CN110507601A - 一种紫杉醇负载红松松塔多糖-a凝胶及其制备方法与应用 - Google Patents
一种紫杉醇负载红松松塔多糖-a凝胶及其制备方法与应用 Download PDFInfo
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Abstract
本发明公开了一种紫杉醇负载红松松塔多糖‑A凝胶及其制备方法与应用,涉及抗癌活性凝胶的制备方法,本发明将PTX在无水乙醇中溶解后与PKP‑A水溶液混匀制备紫杉醇负载的红松松塔多糖‑A凝胶(PTX/PKP‑A凝胶),得到的紫杉醇负载红松松塔多糖‑A凝胶恢复性良好,具有缓慢释放行为,并且对肿瘤细胞具有较大的抑制作用或毒性。
Description
技术领域
本发明涉及抗癌活性凝胶的制备方法,具体涉及一种紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶及其制备方法与应用。
背景技术
紫杉醇(PTX)是一种对多种肿瘤治疗有效的抗癌药物之一。然而,PTX极强的疏水性限制了其在临床中的利用度,尽管(EL/乙醇中溶解的PTX)作为临床制剂被使用,但由于EL的毒性和其只能通过静脉注射的限制导致了毒副作用、较差的治疗效果等问题,因此,针对PTX,需要研发能够限制EL的使用以及提高药物治疗效果的传输方法及相应制剂。
发明内容
为解决上述问题,本发明提供一种紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶及其制备方法与应用。红松松塔多糖-A(PKP-A)是从红松松塔分离得到的植物杂多糖,目前,利用PKP-A制备的凝胶以及其药物传输体系的应用未见报道。
首先,本发明提供一种紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶,所述凝胶中包括水溶红松松塔多糖-A及紫杉醇,其中水溶红松松塔多糖-A的含量为6mg/mL,紫杉醇的含量为2mg/mL。
第二,本发明提供上述紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,包括以下步骤:
(1)将红松松塔多糖-A加入到蒸馏水中,加热溶解,得到混合液;混合液离心,取上层液;上层液冻结干燥,得到水溶红松松塔多糖-A;
(2)取水溶红松松塔多糖-A,加入蒸馏水,加热溶解,冷却,得到红松松塔多糖-A水溶液;
(3)取紫杉醇,溶解于无水乙醇中,得到紫杉醇-乙醇溶液;所得紫杉醇-乙醇溶液与步骤(2)所得红松松塔多糖-A水溶液混合均匀,得到紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶(简称PTX/PKP-A凝胶)。
优选地,步骤(1)所述混合液,蒸馏水中加入红松松塔多糖-A的浓度为1.5-2.5(±0.25)g/L。
优选地,步骤(1)所述加热溶解,在磁力搅拌条件下进行,搅拌时间1-3h,溶解温度80℃。
优选地,步骤(1)所述离心,为4℃冷冻离心,转速4000-6000rpm,离心时间15-25min。
优选地,步骤(1)所述冻结干燥时间为24-48h。
优选地,步骤(2)所述水溶红松松塔多糖-A在蒸馏水中的浓度为12mg/mL。
优选地,步骤(2)所述加热溶解,溶解温度80℃,加热时间10-15min。
优选地,步骤(2)所述冷却(在室温静置(20-30℃)),具体为在室温条件下冷却30min。
优选地,步骤(3)所述水溶红松松塔多糖-A/乙醇溶液中,紫杉醇的浓度为4mg/mL。
优选地,步骤(3)所述紫杉醇溶解于无水乙醇中,采用超声分散溶解,超声时间为1-3min。
优选地,步骤(3)所述紫杉醇-乙醇溶液与红松松塔多糖-A水溶液等体积混合。
第三,本发明还提供了上述紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶在制备抗肿瘤制剂中的应用。
有益效果
本发明将PTX在无水乙醇中溶解后与PKP-A水溶液混匀制备紫杉醇负载的红松松塔多糖-A凝胶(PTX/PKP-A凝胶),得到的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶恢复性良好,具有缓慢释放行为,并且对肿瘤细胞具有较大的抑制作用或毒性。
附图说明
图1 PKP-A干凝胶的SEM图;
图2 PTX/PKP-A干凝胶的SEM图;
图3 PKP凝胶和PTX/PKP-A凝胶制备过程中各种样品的红外图谱;A:PKP-A;b:PKP-A干凝胶;c:PTX/PKP-A干凝胶;d:干PTX50%乙醇溶液;
图4 PTX/PKP-A凝胶的37℃中触变性测试结果;
图5 PTX释放标准曲线;
图6 PTX累积释放结果曲线;
图7 MTT细胞实结果
图8 小鼠肿瘤体积变化(1)和第14d肿瘤重量(2);(+表示与Saline组相比具有显著差异P<0.05,#表示与游离(i.v.)相比具有显著差异P<0.05);
图9 肿瘤组织H&E染色组织学分析;a)生理盐水,b)PKP-A凝胶,c)PTX/PKP-A凝胶,d)游离PTX(i.t.),e)游离(i.v.)。
具体实施方式
实施例1
(1)准确称取1g的PKP-A,同500L的蒸馏水1L烧杯中,使用磁力搅拌器在80℃中搅拌1-3h,得到未溶物质的棕色混合液。然后在4℃,4000-6000rpm转速下使用台式高速离心机离心15-25min,随后收集其上层液,将它在-25℃中冻结干燥24-48h,得到水溶PKP-A。
(2)准确称取水溶PKP-A,在6mL液相专用小瓶中加入500μL的蒸馏水,在80℃加热10-15min溶解均匀,配制成12mg/mL浓度PKP-A水溶液。在室温(20-30℃)冷却30min。
(3)准确称取2mg的PTX,在500μL的无水乙醇中超声1-3min溶解均匀。然后与12mg/mL浓度PKP-A水溶液体积比为1:1混合均匀,得到PTX/PKP-A凝胶(PKP-A6mg/mL,PTX 2mg/mL)。
对比例1
(1)准确称取1g的PKP-A,同500mL的蒸馏水1L烧杯中,使用磁力搅拌器在80℃中搅拌1-3h,得到未溶物质的棕色混合液。然后在4℃,4000-6000rpm转速下使用台式高速离心机离心15-25min,随后收集其上层液,将它在-25℃中冻结干燥24-48h,得到水溶PKP-A。
(2)准确称取6mg的水溶PKP-A,在1.5mL液相专用小瓶中加入500μL的蒸馏水,在80℃加热10-15min溶解均匀。在室温冷却30min后与无水乙醇体积比为1:1混合均匀,得到浅棕色透明的PKP-A凝胶。
表征:
1、PKP-A干凝胶扫描电镜表征
通过场发射扫描电子显微镜对PKP-A干凝胶进行了形貌分析。按照制备PKP-A凝胶后,为了去除凝胶样品中的水分,将凝胶样品液氮冻结后在冻结干燥器中干燥后喷金处理后进行SEM测定。从图1中可以看到,在×50K和×100K放大倍数下能观察到紧密多孔网络结构。
2、PTX/PKP-A干凝胶扫描电镜表征
通过场发射扫描电子显微镜对PKP-A干凝胶进行了形貌分析。制备PTX/PKP-A凝胶后,为了去除凝胶样品中的水分,将凝胶样品液氮冻结后在冻结干燥器中干燥后喷金处理后进行SEM测定。从图2中可以看到,与PKP-A干凝胶的形貌不同,PTX/PKP-A凝胶显示了纳米级细长的纤维结。与PKP-A干凝胶相比PTX/PKP-A干凝胶显示了明显的形貌变化,这表明PTX/PKP-A干凝胶中会发生相互作用。
3、PKP-A干凝胶和PTX/PKP-A凝胶的FT-IR分析
PKP-A的FT-IR谱图(图3-A)中3444cm-1处是由PKA中糖残余物中的-OH伸缩振动产生的吸收峰;2935cm-1表示C-H伸缩振动引起的吸收峰;这两个峰表示多糖的特征峰。1746cm-1是由于PKP-A中羰基C=O的伸缩振动造成的吸收峰。在PKP-A干凝胶FT-IR谱图(图3-B)中,3453cm-1是由于-OH伸缩振动引起的吸收峰;2935cm-1表示C-H伸缩振动引起的吸收峰;1744cm-1表示C=O的伸缩引起的吸收峰。综上,PKP-A粉末与PKP-A干凝胶都具有相似的特征峰,这说明PKP-A凝胶保持了PKP-A原有的多糖结构。并且,在两个谱图上羟基的转移最明显,该范围的吸收峰是与H-键结合的分子有关的吸收峰。从PKP-A到PKP-A干凝胶的-OH的拉伸带从3444cm-1移动到3453cm-1,显示了9cm-1的蓝移。这意味着PKP-A干凝胶中发生了氢键相互作用的变化。
通过图2可以发现,与PKP-A干凝胶相比PTX/PKP-A干凝胶显示了明显的形貌变化,这表明PTX/PKP-A干凝胶中会发生相互作用。在干PTX50%乙醇溶液的FT-IR光谱(图3-C)中,在1732cm-1和709cm-1处的峰分别表示羰基和PTX芳香环的吸收峰;PKP-A干凝胶的FT-IR谱图中在1744cm-1处出现了羰基的特征峰;在PTX/PKP-A谱图中羰基的特征峰在1741cm-1出现。这三个样品中C=O的吸收峰的变化明显,与PTX/PKP-A凝胶中羰基峰从PKP-A干凝的羰基峰显示了3cm-1的红移,从干PTX50%乙醇溶液的羰基峰显示了9cm-1的蓝移。C=O吸收峰的转移说明PTX/PKP-A干凝胶中发生相互作用,该相互作用力可能导致了PTX/PKP-A凝胶的形貌变化。
4、PTX/PKP-A凝胶的触变特性测试
使用KINEXUX流变仪,将凝胶样品用滴管吸走过量的样品直接倒在流变仪实验台上,随后,等凝胶完全恢复后,立即将椎板转子降到平行板间隙设置为1mm,对3mL体积的PTX/PKP-A凝胶(PKP-A浓度为6mg/mL,PTX浓度为2mg/mL)样品进行测试。将凝胶样品直接倒在流变仪平板上,立即将椎板转子降到需要的截断距离,用滴管吸走过量的样品。然后,采用剪切速率三段变化,在37℃温度条件下测试触变性,第一阶段的剪切速率为0.001s-1保持60s,第二阶段的剪切速率为5s-1保持30s,最后第三阶段的剪切速率恢复到第一阶段剪切速率。从图4中可以看出,在第一阶段中相应刺激维持到60s时PTX/PKP-A凝胶显示了1479Pa·s的黏度。在第二阶段中可以发现PTX/PKP-A凝胶的黏度立刻下降,相应的刺激维持到30s时其黏度为0.5667Pa·s。最后在第三阶段中,将剪切速率恢复到第一阶段的速率时PTX/PKP-A凝胶的黏度立刻恢复到与第一阶段接近的值,相应的刺激维持到60s时期黏度值为1650Pa·s。该结果显示PTX/PKP-A凝胶具有良好的恢复性质。
5、药物释放测试
将0.5mL体积的PTX/PKP-A凝胶(PKP-A 6mg/mL,PTX 2mg/mL)在5mL的pH=7.4的0.01M PBS溶液里浸泡,37℃温度下使用磁力搅拌及500rpm转速震荡。每隔两天将所释放介质取出后再补充新鲜的介质。将取出的释放介质中取出2.5mL后冷冻干燥处理后加入2.5mL乙腈。为了PTX的均匀溶解10分钟超声处理后在25℃,4000rpm离心30s去除不容的物质,随后使用0.2μm的尼龙有机膜过滤。使用高效液相色谱仪(HPLC)仪器,其流动相为乙腈:水=35:65,20μL取出样品设置,273nm波长下测试释放PTX的含量。
标准溶液的配置标准曲线的制图:精密称取PTX标准品2.0mg,用1mL乙腈溶解至刻度后摇匀,所得到的溶液即为PTX储备液。标准PTX溶液为0.5mg/mL、0.25mg/mL、0.1mg/mL、0.05mg/mL、0.025mg/mL、0.01mg/mL、0.005mg/mL、0.0025mg/mL、0.0001mg/mL对应的HPLC吸收峰峰面积为17759.4、8699、3830.3、3830.3、1966.7、912.9、415.4、240.1、134.3、45.4。标准曲线如图5所示,以紫杉醇浓度为横坐标(X),峰面积为纵坐标(Y),回归方程为Y=35265x+81.259,其线性相关系数R2=0.9996,因此,0.0001mg/mL~0.500mg/mL浓度范围内呈线性相关关系以及利用HPLC确定的PTX浓度的方法准确可靠谱。
PTX释放结果曲线如图6所示。从结果中可知,PTX/PKP-A凝胶在释放初期未显示药物的突释现象,到释放第3d时PTX的累计释放百分率为4%,累积浓度增长比较缓慢。释放第3d后,增长速度有所增加,第9d,PTX的累积释放率能达到25%左右,可以预见PTX还在持续释放中。证明了PTX/PKP-A凝胶具有缓慢释放行为。
6、体内外肿瘤抑制活性
1)体外肿瘤细胞抑制活性
对PTX/PKP-A凝胶、PKP-A凝胶和在4T1(鼠源乳腺癌细胞)和MCF-7(人源乳腺癌细胞)细胞株中测试了肿瘤细胞抑制活性。将4T1细胞和MCF-7使用胰蛋白酶消化后计数细胞,以3x103个细胞/孔接种在96孔板中并在37℃下在5%CO2培养箱中培养12h。然后向细胞中加入按照设置浓度稀释的PKP-A凝胶和PTX/PKP-A凝胶和(按PKP-A浓度为0.3μg/mL、1.5μg/mL、3μg/mL、15μg/mL、30μg/mL、60μg/mL、90μg/mL、120μg/mL,PTX浓度为0.1μg/mL、0.5μg/mL、1μg/mL、5μg/mL、10μg/mL、20μg/mL、30μg/mL、40μg/mL)。培养基作为空白对照,继续培养48h。取出96孔板向每孔加入10μL的MTT溶液进行细胞染色,活细胞线粒体中的琥珀酸脱氢酶能使外源性MTT还原为水不溶性的蓝紫色结晶甲瓒并沉积在细胞中,而死细胞无此功能。并继续培养4h,然后弃去上清液。在每个孔中加入另外150μL的DMSO,在细胞完全振荡后,用酶联免疫检测仪在492nm波长处测定其光吸收值,可间接反映活细胞数量。细胞活力根据以下公式计算:
V(%)=(Asample/Acontrol)×100%
式中V-细胞活力;
Asample-实验组样品的吸光度;
Acontrol-对照组样品的吸光度。
结果如图7所示,PTX/PKP-A凝胶随着其浓度增加细胞抑制活性而增加。在4T1细胞中PTX/PKP-A凝胶在实验浓度范围内显示了最大71%的抑制率,在MCF-7细胞中显示了最大77%的抑制率。据报道PKP-A具有肿瘤细胞抑制活性,在显示了最大本实验中也可以发现PKP-A凝胶对4T1和MCF-7细胞中具有浓度依赖性的抑制活性。在4T1细胞中PKP-A凝胶在实验浓度范围内显示了最大45%的抑制率,在MCF细胞中显示了最大46%的抑制率。PTX/PKP-A凝胶在两种细胞中与PKP-A凝胶和相比均呈现了显著的肿瘤细胞抑制活性(P<0.05)。
2)体内肿瘤抑制活性
以4T1肿瘤BALB/c小鼠为模型评价了PTX/PKP-A凝胶对肿瘤的治疗效果。雌性BALB/c小鼠购自哈尔滨医科大学,为了动物实验前使实验小鼠适应于稳定2d,实验期间安置在无菌笼中,提供无菌饲料和水以及过滤空气。在本课题中我们采用匀浆法建立了肿瘤小鼠模型。首先,为了肿瘤的发展,将4T1细胞使用1mL一次性注射器注入到小鼠的皮下内,当肿瘤体积达到1x103mm3时取出该肿瘤组织。从小鼠中取出良好的4T1肿瘤组织,将肿瘤部位组织剪切研磨成小碎片,加入与生理盐水1:1(v/v)比率配成悬浮液。然后使用注射器将悬浮液注入到健康的BALB/c小鼠的右侧皮下。注射后培养至肿瘤生长到250~300mm3,将小鼠随机分成5个组(n=9),具体药剂量以及给药方式如表1:
表1体内实验动物给药处理方法
肿瘤体积:每隔2d测量一次肿瘤大小,并用一下公式计算肿瘤体积:
v(mm3)=(a×b2)/2
式中:v-肿瘤体积;
a-最长的直径(mm);
b-最短的直径(mm)。
为了观察随着时间的肿瘤生长变化,从首次注射之后每2d,总共14d监测了肿瘤体积的变化。肿瘤体积变化是按上述的公式计算。肿瘤体积变化结果如图8(1),生理盐水组小鼠的瘤体积快速成长,第14d其平均肿瘤体积为1520mm3。接着PKP-A凝胶和游离(i.v.)组小鼠肿瘤显示了第14d平均肿瘤体积分别为1134mm3和1184mm3。最后,游离PTX(i.t.)组和PTX/PKP-A凝胶组小鼠显示了比较缓慢的肿瘤体积生长,第14d平均肿瘤体积分别为788mm3和560mm3。本实验中为了提供PTX/PKP-A凝胶与无治疗效果和临床中PTX的给药效果比较,将生理盐水组为无治疗对照组,和游离(i.v.)组为临床治疗对照组进行了显著性差异分析。将每个处理组在肿瘤体积变化上与生理盐水组相比均呈现显著差异(P<0.05),与游离(i.v.)组相比PTX/PKP-A凝胶和游离PTX(i.t.)组均呈现了显著的肿瘤抑制效果(P<0.05)。PTX/PKP-A凝胶组的第14d肿瘤体系与生理研究比较显示了63%的抑制率,与游离(i.v.)组相比显示了53%的抑制率,证明了PTX/PKP-A凝胶具有有效的肿瘤抑制效果。该结果得到的肿瘤抑制效果是与14d称重的肿瘤组织重量(图8(2))结果一致。
为了在组织学手段观察PTX/PKP-A凝胶对肿瘤的抑制活性,对第14d取出的不同处理组小鼠的肿瘤组织使用H&E染料染色,进行了肿瘤组织H&E染色切片观察。观察结果如图9,在盐水组肿瘤组织细胞中可以看到其细胞核染色质浓缩,非常致密聚集的细胞质以及细胞核以及细胞的异常增值现象,几乎未发现肿瘤细胞的坏死。然而,在其他治疗组中均发现较规律的细胞排列,相对于宽松的细胞间空间和肿瘤组织坏死部分以及很明显的细胞之间的边境。特别是PTX/PKP-A凝胶治疗组的肿瘤组织中可以发现大量的坏死细胞区域(箭头符号),这表明PTX/PKP-A凝胶对肿瘤细胞具有较大的毒性。
Claims (10)
1.一种紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶,其特征在于:所述凝胶中包括水溶性红松松塔多糖-A(PKP-A)及紫杉醇(PTX),其中水溶性红松松塔多糖-A的含量为6mg/mL,紫杉醇的含量为2mg/mL。
2.一种权利要求1所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,其特征在于:包括以下步骤:
(1)将红松松塔多糖-A加入到蒸馏水中,加热溶解,得到混合液;混合液经离心后,取上层液;上层液经冷冻干燥,得到水溶性红松松塔多糖-A;
(2)取水溶性红松松塔多糖-A,加入蒸馏水,加热溶解,冷却,得到红松松塔多糖-A水溶液;
(3)取紫杉醇,溶解于无水乙醇中,得到紫杉醇-乙醇溶液;所得紫杉醇-乙醇溶液与步骤(2)所得红松松塔多糖-A水溶液混合均匀,得到紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶(简称PTX/PKP-A凝胶)。
3.根据权利要求2所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,其特征在于:步骤(1)所述混合液,蒸馏水中加入红松松塔多糖-A的浓度为1.5-2.5(±0.25)g/L。
4.根据权利要求2所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,其特征在于:步骤(1)所述加热溶解,在磁力搅拌条件下进行,搅拌时间1-3h,溶解温度60-80℃。
5.根据权利要求2所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,其特征在于:步骤(1)所述离心,为4℃冷冻离心,转速4000-6000rpm,离心时间15-25min。
6.根据权利要求2所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,其特征在于:步骤(2)所述水溶红松松塔多糖-A在蒸馏水中的浓度为12mg/mL。
7.根据权利要求2所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,其特征在于:步骤(3)所述水溶红松松塔多糖-A/乙醇溶液中,紫杉醇的浓度为4mg/mL。
8.根据权利要求2所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶的制备方法,其特征在于:步骤(3)所述紫杉醇溶解于无水乙醇中,采用超声分散溶解,超声时间为1-5min。
9.根据权利要求2所述的紫杉醇负载红松松塔多糖凝-A胶的制备方法,其特征在于:步骤(3)所述紫杉醇-乙醇溶液与红松松塔多糖-A水溶液等1:1体积混合,其中含有PKP-A6mg/mL,PTX 2mg/mL。
10.一种权利要求1所述的紫杉醇负载红松松塔多糖-A凝胶在制备抗肿瘤制剂中的应用。
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