CN114098083A - 一种紫薯源配料及其制备方法和应用 - Google Patents

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Abstract

本发明公开了一种紫薯源配料及其制备方法和应用，包括如下步骤：S1、获得紫薯浆液；S2、对所述紫薯浆液进行高压脉冲电场处理，获得紫薯淀粉；S3、对薯渣进行酶解后，获得紫薯膳食纤维；S4、通过硫酸铵多级沉淀，获得蛋白沉淀物；S5、对蛋白沉淀物进行脱盐纯化，获得紫薯多酚蛋白复合物；S6、对上清液进行吸附，以获得紫薯花色苷；S7、对紫薯多酚蛋白复合物进行酶解，以获得降血糖多肽。本发明通过同步制备紫薯淀粉、紫薯膳食纤维以及降血糖多肽，以充分利用紫薯资源，同时制备获得的产物还可作为天然降血糖物质应用于降低机体血糖，防治糖尿病。

Description

一种紫薯源配料及其制备方法和应用
技术领域
本发明涉及食品工程领域，具体为一种紫薯源配料及其制备方法和应用。
背景技术
紫薯又叫黑薯，薯肉呈紫色至深紫色。紫薯的营养丰富且具有多重特殊保健功能。
研究发现，紫薯富含花青素、淀粉、蛋白质、可食性纤维、维生素、微量元素、可溶性无氧化物质等多种营养成分，经常食用则具有减肥、健美和健身防癌等作用。其中，鲜紫薯中淀粉含量24％，占干物质的70％以上。紫薯中含有20％(干基)左右的蛋白质，包括了18种氨基酸，易被人体消化和吸收，其中包括维生素A、B、C等8种维生素和铁、磷、锰等10多种矿物元素。
虽然201410347375.5、“利用紫薯同步生产花青素、淀粉、纤维素及蛋白质的方法”中公开了同步制备紫薯花青素、淀粉、纤维素及蛋白质的方法，但所述制备方法未对紫薯原料进行充分加工，制备过程粗放，无法保证各提取组分的质量，由此造成大量不必要的原料浪费。
发明内容
针对现有技术的不足，本发明提供了一种紫薯源配料及其制备方法和应用，其可以紫薯为原料同步制备紫薯淀粉、紫薯花色苷、紫薯膳食纤维、紫薯多酚蛋白复合物和降血糖多肽等多种紫薯源配料，由此可实现对紫薯原料的充分利用，且紫薯源配料均具有良好的质量，可作为天然降血糖物质应用于降低机体血糖，防治糖尿病。
为解决上述技术问题，本发明提供的技术方案如下：
提供了一种紫薯源配料的同步制备方法，其包括如下步骤：
S1、挑选无损伤、无腐烂的新鲜紫薯洗净，去皮后切块，加入紫薯重量10倍的蒸馏水打浆，然后用盐酸调节pH至4.0-6.0，以得到紫薯浆液；
S2、对所述紫薯浆液进行高压脉冲电场处理，然后再进行高压均质处理，再用80目以上的纱布进行过滤，得到滤液和薯渣；且将所述滤液静置，以得到上清液和沉淀物，对沉淀物进行水洗、干燥，以得到紫薯淀粉；
S3、在所述薯渣中加入α-淀粉酶薯渣3倍重量的蒸馏水，在pH6.0、温度85℃条件下水解0.5-1.5h，所述α-淀粉酶添加量为6-10U/g；经α-淀粉酶酶解后，对酶解体系进行酶灭活以及冷却，再加入中性蛋白酶水解，在pH7.0、温度45℃条件下水解1-2h，所述中性蛋白酶的添加量为5-15U/g；完成中性蛋白酶酶解后，对酶解体系进行漂洗、过滤，对过滤所得固体残留物进行干燥、粉碎，以得到紫薯膳食纤维；
S4、在步骤S2中获得的上清液中添加硫酸铵至饱和度35％-90％，离心后得到蛋白沉淀物和上清液；
S5、将步骤S4中得到的蛋白沉淀物使用透析/纳滤膜的方式脱盐，直至透过液的电阻率电阻率为8-10μs/cm，冷冻干燥后得到紫薯多酚蛋白复合物；采用DEAE-52纤维柱、SephadexG-75凝胶柱依次纯化紫薯蛋白多酚复合物，以分别对应得到紫薯多酚复合物粗蛋白、紫薯多酚复合物纯蛋白；
S6、采用大孔树脂对步骤S4中获得的上清液进行吸附-解析，上柱流速为3-5BV/h，吸附饱和后，用蒸馏水洗涤3-5次，再用体积分数70％乙醇溶液进行解吸，洗脱液在37℃下减压浓缩去除乙醇，冷冻干燥后得到紫薯花色苷；
S7、称取所述紫薯多酚蛋白复合物，加酶进行酶解；完成酶解的酶解体系过经甲醇活化后的sep-pak柱进行脱盐，洗脱后进行减压浓缩，浓缩液冷冻干燥以获得冻干样品；将冻干样品用蒸馏水配制成质量分数5％的样品溶液，置于超滤离心管中，分离得到分子量≤3kDa的组分；随后对≤3kDa的组分进行G75凝胶色谱分离；根据洗脱峰收集对应的组分，然后冻干成粉，以获得降血糖多肽。
优选的，所述步骤S2中，所述高压脉冲电场强度为20-40kV·cm-1，且作用在紫薯浆液上的时间为4.5μs；所述高压均质压力为50-100MPa，均质时间为30min。
优选的，所述步骤S3中，所述的同步制备方法还包括：
将所述紫薯膳食纤维进行挤压膨化和超微粉碎处理，以得到紫薯膳食纤维原料；再在所述紫薯膳食纤维原料中加入蒸馏水，调节pH至11-12，于40℃条件下超声逆流提取60min后过滤，对滤液进行浓缩，以获得浓缩液；再向所述浓缩液中加入4倍体积的体积分数为95％的乙醇，在4℃下沉淀12h，于8000r/min条件下离心10min，收集沉淀，再用体积分数为95％的乙醇洗涤3次，经50℃的真空干燥即得紫薯可溶性膳食纤维。
优选的，所述挤压膨化温度为150℃-180℃；超微粉碎处理出粒细度为300-400目。
优选的，所述步骤S4包括：
将步骤S2中获得的上清液在3000-5000r/min条件下离心20-30min，得第一上清液以及第一沉淀；
取第一上清液，添加硫酸铵至饱和度35％，在4℃下搅拌0.5-1h后，在3000-5000r/min条件下离心20-30min，得到第二沉淀以及第二上清液；
取第二上清液，添加硫酸铵至饱和度60％，在4℃下搅拌1-1.5h后，在4000-5000r/min条件下离心15-25min，得到第三沉淀以及第三上清液；
取第三上清液，添加硫酸铵至饱和度90％，在4℃下搅拌1-1.5h后，经4000-6000r/min离心10-20min，得到第四沉淀以及第四上清液；
合并第二沉淀、第三沉淀以及第四沉淀即得到所述蛋白沉淀物，合并第一上清液、第二上清液、第三上清液以及第四上清液即得到所述上清液。
优选的，所述步骤S7中，“称取所述紫薯多酚蛋白复合物，加酶进行酶解”包括如下步骤：
称取所述紫薯多酚蛋白复合物，在所述紫薯多酚蛋白复合物中加入蒸馏水，配制得到底物浓度为0.01g/mL的酶解体系；
在所述酶解体系中添加木瓜蛋白酶，在pH7.0，温度50℃条件下酶解0.5-1.5h，所述木瓜蛋白酶添加量为4000-6000U/g；
经木瓜蛋白酶酶解后，对酶解体系进行酶灭活以及冷却，再加入碱性蛋白酶，在pH8.0，温度60℃条件下酶解4-6h，所述碱性蛋白酶添加量为5000-7000U/g。
优选的，所述步骤S7中，完成酶解的酶解体系过经甲醇活化后的sep-pak柱进行脱盐，然后用蒸馏水进行洗脱，洗脱得到的溶液在35-40℃下减压浓缩，对收集到的浓缩液进行冻干，以获得冻干样品；
将冻干样品用蒸馏水配制成质量分数5％的样品溶液，置于超滤离心管中，于4℃、3000-5000r/min条件下离心30-60min，分离得到分子量≤3kDa的组分。
优选的，步骤S7中，所述凝胶色谱分离条件为：加样量为1mL，加样浓度为50mg/mL，洗脱流速为2r/min。
还提供一种利用上述制备方法制备获得的紫薯源配料。
还提供一种上述紫薯源配料在制备降血糖食品/药品/保健品中的应用。
本发明可以紫薯为原料同步制备紫薯淀粉、紫薯花色苷、紫薯膳食纤维、紫薯多酚蛋白复合物和降血糖多肽等多种紫薯源配料，由此可实现对紫薯原料的充分利用，其过程中结合酶解、高压脉冲电场以及高压均质等方式进行处理，进一步通过添加硫酸铵，以多级盐析的方式充分沉淀紫薯蛋白质，以大幅提高上述各种紫薯源配料的提取效率和质量，使其可作为天然降血糖物质应用于降低机体血糖，防治糖尿病。
附图说明
图1为本发明紫薯源配料的制备方法流程图；
图2为紫薯蛋白多酚复合物、紫薯蛋白多酚复合物粗蛋白、紫薯蛋白多酚复合物纯蛋白经SDS-PAGE电泳后的结果图；
图3为组分1、组分3、组分3对HepG2细胞葡萄糖消耗的影响；
图4为本发明组分1不同洗脱峰的结果图；
图5为组分1中峰1组分和峰2组分HepG2细胞葡萄糖消耗的影响。
图6为峰1组分中不同氨基酸的占比结果；
图7为峰1组分中疏水性氨基酸与非疏水性氨基酸的占比结果；
图8为本发明紫薯蛋白多酚复合物及紫薯花色苷对小鼠血糖的影响。
具体实施方式
下面将结合本发明实施例对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。
实施例1：
本实施例提供了一种紫薯源配料的制备方法，如图1所示，其包括如下步骤：
S1、挑选无损伤、无腐烂的新鲜紫薯洗净，去皮后切块，加入紫薯10倍重量的蒸馏水打浆，纱布过滤去除杂质，然后用盐酸调节pH至4.0-6.0，以得到紫薯浆液；由此可先通过酸环境破坏细胞壁、细胞膜等结构，增加细胞壁、细胞膜透性，使细胞内容物(如蛋白质、多肽等)充分释放，进一步有利于后续通过酶解方式提高活性成分质量和产量；
S2、对所述紫薯浆液进行高压脉冲电场处理，然后再进行高压均质处理，再用80目以上的纱布进行过滤，得到滤液和薯渣；且将所述滤液静置，以得到上清液和沉淀物，对沉淀物进行水洗、干燥，以得到紫薯淀粉；本实施例中，所述高压脉冲电场强度为20-40kV·cm-1(优选为20-40kV·cm-1)，且作用在紫薯浆液上的时间为4.5μs；所述高压均质压力为50-100MPa(优选为80MPa)，均质时间为30min；
S3、在所述薯渣中加入α-淀粉酶，加入3倍重量的蒸馏水，在pH6.0、温度85℃条件下水解0.5-1.5h(优选为1.0h)，所述α-淀粉酶添加量为6-10U/g(优选为8U/g)；经α-淀粉酶酶解后，对酶解体系进行酶灭活以及冷却，再加入中性蛋白酶水解，在pH7.0、温度45℃条件下水解1-2h(优选为1.5h)，所述中性蛋白酶的添加量为5-15U/g(优选为10U/g)；本实施例中，所述U/g指每g样品中添加的酶的酶活数量，如6-10U/g代表每g薯渣中添加的α-淀粉酶的酶活数量是6-10U；
完成中性蛋白酶酶解后，对酶解体系进行漂洗、过滤，对过滤所得固体残留物进行干燥、粉碎，以得到紫薯膳食纤维；进一步的，还将所述紫薯膳食纤维进行挤压膨化和超微粉碎处理，以得到紫薯膳食纤维原料；再在所述紫薯膳食纤维原料中加入蒸馏水，调节pH至11-12，于40℃条件下超声逆流提取60min后过滤，对滤液进行浓缩，以获得浓缩液；再向所述浓缩液中加入4倍体积的体积分数为95％的乙醇，在4℃下沉淀12h，于8000r/min条件下离心10min，收集沉淀，再用体积分数为95％的乙醇洗涤3次，经50℃的真空干燥即得紫薯可溶性膳食纤维，由此使可溶性膳食纤维含量增加，提高以紫薯膳食纤维为原料生产的产品适口性；且挤压膨化温度为150℃-180℃(优选为160℃)；超微粉碎处理出粒细度为300-400目(优选为350目)；
S4、在步骤S2中获得的上清液中添加硫酸铵至饱和度35％-90％，离心后得到蛋白沉淀物和上清液；
具体的，所述步骤S4包括：
将步骤S2中获得的上清液在3000-5000r/min条件下离心20-30min，得第一上清液以及第一沉淀；
取第一上清液，添加硫酸铵至饱和度35％，在4℃下搅拌0.5-1h后，在3000-5000r/min条件下离心20-30min，得到第二沉淀以及第二上清液；
取第二上清液，添加硫酸铵至饱和度60％，在4℃下搅拌1-1.5h后，在4000-5000r/min条件下离心15-25min，得到第三沉淀以及第三上清液；
取第三上清液，添加硫酸铵至饱和度90％，在4℃下搅拌1-1.5h后，经4000-6000r/min离心10-20min，得到第四沉淀以及第四上清液；
合并第二沉淀、第三沉淀以及第四沉淀即得到所述蛋白沉淀物，合并第一上清液、第二上清液、第三上清液以及第四上清液即得到所述上清液；
本步骤中，通过添加硫酸铵，使其达到预定的饱和度，由此可通过该多级盐析的方式充分沉淀紫薯蛋白质；
S5、将步骤S4中得到的蛋白沉淀物使用超滤膜/透析的方式脱盐，直至透过液的电阻率电阻率为8-10μs/cm(接近蒸馏水的电阻率)，冷冻干燥后得到紫薯多酚蛋白复合物；采用DEAE-52纤维柱、SephadexG-75凝胶柱依次纯化紫薯蛋白多酚复合物，以分别对应得到紫薯多酚复合物粗蛋白、紫薯多酚复合物纯蛋白；优选纳滤膜截留分子量为500Da；
S6、采用大孔树脂对步骤S4中获得的上清液进行吸附-解析，上柱流速为3-5BV/h(优选4BV/h)，吸附饱和后，用蒸馏水洗涤3-5次，再用体积分数70％乙醇溶液进行解吸，洗脱液在37℃下减压浓缩去除乙醇，冷冻干燥后得到紫薯花色苷；
S7、称取所述紫薯多酚蛋白复合物，加入蒸馏水，配制得到底物浓度为0.01g/mL的酶解体系；
在所述酶解体系中添加木瓜蛋白酶，在pH7.0，温度50℃条件下酶解0.5-1.5h，所述木瓜蛋白酶添加量为4000-6000U/g(优选5000U/g)；
经木瓜蛋白酶酶解后，对酶解体系进行酶灭活以及冷却，再加入碱性蛋白酶，在pH8.0，温度60℃条件下酶解4-6h，所述碱性蛋白酶添加量为5000-7000U/g(优选6000U/g)；
进一步的，步骤S7中，将完成酶解的酶解体系过经甲醇活化后的sep-pak柱进行脱盐，然后用蒸馏水进行洗脱，洗脱得到的溶液在35-40℃(优选35℃)下减压浓缩，对收集到的浓缩液进行冻干，以获得冻干样品；
同时，将冻干样品用蒸馏水配制成质量分数5％的样品溶液，置于超滤离心管中，于4℃、3000-5000r/min(优选为4000r/min)条件下离心30-60min(优选为45min)，分离得到分子量≤3kDa的组分1、3kDa＜分子量≤10kDa的组分2以及分子量≥10kDa的组分3；
随后将分子量≤3kDa的组分1进行G75凝胶色谱分离；收集洗脱液，洗脱液经过220nm紫外检测，得到2个不同的洗脱峰，并对洗脱峰所对应的组分进行鉴定，以确定出其中具有降血糖功效的组分，然后将具有降血糖功效的组分冻干成粉，即获得所述降血糖多肽。
实施例2：
本实施例提供了一种利用实施例1所述制备方法制备获得的紫薯源配料。
实施例3：
本实施例提供了一种实施例2所述制备方法制备获得的紫薯源配料在制备降血糖食品/药品/保健品中的应用。
表1示出了不同提取方法对紫薯多酚紫薯蛋白得率的影响。
表1不同提取方法对紫薯多酚紫薯蛋白得率的影响
Figure BDA0003389463620000081
注：表1中常规提取指的是打浆后直接离心处理。
从表1中可以看出，本发明中通过先柠檬酸处理，然后酶解完毕后再对所述紫薯浆液进行高压脉冲电场处理+高压均质处理，由此可充分促使细胞内容蛋白的析出，因此本发明的紫薯多酚蛋白复合物得率为2.13％，显著高于单一处理方式，如单一超声处理、单一高压脉冲电场处理所获得的蛋白得率，具体的，高压脉冲电场处理+高压均质处理的蛋白得率较单一高压脉冲电场处理提高了15％，较单一超声波辅助处理提高了39％，较常规方法提高了81％。
进一步的，本发明步骤S5中获得的紫薯多酚蛋白复合物的蛋白含量为62.50±0.09％，经过DEAE-52纤维柱纯化得到紫薯蛋白多酚复合物粗蛋白的蛋白含量为85.25±2.56％，经过SephadexG-75凝胶柱纯化得到紫薯蛋白多酚复合物纯蛋白的蛋白含量为95.25±1.56％。
进一步的，将步骤S5中获得的紫薯多酚蛋白复合物、DEAE-52纤维柱纯化后粗蛋白、SephadexG-75凝胶柱纯化纯蛋白分别进行SDS-PAGE分析，结果如图2所示。图2中，“1”泳道为未纯化蛋白(即步骤S5中获得的紫薯多酚蛋白复合物)，“2”泳道为DEAE-52纤维柱纯化后的粗蛋白，“3”泳道为SephadexG-75凝胶柱纯化的纯蛋白，其显示有58、22、18和12kDa四个染色带，条带清晰且不含杂质。由此说明，本发明通过柱纯化的方式可极大提高紫薯蛋白多酚复合物的质量和纯度。
进一步的，采用Triple-TOF-MS对最终获得的紫薯蛋白多酚复合物进行测定。利用PEAKS Studio软件在UniPort数据库中搜库分析，从紫薯蛋白中共鉴定17种蛋白质，其结果如表2所示。
表2紫薯蛋白多酚复合物蛋白鉴定结果
Figure BDA0003389463620000091
由此可发现，本发明最终获得的紫薯蛋白多酚复合物主要包括具有生物活性的酶类和Sporamin蛋白，包括Sporamin A、Sporamin B、β-淀粉酶、Preprosporamin、多酚氧化酶、蛋白酶抑制剂、超氧化物歧化酶、紫色酸性磷酸酶、Putative PHD zinc finger蛋白、NBS-LRR蛋白和果胶乙酰酯酶。由此说明本发明的制备方法可最大限度的保留紫薯蛋白多酚复合物中的各种活性成分，减少制备过程中的损失，有利于其充分发挥其作用功效。
以下为分子量不同的组分1、组分2以及组分3对HepG2细胞葡萄糖消耗影响的功效实验。其具体过程如下。
HepG2细胞培养：
HepG2细胞经过复苏后，用含有10％新生牛血清的1640培养液转入培养瓶中，置于CO2培养箱中培养，温度为37℃，相对湿度为90％，CO2浓度为5％。单层贴壁后，每3d进行传代。
降血糖多肽(以下为“降糖多肽”)对HepG2细胞葡萄糖消耗量的影响：
选对数期增长的细胞进行实验，细胞经过0.25％胰蛋白酶消化后，用含有10％新生牛血清的1640培养液轻轻吹打成细胞悬液，稀释计数后，按每孔100mL含有104个细胞接种于96孔板中进行培养。待细胞贴壁后，设置正常对照组，模型组和给药组(二甲双胍组、组分1组、组分2组和组分3组)，正常对照组每组加入100mL的无血清1640培养液，模型组及给药组加入100mL含有10-7mmol/L浓度的胰岛素的无血清1640培养液，培养24h后，弃去培养基，正常对照组和模型组加入100mL无血清1640培养液，给药组分别加入100mL含药的无血清1640培养液(含药浓度为1mg/mL,0.5mg/mL,0.1mg/mL,0.05mg/mL,0.01mg/mL)，继续培养24h，培养结束后，更换培养基，继续培养18h后，测定每孔培养液中的葡萄糖含量，计算葡萄糖消耗量。其结果如图3所示。
胰岛素在机体糖代谢功能中起着重要作用，能够调控糖代谢相关酶的基因表达，低浓度的胰岛素可以起到细胞促进因子的作用，增加细胞中葡萄糖的消耗；胰岛素达到一定浓度后，会导致细胞对其敏感性降低，从而使细胞对葡萄糖的摄取与利用的能力降低。如图3所示，胰岛素建模组与正常对照组相比，细胞的葡萄糖消耗量降低，说明胰岛素抵抗模型建立成功。进行对应的给药后，三个组分的不同浓度的对于细胞葡萄糖消耗量的影响差距较大。三个组分均在浓度为0.1mg/mL时，HepG2细胞对葡萄糖的消耗量最大，且组分1组的葡萄糖消耗量明显要高于其他两组，可达12.18％，这说明组分1对细胞葡萄糖消耗量的影响效果要优于其他两个组分，具有良好的降血糖功效。同时，三个组分都没有明显的剂量依赖性，浓度高于或低于0.1mg/mL，HepG2细胞对葡萄糖的消耗量均呈下降趋势。
由上述实验可知，组分1降血糖功效较好，对其进行凝胶色谱分离，结果如图4所示。由图4可知，组分1经过凝胶色谱分离后，于220nm紫外检测得到两个洗脱峰，分别为峰1和峰2。
以下为组分1中峰1和峰2对应组分对HepG2细胞葡萄糖消耗影响的功效实验。其具体过程如下。
选对数期增长的细胞进行实验，细胞经过0.25％胰蛋白酶消化后，用含有10％新生牛血清的1640培养液轻轻吹打成细胞悬液，稀释计数后，按每孔100L含有104个细胞接种于96孔板中进行培养。待细胞贴壁后，设置正常对照组，模型组和给药组(二甲双胍组、峰1组和峰2组)，正常对照组每组加入100L的无血清1640培养液，模型组及给药组加入100L含有胰岛素的无血清1640培养液，培养24h后，弃去培养基，正常对照组和模型组加入100L无血清1640培养液，给药组分别加入100L含药的无血清1640培养液(含药浓度为1mg/mL,0.5mg/mL,0.1mg/mL,0.05mg/mL,0.01mg/mL，继续培养24h，培养结束后，更换培养基，继续培养18h后，测定每孔培养液中的葡萄糖含量，计算葡萄糖消耗量。其结果如图5、表3所示。
表3组分1中峰1和峰2对应组分对HepG2细胞葡萄糖消耗的影响
Figure BDA0003389463620000111
注：不同字母表示差异显著性(P<0.05)
如表3及图5所示，胰岛素建模组与正常对照组相比，细胞的葡萄糖消耗量降低，说明胰岛素抵抗模型建立成功，进行对应的给药后，不同组分的不同浓度的对于细胞葡萄糖消耗量的影响差距较大。峰1组分在浓度为0.1mg/mL时，细胞对葡萄糖的消耗量最大，有16.20％，且没有明显的剂量依赖性，当浓度达到1mg/mL时，细胞对葡萄糖的消耗量低于了胰岛素模型组，这可能是由于浓度过大，对细胞的活性产生的抑制作用，从而使葡萄糖消耗量显著降低，说明峰1对应组分具有良好的降血糖功效。峰2组分在浓度为0.1mg/mL时，细胞对葡萄糖的消耗量最大，有8.77％，但显著低于细胞在峰1组分下的葡萄糖消耗量，这说明峰1组分对于细胞葡萄糖消耗量的影响效果明显优于峰2组分。
由上述功效实验可知，步骤S7中得到的2个不同洗脱峰(如图4所示，即峰1和峰2)中，峰1对细胞葡萄糖消耗量及生长活性的影响效果均比峰2好，因此对峰1进行分子量及氨基酸组成成分分析，结果如图6-7，表4所示。
具体的，峰1对应组分的分子量和氨基酸组成分析过程如下。
采用凝胶渗透色谱-示差检测-18角激光光散射(GPC-RI-MALLS)分析联用技术测定。GPC-RI-MALLS联用分析条件：流动相为1.0％NaCl水溶液；流速为0.7mL/min；VARIAN210泵；Wyatt十八角激光光散射检测器；Wyatt示差折光检测器；色谱柱为PL aquage 408.0×300mm；柱温30℃；检测器温度30℃。
氨基酸组成成分采用氨基酸分析仪测定。氨基酸分析仪的色谱条件为：Na型阳离子交换柱4.6×60nm；流动相：柠檬酸三钠缓冲液；四元梯度洗脱：pH3.2-4.9；检测波长：510nm；流速：0.4mL；柱温：50℃。
表4峰1对应组分分子量分析
Figure BDA0003389463620000121
由图6-8可知，峰1中疏水性氨基酸如苯丙氨酸、缬氨酸等所占比例较多，高达39.6％，有研究表明，具有高降血糖活性的组分中疏水性氨基酸含量显著高于其他组分中的含量。由此可以推断降血糖肽中的疏水性氨基酸为峰1组分降血糖活性重要功能成分。
进一步对步骤S1中获得的紫薯膳食纤维进行分析。具体过程如下：
可溶性膳食纤维含量测定参照GB5009.88-2014食品中膳食纤维的测定；
持水指数测定方法如下：分别取0.5g干燥至恒重的紫薯全粉和提取的紫薯膳食纤维粉记为W，置于离心管中，按1:20(质量体积比)比例加入蒸馏水，充分混匀，室温下静置24h后，5000r/min离心10min，弃上清液，沉淀用滤纸吸干称重，质量记为W1(g)，持水指数(％)计算公式为:持水指数(％)＝(W1-W)/W×100％；
持油指数测定方法如下：分别取0.5g干燥至恒重的紫薯全粉和提取的紫薯膳食纤维粉记为m，置于离心管中，按1:20(质量体积比)比例加入玉米油，充分混匀，室温下静置24h后，5000r/min离心10min，弃上层油脂，称量离心管(离心管质量m0)和沉淀重量记为m1,持油力计算公式为：持油指数(％)＝(m1-m0)/m×100％，检测结果如表6所示。
表5膳食纤维性质测定结果
Figure BDA0003389463620000131
由此可见，本申请通过淀粉酶和蛋白酶处理后的膳食纤维含量达到76.53％，说明使用酶解的方式去除淀粉和蛋白质效果是非常明显。同时通过挤压膨化和超微粉碎处理能够使可溶性膳食纤维含量增加，可提高以紫薯膳食纤维为原料食品的适口性。以下为本发明最终获得的紫薯蛋白多酚复合物的降血糖功效测定过程。
首先，链脲佐菌素(STZ)可有效的破坏一部分β细胞，在高脂饲料喂养的同时腹腔注射STZ可成功建立Ⅱ型糖尿病模型。ICR小鼠自由饮食1周适应环境后，随机分为8组(n＝12)，分组和给药情况如表3所示。经过4周的对应饮食和腹腔注射样品后，连续三次腹腔注射低剂量链脲佐菌素(STZ)50mg/kg bw。在注射STZ 2周后，尾部静脉取血，测定血糖值，取血糖值10～20μmol/mL的小鼠为造模成功小鼠。使用三诺安稳免调码血糖仪定空腹血糖浓度，每周测定一次。结果如图8所示。
表6分组及给药情况
Figure BDA0003389463620000132
Figure BDA0003389463620000141
注：图8中*表示与正常组小鼠(N+C)有显著差异(p<0.05),#表示与模型组小鼠(D+HF)有显著差异(p<0.05)。
从图8中可以看出，模型组小鼠(D+HF)空腹血糖浓度显著高于正常组小鼠(N+C)(p<0.05)，表现出典型的高血糖症状。紫薯花色苷组(D+FAC-PSP)、紫薯蛋白多酚复合物组(D+p-BAC-PSP)和阳性对照组小鼠(D+M)的空腹血糖浓度显著低于模型组(D+HF)(p<0.05)。实验数据表明本发明中的紫薯蛋白多酚复合物有显著的降血糖功效。
综上所述，本发明可以紫薯为原料同步制备紫薯淀粉、紫薯花色苷、紫薯膳食纤维、紫薯多酚蛋白复合物和薯蛋白多酚复合物酶解及降血糖多肽等多种紫薯源配料，由此可实现对紫薯原料的充分利用，其过程中结合酶解、高压脉冲电场以及高压均质等方式进行处理，进一步通过添加硫酸铵，以多级盐析的方式充分沉淀紫薯蛋白质，以大幅提高上述各种紫薯源配料的提取效率和质量，使其可作为天然降血糖物质应用于降低机体血糖，防治糖尿病。
需要说明的是，上述实施例1至3中的技术特征可进行任意组合，且组合而成的技术方案均属于本发明的保护范围。术语“包括”、“包含”或者其任何其他变体意在涵盖非排他性的包含，从而使得包括一系列要素的过程、方法、物品或者设备不仅包括那些要素，而且还包括没有明确列出的其他要素，或者是还包括为这种过程、方法、物品或者设备所固有的要素。在没有更多限制的情况下，由语句“包括一个……”限定的要素，并不排除在包括所述要素的过程、方法、物品或者设备中还存在另外的相同要素。
尽管已经示出和描述了本发明的实施例，对于本领域的普通技术人员而言，可以理解在不脱离本发明的原理和精神的情况下可以对这些实施例进行多种变化、修改、替换和变型，本发明的范围由所附权利要求及其等同物限定。

Claims (10)

1.一种紫薯源配料的同步制备方法，其特征在于，包括如下步骤：
S1、挑选无损伤、无腐烂的新鲜紫薯洗净，去皮后切块，加入紫薯重量10倍的蒸馏水打浆，然后用盐酸调节pH至4.0-6.0，以得到紫薯浆液；
S2、对所述紫薯浆液进行高压脉冲电场处理，然后再进行高压均质处理，再用80目以上的纱布进行过滤，得到滤液和薯渣；且将所述滤液静置，以得到上清液和沉淀物，对沉淀物进行水洗、干燥，以得到紫薯淀粉；
S3、在所述薯渣中加入α-淀粉酶薯渣3倍重量的蒸馏水，在pH6.0、温度85℃条件下水解0.5-1.5h，所述α-淀粉酶添加量为6-10U/g；经α-淀粉酶酶解后，对酶解体系进行酶灭活以及冷却，再加入中性蛋白酶水解，在pH7.0、温度45℃条件下水解1-2h，所述中性蛋白酶的添加量为5-15U/g；完成中性蛋白酶酶解后，对酶解体系进行漂洗、过滤，对过滤所得固体残留物进行干燥、粉碎，以得到紫薯膳食纤维；
S4、在步骤S2中获得的上清液中添加硫酸铵至饱和度35％-90％，离心后得到蛋白沉淀物和上清液；
S5、将步骤S4中得到的蛋白沉淀物使用透析/纳滤膜的方式脱盐，直至透过液的电阻率电阻率为8-10μs/cm，冷冻干燥后得到紫薯多酚蛋白复合物；采用DEAE-52纤维柱、SephadexG-75凝胶柱依次纯化紫薯蛋白多酚复合物，以分别对应得到紫薯多酚复合物粗蛋白、紫薯多酚复合物纯蛋白；
S6、采用大孔树脂对步骤S4中获得的上清液进行吸附-解析，上柱流速为3-5BV/h，吸附饱和后，用蒸馏水洗涤3-5次，再用体积分数70％乙醇溶液进行解吸，洗脱液在37℃下减压浓缩去除乙醇，冷冻干燥后得到紫薯花色苷；
S7、称取所述紫薯多酚蛋白复合物，加酶进行酶解；完成酶解的酶解体系过经甲醇活化后的sep-pak柱进行脱盐，洗脱后进行减压浓缩，浓缩液冷冻干燥以获得冻干样品；将冻干样品用蒸馏水配制成质量分数5％的样品溶液，置于超滤离心管中，分离得到分子量≤3kDa的组分；随后对≤3kDa的组分进行凝胶色谱分离；根据洗脱峰收集对应的组分，然后冻干成粉，以获得降血糖多肽。
2.如权利要求1所述的同步制备方法，其特征在于，所述步骤S2中，所述高压脉冲电场强度为20-40kV·cm-1，且作用在紫薯浆液上的时间为4.5μs；所述高压均质压力为50-100MPa，均质时间为30min。
3.如权利要求1所述的同步制备方法，其特征在于，所述步骤S3中，所述的同步制备方法还包括：
将所述紫薯膳食纤维进行挤压膨化和超微粉碎处理，以得到紫薯膳食纤维原料；再在所述紫薯膳食纤维原料中加入蒸馏水，调节pH至11-12，于40℃条件下超声逆流提取60min后过滤，对滤液进行浓缩，以获得浓缩液；再向所述浓缩液中加入4倍体积的体积分数为95％的乙醇，在4℃下沉淀12h，于8000r/min条件下离心10min，收集沉淀，再用体积分数为95％的乙醇洗涤3次，经50℃的真空干燥即得紫薯可溶性膳食纤维。
4.如权利要求3所述的同步制备方法，其特征在于，所述挤压膨化温度为150℃-180℃；超微粉碎处理出粒细度为300-400目。
5.如权利要求1所述的同步制备方法，其特征在于，所述步骤S4包括：
将步骤S2中获得的上清液在3000-5000r/min条件下离心20-30min，得第一上清液以及第一沉淀；
取第一上清液，添加硫酸铵至饱和度35％，在4℃下搅拌0.5-1h后，在3000-5000r/min条件下离心20-30min，得到第二沉淀以及第二上清液；
取第二上清液，添加硫酸铵至饱和度60％，在4℃下搅拌1-1.5h后，在4000-5000r/min条件下离心15-25min，得到第三沉淀以及第三上清液；
取第三上清液，添加硫酸铵至饱和度90％，在4℃下搅拌1-1.5h后，经4000-6000r/min离心10-20min，得到第四沉淀以及第四上清液；
合并第二沉淀、第三沉淀以及第四沉淀即得到所述蛋白沉淀物，合并第一上清液、第二上清液、第三上清液以及第四上清液即得到所述上清液。
6.如权利要求1所述的同步制备方法，其特征在于，所述步骤S7中，“称取所述紫薯多酚蛋白复合物，加酶进行酶解”包括如下步骤：
称取所述紫薯多酚蛋白复合物，在所述紫薯多酚蛋白复合物中加入蒸馏水，配制得到底物浓度为0.01g/mL的酶解体系；
在所述酶解体系中添加木瓜蛋白酶，在pH7.0，温度50℃条件下酶解0.5-1.5h，所述木瓜蛋白酶添加量为4000-6000U/g；
经木瓜蛋白酶酶解后，对酶解体系进行酶灭活以及冷却，再加入碱性蛋白酶，在pH8.0，温度60℃条件下酶解4-6h，所述碱性蛋白酶添加量为5000-7000U/g。
7.如权利要求1所述的同步制备方法，其特征在于，所述步骤S7中，完成酶解的酶解体系过经甲醇活化后的sep-pak柱进行脱盐，然后用蒸馏水进行洗脱，洗脱得到的溶液在35-40℃下减压浓缩，对收集到的浓缩液进行冻干，以获得冻干样品；
将冻干样品用蒸馏水配制成质量分数5％的样品溶液，置于超滤离心管中，于4℃、3000-5000r/min条件下离心30-60min，分离得到分子量≤3kDa的组分。
8.如权利要求1所述的同步制备方法，其特征在于，步骤S7中，所述凝胶色谱分离条件为：加样量为1mL，加样浓度为50mg/mL，洗脱流速为2r/min。
9.一种利用权利要求1-8任一项所述制备方法制备获得的紫薯源配料。
10.如权利要求9所述的紫薯源配料在制备降血糖食品/药品/保健品中的应用。
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