DE3735365A1 - Pflanzenzuchtverfahren - Google Patents

Description

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Pflanzenzucht, mit dem wirksam Landwirtschaftsprodukte durch Beschleunigung des Pflanzenwachstums erzeugt werden können, indem auf die Pflanzen oder den Boden die Abbauprodukte eines Polysaccharids mit einer wachstumbeschleunigenden Wirkung auf Pflanzen, oder ein Oligosaccharid, welches Hauptbestandteil der Abbauprodukte ist, ausgebracht werden.

Wichtig für die Erzeugung von Landwirtschaftsprodukten durch Beschleunigung des Wachstums von Landwirtschaftspflanzen ist, den Ertrag pro Flächeneinheit zu steigern und ferner die Anbauhäufigkeit zu steigern. Als wachstumbeschleunigende Stoffe für Pflanzen werden Pflanzenhormone wie Gibberellin und Auxin angeführt, aber solch ein Pflanzenhormon hat verschiedene Wirkungen auf Pflanzen; d. h. einige Wirkungen des Pflanzenhormons sind nützlich für die Pflanze, aber andere Wirkungen sind manchmal schädlich für die Pflanze und deswegen ist die praktische Verwendung eines solchen Pflanzenhormons auf bestimmte Fälle beschränkt. Andererseits ist kürzlich beschrieben worden, daß ein Oligosaccharid, welches durch Abbau eines die Zellwände von Pflanzen bildenden Polysaccharids erhalten wurde, eine wichtige Rolle als Substanz zur Kontrolle des Wirtspflanzenschutzes und der Differenzierung der Pflanze selbst hat.

Beispielsweise wird berichtet, daß Oligogalakturonsäure bei der Sojabohne eine die Synthese einer antibakteriellen Substanz beschleunigende Wirkung (Phytoalexin [Fight alexin]) zur Steigerung der Widerstandsfähigkeit der Sojabohne gegenüber Krankheitskeimen hat und auch, daß im Gegensatz hierzu ein aus der Ahornzellwand hergestelltes Oligosaccharid (Xyloglukan) die Wirkung hat, die wachstumbeschleunigende Wirkung von Auxin beim Erbsensämling zu unterdrücken.

Wie oben beschrieben, ist die Wirkung eines Oligosaccharids abweichend von einem Pflanzenhormon ziemlich spezifisch.

Aufgabe dieser Erfindung ist es, die Produktionsleistung von Landwirtschaftsprodukten zu steigern, indem bei der Produktion von Landwirtschaftsprodukten ein bestimmtes Oligosaccharid verschiedener Oligosaccharide mit einer pflanzenwachstumbeschleunigenden Wirkung verwendet wird.

Als Ergebnis verschiedener Untersuchungen bei Oligosacchariden mit einer pflanzenwachstumbeschleunigenden Wirkung wurde erfindungsgemäß entdeckt, daß einige der Abbauprodukte, die durch Abbau von Polysacchariden mit einer Säure oder einem Enzym erhalten werden, oder Oligosaccharide, die die Hauptbestandteile der Abbauprodukte sind, eine wachstumbeschleunigende Wirkung bei Wurzeln, Stengeln und Blättern von Pflanzen haben.

Erfindungsgemäß wird ein Verfahren zur Pflanzenzucht zur Verfügung gestellt, wobei ein Oligosaccharid mit einer pflanzenwachstumbeschleunigenden Wirkung bei der Pflanzenzucht verwendet wird.

Die Polysaccharide, die als Rohstoffe für das erfindungsgemäße Oligosaccharid verwendet werden können, schließen verschiedene von Mikroorganismen (z. B. Wurzelzonen-Rhizobakterien) erzeugte Polysaccharide wie Alginsäure, Xylan, Zellwandpolysaccharide von Pflanzen, Polygalakturonsäure, Pektin, Glukomannan, Agarose, Zellulose, Inulin, Mannan, Fukoidin, Gummiarabikum, Polyglykolalginsäure, Karrageen etc. ein. Es ist neu, daß die Abbauprodukte solcher Polysaccharide oder Oligosaccharide, die die Hauptbestandteile dieser Abbauprodukte sind, eine pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung haben.

Für das erfindungsgemäße Verfahren geeignete Pflanzen sind grüne Pflanzen wie Kaiware Daikon (cotyledon radish, gezüchteter Rettich mit weißen Stielen und Keimblatt), Amömlein (stone parsely [Cryotaenia Japonica Hassk]), Chinakohl, Kopfsalat, Spinat, Rettich, Kartoffel, die eßbare Zehrwurzel etc., Getreide wie Reis, Weizen, Mais etc. und andere Landwirtschaftsprodukte wie Blumenblätter, Früchte etc.

Das erfindungsgemäße Oligosaccharid mit einer das Pflanzenwachstum beschleunigenden Wirkung ist ein Abbauprodukt obiger Polysaccharide oder eines dasselbe enthaltenden Naturproduktes mit einer Säure oder einem Enzym, oder das Oligosaccharid, das Hauptbestandteil des Abbauprodukts ist, und wird als Substanz mit pflanzenwachstumbeschleunigender Wirkung definiert. Das erfindungsgemäße Oligosaccharid wird beispielsweise für jede Substanz folgendermaßen definiert:

(1) Alginsäureoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist eine Oligosaccharidzusammensetzung, die durch Abbau von Alginsäure, Natriumalginat, Algen, die Alginsäure enthalten wie Seetang (Laminaria) etc., einem von Mikroorganismen erzeugten Polysaccharid etc. mit einem Enzym wie Alginsäurelyase etc., oder durch Hydrolysieren obiger Substanzen mit einer Säure wie Salzsäure etc. erhalten wird, und die die Oligosaccharide bildenden Hauptsaccharidbestandteile sind Glukuronsäure und/oder Mannuronsäure. Die Zusammensetzung des Alginsäureoligosaccharids enthält nur Gulguron- oder Mannuronsäure mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20, oder die durch eine Verbindung von Gulguronsäure und Mannuronsäure gebildeten Oligosaccharide, eine Zusammensetzung aus Gulguron- und Mannuronsäure, oder ferner eine Zusammensetzung auf, die durch Erhitzen der vorhergenannten Zusammensetzung für 15 bis 180 Minuten bei einer Temperatur von 100 bis 130°C bei einem pH-Wert von 1 bis 3 erhalten wird.

Obige Zusammensetzung wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Als Alginsäure als Ausgangsstoff können beliebige Alginsäure enthaltende Ausgangsstoffe, beispielsweise im Handel erhältliche Alginsäure oder Natriumalginat, Algen, die Alginsäure enthalten, wie Laminaria, Ecklomia cava, Lessonia, Durvilla etc., Alginsäure ähnliche Polysaccharide, die von Mikroorganismen wie Pseudomonas etc. erzeugt werden, verwendet werden.

In der Beschreibung handelt es sich, wenn nicht anders angegeben, um Teil- und Gewichtsprozentangaben.

Als Mittel zum Zersetzen der Alginsäure kann ein Zersetzungsverfahren mit einer Säure wie Salzsäure, Schwefelsäure etc. und ein Abbauverfahren mit einem Enzym wie Alginsäurelyase etc. verwendet werden. Im Falle des Abbaus der Alginsäure mit einer Säure kann das Alginsäureoligosaccharid beispielsweise hergestellt werden, indem 100 Teile Wasser zu 5 Teilen Natriumalginat zum Lösen der Alginsäure hinzugefügt werden, indem dazu 3 Teile konzentrierter Salzsäure gegeben werden, nachdem die Alginsäure 2 bis 4 Stunden bei 90 bis 100°C h wurde, Filtrieren der Reaktionsmischung, Neutralisieren des so erhaltenen Filtrats mit Natriumhydroxid und Konzentrieren des neutralisierten Erzeugnisses. Im Fall des Zersetzens der Alginsäure mit Alginsäurelyase kann das Alginsäureoligosaccharid beispielsweise hergestellt werden, indem 100 Teile Wasser zu 5 Teilen Natriumalginat, um die Alginsäure zu lösen, hinzugefügt werden, der pH-Wert der Lösung auf den für die Enzymwirkung optimalen Wert eingestellt wird, dazu ein Enzym mit 100 bis 4000 Einheiten pro Gramm Natriumalginat gefügt wird und beide Bestandteile 24 bis 48 Stunden bei der für die Enzymwirkung optimalen Temperatur umgesetzt werden.

Wenn ein Verdauungstraktenzym des Seeohrs (Abalone Aceton Powder, Handelsname, hergestellt von Merck & Co., Inc.) als Alginsäurelyase verwendet wird, liegt der optimale pH-Wert für die Wirkung des Enzyms bei 7 bis 8, und die optimale Temperatur beträgt 20 bis 35°C.

Die Enzymaktivität der Alginsäurelyase, die fähig ist, die Extinktion des Systems bei 230 nm um 0,01 in 30 Minuten zu steigern, wenn das Enzym auf eine wäßrige 0,2%ige 0,2 Natriumalginatlösung bei 30°C und einem pH-Wert von 7,0 wird als 1 Einheit definiert.

Wenn das Oligosaccharid direkt aus Algen erhalten wird, kann das Alginsäureoligosaccharid beispielsweise direkt aus Seetang (Laminaria) hergestellt werden, indem 1300 Teile Wasser zu 40 Teilen trockenem Seetang gegeben werden, nachdem der pH-Wert der Mischung auf 11 eingestellt wurde, der Seetang mittels eines Homogenisators pulverisiert wird, die Mischung auf 60°C 3 Stunden lang erhitzt wird, nachdem deren pH-Wert auf 5,5 eingestellt wurde, Zellulase (Meicelase, Handelsname, hergestellt von Meÿi Seika Kaisha, Ltd.) in einer Menge von 0,5% zu dem Feststoffgehalt hinzugefügt wird, die Reaktion 20 Stunden lang bei 40°C durchgeführt wird, der pH-Wert der Reaktionsmischung auf 7,0 eingestellt wird, dazu Alginsäurelyase mit 1000 Einheiten pro Gramm der festen Bestandteile hinzugefügt wird, und die Reaktion dann 48 Stunden lang bei 30°C durchgeführt wird.

Das so erhaltene Alginsäureoligosaccharid ist hauptsächlich aus Mannuronsäure und Guluronsäure zusammengesetzt und ist irgendeine Zusammensetzung, welche nur Guluronsäure oder nur Mannuronsäure mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 enthält, oder das Oligosaccharid ist aus einer Kombination von Guluronsäure und Mannuronsäure oder einer Mischung aus Guluronsäure und Mannuronsäure zusammengesetzt.

Der Gehalt des Alginsäureoligosaccharids in den, wie oben beschrieben erhaltenen Abbauprodukten, hängt von der Art des verwendeten Ausgangsstoffs ab, aber wenn die Abbauprodukte beispielsweise durch enzymatisches Zersetzen von Natriumalginat als Ausgangsstoff hergestellt werden, beträgt der Gehalt des Alginsäureoligosaccharids 40 bis 100% der festen Bestandteile in den Erzeugnissen. Auch wenn Algen, wie Seealgen, als Ausgangsstoff verwendet werden, beträgt der Gehalt 10 bis 20% der festen Bestandteile.

Wenn dieses Alginsäureoligosaccharid bei Pflanzen angewendet wird, indem die Samen damit beschichtet werden, indem es zu dem Boden gegeben oder auf die Blattoberflächen als 0,25 bis 0,00025%ige wäßrige Lösung gesprüht wird, oder indem es einem flüssigen Düngemittel für Wasserkulturen zugegeben wird, wird das Wachstum der Wurzel oder der übererdigen Pflanzenanteile beschleunigt, was zu einem verbesserten Ertrag der Landwirtschaftserzeugnisse führt. Obige Wirkung wird weiter gesteigert indem die Zusammensetzung bei einer Temperatur von 100 bis 120°C und bei einem pH-Wert von 1 bis 3, vorzugsweise von 2,0 bis 3,0, 15 bis 180 Minuten lang wärmebehandelt wird. Außerdem zeigte unzersetzte Alginsäure oder Natriumalginat keinerlei das Pflanzenwachstum beschleunigende Wirkung, wie im nachfolgend beschriebenen Beispiel 1 gezeigt ist.

(2) Xylooligosaccharid

Xylooligosaccharid ist ein Abbauprodukt (oder ein Oligosaccharid seines Hauptbestandteils), das durch Abbau von β-1,3-Xylan, β-1,4-Xylan, oder der Hemizellulosebestandteile von Xylan enthaltenden Gemüsen oder Pflanzen wie Maiskolben, Reisstroh, Hölzern etc. oder Algen, die zu den Rotalgen (Rhodophyceae) oder Grünalgen (Chlorophyceae) gehören wie Rhodymenia Palmata, Caulerpa Racemosa etc. gehören mit einer Säure wie Salzsäure etc., oder einem Enzym wie Xylanase etc. gebildet wird. Das das Oligosaccharid bildende Saccharid ist hauptsächlich Xylose, welche geringe Mengen von Uronsäure, Rhamnose etc. enthält und das Xylooligosaccharid ist obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 oder eine Zusammensetzung, die es enthält.

Obiges Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt. Nachdem der pH-Wert einer 2,5%igen (Gewicht/Volumen) wäßrigen Lösung von im Handel erhältlichen Xylan auf 5,0 eingestellt wurde, wurde Meilase (Handelsname, hergestellt von Meÿi Seika Kaisha, Ltd.) als ein Xylase enthaltendes Enzym zu der Lösung in einer Menge von 10 mg pro Gramm Xylase gefügt, und die Mischung wurde 48 Stunden lang bei 40°C umgesetzt. In der Reaktionsmischung wurde 66% Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 7 und 34% Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von wenigstens 8 gebildet. Das Fraktionieren der Oligosaccharide konnte durch Filtrieren durchgeführt werden. Beispielsweise konnten die Oligosaccharide mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 7 aus der Reaktionsmischung durch Säulenchromatographie unter Verwendung einer mit Biogel P-2 (Handelsname, hergestellt von den Bio-Rad Laboratorien, Californien, USA) isoliert werden.

Xylan ist ein Polysaccharid, das Xylose als Saccharidbestandteil enthält und schließt β-1,4-Xylan, wobei die Bindung zwischen den Xyloseresten hauptsächlich eine β-1,4- Bindung ist und β-1,3-Xylan ein, wobei die Bindung zwischen den Xyloseresten hauptsächlich eine β-1,3-Bindung ist. β-1,4- Xylan ist auch in Maiskolben, Reisstroh, Hemizellulose A Bestandteil von Landpflanzen etc. vorhanden und β-1,3-Xylan ist in Rotalgen wie Rhodymenia Palmata etc. oder Grünalgen wie Caulerpa Racemosa etc. vorhanden. Das durch Abbau eines solchen Xylans mit einer Säure oder einem Enzym erhaltene Xylooligosaccharid wird β-1,3-Xylooligosaccharid oder β-1,4- Xylooligosaccharid genannt.

(3) Oligosaccharid, welches durch den Abbau der Polysaccharide von Pflanzenzellwänden erhalten wird.

Das Zellwandpolysaccharid einer Pflanze ist die Pflanzenzellwand selbst oder ein Polysaccharid zwischen den Zellen und ist eine Mischung von Polysacchariden wie Zellulose, Xyloglukan, Xylan, β-Glukan, Arabinan, Arabinogalaktan, Rhamnogalakturonan, Pektin, Arabinoxylan, Polygalakturonsäure, Galaktan etc. Das Oligosaccharid ist das Abbauprodukt, welches durch Abbau eines solchen Zellwandpolysaccharids mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid als Hauptbestandteil der Abbauprodukte. Die das Polysaccharid bildenden Saccharide sind Glukose, Xylose, Arabinose, Rhamnose, Galaktose, Galakturonsäure, Galakturonsäurederivate, Mannose etc. und sind eine Mischung von Oligosacchariden mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10.

Ein solches Oligosaccharid wird folgendermaßen hergestellt.

Ausgangsstoffe für das Zellwandpolysaccharid sind die Pflanze selbst, ein von einer Pflanze erhaltener Kallus, eine durch Kultur des Kallus erhaltene Kulturflüssigkeit etc. Außerdem kann als Ausgangsmaterial ein Extrakt verwendet werden, der durch Vorbehandlung einer Pflanze, wie Zerkleinern und Extrahieren der Polysaccharide aus der zerkleinerten Pflanze mit Wasser, einer wässerigen alkalischen Lösung, einer neutralen wässerigen Salzlösung etc. erhalten wird, ebenso wie Polysaccharide, die aus obigem Extrakt unter Verwendung eines organischen Lösungsmittels wie einem Alkohol etc., gefolgt von Reinigen, abgetrennt werden.

Das Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 1 bis 5% gelöst und nachdem dazu eine Säure wie Salzsäure mit einer Konzentration von 1 bis 5% gefügt wurde, wird das Polysaccharidlysaccharid 1 bis 4 Stunden bei 80 bis 100°C hydrolysiert, wobei das Oligosaccharid in der zersetzten Flüssigkeit gebildet werden kann. Wenn eine Pflanze oder Kallus als Ausgangsstoff verwendet wird, kann eine Oligosaccharid enthaltende Flüssigkeit hergestellt werden, indem eine Pflanze oder Kallus zerkleinert werden, 1 bis 5% Säure wie Salzsäure etc. zu dem zerkleinerten Produkt hinzugefügt werden, um 1 bis 6 Stunden bei 80 bis 100°C die Hydrolyse durchzuführen und, nach dem Neutralisieren des hen Produktes, die zersetzten Rückstände von dem Produkt durch Filtration etc. entfernt werden. Außerdem kann das Oligosaccharid, im Falle eines Zersetzens mit einem Enzym durch Einstellen des pH-Wertes einer wässerigen Lösung mit 1 bis 5% Zellwandpolysaccharid, oder des zerkleinerten Produktes einer Pflanze oder Kallus auf den für die Wirkung des verwendeten Enzyms optimalen pH-Wert und durch Abbau mit einem Enzym 4 bis 48 Stunden lang unter den für die Wirkung des Enzyms optimalen Temperaturbedingungen erhalten werden. Als Enzym wird vorzugsweise ein Enzym mit zersetzenden Aktivitäten gegenüber verschiedenen Substraten verwendet, da die Zellwand verschiedene Polysaccharide enthält, insbesondere wird ein Zellulasepräparat vorgezogen. Beispiele eines solchen Enzyms sind Meicelase (Handelsname, hergestellt von Meÿi Seika Kaisha, Ltd.), Zellulase Onozuka R-10 (Handelsname, hergestellt von Kinki Yakult Seizo K. K.), Zellulase Ap (Handelsname, hergestellt von Amano Seiyaku K. K.), Macerozyme (Handelsname, hergestellt von Yakult Co., Ltd.), etc. Vorzugsweise beträgt die hinzugefügte Menge des Enzyms 1 bis 50 mg pro Gramm Polysaccharid als Substrat.

(4) Polygalakturonsäureoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Polygalakturonsäure mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Der Saccharidbestandteil ist Galakturonsäure, der Polymerisationsgrad des Oligosaccharids beträgt 2 bis 10.

Das Oligosaccharid wird folgendermaßen hergestellt.

Polygalakturonsäure wird in Wasser unter Bildung einer 2%igen wässerigen Lösung von Galakturonsäure gelöst, zu der Lösung wird Salzsäure mit einer Konzentration von 2% gefügt, nachdem die Hydrolyse der Säure 3 Stunden lang bei einer Temperatur von 90 bis 100°C durchgeführt wurde, wird die Reaktionsmischung neutralisiert, die Zersetzungsrückstände werden von der Reaktionsmischung abgefiltert und das erhaltene Filtrat wird konzentriert, um eine wässerige Lösung mit Polygalakturonsäureoligosaccharid zu liefern.

Im Falle des Zersetzens mit einem Enzym, kann das Oligosaccharid hergestellt werden, indem der pH-Wert einer 2%igen wässerigen Polygalakturonsäurelösung auf 5,0 eingestellt wird, dazu Pektinase in einer Menge von 10 mg pro Gramm Substrat gefügt wird und die Säure darauf 6 Stunden lang bei 50°C zersetzt wird.

Die als Oligosaccharid enthaltende Lösung kann, wenn nötig, je nach ihrem Zweck durch Aktivkohle entfärbt, oder durch Gelfiltration oder ein Ionenaustauscherharz gereinigt werden.

(5) Pektinoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Pektin mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ist ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Galakturonsäure und Galakturonsäuremethylester und der Polymerisationsgrad beträgt 2 bis 10.

Das Pektinoligosaccharid kann ebenso wie das Polygalakturonsäureoligosaccharid hergestellt werden.

(6) Glukomannanoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Hydrolyse von Glukomannan oder Glukomannan enthaltendem Konjac (Amorphophallus konjac C. Koch) mit einem Enzym erhalten wird, das Glukomannan als Substrat verwenden kann, wie Endo-1,4-β-D-Mannase, etc., oder durch Hydrolyse obiger Substanz mit einer Säure wie Salzsäure etc., oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Mannose und Glukose. Das Glukosemannanoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid kann beispielsweise auf folgende Weise hergestellt werden.

Als Ausgangsstoff kann Glukomannan oder Glukomannan enthaltendes Konjak verwendet werden. Zur Zersetzung von Glukomannan kann ein Zersetzungsverfahren mit einem Enzym wie Mannase etc. verwendet werden. Das Glukomannanoligosaccharid kann beispielsweise hergestellt werden, indem 100 Teile Wasser zu 2 Teilen Glukomannan unter Bildung einer wässerigen Glukomannanlösung gegeben werden, dazu 3 Teile konzentrierter Salzsäure gefügt werden, 1 bis 4 Stunden bei 90 bis 100°C die Hydrolyse durchgeführt wird, die Reaktionsmischung gefiltert wird und das Filtrat konzentriert wird, nachdem das so gebildete Filtrat mit Natriumhydroxid neutralisiert wurde.

Wenn mit Mannase zersetzt wird, kann das Oligosaccharid außerdem hergestellt werden, indem 2 Teile Glukomannan in 100 Teilen Wasser gelöst werden, der pH-Wert der Lösung auf den für die Wirkung des Enzyms optimalen Wert eingestellt wird und die Reaktion 10 bis 48 Stunden bei der für die Wirkung des Enzyms optimalen Temperatur durchgeführt wird. Als Mannase kann ein von Rhizopus niveus erzeugtes Enzym, ein von Aspergillus niger erzeugtes Enzym, ein im Handel erhältliches Zellulasepräparat mit Mannaseaktivität etc. verwendet werden.

Obige Reaktionsmischung kann unter Verwendung von Aktivkohle etc. entfärbt oder unter Verwendung eines Ionenaustauschharzes entsalzt werden.

Glukomannan wird auch "Konjak Manna" genannt und die Saccharidbestandteile, die es bilden, sind Glukose und Mannose. Das durch Zersetzen solcher Polysaccharide erhaltene Oligosaccharid ist ein Heterooligosaccharid, das aus Glukose und Mannose zusammengesetzt ist, und ein typisches Beispiel für Epicellobiose (O-β-D-Glukopyranasyl-(1-4)-D-Mannopyranase) ist.

(7) Agarooligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist das Zersetzungsprodukt, das gebildet wird, indem Agar, Agarose, Agaropektin, oder zu den Rotalgen gehörende und diese Bestandteile enthaltende Algen wie Gelidium amansii Lamouroux etc. mit einer Säure wie Salzsäure etc., oder einem Enzym wie Agarase etc. zersetzt werden, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Galaktose, 3, 6-Anhydrogalaktose, 6-0-Methylgalaktose, Xylose und Glukuronsäure. Das Agarooligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Der pH-Wert einer 1%igen (Gewicht/Volumen) wässerigen Lösung von im Handel erhältlicher Agarose wird auf 6,0 eingestellt, zu der Lösung wird Agarase in einer Menge von 40 Einheiten pro Gramm Agarose gefügt und, nachdem die Reaktion 72 Stunden bei 40°C durchgeführt wurde, wird die erhaltene Reaktionsmischung entfärbt.

Danach wird das Agarooligosaccharid durch Entsalzen mit einem Ionenaustauscherharz erhalten.

(8) Zellooligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist das Zersetzungsprodukt, das erhalten wird, indem Zellulose, eine Gerüstsubstanz einer Zellulose enthaltenden Pflanze, die Zellmembranen von Mikroorganismen, die Mantelmembranen eines Acidians (Viscum album L.), Booshuu acidian etc., oder ein Zellulosederivat wie Karboxymethylzellulose etc. mit einem Enzym wie Zellulase etc., oder einer Säure wie Salzsäure, Schwefelsäure, etc. hydrolysiert wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist.

Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Glukose und seine Derivate.

Zellooligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine Zusammensetzung des Oligosaccharids ein.

So eine Zusammensetzung wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt. Nachdem 2 Teile Salzsäure und 2 Teile Schwefelsäure zu einem Teil der pulverisierten Zellulose (Avicell, Handelsname, hergestellt von Asahi Kasei Kogyo Co., Ltd.) als Ausgangsstoff zum Lösen der Zellulose zugefügt wurden, werden ferner 12 Teile Salzsäure zu der Lösung gegeben und die Reaktion wird 5 Stunden bei 20 bis 25°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wird die erhaltene Reaktionsmischung neutralisiert, auf übliche Weise wie durch Gelfiltration und Elektrodialyse entsalzt, konzentriert und, wenn nötig, getrocknet, um Zellooligosaccharid zur Verfügung zu stellen.

(9) Inulooligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das erhalten wird, indem Inulin oder Inulin enthaltender Helianthus tuberosus L. mit Inulinase oder einer Säure wie Salzsäure, Oxalsäure etc. hydrolysiert wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Fruktose und Glukose. Das Inulooligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine Zusammensetzung davon ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Hinzufügen von 4 Teilen Wasser zu einem Teil Helianthus tuberosus L., gefolgt von Zerkleinern, wird dazu Oxalsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N gefügt und die Hydrolyse wird 1 Stunde lang bei 60°C durchgeführt. Danach wird die Reaktionsmischung mit Calciumkarbonat neutralisiert und, nachdem die Rückstände durch Filtration entfernt wurden, wird das Filtrat konzentriert und, wenn nötig, getrocknet, um Inulooligosaccharid zur Verfügung zu stellen.

(10) Mannanoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt von Mannan (β-1, 4-Mannan, β-1, 3-Mannan; α-1,6-Mannan etc.), des Mannan enthaltenden Samens von Phytelephas Makrokarpa, Codium Mukronatum, ein umgesetztes Erzeugnis von Hefe oder Schimmel etc. mit einer Säure oder einem Enzym wie Mannase etc., oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist. Der Saccharidbestandteil des Oligosaccharids ist Mannose. Das Mannanoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Hefemannan in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen Lösung 1 N Salzsäure zu der Lösung zugegeben und die Hydrolyse wird 2 Stunden bei 90 bis 100°C durchgeführt.

Nach Beendigung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 kann, wenn nötig, von der Reaktionsmischung durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule getrennt werden.

(11) Fucoidanoligosaccharid

Dies Oligosaccharid ist das Zersetzungsprodukt von Fucoidan oder Fucanschwefelsäure mit einer Säure oder einem Enzym, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Der das Oligosaccharid bildende Saccharidbestandteil ist Fucose. Das Fucoidanoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach dem Lösen von 4 Teilen aus Braunalgen (Phaeophyceae) herstammenden Fucoidan in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen Lösung 1 N Salzsäure zu der Lösung gefügt und die Hydrolyse wird 2 bis 4 Stunden bei 90 bis 100°C durchgeführt. Wenn die Reaktion vorüber ist, wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Außerdem, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 von dem Reaktionsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entfernt werden.

(12) Gummiarabikumoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Gummiarabikum mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Galaktose, Arabinose, Rhamnose und Glukuronsäure. Das Gummiarabikumoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Gummiarabikum in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen Lösung 1 N Salzsäure zu der Lösung gefügt, und die Hydrolyse wird 2 Stunden lang bei 90 bis 100°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Außerdem, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 von dem Reaktionsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entfernt werden.

(13) Polyglykolalginsäureoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Polyglykolalginsäure mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Polyglykolguluronsäure und Polyglykolmannuronsäure. Das Polyglykolalginsäureoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Polyglykolalginsäure in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen 1 N Salzsäurelösung zu der Lösung gefügt, und die Hydrolyse wird bei 90 bis 100°C 2 bis 4 Stunden durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Außerdem kann, wenn nötig, das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 von dem Zersetzungsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entfernt werden.

(14) Karrageenoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Karrageen oder von Rotalgen der Gattungen Chondrus crispus, Cigartina tenella, Hypneacease etc. mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Der das Oligosaccharid bildende Saccharidbestandteil ist ein Polymer von Karrabiose. Das Karrageenoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Karrageen in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen 1 N Salzsäurelösung zu der Lösung gefügt und die Hydrolyse wird 2 Stunden lang bei 90 bis 100°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 kann außerdem, wenn nötig, von dem Zersetzungsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule getrennt werden.

(15) Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines von Mikroorganismen erzeugten Polysaccharids erhalten wird

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen eines Polysaccharids mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, wobei das Polysaccharid von Mikroorganismen der Gattungen Azotobakter, Enterobakter, Agrobakterium, Rhizobium, Pseudomonas, Xanthomonas, Zoogloea, Aspergillus, Saccharomyces etc. erzeugt wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Das Oligosaccharid hat auch eine das Pflanzenwachstum beschleunigende Wirkung.

Das Oligosaccharid wird im allgemeinen folgendermaßen hergestellt.

Das Oligosaccharid wird hergestellt indem Mikroorganismen, die das erwünschte extrazelluläre Polysaccharid herstellen in einem Kulturmedium mit einer Kohlenstoffquelle wie Saccharose, Maltose, Glukose, Laktose, Glyzerin etc. und einer Stickstoffquelle wie einem Hefeextrakt, Pep-Gummiarabikum, Ammoniumsulfat etc., wenn nötig, zusammen mit Vitaminen, anorganischen Salzen etc. kultiviert werden; nach Entfernen der Zellen oder Myzel durch Mittel wie Zentrifugalabscheidung, Filtration etc. wird ein organisches Lösungsmittel wie Äthanol, Methanol, Aze-Gummiarabikum etc. zu der überstehenden Flüssigkeit in einer Menge von 2 bis 4 Volumenteilen zu einem Teil des Überstands hinzugefügt, um das gebildete Polysaccharid auszufällen und abzutrennen, oder indem das Polysaccharid durch Ultrafiltration konzentriert wird und indem das so abgetrennte oder konzentrierte Polysaccharid durch Zusatz einer Säure zersetzt wird. Als Säure wird Salzsäure, Schwefelsäure etc. mit einer Konzentration von 0,1 N bis 1,0 N verwendet. Die Reaktionstemperatur für die Zersetzung des Polysaccharids liegt bei 50 bis 120°C und die Reaktionszeit beträgt 10 Minuten bis 10 Stunden. Diese Bedingungen werden je nach Art des Polysaccharids ausgewählt.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber es ist erfindungsgemäß möglich, das im Zersetzungsprodukt gebildete Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 durch Gelfiltration oder Ionenaustauschchromatographie unter Verwendung einer mit Sephadex, Biogel etc. gefüllten Säule abzutrennen und zu reinigen.

Jede Substanz kann beispielsweise durch das folgende Verfahren hergestellt werden.

(a) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, welches von Mikroorganismen der Gattung Azotobakter erzeugt wird:

Nachdem Azotobakter vinelandii IAM 1078 einer Schüttelkultur in einem flüssigen Kulturmedium mit 0,025% KH₂Polysaccharid₄, 0,0005% Na₂MoO₄ · 2 H₂O, 0,0125% MgSO₄ · 7 H₂O, 0,0005% MnSO₄ · 4 H₂O, 0,025% NaCl, 0,0005% FeSO₄ · 7 H₂O, und 2,0% Saccharose 5 Tage bei 30°C unterzogen wurde, wird die erhaltene Kulturflüssigkeit der Zentrifugalabscheidung bei 10 000 G 30 Minuten unterzogen, um die Zellen zu entfernen, nach Konzentrieren der überstehenden Flüssigkeit werden 3 Volumenteile Ethanol zu einem Teil der konzentrierten Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysaccharid auszufällen und die Niederschläge werden abgetrennt und getrocknet, um ein Polysaccharid zu liefern. Das so erhaltene Polysaccharid wird unter Bildung einer 0,1%igen wässerigen Polysaccharidlösung in Wasser gelöst und nach Zugabe von Salzsäure zu der wässerigen Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N, wird die Hydrolyse des Polysaccharids 6 Stunden bei 100°C durchgeführt. Danach kann das erwünschte Zersetzungsprodukt durch Neutralisieren der Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid erhalten werden.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, wird das Zersetzungsprodukt durch Gelfiltration etc. entsalzt und außerdem kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist, erfindungsgemäß abgetrennt und gereinigt werden. Die chemische Struktur des Oligosaccharids, das erhalten wird, indem ein von Azotobakter vinelandii erzeugtes Polysaccharid zersetzt wird, wird von G. H. Cohen etc. im "Journal of Bacteriology, 88, 329 (1964)" etc. beschrieben. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Galakturonsäure, Glukose, Rhamnose etc.

(b) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem ein Polysaccharid zersetzt wird, das von Mikroorganismen der Gattung Agrobakterium erzeugt wird:

Nachdem Agrobakterium tumefaciens IAM 1037 einer Schüttelkultur in einem flüssigen Kulturmedium mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCl₂, 0,1% Glutaminsäure, 0,1% K₂HPolysaccharid₄, 0,02% MgSO₄ · 7 H₂O, 0,004% CaCl₂ und als Spurenelemente 10 γ Biotin, 100 γ Thiamin, 2,5 mg FeCl₃ · 6 H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄ · 7 H₂O, 0,01 mg CoCl₂ · 2 H₂O pro Liter des Kulturmediums 5 Tage bei 25°C unterzogen wurde, wird die erhaltene Kulturflüssigkeit mit einem Liter Wasser pro Liter Kulturflüssigkeit verdünnt, die verdünnte Flüssigkeit wird der Zentrifugalabscheidung bei 10 000 G 40 Minuten unterzogen, um die Myzel zu entfernen und nachdem die überstehende gebildete Flüssigkeit um das dreifache konzentriert wurde, wird Äthanol zu der konzentrierten Flüssigkeit mit dem dreifachen Volumen der Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysaccharid auszufällen. Darauf kann durch Abtrennen und Trocknen des Produktes ein Polysaccharid in einer Menge von 1 bis 2 Gramm pro Liter der Kulturflüssigkeit erhalten werden.

Das Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 1% gelöst, Salzsäure wird zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben und die Hydrolyse des Polysaccharids wird 6 Stunden bei 100°C durchgeführt. Darauf kann das erwünschte Zersetzungsprodukt durch Neutralisieren der erhaltenen Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid erhalten werden.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und gereinigt werden. Die chemische Struktur des Polysaccharids, das von Mikroorganismen der Gattung Agrobakterium erzeugt wird, oder das Teilzersetzungsprodukt davon wird von L.P.T.M. Zevenhuizen in "Carbohydrate, Research, 26, 409 (1973)" beschrieben. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Glukose, Galaktose, Brenztraubensäure, Uronsäure etc.

(c) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem man ein Polysaccharid zersetzt, welches von Mikroorganismen der Gattung Rhizobium erzeugt wird:

Nachdem Rhizobium meliloti IAM 12 611 der Schüttelkultur in einem flüssigen Kulturmedium mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCl₂, 0,1% Glutaminsäure, 0,1% K₂HPolysaccharid₄, 0,02% MgSO₄ · 7 H₂O, 0,004% CaCl₂ und als Spurenelemente 10 γ Biotin, 100 γ Thiamin 2,5 mg FeCl₃ · 6 H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄ · 7 H₂O, 0,01 mg CoCl₂ · 7 H₂O, 0,01 mg CuSO₄ · 5 H₂O und 0,01 mg Na₂MoO₄ · 2 H₂O pro Liter des Kulturmediums 5 Tage lang bei 25°C unterzogen wurde, wird die so erhaltene Kulturflüssigkeit mit 1 Liter Wasser pro Liter der Kulturflüssigkeit verdünnt, die verdünnte Flüssigkeit wird der Zentrifugalabscheidung bei 10 000 G 40 Minuten lang zum Entfernen der Myzel unterworfen, und nach dem dreifachen Konzentrieren der überstehenden gebildeten Flüssigkeit wird Äthanol zu dem Konzentrat mit dem dreifachen Volumen der Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysaccharid auszufällen. Durch Abtrennen und Trocknen der Niederschläge kann ein Polysaccharid in einer Menge von 0,4 bis 0,8 g pro Liter der Kulturflüssigkeit erhalten werden.

Das so erhaltene Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 0,1% gelöst, Salzsäure wird zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben und die Hydrolyse des Polysaccharids wird 6 Stunden bei 100°C durchgeführt. Das erwünschte Zersetzungsprodukt kann durch Neutralisieren der erhaltenen Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid erhalten werden.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, wird das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und unter Verwendung von Entsalzungs- und Reinigungsmitteln wie Gelfiltration etc. gereinigt.

Die chemische Struktur des Polysaccharids, das von Mikroorganismen der Gattung Agrobakterium gebildet wird, oder dessen Teilzersetzungsprodukt wird von L.P.T.M. Zevenhuiten im "Journal of General Microbiology, 68, 239 (1971)" etc. beschrieben.

Die Saccharidbestandteile des Oligosaccharids sind Glukose, Galaktose, Brenztraubensäure, Glukuronsäure etc.

(d) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem ein Polysaccharid zersetzt wird, welches von Mikroorganismen der Gattung Enterobakter erzeugt wird:

Nachdem Enterobakter cloacae FERM P-8968 der Schüttelkultur in einem flüssigen Kulturmedium mit 1% Laktose, 0,5% PepGummiarabikum, 0,1% KH₂Polysaccharid₄, 0,05% MgSO₄ · 7 H₂O und 0,0033% Bengalrosa 3 Tage lang bei 30°C unterzogen wurde, wird die erhaltene Kulturflüssigkeit der Zentrifugalabscheidung unterzogen, um die Zellen zu entfernen, und nach dem dreifachen Konzentrieren der überstehenden Flüssigkeit wird Äthanol zu der konzentrierten Flüssigkeit mit dem dreifachen Volumen der Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysaccharid auszufällen. Durch Abtrennen der Niederschläge, gefolgt von Trocknen, wird das Polysaccharid in einer Menge von 0,6 bis 1,2 g pro Liter der Kulturflüssigkeit erhalten.

Das so erhaltene Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 0,5% gelöst, nach dem Hinzufügen von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse des Polysaccharids 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt entfernt und durch Entsalzung und Reinigungsmittel wie Gelfiltration gereinigt werden.

Die Saccharidbestandteile, die das von Enterobakter Cloacae erzeugte Polysaccharid bilden sind Glukose, Galaktose, Rhamnose, Fucose, Mannuronsäure etc.

Das von Enterobakter cloacae erzeugte Polysaccharid hat selbst eine pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung wie im nachfolgenden Beispiel 3 gezeigt, aber das Oligosaccharid, das durch Zersetzen des Polysaccharids erhalten wird, zeigt gesteigerte pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung.

(e) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem ein Polysaccharid zersetzt wird, das von Mikroorganismen der Gattung Zoogloea erzeugt wird:

Ein von Zoogloea ramigera (im Handel erhältliches Produkt, hergestellt von Sigma Co.) erzeugtes Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer 0,1%igen wässerigen Lösung des Polysaccharids gelöst, nach dem Hinzufügen von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die erhaltene Reaktionsmischung wird durch Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist, verwendet werden, aber wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt entfernt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.

Die chemische Struktur des von Zoogloea ramigera erzeugten Polysaccharids wird von F. Ikeda, et al. in "European Journal of Biochemistry, 123, 437 (1982)" beschrieben und deren Saccharidbestandteile sind Glukose, Galaktose, Brenztraubensäure etc.

(f) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Xanthomonas erzeugt wird:

Das von Mikroorganismen der Gattung Xanthomonas erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Xanthan Gummi (hergestellt von Sigma Co.) erhältlich.

Xanthan Gum wird in Wasser unter Bildung einer 1,0%igen wässerigen Polysaccharidlösung gelöst, nach Zugabe von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 7 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die erhaltene Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und unter Verwendung von Entsalzungs- und Reinigungsmitteln wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.

Es gibt viele Beschreibungen der chemischen Struktur von Xanthan Gummi und dessen Saccharidbestandteile sind Glukose, Mannose, Glukuronsäure, Brenztraubensäure, Essigsäure etc.

(g) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Pseudomonas erzeugt wird

Das von Pseudomonas elodea erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Gellan Gummi (hergestellt von Sanei Kagaku Kogyo K. K.) erhältlich.

Gellan Gummi wird in Wasser unter Bildung einer 0,1%igen wässerigen Polysaccharidlösung gelöst, nach Hinzufügen von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 1,0 N wird die Hydrolyse 15 Minuten lang bei 120°C durchgeführt und die Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist werden, aber wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt entfernt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration gereinigt werden.

Gellan Gummi selbst zeigt als 0,1%ige wäßrige Lösung einen gelatinösen Zustand und wird als Ersatz für Agar-Agar verwendet. Es wird berichtet, daß bei Züchten des Kallus einer Pflanze oder einer jungen Pflanze durch Gellan Gummi in so einem Zustand das Wachstum der Pflanzen in gewissen Ausmaß beschleunigt werden kann, aber erfindungsgemäß weist das Zersetzungsprodukt, das als Hauptbestandteil das Oligosaccharid enthält, welcher durch Zersetzen des Polysaccharids erhalten wird eine pflanzenwachstumbeschleunigende Aktivität auf, die hundertmal größer ist als die des unzersetzten Polysaccharids, Gellan Gummi (wie in Beispiel 42 gezeigt).

(h) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Aspergillus erzeugt wird:

Das von Aspergillus niger erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Nigeran (hergestellt von Sigma Co.) erhältlich.

Nigeran wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 0,1 gelöst, nach Zugabe von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.

Die chemische Struktur von Nigeran wird von S. A. Barker et al in Journal of Chemical Society, 2448 (1957) beschrieben. Die Saccharidbestandteile sind Polysaccharide, die durch α-1,4 Bindung oder α-1,3 Bindung von Glukose gebildet werden.

(i) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Saccharomyces erzeugt wird:

Das von Saccharomyces cerevisiae erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Mannan (hergestellt von Sigma Co.) erhältlich.

Mannan wird in Wasser unter Bildung einer 1%igen wässerigen Lösung gelöst, nach Zugabe von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 6 Stunden bei 100°C durchgeführt, und die gebildete Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 erfindungsgemäß von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.

Die verschiedenen Oligosaccharide, mit einer pflanzenwachstumbeschleunigenden Wirkung, werden bei Pflanzen folgendermaßen eingesetzt. Das Oligosaccharid wird Pflanzen durch Beschichtung der Samen etc. in einem Verhältnis von 5 bis 100 γ pro Samenkorn, durch Auftragen auf die Blattoberflächen einer Pflanze als wäßrige Lösung mit 20 γ/ml bis 200 γ/ml, durch Ausbringen in den Boden als wäßrige Lösung mit 30 q/ml bis 350 γ/ml bei einem Verhältnis von 0,5 kg bis 5,0 kg pro Hektar, durch Mischen mit einem flüssigen Düngemittel für Wasserkulturen mit einer Konzentration von 2,5 γ/ml bis 250 q/ml, oder durch Beschichten oder Mischen mit einem festen Düngemittel wie einem festen chemischen Düngemittel mit einem Verhältnis von 0,1% bis 0,5% verabreicht. Deshalb wird das Wachstum der Wurzeln, Stengel und Blätter der Pflanzen beschleunigt, wobei der Ertrag der Pflanzen verbessert wird. Außerdem sind die so erhaltenen Ernten ausgezeichnet im Geschmack, und ihre Frische kann relativ lange Zeit erhalten werden. Ferner sind erfindungsgemäß geeignete Pflanzen grüne Pflanzen wie Kaiware Daikon, Amömlein (Stone parsley), Chinakohl, Kopfsalat, Spinat, Rettich, Kartoffeln, die eßbare Zehrwurz etc., Getreide wie Reis, Weizen, Mais etc. und andere Landwirtschaftsprodukte wie Blumenblätter, Früchte etc.

Die Erfindung wird jetzt im einzelnen anhand der folgenden Beispiele beschrieben.

Beispiel 1

Ein Oligosaccharid (nicht erwärmtes Produkt) wurde durch Zugabe von Alginsäurelyase (Abalone Acetone Pulver) zu Alginsäure mit einem Verhältnis von 4000 µ/gr Alginsäure und durch Umsetzen bei einem pH-Wert von 7,0 und 40°C 48 Stunden lang hergestellt. Danach wurde das Oligosaccharid 2 Stunden lang bei 120°C wärmebehandelt. Nach der Wärmebehandlung wurde die Reaktionsmischung auf einen pH-Wert von 7,0 neutralisiert. Darauf wurde die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Alginsäureoligosaccharids vor und nach dem Erwärmen unter Verwendung von Kaiwan Daikon bestimmt.

36 Kaiwan Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden sie 6 Tage lang bei 23°C gezüchtet (Züchtung im Dunkeln die ersten 4 Tage und dann unter Lichteinstrahlung von 5000 Lux 2 Tage lang). Alginsäureoligosaccharid wurde zu der Leitungswassermenge jeweils mit einem Verhältnis von 2,5% bis 0,000025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 1 gezeigt.

Außerdem sind die Zahlenwerte in Tabelle 1 jeweils die Mittelwerte der Stengel-Blattlänge (cm) und der Wurzellänge (cm) der gezüchteten Pflanze, wobei die Werte der Stengel- Blattlänge und der Wurzellänge der Pflanze, die ohne das Alginsäureoligosaccharid etc. gezüchtet wurde, bei 100 festgesetzt wurde (n = 36).

Tabelle 1

Wie in der Tabelle gezeigt, beschleunigt das Alginsäureoligosaccharid sowohl das Wachstum des Stiel-Blatts als auch der Wurzel der Pflanze bei jeder Konzentrationsbedingung im Vergleich zu der Kontrollgruppe ohne Zugabe von Alginsäureoligosaccharid; wenn das Alginsäureoligosaccharid 2 Stunden lang bei 120°C und einem pH-Wert von 3,0 erhitzt wird, wird die Wirkung in jedem Fall gesteigert.

Beispiel 2

Zwei Samenkörner von Amömlein (Crytotaenia japonica) wurden auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gebracht, nachdem das Vlies in ein flüssiges Düngemittel mit 0,15% Otsuka House Fertilizer # 1 und 0,1% Otsuka House Fertilizer # 2 getaucht wurde, wurden die Samen 10 Tage lang bei 23°C und 5000 Lux gezüchtet, um die Keimung der Samen und das Nähren durchzuführen; die Sämlinge wurden in eine Wasserkulturvorrichtung gebracht und 2,5 Monate bei 8000 Lux und 23 bis 24°C gezüchtet.

Die Versuchsgruppen waren folgendermaßen:

Kontrollgruppe

Nach dem Nähren mit dem flüssigen Düngemittel ohne Alginsäureoligosaccharid, wurden die Sämlinge mit dem kein Alginsäureoligosaccharid, enthaltenden flüssigen Düngemittel gezüchtet.

Gruppe mit Zusatz von Alginsäureoligosaccharid:

Nach dem Nähren mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Alginsäureoligosaccharid wurden die Sämlinge mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Alginsäureoligosaccharid gezüchtet.

Außerdem wurde das in diesem Beispiel verwendete Alginsäureoligosaccharid durch Zugabe von Alginsäurelyase zu einer wässerigen Lösung Natriumalginat (pH-Wert 7,0) bei einem Verhältnis von 4000 µ/g Alginsäure, dem Durchführen der Reaktion 48 Stunden lang bei 40°C, Einstellen des pH- Wertes der Reaktionsmischung auf 3,0, Wärmebehandlung der Reaktionsmischung 2 Stunden lang bei 120°C und nach dem Abkühlen, Neutralisieren des Produktes auf einen pH-Wert von 7,0 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in der Tabelle 2 gezeigt.

Tabelle 2

Wie in der Tabelle gezeigt, wird der Ertrag von Amömlein durch Zugabe von Alginsäureoligosaccharid gesteigert.

Beispiel 3

Mit Alginsäureoligosaccharid beschichtete Kaiwan Daikon- Samen wurden durch Aufsprühen von einem Gewichtsteil einer wässerigen Lösung mit 0,25% Alginsäureoligosaccharid und 0,75% Natriumalginat auf ein Gewichtsteil der Samen und durch Trocknen im Luftstrom bei 40 bis 50°C hergestellt.

Darauf wurden 50 Körner des so erhaltenen Alginsäureoligosaccharid beschichteten Samens auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei Lichtbestrahlung von 5000 Lux gezüchtet.

Als Kontrollgruppe wurden unbeschichtete Kaiwan Daikon- Samen auf ein Kunstharzvlies gebracht und unter denselben Zuchtbedingungen wie oben gezüchtet.

Die Ergebnisse sind in der Tabelle 3 gezeigt.

Tabelle 3

Tabelle 3 zeigt, daß bei Beschichtung des Samens mit Alginsäureoligosaccharid mit einer Menge von 2,5 mg pro Gramm Samen ein Wachstum von 118% bei der Stengel-Blatt-Länge und von 164% bei der Wurzellänge beobachtet wurde.

Beispiel 4

Nachdem 40 Chinakohlsamenkörner (Brassica Rapa var. pervidis) (Züchtung: Misugikohl) auf 9 kg Schwarzerde in einem Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm gebracht wurden, wurden die Samen unter natürlichen Bedingungen vom 15. Juni bis zum 4. Juli gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgende.

Kontrollgruppe

Alginsäureoligosaccharid ist nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

Nachdem 3,6 Liter einer wässerigen Lösung mit 22 g Alginsäureoligosaccharid zu 9 kg Schwarzerde gegeben wurden (0,25% Alginsäureoligosaccharid zu der Menge Schwarzerde), wurden die Samen in diesem Boden gezüchtet.

Das in diesem Beispiel verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 4 gezeigt.

Tabelle 4

VersuchsgruppeMittleres Gewicht pro Kohlkopf

Kontrollgruppe4,9 ±1,4 (100) Gruppe mit Zusatz5,9 ±1,6 (120)

Der Zahlenwert in der Klammer ist der Wert Vergleich zu dem Mittelwert der Kontrollgruppe, der mit 100 festgesetzt ist.

Wie in der Tabelle gezeigt, wurde der Ertrag durch Zusatz von Alginsäureoligosaccharid zu dem Boden um 10% gesteigert.

Beispiel 5

Maissamen (Indian corn) wurde im Boden mit 36 Körnern pro 33 m² gesät und 3,5 Monate unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgendermaßen.

Kontrollgruppe

Alginsäureoligosaccharid ist nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

Wenn die Stengel-Blattlänge nach der Keimung 8 bis 12 cm betrug, wurden 6 g Alginsäureoligosaccharid als 0,05%ige wäßrige Lösung im Umkreis jeder Wurzel aufgebracht. Außerdem wurden nach 1,5 Monaten 6 g Alginsäureoligosaccharid zusätzlich auf dieselbe Weise zugeführt.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 5 gezeigt.

Tabelle 5

VersuchsgruppeErtrag (kg)

Gruppe mit Alginsäureoligosaccharid23,8 Kontrollgruppe18,9

Wie in Tabelle 5 gezeigt, wurde eine Ertragssteigerung von 26% beim Mais durch Verwendung von Alginsäureoligosaccharid beobachtet.

Beispiel 6

Nachdem 100 Gurkensamenkörner (Züchtung: Kifujin) auf einer Sämling-Nährschale 1 Woche bei 20 bis 23°C gezüchtet wurden, wurden die Sämlinge in einen Topf (Durchmesser 90 mm; Höhe 76 mm) gebracht und 2 Wochen weiter gezüchtet. Die so erhaltenen Sämlinge wurden mit einem Abstand von 80 cm in den Boden eingepflanzt und 3 Monate lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgende.

Kontrollgruppe

Alginsäureoligosaccharid wird nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

3 Tage nach dem Versetzen der Sämlinge in den Topf wurde Alginsäureoligosaccharid als wäßrige Lösung von 25 mg pro Topf in 50 ml Wasser hinzugegeben. Außerdem wurde 3 Wochen nach dem Einpflanzen der Sämlinge in den Boden eine wäßrige Lösung von 50 ml Alginsäureoligosaccharid, gelöst in 500 ml Wasser, zusätzlich aufgebracht.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 6 gezeigt.

Tabelle 6

VersuchsgruppeErtrag (kg/Strunk)

Gruppe mit Zusatz
von Alginsäureoligosaccharid5,7 (119) Kontrollgruppe4,8 (100)

Wie in der Tabelle gezeigt, wurde der Gurkenertrag durch das Ausbringen von Alginsäureoligosaccharid auf 119% gesteigert.

Beispiel 7

Nach Einpflanzen von 56 Kartoffelstrünken (Züchtung: Danshanku) in ein Testfeld von 10,8 m² pro Gruppe und zweimonatigem Züchten, wurde eine wässerige Lösung von Alginsäureoligosaccharid zweimal auf die Blattoberflächen in der Keimungsphase während der Züchtung aufgebracht. Düngemittel und Wasser wurden auf gewöhnliche Weise aufgetragen. Die Testgruppen waren folgendermaßen.

Das in diesem Test verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt. Außerdem wurde das Verpflanzen der Kartoffelstrünke am 27. Februar durchgeführt, das Aufbringen der wässerigen Alginsäureoligosaccharidlösung auf die Blattoberflächen am 28. April und 8. Mai und die Züchtung wurde am 29. Mai beendet. Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 7 gezeigt.

Tabelle 7

Wie in Tabelle 7 gezeigt, wurde der Ertrag und der Stärkegehalt durch das Auftragen von Alginsäureoligosaccharid auf die Blattoberflächen bei Konzentrationen von 200 γ/ml bis 2,0 γ/ml gesteigert.

Beispiel 8

Nach Verpflanzen von 200 Zwiebelstrünken in ein Testfeld von 9 m² pro Gruppe und viermonatigem Züchten, wurde Alginsäureoligosaccharid dreimal auf das Feld einmal im Monat als wässerige Lösung in einem Verhältnis von 5,0 kg, 1 kg oder 0,5 kg pro ha während der Züchtung aufgebracht. Düngemittel und Wasser wurden wie gewöhnlich aufgebracht. Die verwendeten Testgruppen waren folgendermaßen.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 8 gezeigt.

Tabelle 8

TestgruppenZwiebelertrag (g/Strunk)

1271,6 (118%) 2263,4 (114%) 3242,6 (105%) 4230,6 (100%)

Wie in Tabelle 8 gezeigt, wurde eine Ertragssteigerung von 105 bis 118% durch Ausbringen einer wässerigen Lösung des Alginsäureoligosaccharids in den Boden bei unterschiedlichen Verhältnissen von 0,5 kg/ha bis 1,5 kg/ha beobachtet.

Beispiel 9

Nachdem 250 Samenkörner von grünen Sojabohnen in ein Testfeld von 10,8 m² pro Gruppe angesät wurden, wurden die Samen wie gewöhnlich gezüchtet. In diesem Fall wurde vor dem Säen eine wässerige Alginsäureoligosaccharidlösung, gelöst in einer wässerigen 0,75%igen Natriumalginatlösung auf die Samen im Luftstrom bei 40 bis 50°C gesprüht, um die Samen mit dem Alginsäureoligosaccharid bei einem Verhältnis von 5 γ, 50 γ oder 100 γ pro Samenkorn zu beschichten, und die so beschichteten Samen wurden für den Test verwendet.

Die Testgruppen waren folgendermaßen.

TestgruppenAlginsäureoligosaccharidschichtmenge (γ)
pro Samenkorn

1100 2 50 3  5 4*)  0

(*): Kontrolle

Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 9 gezeigt.

Tabelle 9

TestgruppenSojabohnenertrag (g/Strunk)

1210 (111%) 2218 (114%) 3196 (108%) 4189 (100%)

Wie in Tabelle 9 gezeigt, wurde eine Ertragssteigerung von 4 bis 15% durch Beschichten der Samen mit Alginsäureoligosaccharid bei 5 bis 100 γ pro Samenkorn beobachtet.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise hergestellt wie in Beispiel 2.

Beispiel 10

Nachdem 2 Kopfsalatsamenkörner auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gesät wurden und das Vlies in eine Wasserkulturvorrichtung gebracht wurde, wurde die Wasserkultur 40 Tage unter Lichtbestrahlung von 5000 Lux durchgeführt.

Um die Wirkung von Alginsäureoligosaccharid zu bestimmen, wurden flüssige Düngemittel mit einem Alginsäureoligosaccharidgehalt von 25 γ/ml bis 250 γ/ml verwendet. Die Testgruppen waren folgendermaßen:

TestgruppenKonzentration von Alginsäureoligosaccharid (γ/ml)

1250 2100 3 50 4 25 5*)  0 (*): Kontrolle

Das in dem Test verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt. Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 10 gezeigt.

Tabelle 10

TestgruppenGewicht (g/Strunk) des Stiel-Blatts

1138,0 (140%) 2123,3 (110%) 3110,6 (112%) 4 98,6 (100%) 5 98,6

Wie aus Tabelle 10 ersichtlich, wurde beim Kopfsalat ein Ertragsanstieg von 110 bis 140% durch Durchführung der Wasserkultur mit Zusatz von Alginsäureoligosaccharid zu dem flüssigen Düngemittel bei einem Verhältnis von 25 γ/ml bis 250 γ/ml beobachtet.

Beispiel 11

In einen Topf von 17 cm×60 cm×15 cm wurden 8 kg Schwarzerde gebracht, nachdem dazu 4 g eines chemischen Düngemittels oder einer Mischung aus dem chemischen Düngemittel mit Alginsäureoligosaccharid gegeben wurden, wurden 40 Spinatsamenkörner in den Boden gesät und 60 Tage unter künstlichen Bedingungen von 35 000 Lux und 25°C gezüchtet.

Das Alginsäureoligosaccharid enthaltende Düngemittel wurde hergestellt, indem eine wässerige Alginsäureoligosaccharidlösung auf ein chemisches Düngemittel gesprüht wurde, gefolgt von Trocknen. Die Testgruppen waren wie folgt:

TestgruppenZugegebene Menge Alginsäureoligo-
saccharid in dem chemischen Düngemittel

10,5 20,25 30,1 4*)0

(*): Kontrolle

Das in dem Test verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 11 gezeigt.

Tabelle 11

TestgruppenMittleres Gewicht (g)
von Spinat pro Strunk

19,74 (145%) 28,73 (130%) 37,52 (112%) 46,72 (100%)

Wie aus Tabelle 11 ersichtlich, wurde die Ertragssteigerung von 112 bis 145% durch Verwendung des chemischen Düngemittels mit 0,1 bis 0,5% Alginsäureoligosaccharid beobachtet.

Beispiel 12

Nach Lösen von 25 g Xylan in 1 Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0, wurde ein Zellulasepräparat mit Xylaseaktivität (Meicelase, Handelsname, hergestellt von Meÿi Seika Kaisha, Ltd.) dazu mit 10 mg pro Gramm Xylanase gefügt, und die Reaktion wurde 48 Stunden bei 40°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung 15 Minuten bei 100°C wärmebehandelt, um das Enzym zu inaktivieren und in eine mit Biogel P- 2 gefüllte Säule eingeleitet, um den Xyloseanteil zu entfernen und um gleichzeitig 15 g eines Oligosaccharidpulvers mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 zu erhalten. Die Saccharidzusammensetzung war wie in Tabelle 12, wobei Xyl Xylose darstellt, Xyl₂, Xylobiose Xyl₃ Xylotriose usw.

Tabelle 12

Die pflanzenwachstumsteigernde Wirkung des Xylooligosaccharids wurde bei dem Kaiware Daikon bestimmt.

36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und darauf 2 Tage lang unter Lichtbestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Xylooligosaccharid dazu zu der Leitungswassermenge mit 2,5 bis 0,000025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 13 gezeigt.

Tabelle 13

Die Zahlenwerte in Tabelle 13 sind die Stiel-Blattlänge (cm) und die Wurzellänge (cm) von Nabelkraut in jedem Fall, wobei der Kaiware Daikon, der ohne Zusatz von Xylooligosaccharid gezüchtet wurde mit 100 festgesetzt wurde.

Beispiel 13

Zwei Amömleinsamenkörner von weißstämmigen Amömlein (white stem honewort) wurden auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gebracht und nachdem das Vlies in ein flüssiges Düngemittel mit 0,15% Otsuka House-Düngemittel # 1 und 0,1% Otsuka House Düngemittel # 2 getaucht wurde, wurden die Samen 10 Tage unter Lichtbestrahlung von 5000 Lux bei 23°C zur Keimung und Nährung gezüchtet. Danach wurden die Sämlinge in eine Wasserkulturvorrichtung verpflanzt und 2,5 Monate bei 8000 Lux und 23 bis 24°C gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgendermaßen.

Kontrollgruppe

Nach dem Nähren der Samen mit dem flüssigen, kein Xylooligosaccharid enthaltenden Düngemittel, wurden die Sämlinge mit dem flüssigen, kein Xylooligosaccharid enthaltenden Düngemittel gezüchtet.

Gruppe mit Zusatz von Xylooligosaccharid

Nachdem die Samen mit dem 0,025% Xylooligosaccharid enthaltendem flüssigen Düngemittel genährt wurden, wurden die Sämlinge mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Xylooligosaccharid gezüchtet.

Das in dem Test verwendete Xylooligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 12 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 14 dargestellt.

Tabelle 14

Wie aus Tabelle 14 ersichtlich, wurde eine Ertragssteigerung von stone parsley durch Zusatz von Xylooligosaccharid beobachtet.

Beispiel 14

Kaiware Daikon-Samen wurden mit Xylooligosaccharid mit einem Verhältnis von 2,5 bis 100 γ pro Samenkorn beschichtet, indem ein Gewichtsteil der wässerigen Lösungen mit 0,7 bis 0,025% Xyolooligosaccharid und 0,75 g Natriumalginat auf 1 Gewichtsteil der Samen aufgesprüht wurden und die Samen im Luftstrom bei 40 bis 50°C getrocknet wurden.

Nach Einbringen von 50 Xylooligosaccharid beschichteten Samenkörnern auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß und Zugabe von 70 ml Leitungswasser, wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang unter Lichtbestrahlung bei 5000 Lux gezüchtet.

Als Kontrollgruppe wurden Kaiware Daikon-Samen ohne Beschichtung mit Xylooligosaccharid unter denselben Bedingungen gezüchtet.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 15 gezeigt.

Tabelle 15

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte, wobei die Mittelwerte der Vergleichsgruppe mit 100 bestimmt wurden.

Wie aus Tabelle 15 ersichtlich, zeigt die Verwendung von Samen, die mit Xylooligosaccharid mit 5 bis 100 γ pro Samenkorn beschichtet sind, eine wachstumbeschleunigende Wirkung von 105 bis 117% bei der Stiel-Blattlänge und von 119 bis 164% bei der Wurzellänge im Vergleich mit der Kontrollgruppe, wo die Samen nicht mit Xylooligosaccharid beschichtet sind.

Beispiel 15

Nachdem 40 Chinakohlsamenkörner (Brassica Rapa var. pervidis) (Züchtung: Misugikohl) in 9 kg Schwarzerde in einem Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm gesät wurden, wurden die Samen 30 Tage unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt.

Kontrollgruppe

Xylooligosaccharid wird nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

Nach Zugabe einer wässerigen Lösung mit 22 g oder 2,2 g Xylooligosaccharid in 3,6 Litern Wasser zu der Schwarzerde, die um 0,25% oder 0,025% Xylooligosaccharid enthält, wurden die Samen in dem Boden gezüchtet.

Das in dem Test verwendete Xylooligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 12 hergestellt.

Die Ergebnisse sind in Tabelle 16 gezeigt.

Tabelle 16

VersuchsgruppeMittleres Gewicht pro Chinakohlkopf

Vergleichsgruppe4,9 ±1,4 (100) Gruppe mit Zusatz von 0,25%5,6 ±1,2 (114) Gruppe mit Zusatz von 0,025%5,1 ±1,6 (104)

Die Zahlenwerte in den Klammern sind Werte jedes Falls, wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe mit 100 festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 16 ersichtlich, wurde eine Ertragssteigerung von 104% bis 115% durch Zusatz von 0,25% bis 0,025% Xyolooligosaccharid zu dem Boden beobachtet.

Beispiel 16

Ein Spinatkallus wurde in einem Murashige-Skoog- Kulturmedium bei 150 Umdrehungen pro Minute 2 Wochen lang bei 25°C gezüchtet, um 370 g Kulturzellen zu liefern. Die Kulturzellen wurden in 2 Litern destilliertem Wasser dispergiert, in einem Ultraschallzerkleiner (Polytron) behandelt, um die Kulturzellen zu zerquetschen und 1 Liter Äthanol wurde dazugegeben, um Zellwandpolysaccharid auszufällen, wobei 15 g Zellwandpolysaccharid erhalten wurden.

Nach Lösen dieses Polysaccharids in 300 ml destilliertem Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,1, wurden 300 mg Pektolyase Y-23, 750 mg Dorilselase und 600 mg Zellulase Onozuka R-10 zu der Lösung gegeben, und darauf wurde die Hydrolyse des Polysaccharids 4 Stunden lang bei 25°C durchgeführt. Nach Erwärmen der Reaktionsmischung auf 100°C 10 Minuten lang, um die Enzyme zu inaktivieren, wurde die Reaktionsmischung durch eine mit Biogel P-2 gefüllte Säule (5 cm × 100 cm) geleitet, um 3,5 g einer Fraktion mit Oligosacchariden von Biose bis Dekanose zu liefern.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids des Zellwandpolysaccharids der Pflanze wurde unter Verwendung von Nabelkraut bestimmt. 36 Kaiware Daikon- Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und darauf, nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid des Zellwandpolysaccharids der Pflanze zu dem System mit 2,5% bis 0,000025% zur Leitungsmenge gegeben.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 17 gezeigt.

Tabelle 17

Die Zahlenwerte in Tabelle 17 sind die Stiel-Blattlänge in cm und die Wurzellänge in cm in jedem Fall, wobei die von dem ohne das Oligosaccharid gezüchteten Kaiware Daikon, das durch Zersetzen des Zellwandpolysaccharids einer Pflanze erhalten wurde, mit 100 festgesetzt werden.

Beispiel 17

Ein Gewichtsteil Kaiware Daikon-Samen wurde beschichtet, indem ein Gewichtsteil der wässerigen Lösungen mit 0,7% bis 0,025% Oligosaccharid, das durch Zersetzen des Zellwandpolysaccharids erhalten wurde, und 0,75% Natriumalginat aufgesprüht wurde und im Luftstrom bei 40 bis 50°C getrocknet.

Darauf wurden 50 mit dem Oligosaccharid beschichtete Samenkörner, das durch Zersetzen des Pflanzenzellwandpolysaccharids erhalten wurde, auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet.

Bei der Kontrollgruppe wurden die unbeschichteten Samen auch unter denselben Bedingungen gezüchtet.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 18 gezeigt.

Das Oligosaccharid, das durch Zersetzen des Zellwandpolysaccharids erhalten wird, wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 16 hergestellt.

Tabelle 18

Die Zahlenwerte in Klammern sind die Werte in jedem Fall, wobei die mittleren Werte der Kontrollgruppe mit 100 festgesetzt sind.

Wie aus obiger Tabelle ersichtlich, wurde bei Verwendung von Samen, die mit dem Oligosaccharid in einer Menge von 5 bis 100 beschichtet sind, das durch Zersetzen des Pflanzenwandpolysaccharids erhalten wurde, die wachstumbeschleunigende Wirkung von 104 bis 117% bei der Stiel-Blattlänge und von 123 bis 166% bei der Wurzellänge im Vergleich zu den Samen der Kontrollgruppe, die nicht mit dem Oligosaccharid beschichtet sind, beobachtet.

Beispiel 18

Nach Lösen von 20 g Polygalakturonsäure in einem Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0 wurden 200 mg Pektinase zu der Lösung gegeben, und die Reaktion wurde 7 Stunden lang bei 50°C durchgeführt. Nachdem die Reaktion beendet war, wurde die Reaktionsmischung auf 100°C 15 Minuten lang erwärmt, um die Enzyme zu inaktivieren, und nach Zugabe von 5 g Aktivkohle wurde die Mischung 30 Minuten lang nachbehandelt. Die Reaktionsmischung wurde filtriert und das erhaltene Filtrat wurde unter Lieferung von 123 ml einer Lösung mit 10% Gewicht/Volumen Polygalakturonsäureoligosaccharid konzentriert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Polygalakturonsäureoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Polygalakturonsäureoligosaccharid in einem Verhältnis von 2,5% bis 0,000025% der Leitungswassermenge hinzugegeben.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 19 gezeigt.

Tabelle 19

Die Zahlenwerte in Tabelle 19 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Polygalakturonsäureoligosaccharid gezüchtet wurde, 100% beträgt.

Beispiel 19

Nach Lösen von 25 g Pektin in einem Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0 wurden 500 mg Pektinase zu der Lösung gegeben und die Reaktion wurde 23 Stunden lang bei 50°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung auf 100°C 15 Minuten lang erhitzt, um das Enzym zu inaktivieren und dann mit Zusatz von 5 g Aktivkohle 30 Minuten lang behandelt.

Die Mischung wurde filtriert und das erhaltene Filtrat wurde unter Lieferung von 165 ml einer Lösung mit 10% Gewicht/Volumen Pektinoligosaccharid konzentriert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Pektionoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Pektinoligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit 2,5% bis 0,000025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 20 gezeigt.

Tabelle 20

Die Zahlenwerte in der Tabelle 20 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne das Pektinoligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt wurde.

Beispiel 20

Nachdem 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) in 9 kg Schwarzerde in einem Topf von 17 cm × 60 cm ×15 cm gesät wurden, wurden die Samen unter natürlichen Bedingungen vom 15. Juni bis zum 4. Juli gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt.

Kontrollgruppe

Polygalakturonsäureoligosaccharid wird nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

Eine wässerige Lösung von 22 g Polygalakturonsäureoligosaccharid gelöst in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarzerde gegeben, so daß der Boden 0,25% Polygalakturonsäure enthielt, und die Züchtung wurde unter Verwendung dieses Bodens durchgeführt.

Die verwendete Polygalakturonsäure wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 18 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 21 dargestellt.

Tabelle 21

VersuchsgruppeMittleres Gewicht pro Chinakohlkopf

Kontrollgruppe4,9 ±1,4 (100) Gruppe mit Zusatz5,8 ±1,3 (118)

Der Zahlenwert in den Klammern ist der Wert in % der Gruppe mit Zusatz, wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 21 ersichtlich, wurde durch Zusatz von Polygalakturonsäureoligosaccharid in den Boden der Erntezuwachs von 18% beobachtet.

Beispiel 21

Nach Lösen von 20 g Glukomannan in einem Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0, wurden 200 mg eines Zellulasepräparats mit Mannaseaktivität (Meicelase, Handelsname, hergestellt von Meÿi Seka Kaisha, Ltd.) zu der Lösung gefügt und die Reaktion wurde beendet. 2 g Bäckerhefe wurden zu der Reaktionsmischung gegeben, und die Reaktion wurde 24 Stunden bei 25°C durchgeführt. Zum Entfernen der Monosaccharide wurde das Reaktionsprodukt durch Zusatz von 1%iger Aktivkohle entfärbt. Die Reaktionsmischung wurde filtriert und das Filtrat wurde unter Lieferung von 120 ml einer wässerigen Lösung mit 10% Gewicht/Volumen Glukomannanoligosaccharid konzentriert. Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Glukomannanoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon- Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Glukomannanoligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit 2,5% bis 0,000025% gefügt. Die erzielten Ergebnisse sind in Tabelle 22 gezeigt.

Tabelle 22

Die Zahlenwerte in Tabelle 22 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die der Pflanze, die ohne das Glukomannanoligosaccharid gezüchtet wird, auf 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 22 ersichtlich, wurde durch Zusatz von Glukomannanoligosaccharid die wachstumbeschleunigende Wirkung von maximal 140% bei der Stiel-Blattlänge und von maximal 330% bei der Wurzellänge beobachtet.

Beispiel 22

Nachdem 2 Amömlein (White stem honewort)-Samenkörner auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gegeben wurde, wurde das Vlies in ein flüssiges Düngemittel mit 0,15% Otsuka House # 1 und 0,1% Otsuka House # 2 getaucht, und die Samen wurden 10 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5000 Lux zur Keimung und Nährung gezüchtet. Danach wurden die erhaltenen Sämlinge in eine Wasserkulturvorrichtung verpflanzt und 2,5 Monate bei 8000 Lux und 23 bis 24°C gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren folgendermaßen.

Kontrollgruppe

Nach Nähren mit dem kein Glukomannanoligosaccharid enthaltenden flüssigen Düngemittel wurden die Sämlinge auch mit dem kein Glukomannanoligosaccharid enthaltenden flüssigen Düngemittel gezüchtet.

Gruppe mit Zusatz

Nach Nähren mit dem flüssigen Düngemittel, das 0,025% Glukomannanoligosaccharid enthielt, wurden die Sämlinge mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Glukomannanoligosaccharid gezüchtet.

Das verwendete Glukomannanoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 21 hergestellt.

Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 23 dargestellt.

Tabelle 23

Beispiel 23

Nach Lösen von 30 g Agarase in 3 Litern Wasser und Einstellen des pH-Werts der Lösung auf 6,0, wurde Agarose zu der Lösung mit 40 Einheiten pro Gramm Agarose gegeben, und die Reaktion wurde 72 Stunden bei 40°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung auf 1 bis 5°C abgekühlt, 24 Stunden lang stehengelassen, um Niederschläge zu bilden, die abgefiltert wurden, und das so erhaltene Filtrat wurde konzentriert und unter Bildung von 18 g Agarooligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Agarooligosaccharids wurde unter Verwendung von Nabelkraut bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei einer Strahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Agarooligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 2,5% bis 0,0025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnissse sind in der Tabelle 24 gezeigt.

Tabelle 24

Zahlenwerte in Tabelle 24 sind die Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge der Kaiware Daikons, wobei die des Nabelkrauts, das ohne das Agarooligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 24 ersichtlich, beschleunigte das Agarooligosaccharid das Wachstum des Stiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,025%.

Beispiel 24

Zu 20 g pulverisierter Zellulose (Avicell, Handelsname, hergestellt von Asahi Kaisei Kogyo Co., Ltd.) wurden 40 ml Salzsäure und 40 ml Schwefelsäure gegeben, und dann wurde die Reaktion 5 Stunden lang bei 25°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung mit 30%igem wässerigem Natriumhydroxid neutralisiert und dann durch Säulenchromatographie unter Verwendung einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entsalzt. Bei dieser Behandlung wurde eine Zellooligosaccharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 abgetrennt, konzentriert und dann unter Lieferung von 7,5 g Zellooligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Zellooligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und darauf 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Zellooligosaccharid mit einem Verhältnis von 2,5 bis 0,0025% zu der Leitungswassermenge hinzugefügt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 25 dargestellt.

Tabelle 25

Die Zahlenwerte in Tabelle 25 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die der Pflanzen, die ohne das Zellooligosaccharid gezüchtet wurden, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 25 ersichtlich, beschleunigte das Zellooligosaccharid das Wachstum von Stiel-Blatt und Wurzel der Pflanze bei Konzentrationen zwischen 0,25% bis 0,025%.

Beispiel 25

Nach dem Zermahlen von 100 kg der Knolle einer Erdbirne (Helianthus tuberousus L) mittels einer Mühle, wurden 400 Liter Wasser dazugefügt, um eine Suspension mit 20% Festbestandteilen zu liefern. Darauf wurde nach Zufügen von Oxalsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N die Hydrolyse 1 Stunde lang bei 60°C durchgeführt. Die Reaktionsmischung wurde mit Calciumkarbonat neutralisiert, mit einem Zentrifugalabscheider oder einer Filterpresse filtriert, gefolgt von Konzentrieren, Trocknen unter Lieferung von 8,2 kg eines Pulvererzeugnisses.

Die Zusammensetzung des so hergestellten Inulooligosaccharids bestand hauptsächlich aus F₂ bis F₆, wie in Tabelle 26 gezeigt, wobei G Glukose und F Fruktose darstellen.

Tabelle 26

Durch Behandlung von 50 g der Zusammensetzung durch Säulenchromatographie unter Verwendung einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule wurden 23 g Inulooligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 erhalten.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Inulooligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Inulooligosaccharid dazu mit einem Verhältnis von 2,5% bis 0,0025% der Leitungswassermenge gefügt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 27 gezeigt.

Tabelle 27

Die in Tabelle 27 gezeigten Werte sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne das Inulooligosaccharid gezüchtet wird, zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 27 ersichtlich, beschleunigte das Inulooligosaccharid das Wachstum des Stielblatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,025%.

Beispiel 26

Nach Lösen von 20 g Mannan in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 1 N wässeriger Lösung Salzsäure zu der Lösung gegeben und die Hydrolyse wurden 2 Stunden lang bei 90°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung unter Lieferung eines Zersetzungsprodukts neutralisiert. Der Oligosaccharidgehalt mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 43%.

Dann wurde pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Mannanoligosaccharids unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Mannanoligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 28 gezeigt.

Tabelle 28

Die Zahlenwerte in Tabelle 28 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne das Mannanoligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 28 ersichtlich, beschleunigte das Mannanoligosaccharid das Wachstum des Stielblatts und der Wurzel der Pflanze durch Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,025%.

Beispiel 27

Nach Lösen von 20 g Fukoidin in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 0,1 N wässeriger Salzsäurelösung zu der Lösung gegeben und die Hydrolyse des Fukoidins wurde 2 Stunden lang bei 90°C durchgeführt. Die Reaktion wurde beendet, die Reaktionsmischung wurde unter Lieferung eines Zersetzungsprodukts neutralisiert. Das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 43%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Fucoidanoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Fukoidinoligosaccharid in einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in der Tabelle 29 gezeigt.

Tabelle 29

Die Zahlenwerte in Tabelle 29 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blatt- und Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Nabelkrauts, das ohne das Fucoidanoligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 29 ersichtlich, beschl 41165 00070 552 001000280000000200012000285914105400040 0002003735365 00004 41046eunigte das Fucoidanoligosaccharid das Wachstum des Stielblatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 29

Nach Lösen von 20 g Gummiarabikum in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 1 N wässeriger Salzsäurelösung dazugegeben und die Hydrolyse wurde 2 Stunden bei 90°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung unter Lieferung eines Zersetzungsproduktes neutralisiert. Der Gehalt des Oligosaccharids mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 34%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung von Gummiarabikumoligosaccharid wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Gummiarabikumoligosaccharid mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 30 gezeigt.

Tabelle 30

Die Zahlenwerte in Tabelle 30 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikons, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne Gummiarabikum gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 30 ersichtlich, beschleunigt das Gummiarabikum das Wachstum des Stielblatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 29

Nach Lösen von 20 g Polyglykolalginsäure in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml einer 1 N wässerigen Salzsäurelösung zu der Lösung gegeben, und die Hydrolyse wurde 2 Stunden bei 90°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die gebildete Reaktionsmischung unter Lieferung des Zersetzungsproduktes neutralisiert. Der Gehalt des Oligosaccharids mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 58%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung von Polyglykolalginsäureoligosaccharid wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Polyglykolalginsäureoligosaccharid mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 31 gezeigt.

Tabelle 31

Die Zahlenwerte in Tabelle 31 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Polyglykolalginsäureoligosaccharid gezüchtet wurde zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 31 ersichtlich, beschleunigte das Polyglykolalginsäureoligosaccharid das Wachstum des Stiels und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 30

Nach Lösen von 20 g Karrageen in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 1 N wässeriger Salzsäurelösung zu der Lösung gegeben und die Hydrolyse wurde 2 Stunden bei 90°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die gebildete Reaktionsmischung unter Lieferung eines Zersetzungsprodukts neutralisiert. Der Gehalt des Oligosaccharids mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 38%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Karragenoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Karrageenoligosaccharid mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 23 gezeigt.

Tabelle 32

Die Zahlenwerte in Tabelle 32 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Karrageenoligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 32 ersichtlich, beschleunigte das Karrageenoligosaccharid das Wachstum des Stiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze bei einer Zusatzkonzentration von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 31

Azotobacter vinelandii IAM 1078 wurde der Schüttelkultur in 30 ml eines flüssigen Kulturmediums in einem Erlenmeyerkolben (15 Minuten lang bei 120°C sterilisiert) und mit 0,025% KH₂PO₄, 0,0005% Na₂MoO₄ · 2 H₂O, 0,0125% MgSO₄ · 7 H₂O, 0,0005% MnSO₄ · 4 H₂O, 0,025% NaCl, 0,0005% FeSO₄ · 7 H₂O, und 2,0% Saccharose 72 Stunden lang bei 240 Umdrehungen pro Minute und 30°C unterzogen, um eine Saatkulturlösung zu liefern.

Darauf wurde 400 ml des Kulturmediums mit obiger Zusammensetzung in einen 1 Liter Erlenmeyerkolben gebracht, nach dem Sterilisieren durch ein gewöhnliches Verfahren 30 Minuten lang bei 120°C wurde 20 ml der hergestellten Saatkulturlösung zugefügt und die Züchtung wurde bei 240 Umdrehungen pro Minute 5 Tage lang bei 30°C durchgeführt. Nach Zugabe von 2 Litern Wasser zu 2 Litern der Kulturflüssigkeit, wurde die Mischung 40 Minuten lang bei 10 000 G der Zentrifugalabscheidung unterzogen, wobei 1,9 Liter einer überstehenden Flüssigkeit erhalten wurde. Die Flüssigkeit wurde auf 300 ml konzentriert, Äthanol wurde hinzugefügt, um das Polysaccharid auszufällen, das durch Zentrifugalabscheidung unter Lieferung von 1,2 g Polysaccharid gesammelt wurde.

Zu dem Polysaccharid wurden 1,2 Liter Wasser unter Bildung einer 0,1%igen wässerigen Lösung gegeben, zu der Lösung wurde Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N gefügt und nach Durchführung der Hydrolyse 6 Stunden bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid unter Lieferung des erwünschten Zersetzungsprodukts neutralisiert.

Das Zersetzungsprodukt wurde auf 20 ml konzentriert, durch Säulenchromatographie unter Verwendung einer mit Sephadex G-25 gefüllten Säule entsalzt und eine Oligosaccharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 wurde gesammelt, konzentriert und unter Lieferung von 420 mg Oligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und außerdem die des Polysaccharids vor Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. jeweils mit Konzentrationen von 0,025 bis 0,00025% dazugegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 33 gezeigt.

Tabelle 33

Die Zahlenwerte in Tabelle 33 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid oder Polysaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 32

In einen Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben und nach Aussäen von 40 Chinakohlsamenkörnern (Züchtung: Misugikohl) in den Boden wurden die Samen 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren folgendermaßen.

Kontrollgruppe

Es wird kein Oligosaccharid hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

Eine wässerige Lösung von 2,2 g des Oligosaccharid in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarzerde mit einer Konzentration von 0,025% der Bodenmenge gefügt und die Züchtung wurde durchgeführt.

Außerdem wurde das verwendete Oligosaccharid aus 10 Litern der in Beispiel 31 beschriebenen Kulturflüssigkeit hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 34 gezeigt.

Tabelle 34

VersuchsgruppeMittelwert pro Chinakohlkopf

Kontrollgruppe4,8 ±1,5 (100) 0,025% Gruppe mit Zusatz5,2 ±1,4 (108)

Der Zahlenwert in der Klammer ist der Wert (%), wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zusatz des Oligosaccharids in den Boden ein Ertragszuwachs von 8% beobachtet.

Beispiel 33

In einen 250 ml Erlenmeyerkolben wurden 30 ml eines Kulturmediums mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCi₂, 0,1% Natriumglutamat, 0,1% K₂HPO₄, 0,02% MgSO₄ · 7 H₂O, 0,004% CaCl₂, und 10 γ Biotin, 100 γ Thiamin, 2,5 mg FeCl₃ · 6 H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄ · 7 H₂O, 0,01 mg CoCl₂ · 7 H₂O, 0,1 mg CuSO₄ · 5 H₂O und 0,01 mg Na₂MoO₄ · 2 HMoO₄ · 2 H₂O pro Liter des Kulturmediums als Spurenelemente und nach Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten lang bei 120°C wurde Agrobakterium tumefaciens IAM 1037 in dem Kulturmedium bei 240 Umdrehungen pro Minute 3 Tage lang bei 25°C unter Lieferung einer ersten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 300 ml des Kulturmediums in einen 1 Liter Erlenmeyerkolben gebracht, und nach dem Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten lang bei 120°C wurden dazu 10 ml der ersten Saatkulturlösung gefügt und bei 240 Umdrehungen pro Minute 3 Tage bei 25°C unter Lieferung der zweiten Saatkulturlösung gezüchtet.

Dann wurden 20 Liter des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung in einen 30 Liter Glaskolbenfermenter gefüllt, und nach Sterilisieren des Kulturmediums 30 Minuten lang bei 120°C wurden 100 ml der zweiten Saatkulturlösung in das Medium eingeimpft und bei 200 Umdrehungen pro Minute 6 Tage lang bei 25°C gezüchtet. Nach Zugabe von 20 Litern Wasser zu 20 Litern der Kulturflüssigkeit wurde die Mischung 30 Minuten lang bei 10 000 G der Zentrifugalabscheidung unterzogen, um die Zellen zu entfernen, die überstehende Flüssigkeit wurde auf 4 Liter konzentriert, und 10 Liter Äthanol wurden hinzugefügt, um das Polysaccharid auszufällen, das durch Zentrifugalabscheidung abgetrennt und unter Lieferung von 24 g Polysaccharid getrocknet wurde.

Nach dem Lösen von 10 g des Polysaccharids in 10 Litern Wasser wurde Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N hinzugegeben, die Hydrolyse wurde 6 Stunden bei 100°C durchgeführt und dann wurde die Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Danach wurde die Reaktionsmischung auf 100 ml konzentriert und der Behandlung durch eine mit Sephadex G-25 gefüllten Säule zum Entsalzen und auch um eine Oligosaccharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 zu erhalten, unterzogen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 3,4 g des erwünschten Produktes lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor der Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. dazu mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 35 gezeigt.

Tabelle 35

Die Zahlenwerte in Tabelle 35 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge von Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, daß ohne das Oligosaccharid und das Polysaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 34

In einem Topf von 17 cm × 60 cm 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gebracht und 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) wurden in den Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt.

Kontrollgruppe

Es wird kein Oligosaccharid hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

Eine wässerige Lösung von 11 g oder 2,2 g des Oligosaccharid in 3,6 Litern Wasser wurden zu der Schwarzerde mit 0,125 oder 0,025% der Bodenmenge gegeben, und die Züchtung wurde unter Verwendung der Erde durchgeführt.

Das in dem Test verwendete Oligosaccharid wurde aus 40 Litern flüssigen Kulturmedium hergestellt, das auf dieselbe Weise wie in Beispiel 13 erhalten wird.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 36 gezeigt.

Tabelle 36

VersuchsgruppeMittleres Gewicht pro Chinakohlkopf (g)

Kontrollgruppe4,9 ±1,4 (100) 0,125% Gruppe mit Zusatz5,4 ±1,5 (110) 0,025% Gruppe mit Zusatz5,1 ±1,5 (104)
(n = 40)

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte (%), wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zugabe des Oligosaccharid zu dem Boden mit 0,125% bis 0,025% ein Ertragszuwachs von 4 bis 10% beobachtet.

Beispiel 35

In einem 250 ml Erlenmeyerkolben wurde ein Kulturmedium mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCl₂, 0,1% Natriumglutamat, 0,1% K₂HPO₄, 0,02% MgSO₄ · 7 H₂O, 0,004% CaCl₂ und 10 γ Biotin, 100 γ Thiamin, 2,5 mg FeCl₃ · 6 H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄ · 7 H₂O, 0,01 mg CoCl₂ · 7 H₂O, 0,01 mg CuSO₄ · 5 H₂O und 0,01 mg Na₂MoO₄ · 2 H₂O pro Liter des Kulturmediums als Spurenelemente und nach dem Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten lange bei 120°C, wurde Rhyzobium meliloti IAM 12 611 eingeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 3 Monate lang bei 25°C Lieferung einer ersten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 300 ml des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung wie oben in einen 1 Liter Erlenmeyerkolben gebracht und nach Sterilisieren des Mediums 15 Minuten lang bei 120°C wurde die erste Samenkulturlösung eingeimpft und bei 240 Umdrehungen 3 Tage lang bei 25°C unter Lieferung der zweiten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 20 Liter des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung wie oben in einen 30 Liter Glaskolbenfermenter gefüllt und nach Sterilisieren des Mediums 30 Minuten lang bei 120°C wurden 100 ml der zweiten Samenkulturlösung eingeimpft und bei 200 Umdrehungen pro Minute 6 Tage lang bei 25°C gezüchtet. Dann wurden 20 Liter Wasser zu 20 Litern der erhaltenen Kulturflüssigkeit gegeben, die Mischung wurde 30 Minuten lang bei 10 000 G der Zentrifugalabscheidung unterzogen, um die Zellen zu entfernen, die überstehende gebildete Flüssigkeit wurde auf 4 Liter konzentriert und 10 Liter Äthanol wurden dazugegeben, um Polysaccharid auszufällen, das durch Zentrifugalabscheidung abgetrennt und unter Lieferung von 12 g Polysaccharid getrocknet wurde. Nach dem Lösen von 10 g des Polysaccharids in 10 Litern Wasser wurde dazu Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben und die Hydrolyse wurde 6 Stunden lang bei 100°C durchgeführt. Dann wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert, auf 200 ml konzentriert und unter Verwendung einer mit Sephadex G-25 gefüllten Säule einer Behandlung zum Entsalzen und zum Erhalten einer Oligosaccharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 unterzogen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 4,8 g des erwünschten Produktes lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des so erhaltenen Oligosaccharid und des Polysaccharid vor Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid dazu mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 37 gezeigt.

Tabelle 37

Die Zahlenwerte in Tabelle 37 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligiosaccharid und das Polysaccharid gezüchtet wurde.

Beispiel 36

In einen Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben, und 40 g Chinakohlsamen (Züchtung: Misugikohl) wurden in den Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren wie folgt.

Kontrollgruppe

Oligosaccharid wird nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz:

Eine wässerige Lösung von 22 g oder 2,2 g des Oligosaccharids in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarzerde mit 0,25 oder 0,025% der Bodenmenge gegeben, und die Züchtung wurde unter Verwendung des Bodens durchgeführt.

Das verwendete Oligosaccharid wurde aus 40 Litern der Kulturflüssigkeit gemäß dem in Beispiel 35 beschriebenen Verfahren hergestellt, gefolgt von Hydrolyse mit Salzsäure und Neutralisation.

Die Ergebnisse sind in Tabelle 38 gezeigt.

Tabelle 38

VersuchsgruppeMittleres Gewicht pro Chinakohl

Kontrollgruppe4,6 ±1,6 (100) 0,125% Gruppe mit Zusatz5,1 ±1,4 (111) 0,025% Gruppe mit Zusatz5,0 ±1,7 (109)
(n = 40)

Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte, wobei der Mittelwert der Vergleichsgruppe bei 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zusatz des Oligosaccharid zu dem Boden mit 0,25 oder 0,025% der Ertragsanstieg von 9 bis 11% beobachtet.

Beispiel 37

In einen 250 ml Erlenmeyerkolben wurden 30 ml eines Kulturmediums mit 1% Laktose, 0,5% Pepton, 0,1% KH₂PO₄, 0,05% MgSO₄ · 7 H₂O und 0,0033% Bengale rosa gefüllt und nach Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten bei 120°C wurde Enterobacter cloacae FERM-8968 mit der Menge einer Platinöse eingeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 24 Stunden lang bei 30°C unter Lieferung der ersten Samenkulturlösung gezüchtet.

Dann wurden 300 ml des Kulturmediums mit obiger Zusammensetzung in einen 1-Liter-Erlenmeyerkolben nach einem 15minütigen Sterilisieren bei 120°C gegeben, 10 ml der ersten Samenkulturlösung wurden dazugeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 24 Stunden lang bei 30°C unter Lieferung der zweiten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 20 Liter des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung in einen 30-Liter-Glaszylinderfermenter gegeben, und nach einem 30minütigen Sterilisieren bei 120°C wurden 100 ml der zweiten Samenkulturlösung eingeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 2 Tage lang bei 30°C gezüchtet.

Dann wurden 20 Liter Wasser zu 20 Litern der so erhaltenen Kulturflüssigkeit gegeben, die Mischung wurde 40 Minuten bei 10 000 G der Zentrifugalabscheidung zum Entfernen der Zellen unterzogen, die überstehende gebildete Flüssigkeit wurde auf 3 Liter konzentriert und 7 Liter Äthanol wurden zu dem Konzentrat gegeben, um das Polysaccharid auszufällen, das durch Zentrifugalabscheidung abgetrennt und zur Lieferung von 16 g eines Polysaccharids getrocknet wurde.

Nach dem Lösen von 10 g des Polysaccharids in 1 Liter Wasser wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, die Hydrolyse wurde 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die gebildete Reaktionsmischung wurde mit Natriumhydroxid neutralisiert. Danach wurde die Reaktionsmischung auf 100 ml konzentriert und mit einer mit Sephadex G-25 gefüllten Säule behandelt, wobei das Entsalzen durchgeführt wurde und außerdem eine Oligosaccharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 zurückgewonnen wurde. Die Fraktion wurde dann konzentriert und der Lieferung von 4,2 g des erwünschten Produktes lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% zur Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in der Tabelle 39 gezeigt.

Tabelle 39

Die Zahlenwerte in Tabelle 39 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid und das Polysaccharid gezüchtet wurde.

Wie aus den Ergebnissen der Tabelle 38 ersichtlich, zeigte das Oligosaccharid, das durch Zersetzen des von Enterobacter cloacae erzeugten Polysaccharids erhalten wurde, die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung bei der zugegebenen Menge von 0,025 bis 0,00025%.

Andererseits zeigte das von Enterobacter cloacae erzeugte Polysaccharids die wachstumbeschleunigende Wirkung bei 0,025 bis 0,0025%.

Beispiel 38

In einen Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben, und 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) wurden in dem Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren wie folgt.

Kontrollgruppe

Oligosaccharid wird nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz auf der Blattoberfläche

Eine wässerige Lösung von 160 mg oder 16 mg Oligosaccharid in 80 ml Wasser wurde auf die Blattoberflächen von Chinakohl alle 7 Tage während der Züchtung aufgetragen.

Das verwendete Oligosaccharid wird auf dieselbe Weise wie in Beispiel 37 hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 40 gezeigt.

Tabelle 40

VersuchsgruppeMittleres Gewicht pro Chinakohlkopf

Kontrollgruppe4,9 ±1,4 (100) Gruppe mit Zusatz auf der Blattoberfläche
(0,4 mg/Kopf)7,3 ±1,4 (149) Gruppe mit Zusatz auf der Blattoberfläche
(0,4 mg/Kopf)7,1 ±1,5 (145)
(n = 40)

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte (%), zusammen mit dem Mittelwert der Vergleichsgruppe, der zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zugabe des Oligosaccharids auf die Blattoberfläche von Chinakohl mit einer Menge von 0,4 mg oder 4,0 mg pro Kopf der Ertragszuwachs von 45 bis 49% erhalten.

Beispiel 39

Nach Lösen von 1 mg eines von Zoogloea ramigera erzeugten Polysaccharids (hergestellt von Sigma Co.) in 1 Liter Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Hydrolisieren des Polysaccharids 4 Stunden lang bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Die Lösung mit dem zersetzten Produkt wurde auf 50 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25 gefüllte Säule geleitet, um die Entsalzung durchzuführen und auch um eine Fraktion mit einem Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 10 bis 12 wiederzugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 320 mg Oligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor der Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. zu der Menge Leitungswasser mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 41 gezeigt.

Tabelle 41

Die Zahlenwerte in Tabelle 40 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid etc. gezüchtet wurde.

Beispiel 40

Nach dem Lösen von 50 g Xanthangummi (hergestellt von Sigma Co.) einem im Handel erhältlichen Polysaccharid, das von Mikroorganismen der Gattung Xanthomonas erzeugt wird in 5 Litern Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 7 Stunden bei 100°C wurde die Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Dann wurde die Lösung mit dem zersetzten Produkt auf 500 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25 gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und außerdem um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 wiederzugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 21 g Oligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor der Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Nabelkraut- Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. dazu mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% der Menge des Leitungswassers gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 42 gezeigt.

Tabelle 42

Die in Tabelle 42 gezeigten Zahlenwerte sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid etc. gezüchtet wurde.

Beispiel 41

In einem Topf mit 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben, und 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) wurden in dem Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt:

Kontrollgruppe

Oligosaccharid wird nicht hinzugefügt.

Gruppe mit Zusatz

Eine wässerige Lösung von 2,2 g des Oligosaccharids in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarzerde mit einem Verhältnis von 0,025% gegeben, und die Züchtung wurde unter Verwendung des Bodens durchgeführt.

Das verwendete Oligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 40 hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 40 gezeigt.

Tabelle 43

VersuchsgruppeMittleres Gewicht pro Chinakohlkopf

Kontrollgruppe4,8 ±1,3 (100) 0,025% Gruppe mit Zusatz5,0 ±1,4 (104)
(n = 40)

Der Zahlenwert in der Klammer ist der Wert (%), wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe, der zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zusatz des Oligosaccharids zu dem Boden mit 0,025% der Ertragszuwachs von 4% erhalten.

Beispiel 42

Nach dem Lösen von 10 g Gellan Gummi (hergestellt von Sanei Kagaku Kogyo K. K.), einem im Handel erhältlichen von Pseudomonas elodea hergestellten Produkt in 10 Liter Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 1,0 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 15 Minuten lang bei 120°C wurde die Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Dann wurde die Lösung mit dem Zersetzungsprodukt auf 1000 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25 gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und auch um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 wiederzugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 1,3 g des Oligosaccharids getrocknet.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Außerdem wurde der Versuch, Gerangummi zu der Schwarzerde mit 0,025% zu geben, auf dieselbe Weise wie oben durchgeführt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 44 gezeigt.

Tabelle 44

Die Zahlenwerte in Tabelle 44 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die Mittelwerte des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid etc. gezüchtet wurde zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 43

Nach dem Lösen von 1 g Nigeran, einem im Handel erhältlichen, von Aspergillus niger erzeugten Polysaccharid in 1 Liter Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 4 Stunden lang bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Die Lösung mit dem Zersetzungsprodukt wurde auf 50 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25 gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und auch um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 wiederzugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 410 mg Oligosaccharid getrocknet.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. zu der Menge des Leitungswassers mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 45 gezeigt.

Tabelle 45

Die Werte in Tabelle 45 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die der Kontrolle zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 44

Nach dem Lösen von 100 mg Mannan, einem im Handel erhältlichen von Saccharomyces cerevisiae erzeugten Polysaccharid in 100 ml Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 6 Stunden lang bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Die das Zersetzungsprodukt enthaltende Lösung wurde auf 10 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25 gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und auch um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 zu sammeln. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 36 mg Oligosaccharid getrocknet.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor dem Zersetzen wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 46 gezeigt.

Tabelle 46

Die Zahlenwerte in Tabelle 46 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon in jedem Fall, wobei die des Kaiware Daikon der Kontrolle zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 45

Nabelkrautsamen, die mit Oligosaccharid mit einem Verhältnis von 2,5 q bis 100 γ pro Samenkorn beschichtet sind, wurden durch Aufsprühen eines Gewichtsteils einer wässerigen Lösung mit 0,7 bis 0,025% des Oligosaccharids, das durch Zersetzen des Polysaccharids erhalten wird, das von Enterobacter cloacae FERM P-8968 mit dem in Beispiel 37 beschriebenen Verfahren erzeugt wird und mit 0,75% Natriumalginat auf ein Gewichtsteil Nabelkrautsamen und durch Trocknen der Samen im Luftstrom bei 40 bis 50°C hergestellt.

Dann wurden 50 Körner des Oligosaccharid beschichteten Samens auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5000 Lux gezüchtet.

Als Kontrolle wurden unbeschichtete Nabelkrautsamen auf dieselbe Weise gezüchtet. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 47 gezeigt.

Tabelle 47

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte (%), wobei die Mittelwerte der Kontrolle zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 46 ersichtlich, wurde bei Verwendung von Samen, die mit dem Oligosaccharid mit 5 bis 100 pro Samenkorn beschichtet sind, die wachstumbeschleunigende Wirkung von 108 bis 131% bei der Stiel-Blattlänge und von 131 bis 243% bei der Wurzellänge im Vergleich zu Samen, die nicht mit dem Oligosaccharid beschichtet sind, beobachtet.

Es ist für den Fachmann offensichtlich, das die vorangehenden Beispiele den Umfang der Erfindung nicht einschränken.

Claims (7)

1. Verfahren zur Pflanzenzucht, wobei man ein das Pflanzenwachstum beschleunigendes Oligosaccharid verwendet.

2. Verfahren nach Anspruch 1, wobei das Oligosaccharid wenigstens eines der folgenden ist: Alginsäureoligosaccharid, Xylooligosaccharid, ein durch Zersetzen eines Zellwandpolysaccharids einer Pflanze erhaltenes Oligosaccharid, Polygalakturonsäureoligosaccharid, Pektinoligosaccharid, Glukomannanoligosaccharid, Agarooligosaccharid, Zellooligosaccharid, Inuloligosaccharid, Mannanoligosaccharid, Fucoidanoligosaccharid, Gummiarabikumoligosaccharid, Polyglykolalginsäureoligosaccharid, Karrageenoligosaccharid und ein Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines von Mikroorganismen erzeugten Polysaccharids erhalten wird.

3. Verfahren nach mindestens einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man Samen verwendet, die mit dem pflanzenwachstumbeschleunigenden Oligosaccharid mit 5 bis 100 γ pro Samenkorn beschichtet sind.

4. Verfahren nach mindestens einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man auf die Blattoberfläche einer Pflanze eine wäßrige Lösung des pflanzenwachstumbeschleunigenden Oligosaccharids mit 20 γ/ml bis 200 γ/ml aufbringt.

5. Verfahren nach mindestens einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man in den Boden eine wäßrige Lösung des pflanzenwachstumbeschleunigenden Oligosaccharids von 30 γ/ml bis 350 γ/ml in einem Verhältnis von 0,5 bis 5,0 kg pro Hektar einbringt.

6. Verfahren nach mindestens einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man das pflanzenwachstumbeschleunigende Oligosaccharid mit einem flüssigen Wasserkulturdüngemittel in einer Konzentration von 2,5 γ/ml bis 250 γ/ml mischt.

7. Verfahren nach mindestens einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei man das pflanzenwachstumbeschleunigende Oligosaccharid auf ein zu verwendendes Düngemittel schichtet oder das Oligosaccharid mit dem Düngemittel in einem Verhältnis von 0,1 bis 0,5% mischt.