CN105343514B - 一种治疗高原病的中药组合物及其制备方法 - Google Patents
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Abstract
本发明提供一种治疗高原病的中药组合物，所述中药组合物由以下质量份数的各组分组成：黄芪5‑7份、百合2‑4份、枸杞2‑4份、黄精2‑4份、陈皮1‑3份、红景天0.8‑1.2份。本发明的中药组合物切合高原病以气虚为主，兼夹血瘀、阴虚为证候核心的基础上，由黄芪、百合、红景天、枸杞等6味中药（均为药食两用或保健中药）组成，具有益气活血，健脾润肺，滋阴补肾等功效，能够提高高原低氧环境的适应能力。
Description
技术领域
本发明涉及一种治疗高原病的中药组合物及其制备方法。
背景技术
随着高原旅游热的兴起，进入高海拔低氧环境地区的人越来越多，高原病的发病率有逐年增加的趋势，因此市场上急需能够治疗高原病的药物。
发明内容
本发明提供了一种治疗高原病的中药组合物，对高原病具有很好的治疗效果。
本发明提供了一种治疗高原病的中药组合物，所述中药组合物由以下质量份数的各组分组成：黄芪5-7份、百合2-4份、枸杞2-4份、黄精2-4份、陈皮1-3份、红景天0.8-1.2份。
作为优选，所述中药组合物由以下质量份数的各组分组成：黄芪6份、百合3份、枸杞3份、黄精3份、陈皮2份、红景天1份。在此配方下中药组合物中总多糖保留率和醇浸出物保留率最高。
本发明还提供上述中药组合物的制备方法，是将黄芪、百合、枸杞、黄精、陈皮、红景天混合后，先水提再超滤得到的。
作为优选，所述水提的工艺条件为：加水量为原料药的16-20倍，提取次数2-3次，提取时间1.5-2.5小时。
作为优选，所述超滤的工艺条件为：膜孔径50-100nm，操作压强0.10-0.15MPa，滤过温度25-45℃。
本发明还提供一种药物，所述药物的有效成分为权利要求1或2所述的中药组合物。
本发明的中药组合物切合高原病以气虚为主，兼夹血瘀、阴虚为证候核心的基础上，由黄芪、百合、红景天、枸杞等6味中药(均为药食两用或保健中药)组成，具有益气活血，健脾润肺，滋阴补肾等功效，用于提高高原低氧环境的适应能力，能够防治高原肺、脑水肿，保护主要脏器、提高机体免疫能力，调节高原低氧环境肠道菌群平衡及对肠黏膜屏障具有保护作用。
在本发明的中药组合物中，黄芪，甘，微温，补气升阳，补脑益卫，为补气之要药；百合，滋阴润脑，镇静安神；陈皮，具有理气健脾的作用；红景天，甘，苦，平，具有益气，活血化瘀，通脉平喘的作用。四药配伍，大补元气而强脑，活血通脉而化瘀，补气为先，气壮乃可推动血液运行，防止瘀血内停；同时卫气强方可固摄血脉，使水液循行于脉中，防止津液外渗而成痰饮，从而达到防治高原肺、脑水肿的效果。
附图说明
附图用来提供对本发明的进一步理解，并且构成说明书的一部分，与本发明的实施例一起用于解释本发明，并不构成对本发明的限制。在附图中：
图1为肺常规HE染色图；其中，A为空白组，B为模型组，C为中药组合物低剂量组，D为中药组合物中剂量组，E为中药组合物高剂量组；
图2为脑常规HE染色图；其中，A为空白组，B为模型组，C为中药组合物低剂量组，D为中药组合物中剂量组，E为中药组合物高剂量组。
图3为小肠常规HE染色图；其中，A为空白组，B为模型组，C为中药组合物低剂量组，D为中药组合物中剂量组，E为中药组合物高剂量组；
图4为结肠常规HE染色图；其中，A为空白组，B为模型组，C为中药组合物低剂量组，D为中药组合物中剂量组，E为中药组合物高剂量组；
具体实施方式
以下的实施例便于更好地理解本发明，但并不限定本发明。下述实施例中的实验方法，如无特殊说明，均为常规方法。下述实施例中所用的试验材料，如无特殊说明，均为自常规生化试剂商店购买得到的。
实施例1
本发明的中药组合物的配方如下：
黄芪6g、百合3g、枸杞3g、黄精3g、陈皮2g、红景天1g。
本发明的中药组合物的制备方法如下：
将黄芪6g、百合3g、枸杞3g、黄精3g、陈皮2g、红景天1g混合，加水量为原料药重量的20倍，提取2.5小时，提取3次；之后，在操作压强0.10MPa、膜孔径100nm、滤过温度45℃的条件下进行超滤，得到本发明的中药组合物。总多糖保留率为：95.50％，醇浸出物保留率为98.60％。
实施例2
本发明的中药组合物的配方如下：
黄芪5g、百合2g、枸杞2g、黄精2g、陈皮1g、红景天0.8g。
本发明的中药组合物的制备方法如下：
将黄芪6g、百合3g、枸杞3g、黄精3g、陈皮2g、红景天1g混合，加水量为原料药重量的16倍，提取1.5小时，提取3次；之后，在操作压强0.15MPa、膜孔径50nm、滤过温度25℃的条件下进行超滤，得到本发明的中药组合物。
实施例3
本发明的中药组合物的配方如下：
黄芪7g、百合4g、枸杞4g、黄精4g、陈皮3g、红景天1.2g。
本发明的中药组合物的制备方法如下：
将黄芪6g、百合3g、枸杞3g、黄精3g、陈皮2g、红景天1g混合，加水量为原料药重量的12倍，提取2.5小时，提取2次；之后，在操作压强0.20MPa、膜孔径10nm、滤过温度35℃的条件下进行超滤，得到本发明的中药组合物。
实施例4
本发明的中药组合物的配方如下：
黄芪6g、百合2g、枸杞2g、黄精3g、陈皮1g、红景天0.9g。
本发明的中药组合物的制备方法如下：
将黄芪6g、百合3g、枸杞3g、黄精3g、陈皮2g、红景天1g混合，加水量为原料药重量的20倍，提取2.0小时，提取1次；之后，在操作压强0.15MPa、膜孔径100nm、滤过温度35℃的条件下进行超滤，得到本发明的中药组合物。
实施例5
一、正交试验法优选本发明中药组合物的最佳提取工艺
1总多糖和醇溶性浸出物的测定
1.1总多糖的含量测定
1.1.1供试品溶液的制备：将不同工艺条件下的水提液离心，上清液浓缩至药液比1∶2.5。精密吸取浓缩液5mL于离心管中，加无水乙醇使含醇量为30％，低温静置24h后离心，上清加无水乙醇使含醇量为80％，低温静置24h后离心，沉淀用纯水溶解定容至100mL量瓶中，摇匀，精密吸取0.7mL稀释定容至25mL量瓶中，摇匀，即得。
1.1.2对照品溶液的制备：精密称定葡萄糖对照品8.52mg置于25mL量瓶中，加纯水溶解定容至刻度，摇匀，得对照品储备液。分别精密吸取0.5、1.0、2.0、3.0、4.0、5.0mL稀释定容至10mL容量瓶，得系列对照品溶液。
1.1.3线性关系的考察：分别精密吸取系列对照品溶液和储备液1mL于不同具塞试管中，精密加入5％苯酚液1mL、体积分数83.3％硫酸溶液6mL，摇匀后于沸水浴加热10min，取出，冷却至室温，以随行试剂为空白，在490nm处进行测定。以吸光度(A)对葡萄糖浓度(C，mg/mL)进行线性回归，得回归方程A＝6.1848C+0.0111，r＝0.9999，结果表明，葡萄糖在0.0169～0.3391mg/mL范围内与吸光度线性关系良好。
1.1.4总多糖含量测定：精密吸取总多糖供试品溶液1mL，按“2.1.3”项下方法测定吸光度，用回归方程计算，即得。
1.2 80％醇溶性浸出物测定
精密吸取“2.1.1”项下不同工艺条件所得浓缩液5mL于离心管中，加无水乙醇使含醇量为80％，静置24h后离心，取上清于恒重蒸发皿中，水浴挥干溶剂，105℃干燥至恒重，即得。
2提取工艺试验
2.1正交优化试验：取经室温真空干燥后的处方药材9份，每份4倍处方量，采用L9(34)正交表安排试验，以提取次数(A)、提取时间(B)、加水量(C)为考察因素，以总多糖提取量和醇浸出物量为指标，用综合加权评分法对其进行评价(总多糖提取量-醇浸出物量的权重系数为0.7∶0.3)，试验设计与结果见表1，方差分析见表2。
表1 提取工艺正交试验设计与结果
表2 提取工艺方差分析
由上述直观分析结果可知，各因素的作用主次为C(加水量)＞A(提取次数)＞B(提取时间)，方差分析结果显示，因素A和C有显著性差异。取各因素较高水平组合得最佳提取工艺为：共提取3次，提取时间2.5h，加水量20倍。
2.2提取工艺验证试验：取同一批处方药材3份，每份72倍处方量，按优选的工艺条件进行提取，分别取部分提取液按“2.1”及“2.2”项下方法操作，测定总多糖提取量和醇浸出物量，结果见表3。
表3 提取工艺验证试验结果
由表3可知，按综合加权评分法所得工艺提取时，总多糖提取量和醇浸出物量均高于正交试验结果中的数据，且重复性良好，表明该提取工艺稳定可靠。
3超滤工艺试验
3.1正交优化试验：影响超滤效果的工艺参数主要有分子截留量(膜孔径)、操作压强、滤过温度、浓缩程度等，鉴于现有工业用陶瓷超滤膜滤过效率较高，本文在超滤前对提取液不再浓缩。将“2.2”项下每批剩余水提液平均分为3份，采用L9(34)正交表安排试验，以膜孔径(A)、操作压强(B)和滤过温度(℃)为考察因素，以总多糖、醇浸出物保留率为指标，用综合加权评分法对其进行评价。考虑到当大分子多糖保留较好时，小分子的醇浸出物亦能达到较高的保留率，故将总多糖、醇浸出物保留率的权重系数分别定为0.9、0.1，试验设计与结果见表4，方差分析见表5。
表4 超滤工艺正交试验设计与结果
| 试验号 | A膜孔径/<u>n</u>m | B操作压强/<u>MPa</u> | C滤过温度/℃ | D空白 | 总多糖保留率/％ | 醇浸出物保留率/％ | 综合评分 |
| 1 | 100(1) | 0.10(1) | 25(1) | (1) | 71.64 | 86.76 | 93.55 |
| 2 | 100(1) | 0.15(2) | 35(2) | (2) | 66.20 | 83.41 | 86.80 |
| 3 | 100(1) | 0.20(3) | 45(3) | (3) | 65.36 | 86.20 | 86.13 |
| 4 | 50(2) | 0.10(1) | 35(2) | (3) | 76.95 | 88.94 | 100.00 |
| 5 | 50(2) | 0.15(2) | 45(3) | (1) | 69.83 | 86.36 | 91.38 |
| 6 | 50(2) | 0.20(3) | 25(1) | (2) | 54.04 | 79.45 | 72.14 |
| 7 | 10(3) | 0.10(1) | 45(3) | (2) | 70.39 | 84.67 | 91.84 |
| 8 | 10(3) | 0.15(2) | 25(1) | (3) | 57.95 | 80.55 | 76.84 |
| 9 | 10(3) | 0.20(3) | 35(2) | (1) | 52.93 | 78.18 | 70.69 |
| K<sub>1</sub> | 88.83 | 95.13 | 80.84 | 85.20 | |||
| K<sub>2</sub> | 87.84 | 85.00 | 85.83 | 83.59 | |||
| K<sub>3</sub> | 79.79 | 76.32 | 89.78 | 87.66 | |||
| R | 9.04 | 18.81 | 8.94 | 4.06 |
表5 超滤工艺方差分析
| 误差来源 | 偏差平方和 | 自由度 | P值 | 显著性 |
| A | 147.400 | 2 | 5.868 | P＞0.05 |
| B | 531.672 | 2 | 21.166 | P＜0.05 |
| C | 120.473 | 2 | 4.796 | P＞0.05 |
| D(误差) | 25.119 | 2 |
由直观分析结果可知，各因素对超滤效果的作用主次为B(操作压强)＞A(膜孔径)＞C(滤过温度)，方差分析结果显示，因素B有显著性差异。取各因素较高水平组合得最佳超滤工艺为：膜孔径100nm，操作压强0.10MPa，滤过温度45℃。
3.2超滤工艺验证试验：取180倍处方量药材，按最优提取工艺进行提取，将水提液平均分为3份，分别按最优超滤工艺进行超滤，测定超滤前后总多糖提取量和醇浸出物量，进一步计算得到对应保留率，结果见表6。
表6 超滤工艺验证试验结果
| 批次 | 总多糖保留率/％ | 醇浸出物保留率/％ |
| 1 | 94.51 | 98.39 |
| 2 | 95.16 | 98.52 |
| 3 | 96.84 | 98.88 |
由表6可知，按综合加权评分法所得最佳工艺超滤时，总多糖和醇浸出物的保留率均高于优化试验中的任何一组，且重复性较好，表明得到的超滤工艺切实可行。
二、本发明的中药组合物对高原低氧小鼠肺、脑、肠损伤及免疫功能的影响研究
1实验材料
1.1动物
选择SPF级昆明小鼠63只，雌雄各半，6～8周龄，体质量20±2g，由甘肃中医药大学科研实验动物中心提供，动物合格证号：SCXK(甘)2011-0001。
按照临床用量换算，分别将本实施例中按照最优提取工艺制备的中药组合物以蒸馏水配制为混悬液：低剂量(0.35mg/mL)、中剂量(0.70mg/mL)、高剂量(0.14mg/mL)，4℃保存。
2实验方法
2.1分组、给药及造模
小鼠适应性饲养3天，常规饮食，自由饮水。采用随机数字表法将小鼠分为空白对照组、模型组、中药组合物低、中、高剂量组。每组12只。各组按相应剂量每日灌胃给药1次。空白组及模型组给予等体积蒸馏水。连续给药14d。第15日开始，每日灌胃30min后，除空白组外，各组小鼠置低压低氧动物实验舱内进行减压低氧暴露：以10m/s速度上升至3000m停留5min；同样速度上升至4500m停留3min；再以10m/s速度上升至6000m，低氧暴露连续72h，空白组小鼠在常氧环境中饲养。低氧暴露后连同空白组小鼠一起测定相关指标。
2.2指标测定
2.2.1对小鼠进舱前后一般情况的观察
观察动物在进舱前后饮食、饮水情况，动物活动状态，毛发颜色等改变。
2.2.2体质量测定
进舱前和处死前用电子天平分别检测每组每只小鼠体质量。
2.2.3肠道细菌检测
小鼠处死前收集新鲜体外粪便，称取100mg，加入1mL双蒸水制备成菌液，接种于液体培养基无氧培养24h。之后接种环取一环接种于载玻片进行菌液涂片，革兰氏染色，油镜下观察记录。选取视野，计数200个细菌，计录球菌、杆菌百分比。
2.2.4各脏器指数测定
小鼠处死后，摘取脑、肺、心、肾、脾脏、胸腺剥离干净，分别用电子天平准确称重，分别计算脏器指数。脏器指数＝各脏器重量(mg)/体质量(g)。
2.2.5肺、脑抗氧化功能的测定
称量组织100g，用生理盐水按1∶9的比例稀释，用研磨器制备10％匀浆，采用普通离心法(转速为3000r/min)离心10min，用微量加样枪吸取上清液到提前标记好的5mL塑料试管中待用。
肺、脑组织SOD活性的测定按照试剂盒说明进行，在560nm处测定各管的吸光度值，计算SOD的活性。组织蛋白含量测定采用Brodford蛋白浓度测定试剂盒进行测定，按照试剂盒说明操作。肺、脑组织MDA含量检测按照试剂盒操作说明进行，在532nm处测定各管的吸光度值。计算MDA含量。肺、脑组织T-AOC活性检测按照试剂盒操作说明进行，在520nm处测定各管的吸光度值。计算T-AOC活性。
其中，1、抗氧化能力(T-AOC)测定试剂盒，货号：A015，规格：100T/50样，生产批号：20150602，4℃-8℃保存，常温运输，生产公司：南京建成生物工程研究所；
2、超氧化物歧化酶(SOD)测定试剂盒，货号A015，规格：100T/50样，生产批号：20150602，4℃-8℃保存，常温运输，生产公司：南京建成生物工程研究所；
3、丙二醛(MDA)测定试剂盒，货号：A003-1，规格：100T/96样，生产批号：20150617，4℃-8℃保存，常温运输，生产公司：南京建成生物工程研究所；
4、组织蛋白含量(BCA)测定试剂盒，试剂盒名称：Brodford蛋白浓度测定试剂盒，生产批号：20150505，生产公司：北京索莱宝科技有限公司。
2.2.6脾脏T淋巴细胞转化实验
小鼠处死后用75％酒精浸泡5min，用无菌剪刀剪开皮肤，暴露腹腔，分离脾脏。无菌取出脾脏，吸取5mL无菌PBS液冲洗2次，置于盛有1mL PBS(pH＝7.2)液的无菌培养皿中，用剪刀剪碎，用无菌注射器针芯轻轻将脾磨碎。经200目筛网过滤，过滤于无菌培养皿中，用微量移液器移入无菌离心管中，静置10min后离心(4℃，1000r/min)10min，弃上清。用PBS液洗涤2次，最后加入1mL含有10％小牛血清的RPMI1640培养液悬浮脾淋巴细胞，用台盼蓝染色计数，调节细胞悬液浓度为5×106mL。
将制备好的脾淋巴细胞悬液置于96孔培养板中，分别设Con A刺激组和对照组。Con A刺激组：100μL脾细胞悬液与10μL Con A(终浓度为5μg/mL)；对照组：100μL脾细胞悬液与10μL含血清RPMI 1640培养液。37℃、5％CO2的培养箱中培养68h后每孔加入20μL MTT(终浓度为5mg/mL)，继续培养4h，每孔加入100μL二甲基亚砜(DMSO)溶解，用摇床振荡混匀。于酶标仪波长570nm处读取各孔OD值。
计算淋巴细胞转化OD值＝实验组OD值-对照组OD值
刺激指数(SI，％)＝实验组OD值÷空白组OD值。
2.2.7血清IL-6和IL-10检测
眼球取血，室温静置1h后，3000r/min离心5min，用微量加样枪吸取血清，按照ELISA试剂盒说明书操作。于酶标仪波长450nm处测定各孔OD值。以标准品浓度为横坐标，绘制标准曲线，求出线性方程。IL-10方程为Y＝0.002X+0.151。将各测定样品的OD值分别代入方程求出相对应的IL-10浓度。IL-6方程为Y＝0.006X+0.197。将各测定样品的OD值分别代入方程求出相对应的IL-6浓度。
2.2.8肺、脑、小肠、结肠组织病理改变观察
取右肺上叶、脑的皮质区、小肠回盲部(3CM)、结肠肠管(3CM)，生理盐水漂洗干净，4％多聚甲醛固定，常规石蜡包埋，苏木精-伊红(HE)染色，光镜下观察病理变化。
HE切片于400倍镜下计数炎症细胞数，计数范围由目镜测微尺划定。每组分别观察5例标本，每例标本3个视野。计数方格内的炎症细胞数，取平均值。炎症细胞包括淋巴细胞、单核巨噬细胞和中性粒细胞等。淋巴细胞体积小，胞核深染，圆形或椭圆形，胞浆淡染且极少，形似裸核。单核巨噬细胞胞体较大，胞浆丰富，细胞核呈马蹄形或不规则。中性粒细胞胞核呈分叶状或杆状，以分叶状为主，胞浆淡染者。
2.2.10统计学方法
SPSS17.0统计软件进行分析。计量资料以
表示，各组间比较采用单因素方差分析，组间两两比较采用Dunnett-t检验，P＜0.05表示差异有统计学意义。计数资料各组间比较采用秩和检验。
3结果
3.1对小鼠进舱前后一般情况观察
各组动物在进舱前正常饮食、饮水，活动正常，毛色平整、光泽。进舱后，动物活动明显减少，表现为呆滞无神或静卧不动，尤其以模型组为主，进食、进水明显减少，毛发散乱、无光泽，蜷卧聚团，呼吸明显加快、加深。与模型组比较，黄芪高、中剂量组饮食、饮水尚可，精神状态较好，活动增多。
3.2体质量变化
由表7可知，动物进舱前、后体质量于各组间比较均无明显差异(P＞0.05)。与空白组比较，模型组动物体质量下降明显(P＜0.05)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组体质量增加(P＜0.05或P＜0.01)。
表7各组小鼠进舱前后体质量比较
| 组别 | n | 进舱前 | 处死前 | 体质量变化 |
| 空白组 | 10 | 28.28±1.57 | 30.3±1.68 | 2.02±0.48 |
| 模型组 | 11 | 27.65±1.04 | 28.39±1.19 | 0.73±0.29** |
| 低剂量组 | 10 | 28.28±1.62 | 29.29±1.58 | 1.01±0.39 |
| 中剂量组 | 11 | 28.54±1.22 | 29.73±1.28 | 1.19±0.36*<sup>▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 29.13±1.76 | 30.57±1.39 | 1.44±0.41**<sup>▲▲</sup> |
与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
3.3对肠道菌群的影响
由表8可知，与空白组相比，各干预组球菌百分比均增高，杆菌百分比均降低(P＜0.05)。与模型组相比，各干预组球菌百分比均降低，杆菌百分比均增高(P＜0.05)。高剂量组比较无差异(P＞0.05)。
表8 动物肠道球菌、杆菌百分比(％)
与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
3.4对各脏器指数的影响
表9 肺、肾、心、脑脏器指数的比较
| 组别 | n | 肺 | 肾 | 心 | 脑 |
| 空白组 | 10 | 7.27±1.07 | 8.82±1.90 | 4.79±0.94 | 10.66±1.04 |
| 模型组 | 11 | 12.62±1.52** | 13.81±1.82** | 7.64±1.03** | 15.17±1.50** |
| 低剂量组 | 10 | 11.27±1.68** | 12.56±1.80** | 6.98±0.91** | 14.87±1.46** |
| 中剂量组 | 11 | 10.33±1.05*<sup>▲</sup> | 11.30±2.34*<sup>▲</sup> | 5.63±0.92*<sup>▲</sup> | 13.87±0.97* |
| 高剂量组 | 10 | 8.53±1.32*<sup>▲▲</sup> | 10.28±2.33*<sup>■▲</sup> | 5.39±1.16*<sup>▲</sup> | 12.77±1.05*<sup>▲</sup> |
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表9可知，与空白组比较，模型组肺指数明显升高(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组肺指数均下降(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组肾指数明显升高(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组肾指数均下降(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组心指数明显升高(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组心指数均下降(P＜0.05)。
与空白组比较，模型组脑指数明显升高(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪高剂量组脑指数均下降(P＜0.05)。
表10 胸腺、脾脏指数的比较
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表10可知，与空白组比较，模型组脾指数明显降低(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组脾指数均升高(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组胸腺指数明显降低(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组胸腺脾指数均升高(P＜0.05或P＜0.01)。
3.5肺、脑抗氧化功能的测定
表11 各组肺SOD、MDA、T-AOC活性的变化
| 组别 | n | 肺SOD(U/mg) | 肺MDA(<u>nmol</u>/mg) | 肺T-AOC(U/mg) |
| 室白组 | 10 | 176.60±16.93 | 14.24±3.41 | 5.71±1.10 |
| 模型组 | 11 | 119.65±20.29** | 23.37±3.60** | 2.06+0.76** |
| 低剂量组 | 10 | 129.48±25.70* | 21.84+3.31** | 2.92±1.24* |
| 中剂量组 | 11 | 140.55±17.61*<sup>▲</sup> | 18.96±2.66*<sup>▲</sup> | 3.69±1.21<sup>▲▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 165.89±24.59<sup>▲▲</sup> | 16.10±3.52*<sup>▲</sup> | 4.83±1.06<sup>▲▲</sup> |
注：与空白组比较，*P＜0.05,**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表11可知，与空白组比较，模型组肺SOD活性明显降低(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组肺SOD活性均升高(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组肺MDA含量明显升高(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组肺MDA含量均降低(P＜0.05)。
与空白组比较，模型组肺T-AOC活性明显降低(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组肺T-AOC活性均升高(P＜0.01)。
表12 各组脑SOD、MDA、T-AOC活性的变化
| 组别 | n | 脑SOD(U/mg) | 脑MDA(<u>nmol</u>/mg) | 脑T-AOC(U/mg) |
| 空白组 | 10 | 110.50±9.84 | 3.27±0.64 | 1.12±0.22 |
| 模型组 | 11 | 71.65±7.01** | 5.69±0.67** | 0.51±0.15** |
| 低剂量组 | 10 | 80.99±7.97** | 5.01±0.72** | 0.68±0.19** |
| 中剂量组 | 11 | 87.98±6.78**<sup>▲</sup> | 4.22±0.77**<sup>▲</sup> | 0.84±0.18*<sup>▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 98.96±8.69<sup>▲▲</sup> | 3.75±0.76<sup>▲▲</sup> | 0.97±0.19<sup>▲▲</sup> |
注：与空白组比较，*P＜0.05,**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表12可知，与空白组比较，模型组脑SOD活性明显降低(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组脑SOD活性均升高(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组脑MDA含量明显升高(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组脑MDA含量均降低(P＜0.05)。
与空白组比较，模型组脑T-AOC活性明显降低(P＜0.01)。与模型组比较，黄芪中、高剂量组脑T-AOC活性均升高(P＜0.01)。
3.6T淋巴细胞转化实验
表13 T淋巴细胞转化实验吸光度及SI刺激指数
| 组别 | n | OD值 | SI(％) |
| 空白组 | 10 | 0.096±0.008 | 100 |
| 模型组 | 11 | 0.038±0.004** | 40.09±5.97** |
| 低剂量组 | 10 | 0.047±0.004* | 48.63±5.71** |
| 中剂量组 | 11 | 0.085±0.009<sup>▲▲</sup> | 90.35±12.55<sup>▲▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 0.044±0.005* | 47.28±6.88** |
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表13可知，与空白组比较，模型组T淋巴细胞转化能力及刺激指数均明显降低(P＜0.01)，与模型组比较，中剂量组T淋巴细胞转化能力及刺激指数均升高(P＜0.01)。
根据胸腺、脾脏指数检测结果，表明黄芪颗粒中剂量组对缺氧所致胸腺、脾脏指数下降的干预作用最明显，体现保护免疫器官的意义。从组织器官水平到细胞水平，结果一致。
3.7血清IL-6、IL-10检测结果
表14 血清IL-6、IL-10检测结果
| 组别 | n | IL-6 | IL-10 |
| 空白组 | 10 | 12.56±1.54 | 17.40±3.58 |
| 模型组 | 11 | 19.36±2.31** | 9.31±3.15** |
| 低剂量组 | 10 | 17.25±1.90** | 11.50±3.46** |
| 中剂量组 | 11 | 13.84±2.04<sup>▲▲</sup> | 15.68±3.30**<sup>▲▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 16.18±2.03**<sup>▲</sup> | 12.91±4.25**<sup>▲</sup> |
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表14可知，与空白组比较，模型组血清IL-6含量明显上升(P＜0.01)。与模型组相比，黄芪中、高剂量组血清IL-6含量均下降(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组血清IL-10含量明显下降(P＜0.01)。与模型组相比，黄芪中、高剂量组血清IL-10含量均上升(P＜0.05或P＜0.01)。
3.8肺、脑、小肠、结肠组织病理形态观察
3.8.1肺常规HE染色
病理评分方法：每组动物做10例标本，每例标本取5个高倍镜视野观察，以损伤最严重的视野计分。观察指标：包括肺毛细血管扩张、出血、肺间质增宽、白细胞浸润、肺泡扩张程度或断裂。按照肺组织结构损伤程度自轻至重分为5个等级：0分，肺血管、间质、肺泡及支气管正常；1分，间质及肺泡出血水肿范围＜25％，肺间质轻度增宽；2分，间质轻度增宽，肺泡腔出血水肿范围25％～50％，炎细胞少量浸润，肺泡轻度扩张程度或断裂；3分，间质中度增宽，肺泡腔出血水肿范围50％～75％，炎细胞浸润明显，肺泡明显扩张或断裂，局部有肺萎陷；4分，间质显著增宽，肺泡腔出血水肿范围＞75％，炎细胞浸润明显，肺泡显著扩张，断裂，出现明显肺气肿，局部有肺萎陷。具体结果参见表15和图1。
表15 肺病理评分及炎细胞计数(个/视野)
| 组别 | n | 病理评分 | 炎细胞计数 |
| 空白组 | 10 | 0.9±0.87 | 2.57±1.98 |
| 模型组 | 11 | 3.5±0.70** | 21.8±6.02** |
| 低剂量组 | 10 | 3±0.94* | 18.13±5.38** |
| 中剂量组 | 11 | 2.3±0.94*<sup>▲</sup> | 13.86±3.04**<sup>▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 1.5±0.70*<sup>▲▲△</sup> | 8.06±2.18*<sup>▲▲</sup> |
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表15和图1可知，与空白组比较，模型组及各干预组存在不同程度肺毛细血管扩张、出血、肺间质增宽、白细胞浸润、肺泡扩张或断裂现象，病理评分均增高(P＜0.05或P＜0.01)。模型组表现为广泛肺水肿，红细胞渗出，炎细胞浸润。同时肺泡间隔增厚或断裂，出现明显肺气肿，局部有肺萎陷。与模型组比较，中、高剂量组、病理评分均下降(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组及各干预组肺组织平均每视野的炎性细胞数量均增多(P＜0.05或P＜0.01)。在炎细胞中，以淋巴细胞为主，其次为单核巨噬细胞，中性粒细胞较少，偶见浆细胞或嗜碱性粒细胞。与模型组比较，中、高剂量组肺组织平均每视野的炎性细胞数均减少(P＜0.05)。炎细胞种类未见明显变化。
3.8.2脑常规HE染色病理变化观察
评分方法：每组动物做10例标本，每例标本取5个高倍镜视野观察，以损伤最严重的视野计分。评分标准：正常(1分)，胶质细胞增生(2分)，点状变性(3分)，点状坏死(4分)，灶状变性(4分)，灶状坏死(5分)，片状变性(5分)，片状坏死(6分)，弥漫性变性(6分)，弥漫性坏死(7分)。结果参见表16和图2。
表16 脑病理评分及炎细胞计数(
个/视野)
| 空白组 | 10 | 1.80±0.91 | 2.07±1.68 |
| 模型组 | 11 | 5.00±1.33** | 15.46±3.39** |
| 低剂量组 | 10 | 4.80±1.22** | 14.26±4.06** |
| 中剂量组 | 11 | 4.3±1.49*<sup>▲</sup> | 12.86±2.89**<sup>▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 3.6±1.17*<sup>▲▲</sup> | 11.66±3.13**<sup>▲</sup> |
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表16和图2可知，与空白组比较，模型组及各干预组存在不同程度脑实质变性或坏死，同时伴有胶质细胞增生，炎细胞浸润现象。病理评分均增高(P＜0.05或P＜0.01)。模型组表现为变性或坏死灶较多，胶质细胞增生较明显，炎细胞浸润。与模型组比较，中、高剂量组病理评分均下降(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组及各干预组脑组织平均每视野的炎性细胞数量均明显增多(P＜0.01)。在炎细胞中，以淋巴细胞为主，其次为胶质细胞，中性粒细胞少见。与模型组比较，中、高剂量组脑组织平均每视野的炎性细胞数量均减少(P＜0.05)。炎细胞种类未见明显变化。
3.8.3小肠常规HE染色病理变化观察
评分方法：每组动物做10例标本，每例标本取5个高倍镜视野观察，以损伤最严重的视野计分。按照小肠组织结构损伤程度自轻至重分为5个等级：0分：正常，绒毛基本完整，无细胞变性坏死、无炎细胞浸润；1分：粘膜下和(或)固有层轻度分离；2分：粘膜下和(或)固有层中度分离，或粘膜下和肌肉层水肿。3分：粘膜下和(或)固有层重度分离，或粘膜下和肌肉层严重水肿，明显扩张充血，局部绒毛脱落，肠腺排列较乱。炎性细胞浸润。4分：肠绒毛消失，肠腺排列紊乱，炎细胞大量浸润。具体结果参见表17和图3。
表17 小肠病理评分及炎细胞计数(
个/视野)
| 组别 | n | 病理评分 | 炎细胞计数 |
| 空白组 | 10 | 0.70±0.67 | 4.07±2.12 |
| 模型组 | 11 | 3.10±0.99** | 15.93±3.30** |
| 低剂量组 | 10 | 2.80±1.13** | 15.6±2.97** |
| 中剂量组 | 11 | 2.30±1.33*<sup>▲</sup> | 13.26±2.34**<sup>▲</sup> |
| 高剂量组 | 10 | 2.10±0.94*<sup>▲▲</sup> | 10.93±3.67<sup>*▲</sup> |
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表17和图3可知，与空白组比较，模型组及各干预组存在不同程度小肠粘膜上皮变性或坏死、脱落，同时伴有肠腺排列紊乱。粘膜下和(或)固有层分离，炎细胞浸润现象。病理评分均增高(P＜0.05或P＜0.01)。模型组表现为粘膜上皮广泛变性、坏死、脱落，肠绒毛消失，肠腺排列明显紊乱，炎细胞浸润。与模型组比较，中、高剂量组病理评分均下降(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组及各干预组小肠组织平均每视野的炎性细胞数量均增多(P＜0.05或P＜0.01)。在炎细胞中，以淋巴细胞为主，其次为单核巨噬细胞，中性粒细胞偶见。与模型组比较，中、高剂量组小肠组织平均每视野的炎性细胞数量均减少(P＜0.05)。炎细胞种类未见明显变化。
3.8.4结肠常规HE染色病理变化观察
评分标准：0分：正常，粘膜上皮排列整齐，结构基本完整，无细胞变性坏死、无炎细胞浸润；1分：粘膜上皮轻度水肿，或粘膜下层轻度充血、水肿；2分：粘膜上皮中度水肿、脱落，少量肠腺排列紊乱；或固有层有充血、水肿，炎细胞浸润。或粘膜下层有充血、水肿；3分：粘膜上皮重度水肿、脱落，肠腺排列紊乱；固有层充血、水肿明显，炎细胞浸润。粘膜下层充血、水肿；4分：粘膜上皮大片脱落、坏死。肠腺排列显著紊乱；固有层充血、水肿明显，大量炎细胞浸润。粘膜下层充血水肿明显。具体结果参见表18和图4。
表18 结肠病理评分及炎细胞计数(
个/视野)
| 组别 | n | 病理评分 | 炎细胞计数 |
| 空白组 | 10 | 0.80±0.78 | 4.28±2.16 |
| 模型组 | 11 | 3.30±0.67** | 16.4±3.97** |
| 低剂量组 | 10 | 2.8±1.03** | 15.86±3.37** |
| 中剂量组 | 11 | 2.5±1.08*<sup>▲</sup> | 14.4±2.02** |
| 高剂量组 | 10 | 1.90±0.99*<sup>▲▲</sup> | 11.33±2.96**▲ |
注：与空白组比较，*P＜0.05，**P＜0.01；与模型组比较，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。
由表18和图4可知，与空白组比较，模型组及各干预组存在不同程度结肠粘膜上皮变性或坏死、脱落，同时伴有肠腺排列紊乱，固有层或粘膜下层有充血、水肿，炎细胞浸润现象。病理评分均增高(P＜0.05或P＜0.01)。模型组表现为粘膜上皮变性、坏死、脱落明显，肠腺排列紊乱，固有层及粘膜下层充血、水肿明显，且有炎细胞浸润。与模型组比较，中、高剂量组病理评分均下降(P＜0.05或P＜0.01)。
与空白组比较，模型组及各干预组结肠组织平均每视野的炎性细胞数量均明显增多(P＜0.01)。在炎细胞中，以淋巴细胞为主，其次为单核巨噬细胞，中性粒细胞偶见。与模型组比较，高剂量组结肠组织平均每视野的炎性细胞数量均减少(P＜0.05)。炎细胞种类未见明显变化。
最后应说明的是：以上所述仅为本发明的优选实施例而已，并不用于限制本发明，尽管参照前述实施例对本发明进行了详细的说明，对于本领域的技术人员来说，其依然可以对前述各实施例所记载的技术方案进行修改，或者对其中部分技术特征进行等同替换。凡在本发明的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明的保护范围之内。
Claims (5)
1.一种治疗高原病的中药组合物，其特征在于：所述中药组合物由以下质量份数的各组分组成：黄芪5-7份、百合2-4份、枸杞2-4份、黄精2-4份、陈皮1-3份、红景天0.8-1.2份。
2.根据权利要求1所述的中药组合物，其特征在于：所述中药组合物由以下质量份数的各组分组成：黄芪6份、百合3份、枸杞3份、黄精3份、陈皮2份、红景天1份。
3.权利要求1或2所述的中药组合物的制备方法，其特征在于：是将黄芪、百合、枸杞、黄精、陈皮、红景天混合后，先水提再超滤得到的。
4.根据权利要求3所述的方法，其特征在于：所述水提的工艺条件为：加水量为原料药的16-20倍，提取次数2-3次，提取时间1.5-2.5小时。
5.根据权利要求3所述的方法，其特征在于：所述超滤的工艺条件为：膜孔径50-100nm，操作压强0.10-0.15MPa，滤过温度25-45℃。
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