CN104450809A - 一种促进裂殖壶菌油脂中dha合成的方法 - Google Patents

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Abstract

一种促进裂殖壶菌油脂中DHA合成的方法，本发明涉及一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，该方法通过添加外源调控因子对三羧酸转运体系中的苹果酸酶的活性进行抑制，使裂殖壶菌体内烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(NADPH)含量大幅下降，促进DHA的大量合成，所述外源调控因子为芝麻酚。该方法还可以通过选择发酵碳源，使菌体内的磷酸戊糖途径代谢通量降低，使裂殖壶菌体内NADPH含量大幅下降，促进DHA的大量合成，使最终所获取菌体的油脂中DHA含量最高可达55.3％。本发明方法简单易行，效果明显，可大幅提高菌体油脂中DHA含量，且易于工业化应用。

Description

一种促进裂殖壶菌油脂中DHA合成的方法
技术领域
本发明涉及微生物发酵领域，具体涉及一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸(DHA)合成的方法。 
背景技术
二十二碳六烯酸(DHA)属于omega-3多不饱和脂肪酸系列，在人体中具有十分重要的生理功能，是人体不能自身合成但又不可缺少的重要功能营养物质。经研究发现，DHA大量存在于人体大脑皮层的神经组织和视网膜中，是大脑和视觉细胞中重要的脂肪酸组成成分，具有促进脑部发育，提高智力和改善记忆力，同时，又具有促进视觉系统的发育，提升视力的作用；此外，它还能阻止胆固醇在血管壁上沉积，预防或减轻动脉粥样硬化及冠心病的发生；也有研究证据表明，DHA可有效诱导癌变细胞的凋亡，在抗癌的研究中也发挥着重要的应用价值。 
裂殖壶菌(Schizochytrium)，属于破囊壶菌科(Thraustochytriaceae)，是一种优良的生产多不饱和脂肪酸油脂的海洋真菌，由于其具有生长周期短，培养简单，且胞内脂肪酸和DHA含量高等优点，因而受到人们的广泛关注，并对其生产过程进行了深入的研究。申请号为200910033493.8的专利公开了一种通过诱变筛选的方法获得较高DHA含量的菌株，且诱变后菌株DHA的含量高出出发菌株约1.53倍。但该方法的诱变筛选方法较为繁琐，且诱变后的菌株通常具有遗传不稳定性，易导致回复突变，不适合应用于工业大规模生产，且诱变后的菌株中DHA含量仅有40％，油脂的品质依然不高。申请号为201010504635.7的专利公开了外源添加因子促进微生物合成二十二碳六烯酸的方法，该方法指出，向可产DHA的微生物培养基中添加乙酸、柠檬酸和辛伐他汀中的任意一种或几种组合时，微生物体内的DHA含量可 有效得到提高，从初始的35.51％最高可提高到45.00％。该方法对裂殖壶菌发酵产DHA的工艺技术具有一定的提升，但，乙酸、柠檬酸等物质的添加不仅导致DHA在内的不饱和脂肪酸含量的升高，同时，也会导致饱和脂肪酸含量的升高，致使DHA含量提升的空间受限。 
发明内容
针对现有利用裂殖壶菌发酵产DHA油脂技术的不足，本发明提供了一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸(DHA)合成的方法，该方法根据裂殖壶菌体内所特有的DHA合成路径的特点，在裂殖壶菌发酵过程中，通过添加外源调控因子对三羧酸转运体系中的苹果酸酶的活性进行抑制，提高裂殖壶菌所产油脂中DHA的含量，提升DHA油脂的品质，同时，也提高了生产效率，降低了生产成本。 
为了实现上述目的，本发明提供了一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，该方法通过添加外源调控因子对三羧酸转运体系中的苹果酸酶(ME)的活性进行抑制，使裂殖壶菌体内烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(NADPH)含量大幅下降，促进DHA的大量合成，所述外源调控因子为芝麻酚。 
作为上述技术方案的改进，该方法还通过选择发酵碳源，使三羧酸转运体系中的苹果酸酶的活性受到抑制，同时菌体内的磷酸戊糖途径代谢通量降低，使裂殖壶菌体内NADPH含量大幅下降，促进DHA的大量合成。 
作为上述技术方案的进一步改进，发酵碳源为1,2-丙二醇，1,2-丙二醇与乙醇，1,2-丙二醇与乙酸盐，或1,2-丙二醇、乙醇与乙酸盐的组合中的任意一种。 
作为上述技术方案的更进一步改进，所述芝麻酚的添加量为0.5-3.0mM/L。 
本发明的优点在于通过添加外源调控因子对三羧酸转运体系中的苹果 酸酶的活性进行抑制，还可以进一步添加外源调控因子和选择发酵碳源，使三羧酸转运体系中的苹果酸酶的活性受到抑制，同时菌体内的磷酸戊糖途径代谢通量降低，使裂殖壶菌体内的还原力NADPH含量大幅下降，致使碳代谢流转向聚酮合酶路径来合成DHA，从而促进DHA的大量合成，大幅提高裂殖壶菌油脂中DHA的含量，显著提升了DHA油脂的品质。 
具体实施方式
本发明根据裂殖壶菌体内的磷酸戊糖途径和三羧酸转运体系与DHA的合成密切相关的特点，通过其中一个路径或二个路径的调节，可有效促进DHA的大量合成。 
本发明实例提供一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸(DHA)合成的方法，具体实现步骤如下： 
(1)将低温冻存的裂殖壶菌种活化培养成裂殖壶菌种子液； 
活化培养所采用的种子培养基可以采用现有技术提供的各种组分，其优选的组分(g/L)为：葡萄糖15.0-30.0，酵母粉4.0-8.0，牛肉膏0-5.0蛋白胨0-5.0，玉米浆2.0-6.0，MgSO4·7H2O 0.2-1.0，KH2PO40.5-2.0，海水晶10.0-20.0。 
(2)将裂殖壶菌种子液按照体积百分比4％-10％(优选8％)接入添加外源调控因子的发酵培养基进行培养； 
外源调控因子(芝麻酚)在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加，添加量为0.5-3.0mM/L； 
发酵培养基可以采用现有技术提供的各种组分，如发酵培养基组分(g/L)：葡萄糖40.0-60.0，酵母抽提物6.0-15.0，谷氨酸钠0-10.0，MgSO4·7H2O 0.2-1.0，KH2PO40.5-2.0，(NH4)2SO40-5.0，NaNO31.0-3.0，Na2SO45.0-12.0。 
也可以进一步选择发酵碳源替代葡萄糖，以进一步提高DHA的含量， 所选择的发酵碳源为1,2-丙二醇，或者为1,2-丙二醇与乙醇和/或乙酸盐的混合，乙醇需经过滤除菌后加入已灭菌后的发酵培养基中，其中，乙酸盐优选乙酸钠。 
发酵培养基优选的组分(g/L)为：发酵碳源40.0-60.0，酵母抽提物6.0-15.0，谷氨酸钠0-10.0，MgSO4·7H2O 0.2-1.0，KH2PO40.5-2.0，(NH4) 2SO40-5.0，NaNO31.0-3.0，Na2SO45.0-12.0。 
当发酵碳源为多种物质的混合时，其组份(g/L)为： 
1,2-丙二醇与乙酸盐：1,2-丙二醇40-60；乙酸钠0-10； 
1,2-丙二醇与乙醇：1,2-丙二醇40-60；乙醇0-10； 
1,2-丙二醇、乙醇与乙酸盐：1,2-丙二醇40-60；乙醇0-10；乙酸盐0-10。 
(3)结束发酵后，收集湿菌体并真空干燥，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对干燥的菌体进行破壁，加入有机溶剂(如石油醚30-60沸程，或60-90沸程、正己烷等)进行萃取，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂；进行甲酯化后的气相检测分析，可以得到DHA的含量。 
步骤(3)、(4)均可以采用现有技术，在此不再赘述。 
下面将对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述。显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有作出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。 
实施例1 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖15.0，酵母粉6.0，牛肉膏3.0，蛋 白胨2.0，玉米浆4.0，MgSO4·7H2O 0.2，KH2PO42.0，海水晶15.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以10％的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：葡萄糖60.0，酵母抽提物6.0，MgSO4·7H2O0.6，KH2PO40.5，NaNO31.0，Na2SO45.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其添加量为0.5mM/L； 
CK(g/L)：葡萄糖60.0，酵母抽提物6.0，MgSO4·7H2O 0.6，KH2PO40.5，NaNO31.0，Na2SO45.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
发酵结果如下所示。 
表1发酵过程中菌体内的苹果酸酶(ME)活性变化对比 
表2发酵过程中菌体内的NADPH含量变化对比 
表30.5mM/L芝麻酚添加组和葡萄糖组发酵对比 
结果表明，芝麻酚抑制了苹果酸酶的活性，致使NADPH的含量下降，从而提高了DHA的含量。 
实施例2 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖25.0，酵母粉8.0，蛋白胨5.0，玉米浆2.0，MgSO4·7H2O 0.6，KH2PO41.5，海水晶10.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以8％ 的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：葡萄糖50.0，酵母抽提物10.0，谷氨酸钠5.0，MgSO4·7H2O 0.2，KH2PO42.0，(NH4)2SO43.0，NaNO32.0，Na2SO48.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其添加量为1.5mM/L； 
CK(g/L)：葡萄糖50.0，酵母抽提物10.0，谷氨酸钠5.0，MgSO4·7H2O0.2，KH2PO42.0，(NH4)2SO43.0，NaNO32.0，Na2SO48.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
发酵结果如下所示。 
表41.5mM/L芝麻酚添加组和葡萄糖组发酵对比 
结果表明，1.5mM/L芝麻酚的添加明显促进了裂殖壶菌体内油脂中的DHA含量，致使相应的DHA产量明显增加。 
实施例3 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖30.0，酵母粉4.0，牛肉膏5.0，玉米浆6.0，MgSO4·7H2O 1.0，KH2PO40.5，海水晶20.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以4％的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：葡萄糖40.0，酵母抽提物15.0，谷氨酸钠10.0，MgSO4·7H2O 1.0，KH2PO41.5，(NH4)2SO45.0，NaNO33.0，Na2SO412.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其添加量为3.0mM/L。 
CK(g/L)：葡萄糖40.0，酵母抽提物15.0，谷氨酸钠10.0，MgSO4·7H2O1.0，KH2PO41.5，(NH4)2SO45.0，NaNO33.0，Na2SO412.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
表53.0mM/L芝麻酚添加组和葡萄糖组发酵对比 
3.0mM/L芝麻酚的添加，在基本不影响生物量、油脂含量的基础上，大幅提高了DHA的含量，DHA的最终产量也相应的得到大幅提升。 
实施例4 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖30.0，酵母粉4.0，牛肉膏5.0，玉米浆6.0，MgSO4·7H2O 1.0，KH2PO40.5，海水晶20.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以4％的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：1,2-丙二醇60.0，酵母抽提物15.0，谷氨酸钠10.0，MgSO4·7H2O 1.0，KH2PO41.5，(NH4)2SO45.0，NaNO33.0，Na2SO412.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其添加量为0.5mM/L。 
CK(g/L)：葡萄糖60.0，酵母抽提物15.0，谷氨酸钠10.0，MgSO4·7H2O1.0，KH2PO41.5，(NH4)2SO45.0，NaNO33.0，Na2SO412.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重， 并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
发酵结果如下所示。 
表6发酵过程中菌体内的葡萄糖-6-磷酸脱氢酶(G6PDH)活性变化对比 
表7发酵过程中菌体内的ME活性变化对比 
表8发酵过程中菌体内的NADPH含量变化对比 
表91,2-丙二醇+0.5mM/L芝麻酚组和葡萄糖组发酵对比 
发酵碳源1,2-丙二醇及外源调控因子芝麻酚的应用，有效抑制了裂殖壶菌中的磷酸戊糖途径和三羧酸转运体系，致使NADPH含量下降明显，在不影响裂殖壶菌生物量及油脂含量的基础上，可明显促进DHA含量的提高，从而DHA含量提升明显。 
实施例5 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖30.0，酵母粉4.0，牛肉膏5.0，玉米浆6.0，MgSO4·7H2O 1.0，KH2PO40.5，海水晶20.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以4％的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：1,2-丙二醇40.0，乙酸钠10.0，乙醇10.0， 酵母抽提物15.0，谷氨酸钠10.0，MgSO4·7H2O 1.0，KH2PO41.5，(NH4) 2SO45.0，NaNO33.0，Na2SO412.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其添加量为3.0mM/L。 
CK(g/L)：葡萄糖60.0，酵母抽提物15.0，谷氨酸钠10.0，MgSO4·7H2O1.0，KH2PO41.5，(NH4)2SO45.0，NaNO33.0，Na2SO412.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
发酵结果如下所示。 
表101,2-丙二醇+乙酸钠+乙醇+3.0mM/L芝麻酚组和葡萄糖组发酵对比 
发酵碳源1,2-丙二醇，乙酸钠和乙醇的应用，及外源调控因子芝麻酚的 添加，有效抑制了裂殖壶菌中的磷酸戊糖途径和三羧酸转运体系，致使裂殖壶菌油脂中DHA含量增加明显，从而发酵获得的DHA产量提升明显。
实施例6 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖25.0，酵母粉8.0，蛋白胨5.0，玉米浆2.0，MgSO4·7H2O 0.6，KH2PO41.5，海水晶10.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以8％的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：1,2-丙二醇50.0，乙酸钠5.0，乙醇5.0，酵母抽提物10.0，谷氨酸钠5.0，MgSO4·7H2O 0.2，KH2PO42.0，(NH4)2SO43.0，NaNO32.0，Na2SO48.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其添加量为1.5mM/L； 
CK(g/L)：葡萄糖60.0，酵母抽提物10.0，谷氨酸钠5.0，MgSO4·7H2O0.2，KH2PO42.0，(NH4)2SO43.0，NaNO32.0，Na2SO48.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件 下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
发酵结果如下所示。 
表11 1,2-丙二醇，乙酸钠和乙醇+1.5mM/L芝麻酚添加组和葡萄糖组发酵对比 
由发酵结果可知，1,2-丙二醇，乙酸钠和乙醇的应用及1.5mM/L芝麻酚的添加，有效促进了裂殖壶菌体内DHA的合成，从而显著提升了DHA的发酵产量。 
实施例7 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖15.0，酵母粉6.0，牛肉膏3.0，蛋白胨2.0，玉米浆4.0，MgSO4·7H2O 0.2，KH2PO42.0，海水晶15.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以10％的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：1,2-丙二醇55.0，乙酸钠5.0，酵母抽提物6.0，MgSO4·7H2O 0.6，KH2PO40.5，NaNO31.0，Na2SO45.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其 添加量为1.0mM/L。 
CK(g/L)：葡萄糖60.0，酵母抽提物6.0，MgSO4·7H2O 0.6，KH2PO40.5，NaNO31.0，Na2SO45.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
发酵结果如下所示。 
表121,2-丙二醇+乙酸钠+1.0mM/L芝麻酚添加组和葡萄糖组发酵对比 
结果表明，发酵碳源1,2-丙二醇和乙酸钠，及芝麻酚的应用，明显提高了DHA的含量，最终获取的DHA产量也增加明显。 
实施例8 
(1)在250mL三角瓶中加入50mL种子培养基。接入低温冻存的裂殖壶菌种，在培养温度25℃，摇床转速200rpm条件下培养2天，将低温冻 存的裂殖壶菌种活化成裂殖壶菌种子液； 
种子培养基组分(g/L)：葡萄糖25.0，酵母粉8.0，蛋白胨5.0，玉米浆2.0，MgSO4·7H2O 0.6，KH2PO41.5，海水晶10.0。 
(2)在250mL三角瓶中加入50mL发酵培养基，将裂殖壶菌以8％的接种量接入发酵培养基，26℃恒温培养3天，转速200rpm； 
发酵培养基组分(g/L)：1,2-丙二醇55.0，乙醇5.0，酵母抽提物10.0，谷氨酸钠5.0，MgSO4·7H2O 0.2，KH2PO42.0，(NH4)2SO43.0，NaNO32.0，Na2SO48.0； 
在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加外源调控因子芝麻酚，其添加量为2.0mM/L。 
CK(g/L)：葡萄糖60.0，酵母抽提物10.0，谷氨酸钠5.0，MgSO4·7H2O0.2，KH2PO42.0，(NH4)2SO43.0，NaNO32.0，Na2SO48.0； 
每种不同的培养基配制3个平行样，121℃，灭菌25min，冷却备用； 
(3)连续培养3天后结束发酵，发酵液进行8000g离心15分钟，并用单蒸水洗2-3次后，再次离心，收集湿菌体并置于真空干燥箱内，在真空度为0.9Mpa，温度为80℃条件下，大约烘10小时，直至菌体保持恒重，并称重。 
(4)对真空干燥的菌体进行机械破壁，称取1g破壁菌粉于试管中，加入30-60沸程的石油醚进行等体积萃取三次，每次加入石油醚5mL，收集石油醚萃取液，并置于真空干燥箱内，于80℃，真空度为0.9Mpa条件下，除去石油醚，从而得到富含二十二碳六烯酸的油脂，并进行甲酯化后的气相检测分析。 
发酵结果如下所示。 
表131,2-丙二醇+乙醇+2.0mM/L芝麻酚组和葡萄糖组发酵对比 
由以上结果可知，发酵碳源1,2-丙二醇和乙醇，及调控因子芝麻酚的应用，可有效提高油脂中DHA的含量，使最终获得的DHA产量增加明显。 
结果表明，1,2-丙二醇，乙酸钠和乙醇及1.5mM/L芝麻酚的应用，显著提高了DHA的含量，使最终获取的DHA产量也增加明显。 
本发明方法适用于各种裂殖壶菌，如裂殖壶菌(Schizochytrium sp)S056，于2013年9月29日保藏于中国典型培养物保藏中心CCTCC，保藏编号为CCTCC M 2013459，等等。 
以上所述为本发明的部分实施例而已，但本发明不应该局限于该实施例所公开的内容。所以凡是不脱离本发明所公开的精神下完成的等效或修改，都落入本发明保护的范围。 

Claims (10)

1.一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，该方法通过添加外源调控因子对三羧酸转运体系中的苹果酸酶的活性进行抑制，使裂殖壶菌体内NADPH含量大幅下降，促进DHA的大量合成，所述外源调控因子为芝麻酚。
2.如权利要求1所述的促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，该方法还通过选择发酵碳源，使三羧酸转运体系中的苹果酸酶的活性受到抑制，同时菌体内的磷酸戊糖途径代谢通量降低，使裂殖壶菌体内NADPH含量大幅下降，促进DHA的大量合成。
3.如权利要求2所述的促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，所述发酵碳源为1,2-丙二醇，1,2-丙二醇与乙醇，1,2-丙二醇与乙酸盐，或1,2-丙二醇、乙醇与乙酸盐的组合中的任意一种。
4.如权利要求3所述的促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，当发酵碳源为1,2-丙二醇与乙酸盐时，其配比为：1,2-丙二醇40g/L-60g/L；乙酸钠0-10g/L；当发酵碳源为1,2-丙二醇与乙醇时，其配比为：1,2-丙二醇40-60g/L；乙醇0-10g/L；当发酵碳源为1,2-丙二醇、乙醇与乙酸盐时，其配比为：1,2-丙二醇40-60g/L；乙醇0-10g/L；乙酸盐0-10g/L。
5.如权利要求1至4中任一所述的促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，芝麻酚的添加量为0.5-3.0mM/L。
6.如权利要求1至4中任一所述的促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，该方法具体实现步骤为：
(1)将低温冻存的裂殖壶菌种活化培养成裂殖壶菌种子液；
(2)将裂殖壶菌种子液按照体积百分比4％-10％接入发酵培养基进行培养；并在发酵培养基灭菌后，进行过滤除菌后添加所述外源调控因子；
(3)结束发酵后，收集湿菌体并真空干燥，直至菌体保持恒重，并称重；
(4)对干燥的菌体进行破壁，然后萃取得到富含二十二碳六烯酸的油脂。
7.如权利要求6所述的一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，所述发酵培养基的组分(g/L)为：发酵碳源40.0-60.0，酵母抽提物6.0-15.0，谷氨酸钠0-10.0，MgSO4·7H2O 0.2-1.0，KH2PO40.5-2.0，(NH4)2SO40-5.0，NaNO31.0-3.0，Na2SO45.0-12.0。
8.如权利要求6所述的一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，所述步骤(1)中的种子培养基组分(g/L)为：葡萄糖15.0-30.0，酵母粉4.0-8.0，牛肉膏0-5.0蛋白胨0-5.0，玉米浆2.0-6.0，MgSO4·7H2O 0.2-1.0，KH2PO40.5-2.0，海水晶10.0-20.0。
9.如权利要求8所述的一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，所述发酵碳源为葡萄糖，或者为1,2-丙二醇与乙醇和/或乙酸盐的混合溶液。
10.如权利要求9所述的一种促进裂殖壶菌油脂中二十二碳六烯酸合成的方法，其特征在于，当发酵培养基中含有乙醇时，所述乙醇在经过滤除菌后加入已灭菌后的发酵培养基中，所述乙酸盐选用乙酸钠。
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