DE102004058893B4

DE102004058893B4 - Modifizierte Biopolymere, mineralisierte modifizierte Biopolymere, Verfahren zu deren Herstellung und deren Verwendungen

Info

Publication number: DE102004058893B4
Application number: DE102004058893A
Authority: DE
Inventors: Hermann Ehrlich; Dieter Scharnweber; Hartmut Worch; Thomas Hanke; René Born; Susanne Bierbaum
Original assignee: Technische Universitaet Dresden
Current assignee: Technische Universitaet Dresden
Priority date: 2004-11-29
Filing date: 2004-11-29
Publication date: 2010-08-19
Anticipated expiration: 2024-11-30
Also published as: DE102004058893A1

Abstract

Modifiziertes Biopolymer, erhältlich durch Umsetzung eines Biopolymers, das freie Aminogruppen enthält, mit Glucuronsäure, wobei die Carboxylgruppe der Glucuronsäure erhalten bleibt, dadurch gekennzeichnet, dass das Biopolymer ein fibrillenbildendes Kollagen oder Gelatine ist.

Description

Die Erfindung betrifft mit Glucuronsäure modifizierte Biopolymere, mineralisierte modifzierte Biopolymere, Verfahren zu deren Herstellung und deren Verwendung zur Herstellung mineralisierter Biomaterialien für die Biomedizin, als Knochenersatzmaterial, zur Medikamentenfreisetzung, für das Tissue Engineering und als Futter- und Nahrungsergänzungsmittel gemäß den Patentansprüchen.
Organismen nutzen verschiedene Moleküle, um damit die Bildung und das Wachstum von mineralischen Phasen zu fördern bzw. diese auch zu steuern. Vielfach sind diese Moleküle in Form von funktionellen Gruppen Bestandteil eines Makromoleküls. Im Zuge der Mineralisation von anorganisch-nichtmetallischen Phasen spielen negativ geladene Gruppen, insbesondere Carboxylatgruppen eine dominierende Rolle (Weiner, 1986). Es wird angenommen, dass diese Gruppen ionische Spezies, wie z. B. positiv geladene Claciumionen, binden und auf diesem Weg die Keimbildung für einen Kristall stimulieren (Campbell et. al., 1996).
Eine große Zahl von mineralisierten Geweben haben organische Moleküle mit derartigen Seitenketten. Es handelt sich dabei um Proteine, die z. B. reich an den Aminosäuren Aspartat und Glutamat sind. Oftmals sind diese Proteine mit weiteren Molekülen, wie z. B. Polysacchariden kovalent verknüpft, die ihrerseits saure Gruppen aufweisen (Moradian-Oldak, 1992).
Organismen nutzen verschiedene Makromoleküle, um die Nukleation und das Wachstum mineralischer Phasen zu kontrollieren. Diese Makromoleküle enthalten zahlreiche negativ geladene funktionelle Gruppen, insbesondere Carboxylatgruppen (Weiner, 1986). Es wird angenommen, dass diese Gruppen im umgebenden Medium vorhandene ionische Spezies wie Calciumionen binden und so die Kristallbildung stimulieren (Campbell et al., 1996).
Auch in vielen mineralisierten Geweben beinhaltet die organische Matrix eine Ansammlung von stark sauren Makromolekülen. Für den Fall von Matrixproteinen sind diese reich an Aspartat- und/oder Glutamatresten. Oft sind an die Matrixproteine zusätzlich kovalent Polysaccharide gebunden, die ebenfalls zahlreiche saure Gruppen aufweisen (Moradian- Oldak, 1992). Das bislang sauerste für die Einlagerung von Mineralien beschriebene Polyanion ist das Polysaccharid aus dem Coccolith von Pleurochrysis (Bäuerlein, 2003). Dieses Polyuronid besteht hauptsächlich aus Glucuronsäure und Galactouronsäure (im Verhältnis 1:3) und besitzt vier Carboxylgruppen pro Disaccharideinheit.
Kollagen ist ein Strukturprotein, das ubiquitär in allen Säugern vorkommt. Neben hoher mechanischer Stabilität verfügt Kollagen über eine Reihe weiterer wichtiger Eigenschaften, die seinen Einsatz als Biomaterial, als Scaffold für das Tissue Engineering oder zur kontrollierten Freigabe von Medikamenten ermöglichen: Kollagen ist biokompatibel, biologisch abbaubar, immunologisch zumindest für den Fall fibrillärer Kollagene relativ unreaktiv, leicht in großen Mengen erhältlich und in vielen Formen zu verarbeiten.
Rhee et al (2000) untersuchten die Nukleation von Hydroxylapatitkristallen an Kollagen in einer simulierten Körperflüssigkeit. Die Bindung von Calciumionen an freie Carboxylgruppen scheint dabei den entscheidenden Schritt für die Nukleation der Biominerals darzustellen.
Zur Herstellung mineralisierter Biomaterialien, die sich als Materialien für die Medizin, beispielsweise als Knochenersatzmaterial oder in der Zahnmedizin anwenden lassen, wurden bereits verschiedenste Biopolymere verwendet, wie z. B. die Proteine Kollagen, Gelatine oder Keratin, aber auch Polysaccharide wie Chitosan. Nukleinsäuren wie z. B. DNA oder Lipide.
US 5320844 (Liu, 1994), US 5455231 , US 5231169 und WO 93/12736 (Constantz et al.), US 5532217 (Silver et al., 1996) und US 6384197 (Weis et al., 2002) beschreiben die Mineralisation von Kollagen bzw. Kollagenfibrillen durch Calciumionen mittels verschiedener Verfahren.
Das US-Patent 5455231 betrifft mineralisiertes Kollagen. In den Ausführungsbeispielen 1 und 2 sind Verfahren zur Mineralisierung von Kollagen mit Calciumphosphatphasen offenbart.
Wang et al. („Synthesis of nanophase hydroxyapatite/collagen composite”, J. Mat. Sci. Lett. 14 (1995) 490–492) offenbaren ein Verfahren zur Abscheidung von Hydroxylapatit an Kollagen.
Das US-Patent 5532217 betrifft die Mineralisierung von Kollagenfasern für die Verwendung als Knochenersatzmaterial und offenbart im Ausführungsbeispiel die Mineralisierung von Kollagenfasern mittels des Double-membrane-diffusion-Verfahrens.
Die Gebrauchsmusterschrift DE 200 23 797 U1 betrifft Kompositmaterialien aus Calciumverbindungen und Proteinkomponenten und offenbart in Ausführungsbeispiel 2 ein Verfahren zur Herstellung von Kompositmaterialien aus Hydroxylapatit und Gelatine durch Fällungsreaktionen in Gegenwart der Proteinkomponenten.
Das US-Patent 6417166 B2 betrifft eine dünne mineralisierte Kollagenmembran und Verfahren zu deren Herstellung. Die Ausführungsbeispiele offenbaren Verfahren zur Mineralisierung von Kollagen mit Calciumphosphat.
Das US-Patent 6384196 B1 betrifft ein Verfahren für die Herstellung von mineralisierten Kollagenfasern und deren Verwendung als Knochenersatzmaterial. Die Ausführungsbeispiele offenbaren Verfahren zur Mineralisierung von Kollagenfasern mit Calciumphosphatphasen.
Gelinsky et al. („Poröse Scaffolds aus mineralisiertem Kollagen – ein biomimetisches Knochenersatzmaterial” Mat.-wiss. u. Werkstofftech. 2004, 35, Nr. 4) befassen sich mit neuartigen porösen Knochenmaterialien aus mit Hydroxylapatit mineralisiertem Kollagen und offenbaren ein Verfahren zu deren Herstellung.
In allen oben genannten Fällen wurden jedoch nur die wenigen in Kollagen natürlicherweise enthaltenen Carboxylgruppen als potentielle Nukleationszentren für die Biomineralisation genutzt.
Vor allem Biopolymere, die einen hohen Anteil saurer Gruppen besitzen, eignen sich zur Biomineralisation, da diese Calciumionen binden können und so als Nukleationszentrum für den Kristallisationsprozess dienen können.
So wurden natürliche Polysaccharide wie Glykosaminoglykane bzw. Mucopolysaccharide (Chondroitinsulfate, Heparine, Hyaluronsäure), Xanthan, Welan oder Gummi Arabicum bereits zur Herstellung mineralisierter Biomaterialien eingesetzt. Diese Polysaccharide enthalten Glucuronsäure als Baustein, welche über eine freie Carboxylgruppe verfügt.
DE 102 609 58 A1 offenbart Kompositmaterialien aus schwer wasserlöslichen Calciumsalzen und Glucuronsäure- und/oder Iduronsäure-haltigen natürlichen Polysacchariden wie z. B. Glykosaminoglykanen bzw. Mucopolysacchariden (Chondroitinsulfate, Heparine, Hyaluronsäure), Xanthan, Welan oder Gummi Arabicum.
Bakos et al. (1999) beschreiben ein Kompositmaterial aus Hydroxylapatit, Kollagen und dem glucuronsäurehaltigen natürlichen Polysaccharid Hyaluronsäure.
Biopolymere, die nur wenige oder keine saure Gruppen besitzen, lassen sich in der Regel nicht bzw. nur in schlechter Ausbeute mineralisieren. Insbesondere Biopolymere, die überwiegend basische funktionelle Gruppen wie z. B. Aminogruppen besitzen, sind daher momentan nicht als Ausgangsstoffe für die Herstellung von mineralisierten Biomaterialien zugänglich, obwohl sie z. T. vorteilhafte Eigenschaften wie Biokompatibilität oder mechanische Stabilität aufweisen.
Die europäische Patentanmeldung EP 1 252 825 A1 offenbart Geschmacksstoffzusammensetzungen, die Lebensmitteln einen herzhaften Geschmack („Umami”-Geschmack) verleihen sollen. Diese Zusammensetzungen können ein Peptid enthalten, dessen N-terminale Aminosäure Glutamat bzw. Aspartat ist und dessen N-terminale Aminogruppe u. a. mit Glucuronsäure derivatisiert ist.
Takeda et al. (Carbohydrate Research, 59 (1977) S. 363–377) beschreiben das Produkt der Reaktion zwischen Natrium-D-Glucuronat und einem L-Lysin-haltigen Tripeptid. Die Reaktion von Glucuronat erfolgt dabei mit der o-Aminogruppe eines Lysinrests. Durch die Modifikation der (biologisch aktiven) Aminogruppe durch Glucuronsäure kommt es zur Inaktivierung von Virusproteinen bzw. von bakteriellen Endotoxinen.
Aus der japanischen Patentanmeldung JP 2000109502 ist ein mit Glucuronsäure modifiziertes Chitosan bekannt, in welchem die Carboxylgruppen der Glucuronsäure erhalten bleiben.
Aufgabe der Erfindung ist es, neue modifizierte Biopolymere bereitzustellen, die als solche bzw. in mineralisierter Form für die Biomedizin, als Knochenersatzmaterial, für das Tissue Engineering, zur Medikamentenfreisetzung und Nahrungsmittel- und/oder Futtermittelergänzung verwendet werden können.
Die Aufgabe wird erfindungsgemäß gelöst durch modifizierte Biopolymere, die durch Umsetzung eines Biopolymers, das freie Aminogruppen enthält, mit Glucuronsäure erhältlich sind, wobei die Carboxylgruppe der Glucuronsäure erhalten bleibt.
Überraschenderweise wurde gefunden, dass Biopolymere, die freie Aminogruppen enthalten, durch Reaktion mit Glucuronsäure unter schonenden Bedingungen carboxyliert werden können. So modifizierte Biopolymere weisen eine erhöhte Anzahl saurer funktioneller Gruppen auf, die Calciumionen binden können. Dadurch wird die Mineralisation (Biomineralisation) dieser Polymere durch schwer lösliche Calciumsalze wie Phosphate oder Karbonate induziert bzw. verstärkt. Die Carboxylierung von Aminogruppen in verschiedenen Biopolymeren durch Glucuronsäure ermöglicht somit einen effektiveren Mineralisierungsprozess und höheren Mineralisierungsgrad.
Auf diese Weise können Biopolymere, die aufgrund ihrer hohen Anzahl an basischen Aminogruppen nicht bzw. nur schlecht mineralisierbar sind, so modifiziert werden, dass sie als Ausgangsstoffe für die Herstellung von mineralisierten Biomaterialien erschlossen werden.
Die Reaktion zwischen Glucuronsäure und einem Biopolymer, das eine freie Aminogruppe enthält, verläuft nach folgendem Schema:
Als Beispiel für ein Biopolymer, das eine freie Aminogruppe enthält, ist dabei die Reaktion für eine Lysinseitenkette eines Proteins dargestellt.
Die in dem Schema dargestellte kovalente Bindung von Zuckermolekülen an Proteine, Peptide, Lipide und Nukleinsäure wird als „Glykosilierung”, „nicht-enzymatische Glykosilierung” oder „Maillard-Reaktion” bezeichnet.
Zunächst kommt es dabei zur Ausbildung einer Schiff-Base (Schritt I), aus der durch die sog. „Amadori-Umlagerung” (Schritt II) ein Ketoamin entsteht, falls der reduzierende Zucker eine Aldose, wie z. B. Glucuronsäure ist (Horvat und Jakas, 2004). Es wird angenommen, dass die aktive Form des Zuckers die offenkettige Form ist. Die Konzentration der offenkettigen Form nimmt mit steigender Temperatur zu. Die Konzentration der offenkettigen Form hängt weiterhin vom pH-Wert ab. Die unprotonierte Form der Aminogruppe ist die aktive Form, diese hängt offensichtlicherweise ebenfalls vom pH-Wert ab (van Boekel, 2001).
Im Gegensatz zu anderen Zuckermolekülen verfügt die Glucuronsäure auch nach Ablauf der Maillard-Reaktion über eine freie Carboxylat-Gruppe. Dies eröffnet dem so modifizierten Biopolymer die Möglichkeit zur Bindung von Calciumionen. Die Grundlage der Erfindung ist die Fähigkeit der Glucuronsäure, Biopolymere mit sauren Gruppen zu funktionalisieren. So entstehen Template für die folgende Mineralisierung.
Erfindungsgemäß ist das Biopolymer, das freie Aminogruppen enthält, ein fibrillenbildendes Kollagen oder Gelatine.
Die erfindungsgemäßen modifizierten Biopolymere sind herstellbar, indem ein Biopolymer, das freie Aminogruppen enthält, mit Glucuronsäure, umgesetzt wird und dabei die Carboxylgruppe der Glucuronsäure erhalten bleibt.
Vorzugsweise reagiert dabei die Glucuronsäure mit der freien Aminogruppe des Biopolymers unter Bildung einer Schiff-Base und anschliessender Amadori-Umlagerung.
Die modifzierten Biopolymere werden beispielsweise zur Induktion oder Förderung der Biomineralisation verwendet. Die modifzierten Biopolymere eignen sich ebenfalls zur Herstellung von Biomaterialien, als Knochenersatzmaterial oder zur Medikamentenfreisetzung (Einsatz als Drug-Release-Material) oder beispielsweise als Scaffold für das Tissue Engineering oder zur Beschichtung von Implantantenoberflächen oder als Futtermittel oder als Nahrungsergänzungsmittel.
Teil der Erfindung ist auch ein mineralisiertes modifiziertes Biopolymer, das erhältlich ist durch

– Lagerung eines modifizierten Biopolymers in Calciumionen und Phosphationen enthaltender Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Calciumphosphatphasen übersättigt ist, oder
– durch Lagerung eines modifizierten Biopolymers in Calciumionen und Karbonationen enthaltender Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Calciumkarbonatphasen übersättigt ist, oder
– Lagerung eines modifizierten Biopolymers in Magnesiumionen und Phosphationen enthaltender Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Magnesiumphosphatphasen übersättigt ist, oder
– Lagerung eines modifizierten Biopolymers in Magnesiumionen und Karbonationen enthaltender Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Magnesiumkarbonatphasen übersättigt ist.

Ein mineralisiertes modifiziertes Biopolymer ist herstellbar, indem

– ein mit Glucuronsäure modifiziertes Biopolymer in einer Calciumionen und Phosphationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Calciumphosphatphasen übersättigt ist, gelagert wird oder
– ein mit Glucuronsäure modifiziertes Biopolymer in einer Magnesiumionen und Phosphationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Magnesiumphosphatphasen übersättigt ist, gelagert wird.

Ein mineralisiertes modifiziertes Biopolymer ist verwendbar zur Herstellung von Biomaterialien oder als Knochenersatzmaterial oder zur Medikamentenfreisetzung (zum Einsatz als Drug-Release-Material) oder beispielsweise als Scaffold für das Tissue Engineering oder zur Beschichtung von Implantantenoberflächen oder als Futtermittel oder als Nahrungsergänzungsmittel.
Ausführungsbeispiele
Anhand folgender Figuren und Ausführungsbeispiele wird die Erfindung näher erläutert.
Dabei zeigen
1: Adsorption von Glucuronsäure an Kollagenfibrillen (Messung nach Mecozzi et al. (2002))
C50: die Probe enthielt 50 μg Glucuronsäure/mg Kollagen
C5: die Probe enthielt 5 μg Glucuronsäure/mg Kollagen
2: AFM-Aufnahme der Unterschiede in der Morphologie von Kollagenfibrillen und Glucuronsäure-modifizierter Kollagenfibrillen
3: Schema der benutzten „dual constant composition method” (DCCM) Bedingungen.
4: Berechnung der Hydroxylapatit-Wachstumsrate
5: FTIR-Analyse der Hydroxylapatitbildung
6: REM-Aufnahmen des Wachstums der Hydroxylapatitkristalle auf mit Glucuronsäure modifizierten Kollagen I-Fibrillen
7: AFM-Aufnahme der Morphologie der Hydroxylapatitkristalle auf Kollagenfibrillen in Gegenwart von Glucuronsäure
8: Vergleich der Induktionszeiten im DCCM-Experiment
9: Vergleich der Hydroxylapatit-Wachstumsraten im DCCM-Experiment
10: REM-Aufsicht: Flockenartige Sedimente nach 24 Stunden im DCCM Experiment; links: Kollagenmatrix ohne Mineralisationanzeichen; rechts: mit Glucuronsäure modifizierte Kollagenmatrix mit HAP-Abscheidungen
11: REM-Aufnahmen von Hydroxylapatit-Microtuben, die in Gegenwart von 50 μg Glucuronsäure pro mg Kollagen I-Fibrillen gebildet wurden
12: FEG/TEM-Aufnahme eines Fragments eines Hydroxylapatitmicrotubus Rechts oben in der rechten Aufnahme: Beugungsaufnahme zum Nachweis der HAP-Struktur
13: Schematische Darstellung der Dual-Membran-Diffusions-Methode (DMDM)
14: REM Aufnahmen von durch das DMDM-Verfahren mit modifizierten Kollagenfibrillen auf verschiedenen Membranoberflächen erhaltenen Calciumphosphatphasen
15: REM-Aufnahme zur Biomineralisation von Glucuronsäure-modifizierter Gelatine im Vergleich mit unmodifzierter Gelatine
Ausführungsbeispiel 1
Herstellung von mit Glucuronsäure modifiziertem Kollagen – Alternative 1
Lösliches Kollagen Typ I (Sigma-Aldrich) wird in einer Konzentration von 5 bis 10 mg/ml in 6 ml 0.1 M Essigsäure gelöst und über Nacht bei einer Temperatur von 4°C gelagert. 6 ml Puffer B (60 mM Phosphat, 270 mMNaCl, pH 7,4 (1,52 g KH₂PO₄/dm³, 7,12 g Na₂PO₄/dm³, 15,75 g NaCl/dm³)) und zwischen 10 und 500 μg Glucuronsäure pro Milligramm Kollagen werden zur Kollagenlösung gegeben und über Nacht bei 37°C bei pH 7,4 inkubiert. Nach Abzentrifugieren (10 000 Umdrehungen/Minute, 15 Minuten, bei 21°C) werden die mit Glucuronsäure modifizierten Kollagenfibrillen als weißes Pellet erhalten. Die zugehörige Analytik enthält Ausführungsbeispiel 4.
Ausführungsbeispiel 2
Herstellung von mit Glucuronsäure modifiziertem Kollagen – Alternative 2
Lösliches Kollagen Typ I (Sigma-Aldrich) wird in einer Konzentration von 5 bis 10 mg/ml in 6 ml von 0,01 M bis 0,05 M Glucuronsäure gelöst und über Nacht bei einer Temperatur von 4°C aufbewahrt. 6 ml Puffer B wird zur Kollagenlösung gegeben und über Nacht bei 37°C und pH 7,4 inkubiert. Anschliessend wird wie in Ausführungsbeispiel 1 beschrieben verfahren.
Ausführungsbeispiel 3:
Herstellung von mit Glucuronsäure modifiziertem Kollagen – Alternative 3
Lösliches Kollagen Typ I (Sigma-Aldrich) wird in einer Konzentration von 5 bis 10 mg/ml in 6 ml einer 0,01 M bis 0,05 M Glucuronsäurelösung gelöst und über Nacht bei einer Temperatur von 4°C gelagert. Der pH-Wert der Lösung wird durch Zugabe von 0,01 M NaOH auf 7,4 eingestellt. Anschliessend wird wie in Ausführungsbeispiel 1 beschrieben verfahren.
Ausführungsbeispiel 4:
Nachweis der Bindung von Glucuronsäure an Kollagen
Glucuronsäure-modifiziertes Kollagen wird wie in den Ausführungsbeispielen 1, 2 oder 3 hergestellt. Nach dem Zentrifugationsschritt wird im löslichen Überstand der Teil der Glucuronsäure, der nicht an Kollagen gebunden hatte, nach dem Verfahren von Mecozzi et al. (2002) bestimmt (1).
2 zeigt AFM-Aufnahmen von Kollagenfibrillen (links) und von mit Glucuronsäure modifizierten Kollagenfibrillen. Man kann deutlich erkennen, dass sich die Morphologie der Kollagenfibrillen durch die Bindung der Glucuronsäure geändert hat: Die Fibrillen sind dicker und die für Kollagen typische Streifung ist geometrisch unregelmäßiger.
Ausführungsbeispiel 5:
Mineralisierung von Glucuronsäure-modifzierem Kollagen mit dem DCCM-Verfahren
Mit Glucuronsäure modifizierte Kollagenfibrillen werden wie in den Ausführungsbeispielen 1, 2 oder 3 beschrieben in Form von Pellets hergestellt.
Das Kollagenfibrillen haltige Pellet wird in Puffer B oder doppelt destilliertem Wasser suspendiert und zur Arbeitslösung in die „dual constant composition unit cell” gegeben. Die Mineralisierung der Kollagenfibrillen, die als Templat für die Bildung und das Wachstum von Calciumphosphat-Phasen (CPP) dienen, basiert auf der von Koutsoukos und Nancollas (1987) beschriebenen „dual constant composition method” (DCCM). Bei dieser Methode werden zwei Titranten, die die Gitterionen enthalten, zu der Reaktionslösung gegeben, um den Entzug dieser Ionen während des Wachstums der mineralischen Phasen zu kompensieren. Die Titranten werden mit einer Stöchiometrie hergestellt, die die Verdünnung der Reaktionslösungen durch die Zugabe verschiedener Titranten berücksichtigt. 3 zeigt das Schema der benutzten DCCM-Bedingungen.
Während der Durchführung der Experimente werden in regelmäßigen Abständen Proben gezogen und abfiltriert (0,5 μm Sartorius Filter). Die Filtrate wurden mit REM, TEM und FTIR analysiert.
Die resultierenden mineralisierten Kollagenfibrillen wurden durch Zentrifugation (20000 Umdrehungen/Minute, 30 Minuten bei 4°C) abgetrennt, dreimal mit doppelt destilliertem Wasser gewaschen und luftgetrocknet.
Die folgenden für die kinetische Analyse des Hydroxylapatit-Wachstums nach dem DCCM-Verfahren wichtigen Parameter wurden bestimmt:

– die Induktionszeit τ (bestimmt als Zeit von der Zugabe der Kollagenfibrillen bis zum Schnittpunkt der Tangente (dV/dt) mit der Zeitachse)
– die Hydroxylapatit (HAP)-Wachstumsrate (diese wird als Funktion der Zeit dem Verbrauch der Titranten entnommen und auf die Gesamtoberfläche des als Substrat eingesetzten Kollagens normiert), siehe 4
– die Wachstumsrate R_m der HAP Masse (in Prozent)
– das experimentell bestimmte stöchiometrische Verhältnis Ca:P von 1,67 ± 0,01 für Hydroxylapatit.

Die Hydroxylapatitbildung wird mittels FTIR (5) und REM-Analyse (6) der entnommenen Proben beobachtet. Das Vorstadium der Hydroxylapatitkristallbildung auf den Kollagenfibrillen in Gegenwart von Glucuronsäure ist als AFM (Atomkraftmikroskopie)-Aufnahme in 7 dargestellt.
REM-Aufnahmen der flockenartigen Sedimente nicht modifizierter und mit Glucuronsäure modifizierter Kollagenfibrillen, die nach 24 Stunden Mineralisationsprozess nach dem DCCM-Verfahren durch Zentrifugation gewonnen wurden, sind in 10 dargestellt. Diese Aufnahmen bestätigen die wesentliche Unterschiede in der Morphologie der Sedimente.
Eine detaillierte REM-Studie der mit Glucuronsäure modifizierten und mit Hydroxylapatit mineralisierten Kollagenfibrillen beweist die Bildung von Hydroxylapati-Microtuben unter diesen experimentellen Bedingungen (11).
Anschliessende hochauflösende TEM-Untersuchungen der Microfragmente dieser Glucuronsäure-modifiziertes Kollagen I enthaltenden Hydroxylapatit-Microtuben (12) zur Bestimmung des Kristallgitters bestätigten die Präsenz von Hydroxylapatitkristallen in der Probe.
Ausführungsbeispiel 6:
Mineralisierung von Glucuronsäure-modifzierem Kollagen mit dem DMDM-Verfahren
Mit Glucuronsäure modifizierte Kollagenfibrillen werden wie in den Ausführungsbeispielen 1, 2 oder 3 beschrieben in Form von Pellets hergestellt.
Das Mineralisationsverfahren basiert auf der von Iijima et al. (1994) beschriebenen „dual membrane diffusion method” (DMDM). Der Aufbau ist schematisch in 13 gezeigt.
DMDM basiert auf einem Zwei-Membranen-System, wobei eine Kationen-selektive Membran (CMV Asahi Glass Co., Japan) und eine Anionen selektive Dialysemembran mit einer Porengröße von 2,4 nm (PC SA) zur Kontrolle der Ionendiffusion eingesetzt werden. Eine bestimmte Anzahl von Calcium- und Phosphationen fliesst in den Reaktionsraum zwischen den Membranen. Die Flussmenge dieser Ionen ist einstellbar durch den Einsatz von Calcium- und Phosphat-Lösungen verschiedener Konzentrationen in der jeweils nötigen Kombination, um die korrespondierenden Calciumphosphatphasen zu erhalten. Nach dem Anbringen der Membranen wird die Reaktion durch das Platzieren der Calcium-Röhrchen in die Phosphatlösung gestartet. Calcium- und Phosphationen diffundieren durch die Kationen-selektive bzw. Anionen-selektive Membran von sich gegenüberliegenden Seiten in den kontrollierbaren Raum zwischen den Membranen (zwischen 50 μl und 500 μl).
Kristallwachstumsexperimente werden bei 37°C für einen oder sieben Tage durchgeführt.
100 ml einer 5, 10 oder 30 mM Phosphatlösung (NaH₂PO₄) und 2,2 ml einer 8.35, 16.7 bzw. 50.1 mM CaCl₂ 2H₂O Lösung werden als Phosphat- bzw. Calciumionenreservoir eingesetzt. Der pH-Wert der Calcium- und Phosphatlösungen wird auf 6.5 bzw. 7.4 eingestellt.
Nach der Reaktion werden die Präzipitate der mineralisierten, mit Glucuronsäure modifizierten Kollagenfibrillen, die auf der Membran fixiert sind, mit doppelt destilliertem Wasser gespült, getrocknet und mit TEM, REM und FTIR analysiert.
In Tabelle 1 sind die Ergebnisse des DMDM-Verfahrens bezüglich der Natur und der Morphologie verschiedener Calciumphosphatphasen in Abhängigkeit vom Ort in der Doppelmembrankammer und der Modifikation der Kollagenfibrillen mit Glucuronsäure dargestellt: Tabelle 1:

Templat CMV^TM Kationen-selektive Membran PCSA Anionen-selektive Membran SEM Aufnahme

Kollagen OCP MCP Fig. 14a, b

Glucuronsäure-modifiziertes Kollagen HAP HAP Fig. 14c, d

OCP: Ca₄H(PO₄)₃ Octacalciumphosphatkristalle
MCP: Ca(H₂PO₄)₂ Monocalciumphosphatkristalle
HAP: Ca₁₀(PO₄)₆(OH)₂ Hydroxylapatit

Die auf den Membranoberflächen wachsenden Calciumphosphatphasen wurden mittels FTIR-Analyse identifiziert.
Ausführungsbeispiel 7:
Glucuronsäure-modifizierter Gelatine und deren Biomineralisation
Gelatine wird in einer Konzentration von 5 bis 10 mg/ml in 6 ml 0,1 M Essigsäure gelöst und über Nacht bei einer Temperatur von 4°C gelagert. 6 ml Puffer B (s. Ausführungsbeispiel 1) und zwischen 10 bis 500 μg Glucuronsäure pro Milligramm Gelatine werden zur Gelatinelösung gegeben und über Nacht bei 37°C bei pH 7,4 inkubiert. Nach Abzentrifugieren (10 000 Umdrehungen/Minute, 15 Minuten, bei 21°C) wird die mit Glucuronsäure modifizierte Gelatine als weißes Pellet erhalten.
Die Mineralisierung wurde wie in Ausführungsbeispiel 5 beschrieben nach dem DCCM-Verfahren durchgeführt.
15 zeigt, dass sich beim Einsatz von mit Glucuronsäure modifizierter Gelatine (rechts) im Gegensatz zur nicht-modifizierten Gelatine (links) große Hydroxylapatit-Agglomerate bilden.
Literatur

Bakos et al., „Hydroxyapatite-collagen-hyaluronic acid composite”, Biomaterials, 20: 191–195, 1999
Bäuerlein E. ”Biomineralization of Unicellular Organisms. An Unusual Membrane Biochemistry for the Production of Inorganic nano- and Microstructures. Angew Chem Int Ed 42 (6): 614–641 (2003)
Baynes, ”The Maillard hypothesis on aging: time to focus on DNA”, Ann. N. Y. Acad. Sci., 959: 360–367, 2002
Campbel et al., ”Surface-induced mineralization: a new method for producing calcium phoaphate coatings”, J. Biomed. Mat. Res., 32: 111–118, 1996
Horvat and Jakas, ”Peptide and amino acid glycation: new insights into the Maillard reaction”, J. Peptide Sci., 10: 119–137, 2004-10-26 Hadley, Meek and Malik, ”Glycation changes the charge distribution of type I collagen fibrils”, Glycoconjugate J., 15: 835–840, 1998
Iijima M., Moriwaki Y., Kuboki Y. ”In vitro crystal growth of octacalcium phosphate on type I collagen fiber”, 1994, J. Crystal Growth, 137: 553–560
Koutsoukos P. and Nancollas G. ”The mineralization of collagen in vitro”, 1987, Colloids and Surfaces, 28: 95–108
Mecozzi et al., ”Ultrasound assisted extraction and determination of the carbohydrate fraction in marine sediments”, Org. Geochem. 31: 1797–1803, 2000
Moradian-Oldak et al., ”Interactions between acidic matrix macromolecules and calcium phosphate ester crystals: relevance to carbonate apatite formation in biomineralization”, Proc. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci, 247(1318): 47–55, 1992
Rhee and Lee, ”Nucleation of hydroxyapatite crystal through chemical interaction with collagen”, J. Am. Ceram. Soc., 83: 2890–92, 2000
Van Boekel, ”Kinetic aspects of the Maillard reaction: a critical review”, Nahrung/Food, 45: 150–159, 2001
Weiner, ”Organization of extracellularly mineralized tissues: a comparative study of biological crystal growth”, CRC Crit. Rev. Biochenm., 20: 365–408, 1986

Claims

Modifiziertes Biopolymer, erhältlich durch Umsetzung eines Biopolymers, das freie Aminogruppen enthält, mit Glucuronsäure, wobei die Carboxylgruppe der Glucuronsäure erhalten bleibt, dadurch gekennzeichnet, dass das Biopolymer ein fibrillenbildendes Kollagen oder Gelatine ist.
Verfahren zur Herstellung eines modifizierten Biopolymers nach Anspruch 1, wobei ein Biopolymer, das freie Aminogruppen enthält, mit Glucuronsäure umgesetzt wird und dabei die Carboxylgruppe der Glucuronsäure erhalten bleibt, dadurch gekennzeichnet, dass das Biopolymer ein fibrillenbildendes Kollagen oder Gelatine ist.
Verfahren zur Herstellung eines modifizierten Biopolymers nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Glucuronsäure mit der freien Aminogruppe des Biopolymers unter Bildung einer Schiff-Base und anschließender Amadori-Umlagerung reagiert.
Verwendung eines modifizierten Biopolymers nach Anspruch 1 zur Induktion oder Förderung der Biomineralisation oder zur Herstellung von Biomaterialien oder als Knochenersatzmaterial oder zur Medikamentenfreisetzung oder für das Tissue Engineering oder als Futtermittel oder als Nahrungsergänzungsmittel.
Mineralisiertes modifiziertes Biopolymer, erhältlich durch Umsetzung eines Biopolymers, das freie Aminogruppen enthält, mit Glucuronsäure, wobei die Carboxylgruppe der Glucuronsäure erhalten bleibt und das Biopolymer ein fibrillenbildendes Kollagen oder Gelatine ist, und durch anschließende Lagerung des modifizierten Biopolymers in bekannter Weise – in einer Calciumionen und Phosphationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Calciumphosphatphasen übersättigt ist, oder – in einer Calciumionen und Karbonationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Calciumkarbonatphasen übersättigt ist, oder – in einer Magnesiumionen und Phosphationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Magnesiumphosphatphasen übersättigt ist, oder – in einer Magnesiumionen und Karbonationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Magnesiumkarbonatphasen übersättigt ist.
Verfahren zur Herstellung eines mineralisierten modifizierten Biopolymers nach Anspruch 5, bei dem das Biopolymer freie Aminogruppen enthält und ein fibrillenbildendes Kollagen oder Gelatine ist, wobei a) das Biopolymer mit Glucuronsäure umgesetzt wird und dabei die Carboxylgruppe der Glucuronsäure erhalten bleibt und anschließend b) das so mit Glucuronsäure modifizierte Biopolymer entweder – in einer Calciumionen und Phosphationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Calciumphosphatphasen übersättigt ist, oder – in einer Magnesiumionen und Phosphationen enthaltenden Lösung, die bezüglich der Ausfällung schwer löslicher Magnesiumphosphatphasen übersättigt ist, in bekannter Weise gelagert wird.
Verwendung eines mineralisierten modifizierten Biopolymers nach Anspruch 5 zur Herstellung von Biomaterialien oder als Knochenersatzmaterial oder zur Medikamentenfreisetzung oder für das Tissue Engineering oder als Futtermittel oder als Nahrungsergänzungsmittel.