DE10126422A1 - Für das sigE-Gen kodierende Nukleotidsequenzen - Google Patents
Für das sigE-Gen kodierende NukleotidsequenzenInfo
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Abstract
Die Erfindung betrifft ein isoliertes Polynukleotid, enthaltend eine Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der Gruppe DOLLAR A a) Polynukleotid, das mindestens zu 70% identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält, DOLLAR A b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens 70% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2, DOLLAR A c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und DOLLAR A d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide der Polynukleotidsequenz von a), b) oder c), DOLLAR A und ein Verfahren zur fermantativen Herstellung von L-Aminosäuren unter Verwendung von coryneformen Bakterien, in denen zumindest das sigE-Gen verstärkt vorliegt, und die Verwendung von Polynukleotiden, die die erfindungsgemäßen Sequenzen enthalten, als Hybridisierungssonden.
Description
Gegenstand der Erfindung sind für das sigE-Gen kodierende
Nukleotidsequenzen aus coryneformen Bakterien und ein
Verfahren zur fermentativen Herstellung von Aminosäuren
unter Verwendung von Bakterien, in denen das sigE-Gen
verstärkt wird.
L-Aminosäuren finden in der Humanmedizin und in der
pharmazeutischen Industrie, in der Lebensmittelindustrie
und ganz besonders in der Tierernährung, Anwendung.
Es ist bekannt, daß Aminosäuren durch Fermentation von
Stämmen coryneformer Bakterien, insbesondere
Corynebacterium glutamicum, hergestellt werden. Wegen der
großen Bedeutung wird ständig an der Verbesserung der
Herstellverfahren gearbeitet. Verfahrensverbesserungen
können fermentationstechnische Maßnahmen wie zum Beispiel
Rührung und Versorgung mit Sauerstoff, oder die
Zusammensetzung der Nährmedien wie zum Beispiel die
Zuckerkonzentration während der Fermentation, oder die
Aufarbeitung zur Produktform durch zum Beispiel
Ionenaustauschchromatographie oder die intrinsischen
Leistungseigenschaften des Mikroorganismus selbst
betreffen.
Zur Verbesserung der Leistungseigenschaften dieser
Mikroorganismen werden Methoden der Mutagenese, Selektion
und Mutantenauswahl angewendet. Auf diese Weise erhält man
Stämme, die resistent gegen Antimetabolite oder auxotroph
für regulatorisch bedeutsame Metabolite sind und
Aminosäuren produzieren.
Seit einigen Jahren werden ebenfalls Methoden der
rekombinanten DNA-Technik zur Stammverbesserung von
L-Aminosäure produzierenden Stämmen von Corynebacterium
eingesetzt, indem man einzelne Aminosäure-Biosynthesegene
amplifiziert und die Auswirkung auf die
Aminosäure-Produktion untersucht.
Die Erfinder haben sich zur Aufgabe gestellt, neue
Maßnahmen zur verbesserten fermentativen Herstellung von
Aminosäuren bereitzustellen.
Werden im folgenden L-Aminosäuren oder Aminosäuren erwähnt,
sind damit eine oder mehrere Aminosäuren einschließlich
ihrer Salze, ausgewählt aus der Gruppe L-Asparagin, L-
Threonin, L-Serin, L-Glutamat, L-Glycin, L-Alanin, L-
Cystein, L-Valin, L-Methionin, L-Isoleucin, L-Leucin, L-
Tyrosin, L-Phenylalanin, L-Histidin, L-Lysin, L-Tryptophan
und L-Arginin gemeint. Besonders bevorzugt ist Lysin.
Gegenstand der Erfindung ist ein isoliertes Polynukleotid
aus coryneformen Bakterien, enthaltend eine für das
sigE-Gen kodierende Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus
der Gruppe
- a) Polynukleotid, das mindestens zu 70% identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält,
- b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zumindestens 70% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2,
- c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und
- d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide der Polynukleotidsequenz von a), b) oder c),
wobei das Polypeptid bevorzugt die Aktivität des Sigma-
Faktors E aufweist.
Gegenstand der Erfindung ist ebenfalls das oben genannte
Polynukleotid, wobei es sich bevorzugt um eine
replizierbare DNA handelt, enthaltend:
- a) die Nukleotidsequenzen, gezeigt in SEQ ID No. 1, SEQ ID NO. 3 oder 4, oder
- b) mindestens eine Sequenz, die der Sequenz (i) innerhalb des Bereichs der Degeneration des genetischen Kodes entspricht, oder
- c) mindestens eine Sequenz, die mit der zur Sequenz (i) oder (ii) komplementären Sequenz hybridisiert, und gegebenenfalls
- d) funktionsneutralen Sinnmutationen in (i).
Weitere Gegenstände sind
ein replizierbares Polynukleotid, insbesondere DNA, enthaltend die Nukleotidsequenz wie in SEQ ID No. 1 dargestellt;
ein Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz, wie in SEQ ID No. 2 dargestellt, enthält;
ein Vektor, enthaltend das erfindungsgemäße Polynukleotid, insbesondere Pendelvektor oder Plasmidvektor, und
coryneforme Bakterien, die den Vektor enthalten oder in denen das sigE-Gen verstärkt ist.
ein replizierbares Polynukleotid, insbesondere DNA, enthaltend die Nukleotidsequenz wie in SEQ ID No. 1 dargestellt;
ein Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz, wie in SEQ ID No. 2 dargestellt, enthält;
ein Vektor, enthaltend das erfindungsgemäße Polynukleotid, insbesondere Pendelvektor oder Plasmidvektor, und
coryneforme Bakterien, die den Vektor enthalten oder in denen das sigE-Gen verstärkt ist.
Gegenstand der Erfindung sind ebenso Polynukleotide, die im
wesentlichen aus einer Polynukleotidsequenz bestehen, die
erhältlich sind durch Screening mittels Hybridisierung
einer entsprechenden Genbank eines coryneformen Bakteriums,
die das vollständige Gen oder Teile davon enthält, mit
einer Sonde, die die Sequenz des erfindungsgemäßen
Polynukleotids gemäß SEQ ID No. 1 oder ein Fragment davon
enthält und Isolierung der genannten Polynukleotidsequenz.
Polynukleotide, die die Sequenzen gemäß der Erfindung
enthalten, sind als Hybridisierungs-Sonden für RNA, cDNA
und DNA geeignet, um Nukleinsäuren beziehungsweise
Polynukleotide oder Gene in voller Länge zu isolieren, die
für den Sigma-Faktor E kodieren, oder um solche
Nukleinsäuren beziehungsweise Polynukleotide oder Gene zu
isolieren, die eine hohe Ähnlichkeit der Sequenz mit der
des sigE-Gens aufweisen.
Polynukleotide, die die Sequenzen gemäß der Erfindung
enthalten, sind weiterhin als Primer geeignet, mit deren
Hilfe mit der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) DNA von Genen
hergestellt werden kann, die für den Sigma-Faktor E
kodieren.
Solche als Sonden oder Primer dienende Oligonukleotide,
enthalten mindestens 30, bevorzugt mindestens 20, ganz
besonders bevorzugt mindestens 15 aufeinanderfolgende
Nukleotide. Geeignet sind ebenfalls Oligonukleotide mit
einer Länge von mindestens 40 oder 50 Nukleotiden.
"Isoliert" bedeutet aus seinem natürlichen Umfeld
herausgetrennt.
"Polynukleotid" bezieht sich im allgemeinen auf
Polyribonukleotide und Polydeoxyribonukleotide, wobei es
sich um nicht modifizierte RNA oder DNA oder modifizierte
RNA oder DNA handeln kann.
Die Polynukleotide gemäß Erfindung schließen ein
Polynukleotid gemäß SEQ ID No. 1 oder ein daraus
hergestelltes Fragment und auch solche ein, die zu
wenigstens 70%, bevorzugt zu wenigstens 80% und besonders
zu wenigstens 90% bis 95% identisch sind mit dem
Polynukleotid gemäß SEQ ID No. 1 oder eines daraus
hergestellten Fragments.
Unter "Polypeptiden" versteht man Peptide oder Proteine,
die zwei oder mehr über Peptidbindungen verbundene
Aminosäuren enthalten.
Die Polypeptide gemäß Erfindung schließen ein Polypeptid
gemäß SEQ ID No. 2, insbesondere solche mit der
biologischen Aktivität des Sigma-Faktors E und auch solche
ein, die zu wenigstens 70%, bevorzugt zu wenigstens 80% und
besonders zu wenigstens 90% bis 95% identisch sind mit dem
Polypeptid gemäß SEQ ID No. 2 und die genannte Aktivität
aufweisen.
Die Erfindung betrifft weiterhin ein Verfahren zur
fermentativen Herstellung von Aminosäuren, ausgewählt
aus der Gruppe L-Asparagin, L-Threonin, L-Serin, L-
Glutamat, L-Glycin, L-Alanin, L-Cystein, L-Valin, L-
Methionin, L-Isoleucin, L-Leucin, L-Tyrosin, L-
Phenylalanin, L-Histidin, L-Lysin, L-Tryptophan und L-
Arginin, unter Verwendung von coryneformen Bakterien, die
insbesondere bereits Aminosäuren produzieren und in denen
die für das sigE-Gen kodierenden Nukleotidsequenzen
verstärkt, insbesondere überexprimiert werden.
Der Begriff "Verstärkung" beschreibt in diesem Zusammenhang
die Erhöhung der intrazellulären Aktivität eines oder
mehrerer Enzyme in einem Mikroorganismus, die durch die
entsprechende DNA kodiert werden, indem man beispielsweise
die Kopienzahl des Gens oder Allels bzw. der Gene oder
Allele erhöht, einen starken Promotor verwendet oder ein
Gen oder Allel verwendet, das für ein entsprechendes Enzym
mit einer hohen Aktivität kodiert und gegebenenfalls diese
Maßnahmen kombiniert.
Die Mikroorganismen, die Gegenstand der vorliegenden
Erfindung sind, können L-Aminosäuren aus Glucose,
Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke,
Cellulose oder aus Glycerin und. Ethanol herstellen. Es kann
sich um Vertreter coryneformer Bakterien insbesondere der
Gattung Corynebacterium handeln. Bei der Gattung
Corynebacterium ist insbesondere die Art Corynebacterium
glutamicum zu nennen, die in der Fachwelt für ihre
Fähigkeit bekannt ist, L-Aminosäuren zu produzieren.
Geeignete Stämme der Gattung Corynebacterium, insbesondere
der Art Corynebacterium glutamicum (C. glutamicum), sind
besonders die bekannten Wildtypstämme
Corynebacterium glutamicum ATCC13032
Corynebacterium acetoglutamicum ATCC15806
Corynebacterium acetoacidophilum ATCC13870
Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539
Corynebacterium melassecola ATCC17965
Brevibacterium flavum ATCC14067
Brevibacterium lactofermentum ATCC13869 und
Brevibacterium divaricatum ATCC14020
und daraus hergestellte L-Aminosäuren produzierende Mutanten bzw. Stämme.
Corynebacterium glutamicum ATCC13032
Corynebacterium acetoglutamicum ATCC15806
Corynebacterium acetoacidophilum ATCC13870
Corynebacterium thermoaminogenes FERM BP-1539
Corynebacterium melassecola ATCC17965
Brevibacterium flavum ATCC14067
Brevibacterium lactofermentum ATCC13869 und
Brevibacterium divaricatum ATCC14020
und daraus hergestellte L-Aminosäuren produzierende Mutanten bzw. Stämme.
Das neue, für das Enzym Sigma-Faktor E kodierende sigE-Gen
von C. glutamicum wurde isoliert.
Zur Isolierung des sigE-Gens oder auch anderer Gene von
C. glutamicum wird zunächst eine Genbank dieses
Mikroorganismus in Escherichia coli (E, coli) angelegt.
Das Anlegen von Genbanken ist in allgemein bekannten
Lehrbüchern und Handbüchern niedergeschrieben. Als Beispiel
seien das Lehrbuch von Winnacker: Gene und Klone, Eine
Einführung in die Gentechnologie (Verlag Chemie, Weinheim,
Deutschland, 1990), oder das Handbuch von Sambrook et al.:
Molecular Cloning, A Laboratory Manual (Cold Spring Harbor
Laboratory Press, 1989) genannt. Eine sehr bekannte Genbank
ist die des E. coli K-12 Stammes W3110, die von Kohara et
al. (Cell 50, 495-508 (1987)) in λ-Vektoren angelegt wurde.
Bathe et al. (Molecular and General Genetics, 252: 255-265,
1996) beschreiben eine Genbank von C. glutamicum ATCC13032,
die mit Hilfe des Cosmidvektors SuperCos I (Wahl et al.;
1967, Proceedings of the National Academy of Sciences USA,
84: 2160-2164) im E. coli K-12 Stamm NM554 (Raleigh et al.,
1988, Nucleic Acids Research 16: 1563-1575) angelegt wurde.
Börmann et al. (Molecular Microbiology 6(3), 317-326,
(1992)) wiederum beschreiben eine Genbank von C. glutamicum
ATCC13032 unter Verwendung des Cosmids pHC79 (Hohn und
Collins, Gene 11, 291-298 (1980)).
Zur Herstellung einer Genbank von C. glutamicum in E. coli
können auch Plasmide wie pBR322 (Bolivar, Life Sciences,
25, 807-818 (1979)) oder pUC9 (Vieira et al., 1982, Gene,
19: 259-268) verwendet werden. Als Wirte eignen sich
besonders solche E. coli Stämme, die restriktions- und
rekombinationsdefekt sind. Ein Beispiel hierfür ist der
Stamm DH5αmcr, der von Grant et al. (Proceedings of the
National Academy of Sciences USA, 87 (1990) 4645-4649)
beschrieben wurde. Die mit Hilfe von Cosmiden klonierten
langen DNA-Fragmente können anschließend wiederum in
gängige, für die Sequenzierung geeignete Vektoren
subkloniert und anschließend sequenziert werden, so wie es
z. B. bei Sanger et al. (Proceedings of the National Academy
of Sciences of the United States of America, 74: 5463-5467,
1977) beschrieben ist.
Die erhaltenen DNA-Sequenzen können dann mit bekannten
Algorithmen bzw. Sequenzanalyse-Programmen wie z. B. dem von
Staden (Nucleic Acids Research 14, 217-232 (1986)), dem von
Marck (Nucleic Acids Research 16, 1829-1836 (1988)) oder
dem GCG-Programm von Butler (Methods of Biochemical
Analysis 39, 74-97 (1998)) untersucht werden.
Die neue für das Gen sigE kodierende DNA-Sequenz von C.
glutamicum wurde gefunden, die als SEQ ID No. 1 Bestandteil
der vorliegenden Erfindung ist. Weiterhin wurde aus der
vorliegenden DNA-Sequenz mit den oben beschriebenen
Methoden die Aminosäuresequenz des entsprechenden Proteins
abgeleitet. In SEQ ID No. 2 ist die sich ergebende
Aminosäuresequenz des sigE-Genproduktes dargestellt.
Kodierende DNA-Sequenzen, die sich aus SEQ ID No. 1 durch
die Degeneriertheit des genetischen Kodes ergeben, sind
ebenfalls Bestandteil der Erfindung. In gleicher Weise sind
DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID No. 1 oder Teilen von SEQ ID
No. 1 hybridisieren, Bestandteil der Erfindung. In der
Fachwelt sind weiterhin konservative Aminosäureaustausche
wie z. B. Austausch von Glycin gegen Alanin oder von
Asparaginsäure gegen Glutaminsäure in Proteinen als
"Sinnmutationen" (sense mutations) bekannt, die zu keiner
grundsätzlichen Veränderung der Aktivität des Proteins
führen, d. h. funktionsneutral sind. Weiterhin ist bekannt,
daß Änderungen am N- und/oder C-Terminus eines Proteins
dessen Funktion nicht wesentlich beeinträchtigen oder sogar
stabilisieren können. Angaben hierzu findet der Fachmann
unter anderem bei Ben-Bassat et al. (Journal of
Bacteriology 169: 751-757 (1987)), bei O'Regan et al. (Gene
77: 237-251 (1989)), bei Sahin-Toth et al. (Protein Sciences
3: 240-247 (1994)), bei Hochuli et al. (Bio/Technology
6: 1321-1325 (1988)) und in bekannten Lehrbüchern der
Genetik und Molekularbiologie. Aminosäuresequenzen, die
sich in entsprechender Weise aus SEQ ID No. 2 ergeben, sind
ebenfalls Bestandteil der Erfindung.
In gleicher Weise sind DNA-Sequenzen, die mit SEQ ID No. 1
oder Teilen von SEQ ID No. 1 hybridisieren Bestandteil der
Erfindung. Schließlich sind DNA-Sequenzen Bestandteil der
Erfindung, die durch die Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
unter Verwendung von Primern hergestellt werden, die sich
aus SEQ ID No. 1 ergeben. Derartige Oligonukleotide haben
typischerweise eine Länge von mindestens 15 Nukleotiden.
Anleitungen zur Identifizierung von DNA-Sequenzen mittels
Hybridisierung findet der Fachmann unter anderem im
Handbuch "The DIG System Users Guide for Filter
Hybridization" der Firma Boehringer Mannheim GmbH
(Mannheim, Deutschland, 1993) und bei Liebl et al.
(International Journal of Systematic Bacteriology (1991)
41: 255-260). Die Hybridisierung findet unter stringenten
Bedingungen statt, das heisst, es werden nur Hybride
gebildet, bei denen Sonde und Zielsequenz, d. h. die mit
der Sonde behandelten Polynukleotide, mindestens 70%
identisch sind. Es ist bekannt, dass die Stringenz der
Hybridisierung einschließlich der Waschschritte durch
Variieren der Pufferzusammensetzung, der Temperatur und der
Salzkonzentration beeinflußt bzw. bestimmt wird. Die
Hybridisierungsreaktion wird vorzugsweise bei relativ
niedriger Stringenz im Vergleich zu den Waschschritten
durchgeführt (Hybaid Hybridisation Guide, Hybaid Limited,
Teddington, UK, 1996).
Für die Hybridisierungsreaktion kann beispielsweise ein 5×
SSC-Puffer bei einer Temperatur von ca. 50-68°C
eingesetzt werden. Dabei können Sonden auch mit
Polynukleotiden hybridisieren, die weniger als 70%
Identität zur Sequenz der Sonde aufweisen. Solche Hybride
sind weniger stabil und werden durch Waschen unter
stringenten Bedingungen entfernt. Dies kann beispielsweise
durch Senken der Salzkonzentration auf 2× SSC und
gegebenenfalls nachfolgend 0,5× SSC (The DIG System Users
Guide for Filter Hybridisation, Boehringer Mannheim,
Mannheim, Deutschland, 1995) erreicht werden, wobei eine
Temperatur von ca. 50-68°C eingestellt wird. Es ist
gegebenenfalls möglich die Salzkonzentration bis auf 0,1×
SSC zu senken. Durch schrittweise Erhöhung der
Hybridisierungstemperatur in Schritten von ca. 1-2°C von
50 auf 68°C können Polynukleotidfragmente isoliert werden,
die beispielsweise mindestens 70% oder mindestens 80% oder
mindestens 90% bis 95% Identität zur Sequenz der
eingesetzten Sonde besitzen. Weitere Anleitungen zur
Hybridisierung sind in Form sogenannter Kits am Markt
erhältlich (z. B. DIG Easy Hyb von der Firma Roche
Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland, Catalog No.
1603558).
Anleitungen zur Amplifikation von DNA-Sequenzen mit Hilfe
der Polymerase-Kettenreaktion (PCR) findet der Fachmann
unter anderem im Handbuch von Gait: Oligonucleotide
Synthesis: A Practical Approach (IRL Press, Oxford, UK,
1984) und bei Newton und Graham: PCR (Spektrum Akademischer
Verlag, Heidelberg, Deutschland, 1994).
Bei der Arbeit an der vorliegenden Erfindung konnte
festgestellt werden, daß coryneforme Bakterien nach
Überexpression des sigE-Gens in verbesserter Weise
Aminosäuren produzieren.
Zur Erzielung einer Überexpression kann die Kopienzahl der
entsprechenden Gene erhöht werden, oder es kann die
Promotor- und Regulationsregion oder die
Ribosomenbindungsstelle, die sich stromaufwärts des
Strukturgens befindet, mutiert werden. In gleicher Weise
wirken Expressionskassetten, die stromaufwärts des
Strukturgens eingebaut werden. Durch induzierbare
Promotoren ist es zusätzlich möglich, die Expression im
Verlaufe der fermentativen Aminosäure-Produktion zu
steigern. Durch Maßnahmen zur Verlängerung der Lebensdauer
der m-RNA wird ebenfalls die Expression verbessert.
Weiterhin wird durch Verhinderung des Abbaus des
Enzymproteins ebenfalls die Enzymaktivität verstärkt. Die
Gene oder Genkonstrukte können entweder in Plasmiden mit
unterschiedlicher Kopienzahl vorliegen oder im Chromosom
integriert und amplifiziert sein. Alternativ kann weiterhin
eine Überexpression der betreffenden Gene durch Veränderung
der Medienzusammensetzung und Kulturführung erreicht
werden.
Anleitungen hierzu findet der Fachmann unter anderem bei
Martin et al. (Bio/Technology 5, 137-146 (1987)), bei
Guerrero et al. (Gene 138, 35-41 (1994)), Tsuchiya und
Morinaga (Bio/Technology 6, 428-430 (1988)), bei Eikmanns
et al. (Gene 102, 93-98 (1991)), in EP 0 472 869, im
US Patent 4,601,893, bei Schwarzer und Pühler (Bio/Technology
9, 84-87 (1991), bei Remscheid et al. (Applied and
Environmental Microbiology 60, 126-132 (1994)), bei LaBarre
et al. (Journal of Bacteriology 175, 1001-1007 (1993)), in
WO 96/15246, bei Malumbres et al. (Gene 134, 15-24
(1993)), in JP-A-10-229891, bei Jensen und Hammer
(Biotechnology and Bioengineering 58, 191-195 (1998)), bei
Makrides (Microbiological Reviews 60: 512-538 (1996)) und in
bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie.
Zur Verstärkung wurde das erfindungsgemäße sigE-Gen
beispielhaft mit Hilfe von episomalen Plasmiden
überexprimiert. Als Plasmide eignen sich solche, die in
coryneformen Bakterien repliziert werden. Zahlreiche
bekannte Plasmidvektoren wie z. B. pZ1 (Menkel et al.,
Applied and Environmental Microbiology (1989) 64: 549-554),
pEKEx1 (Eikmanns et al., Gene 102: 93-98 (1991)) oder pHS2-1
(Sonnen et al., Gene 107: 69-74 (1991)) beruhen auf den
kryptischen Plasmiden pHM1519, pBL1 oder pGA1. Andere
Plasmidvektoren wie z. B. solche, die auf pCG4
(US-A 4,489,160), oder pNG2 (Serwold-Davis et al., FEMS
Microbiology Letters 66, 119-124 (1990)), oder pAG1
(US-A 5,158,891) beruhen, können in gleicher Weise
verwendet werden.
Weiterhin eignen sich auch solche Plasmidvektoren mit Hilfe
derer man das Verfahren der Genamplifikation durch
Integration in das Chromosom anwenden kann, so wie es
beispielsweise von Remscheid et al. (Applied and
Environmental Microbiology 60, 126-132 (1994)) zur
Duplikation bzw. Amplifikation des hom-thrB-Operons
beschrieben wurde. Bei dieser Methode wird das vollständige
Gen in einen Plasmidvektor kloniert, der in einem Wirt
(typischerweise E. coli), nicht aber in C. glutamicum
replizieren kann. Als Vektoren kommen beispielsweise
pSUP301 (Simon et al., Bio/Technology 1, 784-791 (1983)),
pK18mob oder pK19mob (Schäfer et al., Gene 145, 69-73
(1994)), pGEM-T (Promega corporation, Madison, WI, USA),
pCR2.1-TOPO (Shuman (1994). Journal of Biological Chemistry
269: 32678-84; US-A 5,487,993), pCR®Blunt (Firma
Invitrogen, Groningen, Niederlande; Bernard et al., Journal
of Molecular Biology, 234: 534-541 (1993)), pEM1 (Schrumpf
et al. 1991, Journal of Bacteriology 173: 4510-4516) oder
pBGS8 (Spratt et al., 1986, Gene 41: 337-342) in Frage. Der
Plasmidvektor, der das zu amplifizierende Gen enthält, wird
anschließend durch Konjugation oder Transformation in den
gewünschten Stamm von C. glutamicum überführt. Die Methode
der Konjugation ist beispielsweise bei Schäfer et al.
(Applied and Environmental Microbiology 60, 756-759 (1994))
beschrieben. Methoden zur Transformation sind
beispielsweise bei Thierbach et al. (Applied Microbiology
and Biotechnology 29, 356-362 (1988)), Dunican und Shivnan
(Bio/Technology 7, 1067-1070 (1989)) und Tauch et al. (FEMS
Microbiological Letters 123, 343-347 (1994)) beschrieben.
Nach homologer Rekombination mittels eines "cross over"-
Ereignisses enthält der resultierende Stamm mindestens zwei
Kopien des betreffenden Gens.
Zusätzlich kann es für die Produktion von L-Aminosäuren
vorteilhaft sein, neben dem sigE-Gen eines oder mehrere
Enzyme des jeweiligen Biosyntheseweges, der Glykolyse, der
Anaplerotik, des Zitronensäure-Zyklus, des Pentosephosphat-
Zyklus, des Aminosäure-Exports und gegebenenfalls
regulatorische Proteine zu verstärken, insbesondere
überzuexprimieren.
So kann beispielsweise für die Herstellung von L-
Aminosäuren zusätzlich zur Verstärkung des sigE-Gens eines
oder mehrere Gene, ausgewählt aus der Gruppe
- - das für die Dihydrodipicolinat-Synthase kodierende Gen dapA (EP-B 0 197 335),
- - das für die Glyceraldehyd-3-Phosphat Dehydrogenase kodierende Gen gap (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6076-6086),
- - das für die Triosephosphat Isomerase kodierende Gen tpi (Eikmanns (1992), Journal of Bacteriology 174: 6076-6086),
- - das für die 3-Phosphoglycerat Kinase kodierende Gen pgk (Eikmanns (1992); Journal of Bacteriology 174: 6076-6086),
- - das für die Glucose-6-Phosphat Dehydrogenase kodierende Gen zwf (JP-A-09224661),
- - das für die Pyruvat Carboxylase kodierende Gen pyc (DE-A-198 31 609),
- - das für die Malat-Chinon-Oxidoreduktase kodierende Gen mqo (Molenaar et al., European Journal of Biochemistry 254, 395-403 (1998)),
- - das für eine feed back resistente Aspartatkinase kodierende Gen lysC (Accession No. P26512; EP-A-0699759),
- - das für den Lysin-Export kodierende Gen lysE (DE-A-195 48 222),
- - das für die Homoserin-Dehydrogenase kodierende Gen hom (EP-A 0131171),
- - das für die Threonin-Dehydratase kodierende Gen ilvA (Möckel et al., Journal of Bacteriology (1992) 8065-8072)) oder das für eine "feed back resistente" Threonin- Dehydratase kodierende Allel ilvA(Fbr) (Möckel et al., (1994) Molecular Microbiology 13: 833-842),
- - das für die Acetohydroxysäure-Synthase kodierende Gen ilvBN (EP-B 0356739),
- - das für die Dihydroxysäuredehydratase kodierende Gen ilvD (Sahm und Eggeling (1999) Applied and Environmental Microbiology 65: 1973-1979),
- - das für das Zwa1-Protein kodierende Gen zwa1 (DE: 199 59 328.0, DSM 13115)
verstärkt, insbesondere überexprimiert werden.
Weiterhin kann es für die Produktion von L-Aminosäuren
vorteilhaft sein, zusätzlich zur Verstärkung des sigE-Gens
eines oder mehrere Gene, ausgewählt aus der Gruppe
- - das für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierende Gen pck (DE 199 50 409.1; DSM 13047),
- - das für die Glucose-6-Phosphat Isomerase kodierende Gen pgi (US 09/396,478; DSM 12969),
- - das für die Pyruvat-Oxidase kodierende Gen poxB (DE: 199 51 975.7; DSM 13114),
- - das für das Zwa2-Protein kodierende Gen zwa2 (DE: 199 59 327.2, DSM 13113)
abzuschwächen, insbesondere die Expression zu verringern.
Weiterhin kann es für die Produktion von Aminosäuren
vorteilhaft sein, neben der Überexpression des sigE-Gens
unerwünschte Nebenreaktionen auszuschalten (Nakayama:
"Breeding of Amino Acid Producing Micro-organisms", in:
Overproduction of Microbial Products, Krumphanzl, Sikyta,
Vanek (eds.), Academic Press, London, UK, 1982).
Die erfindungsgemäß hergestellten Mikroorganismen sind
ebenfalls Gegenstand der Erfindung und können
kontinuierlich oder diskontinuierlich im batch-Verfahren
(Satzkultivierung) oder im fed batch (Zulaufverfahren) oder
repeated fed batch Verfahren (repetitives Zulaufverfahren)
zum Zwecke der Produktion von Aminosäuren kultiviert
werden. Eine Zusammenfassung über bekannte
Kultivierungsmethoden ist im Lehrbuch von Chmiel
(Bioprozeßtechnik 1. Einführung in die Bioverfahrenstechnik
(Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991)) oder im Lehrbuch
von Storhas (Bioreaktoren und periphere Einrichtungen
(Vieweg Verlag, Braunschweig/Wiesbaden, 1994)) beschrieben.
Das zu verwendende Kulturmedium muß in geeigneter Weise den
Ansprüchen der jeweiligen Stämme genügen. Beschreibungen
von Kulturmedien verschiedener Mikroorganismen sind im
Handbuch "Manual of Methods for General Bacteriology" der
American Society for Bacteriology (Washington D. C., USA,
1981) enthalten.
Als Kohlenstoffquelle können Zucker und Kohlehydrate wie
z. B. Glucose, Saccharose, Lactose, Fructose, Maltose,
Melasse, Stärke und Cellulose, Öle und Fette wie z. B.
Sojaöl, Sonnenblumenöl, Erdnußöl und Kokosfett, Fettsäuren
wie z. B. Palmitinsäure, Stearinsäure und Linolsäure,
Alkohole wie z. B. Glycerin und Ethanol und organische
Säuren wie z. B. Essigsäure verwendet werden. Diese Stoffe
können einzeln oder als Mischung verwendet werden.
Als Stickstoffquelle können organische Stickstoff-haltige
Verbindungen wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt,
Malzextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenmehl und Harnstoff
oder anorganische Verbindungen wie Ammoniumsulfat,
Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat und
Ammoniumnitrat verwendet werden. Die Stickstoffquellen
können einzeln oder als Mischung verwendet werden.
Als Phosphorquelle können Phosphorsäure, Kaliumdihydrogen
phosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder die
entsprechenden Natrium haltigen Salze verwendet werden. Das
Kulturmedium muß weiterhin Salze von Metallen enthalten wie
z. B. Magnesiumsulfat oder Eisensulfat, die für das Wachstum
notwendig sind. Schließlich können essentielle Wuchsstoffe
wie Aminosäuren und Vitamine zusätzlich zu den oben
genannten Stoffen eingesetzt werden. Dem Kulturmedium
können überdies geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die
genannten Einsatzstoffe können zur Kultur in Form eines
einmaligen Ansatzes hinzugegeben oder in geeigneter Weise
während der Kultivierung zugefüttert werden.
Zur pH-Kontrolle der Kultur werden basische Verbindungen
wie Natriumhydroxid, Kaliumhydroxid, Ammoniak bzw.
Ammoniakwasser oder saure Verbindungen wie Phosphorsäure
oder Schwefelsäure in geeigneter Weise eingesetzt. Zur
Kontrolle der Schaumentwicklung können Antischaummittel wie
z. B. Fettsäurepolyglykolester eingesetzt werden. Zur
Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden können dem
Medium geeignete selektiv wirkende Stoffe wie z. B.
Antibiotika hinzugefügt werden. Um aerobe Bedingungen
aufrechtzuerhalten, werden Sauerstoff oder sauerstoff
haltige Gasmischungen wie z. B. Luft in die Kultur
eingetragen. Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise
bei 20°C bis 45°C und vorzugsweise bei 25°C bis 40°C. Die
Kultur wird solange fortgesetzt, bis sich ein Maximum des
gewünschten Produktes gebildet hat. Dieses Ziel wird
normalerweise innerhalb von 10 Stunden bis 160 Stunden
erreicht.
Methoden zur Bestimmung von L-Aminosäuren sind aus dem
Stand der Technik bekannt. Die Analyse kann zum Beispiel so
wie bei Spackman et al. (Analytical Chemistry, 30, (1958),
1190) beschrieben durch Ionenaustausch-Chromatographie mit
anschließender Ninhydrin-Derivatisierung erfolgen, oder sie
kann durch reversed phase HPLC erfolgen, so wie bei
Lindroth et al. (Analytical Chemistry (1979) 51: 1167-1174)
beschrieben.
Das erfindungsgemäße Verfahren dient zur fermentativen
Herstellung von Aminosäuren.
Folgender Mikroorganismus wurde als Reinkultur am 11. April
2001 bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen und
Zellkulturen (DSMZ, Braunschweig, Deutschland) gemäß
Budapester Vertrag hinterlegt:
- - Corynebacterium glutamicum DSM5715/pEC-T18mob2sigEexp als DSM 14229.
Die vorliegende Erfindung wird im folgenden anhand von
Ausführungsbeispielen näher erläutert.
Die Isolierung von Plasmid-DNA aus Escherichia coli sowie
alle Techniken zur Restriktion, Klenow- und alkalische
Phosphatasebehandlung wurden nach Sambrook et al.
(Molecular Cloning. A Laboratory Manual (1989) Cold Spring
Harbour Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, USA)
durchgeführt. Methoden zur Transformation von Escherichia
coli sind ebenfalls in diesem Handbuch beschrieben.
Die Zusammensetzung gängiger Nährmedien wie LB- oder TY-
Medium kann ebenfalls dem Handbuch von Sambrook et al.
entnommen werden.
Chromosomale DNA aus Corynebacterium glutamicum ATCC 13032
wurde wie bei Tauch et al. (1995, Plasmid 33: 168-179)
beschrieben isoliert und mit dem Restriktionsenzym Sau3AI
(Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland,
Produktbeschreibung Sau3AI, Code no. 27-0913-02) partiell
gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit shrimp alkalischer
Phosphatase (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Deutschland,
Produktbeschreibung SAP, Code no. 1758250)
dephosphoryliert. Die DNA des Cosmid-Vektors SuperCos1
(Wahl et al. (1987) Proceedings of the National Academy of
Sciences USA 84: 2160-2164), bezogen von der Firma
Stratagene (La Jolla, USA, Produktbeschreibung SuperCos1
Cosmid Vektor Kit, Code no. 251301) wurde mit dem
Restriktionsenzym XbaI (Amersham Pharmacia, Freiburg,
Deutschland, Produktbeschreibung XbaI, Code no. 27-0948-02)
gespalten und ebenfalls mit shrimp alkalischer Phosphatase
dephosphoryliert.
Anschließend wurde die Cosmid-DNA mit dem Restriktionsenzym
BamHI (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland,
Produktbeschreibung BamHI, Code no. 27-0868-04) gespalten.
Die auf diese Weise behandelte Cosmid-DNA wurde mit der
behandelten ATCC13032-DNA gemischt und der Ansatz mit T4-
DNA-Ligase (Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland,
Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase, Code no. 27-0870-04)
behandelt. Das Ligationsgemisch wurde anschließend mit
Hilfe des Gigapack II XL Packing Extracts (Stratagene, La
Jolla, USA, Produktbeschreibung Gigapack II XL Packing
Extract, Code no. 200217) in Phagen verpackt.
Zur Infektion des E. coli Stammes NM554 (Raleigh et al.
1988, Nucleic Acid Research 16: 1563-1575) wurden die Zellen
in 10 mM MgSO4 aufgenommen und mit einem Aliquot der
Phagensuspension vermischt. Infektion und Titerung der
Cosmidbank wurden wie bei Sambrook et al. (1989, Molecular
Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor)
beschrieben durchgeführt, wobei die Zellen auf LB-Agar
(Lennox, 1955, Virology, 1: 190) mit 100 mg/l Ampicillin
ausplattiert wurden. Nach Inkubation über Nacht bei 37°C
wurden rekombinante Einzelklone selektioniert.
Die Cosmid-DNA einer Einzelkolonie wurde mit dem Qiaprep
Spin Miniprep Kit (Product No. 27106, Qiagen, Hilden,
Germany) nach Herstellerangaben isoliert und mit dem
Restriktionsenzym Sau3AI (Amersham Pharmacia, Freiburg,
Deutschland, Produktbeschreibung Sau3AI, Product No. 27-
0913-02) partiell gespalten. Die DNA-Fragmente wurden mit
shrimp alkalischer Phosphatase (Roche Diagnostics GmbH,
Mannheim, Deutschland, Produktbeschreibung SAP, Product No.
1758250) dephosphoryliert. Nach gelelektrophoretischer
Auftrennung erfolgte die Isolierung der Cosmidfragmente im
Größenbereich von 1500 bis 2000 bp mit dem QiaExII Gel
Extraction Kit (Product No. 20021, Qiagen, Hilden,
Germany).
Die DNA des Sequenziervektors pZero-1, bezogen von der
Firma Invitrogen (Groningen, Niederlande,
Produktbeschreibung Zero Background Cloning Kit, Product
No. K2500-01), wurde mit dem Restriktionsenzym BamHI
(Amersham Pharmacia, Freiburg, Deutschland,
Produktbeschreibung BamHI, Product No. 27-0868-04)
gespalten. Die Ligation der Cosmidfragmente in den
Sequenziervektor pZero-1 wurde wie von Sambrook et al.
(1989, Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring
Harbor) beschrieben durchgeführt, wobei das DNA-Gemisch mit
T4-Ligase (Pharmacia Biotech, Freiburg, Deutschland) über
Nacht inkubiert wurde. Dieses Ligationsgemisch wurde
anschließend in den E. coli Stamm DH5αMCR (Grant, 1990,
Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A.,
87: 4645-4649) elektrophoriert (Tauch et al. 1994, FEMS
Microbiol Letters, 123: 343-7) und auf LB-Agar (Lennox,
1955, Virology, 1: 190) mit 50 mg/l Zeocin ausplattiert.
Die Plasmidpräparation der rekombinanten Klone erfolgte mit
dem Biorobot 9600 (Product No. 900200, Qiagen, Hilden,
Deutschland). Die Sequenzierung erfolgte nach der Dideoxy-
Kettenabbruch-Methode von Sanger et al. (1977, Proceedings
of the National Academy of Sciences U.S.A., 74: 5463-5467)
mit Modifikationen nach Zimmermann et al. (1990, Nucleic
Acids Research, 18: 1067). Es wurde der "RR dRhodamin
Terminator Cycle Sequencing Kit" von PE Applied Biosystems
(Product No. 403044, Weiterstadt, Deutschland) verwendet.
Die gelelektrophoretische Auftrennung und Analyse der
Sequenzierreaktion erfolgte in einem "Rotiphorese NF
Acrylamid/Bisacrylamid" Gel (29 : 1) (Product No. A124.1,
Roth, Karlsruhe, Germany) mit dem "ABI Prism 377"
Sequenziergerät von PE Applied Biosystems (Weiterstadt,
Deutschland).
Die erhaltenen Roh-Sequenzdaten wurden anschließend unter
Anwendung des Staden-Programmpakets (1986, Nucleic Acids
Research, 14: 217-231) Version 97-0 prozessiert. Die
Einzelsequenzen der pZero1-Derivate wurden zu einem
zusammenhängenden Contig assembliert. Die computergestützte
Kodierbereichsanalyse wurde mit dem Programm XNIP (Staden,
1986, Nucleic Acids Research, 14: 217-231) angefertigt.
Die erhaltene Nukleotidsequenz ist in SEQ ID No. 1
dargestellt. Die Analyse der Nukleotidsequenz ergab ein
offenes Leseraster von 651 Basenpaaren, welches als sigE-
Gen bezeichnet wurde. Das sigE-Gen kodiert für ein Protein
von 216 Aminosäuren (SEQ ID NO. 2).
In gleicher Weise wurden die stromaufwärts (upstream) und
stromabwärts (downstream) von SEQ ID NO. 1 gelegenen DNA-
Abschnitte identifiziert, die in SEQ ID NO. 3 und SEQ ID
NO. 4 dargestellt sind. Die um SEQ ID NO. 3 und SEQ ID NO.
4 erweiterte sigE-Genregion ist in SEQ ID NO. 5
dargestellt.
Aus dem Stamm ATCC 13032 wurde nach der Methode von
Eikmanns et al. (Microbiology 140: 1817-1828 (1994))
chromosomale DNA isoliert. Aufgrund der aus Beispiel 2 für
C. glutamicum bekannten Sequenz des sigE-Gens wurden die
folgenden Oligonukleotide für die Polymerase Kettenreaktion
ausgewählt (siehe SEQ ID No. 7 und SEQ ID No. 8).
sigE1:
5'TAG TCA CCA CGG TTA AGC CT 3'
sigE2:
5'GCC TTG GTT CTT ACG AAC TG 3'
sigE1:
5'TAG TCA CCA CGG TTA AGC CT 3'
sigE2:
5'GCC TTG GTT CTT ACG AAC TG 3'
Die dargestellten Primer wurden von der Firma ARK
Scientific GmbH Biosystems (Darmstadt, Deutschland)
synthetisiert und nach der Standard-PCR-Methode von Innis
et al. (PCR protocols. A guide to methods and applications,
1990, Academic Press) mit Taq-Polymetase der Firma Qiagen
(Hilden, Deutschland) die PCR Reaktion durchgeführt. Mit
Hilfe der Polymerase-Kettenreaktion ermöglichen die Primer
die Amplifikation eines ca. 2,03 kb grossen DNA-Fragmentes,
welches das sigE-Gen trägt.
Das amplifizierte DNA Fragment von ca. 2,03 kb, welches das
sigE-Gen trägt, wurde mit dem TOPO TA Cloning® Kit der
Firma Invitrogen Corporation (Carlsbad, CA, USA) in den
Vektor pCR®2.1TOPO (Bernard et al., Journal of Molecular
Biology, 234: 534-541 (1993)) ligiert. Anschliessend wurde
der E. coli Stamm Top10 (Grant et al., Proceedings of the
National Academy of Sciences USA, 87 (1990) 4645-4649) mit
dem Ligationsansatz nach Angaben des Kit-Herstellers (Firma
Invitrogen Corporation, Carlsbad, CA, USA) transformiert.
Die Selektion von Plasmid-tragenden Zellen erfolgte durch
Ausplattieren des Transformationsansatzes auf LB Agar
(Sambrook et al., Molecular cloning: a laboratory manual.
2nd Ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring
Harbor, N.Y., 1989), der mit 50 mg/l Kanamycin
supplementiert worden war. Plasmid-DNA wurde aus einer
Transformante mit Hilfe des QIAprep Spin Miniprep Kit der
Firma Qiagen (Hilden, Deutschland) isoliert und durch
Behandlung mit den Restriktionsenzym SphI und EcoRI mit
anschliessender Agarosegel-Elektrophorese (0,8%)
überprüft. Die DNA Sequenz des amplifizierten DNA
Fragmentes wurde durch Sequenzierung überprüft. Das Plasmid
wurde pCR2.1sigEexp genannt. Der Stamm wurde als E. coli
Top10/pCR2.1sigEexp bezeichnet.
Nach dem Stand der Technik wurde der E. coli-C.
glutamicum Shuttle-Vektor konstruiert. Der Vektor enthält
die Replikationsregion rep des Plasmids pGA1
einschliesslich des Replikationseffectors per
(US-A-5,175,108; Nesvera et al., Journal of Bacteriology 179,
1525-1532 (1997)), das Tetracyclinresistenz vermittelnde
tetA(Z)-Gen des Plasmids pAG1 (US-A-5,158,891; Genbank-
Eintrag beim National Center for Biotechnology Information
(NCBI, Bethesda, MD, USA) mit der accession number
AF121000), die Replikationsregion oriV des Plasmids pMB1
(Sutcliffe, Cold Spring Harbor Symposium on Quantitative
Biology 43, 77-90 (1979)), das lacZα Genfragment
einschliesslich des lac-Promotors und einer
Mehrfachklonierschnittstelle (multiple cloning site, mcs)
(Norrander, J.M. et al. Gene 26, 101-106 (1983)) und die
mob-Region des Plasmids RP4 (Simon et al., (1983)
Bio/Technology 1: 784-791). Der konstruierte Vektor wurde in
den E. coli Stamm DH5α (Hanahan, In: DNA Cloning. A
Practical Approach. Vol. I. IRL-Press, Oxford, Washington
DC, USA) transformiert.
Die Selektion von Plasmid-tragenden Zellen erfolgte durch
Ausplattieren des Transformationsansatzes auf LB Agar
(Sambrook et al., Molecular Cloning: A Laboratory Manual.
2nd Ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring
Harbor, N.Y.), der mit 5 mg/l Tetracyclin supplementiert
worden war. Plasmid-DNA wurde aus einer Transformante mit
Hilfe des QIAprep Spin Miniprep Kit der Firma Qiagen
isoliert und durch Restriktion mit dem Restriktionsenzym
EcoRI und HindIII anschliessender Agarosegel-Elektrophorese
(0,8%) überprüft. Das Plasmid wurde pEC-T18mob2 genannt
und ist in Fig. 1 dargestellt.
Als Vektor wurde der in Beispiel 3.2 beschriebene E. coli-
C. glutamicum Shuttle-Vektor pEC-T18mob2 verwendet. DNA
dieses Plasmids wurde mit den Restriktionsenzymen BamHI und
SalI vollständig gespalten und anschliessend mit shrimp
alkalischer Phosphatase (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim,
Deutschland, Produktbeschreibung SAP, Product No. 1758250)
dephosphoryliert.
Aus dem in Beispiel 3.1. beschriebenen Plasmid
pCR2.1sigEexp wurde das sigE-Gen durch vollständige
Spaltung mit den Enzymen BamHI und SalI isoliert. Das
1930 bp grosse sigE-Fragment wurde aus dem Agarosegel mit
dem QiaExII Gel Extraction Kit (Product No. 20021, Qiagen,
Hilden, Germany) isoliert.
Das auf diese Weise gewonnene sigE-Fragment wurde mit dem
vorbereiteten Vektor pEC-T18mob2 gemischt und der Ansatz
mit T4-DNA-Ligase (Amersham Pharmacia, Freiburg,
Deutschland, Produktbeschreibung T4-DNA-Ligase, Code no.
27-0870-04) behandelt. Der Ligationsansatz wurde in den E.
coli Stamm DH5αMCR (Hanahan, In: DNA cloning. A Practical
Approach. Vol. I. IRL-Press, Oxford, Washington DC, USA)
transformiert. Die Selektion von Plasmid-tragenden Zellen
erfolgte durch Ausplattieren des Transformationsansatzes
auf LB-Agar (Lennox, 1955, Virology, 1: 190) mit 5 mg/l
Tetracyclin. Nach Inkubation über Nacht bei 37°C wurden
rekombinante Einzelklone selektioniert. Plasmid DNA wurde
aus einer Transformante mit dem Qiaprep Spin Miniprep Kit
(Product No. 27106, Qiagen, Hilden, Germany) nach
Herstellerangaben isoliert und mit den Restriktionsenzymen
BamHI und Sall gespalten, um das Plasmid durch
anschliessende Agarosegel-Elektrophorese zu überprüfen. Das
erhaltene Plasmid wurde pEC-T18mob2sigEexp genannt. Es ist
in Fig. 2 dargestellt.
Der Stamm DSM5715 wurde mit dem Plasmid pEC-T18mob2sigEexp
unter Anwendung der von Liebl et al. (FEMS Microbiology
Letters, 53: 299-303 (1989)) beschriebenen
Elektroporationsmethode transformiert. Die Selektion der
Transformanten erfolgte auf LBHIS Agar bestehend aus 18,5g/l
Brain-Heart Infusion Boullion, 0,5 M Sorbitol, 5 g/l
Bacto-Trypton, 2,5 g/l Bacto-Yeast-Extract, 5 g/l NaCl und
18 g/l Bacto-Agar, der mit 5 mg/l Tetracyclin
supplementiert worden war. Die Inkubation erfolgte für 2
Tage bei 33°C.
Plasmid DNA wurde aus einer Transformante nach den üblichen
Methoden isoliert (Peters-Wendisch et al., 1998,
Microbiology, 144, 915-927), mit den
Restriktionsendonukleasen BamHI und SalI geschnitten und
das Plasmid durch anschliessende Agarosegel-Elektrophorese
überprüft. Der erhaltene Stamm wurde
DSM5715/pEC-T18mob2sigEexp genannt.
Der in Beispiel 4 erhaltene C. glutamicum Stamm DSM5715
/pEC-T18mob2sigEexp wurde in einem zur Produktion von Lysin
geeigneten Nährmedium kultiviert und der Lysingehalt im
Kulturüberstand bestimmt.
Dazu wurde der Stamm zunächst auf Agarplatte mit dem
entsprechenden Antibiotikum (Hirn-Herz-Agar mit Tetracyclin
(5 mg/l)) für 24 Stunden bei 33°C inkubiert. Ausgehend von
dieser Agarplattenkultur wurde eine Vorkultur angeimpft (10 ml
Medium im 100 ml Erlenmeyerkolben). Als Medium für die
Vorkultur wurde das Vollmedium CgIII verwendet.
NaCl | 2,5 g/l |
Bacto-Pepton | 10 g/l |
Bacto-Yeast-Extrakt | 10 g/l |
Glucose (getrennt autoklaviert) | 2% (w/v) |
Der pH-Wert wurde auf pH 7.4 eingestellt |
Diesem wurde Tetracyclin (5 mg/l) zugesetzt. Die Vorkultur
wurde 16 Stunden bei 33°C bei 240 rpm auf dem Schüttler
inkubiert. Von dieser Vorkultur wurde eine Hauptkultur
angeimpft, so dass die Anfangs-OD (660 nm) der Hauptkultur
0,05 betrug. Für die Hauptkultur wurde das Medium MM
verwendet.
CSL (Corn Steep Liquor) | 5 g/l |
MOPS (Morpholinopropansulfonsäure) | 20 g/l |
Glucose (getrennt autoklaviert) | 50 g/l |
(NH4)2SO4 | 25 g/l |
KH2PO4 | 0,1 g/l |
MgSO4.7H2O | 1,0 g/l |
CaCl2.2H2O | 10 mg/l |
FeSO4.7H2O | 10 mg/l |
MnSO4.H2O | 5,0 mg/l |
Biotin (sterilfiltriert) | 0,3 mg/l |
Thiamin.HCl (sterilfiltriert) | 0,2 mg/l |
L-Leucin (sterilfiltriert) | 0,1 g/l |
CaCO3 | 25 g/l |
CSL, MOPS und die Salzlösung wurden mit Ammoniakwasser auf
pH 7 eingestellt und autoklaviert. Anschliessend wurden die
sterilen Substrat- und Vitaminlösungen zugesetzt, sowie das
trocken autoklavierte CaCO3.
Die Kultivierung erfolgt in 10 ml Volumen in einem 100 ml
Erlenmeyerkolben mit Schikanen. Es wurde Tetracyclin (5 mg/l)
zugesetzt. Die Kultivierung erfolgte bei 33°C und
80% Luftfeuchte.
Nach 48 Stunden wurde die OD bei einer Messwellenlänge von
660 nm mit dem Biomek 1000 (Beckmann Instruments GmbH,
München) ermittelt. Die gebildete Lysinmenge wurde mit
einem Aminosäureanalysator der Firma Eppendorf-BioTronik
(Hamburg, Deutschland) durch Ionenaustauschchromatographie
und Nachsäulenderivatisierung mit Ninhydrindetektion
bestimmt.
In Tabelle 1 ist das Ergebnis des Versuches dargestellt.
Fig. 1: Karte des Plasmides pEC-T18mob2;
Fig. 2: Karte des Plasmides pEC-T18mob2sigEexp.
Die verwendeten Abkürzungen und Bezeichnungen haben
folgende Bedeutung:
per: Gen zur Kontrolle der Kopienzahl aus pGA1
oriV: ColE1-ähnlicher Origin aus pMB1
rep: Plasmidkodierte Replikationsregion aus C. glutamicum Plasmid pGA1
RP4mob: RP4-Mobilisierungs-Site
lacZ-alpha: lacZ-Genfragment aus E.coli
Tet: Resistenzgen für Tetracyclin
sigE: sigE-Gen von C.glutamicum
BamHI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms BamHI
SalI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms SalI
sigE: sigE-Gen von C.glutamicum
BamHI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms BamHI
SalI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms SalI
per: Gen zur Kontrolle der Kopienzahl aus pGA1
oriV: ColE1-ähnlicher Origin aus pMB1
rep: Plasmidkodierte Replikationsregion aus C. glutamicum Plasmid pGA1
RP4mob: RP4-Mobilisierungs-Site
lacZ-alpha: lacZ-Genfragment aus E.coli
Tet: Resistenzgen für Tetracyclin
sigE: sigE-Gen von C.glutamicum
BamHI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms BamHI
SalI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms SalI
sigE: sigE-Gen von C.glutamicum
BamHI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms BamHI
SalI: Schnittstelle des Restriktionsenzyms SalI
Claims (20)
1. Isoliertes Polynukleotid aus coryneformen Bakterien,
enthaltend eine für das sigE-Gen kodierende
Polynukleotidsequenz, ausgewählt aus der Gruppe
- a) Polynukleotid, das mindestens zu 70% identisch ist mit einem Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das die Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2 enthält,
- b) Polynukleotid, das für ein Polypeptid kodiert, das eine Aminosäuresequenz enthält, die zu mindestens 70% identisch ist mit der Aminosäuresequenz von SEQ ID No. 2,
- c) Polynukleotid, das komplementär ist zu den Polynukleotiden von a) oder b), und
- d) Polynukleotid, enthaltend mindestens 15 aufeinanderfolgende Nukleotide der Polynukleotidsequenz von a), b) oder c),
2. Polynukleotid gemäß Anspruch 1, wobei das Polynukleotid
eine in coryneformen Bakterien replizierbare, bevorzugt
rekombinante DNA ist.
3. Polynukleotid gemäß Anspruch 1, wobei das Polynukleotid
eine RNA ist.
4. Polynukleotid gemäß Anspruch 2, enthaltend die
Nukleinsäuresequenz wie in SEQ ID No. 1 dargestellt.
5. Replizierbare DNA gemäß Anspruch 2, enthaltend
- a) die Nukleotidsequenz, gezeigt in SEQ ID No. 1, oder
- b) mindestens eine Sequenz, die der Sequenz (i) innerhalb des Bereichs der Degeneration des genetischen Kodes entspricht, oder
- c) mindestens eine Sequenz, die mit der zur Sequenz (i) oder (ii) komplementären Sequenz hybridisiert, und gegebenenfalls
- d) funktionsneutrale Sinnmutationen in (i).
6. Polynukleotidsequenz gemäß Anspruch 2, die für ein
Polypeptid kodiert, das die in SEQ ID No. 2
dargestellte Aminosäuresequenz enthält.
7. Coryneforme Bakterien, in denen das sigE-Gen verstärkt,
insbesondere überexprimiert wird.
8. Shuttlevektor pEC-T18mob2sigEexp, der
- 1. 8.1 ein 1930 bp großes DNA Fragment, welches das sigE- Gen trägt,
- 2. 8.2 dessen Restriktionskarte in Fig. 2 wiedergegeben wird, und
- 3. 8.3 der in dem Stamm DSM5715/pEC-T18mob2sigEexp unter der Nr. DSM 14229 bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen und Zellenkulturen hinterlegt ist.
9. Verfahren zur fermentativen Herstellung von L-
Aminosäuren, insbesondere Lysin, dadurch
gekennzeichnet, daß man folgende Schritte
durchführt:
- a) Fermentation der die gewünschte L-Aminosäure produzierenden coryneformen Bakterien, in denen man zumindest das sigE-Gen oder dafür kodierende Nukleotidsequenzen verstärkt, insbesondere überexprimiert;
- b) Anreicherung der L-Aminosäure im Medium oder in den Zellen der Bakterien, und
- c) Isolieren der L-Aminosäure.
10. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch
gekennzeichnet, daß man Bakterien
einsetzt, in denen man zusätzlich weitere Gene des
Biosyntheseweges der gewünschten L-Aminosäure
verstärkt.
11. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch
gekennzeichnet, daß man Bakterien
einsetzt, in denen die Stoffwechselwege zumindest
teilweise ausgeschaltet sind, die die Bildung der
gewünschten L-Aminosäure verringern.
12. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch
gekennzeichnet, daß man einen mit einem
Plasmidvektor transformierten Stamm einsetzt, und der
Plasmidvektor die für das sigE-Gen kodierende
Nukleotidsequenz trägt.
13. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch
gekennzeichnet, daß man die Expression des
(der) Polynukleotides (e), das (die) für das sigE-Gen
kodiert (kodieren) verstärkt, insbesondere
überexprimiert.
14. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch
gekennzeichnet, daß man die
regulatorischen Eigenschaften des Polypetids
(Enzymprotein) erhöht, für das das Polynukleotid sigE
kodiert.
15. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch
gekennzeichnet, daß man zur Herstellung
von L-Aminosäuren coryneforme Mikroorganismen
fermentiert, in denen man gleichzeitig eines oder
mehrere der Gene, ausgewählt aus der Gruppe
- 1. 15.1 das für die Dihydrodipicolinat-Synthase kodierende Gen dapA,
- 2. 15.2 das für die Glyceraldehyd-3-Phosphat Dehydrogenase kodierende Gen gap,
- 3. 15.3 das für die Triosephosphat Isomerase kodierende Gen tpi,
- 4. 15.4 das für die 3-Phosphoglycerat Kinase kodierende Gen pgk,
- 5. 15.5 das für die Glucose-6-Phosphat Dehydrogenase kodierende Gen zwf,
- 6. 15.6 das für die Pyruvat Carboxylase kodierende Gen pyc,
- 7. 15.7 das für die Malat-Chinon-Oxidoreduktase kodierende Gen mqo,
- 8. 15.8 das für eine feed back resistente Aspartatkinase kodierende Gen lysC,
- 9. 15.9 das für den Lysin-Export kodierende Gen lysE,
- 10. 15.10 das für die Homoserin-Dehydrogenase kodierende Gen hom,
- 11. 15.11 das für die Theonin-Dehydratase kodierende Gen ilvA oder das für eine feed back resistente Threonin-Dehydratase kodierende Allel ilvA(Fbr),
- 12. 15.12 das für die Acetohydroxysäure-Synthase kodierende Gen ilvBN,
- 13. 15.13 das für die Dihydroxysäuredehydratase kodierende Gen ilvD,
- 14. 15.14 das für das Zwa1-Protein kodierende Gen zwa1
16. Verfahren gemäß Anspruch 9, dadurch
gekennzeichnet, daß man zur Herstellung
von L-Aminosäuren coryneforme Mikroorganismen
fermentiert, in denen man gleichzeitig eines oder
mehrere der Gene, ausgewählt aus der Gruppe
- 1. 16.1 das für die Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase kodierende Gen pck,
- 2. 16.2 das für die Glucose-6-Phosphat Isomerase kodierende Gen pgi,
- 3. 16.3 das für die Pyruvat-Oxidase kodierende Gen poxB,
- 4. 16.4 das für das Zwa2-Protein kodierende Gen zwa2
17. Coryneforme Bakterien, die einen Vektor enthalten, der
ein Polynukleotid gemäß Anspruch 1 trägt.
18. Verfahren gemäß einem oder mehreren der vorhergehenden
Ansprüche, dadurch
gekennzeichnet, daß man Mikroorganismen
der Gattung Corynebacterium einsetzt.
19. Verfahren zum Auffinden von RNA, cDNA und DNA, um
Nukleinsäuren, beziehungsweise Polynukleotide oder Gene
zu isolieren, die für den Sigma-Faktor E kodieren oder
eine hohe Ähnlichkeit mit der Sequenz des sigE-Gens
aufweisen, dadurch gekennzeichnet,
daß man das Polynukleotid, enthaltend die
Polynukleotidsequenzen gemäß Anspruch 1, 2, 3 oder 4
als Hybridisierungssonden einsetzt.
20. Verfahren gemäß Anspruch 19,
dadurch gekennzeichnet,
das die Hybridisierung unter einer Stringenz
entsprechend höchstens 2× SSC durchgeführt wird.
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