wiederum kann
mit Hilfe von Pseudomonas- bzw. Candida-Lipasen bzw.
-Esterasen vorteilhaft durchgeführt werden, jedoch sind die
Hauptendprodukte unterschiedlich. Aus der Verbindung der
Formel Ib, in der R¹, R² und R³ Hydroxyl bedeuten, entsteht
durch Inkubation mit dem Enzym aus Pseudomonas die
Verbindung der Formel Ij, in der R¹ und R³ Acyloxy und/oder
Benzoyloxy und R² Hydroxyl bedeuten. Die Übertragung von
Benzoylgruppen auf R¹ ist jedoch langsamer als die
Übertragung von Acylgruppen, höchstwahrscheinlich aus
sterischen Gründen, so daß Pseudomonas-Lipasen auch zur
Bildung des 6-O-Monobenzoats genutzt werden können. Mit
Candida-Lipasen kann man die Verbindung der Formel Ik
erhalten, in der R¹ und R² Hydroxyl bedeuten und R³ Acycloxy
oder Benzoyloxy ist.
Die entstandenen Verbindungen Ii, j, k können mit Hilfe der
obengenannten Schutzgruppen nach an sich bekannten Methoden
chemisch derivatisiert werden (T. W. Greene, Proctective
Groups in Organic Synthesis, John Wiley & Sons, 1981), um
sie dann entweder in organisch-chemischen Reaktionen und/
oder erneut in regioselektiven Veresterungen bzw.
Esterspaltungen mit Lipasen und Esterasen einzusetzen. So
wird beispielsweise chemisch die Verbindung der Formel I
hergestellt, in der R¹ eine geschützte Hydroxyfunktion und
R² und R³ eine Acyloxygruppe darstellen, und mit Hilfe der
Lipasen und Esterasen aus R³ die Acylgruppe abgespalten, so
daß R³ dann Hydroxyl bedeutet. Bevorzugt wird bei diesen
Reaktionen mit Candida-, Pseudomonas-, Mucor- und Pankreas-
Lipasen bzw. -Esterasen gearbeitet.
Bei der Verbindung Ij kann in R² ebenfalls eine Schutzgruppe
eingeführt werden. Wenn derartige Verbindungen dann
vorzugsweise mit dem Enzym aus Pseudomonas oder Candida
behandelt werden entstehen 2 verschiedene Produkte. Mit
Hilfe der ersteren erhält man die Verbindung der Formel I,
in der R¹ Hydroxyl, R² eine geschützte Hydroxylgruppe und R³
Acyloxy ist, und mit Hilfe der Candida-Lipase die Verbindung
der Formel I, in der R¹ Acyloxy, R² eine geschützte
Hydroxylgruppe und R³ eine Hydroxylgruppe bedeutet.
Aufgrund der vorangegangenen Beobachtungen ist überraschend
abzuleiten, daß Pseudomonas-Lipasen bzw. -Esterasen
bevorzugt die sekundäre funktionelle Gruppe R¹ in
Verbindungen der Formel I angreifen, während Candida-Lipasen
bzw. -Esterasen vorzugsweise die primäre funktionelle Gruppe
R³ angreifen. Bei enzymatischen Veresterungen lassen sich
anstelle von Pseudomonas-Lipasen bzw. -Esterasen
gegebenenfalls auch Lipasen oder Esterasen aus Mucor,
Rhizopus und Penicillium spezies zur Katalyse des Angriffs
an R¹ in Verbindungen der Formel I b, f, g, i einsetzen, für
Hydrolysen an R¹ in Verbindungen der Formel I a, d, h, j in
Einzelfällen außer den genannten auch Lipasen aus
Schweinepankreas.
Die Vorteile des erfindungsgemäßen Verfahrens liegen in der
unerwarteten Regioorientierung der hohen Regioselektivität
und der damit verbundenen Einheitlichkeit des
Produkts, der hohen Reaktionsgeschwindigkeit sowie
der hohen Ausbeute und der leichten Aufarbeitung.
Anhand der folgenden Beispiele wird die Erfindung weiter
detailliert beschrieben. Prozentangaben beziehen sich
soweit nicht anders angegeben auf das Gewicht.
1,022 g (7 mmol) Glucal werden in 2 ml Essigester und 30 ml
Vinylacetat aufgenommen, mit 400 mg Lipase aus Candida
cylindracea Lipase-OF (Meito Sangyo Co. Ltd.) versetzt und
bei Zimmertemperatur über Nacht gerührt. Nach Abtrennen des
wiederverwendbaren Enzyms und anschließende Chromatographie
oder Kristallisieren erhält man 1,12-1,25 g 6-O-Acetylglucal
(85-95%ige Ausbeute).
1,09 g (5 mmol) 3-O-tert.-Butyldimethylsilyl-glucal
werden in etwa 10 ml Essigester und 50-70 ml Vinylacetat
aufgenommen und mit 1 g Lipase aus Candida cylindracea
(Sigma) versetzt. Nach etwa 20-24 h stündigen Rühren bei
Zimmertemperatur wird das wiederverwendbare Enzym
abfiltriert.
Einengen im Vakuum und anschließende einfache
Säulenfiltration über Kieselgel (in Hexan bzw. Ether/Hexan
v : v) ergibt 1,0-1,2 g des gewünschten 6-O-Acetyl-3-O-
tert.-butyldimethylsilyl-glucal (80-90%ige Ausbeute).
1,09 g (5 mmol) 4-O-tert.-Butyldimethylsilyl-glucal
werden
in 10-20 ml Essigester und 50-80 ml Vinylacetat aufgenommen
und mit 1,0 g Lipase aus Candida cylindracea (Sigma)
versetzt. Nach 20-24 stündigem Rühren bei Zimmertemperatur
wird das wiederverwendbare Enzym abfiltriert und die Lösung
im Vakuum eingeengt. Anschließende einfache
Säulenfiltration über Kieselgel in Ether/Hexan (∼1 : 1 v : v)
ergibt 1,1-1,2 g 6-O-Acetyl-4-O-tert.-butyldimethyl-
silyl-glucal (85-90%ige Ausbeute).
1,0 g (6,85 mmol) Galactal wird in etwa 1 ml Wasser gelöst,
mit 1-4 g zerriebenem Molsieb, 25-75 ml Vinylacetat und
800 mg Lipase aus Candida cylindracea (Sigma) versetzt. Es
wird ca. 45 min. bei Zimmertemperatur gerührt. Trocknen,
Filtrieren, Einengen im Vakuum und Chromatographie an
Kieselgel (Essigester/Hexan 1 : 1) oder Kristallisation (aus
Essigester/Hexan) ergibt 1,090 bis 1,160 (85-90%) des
gewünschten 6-O-Acetylgalactals.
7,0 g (30 mmol) Tri-O-acetylglucal werden in 70 ml 0,25 M
Phosphatpuffer (pH=7) mit 7 g Lipase aus Pseudomonas spec.
(Lipase P, Fa. Amano Pharmaceutical Co., Ltd., Nagoya,
Japan) (frei oder an SiO₂ fixiert) bei Zimmertemperatur
gerührt. Nach Beendigung der Reaktion (ca. 5-7 h) trennt
man das wiederverwendbare Enzym ab. Man erhält das
gewünschte 4,6-Di-O-acetylglucal entweder durch Extraktion
der wäßrigen Lösung mit CHCl₃ oder Essigester oder nach
Gefriertrocknung, anschließendem Aufnehmen in organischen
Lösungsmitteln wie Essigester und Abfiltrieren der
unlöslichen Begleitstoffe. Das in etwa 90%iger Ausbeute
anfallende 4,6-Di-O-acetylglucal kann ohne weitere Reinigung
für weitere Umsetzungen verwendet werden.
7,3 g (50 mmol) Glucal werden in 50 ml Essigester und 150 ml
Vinylacetat aufgenommen und bei Zimmertemperatur mit 2 g
Lipase aus Pseudomonas spec. (Lipase P, Fa. Amano
Pharmaceutical Co., Ltd., Nogoya, Japan) gerührt. Nach
Beendigung der Reaktion (DC-Kontrolle, ca. 48 h) wird das
wiederverwendbare Enzym abfiltriert und das Lösungsmittel
verdampft. Das in über 90%iger Ausbeute anfallende
3,6-Di-O-actylglucal kann ohne weitere Reinigung für
synthetische Zwecke eingesetzt werden.
1,0 g (6,85 mmol) Galactal wird in etwa 1 ml Wasser gelöst,
mit 1-4 g zerriebenem Molsieb, 25-75 ml Vinylacetat und
1,0 g Lipase aus Pseudomonas spec. (Amano) versetzt und
über Nacht bei Zimmertemperatur gerührt. Nach Trocknen,
Filtrieren und Chromatographie an Kieselgel (Essigester/
Hexan 2 : 3, v : v) erhält man 1,1 bis 1,26 g (70-80%)
3,6-Di-O-acetylgalactal.
1,02 g (7 mmol) Glucal, 0,5-0,7 ml H₂O und etwa 2 g
zerriebenes Molsieb werden in 25-50 ml Isopropenylacetat
aufgenommen und mit 1 g Lipase aus Pseudomonas spec.
versetzt und 25-30 h bei Zimmertemperatur gerührt. Nach
Filtration und Einengen im Vakuum wird an Kieselgel
chromatographiert (Essigsäureethylester/Hexan 2 : 3, v : v).
Man erhält 0,97-1,05 g (60-65%) 3,6-Di-O-acetylglucal.
1,0 g (4 mmol) 6-O-tert.Butyldimethylsilyl-glucal wird in
5-10 ml Vinylacetat 3-4 Stunden mit 1,0 g Lipase aus
Pseudomasse spec. bei Raumtemperatur gerührt. Filtrieren,
Einengen und Chromatographie (SiO₂, Ether/Hexan 1 : 3) ergibt
das gewünschte 3-O-Acetyl-6-O-tert.butyldimethylsilyl-
glucal in etwa 85%iger Ausbeute (0,98-1,0 g).
1,03 g (3 mmol) 3,4-Di-O-Actyl-6-O-tert.
butyldimethylsilyl-glucal werden in 10 ml 0,1 M
Kaliumphosphatpuffer (pH=7) mit 0,5-1,0 g Lipase P oder
Lipase Fp (Amano) an SiO₂ fixiert bei Raumtemperatur
gerührt. Nach Beendigung der Reaktion (5-8 h) trennt man das
fixierte, wiederverwendbare Enzym ab. Man erhält das
gewünschte 4-O-Acetyl-6-O-tert.butyldimethylsilyl-glucal
entweder durch Extraktion der wäßrigen Lösung mit Chloroform
oder Essigester oder nach Gefriertrocknung und
abschließender Chromatographie an Kieselgel (Ether/Hexan
1 : 2) in 82%iger Ausbeute.
1,0 g (4 mmol) 6-O-Benzoylglucal wird in 10-20 ml
Vinylacetat aufgenommen und mit 1 g Lipase (Pseudomonas
spec.) 5 h bei Raumtemperatur gerührt. Abfiltrieren des
Enzyms und Kristallisation bzw. Chromatographie an Kieselgel
(Essigester/Hexan 1 : 1) ergibt 3-O-Acetyl-6-O-benzoylglucal
in 88-94%iger Ausbeute (1,03-1,10 g).
1,0 g (4 mmol) 6-O-Benzoylgalactal wird in 10-15 ml
Dimethoxyethan (DME) und 20-25 ml Vinylacetat aufgenommen
und mit 1 g Lipase P 8 h bei Raumtemperatur gerührt.
Abfiltrieren des Enzyms und Kristallisation bzw.
Chromatographie an Kieselgel (Ether/Hexan 1 : 1) ergibt 3-O-
Acetyl-6-O-benzoylgalactal in 80-85% Ausbeute.
1,03 g (5,5 mmol) 6-O-Acetylglucal werden in etwa 2-5 ml
Dimethoxyethan und 10 ml Chloressigsäurevinylester
aufgenommen und ca. 2-3 h bei Raumtemperatur mit 1 g Lipase
P (Amano) gerührt. Nach Abfiltrieren des Enzyms, Einengen
der Lösung und Chromatographie an Kieselgel (Ether/Hexan
1 : 2) erhält man 6-O-Acetyl-3-O-chloracetyl-glucal in 80-85%
Ausbeute.
1,03 g (5,5 mmol) 6-O-Acetylgalactal werden in 10-15 ml DME
und 20-25 ml Chloressigsäurevinylester aufgenommen und 5-6 h
bei Raumtemperatur mit 1 g Lipase P (Pseudomonas spec.)
gerührt. Nach Abfiltrieren des wieder verwendbaren Enzyms,
Einengen der Lösung und Chromatographie (SiO₂, Ether/Hexan
1 : 2) erhält man 6-O-Acetyl-3-O-chloracetyl-galactal in 80%
Ausbeute.
1,0 g (4 mmol) 6-O-Benzoylglucal wird in 2-5 ml
Dimethoxyethan und 10-15 ml Chloressigsäurevinylester
gelöst und mit 1 g Lipase P (Amano) 1-2 h gerührt.
Abfiltrieren des Enzyms und Chromatographie an Kieselgel
(Ether/Hexan 1 : 1) ergibt 6-O-Benzoyl-3-O-chloracetyl-glucal
in 82-87%iger Ausbeute.
1,0 g (4 mmol) 6-O-Benzoylglactal wird in etwa
10-15 ml DME und 20-25 ml Chloressigsäurevinylester aufgenommen und
ca. 5-7 h bei Raumtemperatur mit 1 g Lipase aus Pseudomonas
spec. (Lipase P, Amano) gerührt. Nach Abfiltrieren des
wieder verwendbaren Enzyms, Einengen der Lösung im Vakuum und
Chromatographie an Kieselgel (Ether/Hexan 1 : 1) bzw.
Kristallisation erhält man 6-O-Benzoyl-3-O-
chloracetyl-galactal in 80% Ausbeute (1050 mg).
1,0 g (6,85 mmol) Glucal wird in 1,5-2,0 ml Tetrahydrofuran
und 3-5 ml Benzoesäurevinylester aufgenommen und 6 h mit 1 g
Lipase aus Candida cylindracea (Amano AY-20) bei
Raumtemperatur gerührt. Nach Abfiltrieren des Enzyms,
Einengen der Lösung im Vakuum, Extraktion des in Essigester
aufgenommenen Rückstandes mit wäßriger NaHCO₃-Lösung und
anschließende Chromatographie an Kieselgel (Essigester/Hexan
1 : 1) erhält man 1,20 g (70%) des gewünschten 6-O-Benzoyl-
glucals.
1,0 g (6,85 mmol) Galactal wird in 0,5-1,5 ml H₂O
aufgenommen, mit 8 g zeriebenem Molsieb versetzt und 8-10 h
bei Raumtemperatur mit 1 g Candida-Lipase AY-20 (Meito,
Sangyo) oder 1 g Lipase P (Amano) in 10-15 ml
Benzoesäurevinylester gerührt. Nach Abfiltrieren des
Enzyms, Einengen der Lösung im Vakuum, Extraktion des in
Essigester aufgenommenen Rückstandes mit wäßriger NaHCO₃-
Lösung und anschließende Chromatographie an Kieselgel
(Essigester/Hexan 1 : 1) erhält man 65-68% (ca. 1130 mg) des
gewünschten 6-O-Benzoylgalactats.
325 mg (1,73 mmol) 6-O-Acetylglucal werden in 1 ml
Dimethoxyethan gelöst, mit 1 ml Methoxyessigsäurevinylester
und 325 mg Lipase Fp (Pseudomonas fluorescens, Amano)
versetzt und 5½ Stunden bei Raumtemperatur gerührt. Nach
Abfiltrieren des Enzyms und Flash-Chromatographie an
Kieselgel (Essigester/Hexan 1 : 2) erhält man 422 mg
(1,62 mmol, 93,8% Ausbeute)) des gewünschten 3-O-
Methoxyacetyl-6-0-acetylglucals.
200 mg (0,8 mmol) 6-O-Benzoylglucal werden 3 h bei
Raumtemperatur in 1 ml Dimethoxyethan mit 1 ml
Methoxyessigsäurevinylester und 200 mg Lipase Fp aus
Pseud. fluorescens gerührt.
Abfiltrieren des Enzyms und Flash-Chromatographie an
Kieselgel (Hexan und Ether/Hexan 1 : 1) ergeben 232 mg (0,72 mmol,
90% Ausbeute) des gewünschten 6-O-Benzoyl-3-O-
methoxyacetylglucal.
318 mg (1,69 mmol) 6-O-Acetylglucal werden 7 Stunden in 1 ml
Dimethoxyethan mit 1 ml Phenoxyessigsäurevinylester und
320 mg Lipase Fp bei Raumtemperatur gerührt.
Abfiltrieren des Enzyms und Flash-Chromatographie an
Kieselgel (Essigester/Hexan 1 : 2) ergaben 478 mg (1,48 mmol,
87,8% Ausbeute) 6-O-Acetyl-3-O-phenoxyacetylglucal.
226 mg (0,90 mmol) 6-O-Benzoylglucal werden in 1 ml
Dimethoxyethan gelöst und mit 1 ml Phenoxyessigsäurevinylester
und 220 mg Lipase Fp 3 Stunden bei Raumtemperatur gerührt.
Nach Filtration und Flash-Chromatographie (Kieselgel; Hexan
und Ether/Hexan 1 : 1) erhält man 6-O-Benzoyl-3-O-
phenoxyacetylglucal in 88%iger Ausbeute (304,5 mg, 0,79 mmol).
200 mg (0,80 mmol) 6-O-Benzoylglucal werden in 1 ml
Dimethoxyethan gelöst und mit 1 ml
Phenylessigsäurevinylester und 200 mg Lipase Fp aus
Pseudomonas fluorescens über Nacht (<20 h) bei
Raumtemperatur gerührt. Nach Abfiltrieren des Enzyms und
chromatographischer Reinigung an SiO₂ (Hexan und Ether/
Hexan 1 : 1) erhält man 6-O-Benzoyl-3-O-phenacetylglucal in
75-85%iger Ausbeute (220-250 mg).
214 mg (1,4 mmol) 6-O-Acetylglucal werden in 1 ml
Dimethoxyethan gelöst, mit 1 ml Phenylessigsäurevinylester
und 200 mg Lipase Fp versetzt und 48 h bei etwa 20°C
gerührt. Nach Filtration und Chromatographie erhält man
6-O-Acetyl-3-O-phenacetylglucal in 80-85%iger Ausbeute
(280-297 mg, 0,91-0,97 mmol).
Claims (10)
1. Verfahren zur enzymatischen Veresterung und
Esterspaltung mit Hilfe von Lipasen und Esterasen,
dadurch gekennzeichnet, daß ungesättigte
Zuckerverbindungen der allgemeinen Formel I,
in der
- a) R¹, R² und R³ (C₁ bis C₁₀)-Acyloxy und/oder Benzoyloxy,
- b) R¹, R² und R³ Hydroxyl,
- c) R¹ ein geschütztes Hydroxyl und R² und R³ (C₁-C₁₀)- Acyloxy und/oder Benzoyloxy,
- d) R¹ und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy und/oder Benzoyloxy und R² ein geschütztes Hydroxyl,
- e) R¹ ein geschütztes Hydroxyl und R² und R³ Hydroxyl,
- f) R¹ und R³ Hydroxyl und R² ein geschütztes Hydroxyl
- g) R¹ und R² Hydroxyl und R³(C₁-C₁₀)-Acyloxy oder Benzoyloxy oder ein geschütztes Hydroxyl und
- h) R¹ und R² Acyloxy und/oder Benzoyloxy und R³ ein geschütztes Hydroxyl sind,
eingesetzt werden, wobei die C-Atome der Acyloxygruppe mit
Halogen und/oder Amino und/oder Methoxy und/oder Phenyl
und/oder Phenoxy und die C-Atome der Benzoyloxygruppe mit
Nitro und/oder Halogen und/oder (C₁ und C₂)Alkoxy
substituiert sein können.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
die Acyloxygruppe eine Kettenlänge von C₁ bis C₅ hat.
3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, dadurch
gekennzeichnet, daß die Hydroxylgruppe durch eine
Ester- oder eine Etherverbindung geschützt oder in ein
Acetal überführt wird.
4. Verfahren nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis
3, dadurch gekennzeichnet, daß Lipasen und Esterasen aus
Mikroorganismen bzw. aus Pankreas oder Leber von Tieren
eingesetzt werden.
5. Verfahren nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daß
Lipasen und Esterasen aus Pseudomonas, Candida, Mucor,
Rhizopus, Penicillium und Aspergillus eingesetzt werden
sowie aus Schweineleber und Schweinepankreas.
6. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
zur Reaktion mit primären funktionellen Gruppen der
Verbindung der allgemeinen Formel I Lipasen oder
Esterasen aus Candida und zur Reaktion mit sekundären
funktionellen Gruppen der genannten Verbindung Lipasen
oder Esterasen aus Pseudomonas eingesetzt werden.
7. Die Verbindung der allgemeinen Formel I,
in der
- i) R¹ Hydroxyl und R² und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy und/oder Benzoyloxy,
- j) R¹ und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy und/oder Benzoyloxy und R² Hydroxyl,
- k) R¹ und R² Hydroxyl und R³ (C₁-C₁₀)-Acyloxy oder Benzoyloxy sind,
sowie die Hydroxyl-geschützten Derivate, wobei die C-
Atome der Acyloxygruppe mit Halogen und/oder Amin
und/oder Methoxy und/oder Phenyl und/oder Phenoxy und die
C-Atome der Benzoylgruppe mit Nitro und/oder Halogen
und/oder (C₁ und C₂) Alkoxy substituiert sein können.
8. Verwendung der Verbindung nach Anspruch 7 als
Zwischenprodukt.
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE19893910970 DE3910970A1 (de) | 1988-04-14 | 1989-04-05 | Verfahren zur hochregioselektiven veresterung und esterspaltung an ungesaettigten zuckerverbindungen mit hilfe von lipasen und esterasen und mit diesem verfahren herstellbare produkte |
Applications Claiming Priority (3)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE3812409 | 1988-04-14 | ||
DE3828190 | 1988-08-19 | ||
DE19893910970 DE3910970A1 (de) | 1988-04-14 | 1989-04-05 | Verfahren zur hochregioselektiven veresterung und esterspaltung an ungesaettigten zuckerverbindungen mit hilfe von lipasen und esterasen und mit diesem verfahren herstellbare produkte |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
DE3910970A1 true DE3910970A1 (de) | 1989-10-26 |
Family
ID=27197479
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
DE19893910970 Withdrawn DE3910970A1 (de) | 1988-04-14 | 1989-04-05 | Verfahren zur hochregioselektiven veresterung und esterspaltung an ungesaettigten zuckerverbindungen mit hilfe von lipasen und esterasen und mit diesem verfahren herstellbare produkte |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
DE (1) | DE3910970A1 (de) |
-
1989
- 1989-04-05 DE DE19893910970 patent/DE3910970A1/de not_active Withdrawn
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