CN110292629B - 己糖激酶1在延缓衰老中的应用 - Google Patents

Abstract

本发明提供了己糖激酶1在延缓衰老中的应用，涉及延缓衰老技术领域。本发明以HK1调控MSCs的糖酵解水平和衰老命运为核心，首次将HK1与MSCs有机结合，旨在研究HK1对MSCs的人为改造后，能够上调MSCs的糖酵解水平，又能通过HK1催化的糖酵解水平来延缓MSCs衰老，为解决干细胞衰老所致的种子细胞不足问题提供实验依据，也为延缓干细胞衰老、激活衰老的干细胞“重返青春”开辟了新思路。

Description

己糖激酶1在延缓衰老中的应用

技术领域

本发明涉及延缓衰老技术领域，尤其涉及己糖激酶1在延缓衰老中的应 用。

背景技术

随着经济发展和医疗卫生条件的改善，人类平均寿命逐渐延长，同时也 带来了一系列的社会问题，如人口老龄化。而导致人口老龄化日益严重的重 要原因之一是衰老。衰老(Aging)是生物体发展的必然趋势，是一种自然 的、不可避免的且复杂多变的生理过程，其特点是渐进性的组织器官结构破 坏、功能丧失、协调性和生理完整性损伤，稳态维持及再生能力进行性下降， 进而导致功能损伤和死亡风险增加。更为严重的是，随着个体衰老的发生， 各种衰老相关性疾病的发生率也日益增高，如糖尿病、心脑血管疾病及恶性 肿瘤等。因此，衰老问题已成为生命科学领域和社会领域的重大问题，而衰 老和抗衰老研究也已成为老年医学领域中的研究热点。延缓衰老，预防和治 疗衰老相关性疾病，提升老龄化人口的生命质量，势在必行！

众所周知，继人类基因组大规模测序之后，干细胞研究已成为最有活力、 影响力和应用前景的前沿科学。作为“种子细胞”，干细胞也会发生衰老。成 体干细胞作为干细胞领域的一大分支，对维持组织稳态与再生至关重要，在 促进组织和器官更新、损伤修复、延缓机体衰老以及治疗衰老相关性疾病等 方面具有重要意义。与大多数分化成熟细胞不同，干细胞主要通过糖酵解产 生生命活动所需的ATP。通过分析线粒体的呼吸功能、代谢组学及蛋白组学 发现，成体干细胞如间充质干细胞主要通过糖酵解产生生命活动所需要的ATP。糖酵解能够通过维持细胞的氧化还原能力促进干细胞“干性”的维持， 又使其免受线粒体氧化应激的损伤，从而延缓细胞衰老的发生。

骨髓间充质干细胞(Mesenchymal stem cells,MSCs)是研究较早且较为 深入的一种成体干细胞，由于其低免疫原性、活力强、生物特性均一和无伦 理学争议等优势，已成为干细胞领域和再生医学领域种子细胞的主要来源， 具有广泛的研究基础和临床应用前景。然而，骨髓中MSCs的比例仅占 0.001％～0.01％，为满足其移植需求，需通过体外扩增获得足够数量的MSCs。 但是，随着体外培养次数增加，MSCs的糖酵解水平下调，其增殖活性和存 活能力减弱，多向分化潜能也随之降低，这均是制约患者自体干细胞移植疗 效的主要因素之一，同时也限制了MSCs的临床应用。

发明内容

本发明的目的在于提供己糖激酶1在延缓衰老中的应用。

为了实现上述发明目的，本发明提供以下技术方案：

本发明提供了己糖激酶1在制备延缓衰老的药品、保健品或食品添加剂 中的应用。

优选的，所述药物、保健品或食品添加剂中还包括载体；所述载体包括 稀释剂、赋形剂、填充剂、粘合剂、湿润剂、崩解剂、吸收促进剂、表面活 性剂、吸附载体和润滑剂中的一种或几种。

优选的，所述药物的剂型包括注射液、片剂、粉剂、颗粒剂、胶囊、口 服液、膏剂和霜剂。

本发明提供了己糖激酶1在延缓间充质干细胞衰老中的应用。

优选的，所述己糖激酶1通过提高细胞糖酵解水平来延缓间充质干细胞 衰老。

本发明的有益效果：本发明提供了己糖激酶1在制备延缓衰老的药品、 保健品或食品添加剂中的应用。MSCs是研究较早且较为深入的一种成体干 细胞，目前已成为干细胞治疗领域和再生医学领域中种子细胞的主要来源， 具有广泛的基础研究和临床应用前景。由于正常骨髓来源较少，获取特定年 龄阶段的骨髓MSCs更为困难，而随着体外培养次数增加，MSCs的增殖活 性和存活能力减弱，多向分化潜能也随之降低，这是制约患者自体干细胞移 植疗效的主要因素，也导致了其临床应用的局限性。本发明以HK1调控 MSCs的糖酵解水平和衰老命运为核心，首次将HK1与MSCs有机结合，旨 在研究HK1对MSCs的人为改造后，能够上调MSCs的糖酵解水平，又能 通过HK1催化的糖酵解水平来延缓MSCs衰老，为解决干细胞衰老所致的 种子细胞不足问题提供实验依据，也为延缓干细胞衰老、激活衰老的干细胞 “重返青春”开辟了新思路。本发明实施例3的实验表明，改良的衰老MSCs 除了重塑细胞的糖酵解水平外，还能够改善衰老MSCs的形态学特点，降低 改良衰老MSCs的SA-β-gal染色阳性率，并且改良的衰老MSCs中衰老相关 因子(P16^INK4a和Rb1)表达显著降低，增殖能力明显上调，有效地延缓了 MSCs衰老。本发明以人为地过表达HK1重塑衰老MSCs的糖酵解水平，并 进一步延缓间充质干细胞衰老，为体外大量扩增“年轻态”MSCs提供理论 依据和实验方案，并为预防和治疗衰老相关性疾病提供了新思路与新靶点。

附图说明：

图1a为实施例1中倒置相差显微镜下显示的P2与P10MSCs细胞形态；

图1b为实施例1中P2与P10MSCs细胞的形态学统计分析结果；

图1c为实施例1中SA-β-gal染色和定量分析结果；

图1d为实施例1中实时荧光定量PCR检测年轻与衰老MSCs中衰老相 关因子P16^INK4a和Rb1mRNA表达水平的结果；

图2a为实施例2中年轻与衰老MSCs的细胞相对葡萄糖消耗量；

图2b为实施例2中年轻与衰老MSCs的细胞外液的乳酸水平；

图2c为实施例2中年轻与衰老MSCs的细胞相对ATP含量；

图2d为实施例2中年轻与衰老MSCs的细胞外泌酸率；

图2e为实施例2中实时荧光定量PCR检测年轻与衰老MSCs中HK1 表达水平的结果；

图3a为实施例3中衰老MSCs受到不同浓度慢病毒感染的情况；

图3b为实施例3中衰老MSCs感染慢病毒72h后，荧光定量PCR检测 MSCs中HK1的表达增高倍数；

图4a为实施例4中改良的衰老MSCs的细胞葡萄糖消耗量检测结果；

图4b为实施例4中改良的衰老MSCs的细胞ATP含量检测结果；

图4c为实施例4中改良的衰老MSCs的细胞乳酸水平检测结果；

图4d为实施例4中改良的衰老MSCs的细胞ECAR水平检测结果；

图4e为实施例4中改良的衰老MSCs的细胞形态学特点倒置相差显微 镜观察结果；

图4f为实施例4中改良的衰老MSCs的细胞形态统计学分析结果；

图4g为实施例4中改良的衰老MSCs的细胞SA-β-gal染色及定量分析 结果；

图4h为实施例4中RT-qPCR检测改良的衰老MSCs中衰老相关因子的 表达情况。

具体实施方式

本发明提供了己糖激酶1在制备延缓衰老的药品、保健品或食品添加剂 中的应用。

本发明中，所述药物、保健品或食品添加剂中优选的还包括载体；所述 载体包括稀释剂、赋形剂、填充剂、粘合剂、湿润剂、崩解剂、吸收促进剂、 表面活性剂、吸附载体和润滑剂中的一种或几种。

优选的，所述药物的剂型优选的包括注射液、片剂、粉剂、颗粒剂、胶 囊、口服液、膏剂和霜剂。

本发明提供了己糖激酶1在延缓间充质干细胞衰老中的应用；优选的， 所述己糖激酶1通过提高细胞糖酵解水平来延缓间充质干细胞衰老。

本发明中，所述己糖激酶1通过提高细胞糖酵解水平来延缓间充质干细 胞衰老的途径优选的还包括：1)通过间充质干细胞(MSCs)高表达HK1 实现；2)通过人为高表达HK1的MSCs中提取化学分子、细胞因子和外泌 体等作用提高MSCs的糖酵解水平并延缓间充质干细胞衰老。本发明中，所 述间充质干细胞(MSCs)高表达HK1的方法优选的包括：a)通过病毒搭 载HK1基因使MSCs高表达HK1；所述病毒优选的包括腺病毒或逆转录病 毒；本发明对所述病毒搭载HK1基因和MSCs高表达HK1的方法没有特殊 限制，采用本领域常规方法即可；b)通过其他细胞因子、化学分子等间接 作用提高MSCs的HK1表达水平。

MSCs高表达HK1后对重塑细胞糖酵解水平具有重要意义。在MSCs 中通过人为提高细胞内HK1表达水平来上调细胞葡萄糖消耗量、乳酸水平、 ATP含量及ECAR水平等能够反映糖酵解水平指标的技术与方法均为借鉴 本发明。

HK1在改造MSCs细胞学特性及延缓干细胞衰老中发挥重要作用。在本 发明中所涉及的HK1包括通过其他细胞因子、化学分子等间接作用提高 MSCs的HK1表达、携带HK1基因的其它载体如质粒、慢病毒、腺病毒或 腺相关病毒等其它微生物。凡是在MSCs中以人为提高细胞内HK1水平改 造MSCs细胞学特性并延缓干细胞衰老的技术与方法均为借鉴本发明。

MSCs中人为高表达HK1后细胞分泌的细胞因子、生长因子以及外泌体 中活性成分发生量和质的改变。高表达HK1的MSCs分泌这些细胞因子、 生长因子和外泌体，改善细胞的糖酵解水平，促进细胞增殖与分化，进而延 缓干细胞衰老。因此凡是从高表达HK1的MSCs中分离纯化这些活性成分 如细胞因子、生长因子和外泌体等并制备成治疗剂应用于改善MSCs的糖酵 解水平及延缓MSCs衰老的技术与方法均为借鉴本发明。

下面结合实施例对本发明提供的技术方案进行详细的说明，但是不能把 它们理解为对本发明保护范围的限定。

实施例1建立大鼠MSCs体外复制衰老模型

1.1原代细胞的分离获取

将大鼠置于实验室环境下5～8h，以适应实验室环境，使大鼠处于相对稳 定的状态。将大鼠麻醉脱颈处死，应用碘伏消毒全身、75％医用酒精脱碘消 毒后，于无菌环境下快速分离获取大鼠双侧股骨、胫骨以及肱骨，并浸泡于 含1％青霉素-链霉素的PBS中。在另一干净超净台中剔除骨表面的肌肉和筋 膜等软组织，经PBS浸泡冲洗后，置于MSCs完全培养液中。医用咬骨钳去 掉骨两端后，用5ml注射器吸取完全培养液反复、交替冲洗骨髓腔两端，直 至骨髓腔透明为止。用5ml移液器轻轻地重悬骨髓冲洗液，经40μm细胞过 滤网过滤于50ml的离心管中，室温，1500rpm，离心5min。弃上清，3ml 完全培养液重悬细胞团，轻柔、均匀吹打后接种于10cm细胞培养皿中，置 于37℃，5％CO₂细胞恒温培养箱中培养。24h后半量换液，以后每2～3d换 液一次，直至细胞生长至融合。

1.2建立MSCs体外复制衰老模型

应用体外连续传代培养法获得P1～P10代MSCs，对获得的细胞进行衰 老评估，建立大鼠MSCs复制性衰老模型。以P2代MSCs为年轻细胞，P10 代MSCs为复制衰老细胞，并于倒置相差显微镜下观察其形态。

1.3MSCs形态学观察与统计分析

将体外传代培养获得的P2和P10代MSCs分别置于倒置相差显微镜下， 观察其生长情况及形态学特征，并随机采集图像。随机选取20～25个图像， 应用Cell Entry软件测量并计算视野内单个细胞的表面积和长宽比，并进行 统计学分析。

1.4衰老相关β-半乳糖苷酶(SA-β-gal)活性检测

按照5×10³个细胞/孔的密度分别将P2、P10MSCs接种于24孔板中， 于37℃，5％CO₂恒温培养箱培养。当细胞汇流达80％左右时，取出24孔板。 PBS洗涤3次，3-5min/次，每孔加入250μl固定液，室温，固定15min；弃 固定液，PBS漂洗3次，5min/次。每孔加入500μl染色工作液(A液：B液： C液：X-gal溶液＝1:1:93:5)，用封口膜封住孔板边缘以防挥发，在无CO₂的37℃孵箱中孵育12h左右。显微镜下蓝染细胞即为SA-β-gal阳性细胞， 随机选取若干视野采集图像，并计算阳性细胞数占总细胞数的百分比。

1.5荧光定量PCR(RT-qPCR)检测衰老相关因子的mRNA表达水平

(1)细胞RNA提取

细胞生长汇流至80％～90％时，弃培养液，PBS清洗2～3次；细胞培养 皿中加入1ml Trizol，室温裂解15～20min，期间反复吹打，尽可能让细胞完 全裂解。移入1.5ml的EP管中，4℃，12000rpm，离心5min，弃沉淀，将 上清移入一新EP管。加200μl氯仿/ml Trizol，上下颠倒混匀15s，禁涡旋， 以免基因组断裂，室温静置15min。12000rpm，4℃，离心15min，吸取上层 水相至另一离心管中，加入与上清等体积的异丙醇，上下振荡混匀，室温静 置15～20min。12000rpm，4℃，离心15min，弃上清，管底沉淀即为RNA， 加入预冷的75％乙醇洗涤，轻弹管底，悬浮沉淀。8000rpm，4℃，离心5min， 弃上清，室温干燥5～10min，使其变为无色、透明胶状；加入10～20μl DEPC 水溶解，充分混匀，检测RNA浓度。

(2)RNA逆转录为cDNA(TransScript All-in-One First-Strand cDNA SynthesisSuperMix for qPCR,TransGen Biotech)

根据试剂盒的说明要求，配制逆转录反应体系，具体配制方法如表1所 示：

表1逆转录反应体系

逆转录反应程序如表2：

表2逆转录反应程序

反应结束后，可直接进行qPCR操作或保存于-20℃待用。

引物设计与合成委托生工生物工程(上海)股份有限公司完成，具体序 列如表3：

表3qPCR引物组

(3)RT-qPCR检测(TransStart Top Green qPCR SuperMix,TransGen Biotech)

根据试剂盒的说明要求，配制逆转录反应体系，具体配制方法如表4：

表4逆转录反应体系

逆转录反应程序如表5：

表5逆转录反应程序

获取CT值并进行统计学分析。

倒置相差显微镜下显示的细胞形态如图1a所示，P2MSCs生长状态好， 胞体呈明显的长梭形，与邻近细胞之间边界清晰，呈鱼群样排列；而P10MSCs 生长状态较差，胞体呈不规则形，细胞多铺展，立体感消失，边界模糊，胞 浆颗粒感明显。

如图1b所示，对细胞的形态学进行统计分析发现，与P2MSCs相比， P10MSCs的表面积明显增加而长宽比显著降低。

SA-β-gal染色结果如图1c所示，P10MSCs中蓝染细胞数目明显多于 P2MSCs。经统计学分析发现，与P2MSCs相比，P10MSCs中SA-β-gal阳性 率明显增加，说明P10MSCs中衰老细胞显著增多。因此，我们后续的实验 将以P2MSCs作为年轻细胞，P10MSCs作为复制衰老细胞。

图1d为实时荧光定量PCR检测年轻与衰老MSCs中衰老相关因子P16^INK4a和Rb1mRNA表达水平的结果，其中年轻MSCs中P16^INK4a和Rb1的相对表达量 为1，衰老MSCs中P16^INK4a和Rb1的表达量分别为8.2和2.4，说明衰老MSCs中 衰老相关因子P16^INK4a和Rb1mRNA的表达水平明显上调。

实施例2衰老MSCs的糖代谢水平及HK1表达的检测

2.1葡萄糖消耗量的检测

以3.5×10³个细胞/孔的密度将细胞接种于96孔板，37℃，5％CO₂细胞恒温培 养箱培养。待细胞贴壁生长后，弃上清，加DMEM/F-12培养原液50μl/孔，24h后 收集细胞培养液。收集的培养液，室温，1200prm，离心3min，弃沉淀，收集上 清于新EP管中待测。具体操作流程见表6：

表6葡萄糖消耗量检测操作流程

混匀，37℃水浴5min，酶标仪测定各孔吸光度值(505nm)。

2.2乳酸水平的检测

收集细胞培养液上清，方法同葡萄糖消耗量检测。具体操作流程见表7：

表7乳酸水平检测操作流程

混匀，ddH₂O调零，测定各管吸光度值(530nm，1cm光径)。

2.3ATP含量的检测

300～500μl热ddH₂O重悬收集的细胞团，热水浴(90～100℃)匀浆破碎后，沸 水中加热10min，取出后立即漩涡混匀1min，待测。操作流程见表8：

表8ATP含量检测流程

混匀，于室温下静置5min，波长636nm，酶标仪测定吸光度值。

2.4ECAR水平的检测

以8×10⁴个细胞/孔的密度将细胞接种于96孔板，37℃，5％CO₂恒温培养箱培 养；次日，按照ECAR检测实验说明书进行药物处理，设置3个重复孔。将96孔板 置于无CO₂的37℃恒温孵箱中孵育3h，上机检测3～4h。将检测到的时间荧光信号 进行线性回归处理，计算斜率，进行统计学分析。

2.5年轻与衰老MSCs中HK1表达的检测

实时定量荧光PCR方法检测年轻与衰老MSCs中HK1的表达，方法同1.5。

引物设计与合成委托生工生物工程(上海)股份有限公司完成，具体序 列如表9所示：

表9实时定量荧光PCR方法检测引物组

结果如图2a所示，年轻MSCs的相对葡萄糖消耗量为1，衰老MSCs的葡萄糖 消耗量为0.46。结果说明衰老MSCs的葡萄糖消耗量明显低于年轻MSCs。

图2b所示为细胞外液的乳酸水平，年轻MSCs的相对乳酸水平为1，衰老MSCs 的乳酸水平为0.42。结果反映了衰老MSCs分泌乳酸的能力减弱，说明了衰老细胞 的糖酵解水平降低。

结果如图2c所示，年轻MSCs的相对ATP含量为1，衰老MSCs的ATP含量为 0.56。结果说明了衰老MSCs的能量产生低于年轻MSCs。

图2d所示为细胞外泌酸率，年轻MSCs的相对ECAR值为1，衰老MSCs的 ECAR值为0.78。结果反映了衰老MSCs的糖酵解水平降低。

图2e为实时荧光定量PCR检测年轻与衰老MSCs中HK1表达水平的结果， 其中年轻MSCs中HK1的相对表达量为1，而衰老MSCs中HK1的相对表达量 为0.7。可以看出，随着衰老的发生，HK1的表达逐渐降低。

实施例3以慢病毒为例：慢病毒转染衰老MSCs以获得改良的衰老 MSCs

3.1构建改良的衰老MSCs(高表达HK1的衰老MSCs)

3.1.1委托上海吉凯基因化学技术有限公司构建滴度、稳定表达HK1的 慢病毒GV358，得到HK1慢病毒载体。所得HK1慢病毒载体病毒滴度为 2.5E+8，HK1的表达量是转染前的3倍左右。

3.1.2确定最佳感染复数(即MOI值)

将HK1慢病毒载体分别以1、25、50、75和100梯度MOI值感染衰老 MSCs，48h后感染效率超过80％且细胞毒性最小的MOI值(MOI＝75)为最 佳MOI值，用于后续实验。

3.2确定构建稳定高表达HK1的衰老MSCs

3.2.1将HK1慢病毒载体以MOI＝75来感染步骤1.2中培养得到的衰老 MSCs，感染72h(LV-HK1)，并设置阴性对照组(LV-Vector)：LV-Vector 为转染携带对照序列的慢病毒，培养72h。

3.2.2通过实时荧光定量PCR检测慢病毒感染后与阴性对照组相比，过 表达组中HK1的表达增高倍数。

检测结果如图3a和图3b所示，由图3a可以看出按照不同MOI 值感染携带HK1的慢病毒后，各组衰老MSCs中均有绿色荧光蛋白 表达，且MOI值为75时，绿色荧光蛋白表达最强，细胞毒性最小。 由图3b可以看出慢病毒感染72h后，过表达组与阴性对照组中均有 绿色荧光蛋白表达；与阴性对照组相比，过表达组中HK1的表达量 提高2.9倍。说明衰老MSCs感染慢病毒后其HK1能够稳定高表达。

实施例4改良的衰老MSCs的糖代谢水平及衰老检测

4.1检测过表达HK1对细胞糖代谢水平的影响

4.1.1检测基因水平变化

改良的衰老MSCs(LV-HK1)：按照MOI值为75，将携带HK1的慢 病毒载体感染步骤1.2培养的衰老MSCs(P10MSCs)感染72h，得到HK1 表达量为提高3倍的改良的衰老MSCs(P10MSCs)。

4.1.2检测细胞葡萄糖消耗量

结果如图4a所示，与LV-Vector组相比，LV-HK1组的葡萄糖消耗量上 调了1.6倍左右。说明改良的衰老MSCs葡萄糖消耗量明显上调。

4.1.3检测细胞ATP含量

结果如图4b所示，过表达HK1后，衰老MSCs的ATP含量上调了6 倍左右。相对于阴性对照组而言，改良的衰老MSCs的ATP含量显著上调。

4.1.4检测细胞乳酸水平

结果如图4c所示，与LV-Vector组相比，LV-HK1组的细胞乳酸水平上 调了1.5倍左右。说明改良的衰老MSCs的乳酸水平明显上调。

4.1.5检测细胞ECAR水平

结果如图4d所示，过表达HK1后，衰老MSCs的ECAR水平上调了 1.5倍左右。相对于阴性对照组而言，改良的衰老MSCs的ECAR水平显著 上调。

4.2检测过表达HK1对细胞衰老的影响

4.2.1通过倒置相差显微镜观察细胞形态学特点并进行统计分析

结果如图4e所示，与LV-Vector组相比，LV-HK1组细胞呈长梭形，立 体感增强，边界清晰。如图4f所示，对两组细胞的形态进行统计学分析发 现，LV-HK1组的细胞表面积下调3倍而长宽比上调了2倍。说明了改良的 衰老MSCs的细胞形态呈现“年轻态”的变化。

4.2.2通过SA-β-gal染色检测细胞衰老情况

如图4g所示，LV-HK1组中的蓝染细胞数目明显减少，SA-β-gal阳性率 下调了2倍左右。由图可以看出，相对于阴性对照组而言，改良的衰老MSCs 的衰老情况得以改善。

4.2.3通过RT-qPCR检测衰老相关因子的表达

如图4h所示，通过实时荧光定量检测衰老相关因子P16^INK4a和Rb1的 表达，发现LV-HK1组中P16^INK4a和Rb1的表达分别下调了1.25和1.67倍。 说明相对于阴性对照组而言，改良的衰老的MSCs中衰老相关因子的表达明 显下调。

以上所述仅是本发明的优选实施方式，应当指出，对于本技术领域的普 通技术人员来说，在不脱离本发明原理的前提下，还可以做出若干改进和润 饰，这些改进和润饰也应视为本发明的保护范围。

序列表

<110> 吉林大学

<120> 己糖激酶1在延缓衰老中的应用

<160> 8

<170> SIPOSequenceListing 1.0

<210> 1

<211> 23

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 1

ggagattact gccctggctc cta 23

<210> 2

<211> 24

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 2

gactcatcgt actcctgctt gctg 24

<210> 3

<211> 19

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 3

aacactttcg gtcgtaccc 19

<210> 4

<211> 18

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 4

gtcctcgcag ttcgaatc 18

<210> 5

<211> 22

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 5

catgctagca gctgttcttt ac 22

<210> 6

<211> 22

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 6

agtttgccta tatcagcaca gt 22

<210> 7

<211> 19

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 7

ttaacaggaa tggggagcc 19

<210> 8

<211> 20

<212> DNA

<213> 人工序列(Artificial Sequence)

<400> 8

ctggaccgac acacagtcaa 20

Claims (2)

1.己糖激酶1在制备延缓骨髓间充质干细胞衰老的药品中的应用。

2.根据权利要求1所述的应用，其特征在于，所述己糖激酶1通过提高细胞糖酵解水平来延缓骨髓间充质干细胞衰老。

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