CN109156350B - 一种抗风桐繁芽与生根培养基及促进抗风桐离体快速繁殖的方法 - Google Patents

Abstract

本发明公开了一种抗风桐繁芽与生根培养基及促进抗风桐离体快速繁殖的方法。本发明以抗风桐带芽茎段为外植体，探讨了培养基的种类、不同的植物生长调节剂、培养时间以及活性炭对抗风桐植物组织培养繁殖的影响，建立了一套完整的抗风桐芽体繁殖与生根诱导同步化的植物组织培养技术方案，有效地缩短了抗风桐组培苗繁育的周期，为抗风桐的大规模工业化生产提供技术支撑以及为抗风桐的种质保存提供基础并填补了抗风桐的在植物组织培养快繁技术方面的空白。

Description

一种抗风桐繁芽与生根培养基及促进抗风桐离体快速繁殖的 方法

技术领域：

本发明属于植物组织培养技术领域，具体涉及一种抗风桐繁芽与生根培养基及促进抗风桐离体快速繁殖的方法。

背景技术：

抗风桐(Pisonia grandis)为紫茉莉科(Nyctaginaceae)腺果藤属(Pisonia)常绿乔木，别名白避霜花、麻枫桐或无刺藤；抗风桐广泛分布在西印度群岛和东太平洋的珊瑚岛。在我国，主要分布在台湾、海南的西沙群岛以及岛湾等沿海地区。抗风桐为常绿无刺乔木，高达14m，树干直径30～50cm，最大可达87cm。西沙群岛地处北纬15°46′～17°08′，东经111°11′～112°54′之间，气候条件基本特征为高温高湿，降水较多，干湿季分明，热带气旋、暴风雨、干旱等灾害性天气影响频繁。抗风桐作为西沙群岛森林植被的建群种或常见种，不但生长速度快，易繁殖，且具有耐强光、干旱和贫瘠等热带珊瑚岛礁环境的生态适应性，适合用作热带珊瑚岛礁或类似环境的植被恢复工具种。另外，有研究表明抗风桐的叶片中含有抗糖尿病成分及抗菌成分，具有一定的经济价值和市场前景。

目前国内外对抗风桐的研究主要集中在形态学、药用价值、植物化学成分分析、菌根分析以及生态生物学特性等方面，对抗风桐的繁殖方面研究较少。抗风桐的主要繁殖方式为扦插繁殖与种子繁殖。抗风桐的果实细小，具有分泌粘液的腺毛，可以粘附在鸟羽上或者附在枯枝上随着洋流传播到其他地方。目前，还未有针对于抗风桐的植物组织培养快繁技术。

发明内容：

本发明的目的在于提供一种抗风桐繁芽与生根培养基及促进抗风桐离体快速繁殖的方法。

为实现上述目的，本发明采取的技术方案为：

本发明的抗风桐繁芽与生根培养基，每升含有AC 0～1.6g、BA 0.5～2.0mg、NAA 0～0.5mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，其余为MS培养基。

所述的抗风桐繁芽与生根培养基优选为：每升含有BA 1.0mg、NAA 0.1～0.5mg、蔗糖30g和琼脂7g，其余为MS培养基。

所述的抗风桐繁芽与生根培养基优选为：每升含有AC 1.6g、BA 1.0mg、蔗糖30g和琼脂7g，其余为MS培养基。

本发明的抗风桐繁芽与生根培养基中的植物生长素种类及含量很好地配合了抗风桐植株的具体生长需要，显著提高了抗风桐的繁殖倍率、生根率以及移栽成活率。

本发明的另一个目的是提供一种促进抗风桐离体快速繁殖的方法，包括以下步骤：

(1)无菌芽体的获得：取抗风桐健康枝条的茎段，剪去多余的叶片，取长1.5～3cm并带有1个侧芽的茎段为外植体；将外植体进行消毒处理后接种于无菌芽体诱导培养基上培养，培养条件为：(25±1)℃、光照时间12h/d、光照强度1500～2000lx，外植体腋芽萌发获得丛生芽；将丛生芽接种于新的无菌芽体诱导培养基上相同条件下进行继代培养，获得无菌芽体；

所述的无菌芽体诱导培养基为：每升含有BA 1.0mg、NAA 0.1mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，其余为MS培养基；

(2)繁芽与生根培养：将步骤(1)的无菌芽体切成单个芽体接种于所述的抗风桐繁芽与生根培养基上培养，培养条件为：(25±1)℃、光照时间12h/d、光照强度1500～2000lx，培养60～90d获得抗风桐组培苗；

(3)组培苗移栽：将抗风桐组培苗炼苗后移栽到基质中，浇水保湿，获得栽培苗。

所述的将外植体进行消毒处理后接种于无菌芽体诱导培养基上培养具体为：在无菌条件下将外植体放入1g/L的升汞溶液浸泡消毒8min，无菌水漂洗4～5次，在无菌滤纸上晾干外植体表面的水分并切除两端后，接种于无菌芽体诱导培养基上培养。

所述的基质优选为河沙、黄泥和泥炭土按照体积比为1:1:1混合而成的基质。

与现有技术相比，本发明的技术方案具有以下有益效果：

1、用于无菌体系建立的培养基1(即无菌芽体诱导培养基)中，以MS培养基为基本培养基并添加了1.0mg/L BA与0.1mg/L NAA，诱导抗风桐外植体腋芽萌发，诱导抗风桐丛生芽的形成并建立了抗风桐的无菌体系。

2、用于探讨不同培养时间以及培养基对抗风桐繁芽与生根的影响的培养基2和3中，分别以WPM培养基、MS培养基为基本培养基，还添加有1.0mg/L BA、0.1mg/L NAA、30g/L蔗糖以及7g/L琼脂，并在培养30～90d统计抗风桐的芽体繁殖倍数、生根率与愈伤组织诱导率，确定了抗风桐组织培养过程中最佳的基本培养基为MS培养基，培养周期为60d；

3、用于不同浓度、种类的植物生长调节剂对抗风桐离体茎段的繁芽与生根诱导的影响的培养基4～15中，基于上一步骤的结果为依据，以MS培养基为基本培养基，还单独添加0.5～2.0mg/L BA或1.0mg/L KT、同时添加BA与NAA或TDZ组合、同时添加BA、NAA和TDZ组合，30g/L蔗糖和7g/L琼脂，培养60d后，以抗风桐的芽体增殖倍数、生根率、愈伤组织诱导率为指标，确定了抗风桐组培苗诱导的最适的抗风桐繁芽与生根培养基的配方为：每升含有BA 1.0mg、NAA 0.1～0.5mg、蔗糖30g和琼脂7g，其余为MS培养基；

4、用于探讨不同浓度的活性炭(AC)与植物生长调节剂对抗风桐芽体的繁芽与生根的影响的培养基16～31中，以MS培养基为基本培养基，还单独添加了1.0mg/L BA、1.0mg/L IBA以及1.0mg/L BA与0.1mg/L NAA组合、0～2.5g/L活性炭(AC)、30g/L蔗糖以及7g/L琼脂。以抗风桐的芽体增殖倍数、生根率、生根系数、愈伤组织诱导率为指标，确定了抗风桐芽体繁殖与组培苗诱导的最优的活性炭与植物生长调节剂的组合为1.6g/L AC+1.0mg/L BA，最适的抗风桐繁芽与生根培养基的配方为：每升含有AC 1.6g、BA 1.0mg、蔗糖30g和琼脂7g，余量为MS培养基；并获得了叶片翠绿舒展，长势良好的抗风桐组培苗。

5、用于探讨不同来源的抗风桐组培苗对其炼苗后的移栽成活率的影响的基质中，基质为河沙、黄泥、泥炭土以体积比为1：1：1的比例进行混合而成。移栽40d后统计来源于添加了活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗的移栽成活率高于不添加活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗的移栽成活率，他们的移栽成活率分别为88.9％与80.0％，移栽成活的抗风桐组培苗长势均良好。

6、通过文献报道与前期的试验结果了解到抗风桐很容易生根，因此，在本次的试验中，通过繁芽与生根同时诱导，以探讨最适的既可用于繁芽，又可用于生根的培养基，明显地缩短了抗风桐的植物组织培养繁育时间。

7、通过不同的处理，解决了抗风桐的在组织培养过程中的容易产生愈伤组织的缺点，极大的提高了所繁育的抗风桐组培苗的质量。

8、通过添加活性炭等处理，发现活性炭在抗风桐的离体组织培养过程中，对抗其繁芽与生根均有一定的消极影响，揭示了活性炭既可以吸附芽，又可以吸附根的特性。但是所获得的植株叶片翠绿，长势良好。这为今后其它植物在组织培养过程中是否选择使用活性炭以及其用量提供一个参考。

发明人在本发明的前期工作过程中发现抗风桐的芽体易于生根从而形成组培苗，基于此，本发明以抗风桐带芽茎段为外植体，探讨了培养基的种类、不同的植物生长调节剂、培养时间以及活性炭对抗风桐植物组织培养繁殖的影响，建立了一套完整的抗风桐芽体繁殖与生根诱导同步化的植物组织培养技术方案，有效地缩短了抗风桐组培苗繁育的周期，为抗风桐的大规模工业化生产提供技术支撑以及为抗风桐的种质保存提供基础并填补了抗风桐的在植物组织培养快繁技术方面的空白。

附图说明：

图1为抗风桐无菌苗建立培养效果图。

图2为基部既长愈伤又长根的抗风桐组培苗效果图。

图3为在添加了活性炭、1.0mg/L BA和0.1mg/L NAA的培养基(培养基27)上诱导形成的抗风桐组培苗效果图。

图4为在添加了1.0mg/L BA与0.1mg/LNAA的培养基(培养基18)上诱导形成的抗风桐组培苗效果图。

图5为在不添加活性炭、但是添加了1.0mg/L IBA的培养基(培养基19)上诱导生根的植株效果图。

图6为添加活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗的移栽成活效果图。

图7为添加活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗移栽后获得的栽培苗效果图。

具体实施方式：

为更好的说明本发明的目的、技术方案和优点，下面结合具体实施例对本发明作进一步说明，而不是对本发明的限制。

在本文中，英文缩略词的含义如下：

KT：激动素；

BA：6-苄基氨基嘌呤；

NAA：萘乙酸；

IBA：吲哚丁酸；

AC：活性炭；

BA，即6-苄基腺嘌呤，是一种广泛使用的添加于植物生长培养基的细胞分裂素，具有抑制植物叶内叶绿素、核酸、蛋白质的分解，保绿防老；将氨基酸、生长素、无机盐等向处理部位调运等多种效能，广泛用在农业、果树和园艺作物从发芽到收获的各个阶段；在植物的离体快繁中可促进细胞分裂和由愈伤组织或器官上分化不定芽，同时有助于使腋芽由顶端优势的抑制下解放出来。

NAA，即萘乙酸，是一种广谱型植物生长调节剂，在植物离体培养过程中用于诱导细胞的分裂和根的分化，同时可影响茎和节的伸长、向性、顶端优势、叶片脱落等现象。

KT，即激动素，是人工合成的细胞分裂素。可以促进细胞分化、分裂、生长，促进细胞分裂，愈伤组织或器官上分化不定芽。

IBA，即吲哚丁酸，是植物内源生长素，在植物离体快繁过程中用于促进细胞分裂与细胞生长，诱导形成不定根，农业生产上可增加座果，防止落果，改变雌、雄花比率等。

AC，既活性炭。活性炭在植物组织培养中常常是为了吸附植物的有害泌出物，但是活性炭对物质的吸附选择性很低，它同时也能吸附某些植物的必须化合物。

术语：

术语“离体”是指为了各种研究目的生物体的一部分摘出和游离于生物体外的状态。

术语“外植体”是指在继代培养时，移入新的培养基培养的组织切段。在本发明中，“外植体”具体是指抗风桐的带腋芽茎段。

在本发明实施例中，MS培养基的成分如下表1所示：

表1.MS培养基的组成成分

WPM培养基的成分如下表2所示：

表2：WPM培养基的组成成分

如无特殊说明，本发明实施例中促进抗风桐离体快速繁殖的方法中所涉及的培养基及基质分别按照下述方法进行制备：

(1)配制1L MS培养基：准确称取表1中所述的各种化合物，加适量蒸馏水溶解，用玻璃棒搅拌促溶，用NaOH调pH至6.0，最后用蒸馏水定容到1L。

(2)配制1L WPM培养基：准确称取表2中所述的各种化合物，加适量蒸馏水溶解，用玻璃棒搅拌促溶，用NaOH调pH至6.0，最后用蒸馏水定容到1L。

(3)配制实施例1的用于无菌体系建立的培养基：准确称取BA 1.0mg/l、NAA0.1mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(1)所制备的MS培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(1)所制备的MS培养基定容到1L；121℃灭菌20min备用。

(4)配制实施例2的用于探讨不同培养时间以及培养基对抗风桐繁芽与生根的影响的培养基：以MS培养基作为基本培养基时：准确称取BA 1.0mg、NAA 0.1mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(1)所制备的MS培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(1)所制备的MS培养基定容到1L；以WPM培养基作为基本培养基时：准确称取BA 1.0mg、NAA0.1mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(2)所制备的WPM培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(2)所制备的WPM培养基定容到1L；121℃灭菌20min备用。

(5)配制实施例3的用于不同浓度、种类的植物生长调节剂对抗风桐离体茎段的繁芽与生根诱导的影响的培养基：若单独添加BA或KT：准确称取BA 0.5～2.0mg或KT 1.0mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(1)所制备的MS培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(1)所制备的MS培养基定容到1L；若同时添加BA与NAA或TDZ组合：准确称取BA 1.0～2.0mg、NAA 0.1～0.5mg或TDZ 0.5～2.0mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(1)所制备的MS培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(1)所制备的MS培养基定容到1L；若同时添加BA、NAA和TDZ组合：准确称取BA 0.5mg、NAA 0.1mg、TDZ 0.1mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(1)所制备的MS培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(1)所制备的MS培养基定容到1L；121℃灭菌20min备用。

(6)配制实施例4的用于不同浓度的活性炭(AC)与植物生长调节剂对抗风桐芽体的繁芽与生根的影响的培养基：若单独添加BA或IBA：准确称取活性炭(AC)0～2.5g、BA 0～1.0mg或IBA 0～1.0mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(1)所制备的MS培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(1)所制备的MS培养基定容到1L；若同时添加BA和NAA组合：准确称取活性炭(AC)0～2.5g、BA 1.0mg、NAA 0.1mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，加适量步骤(1)所制备的MS培养基溶解，用玻璃棒搅拌促溶，最后用步骤(1)所制备的MS培养基定容到1L；121℃灭菌20min备用。

(7)配制实施例5的基质：按照河沙：黄泥：泥炭土体积比为1：1：1的比例进行混合。

如无特殊说明，以下实施例1～4的培养条件均为：(25±1)℃、光照时间12h/d、光照强度1500～2000lx。

实施例1：无菌体系的建立

试验设置仅1组(试验组1)，试验组1的培养基为培养基1(即无菌芽体诱导培养基)，培养基1的配方为：每升含有BA 1.0mg、NAA 0.1mg、蔗糖30g和琼脂7g，其余为MS培养基。

2016年7月，取抗风桐带芽茎段进行抗风桐无菌体系建立试验，具体步骤如下：

(1)外植体的选择：取抗风桐健康枝条的茎段，剪去多余的叶片，取长1.5～3cm并带有1个侧芽的茎段为外植体。

(2)表面消毒：在超净工作台上将外植体放入0.1g/L的升汞溶液浸泡消毒8min，无菌水漂洗4～5次，在无菌滤纸上晾干外植体表面的水分。

(3)接种：在无菌滤纸上切除茎段两端后，接种于培养基1中培养，培养30d后统计被细菌污染的外植体数占接种外植体数的40.2％，而未染菌的外植体腋芽开始萌发，开始形成丛生芽。将该所得的丛生芽接种于同配方的新的培养基1中进行继代培养，培养30d后可获得较多的无菌芽体(图1)，可用于下步试验。

实施例2：不同培养时间以及培养基对抗风桐繁芽与生根的影响

试验设置1～6组(试验组1～6)，试验组1～3的培养基均为培养基2，试验组4～6的培养基均为培养基3(具体配方见表3)，分别在培养30d、60d、90d的时候进行统计抗风桐的芽体增殖倍数、生根率以及芽体基部切口处的愈伤组织诱导率。

具体步骤如下：

(1)将实施例1的无菌芽体切成单个芽体分别接种于试验组1～6的培养基内，每个瓶接种芽体3个，每个试验组接种10瓶。

(2)分别在培养30d、60d与90d的时候统计其芽体增殖倍数、生根率与愈伤组织诱导率(图2)，以探讨草海桐最适的基本培养基种类与培养周期(见表4)。每个处理接种30个芽体。

(3)间隔15d后重复该试验两次。

芽体增殖倍数＝接种30d、60d或90d后的总芽数/接种时的总芽数；生根率＝(接种30d、60d或90d后出现生根的芽体数/接种时的芽体数)×100％；愈伤组织诱导率＝(接种30d、60d或90d后产生愈伤的芽体数/接种时的芽体数)×100％。采用上述方法进行抗风桐的丛芽诱导，所得到的结果如表4。

表3.培养基2和3的配方

表4.培养时间与基本培养基对抗风桐繁芽增殖、生根诱导及其愈伤组织诱导的影响

组别	培养时间(d)	培养基	芽体增殖倍数	生根率(％)	愈伤组织诱导率(％)
						试验组1	30	培养基2	2.13±0.04c	9.62±1.67d	25.73±2.94b
试验组2	60	培养基2	3.58±0.04b	26.47±3.75c	72.00±4.04a
						试验组3	90	培养基2	3.63±0.03b	29.08±3.11c	78.59±1.38a
试验组4	30	培养基3	2.34±0.06c	15.34±2.45d	13.02±1.46d
						试验组5	60	培养基3	4.63±0.24a	37.67±1.48b	45.94±2.55b
试验组6	90	培养基3	4.71±0.24a	45.56±1.55a	49.62±1.65b

注：同一列中不同小写字母表示有显著差异(P＜0.05)

由表4可知：

将芽体接种于表4的培养基中发现：当基本培养基的种类一定，培养时间不同时，芽体增殖倍数、生根率与愈伤组织诱导率随着培养时间的延长而增加，当培养延长至60d～90d时，芽体增殖倍数与愈伤组织诱导率差异不显著。但在基本培养基为MS培养基的培养基中，培养90d生根率比培养60d的时候高，但在基本培养基为WPM培养基的培养基中的生根率则无明显差异。基于抗风桐在组培条件下生长缓慢，需要较长的培养周期，但当培养时间延长至90d后，培养基中的营养逐渐耗尽，因此部分老叶开始出现黄化的现象，并伴随着生根率的增加的现象，最优的抗风桐培养周期为60d。

当培养为60d时，不同种类的基本培养基对芽体增殖倍数、生根率以及愈伤组织诱导率具有不同的诱导效果。相较于WPM培养基而言，MS培养基诱导的芽体增殖倍数与生根率显著高于WPM培养基所诱导的，但是WPM培养基更容易诱导较多芽体的基部产生愈伤化，且芽体叶片紧缩，部分玻璃化，整体长势较差。因此MS培养基较WPM培养基更适合用于抗风桐的培养。

综上所述，抗风桐的最优培养周期为60d，最适基本培养基为MS培养基。

实施例3：不同浓度、种类的植物生长调节剂对抗风桐离体茎段的繁芽与生根诱导的影响

试验设置1～12组(试验组1～12)，试验组1～12的培养基分别为培养基4～15(具体配方见表5)，以不添加任何植物生长调节剂的试验组1为空白对照组；

具体步骤如下：

(1)从实施例1的无菌芽体中切下单个芽体分别接种于试验组1～12的培养基内，每个瓶子接种3个芽体，每个试验组接种10瓶。

(2)在培养60d后获得抗风桐组培苗，统计抗风桐的芽体增殖倍数、生根率与愈伤组织诱导率。

(3)间隔15d后重复该试验两次。

芽体增殖倍数＝接种60d后的总芽数/接种时的总芽数；生根率＝(接种60d后出现生根的芽体数/接种时的芽体数)×100％；愈伤组织诱导率＝(接种60d后产生愈伤的芽体数/接种时的芽体数)×100％。

采用上述方法进行探讨不同种类、浓度的植物生长调节剂及其组合对抗风桐茎的芽繁殖与生根的影响，所得到的结果如表6所示：

表5.培养基4～15的配方

表6.不同植物生长调节剂对抗风桐繁芽增殖、生根诱导及其愈伤组织诱导的影响

注：同一列中不同小写字母表示有显著差异(P＜0.05)

由表6可知：

将抗风桐的芽体接种在添加不同植物生长调节剂的培养基上，培养60d后统计观察发现：

对芽体增殖倍数而言，不添加任何植物生长调节剂的空白培养基(培养基4)中，芽体增殖倍数最低，单独添加BA或者BA与NAA配合使用时的芽体增殖倍数较高，且芽体增殖倍数随着BA浓度的升高而增加。而添加了TDZ的芽体愈伤组织严重，叶片明显皱缩，芽体增殖倍数较低，与单独添加KT时的芽体增殖倍数差异不显著，但均高于空白对照组。

BA与NAA配合使用时具有较高的生根率。当BA浓度一定时，生根率随着NAA浓度的升高而增加。抗风桐的生根能力较强，在不添加任何植物生长调节剂的培养基或者时添加了细胞分裂素(BA、KT、TDZ)的培养基中也能形成根。当NAA浓度一定时，生根率与BA浓度呈负相关。生根率随着细胞分裂素浓度的增加而降低。

抗风桐芽体基部切口处也极易形成黄褐色水浸状的愈伤组织。高浓度的BA与TDZ配合使用时对其愈伤组织的诱导效率最高，BA与NAA配合使用的次之。低浓度的BA或者KT对愈伤组织的诱导与不添加任何植物生长调节剂的空白培养基(培养基4)相比差异不显著。严重的愈伤组织出现会影响芽体的繁芽与叶片的舒展，当高浓度的BA与TDZ配合使用时所产生的严重的愈伤组织甚至会导致部分芽体死亡。

综合芽体增殖倍数、生根率、愈伤组织诱导率及其芽体的长势情况，最适的抗风桐繁芽与生根培养基的配方为：每升含有BA 1.0mg、NAA 0.1～0.5mg、蔗糖30g和琼脂7g，其余为MS培养基。

实施例4：不同浓度的活性炭(AC)与植物生长调节剂对抗风桐芽体繁芽与生根的影响

试验设置1～16组(试验组1～16)，试验组1～16的培养基分别为培养基16-31(具体配方见表7)，以不添加任何植物生长调节剂与活性炭的试验组1为空白对照组。

具体试验步骤如下：

(1)取实施例1的无菌芽体，在无菌条件下切成单芽体并分别接种到培养基16～31中。

(2)每个瓶接种芽体3个，每个处理10瓶。培养60d后获得抗风桐组培苗，观察记录其生长情况并统计抗风桐芽体的芽体增殖倍数、生根率、生根系数及其愈伤组织诱导率(图3-5)。

(3)间隔15d后重复该试验两次。

芽体增殖倍数＝接种60d后的总芽数/接种时的总芽数；生根率＝(接种60d后出现生根的芽体数/接种时的芽体数)×100％；生根系数＝接种60d后的总根数/生根的植株数；

愈伤组织诱导率＝(接种60d后产生愈伤的芽体数/接种时的芽体数)×100％。

采用上述方法进行探讨不同浓度的活性炭(AC)与植物生长调节剂对抗风桐芽体繁芽与生根的影响，所得到的结果如表8所示：

表7.培养基16～31的配方

表8.不同浓度的活性炭(AC)与植物生长调节剂对抗风桐芽体繁芽与生根的影响

注：同一列中不同小写字母表示有显著差异(P＜0.05)

由表8可知：抗风桐在不添加任何植物生长调节剂的空白培养基(培养基16)中培养时，均能够进行繁芽与生根。在不添加活性炭，而只是添加植物生长调节剂的情况下，单独添加BA有助于抗风桐的芽体繁殖，而不利于生根率的诱导，但是在生根系数上差异不显著。在BA与NAA配合使用时，不但具有较高的芽体繁殖倍数，而且生根率也较高，而单独添加IBA时，虽然也有助于抗风桐的繁芽繁殖，但IBA主要是诱导抗风桐芽体获得较高的生根率与生根系数。

活性炭对抗风桐的繁芽与生根均具有显著的消极影响。在只单独添加活性炭而不添加任何植物生长调节剂时，抗风桐的芽体繁殖倍数、生根率以及生根系数均低于空白对照组。

在同时添加活性炭与植物生长调节剂时，当植物生长调节剂相同时，活性炭的浓度越高，对抗风桐的繁芽与生根抑制作用越强。当活性炭的浓度达1.6g/L及以上时则差异不显著。

值得提及的是，抗风桐在培养过程中均容易产生愈伤组织，从而影响抗风桐的芽体繁殖与生根。在添加活性炭后，抗风桐的愈伤组织产生率显著降低，最低可降至为1.74。由此可知，活性炭的添加，虽然影响给抗风桐的芽体繁殖与生根产生消极的影响，但是可以显著抑制抗风桐芽体基部切口处产生的愈伤组织，并且所诱导的组培苗叶片翠绿，枝条健壮，长势良好。因此，最适的活性炭与植物生长调节剂的组合为1.6g/L AC+1.0mg/L BA，最适的抗风桐繁芽与生根培养基的配方为：每升含有AC 1.6g、BA 1.0mg、蔗糖30g和琼脂7g，余量为MS培养基。

实施例5：不同来源的组培苗对抗风桐组培苗移栽成活率的影响

试验设置1～2组(试验组1和2)。试验组1为不添加活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗(实施例4的试验组2培养60d得到的抗风桐组培苗)，试验组2为添加活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗(实施例4的试验组11培养60d得到的抗风桐组培苗)，分别将组培苗经过炼苗后，移栽到基质中，以探讨不同培养基来源的组培苗对其移栽成活率的影响。基质均以河沙、黄泥和泥炭土按照体积比为1：1：1混合而成，并提前将基质装入育苗袋中(9×9cm)。

具体实验步骤如下：

(1)分别取不添加活性炭的培养基来源的长势良好的抗风桐组培苗(实施例4的试验组2培养60d得到的抗风桐组培苗)与添加了活性炭的培养基来源的长势良好的抗风桐组培苗(实施例4的试验组11培养60d得到的抗风桐组培苗)，均将其所在的育苗瓶的瓶盖拧松，并置于室外进行炼苗5～7d，使瓶子中的组培苗初步适应外界的环境。

(2)将经过炼苗后的抗风桐组培苗从育苗瓶中取出，在自来水中小心清洗组培苗根系上附着的培养基。

(3)将清洗后的组培苗分别移栽到提前装有基质(河沙、黄泥、泥炭土体积比为1：1：1)的育苗袋内，每袋移栽一株，每个处理移栽100株。

(4)浇足定根水，每天的早晚采用喷雾的方法保持土壤湿润。

(5)移栽40d后获得栽培苗，分别统计不同来源的抗风桐组培苗的移栽成活率与长势。

在移栽40d后统计发现：在不添加活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗的移栽成活率为80.0％，而在添加了活性炭的培养基来源的抗风桐组培苗的移栽成活率为88.89％，并且叶片翠绿，长势良好(图6-7)。由此可知活性炭虽然对抗风桐芽体的繁殖与生根具有消极作用，但是可以改善抗风桐组培苗的生长状况，提高抗风桐组培苗的移栽成活率。

最后所应当说明的是，以上实施例仅用以说明本发明的技术方案而非对本发明保护范围的限制，尽管参照较佳实施例对本发明作了详细说明，本领域的普通技术人员应当理解，可以对本发明的技术方案进行修改或者等同替换，而不脱离本发明技术方案的实质和范围。

Claims (6)

1.一种抗风桐繁芽与生根培养基，其特征在于，每升含有AC 0～1.6g、BA 1.0mg、NAA 0～0.5mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，其余为MS培养基。

2.根据权利要求1所述的抗风桐繁芽与生根培养基，其特征在于，所述的抗风桐繁芽与生根培养基为：每升含有BA 1.0mg、NAA 0.1～0.5mg、蔗糖30g和琼脂7g，其余为MS培养基。

3.根据权利要求1所述的抗风桐繁芽与生根培养基，其特征在于，所述的抗风桐繁芽与生根培养基为：每升含有AC 1.6g、BA 1.0mg、蔗糖30g和琼脂7g，其余为MS培养基。

4.一种促进抗风桐离体快速繁殖的方法，其特征在于，包括以下步骤：

(1)无菌芽体的获得：取抗风桐健康枝条的茎段，剪去多余的叶片，取长1.5～3cm并带有1个侧芽的茎段为外植体；将外植体进行消毒处理后接种于无菌芽体诱导培养基上培养，培养条件为：(25±1)℃、光照时间12h/d、光照强度1500～2000lx，外植体腋芽萌发获得丛生芽；将丛生芽接种于新的无菌芽体诱导培养基上相同条件下进行继代培养，获得无菌芽体；

所述的无菌芽体诱导培养基为：每升含有BA 1.0mg、NAA 0.1mg、蔗糖25～35g和琼脂6.5～7.5g，其余为MS培养基；

(2)繁芽与生根培养：将步骤(1)的无菌芽体切成单个芽体接种于权利要求1、2或3所述的抗风桐繁芽与生根培养基上培养，培养条件为：(25±1)℃、光照时间12h/d、光照强度1500～2000lx，培养60～90d获得抗风桐组培苗；

(3)组培苗移栽：将抗风桐组培苗炼苗后移栽到基质中，浇水保湿，获得栽培苗。

5.根据权利要求4所述的促进抗风桐离体快速繁殖的方法，其特征在于，所述的将外植体进行消毒处理后接种于无菌芽体诱导培养基上培养具体为：在无菌条件下将外植体放入1g/L的升汞溶液浸泡消毒8min，无菌水漂洗4～5次，在无菌滤纸上晾干外植体表面的水分并切除两端后，接种于无菌芽体诱导培养基上培养。

6.根据权利要求4所述的促进抗风桐离体快速繁殖的方法，其特征在于，所述的基质为河沙、黄泥和泥炭土按照体积比为1:1:1混合而成的基质。

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