CN1185715A - 成花诱导剂 - Google Patents

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Abstract

提供了一种含有具有氧代基和羟基,或者具有氢过氧基,或者具有氧代基、羟基和氢过氧基的不饱和脂肪酸的植物成花诱导剂;该成花诱导剂的制造方法;以及使用该成花诱导剂诱导花苞形成的方法。

Description

成花诱导剂
技术领域
本发明涉及植物成花诱导剂及其制造方法，以及使用这种成花诱导剂诱导成花的方法。
背景技术
众所周知，植物的成花是受日照长短支配的。已经查明，叶身是对于日照长短具有感应的部分，花苞在生长点形成，通过叶柄和茎从叶身向生长点输送某种信号而开始这种成花过程。这种信号叫做成花激素，如果能够将其分离、鉴定，则有可能在与日照长短无关的条件下人为地调节植物的开花时间，而且能够在与植物有关的多个领域中查明有可能产生的影响大小。
因此，过去有人曾经试图通过进一步阐明植物成花过程机理，人为地调节开花时间。
例如据查明，一旦施加作为植物生长激素之一的赤霉素，则多种长日照植物即使在短日照下也能形成花苞，而且如果给凤梨施以作为合成茁长素之一的α-萘乙酸，则能够使之开花，并且目前已经用于产业上。
然而据了解，这种植物激素是与所谓成花激素有关的一种物质，而且大概与成花激素本身也不相同。
因此，往往需要设定给植物施加这些植物激素的时期和环境等条件，以便使开花的技法进一步提高，具体讲是希望开发一种通过分离和鉴定直接与成花有关的物质，进而使用这种物质确立开花的技法。
此外据报告，牵牛属植物(Pharbitis)、苍耳属植物(Xanthium)和毒麦属植物(Lolium)等基于光周期性的成花现象，因干燥强度而受到阻碍(关于牵牛属和苍耳属参见：Aspinall 1967；关于毒麦属参见：Kingand Evans)。另据报导，花苞的诱导形成因低温(Bernier等，1981；Hirai等，1994)、高照度(Shinozaki 1972)、缺乏营养(Hirai等，1993)和氮源不足(Wada and Totuka 1982；Tanaka 1986；Tanaka等1991)而引起。
然而，这些报告仅仅涉及到一些表面现象，尚未达到直接采用上述成花激素的阶段，因此人们依然希望从物质方面确立诱导成花的方法。
发明的公开
因此，本发明应当解决的课题是，在发现直接与开花有关的成花诱导物质的基础上，提供一种以这种花苞形成诱导物质为有效成分的成花诱导剂。
本发明首先提供一种成花诱导剂，其中含有具有氧代基和羟基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。
本发明还提供一种成花诱导剂，其中含有具有氧代基、羟基和氢过氧基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。
本发明也提供一种成花诱导剂，其中含有具有氢过氧基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。
本发明又提供一种成花诱导剂，所说的诱导剂是通过培养酵母菌体、被子植物的植物体、或其水提取物与脂肪酸而得到的。
本发明还提供一种含有上述各种成花诱导剂和去甲肾上腺素而形成的成花诱导剂。
本发明也提供一种其中含有成花诱导剂的成花诱导用培养盒(kit)。
本发明又提供一种成花诱导方法，其特征在于给植物施以上述成花诱导剂。
附图的简要说明
附图1是表示C因子的13C-NMR记录图。
附图2是对于牵牛花进行一夜暗处理后，说明C因子成花诱导作用的图。
附图3是对于牵牛花进行二夜暗处理后，说明C因子成花诱导作用的图。
附图4是说明C因子对牵牛属“紫草”成花诱导作用的图。
附图5是实施例15中，将暗处理时间固定为16小时，C因子浓度变化下花苞数变化的曲线。
附图6是在实施例16中，使C因子浓度固定成10μM，改变暗处理时间条件下花苞数的的变化曲线。
本发明的实施方式
具有成花诱导活性的脂肪酸
本发明中具有成花诱导活性的第一种脂肪酸，是含有氧代基和羟基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。所说的氧代基和羟基优选形成α-乙酮醇或γ-乙酮醇结构：
Figure A9719027000061
    
Figure A9719027000062
(α-乙酮醇)            (γ-乙酮醇)双键数优选2～5个，更优选2或3个，特别是2个。碳原子数优选14～22个，更优选16～22个，特别是18个。具有α-乙酮醇结构的代表性脂肪酸，例如可以举出：9-羟基-10-氧代-12(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸(本发明中有时叫做C因子(FC))及12-氧代-13-羟基-9(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸。9-羟基-10-氧代-12(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸
12-氧代-13-羟基-9(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸
而且，具有γ-乙酮醇结构的脂肪酸，例如可以举出10-氧代-13-羟基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸及9-羟基-12-氧代-10(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。
Figure A9719027000065
10-氧代-13-羟基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸
Figure A9719027000071
9-羟基-12-氧代-10(E)，15(Z)-十八碳二烯酸
本发明中具有成花诱导活性的第二种脂肪酸，是含有氧代基、羟基和氢过氧基(-O-OH)，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。所说的氧代基和羟基形成α-乙酮醇或γ-乙酮醇结构，优选形成α-乙酮醇结构。双键数优选2～5个，更优选2或3个，特别是2个。碳原子数优选14～22个，更优选16～22个，特别是18个。属于这种形态的代表性脂肪酸，可以举出例如：9-氢过氧基-12-氧代-13-羟基-10(E)，15(Z)-十八碳二烯酸及9-羟基-10-氧代-13-氢过氧基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。
Figure A9719027000072
9-氢过氧基-12-氧代-13-羟基-10(E)，15(Z)-十八碳二烯酸
Figure A9719027000073
9-羟基-10-氧代-13-氢过氧基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸
本发明中具有成花诱导活性的第三种脂肪酸，是含有氢过氧基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。所说的氧代基和羟基形成上述α-乙酮醇或γ-乙酮醇结构，优选形成α-乙酮醇结构。双键数优选2～5个，更优选2或3个，特别是3个。碳原子数优选14～22个，更优选16～22个，特别是18个。属于这种形态的代表性脂肪酸，可以举出例如：9-氢过氧基-10(E)，12(Z)，15(Z)-十八碳三烯酸及13-氢过氧基-9(Z)，11(E)，15(Z)-十八碳三烯酸。
Figure A9719027000081
9-氢过氧基-10(E)，12(Z)，15(Z)-十八碳三烯酸
Figure A9719027000082
13-氢过氧基-9(Z)，11(E)，15(Z)-十八碳三烯酸
在上述各种脂肪酸中，9-羟基-10-氧代-12(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸，即C因子可以利用从植物中提取的方法、化学合成法及酶法制造，而其他的脂肪酸可以采用化学合成法或酶法制造。提取法
作为这种提取法原料使用的青萍(Lemna paucic ostada)，是水池和水田中漂浮的一种小型水草，漂浮在水面上的每个叶状体各有一根浸于水下的根，花在叶状体侧形成，两枝各仅由一个雄蕊形成的雄花和一枝仅有一个雌蕊形成的雌花一起被包在一个小花苞内。
这种青萍的相对繁殖速度快(即成花速度快，例如对于下述试验中校验花苞诱导时使用的青萍151系青萍来说，成花时间仅为7天)，对于通过改变日照长短能够容易控制成花诱导作用等的有关成花试验系植物来说，具有优良的性质。
培养这种青萍的破碎物时，至少可以认定对于青萍成花的诱导活性。
因此，对于这种破碎物进行离心分离(8000×g.10分钟左右)，得到上清液和沉淀物后，使用除去上清液后的物质作为含有C因子的级分。
利用这种方法，可以使用上述破碎物作为原料，经过分离和精制得到C因子。
所以，可以举出将青萍悬浮或浸渍后的水溶液作为高效制备的原料。这种水溶液只要是由具有繁殖能力的青萍制备的，就都可以使用。
这种水溶液制备的具体实例，记载于下面的实施例中。
浸渍时间虽然室温下为2～3小时，但是不应当有什么特别限制。
在上述方法中制备C因子的原料时，应当首先选定能够使青萍诱导形成C因子的特定条件，这样可以提高C因子的制备效率。
具体讲，作为所说的特定条件，可以举出干燥条件、加热条件和渗透压条件等。
可以采用的干燥条件：例如低湿度(相对湿度优选处于50％以下)和室温下，优选在24～25℃下，将干燥后的青萍摊开在滤纸上放置。这种情况下的干燥时间大约在20秒以上，优选在5分钟以上，最好在15分钟以上。
可以采用的加热条件：例如将青萍浸渍在温水中。这种场合下，温水的温度可以为40～65℃，优选45～60℃，最好50～55℃。而且温水的处理时间，大约5分钟足矣，但是水温较低时，例如在40℃左右的温水中处理青萍的情况下，最好处理2小时以上。经过上述热处理后，最好将青萍迅速返回到冷水中。
可以采用的渗透压条件：例如使青萍接触高浓度糖溶液等高渗透压溶液。这种场合下，糖浓度，例如对于甘露糖醇的浓度，应当在0.3M以上，优选0.5M以上。处理时间，如果使用的是0.5M甘露糖醇溶液，则应当在1分钟以上，优选在3分钟以上。
利用这种方法可以制备含有所需C因子的原料。
其中，对于作为上述各种原料来源的青萍植株来说，虽然没有特别限制，但是优选使用能够高效率产生优良成花诱导物质的植株(例如，441系青萍)。这种青萍的植株，既可以采用通常的筛选方法，也可以利用遗传工程的方法得到。
然后，对上述制备的原料进行分离和精制，可以制备出所需的C因子。
虽然本文中给出了分离手段实例，但是由上述原料制备C因子的分离手段，并不限制于这些分离手段。
最好首先对于上述原料进行溶剂提取，提取出含有C因子的成分。对于这种溶剂提取法所使用的溶剂并无特别限制，例如可以使用氯仿、乙酸乙酯、乙醚、丁醇等。这些溶剂中优选使用氯仿，它可以比较容易地除去杂质。
采用通常的公知方法对这种溶剂提取法得到的油层部分进行洗涤和浓缩，然后置于ODS(十八烷基硅烷)柱等采用逆向分配色谱柱的高速液相色谱柱中，分离精制成花诱导活性部分，分离出C因子。
其中，当然也可以根据原料的性质，组合使用通常的其它公知手段，例如超滤、凝胶过滤色谱等。化学合成法
以下说明具有本发明成花诱导作用的脂肪酸的化学合成方法。
C因子(即9-羟基-10-氧代-12(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸}可以按照以下路线(A)合成(方法1)。
以壬二酸单乙酯(1)为原料，使之与N，N-羰基二咪唑反应，形成酸的咪唑盐后，于低温下用LiAlH4还原，使之形成相应的醛(3)。另一方面，使顺式-2-己烯-1-醇(4)与三苯膦和四溴化碳反应得到(5)，再使三苯膦与得到的(5)反应，进而在正丁基锂存在下与一氯乙醛反应，形成顺式烯烃，进而形成(7)。接着，与甲硫基甲基对甲苯砜反应后，在氢化钠存在下使首先形成的醛(3)反应，对于形成的仲醇(9)用叔丁基二苯基氯代甲硅烷加以保护，经过酸水解，接着脱保护，得到C因子(12){即9-羟基-10-氧代-12(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸)。
                    反应路线(A)
Figure A9719027000101
此外，作为化学合成C因子的第二个方法是：在上述方法中，使用1，9-壬二醇(1’)代替壬二酸单乙酯(1)作为原料，用二氧化锰将其氧化成二醛(2’)，进而用高锰酸钾将其氧化成单醛单羧酸(3’)后酯化，使之形成上述路线(1)中的中间体化合物(3)，以后的反应可以按照上述方法(1)中的路线(A)进行。从1，9-壬二醇(1’)到中间体(3)的反应路线示于反应路线(B)。
                    反应路线(B)
Figure A9719027000121
此外，对于12-氧代-13-羟基-9(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸来说，例如可以按照合成路线(C)合成。即，以壬二酸单乙酯(1)作原料，通过与亚硫酰氯反应转变成酰氯(2)后，经NaBH4还原制成羟基酸(3)。接着，对游离的羧酸进行保护后，使之与三苯膦和四溴化碳反应，使得到的(5)与三苯膦反应，进而在正丁基锂存在下与一氯已醛反应，生成具有顺式烯烃结构的化合物(6)。然后与甲硫基甲基对甲苯砜反应后，在正丁基锂存在下，与另外利用顺式-2-己烯-1醇(8)经PCC氧化衍生的醛(3)反应，最后脱保护衍生为12-氧代-13-羟基-9(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸(10)。
此外，10-氧代-13-羟基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸例如可以利用合成路线(D)合成。也就是说，以甲基乙烯基酮(1)为原料，在LDA和DME存在下使之与三甲基氯代甲硅烷反应得到甲硅烷醚(2)，在低温(-70℃)下加入MCPBA和三甲胺氢氟酸盐使(2)转变成酮醇(3)。接着对羰基进行保护之后，使用三苯膦和三氯丙酮作为反应试剂，在对烯烃不进行氯化物加成的情况下衍生出(5)。进而在三丁基胂和碳酸钾存在下与甲酸反应，形成具有反式烯烃结构的氯代物(7)。然后，使通过(7)与顺式-2-己烯-1-醇的PCC氧化衍生得到的醛(8)反应，衍生出(9)。进而使(9)与6-庚烯酸(10)进行结合反应，最后经脱保护而衍生出10-氧代-13-羟基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸(11)。
反应路线(C)
反应路线(D)酶法
以下说明酶法合成法。例如，本发明的C因子可以按照以下说明的酶法合成。这种酶法合成C因子的原料，可以使用α-亚麻酸。这种α-亚麻酸是由植物制得的，其中含有比较丰富的不饱和脂肪酸，利用通常的方法由这些动物、植物等提取和精制，可以使用这种精制品作为制造C因子的原料，当然也可以使用市售品。
在这种酶法中，首先以α-亚麻酸作为出发物质，使之与脂肪氧合酶(LOX)作用，在9位上导入氢过氧基(-OOH)。脂肪氧合酶是在具有顺式，顺式-1，4-戊二烯结构的不饱和脂肪酸中导入分子氧作为氢过氧基的一种氧化还原酶，经鉴定是在任何动物和植物体中都存在的一种酶。
如果是植物的话，经鉴定例如是存在于大豆、亚麻籽、紫苜蓿、大麦、蚕豆、羽扁豆、兵豆、豌豆、马铃薯块茎、小麦粉、苹果、面包酵母、棉、黄瓜根、醋栗、葡萄、西洋梨、扁豆、大米胚、草霉、向日葵和茶叶等中的酶。
本发明中使用的脂肪氧合酶，如果是能够在α-亚麻酸9位上导入氢过氧基的，则对其来源并无特别限制。其中，对于α-亚麻酸原料进行上述脂肪氧合酶处理时，当然优选在脂肪氧合酶的最佳温度和最佳pH条件下进行酶反应。而且，其中所用的脂肪氧合酶，既可以使用从上述植物等中提取精制的，也可以使用市售品。
利用这种方法，由α-亚麻酸出发制备9-氢过氧基亚麻酸(9-氢过氧基-顺式-12，15-十八碳二烯酸)。
进而以这种9-氢过氧基亚麻酸为原料，使之与氢过氧基异构酶作用，可以制造所需的C因子。氢过氧基异构酶，是一种能够使氢过氧基经过环氧化转变成乙酮醇的具有转变活性的酶；经鉴定是例如存在于大麦、小麦、玉米、棉、茄子、亚麻籽、莴苣、燕麦、菠菜、向日葵等植物中的一种酶。
本发明中的氢过氧基异构酶，例如可以使9-氢过氧基亚麻酸第九位上的氢过氧基经过脱水而转变成环氧基，进而利用OH-的亲核反应得到C因子；因此，只要具有上述性质，都可以使用。
然而，以9-氢过氧基亚麻酸为原料进行上述氢过氧化物异构酶处理时，当然优选在所用的氢过氧化物异构酶的最佳温度和最佳pH条件下进行酶反应。
本发明中使用的氢过氧化物异构酶，既可以使用按照通常方法从上述植物等提取精制的，也可以使用市售品。
上述两工序的酶反应，既可以分别进行，也可以连续进行。此外，为进行上述的酶反应而使用上述酶的粗品或精制品，都可以得到C因子。通过将上述的酶固定在载体上制备固定化的酶后进行柱处理，或者进行分批处理等，也可以得到C因子。
众所周知，如果要利用形成环氧基后OH-的亲核反应得到C因子，则根据该亲核物在上述环氧基附近的作用方式，除了形成α-乙酮醇型不饱和脂肪酸之外，作为副产物还形成γ-乙酮醇型化合物。
这种γ-乙酮醇型化合物等副产物，利用HPLC等通常公知的分离手段能够方便地将其除去。
利用上述酶法合成C因子的路线，示于合成路线(E)之中。
                        合成路线(E)
上面虽然详细说明了利用酶法制造C因子的方法，但是使脂肪酸中的双键转变成α-乙酮醇结构的脂肪氧合酶和氢过氧基异构酶却是广泛分布在酵母菌体内和被子植物的植物体内的物质。因此，按照本发明不仅C因子，而且酵母的菌体或被子植物的植物体或其含有酶的物质，例如粉碎物和水提取物等，与具有双键的脂肪酸一起，在可以进行酶反应的培养基中，例如在含水培养基中，通过培养，也可以制造本发明的成花诱导剂。
这种情况下使用的酵母，例如可以使用属于酵母属(Saccharomyces)的酵母，例如酿酒酵母(Saccharomyces cerevisae)。
而且，作为被子植物，例如属于双子叶植物纲(Dicotyledoneae)的原始花被群纲(Achichlamydeae)的植物，可以举出属于以下各科的植物：
木麻黄目(Verticillatae)的木麻黄科(Cacuarinaceae)；
胡椒目(Piperales)的三百草属科(Saururaceae)、胡椒科(Piperaceae)和金粟兰科(Chloranthaceae)；
杨柳目(Salicales)的杨柳科(Salicaceae)；
杨梅目(Myricales)的杨梅科(Myricaceae)；
胡桃目(Juglandales)的胡桃科(Juglandaceae)；
山毛榉目(Fagales)的桦木科(Betulaceae)和山毛榉科(Fagaceae)；
荨麻目(Urticales)的榆科(Ulmaceae)、桑科(Moraceae)和荨麻科(Urticaceae)；
河苔草目(Podostemonales)的河苔草科(Podostemaceae)；
山龙眼目(Proteales)的山龙眼科(Proteaceae)；
檀香目(Santalales)的铁青树科(Olacaceae)、檀香科(Santalaceae)和桑寄生科(Loranthaceae)；
马兜铃目(Aristolochiales)的马兜铃科(Aristolochiaceae)和大花草科(Rafflesiaceae)；
蛇孤目(Balanophorales)的蛇孤科(Balanophoraceae)；
蓼目(Polygonales)的蓼科(Polygonaceae)；
中心子目(Centrospermae)的藜科(Chenopodiaceae)、苋科(Amaranthaceae)、紫茉莉科(Nyctaginaceae)、雪诺科(Cynocrambaceae)、商陆科(Phytolaccaceae)、蕃杏科(Aizoaceae)、马齿苋科(Portulacaceae)、落葵科(Basellaceae)和石竹科(Caryophyllaceae)；
毛茛目(Ranales)的木兰科(Magnoliaceae)、昆木兰树科(Trochodendraceae)、连香树科(Cercidiphyllaceae)、睡莲科(Nymphaeaceae)、金鱼藻科(Ceratophyllaceae)、毛茛科(Ranuncullaceae)、木通科(Lardizabalaceae)、小蘖科(Berberidaceae)、防己科(Menispermaceae)、腊梅科(Calycanthaceae)、紫金牛科(Myristicaceae)和樟科(Lauraceae)；
罂粟目(Rhoeadales)的罂粟科(Papaveraceae)、白花菜科(Capparidaceae)、十字花科(Cruciferae)和木樨草科(Resedaceae)；
瓶子草目(Sarraceniales)的予膏菜科(Droseraceae)和猪笼草科(Nepenthaceae)；
蔷薇目(Rosales)的景天科(Crassulaceae)、虎耳草科(Saxifragaceae)、海洞花科(Pittosporaceae)、金缕梅科(Hamamelidaceae)、悬铃木科(Platanaceae)、蔷薇科(Rosaceae)和豆科(Leguminosae)；
拢牛儿苗目(Geraniales)的酢浆草科(Oxalidaceae)、拢牛儿苗科(Geraniaceae)、金莲草科(Tropaeolaceae)、亚麻科(Linaceae)、古柯科(Erythroxylaceae)、蒺藜科(Zygophyllaceae)、芸香科(Rutaceae)、苦木科(Simaroubaceae)、裂榄科(Berseraceae)、楝科(Meliaceae)、远志科(Polygalaceae)、大蕺科(Euphorbiaceae)和水马齿科(Challitrichaceae)；
无患子目(Sapindales)的黄杨科(Buxaceae)、岩高兰科(Empetraceae)、马桑科(Coriariaceae)、漆树科(Anacardiaceae)、冬青科(Aquifoliaceae)、卫矛科(Celastraceae)、省沽油科(Staphyleaceae)、茶茱萸科(Icacinaceae)、械树科(Aceraceae)、七叶树科(Hippocastanaceae)、无患子科(Sapindaceae)、清风藤科(Sabiaceae)和凤仙花科(Balsaminaceae)；
鼠李(Rhamnales)的鼠李科(Rhamnaceae)和葡萄科(Vitaceae)；
锦葵目(Malvales)的杜英科(Elaeocarpaceae)、椴树科(Tiliaceae)、锦葵科(Malvaceae)和梧桐科(Sterculiaceae)；
侧膜胎座目(Parietales)的猕猴桃科(Actinidiaceae)、山茶科(Theaceae)、藤黄科(Gutiferae)、沟繁缕科(Elatinaceae)、柽柳科(Tamaricaceae)、堇菜科(Violaceae)、大凤子科(Flacourtiaceae)、旌节花科(Stachyuraceae)、西番莲科(Passifloraceae)和秋海棠科(Begoniaceae)；
仙人掌目(Opuntiales)的仙人掌科(Cactaceae)；
桃金娘目(Myrtiflorae)的瑞香科(Thymelaeaceae)、胡颓子科(Elaegnaceae)、千屈菜科(Lythraceae)、石榴科(Punicaceae)、红树科(Rhizophoraceae)、八角枫科(Alangiaceae)、使君子科(Combretaceae)、姚金娘科(Myrtaceae)、野牡丹科(Melastomataceae)、菱科(Hydrocaryaceae)、月贝草科(Oenotheraceae)、小二仙草科(Haloragaceae)和杉叶藻科(Hippuridaceae)；以及
伞形花目(Umbelliflorae)的五茄科(Araliaceae)、伞形科(Umbelliferae)和山茱萸科(Cornaceae)。
另外，属于双子叶植物纲中合瓣花亚纲(Sympetalea)的植物，可以举出属于以下各科的植物：
岩梅目(Diapensiales)的岩梅科(Diapensiaceae)；
杜鹃花目(Ericales)的山柳科(Clethraceae)、鹿蹄草科(Pyrolaceae)和杜鹃花科(Ericaceae)；
报春花目(Primulales)的紫金牛科(Myrsinaceae)和报春花科(Primulaceae)；
白花丹目(Plumbaginales)的白花丹科(Plumbaginaceae)；
柿目(Ebenales)的柿科(Ebenaceae)、山矾科(Symplocaceae)和安息香科(Styracaceae)；
回旋花目(Contortae)的木樨榄科(Oleaceae)、马钱科(Loganiaceae)、龙胆科(Gentianaceae)、夹竹桃科(Apocynaceae)和萝藤科(Asclepiadaceae)；
管状花目(Tubiflorae)的旋花科(Convolvulaceae)、花葱科(Polemoniaceae)、紫草科(Boraginaceae)、马鞭草科(Verbenaceae)、唇形科(Labiatae)、茄科(Solanaceae)、玄参科(Scrophulariaceae)、紫薇科(Bignoniaceae)、胡麻科(Pedaliaceae)、角胡麻科(Martyniaceae)、列当科(Orobanchaceae)、苦苣苔科(Gesneriaceae)、狸藻科(Lentibulariaceae)、爵床科(Acanthaceae)、苦槛蓝科(Myoporaceae)和透骨草科(Phrymaceae)；
车前草目(Plantaginales)的车前草科(Plantaginaceae)；
茜草目(Rubiales)的茜草科(Rubiaceae)、忍冬科(Caprifoliaceae)、五福花科(Adoxaceae)、败酱科(Valerianaceae)、川绿断科(Dipsacaceae)；
葫芦目(Cucurbitales)的葫芦科(Cucurbitaceae)；以及
桔梗目(Campanulatae)的桔梗科(Campanulaceae)和菊科(Compositae)。
另外，作为单子叶植物纲(Monocotyledoneae)的植物，可以举出以下各科的植物：
露兜树(Pandanales)的香蒲科(Typhaceae)、露兜树科(Pandanaceae)和黑三棱科(sparganiaceae)；
沼生目(Helobiae)的眼子菜科(Potamogetonaceae)、茨藻科(Najadaceae)、芝菜科(Scheuchzerriaceae)、泽泻科(Alismataceae)和水鳖科(Hydrocharitaceae)；
霉草(Triuridales)的霉草科(Triuridaceae)；
颖花(Glumiflorae)的禾本科(Gramineae)和莎草科(Cyperaceae)；
棕榈目(Palmales)的棕榈科(Palmae)；
天南星目(Arales)的天南星科(Araceae)和紫萍科(Lemnaceae)；
鸭跖草(Commelinales)的谷精草科(Eriocaulaceae)、凤梨科(Bromeliaceae)、鸭跖草科(Commelinaceae)、雨久花科(Pontederiaceae)和田葱科(philydraceae)；
百合目(Liliiflorae)的灯心草科(Juncaceae)、百部科(Stemonaceae)、百合科(Liliaceae)、石蒜科(Amaryllidaceae)、薯蓣科(Dioscoreaceae)和鸢尾科(Iridaceae)；
芭蕉目(Scitamineae)的芭蕉科(Musaceae)、姜科(Zingiberaceae)和美人蕉科(Cannaceae)；以及
兰目(Orchidales)的水玉簪科(Burmanniaceae)和兰科(Orchidaceae)。
这些植物应当使用经非活化处理方法对植物体、种子和酶进行处理后的处理物，例如干燥物、粉碎物、水提取物、榨汁等。已知叶绿素是脂肪氧合酶的干扰剂，所以优选使用例如小麦、米、大麦、大豆、玉米、菜豆等不含叶绿素的部分(种子)。
此外，除了上述植物及其处理物之外，作为酶也可以使用脂肪氧合酶和氢过氧化物异构酶的酶标准品，此时与C因子的酶制造方法相同。
脂肪氧合酶是以具有顺式，顺式-1，4-戊二烯结构的高度不饱和脂肪酸为原料，通过下列反应导入氢过氧基的。
因此，可以使用碳链内具有上述结构的任意脂肪酸作为本发明中酶法使用的脂肪酸。这种脂肪酸，可以使用例如顺式-9，12-十八碳二烯酸(亚麻酸；C18：2，顺式-9，12)、反式-9，12-十八碳二烯酸(反亚麻酸；C18：2，反式-9，12)、9，11(10，12)-十八碳二烯酸(C18：2；Δ9，11(10，12))、顺式-6，9，12-十八碳三烯酸(γ-亚麻酸；C18：3；顺式-6，9，12)、顺式-9，12，15-十八碳三烯酸(亚麻酸；C18：3；顺式-9，12，15)、反式-9，12，15-十八碳三烯酸(反亚麻酸； C18：3；反式-9，12，15)、顺式-6，9，12，15-十八碳四烯酸(亚麻酸；C18：4；顺式-6，9，12，15)、顺式-11，14-二十碳二烯酸(C20：2；顺式-11，14)、顺式-5，8，11-二十碳三烯酸(C20：3；顺式-5，8，11)、5，8，11-二十碳三烯酸(C20：3；5，8，11-炔)、顺式-8，11，14-二十碳三烯酸(C20：3；顺式-8，11，14)、8，11，14-二十碳三烯酸(C20：3；8，11，14-炔)、顺式-11，14，17-二十碳三烯酸(C20：3；顺式-11，14，17)、顺式-5，8，11，14-二十碳四烯酸(C20：4；顺式-5，8，11，14)、顺式-5，8，11，14，17-二十碳五烯酸(C20：5；顺式-5，8，11，14，17)、顺式-13，16-二十二碳二烯酸(C22：2；顺式-13，16)、顺式-13，16，19-二十二碳三烯酸(C22：3；顺式-13，16，19)、顺式-7，10，13，16-二十二碳四烯酸(C22：4；顺式-7，10，13，16)、顺式-7，10，13，16，19-二十二碳五烯酸(C22：5；顺式-7，10，13，16，19)、顺式-4，7，10，13，16，19-二十二碳六烯酸(C22：6；顺式-4，7，10，13，16，19)等。
可以根据所要制造的脂肪酸种类选择所说的脂肪酸。例如，如果要利用酶法制造属于本发明第三种具体方案的9-氢过氧基-10(E)，12(Z)，15(Z)-十八碳三烯酸及13-氢过氧基-9(Z)，11(E)，15(Z)-十八碳三烯酸，则可以使脂肪氧合酶与亚麻酸作用。而且如果要使用氢过氧化物异构酶得到C因子，则与上述方法相同。
此外，通过使用脂肪氧合酶进一步与C因子作用，可以得到9-羟基-9氧代-13-氢过氧基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。而且通过使脂肪氧合酶与13-羟基-12-氧代-9(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸作用，可以得到9-氢过氧基-12-氧代-13-羟基-10(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。
关于酶或酵母菌体或植物体或其处理物，与脂肪酸一起的培养方法，与前面就C因子的酶制造方法所记载的那些相同。
除了上述的提取法和酶法之外，利用化学合成法也能得到C因子。
另外，去甲肾上腺素与本发明的不饱和脂肪酸组合，能够发挥所需的成花诱导作用。本发明中虽然也可以使用按通常方法合成的去甲肾上腺素，但是当然可以使用市售品。
本发明中不仅可以使用天然形(-)的去甲肾上腺素，而且也可以使用(+)形的去甲肾上腺素，进而可以使用它们的混合物。
利用这种方法可以提供以本发明的不饱和脂肪酸或者以不饱和脂肪酸和去甲肾上腺素为有效成分的成花诱导剂(以下叫做本发明的成花诱导剂)。
在本发明的成花诱导剂中，仅以本发明的不饱和脂肪酸为有效成分的成花诱导剂，不仅与植物中潜在存在的去甲肾上腺素组合能够发挥所需的成花诱导作用，而且按照植物的种类和状态组合使用本发明这种形态的成花诱导剂和去甲肾上腺素也能发挥所需的成花诱导作用。
本发明的成花诱导剂中，以不饱和脂肪酸和去甲肾上腺素为有效成分的成花诱导剂，例如按照植物对于本发明成花诱导剂的成花诱导作用最强的比例，将上述两种有效成分混合使用是适宜的。
本发明成花诱导剂中所含的不饱和脂肪酸和去甲肾上腺素之间的混合比例，由于可以按照上述目的，进而可以根据植物性质进行适当调整，所以没有特别限制。例如，对于青萍等紫萍科植物来说，在不考虑植物中存在去甲肾上腺素等的情况下，二者(不饱和脂肪酸和去甲肾上腺素)以等摩尔浓度混合使用，能够更有效发挥本发明所期望的效果，因而优选。对于紫萍科植物来说，如果二者不以等摩尔浓度混合，则只能发挥在混合量少的一方的混合成分浓度下混合二者时所具有的同等效果。
此外，根据对象植物的性质使用本发明成花诱导剂进行处理，并施以本发明的成花诱导剂往往是有效的。例如，按照后述实施例中牵牛花等短日照植物的日照长短，进行一定时间的暗处理，然后使用本发明的成花诱导剂是有效的。
虽然可以直接使用上述有效成分作为本发明的成花诱导剂，但是在不损害本发明成花诱导剂预期效果的条件下，也可以根据例如液剂、固体剂、粉剂、乳剂、底床添加剂等剂型，适当混合制剂学上适用的已知载体成分和制剂助剂等。作为载体成分，例如大概可以使用滑石粉、粘土、蛭石、硅藻土、高岭土、碳酸钙、氢氧化钙、白土、硅胶等无机物和小麦粉、淀粉等固体载体；对于液体制剂来说，大致可以使用水，二甲苯等芳香族烃类，乙醇、乙二醇等醇类，丙酮等酮类，二噁烷、四氢呋喃等醚类，二甲基甲酰胺、二甲基亚砜、乙腈等液体载体。作为制剂用助剂，可以适当混合例如烷基硫酸酯类、烷基磺酸盐类、烷基烯丙基磺酸盐类、二烷基磺酸盐类等阴离子表面活性剂，高级脂肪族胺的盐类等阳离子表面活性剂，聚氧乙二醇烷基醚、聚氧乙二醇酰基酯、聚氧乙二醇多元醇酰基酯、纤维素衍生物等非离子型表面活性剂，明胶、酪蛋白、阿拉伯胶等增粘剂，增量剂，粘合剂等等。
在不影响本发明预期效果的条件下，也可以按照需要向本发明的成花诱导剂中混合植物生长调节剂，例如苯甲酸、烟酸、烟酸酰胺、哌可酸等。
按照剂型可以将上述本发明成花诱导剂以不同方式施于各种植物上。例如，液剂和乳剂等可以散布、滴加或涂布在希望开花的植物生长点、叶子的表面和/或背面、植株全体上；固体剂型和粉剂等可以施于土壤中被根吸收。如果希望开花的植物是紫萍等水草，则使之作为底床添加剂从根部吸收，或者也可以使固体剂型缓缓溶解在水中等。
此外，本发明还以培养盒(kit)形式提供了包含有C因子、不饱和脂肪酸和去甲肾上腺素作为上述有效成分的成花诱导用培养盒，本发明的这种成花诱导用培养盒的目的和效果，与本发明的上述成花诱导剂相同。
关于本发明的成花诱导剂和本发明的成花诱导用培养盒可以适用的植物种类并无特别限制，本发明的成花诱导剂对于单子叶植物和双子叶植物二者来说都有效。
作为双子叶植物，例如可列举以番薯属植物(番薯)、旋花属植物(旋花、小旋花、湖滨旋花)、甘薯属植物(得胜旋花、甘薯)、菟丝子属植物(菟丝子、マメダオシ)的旋花科植物为代表的，例如可以举出：木麻黄科植物、蕺菜科植物、胡椒科植物、金粟兰科植物、杨柳科植物、杨梅科植物、胡桃科植物、桦木科植物、山毛榉科植物、榆科植物、桑科植物、荨麻科植物、河苔草科植物、山杜英科植物、铁青树科植物、檀香科植物、桑寄生科植物、马兜铃科植物、帽蕊草科植物、蛇菰科植物、蓼科植物、藜科植物、苋科植物、紫茉莉科植物、雪诺科植物、商陆科植物、番杏科植物、马齿苋科植物、石竹科植物、木兰科植物、昆栏树科植物、连香树科植物、睡莲科植物、金鱼藻科植物、毛莨科植物、通草科植物、小蘖科植物、千金藤科植物、腊梅科植物、樟科植物、罂粟科植物、白花菜科植物、芸苔科植物、茅膏菜科植物、猪笼草科植物、瓣厌草科植物、虎耳草科植物、海洞花科植物、金缕梅科植物、悬铃木科植物、蔷薇科植物、豆科植物、酢浆草科植物、浮草科植物、亚麻科植物、苦楝科植物、远志科植物、大蕺科植物、水马齿科植物、黄杨科植物、岩高兰科植物、马桑科植物、漆树科植物、冬青科植物、卫矛科植物、省沽油科植物、茶茱萸科植物、械树科植物、七叶树科植物、无患子科植物、清风藤科植物、凤仙花科植物、日本鼠李科植物、葡萄科植物、杜英科植物、椴科植物、锦葵科植物、梧桐科植物、猕猴梨科植物、山茶科植物、小连翘科植物、沟繁缕科植物、华北柽柳科植物、堇菜科植物、山桐子科植物、旌节花科植物、西番莲科植物、秋海棠科植物、仙人掌科植物、瑞香科植物、胡颓子科植物、千屈菜科植物、石榴科植物、红树科植物、八角枫科植物、野牡丹科植物、菱科植物、柳叶菜科植物、小二仙草科植物、杉叶藻科植物、五加科植物、散形科植物、山茱萸科植物、岩梅科植物、山柳科植物、鹿蹄草科植物、杜鹃花科植物、紫金牛科植物、樱草科植物、白花丹科植物、柿科植物、山矾科植物、安息香科植物、桂花科植物、日本醉鱼草科植物、龙胆科植物、夹竹桃科植物、萝摩科植物、花葱科植物、紫草科植物、马鞭草科植物、唇形科植物、茄科植物、玄参科植物、凌霄花科植物、脂麻科植物、爵床科植物、苦槛兰科植物、扑蝇科植物、车前科植物、茜草科植物、忍冬科植物、五福花科植物、败酱科植物、蓝盆花克植物、葫芦科植物、桔梗科植物、菊科植物等。
单子叶植物可以举出，例如以包括紫萍属植物(紫萍)和青萍属植物(青萍、品藻)在内的紫萍科植物为代表的下列植物：蒲菜科植物、黑三棱科植物、眼子菜科植物、茨藻科植物、芝菜科植物、野慈菇科植物、马尿花科植物、霉草科植物、水稻科植物、具芒碎米莎草科植物、棕榈科植物、天南星科植物、谷精草科植物、鸭跖草科植物、雨久花科植物、灯心草科植物、百部科植物、百合科植物、石蒜科植物、薯蓣科植物、鸢尾科植物、芭蕉科植物、姜科植物、美人蕉科植物、水玉簪科植物、兰科植物等。
实施例
以下利用实施例对本发明作进一步详细说明，但是本发明的技术范围不受这些实施例的限制。实施例1利用提取法制造C因子
在24～25℃下，用日光色荧光灯连续对经过短日照处理只形成一次花苞的441系青萍(Lemna paucisostata)(以下记作“P441”。是从作为本发明人之一的京都大学农学部泷本敦名誉教授处得到的，以后可以根据需要提供。)进行照射(用日立FL20 SSD对植物大约以5W/m2的强度照射)下，在含有1％蔗糖的稀释1/2的哈特纳(Hunter smedyum：Hunter1953；)培养基中，做了无菌培养和继代保存，所用哈特纳培养基(未稀释)的组成为：KH2PO4(400mg)，NH4NO3(200mg)，EDTA·2K(690mg)，Ca(NO3)2·4H2O(354mg)，MgSO4·7H2O(500mg)，FeSO4·7H2O(24.9mg)，MnCl2·4H2O(17.9mg)，ZnSO4·7H2O(65.9mg)，CaSO4·5H2O(3.95mg)，Na2MoO4·2H2O(14.2mg)，H3BO3(14.2mg)，Co(MoO3)2·6H2O(0.2mg)/1000ml蒸馏水(pH6.2～6.4)。
接着对这种P441培养物用蒸馏水洗涤后，移入含有2μM Fe-EDTA的稀释1/10的E培养基{Cleland and Briggs 1967；其中1/10F培养基的组成为：Ca(NO3)2·4H2O(118mg)，MgSO4·7H2O(49.2mg)，KH2PO4(68.0mg)，KNO3(115mg)，FeCl3·6H2O(0.54mg)，酒石酸盐(0.30mg)，H3BO3(0.29mg)，ZnSO4·7H2O(0.022mg)，Na2MoO4·2H2O(0.013mg)，CuSO4·5H2O(0.008mg)，MnCl2·4H2O(0.36mg)，EDTA·2K(1.21mg)，EDTA·NaFe(III)盐(0.77mg)/1000ml蒸馏水}中，在24～25℃下，一边连续进行光照射(约5W/m2)，一边对其进行6～12天培养。
将这样制备的P441培养物在干燥的滤纸上放置成一薄层，在低相对湿度(相对湿度低于50％)下于24～25℃左右放置，以此干燥条件进行干燥。
在24～25℃下，将经过这种干燥处理的P441(75g)在1.5升蒸馏水中浸渍2小时。
接着从上述浸渍液中将这种P441取出，向上述浸渍液中分三次加入1.5升氯仿萃取，氯仿层水洗后，向其中加入乙酸0.1毫升，在干燥器中将其蒸干。向此残渣中加入500μl特级甲醇原液，使干燥器中的残余物溶解。
然后，使用高速液相色谱柱(ODS：十八烷基甲硅烷柱，Φ10×250mm，CAPCELLP AKC18：株式会社资生堂制)处理上述甲醇溶液，以50％蒸馏水(含有0.1％三氟乙酸)和50％乙腈(含有0.085％三氟乙酸)作为流动相，在4.00(ml/分)下，分别收集溶出时间在15分钟左右的活性级分(所说的活性按照后面试验例中的方法确定)。
接着在分别收集的活性级分中加入乙酸乙酯，分离出乙酸乙酯相后用水洗涤，使用蒸发器将将这种乙酸乙酯相蒸干，得到了大约1mg干固物，即所需的纯化产物。
为了确定这种干固物的结构，求出在13C-NMR上的化学位移值(使上述干固物溶解在由各一滴重甲醇和重乙酸混合物中，作为测定样品)。
试验结果，这种化学位移值和由此化学位移值确定的化学结构式如下。
1：178.47(s)；2：35.71(t)；3：26.82*(t)；4：31.11(t)；5：26.92*(t)；6：35.36(t)；7：78.61(d)；8：213.78(s)；9：38.38(t)；10：122.95(d)；11：133.45(d)；12：27.46(t)；13：128.38(d)；14：134.55(d)；15：22.28(t)；16：15.39(q)(记录图参照附图1。这些化学位移值前面的数字，分别与下记化学结构式中表示碳原子位置的数字对应。)
★：表示归属不明。(C18H30O4，M.W.：310)
此结果说明，该干燥物经过精制后的确是所需的α-乙酮醇形不饱和脂肪酸(C因子)。实施例2  C因子对于青萍成花的诱导作用
以青萍P151体系(以下叫做“P151”。是从作为本发明人之一的京都大学农学部泷本敦名誉教授处得到的，以后可以根据需要提供。)作为样本植物，按照其成花率(％)(即认定成花的叶片数/全部数×100)研究了上述制造例得到的C因子的成花诱导作用。
也就是说，首先将上述的0.155mg C因子溶解在0.15ml水中，向其中加入50微升10mM去甲肾上腺素和25微升0.5M的三羟基甲氨基甲烷缓冲液(Tris-buffer，PH8.0)。将该溶液在25℃下培养6小时。
接着将C因子和去甲肾上腺素的浓度调节成表1所示的浓度，将经过此条件培养的溶液加入到置于30毫升烧瓶中的10毫升试验培养基(1/10E培养基+1μm苄基腺嘌呤，但是不加蔗糖)中。试验结果示于表1之中。
                            表1
    NEeq     FCeq     NEeq     FCeq
    A     0.3μM     7.8nM     D     0.3μM     2.9nM
    A     3μM     78nM     D     3μM     29nM
    A     10μM     260nM     D     10μM     98nM
    B     0.3μM     78nM     E     0.3μM     29nM
    B     3μM     780nM     E     3μM     290nM
    B     10μM     2.6mM     E     10μM     980nM
    C     30nM     78nM     F     30nM     29nM
    C     100nM     260nM     F     100nM     98nM
    C     0.3μM     780nM     F     0.3μM     290nM
    C     3μM     7.8μM     F     3μM     2.9μM
    C     10μM     26μM     F     10μM     9.8μM
在这些添加有不同浓度的C因子的试验培养基上，各种植一株P151菌落，在24～25℃下和日光色荧光灯不断照射(用日立FL20 SSD对植物以大约5W/m2的强度照射)下，进行七日培养，并且求出上述的成花率(表2)。
其中，同一体系试验分别在三个烧瓶中进行，而且对于同一体系最少进行了两次试验。表2示出的结果分别是各自试验的平均值±SE(标准偏差)。
                        表2
  30nM NE   100nM NE   0.3μM NE   3.0μM NE   10μM NE
 A  -  -  1.6±1.6  29.5±3.5  51.5±2.4
 B   -  -  29.0±10.3  34.7±4.4  44.8±0.7
 C   3.0±3.0  40.6±2.1  46.3±3.6  56.2±1.2  53.2±1.1
 D  -  -  -  16.3±6.4  50.6±7.0
 E   -  -  1.9±1.1  61.6±1.2  65.0±0.4
 F   11.7±2.7  39.2±7.9  63.2±1.2  60.8±1.9  66.8±3.5
这些结果说明，成花诱导活性大体随着浓度的加大而增大，其中C因子的含量无论是在与去甲肾上腺素的摩尔浓度相等的试验组中，还是在高于其上的试验组C和F中，去甲肾上腺素浓度即使低达30nM仍然具有成花活性。
也就是说已经查明，在C因子含量与去甲肾上腺素处于等摩尔浓度下，能够使青萍所需的成花诱导活性得到最有效地发挥。
这样一来可以推定，在上述浓度下组合施以C因子和去甲肾上腺素，对于青萍来说具有成花诱导活性。
不仅如此，正如下述的那样，已经查明：即使对于与青萍属于完全不同系统的双子叶植物也可以认定C因子的成花诱导活性，因此可以推定对于包括紫萍属植物和青萍属植物在内的紫萍属植物来说都具有成花诱导活性。实施例3 C因子对于牵牛花的成花诱导作用
将9克牵牛花种子用浓硫酸处理20分钟，然后在流水下放置一夜。接着使种子的种脐朝上置于湿的海沙上24小时，使之生根。将这些生根的种子种植在海沙中1.5～2.0cm深度下，在连续光照条件下培养(5昼夜)。
将这些经过培养生叶的牵牛花植物整体移入培养液中。所说的培养液是：KNO3(250mg)，NH4NO3(250mg)，KH2PO4(250mg)，MgSO4·7H2O(250mg)，MgSO4·4H2O(1mg)，n-水合酒石酸铁(6mg)，H3BO3(2mg)，CuSO4·5H2O(0.1mg)，ZnSO4·7H2O(0.2mg)，Na2MoO4·2H2O(0.2mg)，Ca(H2PO4)2·2H2O(250mg)/1000ml蒸馏水。
对于这种培养体系，一边使用棉纱丝直接向牵牛花的导管中施加上述制造例中得到的C因子被试药物，一边进行暗处理，然后在28℃下连续光照培养十六天，第十六天使用实体显微镜观察确认花苞数目。
所说的暗处理，分别进行了一夜(十六小时暗处理)和二夜(十六小时暗处理+八小时明处理+十六小时暗处理)。
进行了一夜暗处理的结果示于图2中，二夜暗处理的结果示于图3中。
此二图中，对照组是施以蒸馏水的组；而1μM(FC)、10μM(FC)和100μM(FC)分别是施以相应浓度C因子的实验组；C因子+NE，是使用10μM去甲肾上腺素和在试验例1中记载的方法中所采用的干燥条件下青萍P441体系的浸渍水一起培养得到的产物。
与附图2所示的经过一夜暗处理的试验组相比，虽然可以确认C因子的成花诱导活性，但是与去甲肾上腺素组合给药的试验组成花诱导活性更强，活性高于前者。
与此相比，在附图3所示的二夜暗处理试验组中，如果比较对照组和给药浓度不同的试验组，则可以发现平均花苞数随给药浓度的增加而加大，至少可以说成花诱导活性增强。
利用这种方法可以确定，C因子等对于牵牛花具有成花诱导活性
此外，上述试验说明，即使对于与牵牛花属于完全不同系统的单子叶植物青萍来说，由于可以认定C因子的成花诱导活性，因此可以确定对于包括牵牛属植物、旋花属植物、甘薯属植物和菟丝子属植物在内的旋花科植物来说也应当具有成花诱导活性。
如上所述，既然可以认定施以C因子对于与单子叶植物和双子叶植物属于完全不同系统的植物来说都具有成花诱导活性，所以可以肯定的是施以C因子对于广泛的植物全体来说都应当具有成花诱导活性。实施例4
按照实施例3记载的方法准备了发芽的牵牛科“紫草”。另外，使C因子溶解于水中分别制备浓度1μM、10μM和50μM的水溶液，在暗处理之前和之后10日内，每日在双叶的正反面喷雾该溶液。第十四日的花苞数示于附图4中。利用这种方法，借助于在叶面上喷雾C因子也可以确认明显的成花诱导活性。实施例5
从4月至7月期间，对于二十盆园艺红星杂交石斛(Dendrobiumhybridum Hort.Redstar)的盆栽植株，一边适时施以油渣和液肥(ハイポネクス)一边培养。施肥中止后，从8月至12月将其分成实验区和对照区；对于实验区，从每周的星期一至星期五，每日向植株喷雾50μM的C因子水溶液，使之分散于植株全身，同时继续进行栽培。石斛的管理方法是：置于室温下，冬季的最低温度不低于10℃。对于对照区也进行了同样处理。
试验结果示于表3之中。
                        表3
    开花时期 每株开花数相对值
实验区   2月(7盆)、3月(3盆)     132
对照区(水)   3月(8盆)、4月(2盆)     100
如上所述，C因子促进了园艺红星杂交石斛花苞的形成。实施例6
从4月至8月期间，对于二十盆园艺拉斯伯里杂交兰花(Cymbidiumhybridum Hort.Raspberry Mille-feuille)的盆栽植株，一边适时施以油渣和液肥(ハイポネクス)一边培养。施肥中止后，从9月至11月将其分成实验区和对照区。对于实验区，每周从星期一至星期五，每日向植株喷雾50μM的C因子水溶液使之散布于植株全身，同时继续进行栽培。对照区用水进行了同样处理。兰花的管理方法是：置于室温下，冬季的最低温度不低于10℃。
试验结果示于表4之中。
                        表4
    花的开花时期 每盆开花数的相对值
实验区 1月(1盆)、2月(7盆)、3月(2盆)     151
对照区(水)     3月(10盆)     100
如上所述，C因子促进了园艺拉斯伯里杂交兰花花苞的形成。实施例7
9月播种的麝香石竹(Dianthus caryophyllus L)3月栽培。栽培后，从每周的星期一至星期五，每日向植株喷雾50μM的C因子水溶液使之散布植株全身。7月时，数出100株的开花数。结果示于表5之中。
            表5
    每株开花数的相对值
    实验区     142
    对照区(水)     100
如上所述，C因子对于麝香石竹花苞的形成具有促进作用。实施例8
按照和实施例3所述同样方法，准备了发芽的牵牛科“紫草”，并且制备了10μM、50μM和100μM浓度的9-氢过氧基-10(E)，12(Z)，15(Z)-十八碳三烯酸水溶液，按照与实施例3同样的方法利用棉纱丝将其导入到胚轴内。第十四日的花苞数示于表6之中。
            表6
    14日后的花苞数
    对照(水)     0.892
    10μM     1.425
    50μM     1.623
    100μM     2.209
n＝16的平均值。实施例9
重复实施例8中的方法，被试物质使用9-羟基-10-氧代-13-氢过氧基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。十四日后的花苞数示于表7之中。
            表7
    14日后的花苞数
    对照(水)     1.203
    10μM     1.392
    50μM     1.572
    100μM     1.704
n＝16的平均值。实施例10利用酶法制备C因子
将未加热的小麦粉碎后，取200克粉末(大豆是由Sigma公司出售的)粉碎分散在一升水中。加入0.5克亚麻酸，边搅拌边在30℃下培养。经过三日培养后，用氯仿提取。使用蒸发器使氯仿挥发后，利用硅胶柱(载体：Wagogel C-200，和光纯药工业株式会社制；溶剂：乙醚-苯-乙醇-乙酸，40∶50∶2∶0.2)分取不同级份。
按照与实施例1～6记载的同样方法确定了上述各级份对于花苞形成的促进作用。实施例11
使用粉碎机将大豆粉碎成粉末，取10克悬浮于离子交换水中。加入20毫克亚麻酸保持在30℃下，边搅拌边进行两天反应。过滤除去大豆粉末，水层用乙酸乙酯提取。减压蒸除乙酸乙酯后，再溶解在25毫升水中(试样A)。即使存在不溶解的物质也能直接使用。
在1毫升试样A中加入10微升10mM的去甲肾上腺素(NE)和5微升0.5M的Tris buffer(pH8.0)，25℃下培养一夜。在勒姆那(151系)培养基中加入NE使之浓度分别达到0.3μM、1μM、3μM，在勒姆那(151系)中培植一菌落，连续光照(日立FL20SSD，10W/m2)培养(25℃)。
按照生出花苞的菌落的百分数进行评定。结果示于表8之中。
        表8
    NE浓度(μM)
    0.3        1            3
    亚麻酸     0          0            0
    试1样A  44.3±6.5  58.2±2.3  56.9±4.3
试验结果用三个试样的平均值±SD表示。
如上所述，亚麻酸本身虽然没有促进成花的作用，但是经过酶处理后却转变成具有促进成花作用的物质。而且确定了与去甲肾上腺素并用的效果。实施例12
使用实施例10制备的试样A，利用实施例1中记载的方法，研究了对于牵牛花的成花诱导作用。试验结果示于下表9中。
        表9
    处理     牵牛花的花苞数
    水     1.3
    亚麻酸     0.9
    试样A     2.5
n＝24的平均值
试样A与水和亚麻酸相比具有成花促进作用(显著性差异：P＜0.1)。实施例13
去皮干燥的小麦粉碎后得到小麦粉，利用实施例11中记载的方法处理这种小麦粉，得到了试样B。
接着，按照与实施例11中记载的相同方法研究了对于紫萍的成花诱导作用。试验结果示于表10之中。
                            表10
                          NE浓度(μM)
    0.3     1     3
  亚麻酸     0     0     0
  试样B     55.4±2.5     52.9±5.4     58.4±3.6
如上所述，亚麻酸经过酶处理的效果，以及与去甲肾上腺素并用的效果均得到肯定。实施例14
使用花生油烯酸代替亚麻酸，重复实施例11中的方法，得到了试样C。
使用这种试样C，按照实施例11中记载的方法研究了对于紫萍的成花诱导作用。试验结果示于表11之中。
                        表11
                       NE浓度(μM)
    0.3     1     3
  花生油烯酸     0     0     0
  试样C     10.9±2.3     27.5±1.4     48.9±2.7
上述结果说明，花生油烯酸经酶处理的效果以及与去甲肾上腺素并用的效果均得到肯定。实施例15
重复实施例3中的方法，但是暗处理时间固定为十六天，使观察的个数n等于50。此结果示于图5之中。结果，当C因子浓度为1～10mM时，花苞的数目显著增加。实施例16
重复实施例3中的方法，但是一夜暗处理时间定为14小时和16小时和18小时，使C因子的浓度固定为10μM。结果示于图6之中。正如此结果所说明的那样，这两种暗处理时间条件下浓度为10mM的C因子，都能使花苞的数目增加。
产业上利用的可能性
本发明提供了一种对于植物花苞的形成具有直接作用的成花诱导剂以及成花诱导用培养盒。

Claims (20)

1、一种成花诱导剂，其中含有具有氧代基和羟基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。
2、权利要求1所述的成花诱导剂，其中所说的脂肪酸中的氧代基和羟基形成α-乙酮醇结构或γ-乙酮醇结构。
3、权利要求2所述的成花诱导剂，其中所说脂肪酸的碳原子数为18个。
4、权利要求3所述的成花诱导剂，其中所说的脂肪酸是9-羟基-10-氧代-12(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸。
5、权利要求3所述的成花诱导剂，其中所说的脂肪酸是12-氧代-13-羟基-9(Z)，15(Z)-十八碳二烯酸。
6、权利要求3所述的成花诱导剂，其中所说的脂肪酸是10-氧代-13-羟基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。
7、权利要求3所述的成花诱导剂，其中所说的脂肪酸是9-羟基-12-氧代-10(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。
8、一种成花诱导剂，其中含有具有氧代基、羟基和氢过氧基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。
9、权利要求8所述的成花诱导剂，其中所说的脂肪酸中的氧代基和羟基形成α-乙酮醇结构。
10、权利要求9所述的成花诱导剂，其中所说脂肪酸的碳原子数为18个。
11、权利要求10所述的成花诱导剂，其中所说脂肪酸是9-氢过氧基-12-氧代-13-羟基-10(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。
12、权利要求10所述的成花诱导剂，其中所说脂肪酸是9-羟基-10-氧代-13-氢过氧基-11(E)，15(Z)-十八碳二烯酸。
13、一种成花诱导剂，其中含有具有氢过氧基，以及0～6个双键的4～24个碳原子的脂肪酸。
14、权利要求13所述的成花诱导剂，其中所说脂肪酸的碳原子数为18个。
15、权利要求14所述的成花诱导剂，其中所说脂肪酸是9-氢过氧基-10(E)，12(Z)，15(Z)-十八碳三烯酸。
16、权利要求14所述的成花诱导剂，其中所说脂肪酸是13-氢过氧基-9(Z)，11(E)，15(Z)-十八碳三烯酸。
17、一种成花诱导剂，是利用在水性介质中培养酵母菌体、被子植物的植物体或它们的水性提取物的方法得到的。
18、一种成花诱导剂，其中含有权利要求1～17中任何一项记载的成花诱导剂和去甲肾上腺素。
19、一种成花诱导用培养盒，其中含有权利要求1～18中任何一项记载的成花诱导剂。
20、一种成花诱导方法，其特征在于在植物上适用权利要求1～18中任何一项记载的成花诱导剂。
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