CN105297456A - 一种改性涤纶材料的制备方法 - Google Patents
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Abstract
本发明公开了一种改性涤纶材料的制备方法，具体步骤为：1)将已经构建好的携带有具有亲水性和负电荷多肽的基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌细胞，并诱导培养数小时；2)收集并破碎细胞，纯化后获得具有亲水性和带强负电性的第一多肽F1、第二多肽F4或第三多肽F8，并配制成功能多肽水溶液；3)将涤纶经氢氧化钠处理后用去离子水清洗，再浸入功能多肽水溶液中，加入交联剂4℃过夜反应，得改性涤纶材料。通过本发明的方法制备出的改性涤纶属于血液相容性材料，具有优异的表面亲水性和负电荷性，可以制备应用于与血液直接接触的植入物，能够降低对细胞的伤害，利于内皮化，阻止蛋白沉积和血细胞聚集而造成血栓堵塞，有利于组织愈合和抗凝固。
Description
技术领域
本发明涉及一种应用于血液接触的涤纶材料的制备方法，具体涉及一种表面引入具有亲水性和负电荷多肽的涤纶材料的制备方法。
背景技术
我国每年因心脑血管疾病死亡的人数有数百万，约以30％的比例逐年增加，因此，血管移植已成为关注的热点。人造血管是目前临床上最为紧缺的医疗器械，其中小口径人工血管的移植还是临床空白，即便是中、大口径人工血管，在我国产品也非常稀少，国产产品每年的使用比例非常小，只有20％左右。保守估计，全球每年超过200万(约60万人小口径)，我国每年约百万患者需要进行血管移植，所以研制具有自主知识产权的新型人工血管材料尤其重要。
目前，人工血管使用的原料主要为涤纶和聚四氟乙烯这两种合成高分子材料，由涤纶(Dacron)纤维织成的管状人工血管己应用于临床，如治疗主动脉瘤、主动脉狭窄等，成功用于大血管置换。另一种国内外临床上应用广泛的大口径人工血管由合成高分子聚四氟乙烯为原料经注塑而成的，也被成功用于大血管置换。但这两种材料疏水性都很强，不利于管内壁内皮化，组织相容性较差，有排异现象，易诱发血栓、表面沉积及炎症，为了能够较长时间的防止血栓，患者还须终身服药，5年后的通畅率约只有一半左右。由此可见，纯的涤纶和聚四氟乙烯并不是最理想的人工血管材料，尤其不适用于临床上空白的小口径人工血管的研制。
如今，一些研究报导了用丝素蛋白溶液浸渍涂层多孔针织涤纶血管来减轻对异物的反应和促进内皮细胞粘附，以及降低织物的渗水率(如中国协和医科大学博士学位论文：丝素蛋白涂层人工血管的研制)。为了提高聚四氟乙烯材料人工血管的内皮化，将骨髓CD34+细胞种植于人工血管先行内皮化后，再用于移植来改善通畅率(骨髓CD34+细胞人工血管内皮化实验研究，中华外壳杂志，2004)。也有将血管内皮生长因子(VEGF)基因装载于聚四氟乙烯材料中来促进内皮细胞的生长(聚四氟乙烯人工血管材料作为VEGF基因载体的可行性研究，浙江大学学报，2007)。另外在抗凝血性能方面，报导了肝素固化和共价水蛭素以提高抗凝和通畅性。
丝素蛋白或者胶原蛋白涂层可以改善一定的细胞相容性，但对于血管移植物而言，一定的亲水性是组织得以修复非常重要的因素；另外，天然血管内壁为一层负电荷内膜，有利于保护血液细胞和防止血栓形成，人工血管也应该具有类似于天然血管的负电性膜层。而丝素蛋白或者胶原蛋白涂层对这些特性的改善是不稳定的，因为丝素蛋白或者胶原蛋白溶液是一种分子量分布很广的混合溶液，接枝上去的成分不是单一的多肽或蛋白分子，有的不一定具有较好亲水作用或电负性，加上接枝效率往往较低，不会得到凸显优异亲水性和负电性的表面。
发明内容
针对目前涤纶大口径人工血管的临床问题和不能应用于小口径人工血管制备的根本问题，本发明旨在提供一种通过生物表达的多肽及其修饰的改性涤纶材料的制备方法，制备出的改性涤纶属于血液相容性材料，具有优异的表面亲水性和负电荷性，可以制备应用于与血液直接接触的植入物(如人工血管、心脏修补片、人工心脏瓣膜等)，有利于组织愈合和抗凝固。
为解决上述技术问题，本发明通过以下技术方案实现：
一种改性涤纶材料的制备方法，包括如下步骤：
步骤1)设计并构建携带有具有亲水性和负电荷多肽的基因的原核系统表达载体(JournalofDonghuaUniversity(EnglishEdition),2012,29:26-29)；所述具有亲水性和负电荷多肽来自于生物体表达，为第一多肽F1、第二多肽F4或第三多肽F8中的一种，其多肽序列均来自于家蚕丝素蛋白中的一段类似物及其重复；所述第一多肽F1的氨基酸序列如SEQ.ID.NO.1，所述第二多肽F4的氨基酸序列如SEQ.ID.NO.2，所述第三多肽F8的氨基酸序列如SEQ.ID.NO.3；
步骤2)将已经构建好的携带有第一多肽F1、第二多肽F4或第三多肽F8基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，用Luria-Bertani培养基经异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养数小时；
步骤3)收集并破碎上述大肠杆菌细胞，再经过纯化，获得具有亲水性和带强负电性的第一多肽F1、第二多肽F4或第三多肽F8，并配制成一定浓度的功能多肽水溶液；
步骤4)将涤纶经氢氧化钠处理后用去离子水清洗，再浸入上述功能多肽水溶液中，加入交联剂4℃过夜反应，即得改性涤纶材料。
与现有技术相比，本发明具有以下有益效果：
本发明提供了一种通过生物表达多肽修饰的改性涤纶材料的制备方法，该方法中所涉及的多肽链侧基含有大量的亲水性基团，多肽来自于生物体表达，序列来自于天然蛋白质的类似物，无毒无刺激性，分子量单一，能与涤纶共价结合，持续稳定地赋予涤纶亲水性能和负电性。本发明制备出的改性涤纶属于血液相容性材料，具有优异的表面亲水性和负电荷性，可以制备应用于与血液直接接触的植入物(如人工血管、心脏修补片、人工心脏瓣膜等)，能够降低对细胞的伤害，利于内皮化，阻止蛋白沉积和血细胞聚集而造成血栓堵塞，有利于组织愈合和抗凝固。
上述说明仅是本发明技术方案的概述，为了能够更清楚了解本发明的技术手段，并可依照说明书的内容予以实施，以下以本发明的较佳实施例详细说明如后。
具体实施方式
下面将结合实施例，来详细说明本发明。
一种改性涤纶材料的制备方法，可以通过如下实施例实施。在制备所述改性涤纶材料之前，应先设计并构建携带有具有亲水性和负电荷多肽的基因的原核系统表达载体(JournalofDonghuaUniversity(EnglishEdition),2012,29:26-29)；所述具有亲水性和负电荷多肽来自于生物体表达，可以为第一多肽F1(其氨基酸序列如SEQ.ID.NO.1)、第二多肽F4(其氨基酸序列如SEQ.ID.NO.2)或第三多肽F8(其氨基酸序列如SEQ.ID.NO.3)中的一种，其多肽序列均来自于家蚕丝素蛋白中的一段类似物及其重复。
实施例一：
1、将携带有第一多肽F1基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，涂覆于含氨苄青霉素的Luria-Bertani固体培养基，倒置放入37℃的生化培养箱培养14～16小时；挑取单一菌落放入新鲜含氨苄青霉素的4mL的Luria-Bertani液体培养基中，插入振荡速度200r/min的空气摇床37℃振荡培养8～10小时；将培养的菌液按1:100的比例于1L含氨苄青霉素的新鲜Luria-Bertani液体培养基中扩增培养；当菌液密度达OD600＝0.3～1.8时加入0～1.2mM的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养1～8小时，4℃离心收集菌细胞。
2、将收集的菌细胞用谷胱甘肽转移酶(GST)亲和层析的结合缓冲液重悬混匀，置于冰上超声波破碎细胞、释放蛋白质；破碎完成后12000r/min、4℃离心10min收集含有第一多肽F1的上清液；表达的含有第一多肽F1序列的蛋白是含有GST标签的融合蛋白GST-F1。
3、将含有GST-F1的上清液灌注GST亲和层析柱，洗脱非特异性蛋白，用谷胱甘肽洗脱并收集单一蛋白GST-F1，然后灌入G50的Sephadex分子筛层析柱去除谷胱甘肽；采用凝血酶酶切融合蛋白GST-F1，切除标签GST释放第一多肽F1，酶切后的混合溶液进一步灌注GST亲和层析柱，收集流出液即获得第一多肽F1溶液。
4、将第一多肽F1溶液加入脱盐柱脱净溶液中的所有盐成分，收集的第一多肽F1水溶液立即用液氮冻结，然后置于冷冻干燥机干燥成第一多肽F1粉末；使用时根据需要配置成一定浓度的水溶液。
5、将涤纶洗净室温风干，放入2g/L氢氧化钠溶液中，95℃处理90分钟；用去离子水清洗后加入过量的碳二亚胺和N-羟基琥珀酰亚胺，调节pH＝5.5，静置1小时；将涤纶再用去离子水清洗并制成直径1.5cm的圆片，加入0.002μM的F1多肽水溶液500μL，pH＝7.5，4℃过夜反应；取出去离子冲洗，风干。
6、配置第一多肽F1的水溶液，采用Zeta电位仪测定得第一多肽F1的等电点为3.3，即第一多肽F1带有大量的负电荷；第5步接枝第一多肽F1的涤纶水接触角为49°，比原始涤纶的水接触角77.4°减小了37％，可见接枝第一多肽F1的涤纶亲水性可以明显得到提高。
实施例二：
1、将携带有第一多肽F1基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，涂覆于含氨苄青霉素的Luria-Bertani固体培养基，倒置放入37℃的生化培养箱培养14～16小时；挑取单一菌落放入新鲜含氨苄青霉素的4mL的Luria-Bertani液体培养基中，插入振荡速度200r/min的空气摇床37℃振荡培养8～10小时；将培养的菌液按1:100的比例于1L含氨苄青霉素的新鲜Luria-Bertani液体培养基中扩增培养；当菌液密度达OD600＝0.3–1.8时加入0～1.2mM的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养1～8小时，4℃离心收集菌细胞。
2、将收集的菌细胞用谷胱甘肽转移酶(GST)亲和层析的结合缓冲液重悬混匀，置于冰上超声波破碎细胞，释放蛋白质；破碎完成后12000r/min、4℃离心10min收集含有第一多肽F1的上清液；表达的含有第一多肽F1序列的蛋白是含有GST标签的融合蛋白GST-F1。
3、将含有GST-F1的上清液灌注GST亲和层析柱，洗脱非特异性蛋白，用谷胱甘肽洗脱并收集单一蛋白GST-F1，然后灌入G50的Sephadex分子筛层析柱去除谷胱甘肽；采用凝血酶酶切融合蛋白GST-F1，切除标签GST释放第一多肽F1，酶切后的混合溶液进一步灌注GST亲和层析柱，收集流出液即获得第一多肽F1溶液。
4、将第一多肽F1溶液加入脱盐柱脱净溶液中的所有盐成分，收集的第一多肽F1水溶液立即用液氮冻结，然后置于冷冻干燥机干燥成第一多肽F1粉末；使用时根据需要配置成一定浓度的水溶液。
5、将涤纶洗净室温风干，放入2g/L氢氧化钠溶液中，95℃处理90分钟；用去离子水清洗后加入过量的碳二亚胺和N-羟基琥珀酰亚胺，调节pH＝5.5，静置1小时；将涤纶再用去离子水清洗并制成直径1.5cm的圆片，加入0.006μM的第一多肽F1水溶液500μL，pH＝7.5，4℃过夜反应；取出去离子冲洗、风干。
6、配置第一多肽F1的水溶液，采用Zeta电位仪测定得第一多肽F1的等电点为3.3，即第一多肽F1带有大量的负电荷；第5步接枝第一多肽F1的涤纶水接触角为35°，为原始涤纶的水接触角77.4°的45％，可见亲水性大大获得提高。
实施例三：
1、将携带有第二多肽F4基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，涂覆于含氨苄青霉素的Luria-Bertani固体培养基，倒置放入37℃的生化培养箱培养14～16小时；挑取单一菌落放入新鲜含氨苄青霉素的4mL的Luria-Bertani液体培养基中，插入振荡速度200r/min的空气摇床37℃振荡培养8～10小时；将培养的菌液按1:100的比例于1L含氨苄青霉素的新鲜Luria-Bertani液体培养基中扩增培养；当菌液密度达OD600＝0.3～1.8时加入0～1.2mM的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养1～8小时，4℃离心收集菌细胞。
2、将收集的菌细胞用谷胱甘肽转移酶(GST)亲和层析的结合缓冲液重悬混匀，置于冰上超声波破碎细胞，释放蛋白质；破碎完成后12000r/min、4℃离心10min收集含有第二多肽F4的上清液；表达的含有第二多肽F4序列的蛋白是含有GST标签的融合蛋白GST-F4。
3、将含有GST-F4的上清液灌注GST亲和层析柱，洗脱非特异性蛋白，用谷胱甘肽洗脱并收集单一蛋白GST-F4，然后灌入G50的Sephadex分子筛层析柱去除谷胱甘肽；采用凝血酶酶切融合蛋白GST-F4，切除标签GST释放第二多肽F4，酶切后的混合溶液进一步灌注GST亲和层析柱，收集流出液即获得第二多肽F4溶液。
4、将第二多肽F4溶液加入脱盐柱脱净溶液中的所有盐成分，收集的第二多肽F4水溶液立即用液氮冻结、然后置于冷冻干燥机干燥成第二多肽F4粉末；使用时根据需要配置成一定浓度的水溶液。
5、将涤纶洗净室温风干，放入2g/L氢氧化钠溶液中，95℃处理90分钟；用去离子水清洗后加入过量的碳二亚胺和N-羟基琥珀酰亚胺，调节pH＝5.5，静置1小时；将涤纶再用去离子水清洗并制成直径1.5cm的圆片，加入0.006μM的第二多肽F4水溶液500μL，pH＝7.5，4℃过夜反应；取出去离子冲洗、风干。
6、配置第二多肽F4的水溶液，采用Zeta电位仪测定得第二多肽F4的等电点为3.2，即第二多肽F4带有大量的负电荷；第5步接枝第二多肽F4的涤纶水接触角为40.4°，为原始涤纶的水接触角77.4°的52％，可见亲水性明显获得提高。
实施例四：
1、将携带有第二多肽F4基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，涂覆于含氨苄青霉素的Luria-Bertani固体培养基，倒置放入37℃的生化培养箱培养14～16小时；挑取单一菌落放入新鲜含氨苄青霉素的4mL的Luria-Bertani液体培养基中，插入振荡速度200r/min的空气摇床37℃振荡培养8～10小时；将培养的菌液按1:100的比例于1L含氨苄青霉素的新鲜Luria-Bertani液体培养基中扩增培养；当菌液密度达OD600＝0.3～1.8时加入0～1.2mM的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养1～8小时，4℃离心收集菌细胞。
2、将收集的菌细胞用谷胱甘肽转移酶(GST)亲和层析的结合缓冲液重悬混匀，置于冰上超声波破碎细胞，释放蛋白质；破碎完成后12000r/min、4℃离心10min收集含有第二多肽F4的上清液；表达的含有第二多肽F4序列的蛋白是含有GST标签的融合蛋白GST-F4。
3、将含有GST-F4的上清液灌注GST亲和层析柱，洗脱非特异性蛋白，用谷胱甘肽洗脱并收集单一蛋白GST-F4，然后灌入G50的Sephadex分子筛层析柱去除谷胱甘肽；采用凝血酶酶切融合蛋白GST-F4，切除标签GST释放第二多肽F4，酶切后的混合溶液进一步灌注GST亲和层析柱，收集流出液即获得第二多肽F4溶液。
4、将第二多肽F4溶液加入脱盐柱脱净溶液中的所有盐成分，收集的第二多肽F4水溶液立即用液氮冻结，然后置于冷冻干燥机干燥成第二多肽F4粉末；使用时根据需要配置成一定浓度的水溶液。
5、将涤纶洗净室温风干，放入2g/L氢氧化钠溶液中，95℃处理90分钟；用去离子水清洗后加入过量的碳二亚胺和N-羟基琥珀酰亚胺，调节pH＝5.5，静置1小时；将涤纶再用去离子水清洗并制成直径1.5cm的圆片，加入0.014μM的第二多肽F4水溶液500μL，pH＝7.5，4℃过夜反应；取出去离子冲洗、风干。
6、配置第二多肽F4的水溶液，采用Zeta电位仪测定得第二多肽F4的等电点为3.2，即第二多肽F4带有大量的负电荷；第5步接枝第二多肽F4的涤纶水接触角为33°，为原始涤纶的水接触角77.4°的43％，可见亲水性大大获得提高。
实施例五：
1、将携带有第三多肽F8基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，涂覆于含氨苄青霉素的Luria-Bertani固体培养基，倒置放入37℃的生化培养箱培养14～16小时；挑取单一菌落放入新鲜含氨苄青霉素的4mL的Luria-Bertani液体培养基中，插入振荡速度200r/min的空气摇床37℃振荡培养8～10小时；将培养的菌液按1:100的比例于1L含氨苄青霉素的新鲜Luria-Bertani液体培养基中扩增培养。当菌液密度达OD600＝0.3～1.8时加入0～1.2mM的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养1～8小时，4℃离心收集菌细胞。
2、将收集的菌细胞用谷胱甘肽转移酶(GST)亲和层析的结合缓冲液重悬混匀，置于冰上超声波破碎细胞，释放蛋白质；破碎完成后12000r/min、4℃离心10min收集含有第三多肽F8的上清液；表达的含有第三多肽F8序列的蛋白是含有GST标签的融合蛋白GST-F8。
3、将含有GST-F8的上清液灌注GST亲和层析柱，洗脱非特异性蛋白，用谷胱甘肽洗脱并收集单一蛋白GST-F8，然后灌入G50的Sephadex分子筛层析柱去除谷胱甘肽；采用凝血酶酶切融合蛋白GST-F8，切除标签GST释放第三多肽F8，酶切后的混合溶液进一步灌注GST亲和层析柱，收集流出液即获得第三多肽F8溶液。
4、将第三多肽F8溶液加入脱盐柱脱净溶液中的所有盐成分，收集的第三多肽F8水溶液立即用液氮冻结，然后置于冷冻干燥机干燥成第三多肽F8粉末；使用时根据需要配置成一定浓度的水溶液。
5、将涤纶洗净室温风干，放入2g/L氢氧化钠溶液中，95℃处理90分钟；用去离子水清洗后加入过量的碳二亚胺和N-羟基琥珀酰亚胺，调节pH＝5.5，静置1小时；涤纶再用去离子水清洗并制成直径1.5cm的圆片，加入0.002μM的第三多肽F8水溶液500μL，pH＝7.5，4℃过夜反应；取出去离子冲洗、风干。
6、配置第三多肽F8的水溶液，采用Zeta电位仪测定得第三多肽F8的等电点为3.0，即第三多肽F8带有比第一多肽F1和第二多肽F4更多的负电荷；第5步接枝第三多肽F8的涤纶水接触角为50.5°，比原始涤纶的水接触角77.4°减小35％，可见亲水性明显获得提高。
实施例六：
1、将携带有第三多肽F8基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，涂覆于含氨苄青霉素的Luria-Bertani固体培养基，倒置放入37℃的生化培养箱培养14～16小时；挑取单一菌落放入新含鲜氨苄青霉素的4mL的Luria-Bertani液体培养基中，插入振荡速度200r/min的空气摇床37℃振荡培养8～10小时；将培养的菌液按1:100的比例于1L含氨苄青霉素的新鲜Luria-Bertani液体培养基中扩增培养；当菌液密度达OD600＝0.3～1.8时加入0～1.2mM的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养,1-8小时，4℃离心收集菌细胞。
2、将收集的菌细胞用谷胱甘肽转移酶(GST)亲和层析的结合缓冲液重悬混匀，置于冰上超声波破碎细胞，释放蛋白质；破碎完成后12000r/min、4℃离心10min收集含有第三多肽F8的上清液；表达的含有第三多肽F8序列的蛋白是含有GST标签的融合蛋白GST-F8。
3、将含有GST-F8的上清液灌注GST亲和层析柱，洗脱非特异性蛋白，用谷胱甘肽洗脱并收集单一蛋白GST-F8，然后灌入G50的Sephadex分子筛层析柱去除谷胱甘肽；采用凝血酶酶切融合蛋白GST-F8，切除标签GST释放第三多肽F8，酶切后的混合溶液进一步灌注GST亲和层析柱，收集流出液即获得第三多肽F8溶液。
4、将第三多肽F8溶液加入脱盐柱脱净溶液中的所有盐成分，收集的第三多肽F8水溶液立即用液氮冻结，然后置于冷冻干燥机干燥成第三多肽F8粉末；使用时根据需要配置成一定浓度的水溶液。
5、将涤纶洗净室温风干，放入2g/L氢氧化钠溶液中，95℃处理90分钟；用去离子水清洗后加入过量的碳二亚胺和N-羟基琥珀酰亚胺，调节pH＝5.5，静置1小时；将涤纶再用去离子水清洗并制成直径1.5cm的圆片，加入0.004μM的第三多肽F8水溶液500μL，pH＝7.5，4℃过夜反应；取出去离子冲洗、风干。
6、配置第三多肽F8的水溶液，采用Zeta电位仪测定得第三多肽F8的等电点为3.0，即第三多肽F8带有比第一多肽F1和第二多肽F4更多的负电荷；第5步接枝第三多肽F8的涤纶水接触角为46.7°，比原始涤纶的水接触角77.4°减小了40％，亲水性明显提高。
实施例七：
1、将携带有第三多肽F8基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌(BL21)细胞，涂覆于含氨苄青霉素的Luria-Bertani固体培养基，倒置放入37℃的生化培养箱培养14～16小时；挑取单一菌落放入新含鲜氨苄青霉素的4mL的Luria-Bertani液体培养基中，插入振荡速度200r/min的空气摇床37℃振荡培养8～10小时；将培养的菌液按1:100的比例于1L含氨苄青霉素的新鲜Luria-Bertani液体培养基中扩增培养；当菌液密度达OD600＝0.3～1.8时加入0～1.2mM的异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养1～8小时，4℃离心收集菌细胞。
2、将收集的菌细胞用谷胱甘肽转移酶(GST)亲和层析的结合缓冲液(BindBuffer)重悬混匀，置于冰上超声波破碎细胞，释放蛋白质；破碎完成后12000r/min、4℃离心10min收集含有第三多肽F8的上清液；表达的含有第三多肽F8序列的蛋白是含有GST标签的融合蛋白GST-F8。
3、将含有GST-F8的上清液灌注GST亲和层析柱，洗脱非特异性蛋白，用谷胱甘肽洗脱并收集单一蛋白GST-F8，然后灌入G50的Sephadex分子筛层析柱去除谷胱甘肽；采用凝血酶酶切融合蛋白GST-F8，切除标签GST释放第三多肽F8，酶切后的混合溶液进一步灌注GST亲和层析柱，收集流出液即获得第三多肽F8溶液。
4、将第三多肽F8溶液加入脱盐柱脱净溶液中的所有盐成分，收集的第三多肽F8水溶液立即用液氮冻结，然后置于冷冻干燥机干燥成第三多肽F8粉末；使用时根据需要配置成一定浓度的水溶液。
5、涤纶洗净室温风干，放入2g/L氢氧化钠溶液中，95℃处理90分钟；用去离子水清洗后加入过量的碳二亚胺和N-羟基琥珀酰亚胺，调节pH＝5.5，静置1小时；将涤纶再用去离子水清洗并制成直径1.5cm的圆片，加入0.01μM的第三多肽F8水溶液500μL，pH＝7.5，4℃过夜反应；取出去离子冲洗、风干。
6、配置第三多肽F8的水溶液，采用Zeta电位仪测定得第三多肽F8的等电点为3.0，即第三多肽F8带有比第一多肽F1和第二多肽F4更多的负电荷；第5步接枝第三多肽F8的涤纶水接触角为38.9°，为原始涤纶的水接触角77.4°的一半，可见亲水性大大获得提高。
以上所述仅为本发明的优选实施例而已，并不用于限制本发明。本发明的生物合成的功能多肽不只限于F1、F4和F8，包括任何F1类似物的重复。对于本领域的技术人员来说，本发明可以有各种更改和变化。凡在本发明的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明的保护范围之内。
Claims (1)
1.一种改性涤纶材料的制备方法，其特征在于，包括如下步骤：
步骤1)设计并构建携带有具有亲水性和负电荷多肽的基因的原核系统表达载体；所述具有亲水性和负电荷多肽来自于生物体表达，为第一多肽F1、第二多肽F4或第三多肽F8中的一种，其多肽序列均来自于家蚕丝素蛋白中的一段类似物及其重复；所述第一多肽F1的氨基酸序列如SEQ.ID.NO.1，所述第二多肽F4的氨基酸序列如SEQ.ID.NO.2，所述第三多肽F8的氨基酸序列如SEQ.ID.NO.3；
步骤2)将已经构建好的携带有第一多肽F1、第二多肽F4或第三多肽F8基因的原核系统表达载体转染大肠杆菌细胞，用Luria-Bertani培养基经异丙基-β-D-硫代半乳糖苷诱导培养数小时；
步骤3)收集并破碎上述大肠杆菌细胞，再经过纯化，获得具有亲水性和带强负电性的第一多肽F1、第二多肽F4或第三多肽F8，并配制成一定浓度的功能多肽水溶液；
步骤4)将涤纶经氢氧化钠处理后用去离子水清洗，再浸入上述功能多肽水溶液中，加入交联剂4℃过夜反应，即得改性涤纶材料。
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Legal Events
| Date | Code | Title | Description |
|---|---|---|---|
| C06 | Publication | ||
| PB01 | Publication | ||
| C10 | Entry into substantive examination | ||
| SE01 | Entry into force of request for substantive examination | ||
| GR01 | Patent grant | ||
| GR01 | Patent grant |