WO2018181763A1 - 生体内環境に近い培養容器およびそれを備える培養ディッシュ - Google Patents

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WO2018181763A1
WO2018181763A1 PCT/JP2018/013349 JP2018013349W WO2018181763A1 WO 2018181763 A1 WO2018181763 A1 WO 2018181763A1 JP 2018013349 W JP2018013349 W JP 2018013349W WO 2018181763 A1 WO2018181763 A1 WO 2018181763A1
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WO
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culture
cells
culture vessel
recess
reserve tank
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PCT/JP2018/013349
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English (en)
French (fr)
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裕昭 乾
仁二 水野
瑛子 菊地
香里 野口
百合 丹治
美紀 濱端
千歩 小堤
Original Assignee
有限会社乾メディカル
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    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M23/00—Constructional details, e.g. recesses, hinges
    • C12M23/02—Form or structure of the vessel
    • C12M23/10—Petri dish
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M25/00—Means for supporting, enclosing or fixing the microorganisms, e.g. immunocoatings
    • C12M25/06—Plates; Walls; Drawers; Multilayer plates
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
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    • C12M23/02—Form or structure of the vessel
    • C12M23/12—Well or multiwell plates
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
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    • C12M25/02—Membranes; Filters
    • C12M25/04—Membranes; Filters in combination with well or multiwell plates, i.e. culture inserts
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M27/00—Means for mixing, agitating or circulating fluids in the vessel

Definitions

  • the present invention relates to a culture vessel for culturing biological materials such as cells or embryos and a culture dish equipped with the same.
  • cells or embryos are cultured under conditions that do not impair their properties.
  • an egg is collected from the mother, fertilized into the egg, the obtained fertilized egg is cultured for a predetermined period, and then the fertilized egg is transplanted to the same or different mother Things have been done.
  • Patent Document 1 As a culture vessel for cells or the like, for example, one disclosed in Patent Document 1 is known.
  • the culture container disclosed in Patent Document 1 has a bottom wall and a side wall for culturing cells that require individual management, and a cell container having a recess in the bottom wall is disposed, A container having four or more recesses close to each other, an inclined surface in which the wall surface of the recess becomes higher as it goes from the lowest position of the recess to the outer edge of the recess, and the pitch between the adjacent recesses is 1 mm or less .
  • the present invention has been made to meet the above-mentioned demand, and provides a culture vessel close to an in-vivo environment in which cells or embryos can be cultured under conditions close to the in-vivo environment, and a culture dish provided with the same. Objective.
  • the present inventor has an environment in which the culture solution can be circulated in individual rooms containing a plurality of cells and the like when culturing the cells and the like.
  • the present inventors have completed a culture vessel in which individual cells and the like can move close to rotation in individual rooms. Specific means for solving the problem are as follows.
  • One embodiment of the present invention is a culture container for culturing cells or embryos, comprising a plurality of chambers capable of individually accommodating cells or embryos, wherein two or more chambers contain a culture solution It is a culture vessel close to the in-vivo environment that is connected through a space that allows passage of cells or embryos but not of cells or embryos.
  • the chamber is a concave portion in which one side is opened, and leads from the opening portion reaching an arbitrary position from the upper side to the lower side of the side wall of the concave portion to the opening portion of the adjacent concave portion.
  • a culture container close to the in vivo environment provided with a slit may be used.
  • Another embodiment of the present invention may be a culture container close to an in vivo environment in which the slit has a length of 50% or less of the height of the recess.
  • Another embodiment of the present invention may also be a culture vessel close to the in vivo environment where the room volume is in the range of 10-50 nL.
  • Another embodiment of the present invention further includes a reserve tank for supplying the culture solution into the culture vessel, and a waste tank for storing the culture solution discharged through the room.
  • a culture container close to the environment may be used.
  • One embodiment of the present invention is a culture dish comprising any of the culture vessels close to the in vivo environment described above, a culture vessel, a reserve tank for supplying a culture solution into the culture vessel, A waste tank that stores the culture medium discharged from the culture vessel, and the reserve tank, the culture vessel, and the waste tank are placed at different heights so that the culture solution inside the reserve tank passes from the reserve tank to the waste tank through the culture vessel. It is a culture dish that is close to the in-vivo environment placed with a mark.
  • Another embodiment of the present invention is an in vivo environment further comprising a membrane between the reserve tank and the culture container, which can supply the culture solution in the reserve tank to the culture container against gravity. It may be a close culture dish.
  • the cells to be cultured in the present application are not particularly limited as long as they can be cultured, but are preferably eukaryotic cells, more preferably animal cells such as mammals and insects, and plant cells, and still more preferably. Mammalian cells.
  • the cells or embryos can be suitably collected from, for example, humans; livestock such as cows, pigs, goats, and sheep; experimental animals (such as mice, rats, rabbits); and wild animals.
  • Examples of cells include sperm, oocytes, amniotic mesenchymal cells, unfertilized egg cells, fertilized egg cells, embryonic cells, embryonic stem cells (ES cells), hematopoietic stem cells, mesenchymal stem cells, neural stem cells, cancer stem cells, Or undifferentiated cells such as induced pluripotent stem cells (iPS cells); and endometrial cells such as endometrial cells; fallopian tube epithelial cells; amniotic epithelial cells; bile duct epithelial cells and other epithelial cells; fibroblasts; Examples thereof include endothelial cells such as sinusoidal endothelial cells and vascular endothelial cells, and differentiated cells such as hepatocytes, preferably undifferentiated cells, more preferably sperm, oocytes, amnion mesenchymal cells, Fertilized egg cells, fertilized egg cells, embryonic cells, or germline undifferentiated cells such as embryonic stem
  • cells or embryos can be cultured under conditions closer to the in vivo environment.
  • FIG. 1 shows a plan view of a culture vessel according to the first embodiment of the present invention.
  • FIG. 2 shows a cross-sectional view taken along line AA of the culture vessel of FIG. 1, an enlarged cross-sectional view (2A) of a part C thereof, and a cross-sectional view taken along line BB of the culture vessel (2B).
  • FIG. 3 is a cross-sectional view of a fertilized egg placed in the culture container of FIG. 2 and an enlarged cross-sectional view (3A) of a part C thereof, and an enlarged cross-section of the part C in a state where a culture solution flows through a plurality of recesses. Each figure (3B) is shown.
  • FIG. 4 shows a cross-sectional view similar to FIG.
  • FIG. 5 shows a plan view (5A, 5B) of each modification of the culture vessel of FIG.
  • FIG. 6 is a plan view (6A) of the culture vessel according to the third embodiment of the present invention and a longitudinal sectional view showing the state of culturing using the same incubator as a cross section taken along the line AA of the plan view. (6B) is shown respectively.
  • FIG. 7 shows a simplified exploded perspective view of the culture dish according to the first embodiment of the present invention.
  • FIG. 8 shows a longitudinal sectional view (8A) of the culture dish of FIG.
  • FIG. 9 shows a sectional view (9A) similar to FIG. 8 (8A) and an enlarged sectional view (9B) of the supply pipe of the culture dish according to the second embodiment of the present invention.
  • FIG. 10 shows the results of Experimental Examples (1) to (3).
  • the graph (10A) shows the incidence (%) when each culture vessel is used
  • the graph (10B) shows the number of various cells when each culture vessel is used
  • the graph (10C) shows each culture vessel.
  • the fertilized female pregnancy rate (%) and offspring production rate (%) when used are shown, respectively.
  • FIG. 11 shows the results of Experimental Examples (4) to (6).
  • the graph (11A) shows the incidence (%) when each culture vessel is used
  • the graph (11B) shows the number of various cells when each culture vessel is used
  • the graph (11C) shows each culture vessel.
  • the fertilized female pregnancy rate (%) and offspring production rate (%) when used are shown, respectively.
  • Cultivation container 4 Recess (one form of room) 5 slits (one form of space) 8 Fertilized eggs (an example of cells or embryos) 10 Culture solution 20, 20a Culture dish 24 Reserve tank 25 Waste tank 45 Membrane
  • FIG. 1 shows a plan view of a culture vessel according to the first embodiment of the present invention.
  • FIG. 2 shows a cross-sectional view taken along line AA of the culture vessel of FIG. 1, an enlarged cross-sectional view (2A) of a part C thereof, and a cross-sectional view taken along line BB of the culture vessel (2B).
  • FIG. 3 is a cross-sectional view of a fertilized egg placed in the culture container of FIG. 2 and an enlarged cross-sectional view (3A) of a part C thereof, and an enlarged cross-section of the part C in a state where a culture solution flows through a plurality of recesses. Each figure (3B) is shown.
  • a culture container (hereinafter simply referred to as “culture container”) 1 that is close to the in vivo environment according to the first embodiment is a container for culturing a fertilized egg 8 that is an example of a cell or an embryo. It has a similar form. More specifically, the culture vessel 1 includes a circular bottom plate 2 and a cylindrical side wall 3 that protrudes in the surface direction along the periphery of the bottom plate 2. Note that the bottom plate 2 is not limited to a circle, and may be a triangle, a quadrangle, a pentagon or more polygon, an ellipse, or an indefinite shape.
  • the culture vessel 1 includes a plurality of recesses 4 that are recessed toward the back surface 2 b of the bottom plate 2 on the surface 2 a of the bottom plate 2 on the paper surface side.
  • the recess 4 corresponds to a room in which the fertilized eggs 8 can be individually accommodated.
  • the concave portion 4 is a cup-shaped concave region having an opening in the surface direction (one direction) in FIG.
  • the opening surface of the recess 4 is circular in this embodiment, but may be a triangle, a quadrangle, a pentagon or more polygon, an ellipse, or an indeterminate shape, similar to the shape of the bottom plate 2.
  • the culture vessel 1 is provided with a total of 100 recesses 4 of 10 columns ⁇ 10 rows.
  • the number of columns, the number of rows, or the total number of the recesses 4 is not limited to the above exemplified number.
  • 2 to 20 recesses 4 may be formed in the culture container 1.
  • 30 to 100 recesses 4 may be formed in the culture vessel 1. .
  • the arrangement form of the recesses 4 is not limited to the lattice arrangement form.
  • the recesses 4 adjacent in both the vertical and horizontal directions are connected by a slit 5. More specifically, the side surface of one recess 4 and the side surface of another recess 4 communicate with each other through a slit 5.
  • the slit 5 is an example of a space having a size that allows the culture solution 10 to pass but does not allow the fertilized egg 8 to pass.
  • the recesses 4 positioned at the corners are connected to two slits 5. Further, the recess 4 at the position of the side excluding the corner is connected to the three slits 5.
  • the other recess 4 is connected to four slits 5.
  • the recess 4 is connected to the other recess 4 positioned in the vertical direction and the horizontal direction by the slits 5 of 2 to 4.
  • the upper surface of the culture solution 10 in the culture vessel 1 is preferably covered with oil to prevent drying.
  • the concave portion 4 preferably has a shape in which the bottom portion thereof is curved and the side wall of the concave portion is formed substantially vertically.
  • the fertilized egg 8 in the recess 4 can freely rotate or swing, is not easily damaged, and is not easily removed from the recess 4.
  • the slit 5 is a space having a substantially rectangular parallelepiped shape.
  • the shape of the slit 5 is not limited to a substantially rectangular parallelepiped, and may be, for example, a shape obtained by deforming a rectangular parallelepiped into a wave shape or a quadrangular pyramid shape (wedge shape).
  • the constituent material of the culture vessel 1 is not particularly limited as long as it does not hinder cell or embryo culture.
  • the culture vessel 1 may be made of, for example, glass; metal such as aluminum, aluminum alloy, and stainless steel; ceramic such as aluminum oxide and silicon nitride.
  • a more preferable material for the culture vessel 1 is not particularly limited as long as it does not hinder the culture of cells and embryos (for example, fertilized eggs 8).
  • polyamide polyimide; cyclic olefin copolymer; polyethylene
  • Polyolefins such as polypropylene, ethylene-propylene copolymer, ethylene-vinyl acetate copolymer
  • polyesters such as polyethylene terephthalate, polybutylene terephthalate, polyethylene naphthalate, polybutylene naphthalate; polystyrenes, methacrylate-styrene copolymers, etc.
  • Synthetic resin typified by polystyrene; thermosetting such as silicone rubber, urethane rubber, isoprene rubber, ethylene propylene rubber, ethylene propylene diene rubber, nitrile rubber or styrene butadiene rubber Sex elastomers; urethane-based, ester-based, styrene-based, olefin-based, can be exemplified butadiene, material which is preferably formed of a thermoplastic elastomer and fluorine-containing resins.
  • thermosetting such as silicone rubber, urethane rubber, isoprene rubber, ethylene propylene rubber, ethylene propylene diene rubber, nitrile rubber or styrene butadiene rubber Sex elastomers
  • urethane-based, ester-based, styrene-based, olefin-based can be exemplified butadiene, material which is preferably formed of
  • the diameter of the bottom plate 2 of the culture vessel 1 is not particularly limited, but is preferably 4 to 15 mm, more preferably 6 to 12 mm.
  • the diameter DI of the recess 4 can be arbitrarily set according to the size of the cells or embryos to be inserted into the recess 4, but preferably 200 to 400 ⁇ m when used for the application of a human fertilized egg 8.
  • the thickness is preferably 250 to 300 ⁇ m.
  • the height DE (which may also be referred to as depth) of the recess 4 can be arbitrarily set according to the size of the cells or embryos to be placed in the recess 4, but is used for the purpose of inserting a human fertilized egg 8.
  • the thickness is preferably 150 to 400 ⁇ m, more preferably 200 to 300 ⁇ m.
  • the internal volume of the recess 4 (without considering the slit 5) can be arbitrarily set according to the size of the cells or embryos to be placed in the recess 4, but when used for the purpose of inserting a human fertilized egg 8 , Preferably 10 to 50 nL, more preferably 15 to 30 nL, and most preferably 20 nL.
  • the length L of the slit 5 (corresponding to the thickness of the thick portion sandwiched between the adjacent recesses 4 and 4) is preferably 5 to 200 ⁇ m.
  • the interval between the fertilized eggs 8 is preferably 80 to 160 ⁇ m.
  • the width T (which may also be referred to as the thickness) of the slit 5 is not particularly limited as long as it does not allow the human fertilized egg 8 to pass therethrough and allows the culture solution 10 to pass through, but is preferably 2 to 40 ⁇ m.
  • the thickness is preferably 5 to 30 ⁇ m.
  • the slit 5 has a shape cut in the depth direction of the concave portion 4, more specifically, a shape cut to an arbitrary position at a distance from the opening surface of the concave portion 4 to the bottom portion of the concave portion 4. That is, the slit 5 is a slit that leads from an opening reaching an arbitrary position from the upper side to the lower side of the side wall of the recess 4 to the same opening as that of the adjacent recess 4.
  • the depth W of the slit 5 is 0 ⁇ W ⁇ DE with respect to the depth DE of the recess 4, and preferably 0 ⁇ W ⁇ DE / 2. In this case, the slit 5 has a length of 50% or less of the depth DE of the recess 4.
  • the depth W of the slit 5 is more preferably in a relationship of DE / 3 ⁇ W ⁇ DE / 2. If the depth W of the slit 5 is in the range of 0 to 1/2 (0 to 50%), or even 1/3 to 1/2 (33 to 50%) of the depth DE of the recess 4, As schematically shown in FIG. 3 (3B), the flow FL of the culture medium 10 is generated above the recess 4, and an environment in which the fertilized egg 8 does not dance excessively in the recess 4 and only slightly swings can be constructed.
  • the human fertilized egg 8 has a diameter (Dc) of about 100 to 200 ⁇ m.
  • Dc diameter of about 100 to 200 ⁇ m.
  • the depth DE of the recess 4 is designed to be 200 to 300 ⁇ m, a 0 to 200 ⁇ m space (however, the culture solution 10 is located in the open surface side of the recess 4 in the state where the human fertilized egg 8 is placed. Exist).
  • the depth W of the slit 5 is set to 33 to 50% of the depth DE of the concave portion 4, it is approximately 66 to 150 ⁇ m.
  • the slit 5 is located in the upper half (northern hemisphere) of the fertilized egg 8 or a shallower portion thereof. It will be. Therefore, it is difficult for the fertilized egg 8 to easily come out of the opening of the recess 4 to the extent that the fertilized egg 8 rotates or swings within the recess 4. If a space represented by such a slit 5 is formed, an environment in which the culture solution 10 flows through the adjacent recesses 4 can be constructed. Therefore, the paracrine effect when the fertilized egg 8 is cultured can be enhanced. In addition, since the fertilized eggs 8 are housed in the individual recesses 4 during the culture, troubles such as mixing of the fertilized eggs 8 do not occur.
  • the culture solution 10 includes inorganic salts, energy sources (sugars, amino acids, pyruvic acid, glycine, octanoic acid, etc.), cytoprotective substances (eg, glycosaminoglycans represented by polyvinyl alcohol and hyaluronan), antibiotics, physiologically active substances. Those prepared by dissolving (growth factors, cytokines, etc.) in ultrapure or double-distilled water can be suitably used.
  • the culture solution 10 includes sodium chloride, potassium dihydrogen phosphate, potassium chloride, calcium chloride, magnesium sulfate heptahydrate, 19 kinds of amino acids, sodium hydrogen carbonate, disodium ethylenediaminetetraacetate dihydrate, gentamicin Contains sulfate, polyvinyl alcohol, alanyl-L-glutamine, lactate such as D-glucose DL-sodium lactate as energy source, and pyruvate such as sodium pyruvate (4- (2-hydroxyethyl) -1-piperazine Examples include those containing ethanesulfonic acid (HEPES-containing medium) as a basic culture solution.
  • HEPES-containing medium containing ethanesulfonic acid
  • the culture solution 10 may contain one or more selected from sucrose, glucose, trehalose, dextran, percoll, polyethylene glycol, polyvinyl alcohol, hyaluronan, fibronectin, polyvinylpyrrolidone, human serum albumin and the like.
  • KSOM Lasts JA, Biggers JD. Culture of preimplantation embryos. Methods Enzymol. 1993; 225: 153-64.
  • G-TLV Ex.
  • the culture solution 10 can also be serum-free.
  • FIG. 4 shows a cross-sectional view similar to FIG. 2 (2A) of the culture vessel according to the second embodiment of the present invention and an enlarged cross-sectional view of a part C thereof.
  • the culture vessel 1 according to the second embodiment has the same structure as the culture vessel 1 of the first embodiment except that the form of the slit 5 of the culture vessel 1 according to the first embodiment is changed. Therefore, in the following description, the description of the first embodiment is substituted for the configuration other than the configuration of the slit 5, and a duplicate description is omitted.
  • the culture vessel 1 according to the second embodiment includes a slit 5 having the same depth W as the depth DE of the recess 4.
  • the length L and width T of the slit 5 are common to those of the first embodiment. Even if the depth W of the slit 5 is the same as the depth DE of the recess 4, the fertilized egg 8 cannot move to the adjacent recess 4. This is because the width T of the slit 5 is smaller than the diameter Dc of the fertilized egg 8.
  • the culture solution 10 flows to the adjacent recess 4 via the deeper portion of the recess 4. That is, the circulation property of the culture solution 10 is enhanced.
  • it comprehensively judges including the damage given to the fertilized egg 8 and the possibility of the fertilized egg 8 jumping out from the recess 4 it can be interpreted that the depth of the slit 5 in the first embodiment is preferable.
  • FIG. 5 shows a plan view (5A, 5B) of each modification of the culture vessel of FIG.
  • the culture container 1a according to the first modification is provided with a total of 100 recesses 4 of 10 columns ⁇ 10 rows, so that the culture container of FIG. 4 (or FIG. 1) is provided. 1 and common. However, it is different from the culture vessel 1 of FIG. 4 (or FIG. 1) in that it includes a slit 5 that connects the recesses 4 only in the lateral direction except for the periphery of the recesses 4 arranged in a lattice pattern.
  • the culture container 1b according to the second modification is common to the culture container 1 of FIG. 4 in that it includes a total of 100 recesses 4 of 10 columns ⁇ 10 rows. To do. However, it is different from the culture vessel 1 of FIG. 4 in that every second row of slits 5 connected in the vertical direction of the recesses 4 arranged in a lattice pattern.
  • the first modification and the second modification described above can also be applied to the culture vessel 1 according to the first embodiment.
  • the slits 5 that connect the recesses 4 can be deformed to the form shown in FIG. 5 (5A, 5B) in addition to the perfect grid-like connection form as in the first embodiment, and can be transformed to yet another form. .
  • the slit 5 only needs to connect at least two concave portions 4 to each other.
  • the slit 5 is preferably a groove that opens to the opening side of the recess 4 as shown in the above-described embodiment.
  • the slit 5 may be a through-hole that connects the recesses 4 to each other, and may be a space in which the opening side of the recess 4 is closed.
  • FIG. 6 is a plan view (6A) of the culture vessel according to the third embodiment of the present invention and a longitudinal sectional view showing the state of culturing using the same incubator as a cross section taken along the line AA of the plan view. (6B) is shown respectively.
  • the culture container 15 includes a reserve tank 24 for supplying the culture solution 10 into the culture container 15 and a recess 4 on the surface 2a of the culture container 15 at a position other than the region where the recess 4 is disposed. And a waste tank 25 for storing the culture medium 10 discharged and passed.
  • the culture vessel 15 includes a total of 25 recesses 4 in 5 columns ⁇ 5 rows.
  • the slits 5 are formed so as to connect the recesses 4 in a lattice shape of 5 columns ⁇ 5 rows.
  • the disposal tank 25 is formed as a concave region with the surface 2a side opened on the surface 2a on the front side of the bottom plate 2.
  • the culture vessel 15 and the reserve tank 24 are respectively arranged on the surface 2a excluding the waste tank 25.
  • the reserve tank 24 has a cylindrical shape and is a member capable of storing the culture solution 10 in the interior 35 thereof.
  • the reserve tank 24 can supply the culture solution 10 from the supply pipe 29 onto the surface 2a after the culture solution 10 is placed in the interior 35.
  • the supply pipe 29 may be provided with a valve so that the culture solution 10 does not inadvertently flow out onto the surface 2a.
  • the slit 5 preferably communicates with the waste tank 25 in addition to passing through the recess 4. Moreover, the supply pipe
  • the supply rate of the culture solution 10 from the reserve tank 24 to the culture vessel 1 is not particularly limited, but can be in the range of 1 to 20 nL / min, more preferably in the range of 5 to 15 nL / min.
  • the constituent material of the reserve tank 24 is not particularly limited as long as it does not hinder the culture of cells and embryos (for example, fertilized eggs 8).
  • the reserve tank 24 may be made of, for example, glass; metal such as aluminum, aluminum alloy, and stainless steel; ceramics such as aluminum oxide and silicon nitride. More preferable materials for the reserve tank 24 include polystyrene, silicone rubber, and glass.
  • the diameter of the bottom plate 2 of the culture vessel 15 is not particularly limited as long as the reserve tank 24 and the waste tank 25 can be arranged, but is preferably 30 to 100 mm, more preferably 35 to 71 mm.
  • the height of the side wall 3 is not particularly limited, but is preferably 7 to 15 mm, more preferably 10 to 12 mm.
  • FIG. 7 shows a simplified exploded perspective view of the culture dish according to the first embodiment of the present invention.
  • FIG. 8 shows a longitudinal sectional view (8A) of the culture dish of FIG. 7, and the same sectional view during cultivation and an enlarged sectional view (8B) of a part G, respectively.
  • a culture dish 20 (hereinafter simply referred to as “culture dish”) 20 close to the in-vivo environment is discharged from the culture container 1, a reserve tank 24 for supplying the culture solution 10 into the culture container 1, and the culture container 1.
  • the culture dish 20 is provided with a height difference between the reserve tank 24, the culture container 1, and the waste tank 25 so that the culture solution 10 inside the reserve tank 24 reaches the waste tank 25 through the culture container 1 from the reserve tank 24. It is arranged.
  • the detailed configuration of the culture dish 20 will be described.
  • the culture dish 20 includes a circular bottom plate 22 and a cylindrical side wall 23 protruding upward along the periphery thereof.
  • the bottom plate 22 is not limited to a circle, and may be a triangle, a quadrangle, a pentagon or more polygon, an ellipse, or an indefinite shape.
  • the culture container 1 and the reserve tank 24 can be arranged in a region 21 surrounded by the side wall 23.
  • the waste tank 25 is formed as a concave region in which the surface 22a side is opened on the front surface 22a of the bottom plate 22.
  • the culture vessel 1 and the reserve tank 24 can be arranged in a region 26 and a region 27 on the surface 22a excluding the waste tank 25, respectively.
  • the culture vessel 1 is provided with through holes 31 and 32 in the side wall 3.
  • the through hole 31 is a hole having a size into which a discharge pipe 28 for discharging the culture solution 10 in the culture vessel 1 to the waste tank 25 can be inserted.
  • the through hole 31 is preferably formed in the side wall 3 at a height as close as possible to the surface 2 a of the culture vessel 1.
  • the through hole 32 is a hole having a size capable of inserting a supply pipe 29 for supplying the culture solution 10 in the reserve tank 24 into the culture vessel 1.
  • the through hole 32 is formed in the side wall 3 at a height as close as possible to the opening surface of the culture vessel 1 (above the surface 2a).
  • the height position of the supply pipe 29 inserted into the through hole 32 is higher than the height position of the discharge pipe 28 inserted into the through hole 31. Therefore, it is possible to send the culture solution 10 from the reserve tank 24 to the waste tank 25 through the culture vessel 1 or the like by using gravity without using a solution delivery device such as a pump.
  • the supply pipe 29 is connected to a position higher than the inner bottom surface of the reserve tank 24, and is preferably disposed near the inner bottom surface.
  • the discharge pipe 28 may be a member fixed from the beginning on either the culture vessel 1 side or the reserve tank 24 side, or may be an independent member that is detachable from both the culture vessel 1 and the reserve tank 24. Also good.
  • the supply tube 29 may be a member that is fixed to the culture vessel 1 from the beginning, or may be an independent member that is detachable from the culture vessel 1. In addition, it is not always necessary to provide the through-hole 32 in the culture vessel 1. If the supply pipe 29 is disposed above the side wall 3 of the culture vessel 1, it is not necessary to form the through hole 32 in the side wall 3.
  • the reserve tank 24 has a cylindrical shape and is a member capable of storing the culture solution 10 in the inside 35 thereof. It is preferable to provide the supply pipe 29 with a valve 30 so that the culture liquid 10 does not unintentionally flow out of the supply pipe 29 after the culture liquid 10 is placed in the interior 35.
  • the exhaust pipe 28 is not provided with a valve, but a valve may be provided.
  • the culture vessel 1 containing the fertilized egg 8 and the culture solution 10 and the reserve tank 24 are arranged in the culture dish 20, and the culture solution 10 is placed in the interior 35 of the reserve tank 24.
  • the valve 30 is opened, the culture solution 10 in the reserve tank 24 enters the culture vessel 1 through the supply pipe 29 and is replaced with the culture solution 10 in the culture vessel 1.
  • the culture solution 10 after replacement is stored in the waste tank 25 through the discharge pipe 28. Since the plurality of recesses 4 of the culture vessel 1 are connected to each other through the slits 5, the culture solution 10 can move across the plurality of recesses 4.
  • the substance released from the fertilized egg 8 in one recess 4 is sent together with the culture solution 10 to the fertilized egg 8 in the adjacent recess 4 and further to the fertilized egg 8 in another connected recess 4.
  • the slit 5 contributes to enhancing the paracrine effect.
  • the recesses 4 are connected to each other through the openings.
  • the movement between the culture solution 10 and the release substance 4 is less. .
  • the supply rate of the culture solution 10 from the reserve tank 24 to the culture vessel 1 is not particularly limited, but can be in the range of 1 to 20 nL / min, more preferably in the range of 5 to 15 nL / min.
  • the constituent material of the culture dish 20 is not particularly limited as long as the culture of cells and embryos is not hindered, and can be selected from the same material options as the culture vessel 1.
  • the diameter of the bottom plate 22 of the culture dish 20 is not particularly limited as long as the culture vessel 1, the reserve tank 24, and the waste tank 25 can be arranged, but is preferably 30 to 100 mm, more preferably 35 to 71 mm.
  • the height of the side wall 23 is not particularly limited, but is preferably 7 to 15 mm, and more preferably 10 to 12 mm.
  • the culture vessel 1 is a separate body from the culture dish 20, but may be fixed to a substantially central portion of the culture dish 20.
  • the culture dish 20 is positioned as a member having a concave portion extended outward in the radial direction of the culture vessel 1 and can be referred to as a culture vessel.
  • FIG. 9 shows a sectional view (9A) similar to FIG. 8 (8A) and an enlarged sectional view (9B) of the supply pipe of the culture dish according to the second embodiment of the present invention.
  • the culture dish 20a according to the second embodiment has a structure in which the inner region 21 of the culture dish 20 container 1 according to the first embodiment is used as a waste tank 25 and a flow rate control mechanism inside the supply pipe 29. It has the same structure as the culture dish 20 of the first embodiment except that it is provided and the valve 30 is not provided. Therefore, in the following description, the description of the first embodiment is used in place of the configuration different from that of the first embodiment, and a duplicate description is omitted.
  • the culture dish 20a includes a mount portion 40 protruding upward at a substantially central portion thereof.
  • the culture container 1 is disposed on the mount unit 40.
  • the reserve tank 24 is raised from the bottom of the tank 24 in the first embodiment.
  • the height of the supply pipe 29 is higher than the surface 2 a of the culture vessel 1.
  • the discharge pipe 28 is at a position sufficiently higher than the surface 22a of the culture dish 20a.
  • the mount part 40 is not an essential structure. This is not necessary when the bottom plate 2 of the culture vessel 1 is sufficiently thick.
  • the supply pipe 29 is provided with a membrane 45 that can be gradually discharged by controlling the discharge amount of the culture solution 10 therein.
  • the membrane 45 is a member that is located between the reserve tank 24 and the culture vessel 1 and that can supply the culture solution 10 in the reserve tank 24 to the culture vessel 1 against gravity.
  • the membrane 45 is filled with a space corresponding to the length of the supply pipe 29, but may be present in a region shorter than the length of the supply pipe 29. Further, the membrane 45 may be disposed on either the end surface of the supply pipe 29 on the reserve tank 24 side or the culture vessel 1 side.
  • the membrane 45 is a porous membrane made of a material such as cellulose, polyester, cellulose mixed ester, polyvinylidene fluoride, or polytetrafluoroethylene, and has a function of causing the culture solution 10 to exude from many pores.
  • the thickness of the membrane 45 and the size of the holes can be changed according to conditions such as the viscosity of the culture solution 10 and the supply rate.
  • the membrane 45 preferably has a flow rate that allows the supply rate of the culture solution 10 from the reserve tank 24 to the culture vessel 1 or the like to be in the range of 0.1 to 200 nL / min, more preferably in the range of 5 to 15 nL / min. This is a control film.
  • the location and structure of the weir for adjusting the flow rate may be installed in a flow path connecting the reserve tank and the culture vessel, and the flow rate may be limited by narrowing the middle of the flow path.
  • the location and specifications of the membrane 45 for adjusting the flow rate are set in a flow path connecting the reserve tank 24 and the culture vessel 1, and a porous membrane filter for filtration sterilization with a pore diameter of 0.025 ⁇ m to 10 ⁇ m (cellulose Mixed esters, polyvinylidene fluoride, polytetrafluoroethylene, etc.) can be used by properly using them according to the composition, properties, viscosity, etc. of the culture solution 10.
  • the membrane 45 described above is provided not only in the supply pipe 29 of the reserve tank 24 provided in the culture dishes 20 and 20a but also in the supply pipe 29 of the reserve tank 24 arranged in the culture vessel 15 described above. Can do.
  • Culture container 1 etc. include a reserve tank 24, a supply pipe 29, a discharge pipe 28, and the like. It can be manufactured by mold forming, a combination of photolithography and transfer, or 3D printing in a form excluding the connection or arrangement member.
  • mold forming an uncured curable resin composition or a curable rubber composition is supplied into the mold, and the composition described above is applied by heating (which may be accompanied by pressure), ultraviolet irradiation, or the like. It is preferred to cure in the mold.
  • the recess 4 and the slit 5 may be formed at the time of molding, or may be formed by laser processing or machining after molding.
  • a photoresist layer is formed on a silicon substrate as an example of a smooth and uniform thickness substrate by a method such as spin coating, and exposure is performed through a predetermined mask pattern. And developing to form a mold on the silicon substrate.
  • the mold is provided with irregularities capable of transferring the inner surface of the culture vessel 1 or the like.
  • an uncured curable resin composition or curable rubber composition is supplied onto the mold, and the composition is cured in the mold by heating (sometimes accompanied by pressure), ultraviolet irradiation, or the like.
  • the cured culture vessel 1 and the like are peeled off from the mold.
  • the concave portion 4 that opens upward is merely an example of a room in which cells or embryos can be individually accommodated, and may be a room having holes in the bottom or side walls.
  • the slit 5 has a rectangular shape when viewed from the side wall direction of the recess 4, but may have another shape such as an ellipse.
  • the length in the depth direction of the recess 4 in the slit 5 may be 50%, 40%, 30%, 20%, or 10% of the depth of the recess from the opening surface of the recess 4. Further, the length in the depth direction of the recess 4 in the slit 5 may be 60%, 70%, 80%, 90% or 100% of the depth of the recess from the opening surface of the recess 4. .
  • the reserve tank 24 may be fixed inside the culture vessel 1 or the like.
  • the disposal tank 25 may be a member that is detachable from the culture vessel 1 or the like.
  • a mold (concave mold and convex mold) for producing a petri dish type culture container was prepared.
  • the convex mold has a total of 25 convex parts (diameter: 300 ⁇ m, height: 250 ⁇ m, convex part interval: 100 ⁇ m), and a plate-like part connecting the convex parts on the transfer surface. (Width: 20 ⁇ m, height: 125 ⁇ m) and a projecting region (height 1.5 mm, projecting surface: 18 mm ⁇ 10 mm) were used.
  • An uncured resin raw material (polystyrene) is heated and pressurized in the mold, and after curing, the mold is opened, and a total of 25 recesses (opening diameter: 5 rows x 5 rows) are formed on the inner surface.
  • Petri dish type culture vessel (diameter: 300 ⁇ m, depth: 250 ⁇ m, spacing between recesses: 100 ⁇ m), slit (width: 20 ⁇ m, depth: 125 ⁇ m) and waste tank (depth 1.5 mm, opening: 18 mm ⁇ 10 mm) : 36 mm, height: 11 mm). This culture vessel is referred to as “Vivo dish + 50% slit”.
  • Vivo dish + 50% slit as a culture container, a culture container without 25 slits independently formed with slits (referred to as “no Vivo dish slit”), and the depth of the slits as recesses
  • a culture vessel referred to as “Vivo dish + 100% slit” having the same depth of 250 ⁇ m was produced by changing the shape of the convex mold and molding the same as described above.
  • a mouse 2-cell stage fertilized egg was used as a fertilized egg to be cultured.
  • a reserve tank (diameter: 10 mm, height: 15 mm) was placed in a region other than the concavity dense region of the culture vessel and the waste tank, and the culture solution was placed therein.
  • As a culture solution placed in the reserve tank 5% by mass of human albumin was added to KSOM (Lawitts JA, Biggers JD. Culture of pre-emblemization embryos. Methods Enzymol. 1993; 225: 153-64.).
  • the culture was performed in an environment of a CO 2 incubator (5% O 2 , 5% CO 2 , and 90% N 2 , 37 ° C., humidity saturation).
  • Experiment I Effect of the shape of the culture vessel under the condition of culture solution circulation-Experimental example (1)-After supplying the culture solution to the recess of the culture vessel “Vivo dish + 50% slit”, the fertilized egg was placed in the recess. Thereafter, the culture solution was supplied from the reserve tank at a supply rate of 10 nL / min toward the concave portion and the slit of the culture vessel, and circulation supply to the waste tank was performed. The development of fertilized eggs into blastocysts was observed and recorded every 24 hours up to 96 hours after 24 hours from the start of culture.
  • the ratio of the number of fertilized eggs that developed into blastocysts to the number of fertilized eggs at the start of culture was determined as the incidence (%). Further, the total number of cells constituting the obtained mouse blastocyst and the number of internal cell masses in the blastocyst (ICM cell number) were measured by a double fluorescent staining method. Moreover, the same measurement was performed also about the escaped blastocyst (blastocyst in the state of having escaped from the zona pellucida (capsule covering the fertilized egg)). In addition, the fertilized female pregnancy rate (%) and offspring production rate (%) were also determined.
  • Example (2) The culture vessel was changed from “Vivo dish + 50% slit” to “Vivo dish + 100% slit”, and the same culture as in Experimental Example (1) was performed.
  • Example (3) The culture vessel was changed from “Vivo dish + 50% slit” to “No Vivo dish slit”, and the same culture as in Experimental Example (1) was performed.
  • the results of Experimental Examples (1) to (3) are shown in FIG.
  • the graph (10A) shows the incidence (%) when each culture vessel is used
  • the graph (10B) shows the number of various cells when each culture vessel is used
  • the graph (10C) shows each culture vessel.
  • the fertilized female pregnancy rate (%) and offspring production rate (%) when used are shown, respectively.
  • the blastocyst shows the left bar graph
  • the escaped blastocyst shows the right bar graph.
  • a fertilized female pregnancy shows a left bar graph
  • a litter production rate shows a right bar graph.
  • the incidence rate, the number of cells, the fertilized female pregnancy rate (%), and the offspring production rate (%) were superior to the culture vessel with slits compared to the culture vessel without slits.
  • there is a difference due to the depth of the slit, and the incidence of the cell, the number of cells, and the embryo receiving female were greater when the slit was placed up to the upper half of the depth of the recess than when the slit was extended over the entire depth of the recess.
  • the results were excellent in terms of pregnancy rate (%) and litter production rate (%).
  • Example II Effect of the shape of the culture vessel under the condition where the culture solution is not circulated—Experimental example (4) — After supplying the culture solution to the recess of the culture vessel “Vivo dish + 50% slit”, the fertilized egg is placed in the recess Put it in. As in Experiment I, the incidence rate (%), the number of various cells, the fertilized female pregnancy rate (%), and the offspring production rate (%) were determined.
  • Example (5) The culture vessel was changed from “Vivo dish + 50% slit” to “Vivo dish + 100% slit”, and the same culture as in Experimental Example (4) was performed.
  • Example (6) The culture vessel was changed from “Vivo dish + 50% slit” to “No Vivo dish slit”, and the same culture as in Experimental Example (4) was performed.
  • the results of Experimental Examples (4) to (6) are shown in FIG.
  • the graph (11A) shows the incidence (%) when each culture vessel is used
  • the graph (11B) shows the number of various cells when each culture vessel is used
  • the graph (11C) shows each culture vessel.
  • the fertilized female pregnancy rate (%) and offspring production rate (%) when used are shown, respectively.
  • the blastocyst shows a left bar graph
  • the escaped blastocyst shows a right bar graph.
  • a fertilized female pregnancy shows a left bar graph
  • a litter production rate shows a right bar graph.
  • the incidence rate, the number of cells, the fertilized female pregnancy rate (%), and the offspring production rate (%) were superior to the culture vessel with slits compared to the culture vessel without slits.
  • there is a difference due to the depth of the slit, and the incidence of the cell, the number of cells, and the embryo receiving female were greater when the slit was placed up to the upper half of the depth of the recess than when the slit was extended over the entire depth of the recess.
  • the results were excellent in terms of pregnancy rate (%) and litter production rate (%).
  • the incidence, number of cells, fertilized female pregnancy rate (%) and offspring production rate (%) of the experimental examples (4) to (6) ) was low or equivalent. From this result, it is preferable to cultivate by circulating the culture solution, and it is more preferable to connect the recesses with slits, and the length of the slits is only half of the upper part rather than the entire length of the recesses. It has been found that the formation is more preferable.
  • the present invention can be used for culturing cells or embryos.

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Abstract

【課題】　細胞または胚を生体内環境により近づけた条件で培養可能な培養容器、およびそれを備える培養ディッシュを提供する。　【解決手段】　本発明は、細胞または胚８を培養するための生体内環境に近い培養容器１５であって、細胞または胚８を個別に収容可能な部屋４を複数個備え、２以上の部屋４同士が、培養液１０を通過させる一方で細胞または胚８を通過させない大きさの空間５を介して接続している培養容器１５、およびそれを備える培養ディッシュ２０に関する。また、本発明は、生体内に近い培養環境を目指し、生体の動脈や静脈の働きと機能により行われる栄養成分等の補給及び老廃物等の除去排出を実現するための、新鮮な培養液を安定供給可能なリザーブタンク２４と流路、および廃棄タンク２５を備える培養ディッシュ２０に関する。

Description

生体内環境に近い培養容器およびそれを備える培養ディッシュ クロスリファレンス
　本出願は、２０１７年３月３１日に日本国において出願された特願２０１７－０７１３７２に基づき優先権を主張し、当該出願に記載された内容は、本明細書に援用する。また、本願において引用した特許、特許出願及び文献に記載された内容は、本明細書に援用する。
　本発明は、細胞または胚等の生体材料を培養するための培養容器およびそれを備える培養ディッシュに関する。
　従来から、細胞または胚（総称するときには、適宜、「細胞等」という）を、その性質が損なわれない状況下にて培養することが行われている。例えば、ヒトを含む哺乳動物の体外受精を行う場合、母体から卵子を採取し、当該卵子に受精し、得られた受精卵を所定期間培養した後、同一若しくは異なる母体にその受精卵を移植することが行われている。
　細胞等の培養容器としては、例えば、特許文献１に開示されるものが知られている。特許文献１に開示される培養容器は、個別管理が必要とされる細胞を培養するための底壁と側壁とを有しており、底壁に凹部を有する細胞収容部が配置されており、凹部が４個以上近接しており、凹部の壁面が凹部の最も低い位置から凹部の外縁に進むに従って高くなるような傾斜面を有し、近接する凹部間のピッチが１ｍｍ以下である容器である。かかる培養容器を用いることによって、培養細胞の撮影画像における細胞の輪郭抽出処理が効率よく実施でき、もって、培養細胞の自動判別が容易となる効果が得られる。
特開２０１０－２００７４８号公報
　ところで、細胞等を培養する場合、その細胞等をなるべく生体内に近い条件の下におくことが重要である。細胞等を入れる領域を、その上部のみを開口した凹部とすると、個々の細胞等の正確に判別するには容易であるものの、生体内環境の条件からは離れる。生体内では、細胞等は、他の細胞等から分泌される物質の影響を受けることが広く知られており、そのことが培養された細胞等の品質にも影響を与える（パラクライン効果）。特に、受精卵を培養する場合には、パラクライン効果を無視できない。
　本発明は、上記要望に応えるためになされたものであり、細胞または胚を生体内環境により近づけた条件で培養可能な生体内環境に近い培養容器、およびそれを備える培養ディッシュを提供することを目的とする。
　本発明者は、細胞等の培養環境を生体内環境に近づけるべく鋭意努力してきた結果、細胞等を培養する際に、複数個の細胞等を入れた個別の部屋に培養液が循環可能な環境を実現し、かつ個々の細胞等が個別の部屋内で自転に近い動きを可能とする培養容器を完成するに至った。具体的な課題解決手段は、次のとおりである。
（１）本発明の一実施形態は、細胞または胚を培養するための培養容器であって、細胞または胚を個別に収容可能な部屋を複数個備え、２以上の部屋同士が、培養液を通過させる一方で細胞または胚を通過させない大きさの空間を介して接続している生体内環境に近い培養容器である。
（２）本発明の別の実施形態は、さらに、部屋が一方を開口させた凹部であり、凹部の側壁の上方から下方に向かう任意の位置に至る開口部から隣の凹部の開口部に通じるスリットを備える生体内環境に近い培養容器であっても良い。
（３）本発明の別の実施形態は、また、スリットが凹部の高さの５０％以下の長さの生体内環境に近い培養容器であっても良い。
（４）本発明の別の実施形態は、また、部屋の容積が１０～５０ｎＬの範囲にある生体内環境に近い培養容器であっても良い。
（５）本発明の別の実施形態は、また、培養容器内に培養液を供給するためのリザーブタンクと、部屋を通過して排出される培養液を貯める廃棄タンクと、をさらに備える生体内環境に近い培養容器であっても良い。
（６）本発明の一実施形態は、前述のいずれかの生体内環境に近い培養容器を備える培養ディッシュであって、培養容器と、培養容器内に培養液を供給するためのリザーブタンクと、培養容器から排出される培養液を貯める廃棄タンクとを備え、リザーブタンクの内部の培養液がリザーブタンクから培養容器を経て廃棄タンクに至るように、リザーブタンクと培養容器と廃棄タンクとを高低差をつけて配置している生体内環境に近い培養ディッシュである。
（７）本発明の別の実施形態は、さらに、リザーブタンクと培養容器との間に、リザーブタンク内の培養液を重力に抗して培養容器へと供給可能な膜を備える生体内環境に近い培養ディッシュであっても良い。
　本願において培養対象となる細胞は、培養可能なものであれば特に限定されないが、好ましくは、真核細胞であり、より好ましくは、哺乳類、昆虫等の動物細胞及び植物細胞であり、更に好ましくは、哺乳類細胞である。また、細胞または胚は、例えば、ヒト；　ウシ、ブタ、ヤギ、ヒツジ等の家畜；　実験動物（マウス、ラット、ウサギ等）；　野生動物から好適に採取可能である。細胞としては、例えば、精子、卵母細胞、羊膜間葉細胞、未受精卵細胞、受精卵細胞、胚細胞、胚性幹細胞（ＥＳ細胞）、造血幹細胞、間葉系幹細胞、神経幹細胞、がん幹細胞、又は、人工多能性幹細胞（ｉＰＳ細胞）等の未分化細胞；並びに、子宮内膜細胞等の内膜細胞、卵管上皮細胞、羊膜上皮細胞、胆管上皮細胞等の上皮細胞、繊維芽細胞、類洞内皮細胞、血管内皮細胞等の内皮細胞、肝細胞等の分化細胞を挙げることができ、好ましくは、未分化細胞であり、より好ましくは、精子、卵母細胞、羊膜間葉細胞、未受精卵細胞、受精卵細胞、胚細胞、又は、胚性幹細胞（ＥＳ細胞）等の生殖系未分化細胞である。また、本願における培養対象となる胚としては、培養可能なものであれば特に限定されないが、好ましくは、前核期胚、初期胚、胚盤胞を例示できる。
　本発明によれば、細胞または胚を生体内環境により近づけた条件で培養可能である。
図１は、本発明の第一実施形態に係る培養容器の平面図を示す。 図２は、図１の培養容器のＡ－Ａ線断面図とその一部Ｃの拡大断面図（２Ａ）、および該培養容器のＢ－Ｂ線断面図（２Ｂ）をそれぞれ示す。 図３は、図２の培養容器に受精卵を入れた状態の断面図とその一部Ｃの拡大断面図（３Ａ）、および複数の凹部を培養液が流れる状況の該一部Ｃの拡大断面図（３Ｂ）をそれぞれ示す。 図４は、本発明の第二実施形態に係る培養容器の図２（２Ａ）と同様の断面図とその一部Ｃの拡大断面図を示す。 図５は、図４の培養容器の各変形例の平面図（５Ａ，５Ｂ）を示す。 図６は、本発明の第三実施形態に係る培養容器の平面図（６Ａ）および同培養器を用いて培養している状況を該平面図のＡ－Ａ線断面にて表した縦断面図（６Ｂ）をそれぞれ示す。 図７は、本発明の第一実施形態に係る培養ディッシュの簡略分解斜視図を示す。 図８は、図７の培養ディッシュの縦方向断面図（８Ａ）、および培養中の同断面図と一部Ｇの拡大断面図（８Ｂ）をそれぞれ示す。 図９は、本発明の第二実施形態に係る培養ディッシュの図８（８Ａ）と同様の断面図（９Ａ）および供給管の拡大断面図（９Ｂ）をそれぞれ示す。 図１０は、実験例（１）～（３）の結果を示す。（１０Ａ）のグラフは各培養容器を用いたときの発生率（％）を、（１０Ｂ）のグラフは各培養容器を用いたときの各種細胞数を、（１０Ｃ）のグラフは各培養容器を用いたときの受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）を、それぞれ示す。 図１１は、実験例（４）～（６）の結果を示す。（１１Ａ）のグラフは各培養容器を用いたときの発生率（％）を、（１１Ｂ）のグラフは各培養容器を用いたときの各種細胞数を、（１１Ｃ）のグラフは各培養容器を用いたときの受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）を、それぞれ示す。
１，１ａ，１ｂ，１５　　培養容器
４　　凹部（部屋の一形態）
５　　スリット（空間の一形態）
８　　受精卵（細胞または胚の一例）
１０　　培養液
２０，２０ａ　　培養ディッシュ
２４　　リザーブタンク
２５　　廃棄タンク
４５　　膜
　次に、本発明の生体内環境に近い培養容器およびそれを備える培養ディッシュの各実施形態について、図面を参照しながら説明する。なお、以下に説明する各実施形態は、特許請求の範囲における各請求項に係る発明を限定するものではなく、また、各実施形態の中で説明されている諸要素及びその組み合わせの全てが本発明の解決手段に必須であるとは限らない。
１．培養容器
＜第一実施形態＞
　図１は、本発明の第一実施形態に係る培養容器の平面図を示す。図２は、図１の培養容器のＡ－Ａ線断面図とその一部Ｃの拡大断面図（２Ａ）、および該培養容器のＢ－Ｂ線断面図（２Ｂ）をそれぞれ示す。図３は、図２の培養容器に受精卵を入れた状態の断面図とその一部Ｃの拡大断面図（３Ａ）、および複数の凹部を培養液が流れる状況の該一部Ｃの拡大断面図（３Ｂ）をそれぞれ示す。
　第一実施形態に係る生体内環境に近い培養容器（以後、単に、「培養容器」と称する）１は、細胞または胚の一例である受精卵８を培養するための容器であって、シャーレと類似の形態を有している。より具体的には、培養容器１は、円形の底板２と、その周囲を沿って紙面表方向に突出する円筒形状の側壁３とを備える。なお、底板２は、円形に限定されず、三角形、四角形、五角以上の多角形、楕円形、あるいは不定形であっても良い。培養容器１は、底板２の紙面表側の面２ａに、底板２の裏面２ｂに向かって窪む複数個の凹部４を備える。凹部４は、受精卵８を個別に収容可能な部屋に相当する。凹部４は、図１の紙面表方向（一方向）を開口させたカップ型の凹領域である。凹部４の開口面は、この実施形態では円形であるが、底板２の形状と同様、三角形、四角形、五角以上の多角形、楕円形、あるいは不定形であっても良い。
　この実施形態では、培養容器１は、縦１０列×横１０行の合計１００個の凹部４を備えている。ただし、凹部４の列数、行数あるいは合計の個数は、上記の例示数に限定されない。例えば、ヒトの受精卵８を培養する場合には、２～２０個の凹部４を培養容器１に形成すれば良い。また、ウシ、ブタ、ヒツジ、ヤギ等の家畜、あるいはマウス、ラット、ウサギ等の実験動物の受精卵８を培養する場合には、３０～１００個の凹部４を培養容器１に形成すれば良い。なお、凹部４の配列形態は、格子状の配列形態にも限定されない。
　図１において縦方向および横方向の両方向にて隣り合う凹部４同士は、スリット５によって接続されている。より具体的には、１つの凹部４の側面と別の凹部４の側面とは、スリット５によって通じている。スリット５は、培養液１０を通過させる一方で受精卵８を通過させない大きさの空間の一例である。この実施形態では、格子状に配列されている複数個の凹部４の内、角に位置する凹部４は、２つのスリット５と接続されている。また、角を除く辺の位置にある凹部４は、３つのスリット５と接続されている。それ以外の凹部４は、４つのスリット５と接続されている。このように、この実施形態では、凹部４は、互いに縦方向と横方向に位置する他の凹部４と２～４のスリット５にて接続されている。なお、培養容器１の培養液１０の上面には、乾燥防止のためオイルで上層を被覆するのが好ましい。
　図２に示すように、凹部４は、好ましくは、その底部を湾曲させて、凹部側壁をほぼ垂直に形成した形態を有する。かかる形態にすることにより、凹部４内の受精卵８が自在に回転若しくは揺動可能であって傷つきにくく、かつ凹部４から容易に抜け出にくいからである。スリット５は、この実施形態では、略直方体の形状を持つ空間である。ただし、スリット５の形状は、略直方体に限定されず、例えば、直方体を波形状に変形させた形状、あるいは四角錐形状（楔形形状）でも良い。
　培養容器１の構成材料は、細胞や胚の培養に支障がない限り、特に制約されるものではないが、例えば、ポリアミド；　ポリイミド；　環状オレフィンコポリマー；　ポリエチレン、ポリプロピレン、エチレン－プロピレン共重合体、エチレン－酢酸ビニル共重合体等のポリオレフィン；　ポリエチレンテレフタレート、ポリブチレンテレフタレート、ポリエチレンナフタレート、ポリブチレンナフタレート等のポリエステル；　ポリスチレン、メタクリレート－スチレン共重合体等のポリスチレンに代表される合成樹脂；　シリコーンゴム、ウレタンゴム、イソプレンゴム、エチレンプロピレンゴム、エチレンプロピレンジエンゴム、ニトリルゴム若しくはスチレンブタジエンゴム等の熱硬化性エラストマー；　ウレタン系、エステル系、スチレン系、オレフィン系、ブタジエン系、フッ素系等の熱可塑性エラストマーにて好適に形成される。また、培養容器１は、上記合成樹脂あるいはゴム以外に、例えば、ガラス；　アルミニウム、アルミニウム合金、ステンレススチール等の金属；　酸化アルミニウム、窒化珪素等のセラミックスにて構成されていても良い。培養容器１としてより好ましい材料としては、細胞や胚（一例としては、受精卵８）の培養に支障がない限り、特に制約されるものではないが、例えば、ポリアミド；　ポリイミド；　環状オレフィンコポリマー；　ポリエチレン、ポリプロピレン、エチレン－プロピレン共重合体、エチレン－酢酸ビニル共重合体等のポリオレフィン；　ポリエチレンテレフタレート、ポリブチレンテレフタレート、ポリエチレンナフタレート、ポリブチレンナフタレート等のポリエステル；　ポリスチレン、メタクリレート－スチレン共重合体等のポリスチレンに代表される合成樹脂；　シリコーンゴム、ウレタンゴム、イソプレンゴム、エチレンプロピレンゴム、エチレンプロピレンジエンゴム、ニトリルゴム若しくはスチレンブタジエンゴム等の熱硬化性エラストマー；　ウレタン系、エステル系、スチレン系、オレフィン系、ブタジエン系、フッ素系等の熱可塑性エラストマーにて好適に形成される材料を挙げることができる。
　培養容器１の底板２の直径は、特に制約されないが、好ましくは４～１５ｍｍ、さらに好ましくは６～１２ｍｍである。凹部４の直径ＤＩは、凹部４に入れられる細胞あるいは胚の大きさに応じて任意に設定可能であるが、ヒトの受精卵８を入れる用途で用いる場合には、好ましくは２００～４００μｍ、より好ましくは２５０～３００μｍである。凹部４の高さＤＥ（深さと称しても良い）も同様に、凹部４に入れられる細胞あるいは胚の大きさに応じて任意に設定可能であるが、ヒトの受精卵８を入れる用途で用いる場合には、好ましくは１５０～４００μｍ、より好ましくは２００～３００μｍである。凹部４の内容積（スリット５を考慮せず）も、凹部４に入れられる細胞あるいは胚の大きさに応じて任意に設定可能であるが、ヒトの受精卵８を入れる用途で用いる場合には、好ましくは１０～５０ｎＬ、より好ましくは１５～３０ｎＬであり、最も好ましくは２０ｎＬである。
　スリット５の長さＬ（隣り合う凹部４，４に挟まれた肉厚部分の厚さに相当）は、好ましくは５～２００μｍである。受精卵８同士の間隔は、好ましくは、８０～１６０μｍである。スリット５の幅Ｔ（厚さと称しても良い）は、ヒトの受精卵８が通過せず、培養液１０が通過可能な大きさであれば、特に制約されないが、好ましくは２～４０μｍ、より好ましくは５～３０μｍである。スリット５は、凹部４の深さ方向に切り込まれた形状、より具体的には、凹部４の開口面から凹部４の底部までの距離の任意の位置まで切り込まれた形状を有する。すなわち、スリット５は、凹部４の側壁の上方から下方に向かう任意の位置に至る開口部から隣の凹部４の上記と同様の開口部に通じるスリットである。スリット５の深さＷは、凹部４の深さＤＥに対して、０＜Ｗ≦ＤＥであって、好ましくは、０＜Ｗ≦ＤＥ／２である。この場合、スリット５は、凹部４の深さＤＥの５０％以下の長さとなる。スリット５の深さＷは、さらに好ましくは、ＤＥ／３≦Ｗ≦ＤＥ／２の関係にある。スリット５の深さＷを、凹部４の深さＤＥの０～１／２（０～５０％）の範囲、あるいはさらには１／３～１／２（３３～５０％）の範囲にすると、図３（３Ｂ）に模式的に示すように、凹部４の上方に培養液１０の流れＦＬが生じ、受精卵８が凹部４内で過度に踊らず、わずかに揺れ動くだけの環境を構築できる。
　ヒトの受精卵８は、おおよそ直径（Ｄｃ）：１００～２００μｍの大きさを有する。凹部４の深さＤＥを２００～３００μｍの大きさに設計すると、ヒトの受精卵８を入れた状態の凹部４の開口面側に、０～２００μｍの空間（ただし、その空間には培養液１０が存在する）が存在する。スリット５の深さＷは、凹部４の深さＤＥの３３～５０％に設定された場合、おおよそ６６～１５０μｍとなる。このような設計にすると、多くの場合、ヒトの受精卵８が凹部４の底部に沈んでいるとすれば、その受精卵８の上半分（北半球）若しくはそれより浅い部分にスリット５が位置することになる。よって、受精卵８が凹部４内で自転あるいは揺動する程度で、受精卵８が凹部４の開口部から容易に出てしまう状況にはなりにくい。このようなスリット５に代表される空間を形成すれば、培養液１０が、隣り合う凹部４同士を流れる環境を構築できる。したがって、受精卵８の培養時におけるパラクライン効果を高めることができる。加えて、培養中、受精卵８が個々の凹部４に収められていることから、受精卵８の取り違え等の支障も起こらない。
　培養液１０は、無機塩、エネルギー源（糖、アミノ酸、ピルビン酸、グリシン、オクタン酸など）、細胞保護物質（ポリビニルアルコール、ヒアルロナンを代表とするグリコスアミノグリカンなど）、抗生物質、生理活性物質（成長因子、サイトカインなど）を超純粋又は再蒸留水に溶解させることによって調製したものを、好適に用いることができる。例えば、培養液１０としては、塩化ナトリウム、リン酸二水素カリウム、塩化カリウム、塩化カルシウム、硫酸マグネシウム七水和物、１９種のアミノ酸、炭酸水素ナトリウム、エチレンジアミン四酢酸二ナトリウム二水和物、ゲンタマイシン硫酸塩、ポリビニルアルコール、アラニル－Ｌ－グルタミン、エネルギー源としてＤ－グルコースＤＬ－乳酸ナトリウム等の乳酸塩、ピルビン酸ナトリウム等のピルビン酸塩を含む（４－（２－ヒドロキシエチル）－１－ピペラジンエタンスルホン酸（ＨＥＰＥＳ）含有培地）を基本培養液として含むものを例示できる。培養液１０に、スクロース、グルコース、トレハロース、デキストラン、パーコール、ポリエチレングリコール、ポリビニルアルコール、ヒアルロナン、フィブロネクチン、ポリビニルピロリドン、ヒト血清アルブミンなどから選択される１種または２種以上を含んでも良い。非常に好ましい培養液としては、ＫＳＯＭ（Ｌａｗｉｔｔｓ　ＪＡ，　Ｂｉｇｇｅｒｓ　ＪＤ．　Ｃｕｌｔｕｒｅ　ｏｆ　ｐｒｅｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｅｍｂｒｙｏｓ．　Ｍｅｔｈｏｄｓ　Ｅｎｚｙｍｏｌ．　１９９３　；　２２５　：　１５３―６４．）、Ｇ－ＴＬ（ＶｉｔｒｏＬｉｆｅ社）を例示できる。なお、培養液１０を無血清とすることもできる。
＜第二実施形態＞
　図４は、本発明の第二実施形態に係る培養容器の図２（２Ａ）と同様の断面図とその一部Ｃの拡大断面図を示す。
　第二実施形態に係る培養容器１は、第一実施形態に係る培養容器１のスリット５の形態を変えた以外、第一実施形態の培養容器１と同一の構造を有する。よって、以下の説明では、スリット５の構成以外については、第一実施形態の説明を代用し、重複した説明を省略する。
　第二実施形態に係る培養容器１は、凹部４の深さＤＥと同一深さＷのスリット５を備える。スリット５の長さＬおよび幅Ｔは、第一実施形態のそれらと共通する。スリット５の深さＷを凹部４の深さＤＥと同一としても、受精卵８は、隣の凹部４には移動できない。スリット５の幅Ｔを受精卵８の直径Ｄｃより小さくしているからである。スリット５の深さＷを第一実施形態のそれよりも大きくすると、培養液１０は凹部４のより深い部分を経由して隣の凹部４へと流れる。すなわち、培養液１０の循環性は高まる。ただし、受精卵８に与えるダメージ、受精卵８の凹部４からの飛び出しの可能性を含めて総合的に判断すると、第一実施形態におけるスリット５の深さの方が好ましいとも解釈可能である。
　図５は、図４の培養容器の各変形例の平面図（５Ａ，５Ｂ）を示す。
　図５（５Ａ）に示すように、第一変形例に係る培養容器１ａは、縦１０列×横１０行の合計１００個の凹部４を備える点で、図４（あるいは図１）の培養容器１と共通する。しかし、格子状に配列された凹部４の周囲以外、凹部４同士を横方向にのみ接続するスリット５を備える点は、図４（あるいは図１）の培養容器１と異なる。
　また、図５（５Ｂ）に示すように、第二変形例に係る培養容器１ｂは、縦１０列×横１０行の合計１００個の凹部４を備える点で、図４の培養容器１と共通する。しかし、格子状に配列された凹部４の縦方向に接続するスリット５を２列おきに備える点は、図４の培養容器１と異なる。
　上記の第一変形例および第二変形例は、第一実施形態に係る培養容器１にも応用できる。凹部４同士を接続するスリット５は、第一実施形態のような完全格子状の接続形態以外に、図５（５Ａ，５Ｂ）に示す形態に変形可能であり、さらなる別の形態にも変形できる。スリット５は、少なくとも２つの凹部４同士を接続していれば良い。
　また、スリット５は、好ましくは、上述の実施形態に示すように、凹部４の開口側に開口する溝である。しかし、スリット５は、凹部４同士を接続する貫通口であって、凹部４の開口側を閉鎖した空間であっても良い。
＜第三実施形態＞
　図６は、本発明の第三実施形態に係る培養容器の平面図（６Ａ）および同培養器を用いて培養している状況を該平面図のＡ－Ａ線断面にて表した縦断面図（６Ｂ）をそれぞれ示す。
　第三実施形態に係る培養容器１５は、培養容器１５の面２ａに、凹部４の配置領域以外の位置に、培養容器１５内に培養液１０を供給するためのリザーブタンク２４と、凹部４を通過して排出される培養液１０を貯める廃棄タンク２５と、をさらに備える。また、培養容器１５は、縦５列×横５行の合計２５個の凹部４を備える。スリット５は、縦５列×横５行の格子状にて、凹部４を接続するように形成されている。
　廃棄タンク２５は、この実施形態では、底板２の表側の面２ａに、面２ａ側を開口させた凹領域として形成されている。培養容器１５およびリザーブタンク２４は、廃棄タンク２５を除く面２ａ上にそれぞれ配置されている。リザーブタンク２４は、筒型形状をなし、その内部３５に培養液１０を貯留可能な部材である。リザーブタンク２４は、培養液１０を内部３５に入れた後、供給管２９から培養液１０を面２ａ上に供給可能である。なお、供給管２９に、培養液１０が不本意に面２ａ上に流出しないように、バルブを備えていても良い。
　スリット５は、好ましくは、凹部４を通過する他に、廃棄タンク２５にも通じている。また、供給管２９、スリット５、廃棄タンク２５は、この順番に低くなるように、形成されている。この結果、リザーブタンク２４内の培養液１０は、供給管２９から面２ａ上に流れ出した後、受精卵８を入れた凹部４からスリット５を経由して他の凹部４にも移動し、最後に廃棄タンク２５への出口５ａから廃棄タンク２５内に移動する。このように、ポンプ等の送液機器を用いなくとも、重力を利用して、リザーブタンク２４から培養容器１５を経て、廃棄タンク２５へと培養液１０を送液可能である。リザーブタンク２４から培養容器１への培養液１０の供給速度は、特に制約はないが、１～２０ｎＬ／ｍｉｎの範囲、より好ましくは５～１５ｎＬ／ｍｉｎの範囲にすることができる。
　リザーブタンク２４の構成材料は、細胞や胚（一例としては、受精卵８）の培養に支障がない限り、特に制約されるものではないが、例えば、ポリアミド；　ポリイミド；　環状オレフィンコポリマー；　ポリエチレン、ポリプロピレン、エチレン－プロピレン共重合体、エチレン－酢酸ビニル共重合体等のポリオレフィン；　ポリエチレンテレフタレート、ポリブチレンテレフタレート、ポリエチレンナフタレート、ポリブチレンナフタレート等のポリエステル；　ポリスチレン、メタクリレート－スチレン共重合体等のポリスチレンに代表される合成樹脂；　シリコーンゴム、ウレタンゴム、イソプレンゴム、エチレンプロピレンゴム、エチレンプロピレンジエンゴム、ニトリルゴム若しくはスチレンブタジエンゴム等の熱硬化性エラストマー；　ウレタン系、エステル系、スチレン系、オレフィン系、ブタジエン系、フッ素系等の熱可塑性エラストマーにて好適に形成される。また、リザーブタンク２４は、上記合成樹脂あるいはゴム以外に、例えば、ガラス；　アルミニウム、アルミニウム合金、ステンレススチール等の金属；　酸化アルミニウム、窒化珪素等のセラミックスにて構成されていても良い。リザーブタンク２４としてより好ましい材料としては、ポリスチレン、シリコーンゴムあるいはガラスを挙げることができる。
　培養容器１５の底板２の直径は、リザーブタンク２４および廃棄タンク２５を配置可能であれば特に制約されないが、好ましくは３０～１００ｍｍ、さらに好ましくは３５～７１ｍｍである。側壁３の高さも、特に制約されないが、好ましくは７～１５ｍｍ、さらに好ましくは１０～１２ｍｍである。
２．培養ディッシュ
＜第一実施形態＞
　図７は、本発明の第一実施形態に係る培養ディッシュの簡略分解斜視図を示す。図８は、図７の培養ディッシュの縦方向断面図（８Ａ）、および培養中の同断面図と一部Ｇの拡大断面図（８Ｂ）をそれぞれ示す。
　生体内環境に近い培養ディッシュ（以後、単に「培養ディッシュ」と称する）２０は、培養容器１と、培養容器１内に培養液１０を供給するためのリザーブタンク２４と、培養容器１から排出される培養液１０を貯める廃棄タンク２５と、を備える。培養ディッシュ２０は、リザーブタンク２４の内部の培養液１０がリザーブタンク２４から培養容器１を経て廃棄タンク２５に至るように、リザーブタンク２４と培養容器１と廃棄タンク２５とを高低差をつけて配置している。以下、培養ディッシュ２０の詳細な構成について説明する。
　培養ディッシュ２０は、円形の底板２２と、その周囲を沿って上方向に突出する円筒形状の側壁２３とを備える。なお、底板２２は、円形に限定されず、三角形、四角形、五角以上の多角形、楕円形、あるいは不定形であっても良い。培養ディッシュ２０は、側壁２３で囲まれた領域２１に、培養容器１と、リザーブタンク２４とを配置可能である。廃棄タンク２５は、この実施形態では、底板２２の表側の面２２ａに、面２２ａ側を開口させた凹領域として形成されている。培養容器１およびリザーブタンク２４は、廃棄タンク２５を除く面２２ａ上の領域２６および領域２７にそれぞれ配置可能となっている。
　培養容器１は、側壁３に、貫通孔３１，３２を備える。貫通孔３１は、培養容器１内の培養液１０を廃棄タンク２５へと排出するための排出管２８を挿入可能な大きさの孔である。貫通孔３１は、好ましくは、培養容器１の面２ａになるべく近い高さにて、側壁３に形成されている。貫通孔３２は、リザーブタンク２４内の培養液１０を培養容器１内に供給するための供給管２９を挿入可能な大きさの孔である。貫通孔３２は、培養容器１の開口面（面２ａの上方）になるべく近い高さにて、側壁３に形成されている。このため、貫通孔３２に挿入された供給管２９の高さ位置は、貫通孔３１に挿入された排出管２８の高さ位置に比べて高い。したがって、ポンプ等の送液機器を用いなくとも、重力を利用して、リザーブタンク２４から培養容器１等を経て、廃棄タンク２５へと培養液１０を送液可能である。供給管２９は、リザーブタンク２４の内底面より高い位置に接続され、好ましくは当該内底面の近くに配置される。排出管２８は、培養容器１側、あるいはリザーブタンク２４側のいずれに最初から固定された部材であっても良く、あるいは培養容器１とリザーブタンク２４の両方に着脱自在な独立した部材であっても良い。供給管２９は、培養容器１に最初から固定された部材であっても良く、あるいは培養容器１に着脱自在な独立した部材であっても良い。なお、培養容器１に、必ずしも貫通孔３２を備えることを要しない。供給管２９を培養容器１の側壁３の上方に配置すれば、側壁３に貫通孔３２を形成する必要はない。
　リザーブタンク２４は、筒型形状をなし、その内部３５に培養液１０を貯留可能な部材である。培養液１０を内部３５に入れた後、供給管２９から培養液１０が不本意に流出しないように、供給管２９にバルブ３０を備えるのが好ましい。この実施形態では、排出管２８にバルブを設けていないが、バルブを設けても良い。
　図８（８Ｂ）に示すように、培養ディッシュ２０内に、受精卵８と培養液１０を入れた培養容器１と、リザーブタンク２４とを配置し、リザーブタンク２４の内部３５に培養液１０を入れ、バルブ３０を開くと、リザーブタンク２４内の培養液１０は、供給管２９を経て培養容器１に入り、培養容器１内の培養液１０と置換される。置換後の培養液１０は、排出管２８を経て、廃棄タンク２５に貯まる。培養容器１の複数個の凹部４は、スリット５にて互いに接続されているので、培養液１０は複数個の凹部４に亘って移動可能である。１つの凹部４内の受精卵８からの放出物質は、隣の凹部４内の受精卵８、さらに接続される別の凹部４内の受精卵８にも、培養液１０と共に送られる。スリット５は、パラクライン効果を高めるのに寄与する。なお、スリット５が存在しなくても、凹部４同士は、その開口部同士でつながっているが、スリット５を設ける場合と比べると、培養液１０および上記放出物質の凹部４間の移動は少ない。リザーブタンク２４から培養容器１への培養液１０の供給速度は、特に制約はないが、１～２０ｎＬ／ｍｉｎの範囲、より好ましくは５～１５ｎＬ／ｍｉｎの範囲にすることができる。
　培養ディッシュ２０の構成材料は、細胞や胚の培養に支障がない限り、特に制約されるものではなく、培養容器１と同様の材料の選択肢から選択可能である。
　培養ディッシュ２０の底板２２の直径は、培養容器１、リザーブタンク２４および廃棄タンク２５を配置可能であれば特に制約されないが、好ましくは３０～１００ｍｍ、さらに好ましくは３５～７１ｍｍである。側壁２３の高さも、特に制約されないが、好ましくは７～１５ｍｍ、さらに好ましくは１０～１２ｍｍである。
　この実施形態では、培養容器１は、培養ディッシュ２０と別体であるが、培養ディッシュ２０の略中央部分に固定されていても良い。その場合、培養ディッシュ２０は、培養容器１の径方向外側に凹部を拡張した部材と位置付けられ、培養容器と称することができる。
＜第二実施形態＞
　図９は、本発明の第二実施形態に係る培養ディッシュの図８（８Ａ）と同様の断面図（９Ａ）および供給管の拡大断面図（９Ｂ）をそれぞれ示す。
　第二実施形態に係る培養ディッシュ２０ａは、第一実施形態に係る培養ディッシュ２０容器１の内方の領域２１を廃棄タンク２５に利用する構造とした点および供給管２９の内部に流量制御機構を設けてバルブ３０を設けなかった以外、第一実施形態の培養ディッシュ２０と同一の構造を有する。よって、以下の説明では、第一実施形態と異なる構成以外については、第一実施形態の説明を代用し、重複した説明を省略する。
　第二実施形態に係る培養ディッシュ２０ａは、その略中央部分に、上方突出したマウント部４０を備える。培養容器１は、マウント部４０に配置されている。リザーブタンク２４は、第一実施形態における同タンク２４よりも底上げされている。供給管２９の高さは、培養容器１の面２ａよりも高い位置にある。一方、排出管２８は、培養ディッシュ２０ａの面２２ａよりも十分高い位置にある。この結果、リザーブタンク２４の内部３５内の培養液１０は、供給管２９を経て、培養容器１ａの内部に入り、排出管２８から培養ディッシュ２０ａの内部に貯まる。なお、マウント部４０は、必須の構成ではない。培養容器１の底板２が十分に厚い場合には不要である。
　供給管２９は、その内部に、培養液１０の排出量を制御して徐々に排出可能な膜４５を備える。膜４５は、リザーブタンク２４と培養容器１との間にあって、リザーブタンク２４内の培養液１０を重力に抗して培養容器１へと供給可能な部材である。この実施形態では、膜４５は、供給管２９の長さ分の空間に満たされているが、供給管２９の長さより短い領域に存在していても良い。また、膜４５は、供給管２９のリザーブタンク２４側あるいは培養容器１側のいずれかの端面に配置されても良い。
　膜４５は、セルロース、ポリエステル、セルロース混合エステル、ポリビニリデンフロライド、ポリテトラフルオロエチレン等の材料からなる多孔質膜であって、培養液１０を多くの孔から染み出させる機能を持つ。膜４５の厚さや孔の大きさについては、培養液１０の粘度、供給速度等の条件に応じて変更可能である。膜４５は、好ましくは、リザーブタンク２４から培養容器１等への培養液１０の供給速度を０．１～２００ｎＬ／ｍｉｎの範囲、より好ましくは５～１５ｎＬ／ｍｉｎの範囲にすることができる流量制御用の膜である。なお、流量調節のための堰の配置場所と構造は、リザーブタンクと培養容器をつなぐ流路の中に設置し、流路の途中を狭窄し流量を制限する構造としても良い。また流量調節のための膜４５の配置場所と仕様は、リザーブタンク２４と培養容器１をつなぐ流路の中に設置し、孔径０．０２５μｍ～１０μｍのろ過滅菌用の多孔質膜のフィルター（セルロース混合エステル、ポリビニリデンフロライド、ポリテトラフルオロエチレン等）を培養液１０の組成と性状、粘性等に応じ適宜使い分けて、使用することができる。
　なお、上述の膜４５は、培養ディッシュ２０，２０ａに備えられるリザーブタンク２４の供給管２９のみならず、先に説明した培養容器１５に配置されるリザーブタンク２４の供給管２９内にも備えることができる。
３．培養容器および培養ディッシュの製造方法
　培養容器１，１ａ，１ｂ，１５および培養ディッシュ２０，２０ａ（適宜、「培養容器１等」という。）は、リザーブタンク２４、供給管２９および排出管２８等の接続若しくは配置部材を除いた形態にて、金型成形、フォトリソグラフィと転写の組み合わせ、あるいは３Ｄプリントによって製造可能である。金型成形を行う場合、金型内に、未硬化状態の硬化性樹脂組成物若しくは硬化性ゴム組成物を供給して、加熱（加圧を伴う場合あり）、紫外線照射等により上記組成物を金型内で硬化させるのが好ましい。この際、凹部４およびスリット５を、成形時に形成しても良く、あるいは成形後にレーザ加工若しくは機械加工によって形成しても良い。
　フォトリソグラフィと転写を行う場合には、例えば、平滑かつ均一厚さの基板の一例としてのシリコン基板上に、フォトレジスト層をスピンコート等の手法にて形成し、所定のマスクパターンを介して露光および現像を行い、シリコン基板上に鋳型を形成する。鋳型は、培養容器１等の内面を転写可能な凹凸を備える。次に、鋳型上に、未硬化状態の硬化性樹脂組成物若しくは硬化性ゴム組成物を供給して、加熱（加圧を伴う場合あり）、紫外線照射等により上記組成物を金型内で硬化させる。次に、硬化させた培養容器１等を鋳型から剥がす。なお、凹部４およびスリット５の形成時期のバリエーションについては、金型成形の場合と同様である。
４．その他の実施形態
　上方に開口する形態の凹部４は、細胞または胚を個別に収容可能な部屋の一例にすぎず、底部あるいは側壁に孔を有する部屋でも良い。スリット５は、凹部４の側壁方向から見て長方形の形状を有するが、楕円形等の他の形状であっても良い。スリット５における凹部４の深さ方向の長さは、凹部４の開口面から凹部の深さの５０％、４０％、３０％、２０％あるいは１０％までの長さであっても良い。また、スリット５における凹部４の深さ方向の長さは、凹部４の開口面から凹部の深さの６０％、７０％、８０％、９０％あるいは１００％までの長さであっても良い。リザーブタンク２４は、培養容器１等の内部に固着されていても良い。廃棄タンク２５は、培養容器１等から着脱自在な部材でも良い。
　次に、本発明の実施例について説明する。ただし、本発明は、以下の実施例に限定されるものではない。
（１）培養容器の作製
　シャーレ型の培養容器を作製するための金型（凹金型と凸金型）を用意した。凸金型には、転写面に、縦５列×横５列の合計２５個の凸部（直径：３００μｍ、高さ：２５０μｍ、凸部間隔：１００μｍ）、凸部同士を接続する板状部（幅：２０μｍ、高さ：１２５μｍ）および突出領域（高さ１．５ｍｍ、突出面：１８ｍｍ×１０ｍｍ）を備えるものを用いた。金型内に、未硬化の樹脂原料（ポリスチレン）を加熱・加圧供給し、硬化後、金型を開き、内表面に、縦５列×横５列の合計２５個の凹部（開口直径：３００μｍ、深さ：２５０μｍ、凹部間隔：１００μｍ）、スリット（幅：２０μｍ、深さ：１２５μｍ）および廃棄タンク（深さ１．５ｍｍ、開口部：１８ｍｍ×１０ｍｍ）を備えるシャーレ型の培養容器（直径：３６ｍｍ、高さ：１１ｍｍ）を得た。この培養容器を、「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」と称する。また、培養容器として、上記の「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」以外に、２５個の凹部を独立して形成したスリットの無い培養容器（「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ　ｓｌｉｔなし」と称する）と、スリットの深さを凹部の深さと同じ２５０μｍとした培養容器（「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋１００％ｓｌｉｔ」と称する）とを、凸金型の形状を変えて、上記と同様の金型成形にて作製した。
（２）実験前の処理
　上述の工程で作製された培養容器、後述のリザーブタンクをはじめとする部材は、予め、電子線あるいはγ線滅菌した。受精卵の導入前に、培養容器をＫＳＯＭ（Ｌａｗｉｔｔｓ　ＪＡ，　Ｂｉｇｇｅｒｓ　ＪＤ．　Ｃｕｌｔｕｒｅ　ｏｆ　ｐｒｅｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｅｍｂｒｙｏｓ．　Ｍｅｔｈｏｄｓ　Ｅｎｚｙｍｏｌ．　１９９３　；　２２５　：　１５３―６４．）で洗浄した。その後、３７℃、酸素濃度５％、二酸化炭素濃度５％のインキュベータ内で、ガス平衡した。
　培養する受精卵には、マウス２細胞期受精卵を用いた。リザーブタンク（直径：１０ｍｍ、高さ：１５ｍｍ）を培養容器の凹部密集領域と廃棄タンク以外の領域に配置し、その中に培養液を入れた。リザーブタンクに入れた培養液としては、ＫＳＯＭ（Ｌａｗｉｔｔｓ　ＪＡ，　Ｂｉｇｇｅｒｓ　ＪＤ．　Ｃｕｌｔｕｒｅ　ｏｆ　ｐｒｅｉｍｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｅｍｂｒｙｏｓ．　Ｍｅｔｈｏｄｓ　Ｅｎｚｙｍｏｌ．　１９９３　；　２２５　：　１５３－６４．）に５質量％のヒトアルブミンを加えたものを用いた。培養は、ＣＯ２インキュベータ（５％Ｏ２、５％ＣＯ２、および９０％Ｎ２、３７℃、湿度飽和）の環境下で行った。
（３）実験
（実験Ｉ）：培養液循環の条件下における培養容器の形態が及ぼす効果
－実験例（１）－　培養容器「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」の凹部に培養液を供した後、受精卵を凹部内に入れた。その後、リザーブタンクから１０ｎＬ／ｍｉｎの供給速度で培養液を培養容器の凹部およびスリットに向けて供給し、廃棄タンクに至る循環供給を実行した。培養開始の２４時間後から、２４時間毎に、９６時間後までの受精卵の胚盤胞への発生を観察・記録した。培養開始時の受精卵（マウス２細胞期受精卵）の数に対する、胚盤胞へと発生した受精卵の数の割合を発生率（％）として求めた。また、得られたマウス胚盤胞を構成する総細胞数と、胚盤胞中の内部細胞塊の細胞数（ＩＣＭ細胞数）とを二重蛍光染色法により計測した。また、脱出胚盤胞（透明帯（受精卵を覆っているカプセル）から脱出した状態の胚盤胞）についても同様の計測を行った。さらに、受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）も求めた。
－実験例（２）－　培養容器を、「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」から「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋１００％ｓｌｉｔ」に変更し、実験例（１）と同様の培養を行った。
－実験例（３）－　培養容器を、「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」から「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ　ｓｌｉｔなし」に変更し、実験例（１）と同様の培養を行った。
　実験例（１）～（３）の結果を図１０に示す。（１０Ａ）のグラフは各培養容器を用いたときの発生率（％）を、（１０Ｂ）のグラフは各培養容器を用いたときの各種細胞数を、（１０Ｃ）のグラフは各培養容器を用いたときの受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）を、それぞれ示す。（１０Ｂ）のグラフにおいて、胚盤胞は左側の棒グラフを、脱出胚盤胞は右側の棒グラフを、それぞれ示す。（１０Ｃ）のグラフにおいて、受胚雌妊娠は左側の棒グラフを、産仔生産率は右側の棒グラフを、それぞれ示す。
　発生率、細胞数、受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）のいずれも、スリットの無い培養容器よりも、スリットのある培養容器の方が優れていた。また、スリットの深さによる違いもみられ、スリットを凹部の深さの上部半分までに入れた方が、スリットを凹部の深さ全長に亘っていれるよりも、発生率、細胞数、受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）の点で優れた結果となった。
（実験ＩＩ）：培養液循環無しの条件下における培養容器の形態が及ぼす効果
－実験例（４）－　培養容器「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」の凹部に培養液を供した後、受精卵を凹部内に入れた。実験Ｉと同様に、発生率（％）、各種細胞数、受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）を求めた。
－実験例（５）－　培養容器を、「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」から「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋１００％ｓｌｉｔ」に変更し、実験例（４）と同様の培養を行った。
－実験例（６）－　培養容器を、「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ＋５０％ｓｌｉｔ」から「Ｖｉｖｏ　ｄｉｓｈ　ｓｌｉｔなし」に変更し、実験例（４）と同様の培養を行った。
　実験例（４）～（６）の結果を図１１に示す。（１１Ａ）のグラフは各培養容器を用いたときの発生率（％）を、（１１Ｂ）のグラフは各培養容器を用いたときの各種細胞数を、（１１Ｃ）のグラフは各培養容器を用いたときの受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）を、それぞれ示す。（１１Ｂ）のグラフにおいて、胚盤胞は左側の棒グラフを、脱出胚盤胞は右側の棒グラフを、それぞれ示す。（１１Ｃ）のグラフにおいて、受胚雌妊娠は左側の棒グラフを、産仔生産率は右側の棒グラフを、それぞれ示す。
　発生率、細胞数、受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）のいずれも、スリットの無い培養容器よりも、スリットのある培養容器の方が優れていた。また、スリットの深さによる違いもみられ、スリットを凹部の深さの上部半分までに入れた方が、スリットを凹部の深さ全長に亘っていれるよりも、発生率、細胞数、受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）の点で優れた結果となった。また、先に示した実験例（１）～（３）と比較すると、実験例（４）～（６）の発生率、細胞数、受胚雌妊娠率（％）および産仔生産率（％）のいずれも、低い若しくは同等となった。この結果から、培養液を循環させて培養する方が好ましく、凹部間をスリットで接続する方がより好ましく、そのスリットの長さは凹部の深さ全長に亘って形成するよりも上方半分だけに形成する方がさらに好ましいことがわかった。
　本発明は、細胞または胚の培養に利用できる。

 
 

Claims (7)

  1. 　細胞または胚を培養するための培養容器であって、
    　前記細胞または前記胚を個別に収容可能な部屋を複数個備え、
    　２以上の前記部屋同士が、培養液を通過させる一方で前記細胞または前記胚を通過させない大きさの空間を介して接続している生体内環境に近い培養容器。
  2. 　前記部屋は、一方を開口させた凹部であり、
    前記凹部の側壁の上方から下方に向かう任意の位置に至る開口部から隣の前記凹部の前記開口部に通じるスリットを備える請求項１に記載の生体内環境に近い培養容器。
  3. 　前記スリットは、前記凹部の高さの５０％以下の長さである請求項２に記載の生体内環境に近い培養容器。
  4. 　前記部屋の容積は１０～５０ｎＬの範囲にある請求項１から請求項３のいずれか１項に記載の生体内環境に近い培養容器。
  5. 　前記培養容器内に培養液を供給するためのリザーブタンクと、
    　前記部屋を通過して排出される培養液を貯める廃棄タンクと、
    をさらに備える請求項１から請求項４のいずれか１項に記載の生体内環境に近い培養容器。
  6. 　請求項１から請求項４のいずれか１項に記載の生体内環境に近い培養容器を備える培養ディッシュであって、
    　前記培養容器と、
    　前記培養容器内に培養液を供給するためのリザーブタンクと、
    　前記培養容器から排出される培養液を貯める廃棄タンクと、
    を備え、
    　前記リザーブタンクの内部の前記培養液が前記リザーブタンクから前記培養容器を経て前記廃棄タンクに至るように、前記リザーブタンクと前記培養容器と前記廃棄タンクとを高低差をつけて配置している生体内環境に近い培養ディッシュ。
  7. 　前記リザーブタンクと前記培養容器との間に、前記リザーブタンク内の前記培養液を重力に抗して前記培養容器へと供給可能な膜を備える請求項６に記載の生体内環境に近い培養ディッシュ。

     
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