DE3735365C2 - Verfahren zur Beschleunigung des Pflanzenwachstums - Google Patents

Description

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur Beschleuni­ gung des Pflanzenwachstums, mit dem wirksam Landwirt­ schaftsprodukte erzeugt werden können, indem auf die Pflanzen oder den Boden die Abbauprodukte eines Polysac­ charids mit einer wachstumbeschleunigenden Wirkung auf Pflanzen, oder ein Oligosaccharid, welches Hauptbestandteil der Abbauprodukte ist, ausgebracht werden.

Wichtig für die Erzeugung von Landwirtschaftsprodukten durch Beschleunigung des Wachstums von Landwirtschaftspflan­ zen ist, den Ertrag pro Flächeneinheit zu steigern und ferner die Anbauhäufigkeit zu steigern. Als wachstumbeschleunigende Stoffe für Pflanzen werden Pflanzenhormone wie Gibberellin und Auxin angeführt, aber solch ein Pflanzenhormon hat verschiedene Wirkungen auf Pflanzen; d. h. einige Wirkungen des Pflanzenhormons sind nützlich für die Pflanze, aber andere Wirkungen sind manchmal schädlich für die Pflanze und deswegen ist die praktische Verwendung eines solchen Pflanzenhormons auf bestimmte Fälle beschränkt. Andererseits ist kürzlich beschrieben worden, daß ein Oligosaccharid, welches durch Abbau eines die Zellwände von Pflanzen bildenden Polysaccharids erhalten wurde, eine wichtige Rolle als Substanz zur Kontrolle des Wirtspflanzenschutzes und der Differenzierung der Pflanze selbst hat.

Beispielsweise wird berichtet, daß Oligogalakturonsäure bei der Sojabohne eine die Synthese einer antibakteriellen Substanz beschleunigende Wirkung (Phytoalexin (Fight alexin)) zur Steigerung der Widerstandsfähigkeit der Sojabohne gegenüber Krankheitskeimen hat und auch, daß im Gegensatz hierzu ein aus der Ahornzellwand hergestelltes Oligosaccharid (Xyloglukan) die Wirkung hat, die wachstumsbeschleunigende Wirkung von Auxin beim Erbsensämling zu unterdrücken.

Weiter ist in Chemical Abstracts 104: 48743 (1986) be­ schrieben, daß von Pflanzenzellwänden freigesetzte Oligo­ saccharide Einfluß auf Morphogenese, Zellwachstum, Blüte­ zeit und Wurzelung der Pflanzen haben können.

US 42 83 219 beschreibt agrochemische Mittel (und de­ ren Verwendung als Dünger), die auf polymeren Hydrocyansäu­ ren basieren, die durch Umsetzung mit aminoplastbildenden Mitteln und Carbonylverbindungen oder deren Kondensations­ produkten stabilisiert sind. Dabei sind als mögliche Zusät­ ze unter vielen anderen auch Mono-, Di-, Oligo- und Poly­ saccharide genannt, wobei die selektive Verwendung von das Pflanzenwachstum beschleunigenden Oligosacchariden jedoch nicht nahegelegt wird.

DE 36 18 058 C1 beschreibt ein Verfahren zum Granulie­ ren von wasserlöslichen Düngemitteln, wobei dem Granulier­ gut Substanzen aus der Klasse der Mono-, Di- und Polysac­ charide zugesetzt werden, um unerwünschte Prozesse in ange­ feuchteten Kieseritmischungen zu verzögern und die Gefüge­ lockerung in gelagerten Granalien zu unterdrücken.

WO 85/00002 betrifft schließlich ein Verfahren zur Kultivierung von Pilzen auf einem Bett, welches hauptsächlich ein cellulosehaltiges Material und, in begrenzten Men­ gen, Protein- und Stärkesubstanzen enthält, wobei auf die Art der verwendeten Oligosaccharide allerdings nicht einge­ gangen wird.

Wie oben beschrieben, ist die Wirkung eines Oligosac­ charids abweichend von einem Pflanzenhormon ziemlich spezifisch.

Aufgabe dieser Erfindung ist es, die Produktionsleis­ tung von Landwirtschaftsprodukten zu steigern, indem bei der Produktion von Landwirtschaftsprodukten ein bestimmtes Oligosaccharid verschiedener Oligosaccharide mit einer pflanzenwachstumbeschleunigenden Wirkung verwendet wird.

Als Ergebnis verschiedener Untersuchungen bei Oligosac­ chariden mit einer pflanzenwachstumbeschleunigenden Wirkung wurde erfindungsgemäß entdeckt, daß einige der Abbauprodukte, die durch Abbau von Polysacchariden mit einer Säure oder einem Enzym erhalten werden, oder Oligosaccharide, die die Hauptbestandteile der Abbauprodukte sind, eine wachstumsbe­ schleunigende Wirkung bei Wurzeln, Stengeln und Blättern von Pflanzen haben.

Erfindungsgemäß wird ein Verfahren zur Beschleunigung des Pflanzenwachstums gemäß Anspruch 1 zur Verfügung ge­ stellt, wobei man wenigstens eines der folgenden Oligosaccha­ ride auf die Pflanzen, deren Samen oder den Boden aufbringt:
Alginsäureoligosaccharid, Xylooligosaccharid, ein durch Zersetzen eines Zellwandpolysaccharids einer Pflanze erhal­ tenes Oligosaccharid, Polygalakturonsäureoligosaccharid, Pektinoligosaccharid, Glukomannanoligosaccharid, Agarooli­ gosaccharid, Zellooligosaccharid, Inuloligosaccharid, Man­ nanoligosaccharid, Pucoidanoligosaccharid, Gummiarabikumo­ ligosaccharid, Polyglykolalginsäureoligosaccharid, Karra­ geenoligosaccharid und ein Oligosaccharid, das durch Zer­ setzen eines von Mikroorganismen erzeugten Polysaccharids erhalten wird.

Die Polysaccharide, die als Rohstoffe für das erfin­ dungsgemäße Oligosaccharid verwendet werden können, schließen verschiedene von Mikroorganismen (z. B. Wurzelzonen-Rhizobak­ terien) erzeugte Polysaccharide wie Alginsäure, Xylan, Zellwandpolysaccharide von Pflanzen, Polygalakturonsäure, Pektin, Glukomannan, Agarose, Zellulose, Inulin, Mannan, Fukoidin, Gummiarabikum, Polyglykolalginsäure, Karrageen etc. ein. Es ist neu, daß die Abbauprodukte solcher Polysac­ charide oder Oligosaccharide, die die Hauptbestandteile dieser Abbauprodukte sind, eine pflanzenwachstumbeschleuni­ gende Wirkung haben.

Für das erfindungsgemäße Verfahren geeignete Pflanzen sind grüne Pflanzen wie Kaiware Daikon, Keimblattrettich, gezüchteter Rettich mit weißen Stielen und Keimblatt, Amömlein (Cryotaenia Japonica Hassk), Chinakohl, Kopfsalat, Spinat, Rettich, Kartoffel, die eßbare Zehrwurzel etc., Getreide wie Reis, Weizen, Mais etc. und andere Landwirtschaftsprodukte wie Blumenblätter, Früchte etc.

Das erfindungsgemäße Oligosaccharid mit einer das Pflanzenwachstum beschleunigenden Wirkung ist ein Abbaupro­ dukt obiger Polysaccharide oder eines dasselbe enthaltenden Naturproduktes mit einer Säure oder einem Enzym, oder das Oligosaccharid, das Hauptbestandteil des Abbauprodukts ist, und wird als Substanz mit pflanzenwachstumbeschleunigenden Wirkung definiert. Das erfindungsgemäße Oligosaccharid wird beispielsweise für jede Substanz folgendermaßen definiert:

(1) Alginsäureoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist eine Oligosaccharidzusammen­ setzung, die durch Abbau von Alginsäure, Natriumalginat, Algen, die Alginsäure enthalten wie Seetang (Laminaria) etc., einem von Mikroorganismen erzeugten Polysaccharid etc. mit einem Enzym wie Alginsäurelyase etc., oder durch Hydrolysieren obiger Substanzen mit einer Säure wie Salzsäure etc. erhalten wird, und die die Oligosaccharide bildenden Hauptsaccharidbestandteile sind Guluronsäure und/oder Mannuronsäure. Die Zusammensetzung des Alginsäureoligo­ saccharids enthält nur Guluron- oder Mannuronsäure mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20, oder die durch eine Verbindung von Guluronsäure und Mannuronsäure gebildeten Oligosaccharide, eine Zusammensetzung aus Guluron- und Mannuronsäure, oder ferner eine Zusammensetzung auf, die durch Erhitzen der vorhergenannten Zusammensetzung für 15 bis 180 Minuten bei einer Temperatur von 100 bis 130°C bei einem pH-Wert von 1 bis 3 erhalten wird.

Obige Zusammensetzung wird beispielsweise folgender­ maßen hergestellt.

Als Alginsäure als Ausgangsstoff können beliebige Alginsäure enthaltende Ausgangsstoffe, beispielsweise im Handel erhältliche Alginsäure oder Natriumalginat, Algen, die Alginsäure enthalten, wie Laminaria, Ecklomia cava, Lessonia, Durvilla etc., Alginsäure ähnliche Polysaccharide, die von Mikroorganismen wie Pseudomonas etc. erzeugt werden, verwendet werden.

In der Beschreibung handelt es sich, wenn nicht anders angegeben, um Gewichtsteil- und Gewichtsprozentangaben.

Als Mittel zum Zersetzen der Alginsäure kann ein Zersetzungsverfahren mit einer Säure wie Salzsäure, Schwefel­ säure etc. und ein Abbauverfahren mit einem Enzym wie Alginsäurelyase etc. verwendet werden. Im Falle des Abbaus der Alginsäure mit einer Säure kann das Alginsäureoligosa­ ccharid beispielsweise hergestellt werden, indem 100 Teile Wasser zu 5 Teilen Natriumalginat zum Lösen der Alginsäure hinzugefügt werden, indem dazu 3 Teile konzentrierter Salzsäure gegeben werden, nachdem die Alginsäure 2 bis 4 Stunden bei 90 bis 100°C hydrolysiert wurde, Filtrieren der Reak­ tionsmischung, Neutralisieren des so erhaltenen Filtrats mit Natriumhydroxid und Konzentrieren des neutralisierten Erzeugnisses. Im Fall des Zersetzens der Alginsäure mit Al­ ginsäurelyase kann das Alginsäureoligosaccarid beispiels­ weise hergestellt werden, indem 100 Teile Wasser zu 5 Teilen Natriumalginat, um die Alginsäure zu lösen, hinzugefügt werden, der pH-Wert der Lösung auf den für die Enzymwirkung optimalen Wert eingestellt wird, dazu ein Enzym mit 100 bis 4.000 Einheiten pro Gramm Natriumalginat gefügt wird und beide Bestandteile 24 bis 48 Stunden bei der für die Enzymwirkung optimalen Temperatur umgesetzt werden.

Wenn ein Verdauungstraktenzym des Seeohrs (Abalone Aceton Powder, Handelsname, hergestellt von Merck & Co., Inc.) als Alginsäurelyase verwendet wird, liegt der optimale pH-Wert für die Wirkung des Enzyms bei 7 bis 8, und die optimale Temperatur beträgt 20 bis 35°C.

Die Enzymaktivität der Alginsäurelyase, durch die die Extinktion des Systems bei 230 nm in 30 Minuten um 0,01 erhöht wird, wenn das Enzym auf eine wässerige 0.2%-ige Natriumalginatlösung bei 30°C und einem pH-Wert von 7,0 einwirkt, wird als 1 Einheit definiert.

Wenn das Oligosaccharid direkt aus Algen erhalten wird, kann das Alginsäureoligosaccharid beispielsweise direkt aus Seetang (Laminaria) hergestellt werden, indem 1.300 Teile Wasser zu 40 Teilen trockenem Seetang gegeben werden, nachdem der pH-Wert der Mischung auf 11 eingestellt wurde, der Seetang mittels eines Homogenisators pulverisiert wird, die Mischung auf 60°C 3 Stunden lang erhitzt wird, nachdem deren pH-Wert auf 5,5 eingestellt wurde, Zellulase (Meicelase, Handelsname, hergestellt von Meiji Seika Kaisha, Ltd.) in einer Menge von 0,5% zu dem Feststoffgehalt hinzugefügt wird, die Reaktion 20 Stunden lang bei 40°C durchgeführt wird, der pH-Wert der Reaktionsmischung auf 7,0 eingestellt wird, dazu Alginsäurelyase mit 1.000 Einheiten pro Gramm der festen Bestandteile hinzugefügt wird, und die Reaktion dann 48 Stunden lang bei 30°C durchgeführt wird.

Das so erhaltene Alginsäureoligosaccharid ist hauptsäch­ lich aus Mannuronsäure oder Guluronsäure zusammengesetzt und ist irgendeine Zusammensetzung, welche nur Guluronsäure oder nur Mannuronsäure mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 enthält, oder das Oligosaccharid ist aus einer Kombination von Guluronsäure und Mannuronsäure oder einer Mischung aus Guluronsäure und Mannuronsäure zusammengesetzt.

Der Gehalt des Alginsäureoligosaccharids in den, wie oben beschrieben erhaltenen Abbauprodukten, hängt von der Art des verwendeten Ausgangsstoffs ab, aber wenn die Abbauprodukte beispielsweise durch enzymatisches Zersetzen von Natriumalginat als Ausgangsstoff hergestellt werden, beträgt der Gehalt des Alginsäureoligosaccharids 40 bis 100% der festen Bestandteile in den Erzeugnissen. Auch wenn Algen, wie Seealgen, als Ausgangsstoff verwendet werden, beträgt der Gehalt 10 bis 20% der festen Bestandteile.

Wenn dieses Alginsäureoligosaccharid bei Pflanzen angewendet wird, indem die Samen damit beschichtet werden, indem es zu dem Boden gegeben oder auf die Blattoberflächen als 0,25 bis 0,00025%-ige wäßrige Lösung gesprüht wird, oder indem es einem flüssigem Düngemittel für Wasserkulturen zugegeben wird, wird das Wachstum der Wurzel oder der übererdigen Pflanzenanteile beschleunigt, was zu einem verbesserten Ertrag der Landwirtschaftserzeugnisse führt. Obige Wirkung wird weiter gesteigert indem die Zusammen­ setzung bei einer Temperatur von 100 bis 120°C und bei einem pH-Wert von 1 bis 3, vorzugsweise von 2,0 bis 3,0, 15 bis 180 Minuten lang wärmebehandelt wird. Außerdem zeigte unzersetzte Alginsäure oder Natriumalginat keinerlei das Pflanzenwachstum beschleunigende Wirkung, wie im nachfolgend beschriebenen Beispiel 1 gezeigt ist.

(2) Xylooligosaccharid

Xylooligosaccharid ist ein Abbauprodukt (oder ein Oligosaccharid seines Hauptbestandteils), das durch Abbau von β-1,3-Xylan, β-1,4-Xylan, oder der Hemizellulosebe­ standteile von Xylan enthaltenden Gemüsen oder Pflanzen wie Maiskolben, Reisstroh, Hölzern etc. oder Algen, die zu den Rotalgen (Rhodophyceae) oder Grünalgen (Chlorophyceae) gehören, wie Rhodymenia Palmata, Caulerpa Racemosa etc. gehören, mit einer Säure wie Salzsäure etc., oder einem Enzym wie Xylanase etc. gebildet wird. Das das Oligosaccharid bildende Saccharid ist hauptsächlich Xylose, welche geringe Mengen von Uronsäure, Rhamnose etc. enthält und das Xylo­ oligosaccharid ist obiges Oligosaccharid mit einem Polymeri­ sationsgrad von 2 bis 10 oder eine Zusammensetzung, die es enthält.

Obiges Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt. Nachdem der pH-Wert einer 2,5%-igen wässerigen Lösung von im Handel erhältlichen Xylan auf 5,0 eingestellt wurde, wurde Meilase (Handelsname, herge­ stellt von Meiji Seika Kaisha, Ltd.) als ein Xylase enthal­ tendes Enzym der Lösung in einer Menge von 10 mg pro Gramm Xylase zugegeben, und die Mischung wurde 48 Stunden lang bei 40°C umgesetzt. In der Reaktionsmischung wurde 66% Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 7 und 34% Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von wenigstens 8 gebildet. Das Fraktionieren der Oligosaccharide konnte durch Filtrieren durchgeführt werden. Beispielsweise konnten die Oligosaccharide mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 7 aus der Reaktionsmischung durch Säulenchromatographie unter Verwendung des Polyacrylamidgels Biogel P-2 (Handelsname, herge­ stellt von den Bio-Rad Laboratorien, Californien, USA) isoliert werden.

Xylan ist ein Polysaccharid, das Xylose als Saccharid­ bestandteil enthält und schließt β-1,4-Xylan, wobei die Bindung zwischen den Xyloseresten hauptsächlich eine β-1,4- Bindung ist und β-1,3-Xylan ein, wobei die Bindung zwischen den Xyloseresten hauptsächlich eine β-1,3-Bindung ist. β-1,4- Xylan ist auch in Maiskolben, Reisstroh, Hemizellulose A Bestandteil von Landpflanzen etc. vorhanden und β-1,3-Xylan ist in Rotalgen wie Rhodymenia Palmata etc. oder Grünalgen wie Caulerpa Racemosa etc. vorhanden. Das durch Abbau eines solchen Xylans mit einer Säure oder einem Enzym erhaltene Xylooligosaccharid wird β-1,3-Xylooligosaccharid oder β-1,4- Xylooligosaccharid genannt.

(3) Oligosaccharid, welches durch den Abbau der Polysaccharide von Pflanzenzellwänden erhalten wird

Das Zellwandpolysaccharid einer Pflanze ist die Pflanzenzellwand selbst oder ein Polysaccharid zwischen den Zellen und ist eine Mischung von Polysacchariden wie Zellulose, Xyloglukan, Xylan, β-Glukan, Arabinan, Arabinogal­ aktan, Rhamnogalakturonan, Pektin, Arabinoxylan, Polygalak­ turonsäure, Galaktan etc. Das Oligosaccharid ist das Abbauprodukt, welches durch Abbau eines solchen Zellwandpoly­ saccharids mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid als Hauptbestandteil der Abbauproduk­ te. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharide sind Glukose, Xylose, Arabinose, Rhamnose, Galaktose, Galakturonsäure, Galakturonsäurederivate, Mannose etc. und sind eine Mischung von Oligosacchariden mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10.

Ein solches Oligosaccharid wird folgendermaßen herge­ stellt.

Ausgangsstoffe für das Zellwandpolysaccharid sind die Pflanze selbst, ein von einer Pflanze erhaltener Kallus, eine durch Kultur des Kallus erhaltene Kulturflüssigkeit etc. Außerdem kann als Ausgangsmaterial ein Extrakt verwendet werden, der durch Vorbehandlung einer Pflanze, wie Zerklei­ nern und Extrahieren der Polysaccharide aus der zerkleinerten Pflanze mit Wasser, einer wässerigen alkalischen Lösung, einer neutralen wässerigen Salzlösung etc. erhalten wird, ebenso wie Polysaccharide, die aus obigem Extrakt unter Verwendung eines organischen Lösungsmittels wie einem Alkohol etc., gefolgt von Reinigen, abgetrennt werden.

Das Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 1 bis 5% gelöst und nachdem dazu eine Säure wie Salzsäure mit einer Konzentration von 1 bis 5% gefügt wurde, wird das Polysac­ charidlysaccharid 1 bis 4 Stunden bei 80 bis 100°C hydroly­ siert, wobei das Oligosaccharid in der zersetzten Flüssigkeit gebildet werden kann. Wenn eine Pflanze oder Kallus als Ausgangsstoff verwendet wird, kann eine Oligosaccharid enthaltende Flüssigkeit hergestellt werden, indem eine Pflanze oder Kallus zerkleinert werden, 1 bis 5% Säure wie Salzsäure etc. zu dem zerkleinerten Produkt hinzugefügt werden, um 1 bis 6 Stunden bei 80 bis 100°C die Hydrolyse durchzuführen und, nach dem Neutralisieren des Produktes, die zersetzten Rückstände von dem Produkt durch Filtration etc. entfernt werden. Außerdem kann das Oligosaccarid, im Falle eines Zersetzens mit einem Enzym durch Einstellen des pH-Wertes einer wässerigen Lösung mit 1 bis 5% Zellwandpoly­ saccharid, oder des zerkleinerten Produktes einer Pflanze oder Kallus auf den für die Wirkung des verwendeten Enzyms optimalen pH-Wert und durch Abbau mit einem Enzym 4 bis 48 Stunden lang unter den für die Wirkung des Enzyms optimalen Temperaturbedingungen erhalten werden. Als Enzym wird vorzugsweise ein Enzym mit zersetzenden Aktivitäten gegenüber verschiedenen Substraten verwendet, da die Zellwand verschiedene Polysaccharide enthält, insbesondere wird ein Zellulasepräparat vorgezogen. Beispiele eines solchen Enzyms sind Meicelase (Handelsname, hergestellt von Meiji Seika Kaisha, Ltd.), Zellulase Onozuka R-10 (Handelsname, herge­ stellt von Kinki Yakult Seizo K.K.), Zellulase Ap (Han­ delsname, hergestellt von Amano Seiyaku K.K.), Macerozyme (Handelsname, hergestellt von Yakult Co., Ltd.), etc. Vorzugsweise beträgt die hinzugefügte Menge des Enzyms 1 bis 50 mg pro Gramm Polysaccharid als Substrat.

(4) Polygalakturonsäureoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Polygalakturonsäure mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Der Saccharid­ bestandteil ist Galakturonsäure, der Polymerisationsgrad des Oligosaccharids beträgt 2 bis 10.

Das Oligosaccharid wird folgendermaßen hergestellt.

Polygalakturonsäure wird in Wasser unter Bildung einer 2%-igen wässerigen Lösung von Galakturonsäure gelöst, zu der Lösung wird Salzsäure mit einer Konzentration von 2% gefügt, nachdem die Hydrolyse der Säure 3 Stunden lang bei einer Temperatur von 90 bis 100°C durchgeführt wurde, wird die Reaktionsmischung neutralisiert, die Zersetzungsrückstände werden von der Reaktionsmischung abgefiltert und das erhaltene Filtrat wird konzentriert, um eine wässerige Lösung mit Polygalakturonsäureoligosaccharid zu liefern.

Im Falle des Zersetzens mit einem Enzym, kann das Oligosaccharid hergestellt werden, indem der pH-Wert einer 2%-igen wässerigen Polygalakturonsäurelösung auf 5,0 eingestellt wird, dazu Pektinase in einer Menge von 10 mg pro Gramm Substrat gefügt wird und die Säure darauf 6 Stunden lang bei 50°C zersetzt wird.

Die das Oligosaccharid enthaltende Lösung kann, wenn nötig, je nach ihrem Zweck durch Aktivkohle entfärbt, oder durch Gelfiltration oder ein Ionenaustauscherharz gereinigt werden.

(5) Pektinoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Pektin mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ist ein Oligosaccharid, das der Hauptbe­ standteil des Zersetzungsproduktes ist. Die das Oligosac­ charid bildenden Saccharidbestandteile sind Galakturonsäure und Galakturonsäuremethylester und der Polymerisationsgrad beträgt 2 bis 10.

Das Pektinoligosaccharid kann ebenso wie das Polygalak­ turonsäureoligosaccharid hergestellt werden.

(6) Glukomannanoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Hydrolyse von Glukomannan oder Glukomannan enthaltendem Konjac (Amorphophallus konjac C. Koch) mit einem Enzym erhalten wird, das Glukomannan als Substrat verwenden kann, wie Endo-1,4-β-D-Mannase, etc., oder durch Hydrolyse obiger Substanz mit einer Säure wie Salzsäure etc., oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungspro­ duktes ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbe­ standteile sind Mannose und Glukose. Das Glukosemannan­ oligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid kann beispielsweise auf folgende Weise hergestellt werden.

Als Ausgangsstoff kann Glukomannan oder Glukomannan enthaltendes Konjak verwendet werden. Zur Zersetzung von Glukomannan kann ein Zersetzungsverfahren mit einem Enzym wie Mannase etc. verwendet werden. Das Glukomannanoligosaccharid kann beispielsweise hergestellt werden, indem 100 Teile Wasser zu 2 Teilen Glukomannan unter Bildung einer wässerigen Glukomannanlösung gegeben werden, dazu 3 Teile konzentrierter Salzsäure gefügt werden, 1 bis 4 Stunden bei 90 bis 100°C die Hydrolyse durchgeführt wird, die Reaktionsmischung gefiltert wird und das Filtrat konzentriert wird, nachdem das so gebildete Filtrat mit Natriumhydroxid neutralisiert wurde.

Wenn mit Mannase zersetzt wird, kann das Oligosaccharid außerdem hergestellt werden, indem 2 Teile Glukomannan in 100 Teilen Wasser gelöst werden, der pH-Wert der Lösung auf den für die Wirkung des Enzyms optimalen Wert eingestellt wird und die Reaktion 10 bis 48 Stunden bei der für die Wirkung des Enzyms optimalen Temperatur durchgeführt wird. Als Mannase kann ein von Rhizopus niveus erzeugtes Enzym, ein von Aspergillus niger erzeugtes Enzym, ein im Handel erhältliches Zellulasepräparat mit Mannaseaktivität etc. verwendet werden.

Obige Reaktionsmischung kann unter Verwendung von Aktivkohle etc. entfärbt oder unter Verwendung eines Ionenaustauschharzes entsalzt werden.

Glukomannan wird auch "Konjak Manna" genannt und die Saccharidbestandteile, die es bilden, sind Glukose und Mannose. Das durch Zersetzen solcher Polysaccharide erhaltene Oligosaccharid ist ein Heterooligosaccharid, das aus Glukose und Mannose zusammengesetzt ist, und ein typisches Beispiel für Epicellobiose (O-β-D-Glukopyranasyl-(1-4)-D-Mannopyrana­ se) ist.

(7) Agarooligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist das Zersetzungsprodukt, das gebildet wird, indem Agar, Agarose, Agaropektin, oder zu den Rotalgen gehörende und diese Bestandteile enthaltende Algen wie Gelidium amansii Lamouroux etc. mit einer Säure wie Salzsäure etc., oder einem Enzym wie Agarase etc. zersetzt werden, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Galaktose, 3,6-Anhydrogalaktose, 6-0-Methylgalaktose, Xylose und Glukuronsäure. Das Agarooli­ gosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Der pH-Wert einer 1%igen wässerigen Lösung von im Handel erhältlicher Agarose wird auf 6,0 eingestellt, zu der Lösung wird Agarase in einer Menge von 40 Einheiten pro Gramm Agarose gefügt und, nachdem die Reaktion 72 Stunden bei 40°C durchgeführt wurde, wird die erhaltene Reaktionsmischung entfärbt.

Danach wird das Agarooligosaccharid durch Entsalzen mit einem Ionenaustauscherharz erhalten.

(8) Zellooligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist das Zersetzungsprodukt, das erhalten wird, indem Zellulose, eine Gerüstsubstanz einer Zellulose enthaltenden Pflanze, die Zellmembranen von Mikroorganismen, die Mantelmembranen beispielsweise eines Acidians (Viscum album L.), Booshuu acidian, oder ein Zellulosederivat wie Karboxymethylzellulose mit einem Enzym wie Zellulase, oder einer Säure wie Salzsäure, Schwefelsäure, hydrolisiert wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zer­ setzungsproduktes ist.

Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Glukose und seine Derivate.

Zellooligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine Zusammen­ setzung des Oligosaccharids ein.

So eine Zusammensetzung wird beispielsweise folgender­ maßen hergestellt. Nachdem 2 Teile Salzsäure und 2 Teile Schwefelsäure zu einem Teil der pulverisierten Zellulose (Avicell, Handelsname, hergestellt von Asahi Kasei Kogyo Co., Ltd.) als Ausgangsstoff zum Lösen der Zellulose zugefügt wurden, werden ferner 12 Teile Salzsäure zu der Lösung gegeben und die Reaktion wird 5 Stunden bei 20 bis 25°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wird die erhaltene Reaktionsmischung neutralisiert, auf übliche Weise wie durch Gelfiltration und Elektrodialyse entsalzt, konzentriert und, wenn nötig, getrocknet, um Zellooligosaccharid zur Verfügung zu stellen.

(9) Inulooligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das erhalten wird, indem Inulin oder Inulin enthaltender Helianthus tuberosus L. mit Inulinase oder einer Säure wie Salzsäure, Oxalsäure etc. hydrolysiert wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungspro­ duktes ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbe­ standteile sind Fruktose und Glukose. Das Inulooligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine Zusammensetzung davon ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Hinzufügen von 4 Teilen Wasser zu einem Teil Helianthus tuberosus L., gefolgt von Zerkleinern, wird dazu Oxalsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N gefügt und die Hydrolyse wird 1 Stunde lang bei 60°C durchgeführt. Danach wird die Reaktionsmischung mit Calciumkarbonat neutralisiert und, nachdem die Rückstände durch Filtration entfernt wurden, wird das Filtrat konzentriert und, wenn nötig, getrocknet, um Inulooligosaccharid zur Verfügung zu stellen.

(10) Mannanoligosaccharid

Dieses Oligosaccarid ist ein Zersetzungsprodukt von Mannan (β-1,4-Mannan, β-1,3-Mannan, α-1,6-Mannan etc.), des Mannan enthaltenden Samen von Phytelephas Makrokarpa, Codium Mukronatum, ein umgesetztes Erzeugnis von Hefe oder Schimmel etc. mit einer Säure oder einem Enzym wie Mannase etc., oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist. Der Saccharidbestandteil des Oligosaccharids ist Mannose. Das Mannanoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Hefemannan in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen Lösung 1 N Salzsäure zu der Lösung zugegeben und die Hydrolyse wird 2 Stunden bei 90 bis 100°C durchgeführt.

Nach Beendigung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 kann, wenn nötig, von der Reaktionsmischung durch Säulenchro­ matographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule getrennt werden.

(11) Fucoidanoligosaccharid

Dies Oligosaccharid ist das Zersetzungsprodukt von Fucoidan oder Fucanschwefelsäure mit einer Säure oder einem Enzym, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Der das Oligosaccharid bildende Saccharidbestandteil ist Fucose. Das Fucoidanoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach dem Lösen von 4 Teilen aus Braunalgen (Phaeophy­ ceae) herstammenden Fucoidan in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen Lösung 1 N Salzsäure zu der Lösung gefügt und die Hydrolyse wird 2 bis 4 Stunden bei 90 bis 100°C durchgeführt. Wenn die Reaktion vorüber ist, wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungspro­ dukt zu liefern. Außerdem, wenn nötig, kann das Oligosac­ charid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 von dem Reaktionsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entfernt werden.

(12) Gummiarabikumoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Gummiarabikum mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsproduktes ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Galak­ tose, Arabinose, Rhamnose und Glukuronsäure. Das Gummiarabi­ kumoligosaccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Gummiarabikum in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen Lösung 1 N Salzsäure zu der Lösung gefügt, und die Hydrolyse wird 2 Stunden lang bei 90 bis 100°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Außerdem, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 von dem Reaktionsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entfernt werden.

(13) Polyglykolalginsäureoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Polyglykolalginsäure mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Polygly­ kolguluronsäure und Polyglykolmannuronsäure. Das Polygly­ kolalginsäureoligosaccharid schließt obiges Oligosacchararid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Polyglykolalginsäure in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen 1 N Salzsäurelösung zu der Lösung gefügt, und die Hydrolyse wird bei 90 bis 100°C 2 bis 4 Stunden durchgeführt. Nach Been­ digung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zersetzungsprodukt zu liefern. Außerdem kann, wenn nötig, das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 von dem Zersetzungsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entfernt werden.

(14) Karrageenoligosaccharid

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen von Karrageen oder von Rotalgen der Gattungen Chondrus crispus, Cigartina tenella, Hypneacease etc. mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungspro­ duktes ist. Der das Oligosaccharid bildende Saccharidbe­ standteil ist ein Polymer von Karrabiose. Das Karrageenoligo­ saccharid schließt obiges Oligosaccharid mit einem Polymeri­ sationsgrad von 2 bis 10 und eine das Oligosaccharid enthaltende Zusammensetzung ein.

Das Oligosaccharid wird beispielsweise folgendermaßen hergestellt.

Nach Lösen von 4 Teilen Karrageen in 100 Teilen heißem Wasser werden 100 Teile einer wässerigen 1 N Salzsäurelösung zu der Lösung gefügt und die Hydrolyse wird 2 Stunden lang bei 90 bis 100°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wird die Reaktionsmischung neutralisiert, um das Zer­ setzungsprodukt zu liefern. Das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 kann außerdem, wenn nötig, von dem Zersetzungsprodukt durch Säulenchromatographie mit einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule getrennt werden.

(15) Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines von Mikroor­ ganismen erzeugten Polysaccharids erhalten wird

Dieses Oligosaccharid ist ein Zersetzungsprodukt, das durch Zersetzen eines Polysaccharids mit einer Säure oder einem Enzym erhalten wird, wobei das Polysaccharid von Mikroorganismen deren Gattungen Azotobakter, Enterobakter, Agrobakterium, Rhizobium, Pseudomonas, Xanthomonas, Zoogloea, Aspergillus, Saccharomyces etc. erzeugt wird, oder ein Oligosaccharid, das der Hauptbestandteil des Zersetzungspro­ duktes ist. Das Oligosaccharid hat auch eine das Pflanzen­ wachstum beschleunigende Wirkung.

Das Oligosaccharid wird im allgemeinen folgendermaßen hergestellt.

Das Oligosaccharid wird hergestellt indem Mikroorganis­ men, die das erwünschte extrazelluläre Polysaccharid herstellen in einem Kulturmedium mit einer Kohlenstoffquelle wie Saccharose, Maltose, Glukose, Laktose, Glyzerin etc. und einer Stickstoffquelle wie einem Hefeextrakt, PepGummiarabi­ kum, Ammoniumsulfat etc., wenn nötig, zusammen mit Vitami­ nen, anorganischen Salzen etc. kultiviert werden; nach Entfernen der Zellen oder Myzel durch Mittel wie Zentrifugal­ abscheidung, Filtration etc. wird ein organisches Lösungs­ mittel wie Athanol, Methanol, AzeGummiarabikum etc. zu der überstehenden Flüssigkeit in einer Menge von 2 bis 4 Volumenteilen zu einem Teil des Überstands hinzugefügt, um das gebildete Polysaccharid auszufällen und abzutrennen, oder indem das Polysaccharid durch Ultrafiltration kon­ zentriert wird und indem das so abgetrennte oder kon­ zentrierte Polysaccharid durch Zusatz einer Säure zersetzt wird. Als Säure wird Salzsäure, Schwefelsäure etc. mit einer Konzentration von 0,1 N bis 1,0 N verwendet. Die Reak­ tionstemperatur für die Zersetzung des Polysaccharids liegt bei 50 bis 120°C und die Reaktionszeit beträgt 10 Minuten bis 10 Stunden. Diese Bedingungen werden je nach Art des Polysaccharids ausgewählt.

Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsge­ mäß so wie es ist verwendet werden, aber es ist erfin­ dungsgemäß möglich, das im Zersetzungsprodukt gebildete Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 durch Gelfiltration oder Ionenaustauschchromatographie unter Verwendung einer mit Sephadex®, Biogel etc. gefüllten Säule abzutrennen und zu reinigen.

Die jeweilige Substanz kann beispielsweise durch das folgende Verfahren hergestellt werden.

• (a) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, welches von Mikroorganismen der Gattung Azotobakter erzeugt wird:
  Nachdem Azotobakter vinelandii IAM 1078 einer Schüt­ telkultur in einem flüssigen Kulturmedium mit 0,025% KH₂Polysaccharid₄, 0,0005% Na₂MoO₄.2H₂O, 0,0125% MgSO₄.7H₂O, 0.0005% MnSO₄.4H₂O, 0,025% NaCl, 0,0005% FeSO₄.7H₂O, und 2,0% Saccharose 5 Tage bei 30°C unterzogen wurde, wird die erhaltene Kulturflüssigkeit der Zentrifugal­ abscheidung bei 10.000 G 30 Minuten unterzogen, um die Zellen zu entfernen, nach Konzentrieren der überstehenden Flüssig­ keit werden 3 Volumenteile Ethanol zu einem Teil der konzentrierten Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysac­ charid auszufällen und die Niederschläge werden abgetrennt und getrocknet, um ein Polysaccharid zu liefern. Das so erhaltene Polysaccharid wird unter Bildung einer 0,1%-igen wässerigen Polysaccharidlösung in Wasser gelöst und nach Zugabe von Salzsäure zu der wässerigen Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N, wird die Hydrolyse des Polysac­ charids 6 Stunden bei 100°C durchgeführt. Danach kann das erwünschte Zersetzungsprodukt durch Neutralisieren der Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid erhalten werden.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsge­ mäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, wird das Zersetzungsprodukt durch Gelfiltration etc. entsalzt und außerdem kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisa­ tionsgrad von 2 bis 20, das der Hauptbestandteil des Zersetzungsprodukts ist, erfindungsgemäß abgetrennt und gereinigt werden. Die chemische Struktur des Oligosaccharids, das erhalten wird, indem ein von Azotobakter vinelandii erzeugtes Polysaccharid zersetzt wird, wird von G.H. Cohen etc. im "Journal of Bacteriology, 88, 329 (1964)" etc. be­ schrieben. Die das Oligosaccarid bildenden Saccharidbe­ standteile sind Galakturonsäure, Glukose, Rhamnose etc.
• (b) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem ein Polysaccharid zersetzt wird, das von Mikroorganismen der Gattung Agrobakterium erzeugt wird:
  Nachdem Agrobakterium tumefaciens IAM 1037 einer Schüttelkultur in einem flüssigen Kulturmedium mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCl₂, 0,1% Glutaminsäure, 0,1% K₂H-Polysac­ charid₄, 0,02% MgSO₄.7H₂O, 0,004% CaCl₂ und als Spurenel­ emente 10 µg Biotin, 100 µg Thiamin, 2,5 mg FeCl₃.6H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄.7H₂O, 0,01 mg CoCl₂.2H₂O pro Liter des Kulturmediums 5 Tage bei 25°C unterzogen wurde, wird die erhaltene Kulturflüssigkeit mit einem Liter Wasser pro Liter Kulturflüssigkeit verdünnt, die verdünnte Flüssig­ keit wird der Zentrifugalabscheidung bei 10.000 G 40 Minuten unterzogen, um die Myzel zu entfernen und nachdem die überstehende gebildete Flüssigkeit um das dreifache kon­ zentriert wurde, wird Äthanol zu der konzentrierten Flüssig­ keit mit dem dreifachen Volumen der Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysaccharid auszufällen. Darauf kann durch Abtrennen und Trocknen des Produktes ein Polysaccharid in einer Menge von 1 bis 2 Gramm pro Liter der Kulturflüssigkeit erhalten werden.
  Das Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 1% gelöst, Salzsäure wird zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben und die Hydrolyse des Polysaccharids wird 6 Stunden bei 100°C durchgeführt. Darauf kann das erwünschte Zersetzungsprodukt durch Neutralisieren der erhaltenen Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid erhalten werden.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und gereinigt werden. Die chemische Struktur des Polysaccharids, das von Mikroorganismen der Gattung Agrobakterium erzeugt wird, oder das Teilzersetzungsprodukt davon wird von L.P.T.M. Zeven­ huizen in "Carbohydrate, Research, 26, 409 (1973)" beschrie­ ben. Die das Oligosaccharid bildenden Saccharidbestandteile sind Glukose, Galaktose, Brenztraubensäure, Uronsäure etc.
• (c) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem man ein Polysaccharid zersetzt, welches von Mikroorganismen der Gattung Rhizobium erzeugt wird:
  Nachdem Rhizobium meliloti IAM 12611 der Schüttelkultur in einem flüssigen Kulturmedium mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCl₂, 0,1% Glutaminsäure, 0,1% K₂HPO₄, 0,02% MgSO₄.7H₂O, 0,004% CaCl₂ und als Spurenelemente 10 µg Biotin, 100 µg Thiamin, 2,5 mg FeCl₃.6H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄.7H₂O, 0,01 mg CoCl₂.7H₂O, 0,01 mg CuSO₄.5H₂O und 0,01 mg Na₂MoO₄.2H₂O pro Liter des Kulturmediums 5 Tage lang bei 25°C unterzogen wurde, wird die so erhaltene Kulturflüssigkeit mit 1 Liter Wasser pro Liter der Kul­ turflüssigkeit verdünnt, die verdünnte Flüssigkeit wird der Zentrifugalabscheidung bei 10.000 G 40 Minuten lang zum Entfernen der Myzel unterworfen, und nach dem dreifachen Konzentrieren der überstehenden gebildeten Flüssigkeit wird Äthanol zu dem Konzentrat mit dem dreifachen Volumen der Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysaccharid auszufäl­ len. Durch Abtrennen und Trocknen der Niederschläge kann ein Polysaccharid in einer Menge von 0,4 bis 0,8 g pro Liter der Kulturflüssigkeit erhalten werden.
  Das so erhaltene Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 0,1% gelöst, Salzsäure wird zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben und die Hydrolyse des Polysaccharids wird 6 Stunden bei 100°C durchgeführt. Das erwünschte Zersetzungsprodukt kann durch Neutralisieren der erhaltenen Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid erhalten werden.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, wird das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und unter Verwendung von Entsalzungs- und Reinigungsmitteln wie Gelfiltration etc. gereinigt.
  Die chemische Struktur des Polysaccharids, das von Mikroorganismen der Gattung Agrobakterium gebildet wird, oder dessen Teilzersetzungsprodukt wird von L.P.T.M. Zevenhuiten im "Journal of General Microbiology, 68, 239 (1971)" etc. beschrieben.
  Die Saccharidbestandteile des Oligosaccharids sind Glukose, Galaktose, Brenztraubensäure, Glukuronsäure etc.
• (d) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem ein Polysaccharid zersetzt wird, welches von Mikroorganismen der Gattung Enterobakter erzeugt wird:
  Nachdem Enterobakter cloacae FERM P-8968 der Schüt­ telkultur in einem flüssigem Kulturmedium mit 1% Laktose, 0,5% PepGummiarabikum, 0,1% KH₂PO₄, 0,05% MgSO₄.7H₂O und 0,0033% Bengalrosa 3 Tage lang bei 30°C unterzogen wurde, wird die erhaltene Kulturflüssigkeit der Zentrifugalabscheidung unterzogen, um die Zellen zu entfer­ nen, und nach dem dreifachen Konzentrieren der überstehenden Flüssigkeit wird Äthanol zu der konzentrierten Flüssigkeit mit dem dreifachen Volumen der Flüssigkeit gegeben, um das gebildete Polysac­ charid auszufällen. Durch Abtrennen der Niederschläge, gefolgt von Trocknen, wird das Polysaccharid in einer Menge von 0,6 bis 1,2 g pro Liter der Kulturflüssigkeit erhalten.
  Das so erhaltene Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 0,5% gelöst, nach dem Hinzufügen von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse des Polysac­ chararids 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsge­ mäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt entfernt und durch Entsalzung und Reinigungsmittel wie Gelfiltration gereinigt werden.
  Die Saccharidbestandteile, die das von Enterobakter Cloacae erzeugte Polysaccharid bilden sind Glukose, Galak­ tose, Rhamnose, Fucose, Mannuronsäure etc.
  Das von Enterobakter cloacae erzeugte Polysaccharid hat selbst eine pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung wie im nachfolgenden Beispiel 3 gezeigt, aber das Oligosaccharid, das durch Zersetzen des Polysaccharids erhalten wird, zeigt gesteigerte pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung.
• (e) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das erhalten wird, indem ein Polysaccharid zersetzt wird, das von Mikroorganismen der Gattung Zoogloea erzeugt wird:
  Ein von Zoogloea ramigera (im Handel erhältliches Produkt, hergestellt von Sigma Co.) erzeugtes Polysaccharid wird in Wasser unter Bildung einer 0,1%-igen wässerigen Lösung des Polysaccharids gelöst, nach dem Hinzufügen von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die erhaltene Reaktionsmischung wird durch Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist, verwendet werden, aber wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt entfernt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.
  Die chemische Struktur des von Zoogloea ramigera erzeugten Polysaccharids wird von F. Ikeda, et al. in "European Journal of Biochemistry, 123, 437 (1982)" be­ schrieben und deren Saccharidbestandteile sind Glukose, Galaktose, Brenztraubensäure etc.
• (f) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Xanthomonas erzeugt wird:
  Das von Mikroorganismen der Gattung Xanthomonas erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Xanthan Gummi (hergestellt von Sigma Co.) erhältlich.
  Xanthan Gum wird in Wasser unter Bildung einer 1,0%-igen wässerigen Polysaccharidlösung gelöst, nach Zugabe von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 7 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die erhaltene Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und unter Verwendung von Entsalzungs- und Reinigungsmitteln wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.
  Es gibt viele Beschreibungen der chemischen Struktur von Xanthan Gummi und dessen Saccharidbestandteile sind Glukose, Mannose, Glukuronsäure, Brenztraubensäure, Essigsäure etc.
• (g) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Pseudomonas erzeugt wird:
  Das von Pseudomonas elodea erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Gellan Gummi (hergestellt von Sanei Kagaku Kogyo K.K.) erhältlich.
  Gellan Gummi wird in Wasser unter Bildung einer 0,1%-igen wässerigen Polysaccharidlösung gelöst, nach Hinzufügen von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 1,0 N wird die Hydrolyse 15 Minuten lang bei 120°C durchgeführt und die Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist werden, aber wenn nötig, kann das Oligosac­ charid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt entfernt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration gereinigt werden.
  Gellan Gummi selbst zeigt als 0,1%-ige wäßrige Lösung einen gelatinösen Zustand und wird als Ersatz für Agar-Agar verwendet. Es wird berichtet, daß bei Züchten des Kallus einer Pflanze oder einer jungen Pflanze durch Gellan Gummi in so einem Zustand das Wachstum der Pflanzen in gewissen Ausmaß beschleunigt werden kann, aber erfindungsgemäß weist das Zersetzungsprodukt, das als Hauptbestandteil das Oligosac­ charid enthält, welcher durch Zersetzen des Polysaccharids erhalten wird eine pflanzenwachstumbeschleunigende Aktivität auf, die hundertmal größer ist als die des unzersetzten Polysaccharids, Gellan Gummi (wie in Beispiel 42 gezeigt).
• (h) Pflanzenwachstum beschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Aspergillus erzeugt wird:
  Das von Aspergillus niger erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Nigeran (hergestellt von Sigma Co.) erhältlich.
  Nigeran wird in Wasser unter Bildung einer wässerigen Lösung mit einer Konzentration von 0,1 gelöst, nach Zugabe von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsgemäß so wie es ist verwendet werden, aber, wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.
  Die chemische Struktur von Nigeran wird von S.A. Barker et al in Journal of Chemical Society, 2448 (1957) beschrieben. Die Saccharidbestandteile sind Polysaccharide, die durch α-1,4 Bindung oder α-1,3 Bindung von Glukose gebildet werden.
• (i) Pflanzenwachstumbeschleunigendes Oligosaccharid, das durch Zersetzen eines Polysaccharids erhalten wird, das von Mikroorganismen der Gattung Saccharomyces erzeugt wird:
  Das von Sacharomyces cerevisiae erzeugte Polysaccharid ist im Handel als Mannan (hergestellt von Sigma Co.) erhältlich.
  Mannan wird in Wasser unter Bildung einer 1%-igen wässerigen Lösung gelöst, nach Zugabe von Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N wird die Hydrolyse 6 Stunden bei 100°C durchgeführt, und die gebildete Reaktionsmischung wird mit Natriumhydroxid neutralisiert, um das erwünschte Zersetzungsprodukt zu liefern.
  Das so erhaltene Zersetzungsprodukt kann erfindungsge­ mäß so wie es ist verwendet werden, aber wenn nötig, kann das Oligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 erfindungsgemäß von dem Zersetzungsprodukt abgetrennt und durch Entsalzungs- und Reinigungsmittel wie Gelfiltration etc. gereinigt werden.
  Die verschiedenen Oligosaccharide, mit einer pflanzen­ wachstumbeschleunigenden Wirkung, werden bei Pflanzen folgendermaßen eingesetzt. Das Oligosaccharid wird Pflanzen durch Beschichtung der Samen etc. in einem Verhältnis von 5 bis 100 µg pro Samenkorn, durch Auftragen auf die Blatt­ oberflächen einer Pflanze als wäßrige Lösung mit 20 µg/ml bis 200 µg/ml, durch Ausbringen in den Boden als wäßrige Lösung mit 30 µg/ml bis 350 µg/ml bei einem Verhältnis von 0,5 kg bis 5,0 kg pro Hektar, durch Mischen mit einem flüssigen Düngemittel für Wasserkulturen mit einer Konzentration von 2,5 µg/ml bis 250 µg/ml, oder durch Beschichten oder Mischen mit einem festen Düngemittel wie einem festen chemischen Düngemittel mit einem Verhältnis von 0,1% bis 0,5% verabreicht. Deshalb wird das Wachstum der Wurzeln, Stengel und Blätter der Pflanzen beschleunigt, wobei der Ertrag der Pflanzen verbessert wird. Außerdem sind die so erhaltenen Ernten ausgezeichnet in Geschmack, und ihre Frische kann relativ lange Zeit erhalten werden. Ferner sind erfin­ dungsgemäß geeignete Pflanzen grüne Pflanzen wie Kaiware Daikon, Amömlein (Stone parsley), Chinakohl, Kopfsalat, Spinat, Rettich, Kartoffeln, die eßbare Zehrwurz etc., Getreide wie Reis, Weizen, Mais etc. und andere Landwirt­ schaftsprodukte wie Blumenblätter, Früchte etc.

Die Erfindung wird jetzt im einzelnen anhand der folgen­ den Beispiele beschrieben.

Beispiel 1

Ein Oligosaccharid (nicht erwärmtes Produkt) wurde durch Zugabe von Alginsäurelyase (Abalone Acetone Pulver) zu Alginsäure mit einem Verhältnis von 4.000 µ/g Alginsäure und durch Umsetzen bei einem pH-Wert von 7,0 und 40°C 48 Stunden lang hergestellt. Danach wurde das Oligosaccharid 2 Stunden lang bei 120°C wärmebehandelt. Nach der Wärmebehand­ lung wurde die Reaktionsmischung auf einen pH-Wert von 7,0 neutralisiert. Darauf wurde die pflanzenwachstumbeschleuni­ gende Wirkung des Alginsäureoligosaccharids vor und nach dem Erwärmen unter Verwendung von Kaiwan Daikon bestimmt.

36 Kaiwan Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunst­ harzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden sie 6 Tage lang bei 23°C gezüchtet (Züchtung im Dunkeln die ersten 4 Tage und dann unter Lichteinstrahlung von 5.000 Lux 2 Tage lang). Alginsäureoli­ gosaccharid wurde zu der Leitungswassermenge jeweils mit einem Verhältnis von 2,5% bis 0,000025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 1 gezeigt.

Außerdem sind die Zahlenwerte in Tabelle 1 jeweils die Mittelwerte der Stengel-Blattlänge (cm) und der Wurzellänge (cm) der gezüchteten Pflanze, wobei die Werte der Stengel- Blattlänge und der Wurzellänge der Pflanze, die ohne das Alginsäureoligosaccharid etc. gezüchtet wurde, bei 100 festgesetzt wurde (n = 36).

Wie in der Tabelle gezeigt, beschleunigt das Algin­ säureoligosaccharid sowohl das Wachstum des Stiel-Blatts als auch der Wurzel der Pflanze bei jeder Konzentrationsbe­ dingung im Vergleich zu der Kontrollgruppe ohne Zugabe von Alginsäureoligosaccharid; wenn das Alginsäureoligosaccharid 2 Stunden lang bei 120°C und einem pH-Wert von 3,0 erhitzt wird, wird die Wirkung in jedem Fall gesteigert.

Beispiel 2

Zwei Samenkörner von Amömlein (Crytotaenia japonica) wurden auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gebracht, nachdem das Vlies in ein flüssiges Düngemittel mit 0,15% Otsuka House Fertilizer 1 und 0,1% Otsuka House Fertilizer 2 getaucht wurde, wurden die Samen 10 Tage lang bei 23°C und 5.000 Lux gezüchtet, um die Keimung der Samen und das Nähren durchzuführen; die Sämlinge wurden in eine Wasserkul­ turvorrichtung gebracht und 2,5 Monate bei 8.000 Lux und 23 bis 24°C gezüchtet.

Die Versuchsgruppen waren folgendermaßen:
Kontrollgruppe:
Nach dem Nähren mit dem flüssigen Düngemittel ohne Alginsäureoligosaccharid, wurden die Sämlinge mit dem kein Alginsäureoligosaccharid enthaltenden flüssigen Düngemittel gezüchtet.

Gruppe mit Zusatz von Alginsäureoligosaccharid:
Nach dem Nähren mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Alginsäureoligosaccharid wurden die Sämlinge mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Alginsäureoligosaccharid gezüchtet.

Außerdem wurde das in diesem Beispiel verwendete Alginsäureoligosaccharid durch Zugabe von Alginsäurelyase zu einer wässerigen Lösung Natriumalginat (pH-Wert 7,0) bei einem Verhältnis von 4.000 µ/g Alginsäure, dem Durchführen der Reaktion 48 Stunden lang bei 40°C, Einstellen des pH-Wer­ tes der Reaktionsmischung auf 3,0, Wärmebehandlung der Reaktionsmischung 2 Stunden lang bei 120°C und nach dem Abkühlen, Neutralisieren des Produktes auf einen pH-Wert von 7,0 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in der Tabelle 2 gezeigt.

Tabelle 2

Wie in der Tabelle gezeigt, wird der Ertrag von Amömlein durch Zugabe von Alginsäureoligosaccharid gesteigert.

Beispiel 3

Mit Alginsäureoligosaccharid beschichtete Kaiwan Daikon- Samen wurden durch Aufsprühen von einem Gewichtsteil einer wässerigen Lösung mit 0,25% Alginsäureoligosaccharid und 0,75% Natriumalginat auf ein Gewichtsteil der Samen und durch Trocknen im Luftstrom bei 40 bis 50°C hergestellt.

Darauf wurden 50 Körner des so erhaltenen Alginsäureoli­ gosaccharid beschichteten Samens auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungs­ wasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei Lichtbestrahlung von 5.000 Lux gezüch­ tet.

Als Kontrollgruppe wurden unbeschichtete Kaiwan Daikon- Samen auf ein Kunstharzvlies gebracht und unter denselben Zuchtbedingungen wie oben gezüchtet.

Die Ergebnisse sind in der Tabelle 3 gezeigt.

Tabelle 3

Tabelle 3 zeigt, daß bei Beschichtung des Samens mit Alginsäureoligosaccharid mit einer Menge von 2,5 mg pro Gramm Samen ein Wachstum von 118% bei der Stengel-Blatt-Länge und von 164% bei der Wurzellänge beobachtet wurde.

Beispiel 4

Nachdem 40 Chinakohlsamenkörner (Brassica Rapa var. pervidis) (Züchtung: Misugikohl) auf 9 kg Schwarzerde in einem Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm gebracht wurden, wurden die Samen unter natürlichen Bedingungen vom 15. Juni bis zum 4. Juli gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgende.
Kontrollgruppe:
Alginsäureoligosaccharid ist nicht hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
Nachdem 3,6 Liter einer wässerigen Lösung mit 22 g Alginsäureoligosaccharid zu 9 kg Schwarzerde gegeben wurden (0,25% Alginsäureoligosaccharid zu der Menge Schwarzerde), wurden die Samen in diesem Boden gezüchtet.

Das in diesem Beispiel verwendete Alginsäureoligosac­ charid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 herge­ stellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 4 gezeigt.

Tabelle 4

Versuchsgruppe
Mittleres Gewicht pro Kohlkopf
Kontrollgruppe	4.9 ± 1.4 (100)
Gruppe mit Zusatz	5.9 ± 1.6 (120)

Der Zahlenwert in der Klammer ist der Wert Vergleich zu dem Mittelwert der Kontrollgruppe, der mit 100 festgesetzt ist.

Wie in der Tabelle gezeigt, wurde der Ertrag durch Zusatz von Alginsäureoligosaccharid zu dem Boden um 10% gesteigert.

Beispiel 5

Maissamen (Indian corn) wurde im Boden mit 36 Körnern pro 33 m² gesät und 3,5 Monate unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgendermaßen.
Kontollgruppe:
Alginsäureoligosaccharid ist nicht hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
Wenn die Stengel-Blattlänge nach der Keimung 8 bis 12 cm betrug, wurden 6 g Alginsäureoligosaccharid als 0,05%-ige wäßrige Lösung im Umkreis jeder Wurzel aufgebracht. Außerdem wurden nach 1,5 Monaten 6 g Alginsäureoligosaccharid zusätzlich auf dieselbe Weise zugeführt.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 5 gezeigt.

Tabelle 5

Versuchsgruppe
Ertrag (kg)
Gruppe mit Alginsäureoligosaccharid	23.8
Kontrollgruppe	18.9

Wie in Tabelle 5 gezeigt, wurde eine Ertragssteigerung von 26% beim Mais durch Verwendung von Alginsäureoligosac­ charid beobachtet.

Beispiel 6

Nachdem 100 Gurkensamenkörner (Züchtung: Kifujin) auf einer Sämling-Nährschale 1 Woche bei 20 bis 23°C gezüchtet wurden, wurden die Sämlinge in einen Topf (Durchmesser 90 mm; Höhe 76 mm) gebracht und 2 Wochen weiter gezüchtet. Die so erhaltenen Sämlinge wurden mit einem Abstand von 80 cm in den Boden eingepflanzt und 3 Monate lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgende.
Kontrollgruppe:
Alginsäureoligosaccharid wird nicht hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
3 Tage nach dem Versetzen der Sämlinge in den Topf wurde Alginsäureoligosaccharid als wäßrige Lösung von 25 mg pro Topf in 50 ml Wasser hinzugegeben. Außerdem wurde 3 Wochen nach dem Einpflanzen der Sämlinge in den Boden eine wäßrige Lösung von 50 ml Alginsäureoligosaccharid, gelöst in 500 ml Wasser, zusätzlich aufgebracht.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 6 gezeigt.

Tabelle 6

Versuchsgruppe
Ertrag (kg/Strunk)
Gruppe mit Zusatz von Alginsäureoligosaccharid	5.7 (119)
Kontrollgruppe	4.8 (100)

Wie in der Tabelle gezeigt, wurde der Gurkenertrag durch das Ausbringen von Alginsäureoligosaccharid auf 119% gesteigert.

Beispiel 7

Nach Einpflanzen von 56 Kartoffelstrünken (Züchtung: Danshanku) in ein Testfeld von 10,8 m² pro Gruppe und zweimonatigem Züchten, wurde eine wässerige Lösung von Alginsäureoligosaccharid zweimal auf die Blattoberflächen in der Keimungsphase während der Züchtung aufgebracht. Düngemit­ tel und Wasser wurden auf gewöhnliche Weise aufgetragen. Die Testgruppen waren folgendermaßen.

Das in diesem Test verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt. Außerdem wurde das Verpflanzen der Kartoffelstrünke am 27. Febr. durchgeführt, das Aufbringen der wässerigen Algin­ säureoligosaccharidlösung auf die Blattoberflächen am 28. April und 8. Mai und die Züchtung wurde am 29. Mai beendet. Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 7 gezeigt.

Tabelle 7

Wie in Tabelle 7 gezeigt, wurde der Ertrag und der Stärkegehalt durch das Auftragen von Alginsäureoligosaccharid auf die Blattoberflächen bei Konzentrationen von 200 µg/ml bis 2,0 µg/ml gesteigert.

Beispiel 8

Nach Verpflanzen von 200 Zwiebelstrünken in ein Testfeld von 9 m² pro Gruppe und viermonatigem Züchten, wurde Alginsäureoligosaccharid dreimal auf das Feld einmal im Monat als wässerige Lösung in einem Verhältnis von 5,0 kg, 1 kg oder 0,5 kg pro ha während der Züchtung aufgebracht. Düngemittel und Wasser wurden wie gewöhnlich aufgebracht. Die verwendeten Testgruppen waren folgendermaßen.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 8 gezeigt.

Tabelle 8

Testgruppen
Zwiebelertrag (g/Strunk)
1	271.6 (118%)
2	263.4 (114%)
3	242.6 (105%)
4	230.6 (100%)

Wie in Tabelle 8 gezeigt, wurde eine Ertragssteigerung von 105 bis 118% durch Ausbringen einer wässerigen Lösung des Alginsäureoligosaccharids in den Boden bei unterschied­ lichen Verhältnissen von 0,5 kg/ha bis 1,5 kg/ha beobachtet.

Beispiel 9

Nachdem 250 Samenkörner von grünen Sojabohnen in ein Testfeld von 10,8 m² pro Gruppe angesät wurden, wurden die Samen wie gewöhnlich gezüchtet. In diesem Fall wurde vor dem Säen eine wässerige Alginsäureoligosaccharidlösung, gelöst in einer wässerigen 0,75%-igen Natriumalginatlösung auf die Samen im Luftstrom bei 40 bis 50°C gesprüht, um die Samen mit dem Alginsäureoligosaccharid bei einem Verhältnis von 5 µg, 50 µg oder 100 µg pro Samenkorn zu beschichten, und die so beschich­ teten Samen wurden für den Test verwendet.

Die Testgruppen waren folgendermaßen.

Testgruppen
Alginsäureoligosaccharidschichtmenge (µg) pro Samenkorn
1	100
2	50
3	5
4*	0
(*): Kontrolle

Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 9 gezeigt.

Tabelle 9

Testgruppen
Sojabohnenertrag (g/Strunk)
1	210 (111%)
2	218 (114%)
3	196 (108%)
4	189 (100%)

Wie in Tabelle 9 gezeigt, wurde eine Ertragssteigerung von 4 bis 15% durch Beschichten der Samen mit Alginsäureo­ ligosaccharid bei 5 bis 100 µg pro Samenkorn beobachtet.

Das verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise hergestellt wie in Beispiel 2.

Beispiel 10

Nachdem 2 Kopfsalatsamenkörner auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gesät wurden und das Vlies in eine Wasserkul­ turvorrichtung gebracht wurde, wurde die Wasserkultur 40 Tage unter Lichtbestrahlung von 5.000 Lux durchgeführt.

Um die Wirkung von Alginsäureoligosaccharid zu bestim­ men, wurden flüssige Düngemittel mit einem Alginsäureoligo­ saccharidgehalt von 25 µg/ml bis 250 µg/ml verwendet. Die Testgruppen waren folgendermaßen:

Testgruppen
Konzentration von Alginsäureoligosaccharid (µg)
1	250
2	100
3	50
4	25
5*	0
(*): Kontrolle

Das in dem Test verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt. Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 10 gezeigt.

Tabelle 10

Testgruppen
Gewicht (g/Strunk) des Stiel-Blatts
1	138.0 (140%)
2	123.3 (110%)
3	110.6 (112%)
4	98.6 (100%)
5	98.6

Wie aus Tabelle 10 ersichtlich, wurde beim Kopfsalat ein Ertragsanstieg von 110 bis 140% durch Durchführung der Wasserkultur mit Zusatz von Alginsäureoligosaccharid zu dem flüssigen Düngemittel bei einem Verhältnis von 25 µg/ml bis 250 µg/ml beobachtet.

Beispiel 11

In einen Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 8 kg Schwarzerde gebracht, nachdem dazu 4 g eines chemischen Düngemittels oder einer Mischung aus dem chemischen Düngemit­ tel mit Alginsäureoligosaccharid gegeben wurden, wurden 40 Spinatsamenkörner in den Boden gesät und 60 Tage unter künstlichen Bedingungen von 35.000 Lux und 25°C gezüchtet.

Das Alginsäureoligosaccharid enthaltende Düngemittel wurde hergestellt, indem eine wässerige Alginsäureoligosac­ charidlösung auf ein chemisches Düngemittel gesprüht wurde, gefolgt von Trocknen. Die Testgruppen waren wie folgt:

Testgruppen
Zugegebene Menge Alginsäureoligosaccharid in dem chemischen Düngemittel
1	0.5
2	0.25
3	0.1
4*	0
(*): Kontrolle

Das in dem Test verwendete Alginsäureoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 2 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 11 gezeigt.

Tabelle 11

Testgruppen
Mittleres Gewicht (g) von Spinat pro Strunk
1	9.74 (145%)
2	8.73 (130%)
3	7.52 (112%)
4	6.72 (100%)

Wie aus Tabelle 11 ersichtlich, wurde die Ertragssteige­ rung von 112 bis 145% durch Verwendung des chemischen Düngemittels mit 0,1 bis 0,5% Alginsäureoligosaccharid beobachtet.

Beispiel 12

Nach Lösen von 25 g Xylan in 1 Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0, wurde ein Zellulasepräparat mit Xylaseaktivität (Meicelase, Han­ delsnahme, hergestellt von Meiji Seika Kaisha, Ltd.) dazu mit 10 mg pro Gramm Xylanase gefügt, und die Reaktion wurde 48 Stunden bei 40°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung 15 Minuten bei 100°C wärmebehan­ delt, um das Enzym zu inaktivieren und in eine mit Biogel P-2 gefüllte Säule eingeleitet, um den Xyloseanteil zu entfernen und um gleichzeitig 15 g eines Oligosaccharidpul­ vers mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 zu erhalten. Die Saccharidzusammensetzung war wie in Tabelle 12, wobei Xyl Xylose darstellt, Xyl₂, Xylobiose Xyl₃ Xylotriose usw.

Tabelle 12

Die Pflanzenwachstum steigernde Wirkung des Xylooligo­ saccarids wurde bei dem Kaiware Daikon bestimmt.

36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharz­ vlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und darauf 2 Tage lang unter Lichtbestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Xylooligosaccharid dazu zu der Leitungswassermenge mit 2,5 bis 0,000025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 13 gezeigt.

Tabelle 13

Die Zahlenwerte in Tabelle 13 sind die Stiel-Blattlänge (cm) und die Wurzellänge (cm) von Nabelkraut in jedem Fall, wobei der Kaiware Daikon, der ohne Zusatz von Xylooligosac­ charid gezüchtet wurde mit 100 festgesetzt wurde.

Beispiel 13

Zwei Amömleinsamenkörner von weiß-stämmigen Amömlein wurden auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gebracht und nachdem das Vlies in ein flüssiges Düngemittel mit 0,15% Otsuka House-Düngemittel 1 und 0,1% Otsuka House Düngemittel 2 getaucht wurde, wurden die Samen 10 Tage unter Lichtbestrahlung von 5.000 Lux bei 23°C zur Keimung und Nährung gezüchtet. Danach wurden die Sämlinge in eine Wasserkulturvorrichtung verpflanzt und 2,5 Monate bei 8.000 Lux und 23 bis 24°C gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren folgendermaßen.
Kontrollgruppe:
Nach dem Nähren der Samen mit dem flüssigen, kein Xylooligosaccharid enthaltenden Düngemittel, wurden die Sämlinge mit dem flüssigen, kein Xylooligosaccharid enthal­ tenden Düngemittel gezüchtet.

Gruppe mit Zusatz von Xylooligosaccharid:
Nachdem die Samen mit dem 0,025% Xylooligosaccharid enthaltendem flüssigen Düngemittel genährt wurden, wurden die Sämlinge mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Xylooligo­ saccharid gezüchtet.

Das in dem Test verwendete Xylooligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 12 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 14 darge­ stellt.

Tabelle 14

Wie aus Tabelle 14 ersichtlich, wurde eine Ertragssteige­ rung von Amömlein durch Zusatz von Xylooligosaccharid beobachtet.

Beispiel 14

Kaiware Daikon-Samen wurden mit Xylooligosaccharid mit einem Verhältnis von 2,5 bis 100 µg pro Samenkorn beschichtet, indem ein Gewichtsteil der wässerigen Lösungen mit 0,7 bis 0,025% Xyolooligosaccharid und 0,15% Natriumalginat auf 1 Gewichtsteil der Samen aufgesprüht wurden und die Samen im Luftstrom bei 40 bis 50°C getrocknet wurden.

Nach Einbringen von 50 Xylooligosaccharid beschichteten Samenkörnern auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß und Zugabe von 70 ml Leitungswasser, wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang unter Lichtbestrah­ lung bei 5.000 Lux gezüchtet.

Als Kontrollgruppe wurden Kaiware Daikon-Samen ohne Beschichtung mit Xylooligosaccharid unter denselben Bedingun­ gen gezüchtet.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 15 gezeigt.

Tabelle 15

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte, wobei die Mittelwerten der Vergleichsgruppe mit 100 bestimmt wurde.

Wie aus Tabelle 15 ersichtlich, zeigt die Verwendung von Samen, die mit Xylooligosaccharid mit 5 bis 100 µg pro Samenkorn beschichtet sind, eine wachstumsbeschleunigende Wirkung von 105 bis 117% bei der Stiel-Blattlänge und von 119 bis 164% bei der Wurzellänge im Vergleich mit der Kontrollgruppe, wo die Samen nicht mit Xylooligosaccharid beschichtet sind.

Beispiel 15

Nachdem 40 Chinakohlsamenkörner (Brassica Rapa var. pervidis) (Züchtung: Misugikohl) in 9 kg Schwarzerde in einem Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm gesät wurden, wurden die Samen 30 Tage unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt.
Kontrollgruppe:
Xylooligosaccharid wird nicht hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
Nach Zugabe einer wässerigen Lösung mit 22 g oder 2,2 g Xylooligosaccharid in 3,6 Litern Wasser zu der Schwarzerde, die um 0,25% oder 0,025% Xylooligosaccharid enthält, wurden die Samen in dem Boden gezüchtet.

Das in dem Test verwendete Xylooligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 12 hergestellt.

Die Ergebnisse sind in Tabelle 16 gezeigt.

Tabelle 16

Versuchsgruppe
Mittleres Gewicht pro Chinakohlkopf
Vergleichsgruppe	4.9 ± 1.4 (100)
Gruppe mit Zusatz von 0.25%	5.6 ± 1.2 (114)
Gruppe mit Zusatz von 0.025%	5.1 ± 1.6 (104)

Die Zahlenwerte in den Klammern sind Werte jedes Falls, wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe mit 100 festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 16 ersichtlich, wurde eine Ertragsstei­ gerung von 104% bis 115% durch Zusatz von 0,25% bis 0,025% Xyolooligosaccharid zu dem Boden beobachtet.

Beispiel 16

Ein Spinatkallus wurde in einem Murashige-Skoog- Kulturmedium bei 150 Umdrehungen pro Minute 2 Wochen lang bei 25°C gezüchtet, um 370 g Kulturzellen zu liefern. Die Kulturzellen wurden in 2 Litern destilliertem Wasser dispergiert, in einem Ultraschallzerkleiner (Polytron) behandelt, um die Kulturzellen zu zerquetschen und 1 Liter Äthanol wurde dazugegeben, um Zellwand Polysaccharid auszufäl­ len, wobei 15 g Zellwand Polysaccharid erhalten wurden.

Nach Lösen dieses Polysaccharids in 300 ml destilliertem Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,1, wurden 300 mg Pektolyase Y-23, 750 mg Dorilseiase und 600 mg Zellulase Onozuka R-10 zu der Lösung gegeben, und darauf wurde die Hydrolyse des Polysaccharids 4 Stunden lang bei 25°C durchgeführt. Nach Erwärmen der Reaktionsmischung auf 100°C 10 Minuten lang, um die Enzyme zu inaktivieren, wurde die Reaktionsmischung durch eine mit Biogel P-2 gefüllte Säule (5 cm × 100 cm) geleitet, um 3,5 g einer Fraktion mit Oligosacchariden von Biose bis Dekanose zu liefern.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids des Zellwandpolysaccharids der Pflanze wurde unter Verwendung von Nabelkraut bestimmt. 36 Kaiware Daikon- Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und darauf, nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid des Zellwandpolysaccharids der Pflanze zu dem System mit 2,5% bis 0,000025% zur Leitungs­ wassermenge gegeben.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 17 gezeigt.

Tabelle 17

Die Zahlenwerte in Tabelle 17 sind die Stiel-Blattlänge in cm und die Wurzellänge in cm in jedem Fall, wobei die von dem ohne das Oligosaccharid gezüchteten Kaiware Daikon, das durch Zersetzen des Zellwandpolysaccharids einer Pflanze erhalten wurde, mit 100 festgesetzt werden.

Beispiel 17

Ein Gewichtsteil Kaiware Daikon-Samen wurde beschichtet, indem ein Gewichtsteil der wässerigen Lösungen mit 0,7% bis 0,025% Oligosaccharid, das durch Zersetzen des Zellwandpoly­ saccharids erhalten wurde, und 0,75% Natriumalginat aufgesprüht wurde und im Luftstrom bei 40 bis 50°C getrock­ net.

Darauf wurden 50 mit dem Oligosaccharid beschichtete Samenkörner, das durch Zersetzen des Pflanzenzellwand Polysac­ charids erhalten wurde, auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet.

Bei der Kontrollgruppe wurden die unbeschichteten Samen auch unter denselben Bedingungen gezüchtet.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 18 gezeigt.

Das Oligosaccharid, das durch Zersetzen des Zellwand Po­ lysaccharids erhalten wird, wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 16 hergestellt.

Tabelle 18

Die Zahlenwerte in Klammern sind die Werte in jedem Fall, wobei die mittleren Werte der Kontrollgruppe mit 100 festgesetzt sind.

Wie aus obiger Tabelle ersichtlich, wurde bei Verwendung von Samen, die mit dem Oligosaccharid in einer Menge von 5 bis 100 beschichtet sind, das durch Zersetzen des Pflanzen­ zellwandpolysaccharids erhalten wurde, die wachstumsbe­ schleunigende Wirkung von 104 bis 117% bei der Stiel-Blatt­ länge und von 123 bis 166% bei der Wurzellänge im Vergleich zu den Samen der Kontrollgruppe, die nicht mit dem Oligosac­ charid beschichtet sind, beobachtet.

Beispiel 18

Nach Lösen von 20 g Polygalakturonsäure in einem Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0 wurden 200 mg Pektinase zu der Lösung gegeben, und die Reaktion wurde 7 Stunden lang bei 50°C durchgeführt. Nachdem die Reaktion beendet war, wurde die Reaktionsmischung auf 100°C 15 Minuten lang erwärmt, um die Enzyme zu inaktivieren, und nach Zugabe von 5 g Aktivkohle wurde die Mischung 30 Minuten lang nachbehandelt. Die Reaktionsmischung wurde filtriert und das erhaltene Filtrat wurde unter Lieferung von 123 ml einer Lösung mit 10% Gewicht/Volumen Polygalak­ turonsäureoligosaccharid konzentriert.

Die planzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Polygal­ akturonsäureoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Polygalak­ turonsäureoligosaccharid in einem Verhältnis von 2,5% bis 0,000025% der Leitungswassermenge hinzugegeben.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 19 gezeigt.

Tabelle 19

Die Zahlenwerte in Tabelle 19 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Polygalakturonsäureoligosac­ charid gezüchtet wurde, 100% beträgt.

Beispiel 19

Nach Lösen von 25 g Pektin in einem Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0 wurden 500 mg Pektinase zu der Lösung gegeben und die Reaktion wurde 23 Stunden lang bei 50°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung auf 100°C 15 Minuten lang erhitzt, um das Enzym zu inaktivieren und dann mit Zusatz von 5 g Aktivkohle 30 Minuten lang behandelt.

Die Mischung wurde filtriert und das erhaltene Filtrat wurde unter Lieferung von 165 ml einer Lösung mit 10% Gewicht/Volumen Pektinoligosaccharid konzentriert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Pektinoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Pektinoligosac­ charid zu der Leitungswassermenge mit 2,5% bis 0,000025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 20 gezeigt.

Tabelle 20

Die Zahlenwerte in der Tabelle 20 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne das Pektinoligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt wurde.

Beispiel 20

Nachdem 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) in 9 kg Schwarzerde in einem Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm gesät wurden, wurden die Samen unter natürlichen Bedingungen vom 15. Juni bis zum 4. Juli gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt.
Kontrollgruppe:
Polygalakturonsäureoligosaccharid wird nicht hin­ zugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
Eine wässerige Lösung von 22 g Polygalakturonsäureoligo­ saccharid, gelöst in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarz­ erde gegeben, so daß der Boden 0,25% Polygalakturonsäure enthielt, und die Züchtung wurde unter Verwendung dieses Bodens durchgeführt.

Die verwendete Polygalakturonsäure wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 18 hergestellt.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 21 darge­ stellt.

Tabelle 21

Versuchsgruppe
Mittleres Gewicht pro Chinakohlkopf
Kontrollgruppe	4.9 ± 1.4 (100)
Gruppe mit Zusatz	5.8 ± 1.3 (118)

Der Zahlenwert in den Klammern ist der Wert in % der Gruppe mit Zusatz, wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 21 ersichtlich, wurde durch Zusatz von Polygalakturonsäureoligosaccharid in den Boden der Erntezu­ wachs von 18% beobachtet.

Beispiel 21

Nach Lösen von 20 g Glukomannan in einem Liter Wasser und Einstellen des pH-Wertes der Lösung auf 5,0, wurden 200 mg eines Zellulasepräparats mit Mannaseaktivität (Meicelase, Handelsname, hergestellt von Meiji Seika Kaisha, Ltd.) zu der Lösung gefügt und die Reaktion wurde beendet. 2 g Bäckerhefe wurden zu der Reaktionsmischung gegeben, und die Reaktion wurde 24 Stunden bei 25°C durchgeführt. Zum Entfernen der Monosaccharide wurde das Reaktionsprodukt durch Zusatz von 1%-iger Aktivkohle entfärbt. Die Reaktionsmischung wurde filtriert und das Filtrat wurde unter Lieferung von 120 ml einer wässerigen Lösung mit 10% Gewicht/Volumen Glukoman­ nanoligosaccharid konzentriert. Die pflanzenwachstumbeschleu­ nigende Wirkung des Glukomannanoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon- Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Glukomannanoligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit 2,5% bis 0,000025% gefügt. Die erzielten Ergebnisse sind in Tabelle 22 gezeigt.

Tabelle 22

Die Zahlenwerte in Tabelle 22 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die der Pflanze, die ohne das Glukomannanoligosaccharid gezüchtet wird, auf 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 22 ersichtlich, wurde durch Zusatz von Glukomannanoligosaccharid die wachstumbeschleunigende Wirkung von maximal 140% bei der Stiel-Blattlänge und von maximal 330% bei der Wurzellänge beobachtet.

Beispiel 22

Nachdem 2 Amömlein-Samenkörner auf ein Kunstharzvlies von 4 cm × 4 cm gegeben wurde, wurde das Vlies in ein flüssiges Düngemittel mit 0,15% Otsuka House 1 und 0,1% Otsuka House 2 getaucht, und die Samen wurden 10 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux zur Keimung und Nährung gezüchtet. Danach wurden die erhaltenen Sämlinge in eine Wasserkulturvorrichtung verpflanzt und 2,5 Monate bei 8.000 Lux und 23 bis 24°C gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren folgendermaßen.
Kontrollgruppe:
Nach Nähren mit dem kein Glukomannanoligosaccarid enthaltenden flüssigen Düngemittel wurden die Sämlinge auch mit dem kein Glukomannanoligosaccharid enthaltenden flüssigen Düngemittel gezüchtet.
Gruppe mit Zusatz:
Nach Nähren mit dem flüssigen Düngemittel, das 0,025% Glukomannanoligosaccharid enthielt, wurden die Sämlinge mit dem flüssigen Düngemittel mit 0,025% Glukomannanoligosac­ charid gezüchtet.

Das verwendete Glukomannanoligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 21 hergestellt.

Die erhaltenen Testergebnisse sind in Tabelle 23 dargestellt.

Tabelle 23

Beispiel 23

Nach Lösen von 30 g Agarase in 3 Litern Wasser und Einstellen des pH-Werts der Lösung auf 6,0, wurde Agarose zu der Lösung mit 40 Einheiten pro Gramm Agarose gegeben, und die Reaktion wurde 72 Stunden bei 40°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung auf l bis 5°C abgekühlt, 24 Stunden lang stehengelassen, um Nieder­ schläge zu bilden, die abgefiltert wurden, und das so erhaltene Filtrat wurde konzentriert und unter Bildung von 18 g Agarooligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Agarooligosaccharids wurde unter Verwendung von Nabelkraut bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei einer Strahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Agarooligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 2,5% bis 0,0025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in der Tabelle 24 gezeigt.

Tabelle 24

Die Zahlenwerte in Tabelle 24 sind die Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikons, wobei die des Nabelkrauts, das ohne das Agarooligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 24 ersichtlich, beschleunigte das Agarooligosaccharid das Wachstum des Stiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,025%.

Beispiel 24

Zu 20 g pulverisierter Zellulose (Avicell, Handelsname, hergestellt von Asahi Kaisei Kogyo Co., Ltd.) wurden 40 ml Salzsäure und 40 ml Schwefelsäure gegeben, und dann wurde die Reaktion 5 Stunden lang bei 25°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung mit 30%-igem wässerigem Natriumhydroxid neutralisiert und dann durch Säulenchromatographie unter Verwendung einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule entsalzt. Bei dieser Behandlung wurde eine Zellooligosachharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 abgetrennt, konzentriert und dann unter Lieferung von 7,5 g Zellooligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Zellooligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und darauf 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Zellooligosaccharid mit einem Verhältnis von 2,5 bis 0,0025% zu der Leitungswas­ sermenge hinzugefügt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 25 dargestellt.

Tabelle 25

Die Zahlenwerte in Tabelle 25 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die der Pflanzen, die ohne das Zellooligosaccharid gezüchtet wurden, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 25 ersichtlich, beschleunigte das Zellooligosaccharid das Wachstum von Stiel-Blatt und Wurzel der Pflanze bei Konzentrationen zwischen 0,25% bis 0,025%.

Beispiel 25

Nach dem Zermalen von 100 kg der Knolle einer Erdbirne (Helianthus tuberousus L) mittels einer Mühle, wurden 400 Liter Wasser dazugefügt, um eine Suspension mit 20% Festbestandteilen zu liefern. Darauf wurde nach Zufügen von Oxalsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N die Hydrolyse 1 Stunde lange bei 60°C durchgeführt. Die Reaktionsmischung wurde mit Calciumkarbonat neutralisiert, mit einem Zentrifu­ galabscheider oder einer Filterpresse filtriert, gefolgt von Konzentrieren, Trocknen unter Lieferung von 8,2 kg eines Pulvererzeugnisses.

Die Zusammensetzung des so hergestellten Inulooligosac­ charids bestand hauptsächlich aus F₂ bis F₆, wie in Tabelle 26 gezeigt, wobei G Glukose und F Fruktose darstellen.

Tabelle 26

Durch Behandlung von 50 g der Zusammensetzung durch Säulenchromatographie unter Verwendung einer mit Biogel P-2 gefüllten Säule wurden 23 g Inulooligosaccharid mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 erhalten.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Inulooligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Inulooligo­ saccharid dazu mit einem Verhältnis von 2,5% bis 0,0025% der Leitungswassermenge gefügt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 27 gezeigt.

Tabelle 27

Die in Tabelle 27 gezeigten Werte sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne das Inulooligosaccharid gezüchtet wird, zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 27 ersichtlich, beschleunigte das Inulooligosaccharid das Wachstum des Stiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,025%.

Beispiel 26

Nach Lösen von 20 g Mannan in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 1 N wässeriger Lösung Salzsäure zu der Lösung gegeben und die Hydrolyse wurde 2 Stunden lang bei 90°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung unter Lieferung eines Zersetzungsprodukts neutralisiert. Der Oligosaccharidgehalt mit einem Polyme­ risationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 43%.

Dann wurde die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Mannanoligosaccharids unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde Mannanoligosac­ charid zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 28 gezeigt.

Tabelle 28

Die Zahlenwerte in Tabelle 28 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne das Mannanoligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 28 ersichtlich, beschleunigte das Mannanoligosaccharid das Wachstum des Stiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze durch Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,025%.

Beispiel 27

Nach Lösen von 20 g Fukoidin in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 0,1 N wässeriger Salzsäurelösung zu der Lösung gegeben und die Hydrolyse des Fukoidins wurde 2 Stunden lang bei 90°C durchgeführt. Die Reaktion wurde beendet, die Reaktionsmischung wurde unter Lieferung eines Zersetzungspro­ dukts neutralisiert. Das Oligosaccharid mit einem Polymerisa­ tionsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 43%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Fucoidanoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Fukoidinoligo­ saccharid in einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in der Tabelle 29 gezeigt.

Tabelle 29

Die Zahlenwerte in Tabelle 29 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blatt- und Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Nabelkrauts, das ohne das Fucoidanoligosac­ charid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus Tabelle 29 ersichtlich, beschleunigte das Fucoidanoligosaccharid das Wachstum des Stiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 29

Nach Lösen von 20 g Gummiarabikum in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 1 N wässeriger Salzsäurelösung dazugege­ ben und die Hydrolyse wurde 2 Stunden bei 90°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die Reaktionsmischung unter Lieferung eines Zersetzungsproduktes neutralisiert. Der Gehalt des Oligosaccharids mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 34%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung von Gummiarabikumoligosaccharid wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Gummiarabikumoligo­ saccharid mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 30 gezeigt.

Tabelle 30

Die Zahlenwerte in Tabelle 30 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikons, wobei die des Kaiware Daikons, das ohne Gummiarabi­ kum gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 30 ersichtlich, beschleunigte das Gummiarabikum das Wachstum des Stiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 29

Nach Lösen von 20 g Polyglykolalginsäure in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml einer 1 N wässerigen Salzsäurelö­ sung zu der Lösung gegeben, und die Hydrolyse wurde 2 Stunden bei 90°C durchgeführt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die gebildete Reaktionsmischung unter Lieferung des Zer­ setzungsproduktes neutralisiert. Der Gehalt des Oligosac­ charids mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 58%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung von Polygly­ kolalginsäureoligosaccharid wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Polyglykolal­ ginsäureoligosaccharid mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 31 gezeigt.

Tabelle 31

Die Zahlenwerte in Tabelle 31 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Polyglyko­ lalginsäureoligosaccharid gezüchtet wurde zu 100% festge­ setzt sind.

Wie aus Tabelle 31 ersichtlich, beschleunigte das Polyglykolalginsäureoligosaccharid das Wachstum des Stiels und der Wurzel der Pflanze bei Zusatzkonzentrationen von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 30

Nach Lösen von 20 g Karrageen in 500 ml heißem Wasser wurden 500 ml 1 N wässeriger Salzsäurelösung zu der Lösung gegeben und die Hydrolyse wurde 2 Stunden bei 90°C durchge­ führt. Nach Beendigung der Reaktion wurde die gebildete Reaktionsmischung unter Lieferung eines Zersetzungsprodukts neutralisiert. Der Gehalt des Oligosaccharids mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 10 in dem Zersetzungsprodukt betrug 38%.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Karrageenoligosaccharids wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Karrageenoligosaccharid mit einem Verhältnis von 0,25 bis 0,00025% zu der Leitungs­ wassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 32 gezeigt.

Tabelle 32

Die Zahlenwerte in Tabelle 32 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Kar­ rageenoligosaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 32 ersichtlich, beschleunigte das Karrageenoligosaccharid das Wachstum des S 31022 00070 552 001000280000000200012000285913091100040 0002003735365 00004 30903tiel-Blatts und der Wurzel der Pflanze bei einer Zusatzkonzentration von 0,25 bis 0,0025%.

Beispiel 31

Azotobacter vinelandii IAM 1078 wurde der Schüttelkultur in 30 ml eines flüssigen Kulturmediums in einem Erlen­ meyerkolben (15 Minuten lang bei 120°C sterilisiert) und mit 0,025% KH₂PO₄, 0,0005% Na₂MoO₄.2H₂O, 0,0125% MgSO₄.7H₂O, 0,0005% MnSO₄.4H₂O, 0,025% NaCl, 0,0005% FeSO₄.7H₂O, und 2,0% Saccharose 72 Stunden lang bei 240 Umdrehungen pro Minute und 30°C unterzogen, um eine Saatkul­ turlösung zu liefern.

Darauf wurden 400 ml des Kulturmediums mit obiger Zusammensetzung in einen 1 Liter Erlenmeyerkolben gebracht, nach dem Sterilisieren durch ein gewöhnliches Verfahren 30 Minuten lang bei 120°C wurden 20 ml der hergestellten Saatkulturlösung zugefügt und die Züchtung wurde bei 240 Umdrehungen pro Minute 5 Tage lang bei 30°C durchgeführt. Nach Zugabe von 2 Litern Wasser zu 2 Litern der Kulturflüs­ sigkeit, wurde die Mischung 40 Minuten lang bei 10.000 G der Zentrifugalabscheidung unterzogen, wobei 1,9 Liter einer überstehenden Flüssigkeit erhalten wurden. Die Flüssigkeit wurde auf 300 ml konzentriert, Äthanol wurde hinzugefügt, um das Polysaccharid auszufällen, das durch Zentrifugalabschei­ dung unter Lieferung von 1,2 g Polysaccharid gesammelt wurde.

Zu dem Polysaccharid wurden 1,2 Liter Wasser unter Bildung einer 0,1%-igen wässerigen Lösung gegeben, zu der Lösung wurde Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N gefügt und nach Durchführung der Hydrolyse 6 Stunden bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natrium­ hydroxid unter Lieferung des erwünschten Zersetzungsprodukts neutralisiert.

Das Zersetzungsprodukt wurde auf 20 ml konzentriert, durch Säulenchromatographie unter Verwendung einer mit Sephadex G25® gefüllten Säule entsalzt und eine Oligosac­ charidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 wurde gesammelt, konzentriert und unter Lieferung von 420 mg Oligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und außerdem die des Polysaccharids vor Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. jeweils mit Konzentrationen von 0,025 bis 0,00025% dazugege­ ben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 33 gezeigt.

Tabelle 33

Die Zahlenwerte in Tabelle 33 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosac­ charid oder Polysaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festge­ setzt sind.

Beispiel 32

In einen Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben und nach Aussäen von 40 Chinakohlsamen­ körnern (Züchtung: Misugikohl) in den Boden wurden die Samen 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren folgendermaßen.
Kontrollgruppe:
Es wird kein Oligosaccharid hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
Eine wässerige Lösung von 2,2 g des Oligosaccharid in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarzerde mit einer Konzentration von 0,025% der Bodenmenge gefügt und die Züchtung wurde durchgeführt.

Außerdem wurde das verwendete Oligosaccharid aus 10 Litern der in Beispiel 31 beschriebenen Kulturflüssigkeit hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 34 gezeigt.

Tabelle 34

Versuchsgruppe
Mittelwert pro Chinakohlkopf
Kontrollgruppe	4.8 ± 1.5 (100)
0.025% Gruppe mit Zusatz	5.2 ± 1.4 (108)

Der Zahlenwert in der Klammer ist der Wert (%), wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zusatz des Oligosaccharid in den Boden ein Ertragszuwachs von 8% beobachtet.

Beispiel 33

In einen 250 ml Erlenmeyerkolben wurden 30 ml eines Kulturmediums mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCl₂, 0,1% Natrium­ glutamat, 0,1% K₂HPO₄, 0,02% MgSO₄.7H₂O, 0,004% CaCl₂, und 10 µg Biotin, 100 µg Thiamin, 2,5 mg FeCl₃.6H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄.7H₂O, 0,01 mg CoCl₂.7H₂O, 0,1 mg CuSO₄.5H₂O und 0,01 mg Na₂MoO₄.2H₂O pro Liter des Kulturmediums als Spurenelemente und nach Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten lang bei 120°C wurde Agrobakterium tumefaciens IAM 1037 in dem Kulturmedium bei 240 Umdrehungen pro Minute 3 Tage lang bei 25°C unter Lieferung einer ersten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 300 ml des Kulturmediums in einen 1 Liter Erlenmeyerkolben gebracht, und nach dem Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten lang bei 120°C wurden dazu 10 ml der ersten Saatkulturlösung gefügt und bei 240 Umdrehungen pro Minute 3 Tage bei 25°C unter Lieferung der zweiten Saatkulturlösung gezüchtet.

Dann wurden 20 Liter des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung in einen 30 Liter Glaskolbenfermenter gefüllt, und nach Sterilisieren des Kulturmediums 30 Minuten lang bei 120°C wurden 100 ml der zweiten Saatkulturlösung in das Medium eingeimpft und bei 200 Umdrehungen pro Minute 6 Tage lang bei 25°C gezüchtet. Nach Zugabe von 20 Litern Wasser zu 20 Litern der Kulturflüssigkeit wurde die Mischung 30 Minuten lang bei 10.000 G der Zentrifugalabscheidung unterzogen, um die Zellen zu entfernen, die überstehende Flüssigkeit wurde auf 4 Liter konzentriert, und 10 Liter Äthanol wurden hinzugefügt, um das Polysaccharid auszufällen, das durch Zentrifugalabscheidung abgetrennt und unter Lieferung von 24 g Polysaccharid getrocknet wurde.

Nach dem Lösen von 10 g des Polysaccharids in 10 Litern Wasser wurde Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N hinzugegeben, die Hydrolyse wurde 6 Stunden bei 100°C durchgeführt und dann wurde die Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Danach wurde die Reaktions­ mischung auf 100 ml konzentriert und der Behandlung durch eine mit Sephadex G25 gefüllten Säule zum Entsalzen und auch um eine Oligosaccharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 zu erhalten, unterzogen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 3,4 g des erwünschten Produktes lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor der Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungs­ wasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. dazu mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 35 gezeigt.

Tabelle 35

Die Zahlenwerte in Tabelle 35 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge von Kaiware Daikon, wobei die des Kaiware Daikon, daß ohne das Oligosac­ charid und das Polysaccharid gezüchtet wurde, zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 34

In einem Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gebracht und 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) wurden in den Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt.
Kontrollgruppe:
Es wird kein Oligosaccharid hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
Eine wässerige Lösung von 11 g oder 2,2 g des Oligosac­ charid in 3,6 Litern Wasser wurden zu der Schwarzerde mit 0,125 oder 0,025% der Bodenmenge gegeben, und die Züchtung wurde unter Verwendung der Erde durchgeführt.

Das in dem Test verwendete Oligosaccharid wurde aus 40 Litern flüssigen Kulturmedium hergestellt, das auf dieselbe Weise wie in Beispiel 33 erhalten wird.

Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 36 gezeigt.

Tabelle 36

Versuchsgruppe
Mittleres Gewicht pro Chinakohlkopf (g)
Kontrollgruppe	4.9 ± 1.4 (100) (n = 40)
0.125% Gruppe mit Zusatz	5.4 ± 1.5 (110)
0.025% Gruppe mit Zusatz	5.1 ± 1.5 (104)

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte (%), wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zugabe des Oligosaccharid zu dem Boden mit 0,125% bis 0,025% ein Ertragszuwachs von 4 bis 10% beobachtet.

Beispiel 35

In einem 250 ml Erlenmeyerkolben wurde ein Kulturmedium mit 1,0% Mannit, 0,1% MgCl₂, 0,1% Natriumglutamat, 0,1% K₂HPO₄, 0,02% MgSO₄.7H₂O, 0,004% CaCl₂ und 10 µg Biotin, 100 µg Thiamin, 2,5 mg FeCl₃.6H₂O, 0,01 mg H₃BO₃, 0,01 mg ZnSO₄.7H₂O, 0,01 mg CoCl₂.7H₂O, 0,01 mg CuSO₄.5H₂O und 0,01 mg Na₂MoO₄.2H₂O pro Liter des Kulturmediums als Spurenelemente und nach dem Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten lang bei 120°C, wurde Rhyzobium meliloti IAM 12611 eingeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 3 Monate lang bei 25°C unter Lieferung einer ersten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 300 ml des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung wie oben in einen 1 Liter Erlenmeyerkolben gebracht und nach Sterilisieren des Mediums 15 Minuten lang bei 120°C wurde die erste Samenkulturlösung eingeimpft und bei 240 Umdrehungen 3 Tage lang bei 25°C unter Lieferung der zweiten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 20 Liter des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung wie oben in einen 30 Liter Glaskolbenfer­ menter gefüllt und nach Sterilisieren des Mediums 30 Minuten lang bei 120°C wurden 100 ml der zweiten Samenkulturlösung eingeimpft und bei 200 Umdrehungen pro Minute 6 Tage lang bei 25°C gezüchtet. Dann wurden 20 Liter Wasser zu 20 Litern der erhaltenen Kulturflüssigkeit gegeben, die Mischung wurde 30 Minuten lang bei 10.000 G der Zentrifugalabscheidung unterzogen, um die Zellen zu entfernen, die überstehende gebildete Flüssigkeit wurde auf 4 Liter konzentriert und 10 Liter Äthanol wurden dazugegeben, um Polysaccharid auszufäl­ len, das durch Zentrifugalabscheidung abgetrennt und unter Lieferung von 12 g Polysaccharid getrocknet wurde. Nach dem Lösen von 10 g des Polysaccharids in 10 Litern Wasser wurde dazu Salzsäure mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben und die Hydrolyse wurde 6 Stunden lang bei 100°C durchge­ führt. Dann wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert, auf 200 ml konzentriert und unter Verwendung einer mit Sephadex G25® gefüllten Säule einer Behandlung zum Entsalzen und zum Erhalten einer Oligosaccha­ ridfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 unterzogen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 4,8 g des erwünschten Produktes lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des so erhaltenen Oligosaccharid und des Polysaccharid vor Zerset­ zung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungs­ wasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid dazu mit einem Ver­ hältnis von 0,025 bis 0,00025% zu der Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 37 gezeigt.

Tabelle 37

Die Zahlenwerte in Tabelle 37 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid und das Polysaccharid gezüchtet wurde.

Beispiel 36

In einen Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben, und 40 g Chinakohlsamen (Züchtung: Misugikohl) wurden in den Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren wie folgt.
Kontrollgruppe:
Oligosaccharid wird nicht hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:
Eine wässerige Lösung von 22 g oder 2,2 g des Oligosac­ charids in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarzerde mit 0,25 oder 0,025% der Bodenmenge gegeben, und die Züchtung wurde unter Verwendung des Bodens durchgeführt.

Das verwendete Oligosaccharid wurde aus 40 Litern der Kulturflüssigkeit gemäß dem in Beispiel 35 beschriebenen Verfahren hergestellt, gefolgt von Hydrolyse mit Salzsäure und Neutralisation.

Die Ergebnisse sind in Tabelle 38 gezeigt.

Tabelle 38

Versuchsgruppe
Mittleres Gewicht pro Chinakohlkopf
Kontrollgruppe	4.6 ± 1.6 (100) (n = 40)
0.125% Gruppe mit Zusatz	5.1 ± 1.4 (111)
0.025% Gruppe mit Zusatz	5.0 ± 1.7 (109)

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte, wobei der Mittelwert der Vergleichsgruppe bei 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zusatz des Oligosaccharid zu dem Boden mit 0,25 oder 0,025% der Ertragsanstieg von 9 bis 11% beobachtet.

Beispiel 37

In einen 250 ml Erlenmeyerkolben wurden 30 ml eines Kulturmediums mit 1% Laktose, 0,5% Pepton, 0,1% KH₂PO₄ 0,05% MgSO₄.7H₂O und 0,0033% Bengale rosa gefüllt und nach Sterilisieren des Kulturmediums 15 Minuten bei 120°C wurde Enterobacter cloacae FERM-8968 mit der Menge einer Platinöse eingeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 24 Stunden lang bei 30°C unter Lieferung der ersten Samenkultur­ lösung gezüchtet.

Dann wurden 300 ml des Kulturmediums mit obiger Zusammensetzung in einen 1 Liter Erlenmeyerkolben nach einem 15-minütigen Sterilisieren bei 120°C gegeben, 10 ml der ersten Samenkulturlösung wurden dazugeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 24 Stunden lang bei 30°C unter Lieferung der zweiten Samenkulturlösung gezüchtet.

Außerdem wurden 20 Liter des Kulturmediums mit derselben Zusammensetzung in einen 30-Liter Glaszylinderfermenter gegeben, und nach einem 30-minütigen Sterilisieren bei 120°C wurden 100 ml der zweiten Samenkulturlösung eingeimpft und bei 240 Umdrehungen pro Minute 2 Tage lang bei 30°C gezüch­ tet.

Dann wurden 20 Liter Wasser zu 20 Litern der so erhal­ tenen Kulturflüssigkeit gegeben, die Mischung wurde 40 Minuten bei 10.000 G der Zentrifugalabscheidung zum Entfernen der Zellen unterzogen, die überstehende gebildete Flüssigkeit wurde auf 3 Liter konzentriert und 7 Liter Äthanol wurden zu dem Konzentrat gegeben, um das Polysaccharid auszufällen, das durch Zentrifugalabscheidung abgetrennt und zur Lieferung von 16 g eines Polysaccharids getrocknet wurde.

Nach dem Lösen von 10 g des Polysaccharids in 1 Liter Wasser wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentra­ tion von 0,1 N gegeben, die Hydrolyse wurde 4 Stunden lang bei 100°C durchgeführt und die gebildete Reaktionsmischung wurde mit Natriumhydroxid neutralisiert. Danach wurde die Reaktionsmischung auf 100 ml konzentriert und mit einer mit Sephadex G25 gefüllten Säule behandelt, wobei das Entsalzen durchgeführt wurde und außerdem eine Oligosaccharidfraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 zurückgewonnen wurde. Die Fraktion wurde dann konzentriert und der Lieferung von 4,2 g des erwünschten Produktes lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% zur Leitungswassermenge gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in der Tabelle 39 gezeigt.

Tabelle 39

Die Zahlenwerte in Tabelle 39 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid und das Polysaccharid gezüchtet wurde.

Wie aus den Ergebnissen der Tabelle 38 ersichtlich, zeigte das Oligosaccharid, das durch Zersetzen des von Enterobacter cloacae erzeugten Polysaccharids erhalten wurde, die pflanzenwachstumsbeschleunigende Wirkung bei der zugegebenen Menge von 0,025 bis 0,00025%.

Andererseits zeigte das von Enterobacter cloacae erzeugte Oligosaccharid die wachstumsbeschleunigende Wirkung bei 0,025 bis 0,0025%.

Beispiel 38

In einen Topf von 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben, und 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) wurden in dem Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die verwendeten Versuchsgruppen waren wie folgt.
Kontrollgruppe:
Oligosaccharid wird nicht hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz auf der Blattoberfläche:
Eine wässerige Lösung von 160 mg oder 16 mg Oligosac­ charid in 80 ml Wasser wurde auf die Blattoberflächen von Chinakohl alle 7 Tage während der Züchtung aufgetragen.

Das verwendete Oligosaccharid wird auf dieselbe Weise wie in Beispiel 37 hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 40 gezeigt.

Tabelle 40

Versuchsgruppe
Mittleres Gewicht pro Chinakohlkopf
Kontrollgruppe	4.9 ± 1.4 (100) (n = 40)
Gruppe mit Zusatz auf der Blattoberfläche (0.4 mg/Kopf)	7.3 ± 1.4 (149)
Gruppe mit Zusatz auf der Blattoberfläche (0.4 mg/Kopf)	7.1 ± 1.5 (145)

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte (%), zusammen mit dem Mittelwert der Vergleichsgruppe, der zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zugabe des Oligosaccharids auf die Blattoberfläche von Chinakohl mit einer Menge von 0,4 mg oder 4,0 mg pro Kopf der Ertragszu­ wachs von 45 bis 49% erhalten.

Beispiel 39

Nach Lösen von 1 mg eines von Zoogloea ramigera erzeugten Polysaccharids (hergestellt von Sigma Co.) in 1 Liter Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Hydrolisie­ ren des Polysaccharid 4 Stunden lang bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutrali­ siert. Die Lösung mit dem zersetzten Produkt wurde auf 50 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G25 gefüllte Säule geleitet, um die Entsalzung durchzuführen und auch um eine Fraktion mit einem Oligosaccharid mit einem Polymerisations­ grad von 10 bis 20 wiederzugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 320 mg Oligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor der Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungs­ wasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. zu der Menge Leitungswasser mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 41 gezeigt.

Tabelle 41

Die Zahlenwerte in Tabelle 40 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid etc. gezüchtet wurde.

Beispiel 40

Nach dem Lösen von 50 g Xanthangummi (hergestellt von Sigma Co.) einem im Handel erhältlichen Polysaccharid, das von Mikroorganismen der Gattung Xanthomonas erzeugt wird in 5 Litern Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 7 Stunden bei 100°C wurde die Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Dann wurde die Lösung mit dem zersetzten Produkt auf 500 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25® gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und außerdem um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 wieder­ zugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 21 g Oligosaccharid lyophilisiert.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor der Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Nabelkraut-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. dazu mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% der Menge des Leitungswassers gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 42 gezeigt.

Tabelle 42

Die in Tabelle 42 gezeigten Zahlenwerte sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, zusammen mit denen des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid etc. gezüchtet wurde.

Beispiel 41

In einen Topf mit 17 cm × 60 cm × 15 cm wurden 9 kg Schwarzerde gegeben, und 40 Chinakohlsamenkörner (Züchtung: Misugikohl) wurden in dem Boden ausgesät und 30 Tage lang unter natürlichen Bedingungen gezüchtet. Die Versuchsgruppen waren wie folgt:
Kontrollgruppe:
Oligosaccharid wird nicht hinzugefügt.
Gruppe mit Zusatz:

Eine wässerige Lösung von 2,2 g des Oligosaccharids in 3,6 Litern Wasser wurde zu der Schwarzerde mit einem Verhältnis von 0,025% gegeben, und die Züchtung wurde unter Verwendung des Bodens durchgeführt.

Das verwendete Oligosaccharid wurde auf dieselbe Weise wie in Beispiel 40 hergestellt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 43 gezeigt.

Tabelle 43

Versuchsgruppe
Mittleres Gewicht pro Chinakohlkopf
Kontrollgruppe	4.8 ± 1.3 (100) (n = 40)
0.025% Gruppe mit Zusatz	5.0 ± 1.4 (104)

Der Zahlenwert in der Klammer ist der Wert (%), wobei der Mittelwert der Kontrollgruppe zu 100% festgesetzt ist.

Wie aus der Tabelle ersichtlich, wurde durch Zusatz des Oligosaccharids zu dem Boden mit 0,025% der Ertragszuwachs von 4% erhalten.

Beispiel 42

Nach dem Lösen von 10 g Gellan Gummi (hergestellt von Sanei Kagaku Kogyo K.K.), einem im Handel erhältlichen von Pseudomonas elodea hergestellten Produkt in 10 Litern Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 1,0 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 15 Minuten lang bei 120°C wurde die Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Dann wurde die Lösung mit dem Zersetzungsprodukt auf 1.000 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25® gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und auch um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 wieder­ zugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 1,3 g des Oligosaccharids getrocknet.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharid s wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Außerdem wurde der Versuch, Gerangummi zu der Schwarzerde mit 0,025% zu geben, auf dieselbe Weise wie oben durchgeführt. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 44 gezeigt.

Tabelle 44

Die Zahlenwerte in Tabelle 44 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kawiware Daikon, wobei die Mittelwerte des Kaiware Daikon, das ohne das Oligosaccharid etc. gezüchtet wurde zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 43

Nach dem Lösen von 1 g Nigeran, einem im Handel erhältlichen, von Aspergillus niger erzeugten Polysaccharid in 1 Liter Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 4 Stunden lang bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutralisiert. Die Lösung mit dem Zersetzungsprodukt wurde auf 50 ml kon­ zentriert und durch eine mit Sephadex G-25® gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und auch um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisa­ tionsgrad von 2 bis 20 wiederzugewinnen. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 410 mg Oligosaccharid getrocknet.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor Zersetzung wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. zu der Menge des Leitungswas­ sers mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 45 gezeigt.

Tabelle 45

Die Werte in Tabelle 45 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon, wobei die der Kontrolle zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 44

Nach dem Lösen von 100 mg Mannan, einem im Handel erhältlichen von Saccharomyces cerevisiae erzeugten Polysac­ charid in 100 ml Wasser, wurde Salzsäure zu der Lösung mit einer Endkonzentration von 0,1 N gegeben, und nach dem Durchführen der Hydrolyse 6 Stunden lang bei 100°C wurde die erhaltene Reaktionsmischung mit Natriumhydroxid neutrali­ siert. Die das Zersetzungsprodukt enthaltende Lösung wurde auf 10 ml konzentriert und durch eine mit Sephadex G-25® gefüllte Säule geleitet, um das Entsalzen durchzuführen und auch um eine Oligosaccharid enthaltende Fraktion mit einem Polymerisationsgrad von 2 bis 20 zu sammeln. Die Fraktion wurde konzentriert und unter Lieferung von 36 mg Oligosac­ charid getrocknet.

Die pflanzenwachstumbeschleunigende Wirkung des Oligosaccharids und des Polysaccharids vor dem Zersetzen wurde unter Verwendung von Kaiware Daikon bestimmt. 36 Kaiware Daikon-Samenkörner wurden auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungs­ wasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und 2 Tage bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet. In diesem Fall wurde das Oligosaccharid etc. zu der Leitungswassermenge mit einem Verhältnis von 0,025 bis 0,00025% gegeben. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 46 gezeigt.

Tabelle 46

Die Zahlenwerte in Tabelle 46 sind die jeweiligen Werte (%) der Stiel-Blattlänge und der Wurzellänge des Kaiware Daikon in jedem Fall, wobei die des Kaiware Daikon der Kontrolle zu 100% festgesetzt sind.

Beispiel 45

Nabelkrautsamen, die mit Oligosaccharid mit einem Verhältnis von 2,5 µg bis 100 µg pro Samenkorn beschichtet sind, wurden durch Aufsprühen eines Gewichtsteils einer wässerigen Lösung mit 0,7 bis 0,025% des Oligosaccharids, das durch Zersetzen des Polysaccharids erhalten wird, das von Entero­ bacter cloacae FERM P-8968 mit dem in Beispiel 37 beschriebe­ nen Verfahren erzeugt wird und mit 0,75% Natriumalginat auf ein Gewichtsteil Nabelkrautsamen und durch Trocknen der Samen im Luftstrom bei 40 bis 50°C hergestellt.

Dann wurden 50 Körner des Oligosaccharid beschichteten Samens auf ein Kunstharzvlies in einem Glasgefäß gebracht, und nach Zugabe von 70 ml Leitungswasser wurden die Samen 4 Tage lang im Dunkeln bei 23°C und dann 2 Tage lang bei einer Bestrahlung von 5.000 Lux gezüchtet.

Als Kontrolle wurden unbeschichtete Nabelkrautsamen auf dieselbe Weise gezüchtet. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 47 gezeigt.

Tabelle 47

Die Zahlenwerte in den Klammern sind die jeweiligen Werte (%), wobei die Mittelwerte der Kontrolle zu 100% festgesetzt sind.

Wie aus Tabelle 46 ersichtlich, wurde bei Verwendung von Samen, die mit dem Oligosaccharid mit 5 bis 100 pro Samenkorn beschichtet sind, die wachstumsbeschleunigende Wirkung von 108 bis 131% bei der Stiel-Blattlänge und von 131 bis 243% bei der Wurzellänge im Vergleich zu Samen, die nicht mit dem Oligosaccharid beschichtet sind, beobachtet.

Es ist für den Fachmann offensichtlich, daß die vorangehenden Beispiele den Umfang der Erfindung nicht einschränken.

Claims (5)

1. Verfahren zur Beschleunigung des Pflanzenwachstums, wobei man wenigstens eines der folgenden Oligosaccharide verwendet: Alginsäureoligosaccharid, Xylooligosaccharid, ein durch Zersetzen eines Zellwandpolysaccharids einer Pflanze erhaltenes Oligosaccharid, Polygalakturonsäureoligosaccha­ rid, Pektinoligosaccharid, Glukomannanoligosaccharid, Aga­ rooligosaccharid, Zellooligosaccharid, Inuloligosaccharid, Mannanoligosaccharid, Fucoidanoligosaccharid, Gummiarabiku­ moligosaccharid, Polyglykolalginsäureoligosaccharid, Karra­ geenoligosaccharid und ein Oligosaccharid, das durch Zerset­ zen eines von Mikroorganismen erzeugten Polysaccharids er­ halten wird, wobei man diese auf die Pflanzen, deren Samen oder in den Boden aufbringt.

2. Verfahren nach Anspruch 1, wobei man Samen verwen­ det, die mit dem pflanzenwachstumsbeschleunigenden Oligo­ saccharid mit 5 bis 100 µg pro Samenkorn beschichtet sind.

3. Verfahren nach Anspruch 1, wobei man auf die Blatt­ oberfläche einer Pflanze eine wässerige Lösung des pflan­ zenwachstumsbeschleunigenden Oligosaccharids mit 20 µg/ml bis 200 µg/ml aufbringt.

4. Verfahren nach Anspruch 1, wobei man in den Boden eine wässerige Lösung des pflanzenwachstumsbeschleunigenden Oligosaccharids von 30 µg/ml bis 350 µg/ml in einem Verhältnis von 0,5 bis 5,0 kg pro Hektar einbringt.

5. Verfahren nach Anspruch 1, wobei man das pflanzen­ wachstumsbeschleunigende Oligosaccharid mit einem flüssigen Wasserkulturdüngemittel in einer Konzentration von 2,5 µg/ml bis 250 µg/ml mischt.