DE10061634A1 - Verfahren zur Bestimmung unbekannter DNA-Sequenzen in komplexen Genomen - Google Patents
Verfahren zur Bestimmung unbekannter DNA-Sequenzen in komplexen GenomenInfo
- Publication number
- DE10061634A1 DE10061634A1 DE10061634A DE10061634A DE10061634A1 DE 10061634 A1 DE10061634 A1 DE 10061634A1 DE 10061634 A DE10061634 A DE 10061634A DE 10061634 A DE10061634 A DE 10061634A DE 10061634 A1 DE10061634 A1 DE 10061634A1
- Authority
- DE
- Germany
- Prior art keywords
- probe
- sequence
- dna
- single strand
- adapter
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Granted
Links
Classifications
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
- C12N15/00—Mutation or genetic engineering; DNA or RNA concerning genetic engineering, vectors, e.g. plasmids, or their isolation, preparation or purification; Use of hosts therefor
- C12N15/09—Recombinant DNA-technology
- C12N15/10—Processes for the isolation, preparation or purification of DNA or RNA
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
- C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
- C12Q1/68—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions involving nucleic acids
- C12Q1/6806—Preparing nucleic acids for analysis, e.g. for polymerase chain reaction [PCR] assay
Landscapes
- Chemical & Material Sciences (AREA)
- Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
- Organic Chemistry (AREA)
- Health & Medical Sciences (AREA)
- Engineering & Computer Science (AREA)
- Zoology (AREA)
- Wood Science & Technology (AREA)
- Genetics & Genomics (AREA)
- Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
- Biotechnology (AREA)
- General Engineering & Computer Science (AREA)
- General Health & Medical Sciences (AREA)
- Physics & Mathematics (AREA)
- Molecular Biology (AREA)
- Microbiology (AREA)
- Biophysics (AREA)
- Biomedical Technology (AREA)
- Biochemistry (AREA)
- Proteomics, Peptides & Aminoacids (AREA)
- Analytical Chemistry (AREA)
- Crystallography & Structural Chemistry (AREA)
- Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
- Plant Pathology (AREA)
- Immunology (AREA)
- Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)
Abstract
Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Bestimmung einer unbekannten Sequenz einer Region, die flankierend zu einer bekannten Sequenz liegt bzw. zum Bestimmen des Integrationsortes einer Fremd-DNS in einem komplexen Genom. Dabei wird eine Kombination an Verfahrensschritten gewählt, die zum raschen und spezifischen Nachweis der Sequenzen der die bekannte Sequenz flankierenden Regionen bzw. des Integrationsortes der Fremd-DNS führt, wobei die hohe Spezifität mit niedrigem Aufwand an Reagenzien und Materialien sowie einem geringen Arbeits- und Zeitaufwand erreicht wird.
Description
Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zum Bestimmen von unbekannten Se
quenzabschnitten, die vor (5'-) und/oder hinter (3'-) eines bekannten Sequenzabschnit
tes liegen. Dies sind z. B., aber nicht nur, unbekannte Sequenzen in einem Genom, die
neben einer auf künstliche, (z. B. Transformation) oder natürliche Weise (z. B. Kreuzung)
eingebrachten Fremd-DNS liegen. Auf diese Weise lassen sich z. B. die Insertionsorte
von rekombinanter DNS in transgenen Organismen, auch solcher mit komplexen Ge
nomen, rasch bestimmen. Auch unbekannte Sequenzen von z. B. Promotoren oder Ter
minatoren, sofern sich neben diesen eine bekannte Sequenz befindet, sowie die be
kannte Markersequenzen flankierenden DNS-Regionen lassen sich mit der vorliegenden
Erfindung identifizieren. Daneben ermöglicht die Methode auch die rasche Identifizie
rung von unbekannten Genen.
Ferner betrifft die Erfindung Nukleinsäuremoleküle, die bei dieser Bestimmung einge
setzt werden.
Klassische genetische Ansätze zur Identifizierung eines Gens basieren auf der Zer
störung des Gens, wobei dies zu einer erkennbaren Phänotypänderung führt. Dieses
Prinzip des "Gen-Ausschaltens" wird auch beim sog. "transposon tagging" eingesetzt.
Transposons "springen" durch das Genom und können bei entsprechender Integration
Gene inaktivieren, indem sie durch die Integration die Ausprägung des Gens unterbin
den. Die Kenntnis der Umgebung des Transposons gibt Kenntnis über das Gen, wel
ches zerstört wurde und ermöglicht es somit, einem neuen Phänotyp ein bestimmtes
Gen zuzuordnen.
Heutzutage gibt es zahlreiche gentechnische Verfahren, bei denen ein gegebenes Ge
nom durch das Einbringen von Fremd-DNS verändert wird in der Hoffnung, dass das so
veränderte Genom seinem Wirt eine neue Eigenschaft verleiht. Häufig ist die Integration
der Fremd-DNS nicht zielgerichtet. Bei der Transformation von Pflanzen kann beispiels
weise Fremd-DNS mittels der "particle gun"-Technologie, mit Hilfe von Agrobakterien
oder Polyethylenglykol-vermittelter Transformation in Wirtszellen eingebracht werden,
wobei die so eingebrachte DNS zufällig und an mehreren verschiedenen Stellen des
Genoms integriert. Die Identifizierung von Integrationsorten ist häufig aus verschiedenen
Gründen wichtig.
So wird beispielsweise von Bestimmungen der Gentechnikverordnung in Zukunft ver
langt, dass transgene Pflanzenlinien genauer charakterisiert werden müssen. Hierzu
zählt auch die Sequenzanalyse der die Insertion flankierenden Regionen. Die Umge
bung des Integrationsortes kann als eine Art genetischer Fingerabdruck eines Organis
mus, wie z. B. einer Pflanze, verwendet werden, wobei anhand dieses Fingerabdrucks
jeder Organismus eindeutig von einem Anderen unterschieden werden kann. Ferner
ermöglicht die Analyse der Integrationsorte auch die Bestimmung der Mindest-
Kopienzahl an eingebrachten Fremd-Sequenzen und die eindeutige Zuordnung jeder
dieser Kopien zu ihrem Insertionsort. Eine solche Zuordnung ist bisher ohne die Anlage
von Genbanken des betreffenden Organismus nicht möglich gewesen. Da mit der her
kömmlichen PCR-Analytik lediglich angezeigt wird, ob eine eingebrachte Fremdsequenz
anwesend ist oder nicht, und mit neueren PCR-Methoden wie auch mit der Southern-
Technologie nur die ungefähre Kopienzahl ermittelt werden kann, ist es bisher nicht
möglich gewesen, festzustellen, um welche Kopie (von mehreren Kopien) es sich bei
dem erzeugten Signal handelt. Informationen von mindestens einer flankierenden Regi
on einer Insertion ist sowohl für die PCR-Methode als auch für die Southern-
Technologie Voraussetzung, um einzelne Kopien voneinander zu unterscheiden. Bei der
Southern-Technologie kann dann eine Sonde gemacht, bei der PCR können entspre
chende Startersequenzen hergestellt werden, um die Aufspaltung einer jeden einzelnen
Kopie in den Nachfolgegenerationen verfolgen.
Werden beispielsweise vier verschiedene 5' und/oder 3' spezifische flankierende Se
quenzen gefunden, bedeutet dies, dass ein bei einer Transformation eingebrachtes Gen
an mindestens vier verschiedenen Orten im Genom inseriert ist. Mit Kenntnis dieser Se
quenzen ist es möglich, jede einzelne Kopie zu identifizieren. Hierbei reicht es aus, dass
nur die 5' oder 3' spezifischen flankierende Sequenz einer Insertion gefunden werden.
Mit der Kenntnis von beiden flankierenden Sequenzen einer Insertion ist es auch mög
lich, die Nachkommen einer transgenen Pflanze mit Hilfe der PCR-Technologie, schon
in einem sehr frühen Entwicklungsstadium direkt auf Heterozygotie bzw. Homozygotie
für die jeweilige Insertion zu testen. Ergibt eine PCR mit Startersequenzen homolog zu
den beiden flankierenden Regionen einer Insertion ein Fragment, wie es auch bei einem
nichttransformierten Organismus derselben Varietät zu finden ist, so ist die Pflanze ent
weder heterozygot oder aber nicht-transgen in Bezug auf diese Kopie der Fremd-DNS.
Nur bei Organismen, die homozygot für diese Kopie der eingebrachten Fremd-DNS
sind, würde die PCR zu keinem oder aber zu einem definierten größeren Fragment füh
ren. Eine PCR mit Startersequenzen homolog zu Bereichen aus jeweils einer flankie
renden Region dieser Kopie sowie aus der Insertion selbst hingegen führt zu einem
Produkt und belegt das Vorhandensein dieser Kopie der Fremd-DNS im Genom. Auf
diese Weise wird es ermöglicht, gezielt, schnell und zuverlässig eine homozygote Nach
kommenschaft zu züchten, denn nur wenn die eingebrachten Fremd-Sequenzen bei der
Nachkommenschaft der jeweiligen transgenen Organismen nicht als Allele vorliegen, ist
gewährleistet, dass die weiteren Nachfolgegenerationen bezüglich dieser Fremdse
quenzen nicht mehr aufspalten.
Im Stand der Technik sind mehrere Verfahren beschrieben, die dazu dienen, Integrati
onsstellen einer Fremd-DNS zu charakterisieren. In allen Methoden sind lineare PCR-
Schritte vorgesehen, um das Ausgangsmaterial anzureichern. Diese linearen Anreiche
rungen erfolgen vor der Reinigung des Ausgangsmaterials von unerwünschten Ge
nomstücken, so dass die Spezifität und Effektivität der nachfolgenden Schritte erheblich
beeinträchtigt ist, wie Beispiel vier zeigt.
Der vorliegenden Erfindung lag das technische Problem zugrunde, ein Verfahren zum
raschen Bestimmen einer unbekannten Sequenz in Nachbarschaft zu einer bekannten
Sequenz, z. B. also des Integrationsortes von Fremd-DNS in einem Genom, anzugeben,
wobei das Verfahren die erheblichen Nachteile aus dem Stand der Technik nicht mehr
aufweisen sollte, insbesondere soll es eine eindeutige Bestimmung der unbekannte Se
quenz, z. B. des Integrationsortes, ermöglichen. Schließlich soll das erfindungsgemäße
Verfahren möglichst kostengünstig und einfach und schnell durchgeführt werden kön
nen, wobei insbesondere der Einsatz teurer Reagenzien auf ein Minimum beschränkt
werden soll.
Das genannte technische Problem wird erfindungsgemäß gelöst durch das Verfahren,
umfassend die folgenden Schritte:
- a) Bestimmen der 5'-ubekannten Sequenz (z. B. 5'-Integrationsstelle), umfassend
die folgenden Schrille;
- 1. Spalten der genomischen DNS mit einem Restriktionsenzym;
- 2. Hybridisieren der gespaltenen DNS mit einer markierten Sonde bzw. mit einer markierten Sonde und einer unmarkierten Brückensonde;
- 3. Aufreinigen des mit der markierten Sonde hybridisierten Einzelstrangs;
- 4. Verknüpfung eines doppelsträngigen Adapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende des aufgereinigten Einzelstrangs bzw. Verknüpfung eines doppelsträngigen A dapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende und Verknüpfung der markierten Sonde mit dem 5'-Ende bzw. 3'-Ende des aufgereinigten Einzelstrangs;
- 5. Herstellen von Doppelstrang-DNS;
- 6. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS nach a5); und
- 7. Sequenzanalyse der amplifizierten DNS; und/oder
- b) Bestimmen der 3'-unbekannte Sequenz (z. B. der 3'-Integrationsstelle), umfas
send die folgenden Schritte:
- 1. Bereitstellen einer Fraktion DNS aus Schritt a1) oder Spalten der genomischen DNS mit einem Restriktionsenzym, das gleich oder verschieden zu dem Enzym gemäß a1) sein kann;
- 2. Hybridisieren der gespaltenen DNS mit einer markierten Sonde bzw. mit einer markierten Sonde und einer unmarkierten Brückensonde;
- 3. Aufreinigen des mit der markierten Sonde hybridisierten Einzelstrangs;
- 4. Verknüpfen eines doppelsträngigen Adapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende des aufgereinigten Einzelstranges bzw. Verknüpfen eines doppelsträngigen Adapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende des aufgereinigten Einzelstranges und Verknüp fung der markierten Sonde mit dem 5'-Ende bzw. 3'-Ende des aufgereinigten Einzelstrangs;
- 5. Herstellen von Doppelstrang-DNS;
- 6. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS; und
- 7. Sequenzanalyse der amplifizierten DNS, wobei die Maßnahmen der Schritte a1) bis a7) auch auf das Bestimmen der 3'-unbekannten Sequenz anwendbar sind und die Maßnahmen b1) bis b7) auf das Bestimmen der 5'-unbekannten Se quenz anwendbar sind.
Das Verfahren wird im folgenden näher erläutert und umfaßt die folgenden bevorzugten
Maßnahmen:
- a) Mit einer am 5' Ende markierten Sonde wird DNS untersucht, die wie folgt be
handelt worden ist:
- 1. Spalten der genomischen DNS mit einem Restriktionsenzym, das einen 5' Überhang oder keinen Überhang (Fig. Ia.1; Fig. Ib.1) bzw. mit einem Restriktionsenzym, das einen 3' Überhang oder keinen Überhang (Fig. IV.1) erzeugt;
- 2. Hybridisieren der gespaltenen DNS mit einer markierten direkten Sonde (Fig. Ia.2; Fig. Ib.2), bzw. mit einer markierten indirekten Sonde mittels einer Brückensonde (Fig. IV.2);
- 3. Selektion des mit der Sonde reversibel verbundenen Einzelstrangs (Fig. Ia.2; Fig. 1b.2; Fig. IV.2);
- 4. Anfügen eines doppelsträngigen Adapters an das 5'-Ende des selektierten Einzal strangs durch eine kovalente Bindung (Fig. Ia.3; Fig. Ib.3) bzw. Anfügen eines dop pelsträngigen Adapters an das 3'-Ende des selektierten Einzelstrangs durch eine ko valente Bindung und kovalente Verknüpfung der Sonde mit dem 5' Ende des selek tierten Einzelstrangs (Fig. IV.3);
- 5. Herstellen von Doppelstrang vom selektierten Einzelstrang einschließlich der Adap tersequenz mit Hilfe einer zur Fremd-DNS bzw. zur bekannten genomischen Se quenz komplementären Startersequenz (Fig. Ia.4; Fig. Ib.4) bzw. mit Hilfe einer zur Adapter-Sequenz komplementären Startersequenz (Fig. IV.4);
- 6. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS (Fig. Ia.5; Fig. Ib5; Fig. IV.5);
- 7. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS mit einer innenliegenden Startersequenz (Fig. Ia.6; Fig. Ib.6; Fig. IV.6) und
- 8. Analyse des amplifizierten DNS-Produktes (Fig. Ia.7; Fig. Ib.7; Fig. IV.7).
- b) Mit einer am 3' Ende markierten Sonde wird DNS untersucht, die wie folgt be
handelt worden ist:
- 1. Spalten der genomischen DNS mit einem Restriktionsenzym, das einen 3' Überhang oder keinen Überhang (Fig. II.1), bzw. mit einem Restriktionsenzym, das einen 5' Ü berhang oder keinen Überhang (Fig. IIIa.1; Fig. IIIb.1) erzeugt;
- 2. Hybridisieren der gespaltenen DNS mit einer markierten direkten Sonde (Fig. II.2), bzw. mit einer markierten indirekten Sonde mittels einer Brückensonde (Fig. IIIa.2; Fig. IIIb.2);
- 3. Selektion des mit der Sonde reversibel verbundenen Einzelstrangs (Fig. II.2, Fig. IIIa.2; Fig. IIIb.2);
- 4. Anfügen eines doppelsträngigen Adapters an das 3'-Ende des selektierten Einzel strangs durch eine kovalente Bindung (Fig. II.3) bzw. Anfügen eines doppelsträngi gen Adapters an das 5'-Ende des selektierten Einzelstrangs durch eine kovalente Bindung und kovalente Verknüpfung der Sonde mit dem 3' Ende des selektierten Einzelstrangs (Fig. IIIa.3; Fig. IIIb.3);
- 5. Herstellen von Doppelstrang vom selektierten Einzelstrang inklusive der Adapterse quenz mit Hilfe einer zur Adaptersequenz komplementären Startersequenz (Fig. 11.4); bzw. mit Hilfe einer zur Fremd-DNS bzw. bekannten genomischen Sequenz komplementären Startersequenz (Fig. IIIa.4; Fig. IIIb.4);
- 6. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS (Fig. II.5, Fig. IIIa.5. Fig. IIIb.5);
- 7. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS mit einer innenliegenden Startersequenz (Fig. II.6, Fig. IIIa.6; Fig. IIIb.6) und
- 8. Analyse des amplifizierten DNS-Produktes (Fig. II.7, IIIa.7; Fig. IIIb.7).
Unter "komplexen Genomen" werden insbesondere Genome von Tieren und Pflanzen
verstanden, hier insbesondere Genome von Getreidepflanzen.
"Fremd-DNS" kann eine beliebige bekannte DNS sein, die an einer Stelle ins Genom
integriert wurde, an der sie sich üblicherweise nicht befindet. Somit wird z. B. auch ein
wirtszelleigenes Transposon in diesem Sinne als Fremd-DNS angesehen, wenn das
Transposon an eine Stelle ins Genom springt, an der es sich üblicherweise nicht befin
det. In der Regel stellt Fremd-DNS jedoch eine DNS dar, die in dem Genom der Wirts
zelle, in die die Fremd-DNS eingebracht wird, üblicherweise nicht vorhanden ist.
"5'-Integrationsstelle" bzw. "3'-Integrationsstelle", auch 5' unbekannte Sequenz bzw. 3'
unbekannte Sequenz benannt, bezeichnet den Übergang zwischen der Fremd-DNS zu
dem Genom der Empfängerzelle (Wirtszelle) am 5'-Ende der Fremd-DNS bzw. am 3'-
Ende der Fremd-DNS, bzw. den Übergang zwischen der bekannten DNS-Sequenz zu
der unbekannten Sequenz am 5'-Ende der bekannten Sequenz bzw. den Übergang zwi
schen der bekannten DNS-Sequenz zu der unbekannten Sequenz am 3'-Ende der be
kannten Sequenz. Bei dem erfindungsgemäßen Verfahren kann auch entweder nur die
5'-Integrationsstelle oder nur die 3'-Integrationsstelle bestimmt werden. Vorzugsweise
werden jedoch beide Integrationsstellen bestimmt. Nach Isolieren der zu untersuchen
den genomischen DNS wird diese mit einem Restriktionsenzym gespalten. Zahlreiche
Restriktionsenzyme stehen dem Fachmann zur Verfügung, wobei er das Restriktionsen
zym u. a. danach auswählt, welche Art an Enden er erzeugen will. Die mit dem Restrik
tionsenzym erzeugten Enden spielen eine Rolle bei der weiteren Behandlung der ge
spaltenen DNS, z. B. für das spätere Anfügen von Adapter. In der Regel wird das Re
striktionsenzym auch ein nicht-methylierungssensitives Restriktionsenzym sein. Die mit
dem Restriktionsenzym gespaltene DNS kann ggf. in zwei Teile aufgeteilt werden, wo
bei die Fraktionen für die Analyse des 5'-Integrationsortes bzw. des 3'-Integrationsortes
in separaten Verfahren eingesetzt werden. Falls die Enzyme, die für die Analyse der 5'-
Integrationsstelle verwendet werden, verschieden sind von den Enzymen für die Analy
se der 3'-Integrationsstelle, werden gleich zwei getrennte Restriktionsspaltungen durch
geführt.
Die Behandlung kann nach verschiedenen Prozeduren erfolgen, wobei die zu verwen
denden Sonden zu der jeweiligen Prozedur passen müssen:
Die gespaltene DNS wird denaturiert und mit einer am 5' Ende (Fig. Ia; Fig. Ib) bzw. am
3' Ende (Fig. II) markierten Sonde hybridisiert. Die markierte Sonde ist vorzugsweise
100% komplementär zu einem Abschnitt der Fremd-DNS bzw. der bekannten genomi
schen DNS. Mit dieser markierten Sonde wird das zu untersuchende Restriktionsfrag
ment selektiert und von anderen genomischen Restriktionsfragmenten, sowie von über
schüssigem Adapter durch Waschen befreit. Während dieser Reinigung bleibt die mar
kierte Sonde reversibel über Wasserstoffbrücken an den zu selektierenden Einzelstrang
gebunden. Die zum Hybridisieren eingesetzte Sonde kann entweder direkt auf einen
festen Träger fixiert sein - in diesem Falle wäre die Markierung gleichzeitig der Träger -
oder die Markierung der Sonde reagiert mit einem komplementären Bindungspartner,
der seinerseits auf dem festen Träger fixiert ist. Ein solcher kompetetiver Bindungspart
ner auf dem festen Träger kann beispielsweise eine weitere Nukleinsäure sein oder ein
Antikörper gegen die Markierung der Sonde oder ein weiterer Bindungspartner eines
Bindungspaars, wie z. B. Antigen/Antikörper, Hormon/Rezeptor, Biotin/Avidin bzw.
Streptavidin und ähnliches. Die eingesetzten Sonden besitzen vorzugsweise eine Länge
von etwa 30 Nukleotiden oder größer.
Nach dem Reinigen wird an das freie Ende des zu analysierenden Einzelstrangs ein
Adaptermolekül kovalent angefügt. Das Adaptermolekül besitzt vorzugsweise überhängende
Enden, die komplementär sind zu den überhängenden Enden der genomischen
DNS, die mittels der Restriktionsenzymspaltung erzeugt wurden. Ferner bestehen die
einzelnen Oligonukleotide, die das Adaptermolekül bilden, vorzugsweise aus einer
Komposition von jeweils nur 2 verschiedenen Basen, um so eine intramolekulare Hybri
disierung der einzelnen Oligonukleotide zu unterbinden. Nach diesen Verfahrensschrit
ten liegt beispielsweise ein Einzelstrang vor, an dessen 5'-Ende bzw. 3'-Ende sich die
markierte Sonde nicht kovalent gebunden befindet und an dessen 3'-Ende bzw. 5'-Ende
sich die Adaptersequenz befindet. Nach der Ligation wird der nun mit dem Adapter ko
valent verknüpfte Einzelstrang nochmals in mehreren Waschschritten gereinigt, um die
Ligations-Komponenten, die im Überschuß eingesetzten Adapter sowie möglicherweise
noch vorhandene unspezifische genomische DNS zu entfernen. Dieser gut gereinigte
Einzelstrang wird dann in einem folgenden Schritt zu einem Doppelstrang ergänzt, wo
bei auf die Bedürfnisse des Einzelfalls abgestellt, hierfür zur Gegenstrangsynthese von
bestimmten Startersequenzen ausgegangen wird. Hieran schließt sich die Amplifikation
des erhaltenen Doppelstrangs an. Als Startersequenzen für die Amplifikation bieten sich
einerseits Abschnitte der bekannten Vektorsequenz bzw. der bekannten genomischen
Sequenz und andererseits der bekannten Adaptersequenz an. Sobald ausreichend
amplifiziertes Material vorliegt, kann dieses der Sequenzanalyse zugeführt werden. Ge
gebenenfalls erfolgt vor der Sequenzanalyse eine nochmalige Aufreinigung der amplifi
zierten DNS, beispielsweise mittels Gelchromatographie, sowie möglicherweise die Klo
nierung des amplifizierten Fragmentes.
Die gespaltene DNS wird denaturiert und mit zwei verschiedenen Sonden hybridisiert.
Die eine Sonde ist nicht markiert und ist zu ca. 50% (von der Mitte der Sonde bis zu ih
rem 3'-Ende bei einer 3'-Markierung der markierten zweiten Sonde (Fig. IIIa; Fig. IIIb)
bzw. von der Mitte der Sonde bis zu ihrem 5'-Ende bei einer 5'-Markierung der mar
kierten zweiten Sonde (Fig. IV)) komplementär zu einem Abschnitt der Fremd-DNS
bzw. zu einem Abschnitt der bekannten genomischen DNS. Zu weiteren ca. 50% (von
der Mitte der Sonde bis zu ihrem 5'-Ende bei einer 3-Markierung der markierten zweiten
Sonde (Fig. IIIa; Fig. IIIb) bzw. von der Mitte der Sonde bis zu ihrem 3'-Ende bei einer
5'-Markierung der markierten zweiten Sonde (Fig. IV)) ist sie komplementär zu der am
5'-Ende bzw. 3'-Ende markierten zweiten Sonde. Sie fungiert sozusagen als Brücken
glied (Brückensonde) zwischen dem zu untersuchenden Restriktionsfragment und der
am 5'- bzw. 3'-Ende markierten zweiten Sonde.
Mit diesem Hybrid aus markierter Sonde und nicht markierter Sonde wird das zu unter
suchende Restriktionsfragment selektiert und von anderen genomischen Restriktions
fragmenten und anderen Komponenten durch Waschen befreit. Während dieser Reini
gung bleiben die markierte Sonde sowie die nicht markierte Brückensonde reversibel
über Wasserstoffbrücken miteinander sowie mit dem zu selektierenden Einzelstrang
verbunden. Die zur Hybridisierung eingesetzten Sonden können entweder direkt auf
einen festen Träger fixiert sein - in diesem Falle wäre die Markierung gleichzeitig der
Träger - oder die Markierung der markierten Sonde reagiert mit einem komplementären
Bindungspartner, der seinerseits auf dem festen Träger fixiert ist. Ein solcher
kompetetiver Bindungspartner auf dem festen Träger kann beispielsweise eine weitere
Nukleinsäure sein oder ein Antikörper gegen die Markierung der Sonde oder ein
weiterer Bindungspartner eines Bindungspaars, wie z. B. Antigen/Antikörper, Hor
mon/Rezeptor, Biotin/Avidin bzw. Streptavidin und ähnliches. Die eingesetzten Sonden
besitzen vorzugsweise eine Länge von etwa 30 Nukleotiden oder größer.
Nach dem Reinigen des gewünschten Einzelstrangs wird an das freie Ende des Einzel
stranges ein Adaptermolekül angefügt. Das Adaptermolekül besitzt vorzugsweise über
hängende Enden, die komplementär sind zu den überhängenden Enden der genomi
schen DNS, die mittels der Restriktionsenzymspaltung erzeugt wurden. Ferner bestehen
die einzelnen Oligonukleotide, die den Adapter bilden, bis auf die überhängenden En
den, vorzugsweise aus einer Komposition A und G bzw. C und T, um so eine intramole
kulare Hybridisierung der einzelnen Oligonukleotide zu unterbinden. Bei der Ligation des
Adapters an das einzelsträngige Restriktionsfragment kommt es auch zu einer Ligation
der markierten Sonde an das zu untersuchende Restriktionsfragment. Der Vorteil hier
von ist, daß nun Adaptersequenz, einzelsträngiges Restriktionsfragment sowie markierte
Sonde kovalent miteinander verbunden sind. Die nachfolgende Abtrennung von Ligati
onskomponenten, überschüssigen Adaptern sowie eventuell noch vorhandenener uner
wünschter genomischer DNS kann nun in Gegenwart von 0,1 M NaOH-Lösung erfolgen.
Dadurch wird das Verfahren noch stringenter als in Prozedur I beschriebenen.
Nach diesen Verfahrensschritten liegt beispielsweise ein Einzelstrang vor, an dessen 5'-
Ende bzw. 3'-Ende sich die markierte Sonde und an dessen 3'-Ende bzw. 5'-Ende sich
die Adaptersequenz kovalent gebunden befindet. Dieser Einzelstrang wird in einem fol
genden Schritt zu einem Doppelstrang ergänzt, wobei auf die Bedürfnisse des Einzel
falls abgestellt, hierfür zur Gegenstrangsynthese von bestimmten Startersequenzen
ausgegangen wird. Hieran schließt sich die Amplifikation des erhaltenen Doppelstrangs
an. Als Startersequenzen für die Amplifikation bieten sich einerseits Abschnitte der be
kannten Vektorsequenz bzw. der bekannten genomischen Sequenz und andererseits
der bekannten Adaptersequenz an.
Sobald ausreichend amplifiziertes Material vorliegt, kann dieses der Sequenzanalyse
zugeführt werden. Gegebenenfalls erfolgt vor der Sequenzanalyse eine nochmalige
Reinigung der amplifizierten DNS, beispielsweise mittels Gelchromatographie, sowie
möglicherweise die Klonierung des amplifizierten Fragmentes.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform wird zum Spalten der genomischen DNS ein
häufig spaltendes Restriktionsenzym eingesetzt. Häufig spaltende Restriktionsenzyme
in pflanzlichen oder tierischen Genomsequenzen sind beispielsweise solche, die nur 4
Nukleotide als Erkennungssequenz benötigen. Es können allerdings auch Enzyme mit
längeren Erkennungssequenzen benutzt werden, die bevorzugt eingesetzt werden, um
unbekannte Sequenzen längerer Fragmente zu identifizieren. Hierbei sind wieder be
sonders solche Enzyme bevorzugt, die überhängende Enden erzeugen.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform ist die verwendete Sonde entweder
ausschließlich am 5'-Ende oder am 3'-Ende markiert. Diese Art der Markierung hat ge
genüber der Markierung, die statistisch über das Sondenmolekül verteilt ist (indem z. B.
mit einer Markierung versehene Nukleotide zur Herstellung der Sonde verwendet wer
den), den Vorteil, dass ein möglichst kleiner Anteil der Sonde einer sterischen Hinde
rung unterliegt, wenn die Sonde und der damit hybridisierte Einzelstrang an den festen
Träger fixiert werden. Sondenmoleküle, die über ihre ganze Länge eine Markierung tra
gen, können beispielsweise dann, wenn die Sonde zu einem späteren Zeitpunkt gleich
zeitig als Starter dienen soll, Probleme bereiten, indem die Starterfunktion beeinträchtigt
ist, weil den zur DNS-Synthese benötigten Enzymen der Zutritt zur Startersequenz auf
Grund sterischer Hinderung erschwert ist.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform wird die Markierung der Sonde so gewählt,
dass die Sonde an einen festen Träger fixiert werden kann. Dies lässt sich bei
spielsweise dadurch erreichen, dass die Sonde Nukleotide umfasst, die nicht mit dem zu
isolierenden Einzelstrang hybridisieren können, weil entsprechende komplementäre
Nukleotide diesem Strang fehlen. Somit liegt eine Art "Linker" vor, der an die Oberfläche
eines Trägers direkt kovalent gebunden werden kann. Alternativ kann an die Oberfläche
des Trägers auch eine Sequenz gebunden sein, die komplementär ist zu dieser Linker
sequenz, wobei dann das Sondenmolekül mittels Hybridisierung an den festen Träger
fixiert wird. Schließlich können in oder an das Sondenmolekül auch Reste angefügt wer
den, zu denen es komplementäre Bindungspartner gibt, wobei der komplementäre Bin
dungspartner an einen festen Träger fixiert sein kann. Hierzu zählen beispielsweise die
Bindungspaare Antigen/Antikörper, Hormon/Hormonrezeptor, Rezeptor/Ligand, Bio
tin/Avidin bzw. Streptavidin.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform wird die Sonde kovalent durch einen
Ligationsschritt an den DNS-Einzelstrang gebunden. Eine solche Variante ist beispiels
weise in Fig. IV, Fig. IIIa und Fig. IIIb gezeigt. Das Verknüpfen des Einzelstrangs mit
der Sonde kann selbstverständlich entweder am freien 3'-Ende oder am freien 5'-Ende
des Einzelstrangs erfolgen. Falls die kovalente Verknüpfung am 3'-Ende des Einzel
stranges erfolgt, wird eine 3'-markierte Sonde eingesetzt, die zunächst durch Hybridisie
rung an eine "Brückensonde" an das 3'-Ende des Einzelstrangs herangeführt wird (Fig.
IIIa.2; Fig. IIIb.2) und dann durch Ligation kovalent mit dem Einzelstrang verknüpft wird
(Fig. IIIa.3; Fig. IIIb.3). Falls die kovalente Verknüpfung am 5'-Ende erfolgt, wird eine 5'-
markierte Sonde eingesetzt, die zunächst durch Hybridisierung an eine "Brückensonde"
an das 5'-Ende des Einzelstrangs herangeführt wird (Fig. IV.2) wird und dann durch Li
gation kovalent mit dem Einzelstrang verknüpft wird (Fig. IV.3).
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform erfolgt die Reinigung des Sonden
markierten Einzelstrangs mit Hilfe affinitätschromatographischer Methoden. Dabei wird
die spezifische Wechselwirkung zwischen zwei Bindungspartnern ausgenutzt, wobei ein
Bindungspartner die Markierung in der Sonde darstellt und der andere Bindungspartner
an einen festen Träger gekoppelt ist. Über die spezifische Wechselwirkung wird die ge
suchte DNS selektiv an dem festen Träger fixiert, so dass nicht gewünschte und nicht
markierte DNS beispielsweise durch einfaches Waschen entfernt werden kann.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform wird das Adaptermolekül an das 5'-
Ende bzw. 3'-Ende des gereinigten Einzelstrangs ligiert. Somit entsteht ein Produkt,
umfassend in 5'-/3'-Richtung die Adaptersequenz, unbekannte genomische Sequenz,
bekannte Sequenz und Sondensequenz (Fig. IIIa.4; Fig. IIIb.4) bzw. das Produkt mit der
(wieder in 5'/3'-Richtung) Sondensequenz, bekannte Sequenz, unbekannte genomi
schen Sequenz, Adaptersequenz (Fig. IV.4).
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform wird der gereinigte und mit Adapterse
quenz und Sondensequenz ergänzte Einzelstrang zu einem Doppelstrang ergänzt, wo
bei hierbei vorzugsweise aber nicht ausschließlich mindestens eine weiter innen liegen
de Startersequenz eingesetzt wird.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform erfolgt die Amplifikation der Doppel
strang-DNS mit Hilfe der PCR, wobei jeweils vorzugsweise aber nicht ausschließlich
mindestens eine weiter innen liegende Startersequenz eingesetzt wird.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform wird vor der Sequenzanalyse der
amplifizierten DNS diese nochmals einem Reinigungsschritt unterzogen, beispielsweise
mittels Gelchromatographie. Danach kann die DNS direkt der Sequenzanalyse zuge
führt werden, oder das gereinigte doppelsträngige Fragment wird in einen geeigneten
Klonierungsvektor eingebracht, der dann wiederum in der Sequenzierreaktion eingesetzt
wird.
Bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform wird der mit der Sonde kovalent ge
bundene Einzelstrang nach dem Anfügen des doppelsträngigen Adapters einer Be
handlung mit einer starken Base, vorzugsweise einer NaOH-Behandlung, unterzogen.
Insbesondere die Kombination der NaOH-Behandlung mit der kovalenten Verknüpfung
der Sonde an den Einzelstrang erlaubt eine besonders effiziente Reinigung des zu ana
lysierenden Einzelstrangs.
Ein Nukleinsäuremolekül, umfassend eine 5'-Adaptersequenz, eine unbekannte geno
mische Nukleinsäuresequenz, eine bekannte Sequenz und eine 3'-Sondensequenz mit
einer Markierung oder eine 5'-Sondensequenz mit einer Markierung, einer bekannten
Sequenz, eine unbekannte genomische Sequenz und eine 3'-Adaptersequenz ist ein
besonders vorteilhaftes Produkt zur hochspezifischen Bestimmung des Integrationsortes
einer Fremd-DNS in einem Genom mit Hilfe des erfindungsgemäßen Verfahrens. Vor
zugsweise handelt es sich bei dieser Nukleinsäure um einen DNS-Einzelstrang.
Ein fester Träger mit einer darauf aufgebrachten Nukleinsäure, wie oben beschrieben,
ist ebenfalls ein wesentliches Element zum Durchführen des erfindungsgemäßen Ver
fahrens.
Ein weiteres besonders vorteilhaftes Element in dem Gesamtverfahren stellt eine am 3'-
Ende markierte Sonde dar. Diese Sonde ermöglicht das Herstellen der erfin
dungsgemäßen Nukleinsäure wie oben beschrieben, die wiederum besonders gut ge
eignet ist, die Spezifität des Gesamtverfahrens zu erhöhen. Bisher wurden für ähnliche
Zwecke überwiegend 5'-markierte Sonden eingesetzt. Diese können jedoch nicht zur
kovalenten Anknüpfung an das 3'-Ende des Einzelstrangs verwendet werden. Die An
knüpfung an das 3' Ende des Einzelstrangs ermöglicht nun, auch Restriktionsenzyme
einzusetzen, die 5' überhängende Enden generieren. Dies ist die überwiegende Anzahl
aller bekannter Restriktionsenzyme. Weitere Vorteile des erfindungsgemäßen Verfah
rens gegenüber bekannten Verfahren liegen u. a. darin, dass im erfindungsgemäßen
Verfahren der Adapter erst nach einer Reinigung angefügt wird, d. h. gereinigte genomi
sche Fragmente werden für die Ligation des Adapters bzw. für die Ligation des Adapters
und der markierten Sonde eingesetzt. Erst nach der Ligation und nach einer weiteren
Reinigung, die, abhängig von der Methode, entweder mit oder ohne starker Base erfolgt,
dienen diese Moleküle als Matrize in der PCR. Bei dieser weiteren Reinigung werden
insbesonders überschüssige Adapter entfernt, bei der Reinigung mit Hilfe einer Base
zudem noch vorhandene unspezifische DNS, die im ersten Reinigungsschritt nicht ent
fernt wurde. Dies gewährleistet eine sehr hohe Spezifität in der PCR. Schließlich erlaubt
das erfindungsgemäße Verfahren durch Verwendung von 5'- oder 3'-markierten Oligo
nukleotidsonden erstmals eine Reinigung des genomischen Einzelstrangs unter deutlich
verbesserten Bedingungen. Dies führt dazu, dass alle Sequenzen, die spezifisch oder
unspezifisch an den gesuchten Einzelstrang binden, vor der PCR vollständig entfernt
werden, so dass die Spezifität des Gesamtverfahrens deutlich gesteigert wird.
Fig. Ia zeigt die einzelnen Schritte zum Bestimmen von Integrationsstellen unter
Verwendung einer 5'-markierten Sonde mit Prozedur I (wie Figur (b, jedoch
unter Verwendung eines anderen Restriktionsenzymes zur Isolierung des
ersten (5'-)Insertionspunktes einer Insertion)
Fig. Ib zeigt die einzelnen Schritte zum Bestimmen von Integrationsstellen unter
Verwendung einer 5'-markierten Sonde mit Prozedur ((wie Fig. Ia, jedoch
unter Verwendung eines anderen Restriktionsenzymes zur Isolierung des
zweiten (3'-)Insertionspunktes einer Insertion)
Fig. II zeigt die einzelnen Schritte zum Bestimmen von Integrationsstellen unter
Verwendung einer 3'-markierten Sonde mit Prozedur I
Fig. IIIa zeigt die einzelnen Schritte zum Bestimmen von Integrationsstellen unter
Verwendung einer 3'-markierten Sonde und einer Brückensonde mit Pro
zedur II, die eine zusätzliche Aufreinigung mittels NaOH ermöglicht (wie
Fig. IIIb, jedoch unter Verwendung eines anderen Restriktionsenzymes
zur Isolierung des ersten (5'-)Insertionspunktes einer Insertion)
Fig. IIIb zeigt die einzelnen Schritte zum Bestimmen von Integrationsstellen unter
Verwendung einer 3'-markierten Sonde und einer Brückensonde mit Pro
zedur II, die eine zusätzliche Aufreinigung mittels NaOH ermöglicht (wie
Fig. IIIa, jedoch unter Verwendung eines anderen Restriktionsenzymes
zur Isolierung des zweiten (3'-)Insertionspunktes einer Insertion)
Fig. IV zeigt die einzelnen Schritte zum Bestimmen von Integrationsstellen unter
Verwendung einer 5'-markierten Sonde und einer Brückensonde mit Pro
zedur II, die eine zusätzliche Aufreinigung mittels NaOH ermöglicht
Fig. V zeigt das Bandenmuster, das nach der Amplifikation einer Ziel-DNS mit
linearer PCR beobachtet wird.
Die folgenden Beispiele erläutern die Erfindung
Von Gerstenpflanzen wird DNS isoliert und mit einem Restriktionsenzym geschnitten.
Die Wahl des Restriktionsenzyms richtet sich danach, ob die linke (5'-) oder rechte (3'-)
flankierende Sequenz analysiert werden soll. Im Falle der linken Insertionssequenz wur
de Sau3AI verwendet, das die Basenfolge GATC erkennt; bei der rechten Inser
tionssequenz fand Taql Verwendung. Dieses Enzym erkennt die Basenfolge TCGA.
Statistisch schneiden solche "four cutter" Enzyme nach jeweils 256 Basenpaaren.
Nachdem die DNS jeweils mit einem der beiden Enzyme geschnitten worden ist, wird
ein kurzes, am 5'-Ende biotinyliertes Oligonukleotid hinzugegeben. Diese markierte
Sonde ist einzelsträngig und komplementär zu einem Stück der bekannten Sequenz, die
in die transgene Pflanze eingebracht worden ist. In Abhängigkeit davon, ob die linke (5'-)
oder rechte (3'-)flankierende Region einer Insertion herausgefunden werden soll, un
terscheidet sich diese biotinylierte Sequenz.
Das Gemisch aus geschnittener DNS und Sonde wird auf 95°C erhitzt. Hierbei denatu
riert die DNS, d. h. sie zerfällt in Einzelstränge. Man lässt das Gemisch langsam bis auf
68°C abkühlen und hält diese Temperatur für 3 Stunden bei. Hierbei finden nun die bio
tinylierten Oligonukleotide ihre komplementären genomischen Sequenzen und haften an
diesen fest. Mit Hilfe von Streptavidin, gekoppelt an ein stark magnetisches Polymer
(Firma Dynal, Hamburg), werden die biotinylierten Oligonukleotide aus dem Gemisch
gereinigt. An vielen von diesen Sonden haften nun die genomischen Gegenstränge. Da
die Sonden im Überschuss eingesetzt werden, ist davon auszugehen, dass alle genomi
schen Zielsequenzen herausgefischt werden. Es ist zu beachten, dass der Überschuss
durch die limitierte Bindungskapazität des Streptavidins begrenzt wird. Bei einem zu
hohen Überschuss würden fast ausschließlich biotinylierte Sonden selektiert, an denen
kein genomisches Gegenstück haftet. Ein bevorzugtes Verhältnis von Sonden zu Ziel
sequenzen ist in Beispiel 2 und Beispiel 3 angegeben.
Nach dieser Selektion werden Adapter mit Hilfe der T4-DNS Ligase an die Einzelstränge
ligiert. Diese Adapter sind aufgrund sogenannter kurzer "Ankersequenzen" spezifisch
für das eingesetzte Restriktionsenzym und damit auch für die linke bzw. rechte Inserti
onssequenz. Nach der Ligation des Adapters und einem weiteren Reinigungsschritt
mittels Streptavidin wird das Produkt als Matrize in einer PCR eingesetzt. Als Starter
kommen zwei verschiedene Oligonukleotide zum Einsatz. Der eine Starter (1) liegt als
innen liegender Starter wenige Basen intern vor der biotinylierten Sonde (nested Star
ter), der andere Starter (2) ist komplementär zum jeweiligen Adapter, verlängert um die
4 Basen der Restriktionsschnittstelle.
Nach erfolgter PCR wird 1 µl dieser Reaktion in einer neuen PCR eingesetzt. Hierbei
wird Starter (1) durch einen noch weiter innen liegenden Starter (3) (nested Starter) er
setzt, der, wie auch Starter (2), am 5'-Ende phosphoryliert ist, um die spätere Klonie
rung des Amplifikationsproduktes zu erleichtern. Das Produkt dieser Reaktion wird nach
Reinigung über ein Agarosegel kloniert und sequenziert. Die Reinigung über ein Agaro
segel ist vorteilhaft, da es in der Regel mehrere Integrationsorte gibt und man daher
auch mehrere Fragmente amplifiziert.
- 1. (Fig. Ia.1) 10 µg DNS einer transgenen Pflanze werden mit dem Restriktionsenzym
Sau3AI geschnitten.
Restriktionsbedingungen:
1 × Sau3AI Puffer (New England Biolabs, Frankfurt)
1 × BSA (New England Biolabs, Frankfurt)
100 Units Sau3AI (New England Biolabs, Frankfurt)
in einem Gesamtvolumen von 100 µl, 12 h bei 37°C - 2. (Fig. Ia.2) 500 µl 6 × SSC und 20 pmol der einzelsträngigen biotinylierten Sonde
R193 werden zugegeben. Danach wird das Gemisch für 5 min. auf 95°C erhitzt
(Denaturierung) und langsam auf 68°C abgekühlt. Die Inkubation bei 68°C dauert 3
Stunden.
Anschließend Zugabe von 50 µl der nach Herstellerangaben vorbereiteten Strepta vidin Beads (Dynal, Hamburg) und Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur. Da nach werden die Beads durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gereinigt. Der Überstand wird ab gehoben und verworfen. - 3. (Fig. Ia.3) An die selektierten und gewaschenen Einzelstränge wird der Adapter li
giert.
Die gewaschenen Streptavidin Beads, 180 pmol Adapter (R172/R187) und 12,5 U T4-DNS Ligase (5 U/µl; Boehringer, Mannheim) werden in 50 µl 1 × T4-DNS- Ligationspuffer (Boehringer, Mannheim) aufgenommen und für 12 Stunden bei 16°C inkubiert.
Anschließend werden die Beads wie in Schritt 2 durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gerei nigt.
Die so gereinigten Beads werden in 50 µl TE aufgenommen. - 4. (Fig. Ia.4) Dann wird in der folgenden Reaktion zum einen mit dem Starter R176 der
obere Strang kopiert und somit gleichzeitig ein Template für den Starter R205 ge
schaffen. Danach wird mit dem Starter R176 und R205 das Fragment ampilfiziert
(Fig. Ia.5).
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R176
20 pmol Starter R205
1,5 µl Streptavidin Beads aus Schritt 3.
PCR-Zyklen: 20 - 5. (Fig. I.a.6) In einer weiteren PCR wird anschließend mit den Startern R179 und
R205 das Fragment reamplifiziert.
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R179
20 pmol Starter R205
1,0 µl Aliquot aus PCR-Ansatz von Schritt 4.
PCR-Zyklen: 40 - 6. Die Fragmente werden in einem Agarosegel aufgetrennt. Die gewünschten Banden werden ausgeschnitten und die DNS eluiert, anschließend in pUC18 ligiert und in E scherichia coli DH5alpha kloniert und nach Aufreinigung sequenziert.
- 1. (Fig. Ib.1) 10 µg DNS einer transgenen Pflanze werden mit dem Restriktionsenzym
Taql geschnitten.
Restriktionsbedingungen:
1 × Taql Puffer (New England Biolabs, Frankfurt)
1 × BSA (New England Biolabs, Frankfurt)
100 Units Taql (New England Biolabs, Frankfurt) in einem Gesamtvolumen von 100 µl, 12 h bei 65°C - 2. (Fig. Ib.2) 500 µl 6 × SSC und 20 pmol der einzelsträngigen biotinylierten Sonde
R198 werden zugegeben. Danach wird das Gemisch für 5 min. auf 95°C erhitzt
(Denaturierung) und langsam auf 68°C abgekühlt. Die Inkubation bei 68°C dauert 3
Stunden.
Anschließend Zugabe von 50 µl der nach Herstellerangaben vorbereiteten Strepta vidin Beads (Dynal, Hamburg) und Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur. Da nach werden die Beads durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gereinigt. Der Überstand wird ab gehoben und verworfen. - 3. (Fig. Ib.3) An die selektierten und gewaschenen Einzelstränge wird der Adapter ligiert.
Die gewaschenen Streptavidin Beads, 180 µmol Adapter (R172/R202) und 12,5 U T4-DNS Ligase (5 U/µl; Boehringer, Mannheim) werden in 50 µl 1 × T4-DNS- Ligationspuffer (Boehringer, Mannheim) aufgenommen und für 12 Stunden bei 16°C inkubiert.
Anschließend werden die Beads wie in Schritt 2. durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gerei nigt.
Die so gereinigten Beads werden in 50 µl TE aufgenommen. - 4. (Fig. Ib.4) Dann wird in der folgenden Reaktion zum einen mit dem Starter R200 der
obere Strang kopiert und somit gleichzeitig ein Template für den Starter R206 ge
schaffen. Danach wird mit dem Starter R200 und R206 das Fragment amplifiziert
(Fig. Ib.5).
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R200
20 pmol Starter R206
1,5 µl Streptavidin Beads aus Schritt 3.
PCR-Zyklen: 20 - 5. (Fig. Ib.6) In einer weiteren PCR wird anschließend mit den Startern R201 und R205
das Fragment reamplifiziert.
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R201
20 pmol Starter R206
1,0 µl Aliquot aus PCR Ansatz von Schritt 5.
PCR-Zyklen: 40 - 6. Die Fragmente werden in einem Agarosegel aufgetrennt. Die gewünschten Banden werden ausgeschnitten und die DNS eluiert, anschließend in pUC18 ligiert und in E scherichia coli DH5alpha kloniert und nach Aufreinigung sequenziert.
- 1. (Fig. II.1) 10 µg DNS einer transgenen Pflanze werden mit dem Restriktionsenzym
NIaIII geschnitten.
Restriktionsbedingungen:
1 × NIaIII Puffer (New England Biolabs, Frankfurt)
1 × BSA (New England Biolabs, Frankfurt)
100 Units NIaIII (New England Biolabs, Frankfurt) in einem Gesamtvolumen von 100 µl, 12 h bei 37°C - 2. (Fig. II.2) 500 µl 6 × SSC und 20 pmol der einzelsträngigen biotinylierten Sonde
Y101 werden zugegeben. Danach wird das Gemisch für 5 min. auf 95°C erhitzt
(Denaturierung) und langsam auf 68°C abgekühlt. Die Inkubation bei 68°C dauert 3
Stunden.
Anschließend Zugabe von 50 µl der nach Herstellerangaben vorbereiteten Strepta vidin Beads (Dynal, Hamburg) und Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur Da nach werden die Beads durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gereinigt. Der Überstand wird ab gehoben und verworfen. - 3. (Fig. II.3) An die selektierten und gewaschenen Einzelstränge wird der Adapter li
giert.
Die gewaschenen Streptavidin Beads, 180 pmol Adapter (Y200/202), und 12,5 U T4-DNS Ligase (5 U/µl; Boehringer, Mannheim) werden in 50 µl 1 × T4-DNS- Ligationspuffer (Boehringer, Mannheim) aufgenommen und für 12 Stunden bei 16°C inkubiert.
Anschließend werden die Beads wie in Schritt 2. durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gerei nigt.
Die so gereinigten Beads werden in 50 µl TE aufgenommen. - 4. (Fig. II.4) Dann wird in der folgenden Reaktion zum einen mit dem Starter Y201 der
obere Strang kopiert und somit gleichzeitig ein Template für den Starter R176 ge
schaffen. Danach wird mit dem Starter Y201 und R176 das Fragment amplifiziert
(Fig. II.5).
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter Y201
20 pmol Starter R176
1,5 µl Streptavidin Beads aus Schritt 3.
PCR-Zyklen: 20 - 5. (Fig. II.5) In einer weiteren PCR wird anschließend mit den Startern Y201 und R179
das Fragment reamplifiziert.
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter Y201
20 pmol Starter R179
1,0 µl Aliquot aus PCR-Ansatz von Schritt 4.
PCR-Zyklen: 40 - 6. Die Fragmente werden in einem Agarosegel aufgetrennt. Die gewünschten Banden werden ausgeschnitten und die DNS eluiert, anschließend in pUC18 ligiert und in E scherichia coli DH5alpha kloniert und nach Aufreinigung sequenziert.
Die Durchführung erfolgt wie für den linken Bruchpunkt beschrieben (Fig. II) unter Ver
wendung eines geeigneten Restriktionsenzyms und einer geeigneten 3'-markierter Son
de sowie der entsprechenden geeigneten Startermoleküle.
Verfahren und Bestimmen des Integrationsortes, wobei ein zusätzlicher Reini
gungsschritt mit NaOH erfolgt.
Falls in Beispiel 1, welches die Prozedur I beschreibt, noch zu viele unspezifische Pro
dukte in der PCR entstehen, kann eine noch höhere Spezifität wie folgt erreicht werden:
- 1. (Fig. IIIa.1) 10 µg DNS einer transgenen Pflanze werden mit dem Restriktionsenzym
Sau3A1 geschnitten.
Restriktionsbedingungen:
1 × Sau3A1 Puffer (New England Biolabs, Frankfurt)
1 × BSA (New England Biolabs, Frankfurt)
100 Units Sau3A1 (New England Biolabs, Frankfurt) in einem Gesamtvolumen von 100 µl, 12 h bei 37°C - 2. (Fig. IIIa.2) 500 µl 6 × SSC und jeweils 20 pmol der Brückensonde R361 sowie der
biotinylierten Sonde R360 werden zugegeben. Danach wird das Gemisch für 5 min.
auf 95°C erhitzt (Denaturierung) und langsam auf 68°C abgekühlt. Die Inkubation
bei 68°C dauert 3 Stunden.
Anschließend Zugabe von 50 µl der nach Herstellerangaben vorbereiteten Strepta vidin Beads (Dynal, Hamburg) und Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur. Da nach werden die Beads durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gereinigt. Der Überstand wird ab gehoben und verworfen. - 3. (Fig. IIIa.3) An die selektierten und gewaschenen Einzelstränge werden nun Adap
ter sowie die biotinylierte Sonde ligiert.
Die gewaschenen Streptavidin Beads, 180 µmol Adapter (R172/R187) und 12,5 U T4-DNS Ligase (5 U/µl; Boehringer, Mannheim) werden in 50 µl 1 × T4-DNS- Ligationspuffer (Boehringer, Mannheim) aufgenommen und für 12 Stunden bei 16°C inkubiert.
Anschließend werden die Beads wie in Schritt 2. durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gerei nigt.
Die so gereinigten Beads werden in 50 µl TE aufgenommen. - 4. (Fig. IIIa.4) Dann wird in der folgenden Reaktion zum einen mit dem Starter R176
der obere Strang kopiert und somit gleichzeitig ein Template für den Starter R205
geschaffen. Danach wird mit dem Starter R176 und R205 das Fragment amplifiziert
(Fig. IIIa.5).
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R176
20 pmol Starter R205
1,5 µl Streptavidin Beads aus Schritt 3.
PCR-Zyklen 20: - 5. (Fig. IIIa.6) In einer weiteren PCR wird anschließend mit den Startern R179 und
R205 das Fragment reamplifiziert.
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R179
20 pmol Starter R205
1,0 µl Aliquot aus PCR-Ansatz von Schritt 4.
PCR-Zyklen: 40 - 6. Die Fragmente werden in einem Agarosegel aufgetrennt. Die gewünschten Banden werden ausgeschnitten und die DNS eluiert, anschließend in pUC18 ligiert und in E scherichia coli DH5alpha kloniert und nach Aufreinigung sequenziert.
- 1. (Fig. IIIb.1) 10 µg DNS einer transgenen Pflanze werden mit dem Restriktionsenzym
Taql geschnitten.
Restriktionsbedingungen:
1 × Taql Puffer (New England Biolabs, Frankfurt)
1 × BSA (New England Biolabs, Frankfurt)
100 Units Taql (New England Biolabs, Frankfurt) in einem Gesamtvolumen von 100 µl, 12 h bei 65°C - 2. (Fig. IIIb.2) 500 µl 6 × SSC und jeweils 20 pmol der Brückensonde Y102 sowie der
biotinylierten Sonde R360 werden zugegeben. Danach wird das Gemisch für 5 min.
auf 95°C erhitzt (Denaturierung) und langsam auf 68°C abgekühlt. Die Inkubation
bei 68°C dauert 3 Stunden.
Anschließend Zugabe von 50 µl der nach Herstellerangaben vorbereiteten Strepta vidin Beads (Dynal, Hamburg) und Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur. Da nach werden die Beads durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gereinigt. Der Überstand wird ab gehoben und verworfen. - 3. (Fig. IIIb.3) An die selektierten und gewaschenen Einzelstränge werden nun Adap
ter sowie die biotinylierte Sonde ligiert.
Die gewaschenen Streptavidin Beads, 180 pmol Adapter (R172/R202) und 12,5 U T4-DNS Ligase (5 U/µl; Boehringer, Mannheim) werden in 50 µl 1 × T4-DNS- Ligationspuffer (Boehringer, Mannheim) aufgenommen und für 12 Stunden bei 16°C inkubiert.
Anschließend werden die Beads wie in Schritt 2. durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gerei nigt.
Die so gereinigten Beads werden in 50 µl TE aufgenommen. - 4. (Fig. IIIb.4) Dann wird in der folgenden Reaktion zum einen mit dem Starter R200
der obere Strang kopiert und somit gleichzeitig ein Template für den Starter R206
geschaffen. Danach wird mit dem Starter R200 und R206 das Fragment amplifiziert
(Fig. IIIb.5).
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R200
20 pmol Starter R206
1,5 µl Streptavidin Beads aus Schritt 3.
PCR-Zyklen: 20 - 5. (Fig. IIIb.6) In einer weiteren PCR wird anschließend mit den Startern R201 und
R206 das Fragment reamplifiziert.
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter R201
20 pmol Starter R206
1,0 µl Aliquot aus PCR-Ansatz von Schritt 4
1,5 U Taq-DNS-Polymerase (Biomaster, Köln)
PCR-Zyklen: 40 - 6. Die Fragmente werden in einem Agarosegel aufgetrennt. Die gewünschten Banden werden ausgeschnitten und die DNS eluiert, anschließend in pUC18 ligiert und in E scherichia coli DH5alpha kloniert und nach Aufreinigung sequenziert.
- 1. (Fig. IV.1) 10 µg DNS einer transgenen Pflanze werden mit dem Restriktionsenzym
NIaIII geschnitten.
Restriktionsbedingungen:
1 × NIaIII Puffer (New England Biolabs, Frankfurt)
1 × BSA (New England Biolabs, Frankfurt)
100 Units NIaIII (New England Biolabs, Frankfurt) in einem Gesamtvolumen von 100 µl, 12 h bei 37°C - 2. (Fig. IV.2) 500 µl 6 × SSC und jeweils 20 pmol der Brückensonde Y100 sowie der
biotinylierten Sonde Y103 werden zugegeben. Danach wird das Gemisch für 5 min.
auf 95°C erhitzt (Denaturierung) und langsam auf 68°C abgekühlt. Die Inkubation
bei 68°C dauert 3 Stunden.
Anschließend Zugabe von 50 µl der nach Herstellerangaben vorbereiteten Strepta vidin Beads (Dynal, Hamburg) und Inkubation für 30 min bei Raumtemperatur. Da nach werden die Beads durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gereinigt. Der Überstand wird ab gehoben und verworfen. - 3. (Fig. IV.3) An die selektierten und gewaschenen Einzelstränge werden nun Adapter
sowie die biotinylierte Sonde ligiert.
Die gewaschenen Streptavidin Beads, 180 pmol Adapter (Y200/Y202) und 12,5 U T4-DNS Ligase (5 U/µl; Boehringer, Mannheim) werden in 50 µl 1 × T4-DNS- Ligationspuffer (Boehringer, Mannheim) aufgenommen und für 12 Stunden bei 16°C inkubiert.
Anschließend werden die Beads wie in Schritt 2. durch dreimaliges Waschen mit jeweils 600 µl Waschpuffer und zweimaliges Waschen mit jeweils 190 µl TE gerei nigt.
Die so gereinigten Beads werden in 50 µl TE aufgenommen. - 4. (Fig. IV.4) Dann wird in der folgenden Reaktion zum einen mit dem Starter Y201 der
obere Strang kopiert und somit gleichzeitig ein Template für den Starter R176 ge
schaffen. Danach wird mit dem Starter Y201 und R176 das Fragment amplifiziert
(Fig. IV.5).
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter Y201
20 pmol Starter R176
1,5 µl Streptavidin Beads aus Schritt 3
Die PCR-Zyklen: 20 - 5. (Fig. IV.6) In einer weiteren PCR wird anschließend mit den Startern Y201 und
R179 das Fragment reamplifiziert.
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
20 pmol Starter Y201
20 pmol Starter R179
1,0 µl Aliquot aus PCR-Ansatz von Schritt 4.
PCR-Zyklen: 40 - 6. Die Fragmente werden in einem Agarosegel aufgetrennt. Die gewünschten Banden werden ausgeschnitten und die DNS eluiert, anschließend in pUC18 ligiert und in E scherichia coli DH5alpha kloniert und nach Aufreinigung sequenziert.
Die Durchführung erfolgt wie für den linken Bruchpunkt mit 5'-markierter Sonde be
schrieben unter Verwendung eines geeigneten Restriktionsenzyms und des entspre
chenden Brückengliedes sowie der entsprechenden Starter.
Lineare PCR sollte theoretisch eine Zielsequenz in einem Genom linear amplifizieren,
d. h. 30 Zyklen resultieren in einer 30-fachen Anreicherung der eingesetzten DNS. Dass
dies mit der Realität wenig zu tun hat, belegt folgendes Experiment:
Mit 14 willkürlich ausgewählten Startern wurde eine lineare PCR mit 30 Zyklen durch
geführt. Es wurden folgende PCR-Bedingungen gewählt:
Endvolumen:
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
0,8 µM Starter
PCR-Zyklen: 30
Endvolumen:
PCR-Ansatz (25 µl):
PCR-Mix
0,8 µM Starter
PCR-Zyklen: 30
Benutzte Startersequenzen:
Spur 1 und 9: Marker Lambda-DNS mit EcoRI und HindIII gespalten
Spur 2: Starter R005
Spur 3: Starter R054
Spur 4: Starter R081
Spur 5: Starter R098
Spur 6: Starter R122
Spur 7: Starter R125
Spur 8: Starter R126
Spur 10: Starter R129
Spur 11: Starter R163
Spur 12: Starter R164
Spur 13: Starter R184
Spur 14: Starter R208
Spur 15: Starter R217
Spur 16: Starter R307
Spur 1 und 9: Marker Lambda-DNS mit EcoRI und HindIII gespalten
Spur 2: Starter R005
Spur 3: Starter R054
Spur 4: Starter R081
Spur 5: Starter R098
Spur 6: Starter R122
Spur 7: Starter R125
Spur 8: Starter R126
Spur 10: Starter R129
Spur 11: Starter R163
Spur 12: Starter R164
Spur 13: Starter R184
Spur 14: Starter R208
Spur 15: Starter R217
Spur 16: Starter R307
Mit Ausnahme der Starter R054 und R125 binden alle Starter auch unspezifisch und
dies führt unter den oben genannten Bedingungen zu einer Reihe von zufälligen Pro
dukten.
Der Grund, warum diese in einer exponentiellen PCR mit zwei verschiedenen Startern
nicht auftreten, ist folgender: Beide Starter finden schon während des ersten Zyklus ihre
Zielsequenz und dadurch entsteht ein Vorteil für das zu amplifizierende Produkt. Alle
anderen unspezifischen Produkte entwickeln sich erst während der nachfolgenden Zyk
len.
Folgende Reaktionen führen zu unspezifischen Produkten:
- a) Der Starter bindet an verschiedenen Stellen im Genom. Zufällig bindet er auch - in umgekehrter Orientierung - in relativer Nähe auf dem Gegen strang. Eine partielle Bindung ist durchaus ausreichend. In allen folgenden Zyklen findet nun eine exponentielle PCR statt, bei der die Starter nun vollständig auf beide Stränge passen.
- b) Ein Starter bindet an verschiedenen Stellen im Genom und es ist nicht möglich, dass er auf dem Gegenstrang bindet. Hier entstehen viele lineare Produkte unterschiedlicher Länge. Unter Umständen kommt es dann zur Rekombination von zwei Fragmenten. Dadurch entstehen Produkte, die an ihrem 5'- und 3'-Ende die Sequenz des eingesetzten Starters haben. Auch in diesem Fall endet die lineare PCR mit einer exponentiellen Anrei cherung unspezifischer Produkte.
In den in der Literatur beschriebenen linearen PCRs wird das Problem noch verschärft,
weil die DNS vorher gespalten und mit Adapter versehen wir. Da ein Adapter nichts an
deres ist als zwei miteinander hybridisierte Starter, und diese in erheblichem Über
schuss eingesetzt werden müssen, um zu gewährleisten, dass an jedes geschnittene
DNS-Stück auch wirklich ein Adapter ligiert wird, findet in der anschließenden linearen
"1-Starter PCR" in Wirklichkeit eine PCR mit drei Startern statt. Dadurch ist die Wahr
scheinlichkeit, dass es zu einer unspezifischen exponentiellen PCR kommt, sehr hoch.
6 × SSC:
0,9 M NaCl
90 mM Natrium Citrat
pH 7,0
Waschpuffer:
5,0 mm Tris HC1 pH 7,5
1,0 M NaCl
0,5% Triton × 100
TE:
10 mM Tris HCl pH 7,5
1 mM EDTA pH 8,0
PCR-Mix:
16 mM (NH4
0,9 M NaCl
90 mM Natrium Citrat
pH 7,0
Waschpuffer:
5,0 mm Tris HC1 pH 7,5
1,0 M NaCl
0,5% Triton × 100
TE:
10 mM Tris HCl pH 7,5
1 mM EDTA pH 8,0
PCR-Mix:
16 mM (NH4
)2
SO4
67 mM Tris HCl pH 8,8
0,01% Tween 20
0,2 mM dNTP
1,5 U Taq DNS Polymerase (Life Technologies, Karlsruhe)
PCR-Bedingungen:
94°C 1 min
65°C 20 sec
72°C 1 min
Thermocyler: Hybaid Omnigene (MWG-Biotech, Ebersberg)
Gel zur Analyse der Fragmente: 1,5% Agarose
0,01% Tween 20
0,2 mM dNTP
1,5 U Taq DNS Polymerase (Life Technologies, Karlsruhe)
PCR-Bedingungen:
94°C 1 min
65°C 20 sec
72°C 1 min
Thermocyler: Hybaid Omnigene (MWG-Biotech, Ebersberg)
Gel zur Analyse der Fragmente: 1,5% Agarose
Der entscheidende Unterschied des erfindungsgemäßen Verfahrens zu den anderen
Methoden ist, dass (1) das gesuchte DNS-Fragment bereits zu Beginn der Analyse mit
einem Biotin markierten Oligonukleotid hybridisiert und dadurch von den anderen durch
den Restriktionsverdau der genomischen DNS enstandenen Fragmenten isoliert wird,
und (2) vor der ersten PCR-Amplifikation wird ein Adapter an das bereits gereinigte
DNS-Molekül ligiert. Es besteht so nicht die Gefahr, dass die PCR schon mit einem Ge
misch aus falschen Matrizen startet, sowie (3) in Prozedur II kann man mit Hilfe eines
am 3'- oder 5'-Ende mit Biotin markierten Oligonukleotids erstmals einen genomischen
Einzelstrang durch die mit Hilfe einer Brückensonde erreichten Ligation der markierten
Sonde an das gesuchte DNS-Molekül sehr spezifisch reinigen. Alle spezifisch oder un
spezifisch an den gesuchten Einzelstrang bindende Komponenten werden hier vor der
PCR entfernt. Die Spezifität und Stringenz wird dadurch dramatisch gesteigert.
Claims (15)
1. Verfahren zur Bestimmung von unbekannten Sequenzabschnitten flankierend zu
bekannten Sequenzabschnitten, auch in einem sehr komplexen Genom, umfassend
die folgenden Schritte:
- a) Bestimmen der 5' unbekannte Sequenz, umfassend die folgenden Schritte;
- 1. Spalten der genomischen DNS mit einem Restriktionsenzym;
- 2. Hybridisieren der gespaltenen DNS mit einer markierten Sonde bzw. mit einer markierten Sonde und einer unmarkierten Brückensonde;
- 3. Aufreinigen des mit der markierten Sonde hybridisierten Einzelstrangs;
- 4. Verknüpfen eines doppelsträngigen Adapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende des aufgereinigten Einzelstrangs bzw. Verknüpfen eines doppelsträngigen A dapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende und Verknüpfen der markierten Sonde mit dem 5'-Ende bzw. 3'-Ende des aufgereinigten Einzelstrangs;
- 5. Herstellen von Doppelstrang-DNS;
- 6. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS nach a5); und
- 7. Sequenzanalyse der amplifizierten DNS; und/oder
- b) Bestimmen der 3' unbekannten Sequenz, umfassend die folgenden Schritte:
- 1. Bereitstellen einer Fraktion DNS aus Schritt a1) oder Spalten der genomischen DNS mit einem Restriktionsenzym, das gleich oder verschieden zu dem Enzym gemäß a1) sein kann;
- 2. Hybridisieren der gespaltenen DNS mit einer markierten Sonde bzw. mit einer markierten Sonde und einer unmarkierten Brückensonde;
- 3. Aufreinigen des mit der markierten Sonde hybridisierten Einzelstrangs;
- 4. Verknüpfen eines doppelsträngigen Adapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende des aufgereinigten Einzelstranges bzw. Verknüpfen eines doppelsträngigen Adapters mit dem 3'-Ende bzw. 5'-Ende des aufgereinigten Einzelstranges und Verknüpfen der markierten Sonde mit dem 5'-Ende bzw. 3'-Ende des aufgereinigten Einzel strangs;
- 5. Herstellen von Doppelstrang-DNS;
- 6. Amplifizieren der Doppelstrang-DNS; und
- 7. Sequenzanalyse der amplifizierten DNS, wobei die Maßnahmen der Schritte a1) bis a7) auch auf das Bestimmen der 3' unbekannten Sequenz anwendbar sind und die Maßnahmen b1) bis b7) auf das Bestimmen der 5' unbekannten Se quenz anwendbar sind.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass das Spalten der DNS
gemäß a1) und/oder b1) mit einem häufig spaltenden Restriktionsenzym, vorzugs
weise einem Enzym, das eine 4 Nukleotide umfassende Erkennungssequenz benö
tigt, erfolgt.
3. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass die
Sonde nach a2) und/oder b2) am 5'- oder am 3'-Ende markiert ist.
4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-3, dadurch gekennzeichnet, dass die Mar
kierung der Sonde von einem komplementären Bindungspartner erkannt werden
kann.
5. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-4, dadurch gekennzeichnet, dass die Auf
reinigung des mit der Sonde markierten Einzelstrangs gemäß Schritt a3) und/oder
b3) mit Hilfe eines zu der Markierung der Sonde komplementären Partners erfolgt,
vorzugsweise nach Art einer Affinitätschromatographie.
6. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-5, dadurch gekennzeichnet, dass der A
dapter gemäß Schritt a4) und/oder b4) an das 3'-Ende bzw. 5'-Ende des auf
gereinigten Einzelstranges ligiert wird.
7. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-6, dadurch gekennzeichnet, dass die mar
kierte Sonde gemäß a4) und/oder b4) an das freie 3'-Ende oder 5'-Ende des aufge
reinigten Einzelstranges ligiert wird.
8. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-7, dadurch gekennzeichnet, dass der mit
dem Adapter und der Sonde versehene Einzelstrang zum Doppelstrang ergänzt
wird, vorzugsweise ausgehend von mindestens einem nested Starter.
9. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-8, dadurch gekennzeichnet, dass die
Amplifikation der Doppelstrang-DNS nach Schritt a6) und/oder b6) mittels der PCR
und vorzugsweise mittels nested Startern durchgeführt wird.
10. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-9, dadurch gekennzeichnet, dass vor der
Sequenzanalyse gemäß Schritt a7) bzw. b7) die amplifizierte DNS nochmals aufge
reinigt wird.
11. Verfahren nach einem der Ansprüche 1-10, dadurch gekennzeichnet, dass zwi
schen Schritt a4) und a5) bzw. b4) und b5) eine weitere Aufreinigung des Einzel
stranges mittels einer starken Base, vorzugsweise einer NaOH-Behandlung, erfolgt.
12. Nukleinsäuremolekül, umfassend eine 5'-Adaptersequenz, eine unbekannte geno
mische Nukleinsäuresequenz, eine Vektorsequenz bzw. eine bekannte genomische
Nukleinsäuresequenz und eine 3'-Sondensequenz mit einer Markierung oder eine
5'-Sondensequenz mit einer Markierung, eine Vektorsequenz bzw. eine bekannte
genomische Nukleinsäuresequenz, eine unbekannte genomische Nukleinsäurese
quenz und eine 3'-Adaptersequenz.
13. Nukleinsäure nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, dass sie einen Nuklein
säure-Einzelstrang darstellt.
14. Fester Träger mit einer darauf aufgebrachten Nukleinsäure nach Anspruch 12 oder
13.
15. Sonde ausgewählt aus einer 5'-markierten Sonde, 3'-markierten Sonde, 5'-
biotinylierten- oder 3'-biotinylierten Sonde.
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE10061634A DE10061634B9 (de) | 2000-12-11 | 2000-12-11 | Verfahren zur Bestimmung unbekannter DNS-Sequenzen in komplexen Genomen |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE10061634A DE10061634B9 (de) | 2000-12-11 | 2000-12-11 | Verfahren zur Bestimmung unbekannter DNS-Sequenzen in komplexen Genomen |
Publications (3)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
DE10061634A1 true DE10061634A1 (de) | 2002-06-20 |
DE10061634B4 DE10061634B4 (de) | 2005-12-29 |
DE10061634B9 DE10061634B9 (de) | 2006-04-20 |
Family
ID=7666676
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
DE10061634A Expired - Fee Related DE10061634B9 (de) | 2000-12-11 | 2000-12-11 | Verfahren zur Bestimmung unbekannter DNS-Sequenzen in komplexen Genomen |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
DE (1) | DE10061634B9 (de) |
Cited By (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
WO2009012984A1 (en) * | 2007-07-26 | 2009-01-29 | Roche Diagnostics Gmbh | Target preparation for parallel sequencing of complex genomes |
Families Citing this family (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
CN108034695B (zh) * | 2017-12-21 | 2021-06-25 | 江苏省农业科学院 | 一种高效获得t-dna插入侧翼序列的方法及其应用 |
Citations (2)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
US5411875A (en) * | 1991-11-01 | 1995-05-02 | University Of Iowa Research Foundation | Method for retrieval of unknown flanking DNA sequence |
US5789206A (en) * | 1995-07-07 | 1998-08-04 | Myriad Genetics, Inc. | Method for ligating adaptors to nucleic acids which methods are useful for obtaining the ends of genes |
-
2000
- 2000-12-11 DE DE10061634A patent/DE10061634B9/de not_active Expired - Fee Related
Patent Citations (2)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
US5411875A (en) * | 1991-11-01 | 1995-05-02 | University Of Iowa Research Foundation | Method for retrieval of unknown flanking DNA sequence |
US5789206A (en) * | 1995-07-07 | 1998-08-04 | Myriad Genetics, Inc. | Method for ligating adaptors to nucleic acids which methods are useful for obtaining the ends of genes |
Non-Patent Citations (4)
Title |
---|
A DNA sequencing strategy that requires only five bases of knwon terminal sequence for priming. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1995) 92, 10162-10166 * |
Datenbank MEDLINE bei STN, AN 1999386287 zu: Screening of transgenic plants by amplification of unknown genomic DNA flanking T-DNA. SPERTINI, D. u.a., BIOTECHNIQUES, (1999 Aug) 27 (2) 308-14 [rech. am 02.08.2001] * |
Datenbank MEDLINE bei STN, AN 91294279 zu: Analysis of unknown DNA sequences by polymerase chain reaction (PCR) using a single specific primer and a standardized adaptor. COLLASIUS, M. u.a., JOURNAL OF VIROLOGICAL METHODS, (1991 Apr) 32 (1) 115-9 [rech. am 02.08.2001] * |
Datenbank MEDLINE bei STN, AN 92134737 zu: A rapidisolation of the unknown 5'-flanking sequence of human CENP-B cDNA with polymerase chain reactions.SUGIMOTO, K. & HIMENO, M., AGRICULTURAL AND Biol- ogical AL CHEMISTRY, (1991 Nov) 55 (11) 2687-92 [rech. am 02.08.2001] * |
Cited By (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
WO2009012984A1 (en) * | 2007-07-26 | 2009-01-29 | Roche Diagnostics Gmbh | Target preparation for parallel sequencing of complex genomes |
Also Published As
Publication number | Publication date |
---|---|
DE10061634B9 (de) | 2006-04-20 |
DE10061634B4 (de) | 2005-12-29 |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
DE69233719T2 (de) | Primer, Sätze und Restriktionsfragmente und deren Benutzung in selektiver Restriktionsfragmentenamplifikation | |
DE102008025656B4 (de) | Verfahren zur quantitativen Analyse von Nukleinsäuren, Marker dafür und deren Verwendung | |
DE69331786T2 (de) | Eine representative behandlung der dns-analyse | |
DE60025850T2 (de) | Verfahren zur erzeugung von oligonukleotiden, im besonderen zur detektion amplifizierter restriktionsfragmente, die durch aflp erhalten wurden | |
DE69315074T2 (de) | Verfahren zum kategorisieren von nukleotidsequenz-populationen | |
Horike et al. | Loss of silent-chromatin looping and impaired imprinting of DLX5 in Rett syndrome | |
DE60312875T2 (de) | Genomteilung | |
EP0743367B2 (de) | Verfahren zur Genexpressionsanalyse | |
Maryon et al. | Characterization of recombination intermediates from DNA injected into Xenopus laevis oocytes: evidence for a nonconservative mechanism of homologous recombination | |
DE69011101T2 (de) | Methoden zur in vitro-dna-amplifikation, zum genomischen klonieren und zur genkartierung. | |
DE19812103A1 (de) | Verfahren zur Synthese von Nucleinsäuremolekülen | |
JP2020036598A5 (de) | ||
DE112010004821T5 (de) | Prozessierung amplifizierter DNA-Fragmente zur Sequenzierung | |
DE60014067T2 (de) | Zusammensetzungen und verfahren zur genetischen analyse | |
DE19849348A1 (de) | Linear Amplification mediated PCR (=LAM PCR) | |
EP3504338A1 (de) | Verfahren zur amplifikation von nukleinsäuren und verwendung eines kits zu dessen durchführung | |
DE4218152A1 (de) | Simultane Sequenzierung von Nukleinsäuren | |
US20150031042A1 (en) | Method of identifying vdj recombination products | |
DE10061634A1 (de) | Verfahren zur Bestimmung unbekannter DNA-Sequenzen in komplexen Genomen | |
DE3938853A1 (de) | Verfahren zum nachweis abweichender nukleotidsequenzen, hybridisierungssonden fuer dieses verfahren sowie derartige sonden enthaltender kit | |
DE60318603T2 (de) | Reversible, parallele und zur vielfältigen aufgabenbewältigung verwendbare (multitask) klonierungsmethode und entprechende reagentien | |
WO2023060539A1 (en) | Compositions and methods for detecting target cleavage sites of crispr/cas nucleases and dna translocation | |
DE60202196T2 (de) | Orientationsgerichtete konstruktion von plasmiden | |
DE19633427C2 (de) | Verfahren zur Synthese von Nukleinsäuremolekülen mit zumindest teilweise vorbestimmter Nukleotidsequenz | |
EP0822258A2 (de) | Positiver Selektionsvektor auf Basis des caps-Gens, pCAPs-Vektor und seine Verwendung |
Legal Events
Date | Code | Title | Description |
---|---|---|---|
OP8 | Request for examination as to paragraph 44 patent law | ||
8397 | Reprint of erroneous patent document | ||
8364 | No opposition during term of opposition | ||
8327 | Change in the person/name/address of the patent owner |
Owner name: MALTAGEN FORSCHUNG GMBH, 56626 ANDERNACH, DE |
|
R119 | Application deemed withdrawn, or ip right lapsed, due to non-payment of renewal fee |
Effective date: 20130702 |