WO2011046104A1 - 配向された細胞をゲル内に含む培養物 - Google Patents

配向された細胞をゲル内に含む培養物 Download PDF

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昌治 竹内
雄土 下山
弘晃 尾上
行子 松永
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国立大学法人 東京大学
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    • A61L2430/00—Materials or treatment for tissue regeneration
    • A61L2430/30—Materials or treatment for tissue regeneration for muscle reconstruction

Definitions

  • the present invention relates to a culture containing cells such as oriented muscle cells in a gel, and a microgel fiber for use in preparation of the culture.
  • Biomaterials have recently attracted attention as sensors and actuators (Synthetic Metals, 138, pp.391-398, 2003; Science, 288, pp.2335-2338, 2000; Synthetic Metals, 105, pp.61-64, 1999; see Micro Electro Electro Mechanical Systems, pp.454-457, 2004, etc.).
  • Synthetic Metals 105, pp.61-64, 1999; see Micro Electro Electro Mechanical Systems, pp.454-457, 2004, etc.
  • the progress of microactuators using muscle cells as a drive source for moving microobjects is remarkable.
  • a contraction type myocardial sheet in which rat myocardium is cultured on a polymer sheet (Science, 317, ⁇ ⁇ ⁇ pp.1366-1370, 2007), a pump using a rat myocardium as a driving source (Lab on ⁇ a Chip, 6) , Pp.362-368, 2006), and force measurement devices using mouse skeletal muscle and cantilevers (Proc. Of MEMS2009, pp.403-406, 2009).
  • An object of the present invention is to provide a culture containing oriented cells in a gel. More specifically, it is an object of the present invention to provide a culture that contains cells oriented in a certain direction, such as muscle cells, in a gel and can be prepared by a simple method. Moreover, another subject of this invention is providing the gel for using for preparation of said culture.
  • the present inventors have introduced a fibrin monomer into a glass capillary tube and orientated the fibrin monomer in the long axis direction of the capillary tube, and then gelled it. It has been found that gel fibers containing fibrin fibers oriented in the axial direction can be easily prepared. It was also found that when skeletal muscle cells are brought into contact with the gel fiber, the cells enter the fiber and are aligned in the longitudinal direction along the fibrin fiber in which the cells are oriented. The present invention has been completed based on the above findings.
  • a microfiber-shaped gel including a gel formed of gelable polymer chains, wherein the gelable polymer chains are oriented in the fiber major axis direction.
  • the gel in which the gellable polymer chain is a fibrin monomer, alginic acid, or collagen; the gellable polymer chain is a fibrin monomer, and the gellable polymer chain there is provided the above gel wherein the gel formed by is fibrin; and the above gel in sheet or block form.
  • a method for producing the above gel comprising the following steps: (a) introducing a gellable polymer chain into the capillary tube and orienting the gellable polymer chain in the long axis direction of the capillary; and (b) A method comprising the step of gelling the gellable polymer chain is provided.
  • a sheet-shaped cell culture gel comprising a plurality of gels bundled in the transverse direction, a block-shaped cell culture gel in which the sheet-shaped cell culture gels are laminated, and the gel formed into a three-dimensional shape
  • a cell culture gel comprising is provided by the present invention.
  • a preferable three-dimensional shape of the gel include a twisted yarn structure such as a double chain or a triple chain, a woven fabric structure, a cylinder structure, a spiral structure, or a hollow structure.
  • the present invention provides a culture containing cells oriented in the fiber long axis direction in the gel.
  • Preferred embodiments of the present invention include the above-mentioned culture wherein the cells are muscle cells such as skeletal muscle cells and cardiomyocytes, epithelial cells such as nerve cells and vascular endothelial cells, or fibroblasts.
  • the present invention also provides a method for producing the above culture, which includes a step of culturing the above gel and cells.
  • the cell sheet or cell block containing the said culture is provided by this invention.
  • This cell sheet can be prepared by bundling microfiber-like cultures prepared by culturing so as to be in contact with cells using a microfiber-like gel. Thus, it can prepare by laminating
  • Cell sheets or cell blocks can be prepared.
  • the present invention provides a method for storing the gel, wherein the gel is sucked into a silicon tube and the gel is stretched and stored in the longitudinal direction of the tube. Moreover, the gel filled in the silicon tube and filled in a state of being stretched in the longitudinal direction of the tube is also provided by the present invention.
  • a culture containing oriented cells can be prepared very easily without going through complicated steps such as lithography.
  • fibrin gel microfibers obtained by orienting fibrin monomer in the fiber longitudinal direction and then gelling are cultured so as to come into contact with skeletal muscle cells, thereby including skeletal muscle cells oriented along fibrin fibers.
  • a gel can be prepared, but when an electric pulse is applied to this culture, the gel can also expand and contract in synchronization with the contraction of the oriented skeletal muscle cells. Therefore, a sheet or block prepared from this culture can be suitably used as a material for artificial muscle. Further, by bundling a plurality of gels, it becomes possible to use the contraction force of skeletal muscle as a driving force.
  • FIG. 1 It is a schematic diagram of a microfiber-like gel containing oriented skeletal muscle cells. It shows that a fibrin monomer solution is oriented in a microchannel by aspiration and gelled, then cultured with skeletal muscle cells, and cells are taken up into the fiber to obtain an oriented culture. It is the figure which showed that a myotube cell was formed with the skeletal muscle cell cultured using the dish and the fibrin hydrogel layer. (a) shows the culture results on the dish and (b) shows the culture results on the fibrin hydrogel. It is the figure which showed the result which the skeletal muscle cell cultured using the dish and the fibrin gel layer contracts by electrical stimulation. (a) shows the culture results on the dish and (b) shows the culture results on the fibrin hydrogel.
  • FIG. 3 is a view showing a state in which skeletal muscle cells (C2C12 cells) are attached to fibrin gel fibers (diameter: about 100 ⁇ m).
  • FIG. 1 shows a conceptual diagram of a loom (left) and a woven fabric preparation method (right), and (B) shows a specific example of a method for preparing a woven fabric using a microfiber gel in water.
  • C shows the prepared woven fabric structure gel
  • D shows a fluorescent image of the woven fabric
  • E shows an enlarged view of the image of (D)
  • F shows a cross-sectional view of the sheet. Indicates.
  • Wrap gel wire indicates a microfiber gel that is a warp
  • Weft gel wire indicates a microfiber gel that is a weft.
  • A shows the microfibrous gel sucked into the silicon tube
  • B shows an enlarged view.
  • FIG. 3 shows the results of fluorescent immunostaining after culturing a core-shell type fiber having a fibrin gel (core part) and an alginate gel (shell part) enclosing oriented skeletal muscle cells C2C12 or cardiomyocytes P19LC6. . Production of ⁇ -actinin was observed after staining, and it was confirmed that skeletal muscle cells and cardiomyocytes were differentiated.
  • the gel of the present invention is a microfiber-shaped gel including a gel formed by a gelable polymer chain, and the gelable polymer chain is oriented in the fiber major axis direction.
  • the microfiber shape means, for example, a fiber shape having an outer diameter of about 10 ⁇ m to 1 mm, but the outer diameter is not particularly limited to the above range.
  • the cross-sectional shape may be various shapes such as a circle, an elliptical system, or a polygon such as a quadrangle or a pentagon.
  • the length is not particularly limited, but is about several mm to several tens of cm, preferably about several cm.
  • Gel includes a gel formed by a gelable polymer chain.
  • “gelatinizable polymer chain” means a gellable polymer chain capable of forming a gel, preferably a hydrophilic polymer chain, in other words, a gel in a state before gelation. Means a polymer chain which can be converted, preferably a hydrophilic polymer chain.
  • the gel formed by the gelable polymer chain is fibrin
  • the fibrin monomer before forming an aggregate by gelation corresponds to the gelable polymer chain.
  • the gelable polymer chain examples include natural polymer chains such as polypeptide chains, sugar-modified polypeptides, or polysaccharides, and non-natural polymer chains such as polyethylene glycol chains and polyacrylic acid chains. However, it is not limited to these.
  • Preferred polymer chains capable of gelation in the present invention are polymer chains having a property of gelling in the presence of metal ions such as fibrin monomer and alginic acid, or collagen that gels by heating.
  • the molecular weight of the gelable polymer chain is not particularly limited, but is, for example, about 10 to 600 kilodaltons.
  • the gelable polymer chain that is particularly preferably used in the present invention is a fibrin monomer.
  • fibrin monomer By fibrin monomer being gelled in the presence of thrombin, fibrin is a gel formed by the gelable polymer chain. Can be prepared. It is also preferred to use alginic acid or collagen as a gelable polymer chain.
  • an appropriate gelling agent can be used for gelation, but it goes without saying that such a gelling agent can be appropriately selected by those skilled in the art. Yes.
  • the capillary tube in preparing the gel, it is necessary to introduce a gelable polymer chain into the capillary tube so that the gelable polymer chain is oriented in the major axis direction of the capillary tube.
  • the material of the capillary tube is not particularly limited, and for example, a glass capillary tube, a silicon capillary tube, a plastic capillary tube, or the like can be used.
  • the inner diameter of the capillary may be appropriately selected according to the desired gel outer diameter. For example, it is preferable to use a capillary having an inner diameter of about 10 ⁇ m to 1 mm. It is also preferable to appropriately coat the inner wall of the capillary in order to facilitate the discharge of the gel after gel formation.
  • a copolymer surfactant such as polypropylene glycol ethylene oxide adduct (pluronic nonionic surfactant).
  • the method for introducing the gelable polymer chain into the capillary tube is not particularly limited, and for example, a method such as suction or injection can be employed.
  • the flow rate of the aqueous solution that passes through the capillary tube is greatly different between the inner wall and the central portion. Very fast flow rate near the part.
  • the speed at which the solution containing the gelable polymer chain is introduced into the capillary is not particularly limited, but for example, the moving speed of the tip of the solution sucked into the capillary is 1 so that the above phenomenon occurs efficiently. It is preferably about 5 cm / sec.
  • the concentration of the aqueous solution containing a gellable polymer chain is not particularly limited, and can be appropriately selected from the viewpoints of the viscosity of the solution and the gel hardness after gelation. For example, when a fibrin monomer is used, 1 to The concentration can be about 10 mg / ml.
  • concentration can be about 10 mg / ml.
  • biological substances such as arbitrary peptides, proteins, saccharides, lipids, and nucleic acids may be added to the aqueous solution containing gelable polymer chains.
  • the components that can be added are not limited to those described above.
  • an appropriate microfiber for example, a natural microfiber such as a polysaccharide chain, a polypeptide chain, or a polynucleotide chain, or a non-natural microfiber such as a carbon nanofiber may be added.
  • a natural microfiber such as a polysaccharide chain, a polypeptide chain, or a polynucleotide chain
  • a non-natural microfiber such as a carbon nanofiber
  • the method of gelling the gelable polymer chain introduced into the capillary and oriented is not particularly limited, and an appropriate gelation method may be selected according to the type of the gelable polymer chain.
  • an appropriate gelation method may be selected according to the type of the gelable polymer chain.
  • a fibrin monomer when used as the gelable polymer chain, it can be gelled with thrombin, and when alginic acid is used, it can be gelled using calcium ions.
  • collagen When collagen is used, it can be gelled by heating. It is also preferable to heat appropriately when gelling.
  • gelation may be promoted by heating at a temperature of about 30 to 40 ° C., preferably about 37 ° C.
  • the gel obtained can be discharged from a capillary tube to prepare a microfiber gel.
  • This gel is a microfibrous gel in which the gelable polymer chains oriented in the long axis direction of the capillary in the capillary tube form a three-dimensional structure, and the gel can be oriented in the gel. conserveed polymer chains.
  • the hardness of the gel is not particularly limited, but it is preferable that the gel has a hardness comparable to that of a biological material such as a normal collagen gel, alginic acid gel, or agarose gel.
  • the hardness of the gel may be appropriately selected according to the type of cells used for culture. An appropriate gel strength can be selected so that cells can be easily penetrated into the gel during cell culture, and the culture obtained after the culture has sufficient mechanical strength.
  • the discharged microfiber-like gel can be appropriately cut, but can preferably be used by cutting in a direction perpendicular to the long axis.
  • a flake obtained by cutting in a direction perpendicular to the long axis to form a thin section contains short polymer chains aligned in a direction perpendicular to the cross-section (ie, the long axis direction of the capillary tube). It goes without saying that such a section aspect is also included in the scope of the present invention.
  • the microfiber gel thus obtained can be sucked into a silicon tube, and the gel can be stretched and stored in the longitudinal direction of the tube. It is generally difficult to keep the gel in a straight line when the gel is discharged from the capillary tube into water or a buffer solution after gelation, but after discharging the microfibrous gel into the water or buffer solution,
  • the microfiber gel was sucked into the silicon tube from the tip and stretched in the longitudinal direction of the tube. It is sucked into the silicon tube in a straight line state. This state is shown in FIG.
  • the gel can be stored, and when used, it is possible to prepare a gel having a desired length by cutting a silicon tube containing a microfibrous gel into an appropriate length.
  • appropriate agents such as preservatives, pH adjusters and buffering agents can be added to the tube as necessary.
  • the above microfibrous gel can be used for cell culture.
  • By culturing the cells using the gel of the present invention it is possible to prepare a culture in which the cells enter the inside of the gel and are oriented along the gelable polymer chain. Any cell can be used as long as it has orientation.
  • muscle cells such as skeletal muscle cells and cardiomyocytes, neuronal cells, epithelial cells such as vascular endothelial cells, or fibroblasts can be used, but are not limited thereto.
  • the method for culturing cells using the microfibrous gel of the present invention is not particularly limited, and those skilled in the art appropriately select appropriate culture conditions such as medium, culture temperature, carbon dioxide concentration, etc. according to the type of cells used. it can.
  • the appearance of cells entering and aligning in the gel can be easily observed under a normal optical microscope.
  • the “orientation” of cells means that non-circular cells of the same type are aligned in the same direction. Typically, substantially elliptical or vertically long cells are aligned along the major axis direction. Although it means an aligned state, the term “orientation” should not be interpreted in a limited way in any sense, and this term should be interpreted in the broadest sense.
  • a skeletal muscle cell has a vertically long outer shape, and a culture in which the major axis direction of the cell is aligned so as to substantially coincide with the fiber major axis direction of the microfiber can be prepared.
  • a conceptual diagram of a culture having such an orientation is shown in FIG.
  • the gel can appropriately contain biological substances such as proteins, nucleic acids, polysaccharides, antibodies, lipids, and non-biological substances such as inorganic materials and organic substances as necessary.
  • the microfibrous gel for use in the culture may be used independently, but a plurality of gels can be bundled and used.
  • a conceptual diagram is shown in FIG. A microfiber gel gelled in a capillary tube connected to a cylinder is discharged on a dish so that the gel is almost linear, and is stretched with a needle etc.
  • FIG. 4 skeletal muscle cells) can be added and cultured.
  • a plurality of microfiber gels are used in a bundle
  • a plurality of gels are bundled in the lateral direction to form a sheet gel composed of a single row of gels, and then cell culture is performed.
  • a method for preparing (referred to herein as a “cell sheet”) can be exemplified.
  • a block-shaped cell culture (referred to as “cell block” in this specification) can be prepared by stacking a plurality of sheet-shaped gels to form a block-shaped gel and performing cell culture.
  • the cell sheet is prepared by using a microfiber gel in an independent state, cultivating the microfiber culture by contacting the cells, and bundling the obtained culture horizontally. It can also be prepared.
  • the cell block may be prepared by appropriately laminating the cell sheets obtained as described above.
  • the microfiber gel used for culturing may be shaped to have an arbitrary three-dimensional shape.
  • the three-dimensional shape can be formed by a single gel or a plurality of gels.
  • Examples of the three-dimensional shape that can be formed by a single gel include a spiral shape and a cylinder structure.
  • Examples of the three-dimensional shape that can be formed by a plurality of gels include a twisted yarn structure such as a double chain or a triple chain, and a woven fabric structure.
  • the three-dimensional shape may be a hollow structure. However, the three-dimensional shape is not limited to the above shape.
  • a micro loom having a warp spacing of about 1 to 5 mm is used, the above-mentioned microfiber gel is used as a warp, and an arbitrary height is used as a weft.
  • a woven fabric structure gel may be prepared using microfibers made of molecular gel.
  • An example of this conceptual diagram and a gel having a woven fabric structure is shown in FIG.
  • FIG. 8 (C) by using the microfiber gel of the present invention as the warp and using, for example, an alginate microfiber gel or the like as the weft, the gel of the woven fabric structure having excellent mechanical strength. Can be prepared.
  • FIG. 8 (A) is a conceptual diagram showing that warp yarn is supplied from within the silicon tube.
  • a culture in which skeletal muscle cells are oriented along the axial direction of the warp can be prepared.
  • the culture can also be used as a drive source according to the methods described in these publications.
  • Example 1 The mouse myoblast cell line C2C12 cell established as one of the cell lines was used as the skeletal muscle cell.
  • the medium include a growth medium for growing myoblasts and a differentiation medium for promoting myoblast differentiation and fusion to form myotube cells.
  • Growth medium consists of DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium) + FBS (Fetal Bovine Serum) 10% + AB (antibiotic-antimycotic) 1%
  • differentiation medium consists of DMEM + HS (Horse Serum) 5% + AB 1% Is done.
  • the seeding concentration at the time of passage was about 3000 cells / cm 2 . Passaging was performed twice a week.
  • the differentiation medium was added when it became confluent 3 days after passage, and the differentiation medium was changed once every two days.
  • a fibrin gel was prepared by mixing 400 ⁇ l of fibrinogen solution, 100 ⁇ l of PBS (phosphate buffered saline), and 100 ⁇ l of thrombin solution.
  • the fibrinogen solution was prepared by adding 7.5 ml of HBSS (Hanks' Balanced Salt Solution) to 1.5 ml of fibrinogen, and the thrombin solution was prepared by adding CaCl 2 and 100 ⁇ l of thrombin to 2 ml of PBS.
  • the contraction rate graph in FIG. 3 shows the contraction rate based on the distance between the two points on the myotube and the two points on the fibrin gel before applying the electric pulse.
  • FIG. 4 shows a method for producing a fibrin gel fiber enclosing oriented skeletal muscle cells.
  • the inner wall of the glass capillary was coated with pluronic 127 (FIG. 4 (a)).
  • the fibrin monomer was sucked into a glass capillary tube so that the fibrin monomer was micro-oriented (FIG. 4 (b)).
  • the obtained fibrin gel microfiber was extruded onto a dish coated with PDMS (polydimethylsiloxane), and a cell suspension was added (FIG. 4 (c)).
  • the fibrin gel microfibers were fixed with a needle in a layer of PDMS (FIG.
  • FIG. 5 a culture in which skeletal muscle cells C2C12 invaded into the fibrin gel microfiber having a diameter of about 100 ⁇ m and proliferated was obtained.
  • FIG. 6 shows the results of observation of the cells cultured on the dish and the cells invading into the fibrin gel microfiber and proliferating by fluorescence immunostaining.
  • the fluorescent immunostaining was performed according to the following procedure. (1) Fix the sample with paraformaldehyde; (2) Perform cell membrane permeabilization with TritonX-100Xin PBS; (3) Block with goat serum in PBS; (4) Alexa 488-phalloidin 2 ⁇ l of goat serum Add to 1 ml in PBS and let stand for 2 hours at room temperature; (5) Add Hoechst 33342 1 ⁇ l and let stand for 5 minutes at room temperature; (6) Roll the parafilm at 4 C to prevent the sample from drying Stored in the dark.
  • FIG. 1 Fix the sample with paraformaldehyde
  • Block with goat serum in PBS (4) Alexa 488-phalloidin 2 ⁇ l of goat serum Add to 1 ml in PBS and let stand
  • the cell nucleus is stained blue and F-actin (cytoskeleton) is stained green.
  • the cells were cultured in an unspecified direction, whereas in the fibrin gel microfiber, the cells were oriented in the long axis direction of the fiber.
  • Example 2 A core-shell type fiber having a fibrin gel encapsulating skeletal muscle cells C2C12 or cardiomyocytes P19LC6 oriented as a core part and an alginate gel as a shell part (Lab. Chip, 4, pp. 576, 2004, Fig. 1) by the method of Onoe et al. (MEMS, pp. 248-251, 2010).
  • the fiber diameter was about 150 ⁇ m, and the cell density in the core after culture was 1.0 ⁇ 10 8 cells / ml.
  • fluorescent immunostaining was performed after the culture, ⁇ -actinin production was observed, confirming that skeletal muscle cells and cardiomyocytes were differentiated (FIG. 10).
  • Primary cardiomyocytes P19LC6 encapsulated in the core spontaneously repeated contraction after culture, and contraction of the entire fiber was also observed in synchronization with the movement of these cells (FIG. 11).

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Abstract

　ゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルを含むマイクロファイバ形状のゲルであって、ゲル化可能な高分子鎖がファイバ長軸方向に配向したゲル。一定方向に配向した状態の細胞、例えば筋細胞などを該ゲル内に含む培養物を簡便に製造することができる。

Description

配向された細胞をゲル内に含む培養物
　本発明は配向された筋細胞などの細胞をゲル内に含む培養物、及び該培養物の調製に用いるためのマイクロゲルファイバに関する。
　生体材料は近年センサやアクチュエータとして注目を集めている(Synthetic Metals, 138, pp.391-398, 2003; Science, 288, pp.2335-2338, 2000; Synthetic Metals, 105, pp.61-64, 1999; Micro Electro Mechanical Systems, pp.454-457, 2004などを参照のこと)。特に、微小物体を動かすための筋肉細胞を駆動源とする微小アクチュエータの進展が著しい。例えば、ポリマー性のシート上にラットの心筋を培養させた収縮型の心筋シート(Science, 317, pp.1366-1370, 2007)、ラットの心筋を駆動源にしたポンプ(Lab on a Chip, 6, pp.362-368, 2006)、マウスの骨格筋とカンチレバーを用いた力計測デバイス(Proc. of MEMS2009, pp.403-406, 2009)などの報告がある。
　このような筋肉細胞を駆動源とするアクチュエータを製作する際に、力強く効率的な収縮力を発生させるためには筋肉細胞を一定方向に配向させることが重要となる。この配向性を実現するためにリソグラフィーによるパターニングにより筋肉細胞を配向させる方法が知られている(Science, 317, pp.1366-1370, 2007; Advanced Materials, 20, pp.1-5, 2008)。しかしながら、リソグラフィーにより細胞を配向させる方法では複雑なプロセスが必要となるという問題がある。
　ゲルを用いて細胞を配向させる技術としては、高度配向ハイドロゲルを利用して筋芽細胞の配向を制御する方法(第47回日本歯科理工学会学術講演会・総会 A-11: 歯科材料・機器, 25, pp.89）や3次元配向性のコラーゲンゲルを用いて細胞を培養する手段(3次元コラーゲンジェル、株式会社アトリー)が知られているが、配向性を有するゲルの調製には煩雑な操作が必要である。
Synthetic Metals, 138, pp.391-398, 2003 Science, 288, pp.2335-2338, 2000 Synthetic Metals, 105, pp.61-64, 1999 Micro Electro Mechanical Systems, pp.454-457, 2004 Science, 317, pp.1366-1370, 2007 Lab on a Chip, 6, pp.362-368, 2006 Proc. of MEMS2009, pp.403-406, 2009 Advanced Materials, 20, pp.1-5, 2008 歯科材料・機器, 25, pp.89 http://www.a-tree.co.jp/life_sci/index.html(3次元コラーゲンジェル、株式会社アトリー)
　本発明の課題は配向された細胞をゲル内に含む培養物を提供することにある。より具体的には、一定方向に配向した状態の細胞、例えば筋細胞などをゲル内に含み、簡便な方法で調製可能な培養物を提供することが本発明の課題である。
　また、本発明の別の課題は、上記の培養物の調製に用いるためのゲルを提供することにある。
　本発明者らは上記の課題を解決すべく鋭意研究を行った結果、フィブリンモノマーをガラス製毛細管中に導入してフィブリンモノマーを毛細管の長軸方向に配向させた後にゲル化させることにより、長軸方向に配向したフィブリン繊維を含むゲルファイバを簡便に調製できることを見出した。また、このゲルファイバに骨格筋細胞を接触させると細胞がファイバ内に侵入すること、及び該細胞が配向しているフィブリン繊維に沿って縦方向に整列することを見出した。本発明は上記の知見を基にして完成されたものである。
　すなわち、本発明により、ゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルを含むマイクロファイバ形状のゲルであって、該ゲル化可能な高分子鎖がファイバ長軸方向に配向したゲルが提供される。
　この発明の好ましい態様によれば、ゲル化可能な高分子鎖がフィブリンモノマー、アルギン酸、又はコラーゲンである上記のゲル；ゲル化可能な高分子鎖がフィブリンモノマーであり、ゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルがフィブリンである上記のゲル；及びシート又はブロック形状である上記のゲルが提供される。
　また、本発明により、上記のゲルの製造方法であって、下記の工程：
(a)ゲル化可能な高分子鎖を毛細管中に導入して該ゲル化可能な高分子鎖を該毛細管の長軸方向に配向させる工程、及び
(b)該ゲル化可能な高分子鎖をゲル化させる工程
を含む方法が提供される。
　さらに、細胞培養に用いるための上記のゲルも本発明により提供される。
　好ましい態様として、横方向に束ねられた複数の上記ゲルを含むシート状細胞培養用ゲル、該シート状細胞培養ゲルを積層したブロック状細胞培養用ゲル、及び3次元形状に成形された上記のゲルを含む細胞培養用のゲルが本発明により提供される。ゲルの好ましい3次元形状として、例えば、二重鎖又は三重鎖などの撚糸構造、織布構造、シリンダ構造、らせん構造、又は中空構造などを挙げることができる。
　別の観点からは、上記のゲル内にファイバ長軸方向に配向した細胞を含む培養物が本発明により提供される。
　この発明の好ましい態様として、細胞が骨格筋細胞や心筋細胞などの筋細胞、神経細胞、血管内皮細胞などの上皮細胞、又は線維芽細胞である上記の培養物を挙げることができる。
　また、本発明により、上記の培養物の製造方法であって、上記のゲルと細胞とを培養する工程を含む方法が提供される。
　また、上記培養物を含む細胞シート又は細胞ブロックが本発明により提供される。
　この細胞シートは、マイクロファイバ状のゲルを用い、細胞と接触するように培養することにより調製されたマイクロファイバ状の培養物を横方向に束ねることにより調製することができ、細胞ブロックは上記のようにして得られた細胞シートを適宜積層することにより調製することができる。また、横方向に束ねられた複数の上記ゲルを含むシート状細胞培養用ゲル又は該シート状細胞培養ゲルを積層したブロック状細胞培養用ゲルを用い、細胞と接触するように培養することによっても細胞シート又は細胞ブロックを調製することができる。
　さらに別の観点からは、上記のゲルの保存方法であって、シリコンチューブ内に上記のゲルを吸引してチューブの縦軸方向にゲルを伸張して保存する方法が本発明により提供される。
　また、シリコンチューブ内に充填された上記のゲルであって、該チューブの縦軸方向に伸張した状態で充填されたゲルも本発明により提供される。
　本発明のゲルを用いることにより、リソグラフィーなどの煩雑な工程を経ることなく、極めて簡便に配向させた細胞を含む培養物を調製することができる。例えば、フィブリンモノマーをファイバ長軸方向に配向させた後にゲル化して得られるフィブリンゲルのマイクロファイバを骨格筋細胞と接触するように培養することにより、フィブリン繊維に沿って配向した骨格筋細胞を含むゲルを調製することができるが、この培養物に電気パルスを与えると、配向した骨格筋細胞の収縮と同期してゲルも伸縮することができる。従って、この培養物から調製されたシートやブロックなどを人工筋肉の材料として好適に用いることができる。また、このゲルを複数束ねることにより骨格筋の収縮力を駆動力として利用することも可能になる。
配向された骨格筋細胞を含むマイクロファイバ状のゲルの模式図である。フィブリンモノマー溶液を吸引により微小流路で配向させ、ゲル化した後に骨格筋細胞とともに培養してファイバ内に細胞が取り込まれて配向した培養物が得られることを示す。 ディッシュとフィブリンハイドロゲル層を用いて培養した骨格筋細胞により筋管細胞が形成されることを示した図である。(a)はディッシュ上、(b)はフィブリンハイドロゲル上での培養結果を示す。 ディッシュとフィブリンゲル層を用いて培養した骨格筋細胞が電気刺激により収縮する結果を示した図である。(a)はディッシュ上、(b)はフィブリンハイドロゲル上での培養結果を示す。 配向した骨格筋細胞を含むフィブリンゲルファイバの作製方法を示した図である。(a)ガラス製毛細管の内壁にプルロニック127をコーティングし、(b)フィブリンモノマー溶液をガラス製毛細管内に吸引し、(c)マイクロファイバ状のフィブリンゲルをPDMSコートディッシュ上に吐出して細胞浮遊液を添加し、(d)フィブリンゲルをPDMS層に固定し、(e)骨格筋細胞をマイクロファイバ内で増殖させる様子を示す。 フィブリンゲルファイバ(直径約100μm)に骨格筋細胞(C2C12細胞)が付着した様子を示した図である。 ディッシュ上に培養された細胞及びフィブリンゲルファイバ内に培養された細胞を蛍光免疫染色法により観察した結果を示した図である。(a)はディッシュ上でランダムに増殖した細胞、(b)はフィブリンゲルファイバ内で配向して増殖した細胞を示す。 ディッシュ上における骨格筋の形成及びフィブリンゲルファイバ内における骨格筋の形成を蛍光免疫染色法により観察した結果を示した図である。(a)はディッシュ上での骨格筋形成、(b)はフィブリンゲルファイバ内での骨格筋形成を示し、(c)はフィブリンゲルファイバ内でファイバ長軸方向に骨格筋細胞が配向している様子を示す。 マイクロファイバ状のゲルを用いて織布構造を調製する方法の概念図及び調製された織布構造を示した図である。(A)は織機(左)及び織布調製方法(右)の概念図を示し、（B)は水中でマイクロファイバ状のゲルを用いて織布の調製する方法の具体例を示す。（C）は調製された織布構造のゲルを示し、(D)は織布の蛍光イメージを示し、(E)は(D)のイメージの拡大図を示し、(F)はシートの断面図を示す。図中、Wrap gel wireは縦糸であるマイクロファイバ状ゲル、Weft gel wireは横糸であるマイクロファイバゲルを示す。 (A)はシリコンチューブ内に吸引されたマイクロファイバ状ゲルを示し、(B)は拡大図を示す。 配向された骨格筋細胞C2C12又は心筋細胞P19LC6を内包するフィブリンゲル(コア部)及びアルギン酸ゲル(シェル部)を有するコア・シェル型のファイバを培養した後に蛍光免疫染色した結果を示した図である。染色後にα-アクチニンの産生が認められ、骨格筋細胞と心筋細胞がそれぞれ分化していることが確認された。 コア部に内包されたプライマリー心筋細胞P19LC6が培養後に自発的に収縮を繰り返しており、これらの細胞の動きと同期してファイバ全体が収縮する結果を示した図である。(a)はプライマリー心筋細胞の収縮運動を示し、(b)はファイバの収縮を示す。
　本発明のゲルは、ゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルを含むマイクロファイバ形状のゲルであって、ゲル化可能な高分子鎖がファイバ長軸方向に配向していることを特徴としている。
　マイクロファイバ形状とは、例えば外径が10μm～1 mm 程度の繊維状の形状を意味しているが、外径は上記の範囲に特に限定されるわけではない。断面形状としては、円形、楕円系、又は四角形や五角形などの多角形など多様な形状であってもよい。長さは特に限定されないが、数mm～数十cm程度であり、好ましくは数cm程度である。
　ゲルはゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルを含む。本明細書において「ゲル化可能な高分子鎖」とはゲルを形成することができるゲル化可能な高分子鎖、好ましくは親水性の高分子鎖、換言すればゲル化前の状態にあるゲル化可能な高分子鎖、好ましくは親水性の高分子鎖を意味する。例えば、ゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルがフィブリンである場合には、ゲル化により集合体を形成する前のフィブリンモノマーがゲル化可能な高分子鎖に相当する。ゲル化可能な高分子鎖としては、ポリペプチド鎖、糖修飾ポリペプチド、又は多糖類などの天然高分子鎖のほか、ポリエチレングリコール鎖やポリアクリル酸鎖などの非天然高分子鎖を挙げることができるが、これらに限定されることはない。本発明において好ましいゲル化可能な高分子鎖はフィブリンモノマーやアルギン酸など金属イオンの存在下でゲル化する性質を有する高分子鎖、あるいは加熱によりゲル化するコラーゲンなどである。ゲル化可能な高分子鎖の分子量は特に限定されないが、例えば10～600キロダルトン程度である。
　本発明において特に好ましく用いられるゲル化可能な高分子鎖はフィブリンモノマーであり、フィブリンモノマーをトロンビンの存在下でゲル化することにより、ゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルであるフィブリンからなるゲルを調製することができる。また、アルギン酸やコラーゲンをゲル化可能な高分子鎖として用いることも好ましい。非天然のゲル化可能な高分子鎖を用いる場合などには、ゲル化に際して適宜のゲル化剤を用いることもできるが、このようなゲル化剤は当業者に適宜選択可能であることは言うまでもない。
　本発明においては、ゲルの調製にあたり、ゲル化可能な高分子鎖を毛細管中に導入してゲル化可能な高分子鎖を該毛細管の長軸方向に配向させる必要がある。毛細管の材質は特に限定されないが、例えばガラス製毛細管、シリコン製毛細管、又はプラスティック製毛細管などを用いることができる。毛細管の内径は所望のゲル外径に応じて適宜選択すればよいが、例えば、内径10μm～1 mm程度の毛細管を用いることが好ましい。ゲル形成後にゲルの排出を容易にするために毛細管の内壁を適宜コーティングしておくことも好ましい。例えば、ガラス製毛細管を用いる場合には、ポリプロピレングリコールエチレンオキシド付加物 (プルロニック型非イオン界面活性剤)などの共重合体界面活性剤などを毛細管内壁にコーティングすることが好ましい。ゲル化可能な高分子鎖を毛細管中に導入する方法は特に限定されないが、例えば、吸引や注入などの方法を採用することができる。
　この程度の内径の毛細管を用いてゲル化可能な高分子鎖の水溶液を管内に導入することにより、毛細管の管内を通過する水溶液の流速には内壁付近及び中心部付近で大きな差が生じ、中心部付近で非常に速い流速となる。この現象を利用することにより、ゲル化可能な高分子鎖を毛細管の長軸方向に、すなわち溶液の流れの方向に効率的に配向させることが可能になる。ゲル化可能な高分子鎖を含む溶液を毛細管内に導入する速度は特に限定されないが、上記の現象が効率的に生じるように、例えば毛細管内に吸引された溶液の先端部の移動速度が1～5cm/sec程度になることが好ましい。
　ゲル化可能な高分子鎖を含む水溶液の濃度も特に限定されず、溶液の粘度及びゲル化後のゲル硬度などの観点から適宜選択することができるが、例えばフィブリンモノマーを用いる場合には1～10 mg/ml程度の濃度とすることができる。ゲル化可能な高分子鎖を含む水溶液には適宜の緩衝剤のほか、細胞培養のための培地成分、任意のペプチド、タンパク質、糖類、脂質類、核酸類などの生体物質などを添加することができるが、添加可能な成分は上記のものに限定されることはない。また、配向性を高めるなどの観点から、適宜のマイクロファイバ、例えば多糖鎖、ポリペプチド鎖、ポリヌクレオチド鎖などの天然マイクロファイバや、カーボンナノファイバなどの非天然マイクロファイバを添加しておくことも可能である。もっとも、添加可能な成分はこれらに限定されることはない。
　毛細管内に導入され配向したゲル化可能な高分子鎖をゲル化する方法は特に限定されず、ゲル化可能な高分子鎖の種類に応じて適宜のゲル化方法を選択すればよい。例えば、ゲル化可能な高分子鎖としてフィブリンモノマーを用いる場合にはトロンビンでゲル化するこができ、アルギン酸を用いる場合にはカルシウムイオンを用いてゲル化することができる。またコラーゲンを用いる場合には加熱によりゲル化することが可能である。ゲル化を行うに際して、適宜加温することも好ましい。例えば30～40℃程度の温度、好ましくは37℃程度の温度で加温することによりゲル化を促進することができる場合がある。
　ゲル化後、得られたゲルを毛細管から吐出させ、マイクロファイバ状のゲルを調製することができる。このゲルは毛細管内で毛細管の長軸方向に配向したゲル化可能な高分子鎖同士がゲル化して3次元構造体を形成したマイクロファイバ状のゲルであり、ゲル内部には配向したゲル化可能な高分子鎖が保存されている。ゲルの硬度は特に限定されないが、例えば通常のコラーゲンゲル、アルギン酸ゲル、アガロースゲルなどの生物材料と同程度の硬度を有していることが好ましい。ゲルの硬度は培養に用いる細胞の種類に応じて適宜選択してもよい。細胞培養時にゲル内への細胞の侵入が容易になるように、かつ培養後に得られる培養物が十分な機械的強度を有するように適宜のゲル強度を選択することができる。
　吐出させたマイクロファイバ状のゲルは適宜切断することができるが、好ましくは長軸に対して直角方向に切断して用いることができる。例えば、薄い切片となるように長軸に対して直角方向に切断することにより得られる薄片は断面に対して直角方向（すなわち毛細管の長軸方向）に整列した短い高分子鎖を含むが、このような切片の態様も本発明の範囲に包含されることは言うまでもない。
　このようにして得られたマイクロファイバ状のゲルをシリコンチューブ内に吸引し、チューブの縦軸方向にゲルを伸張して保存することができる。ゲル化後に毛細管からゲルを水中又は緩衝液中などに吐出させるとゲルを直線状に保つことが一般には困難になるが、マイクロファイバ状のゲルを水中又は緩衝液中などに吐出した後、この水性媒体に内径100μm～数mm程度のシリコンチューブの先端を浸漬してシリコンチューブを吸引することにより、マイクロファイバ状のゲルが先端からシリコンチューブ内に吸引され、チューブの縦軸方向に伸張された直線状態でシリコンチューブ内に吸引される。この状態を図9に示す。この状態でゲルを保存することができ、さらに使用にあたってはマイクロファイバ状のゲルを内包したシリコンチューブを適宜の長さに切断して所望の長さのゲルを調製することが可能になる。保存にあたっては、必要に応じてチューブ内に防腐剤、pH調節剤、緩衝剤など適宜の薬剤を添加することができる。
　上記のマイクロファイバ状のゲルは細胞培養に用いることができる。本発明のゲルを用いて細胞を培養することにより、細胞がゲル内部に侵入してゲル化可能な高分子鎖に沿って配向した培養物を調製することができる。細胞としては配向性を有する細胞であれば任意の細胞を用いることが可能である。例えば、骨格筋細胞や心筋細胞などの筋細胞、神経細胞、血管内皮細胞などの上皮細胞、又は線維芽細胞などを用いることができるが、これらに限定されることはない。本発明のマイクロファイバ状ゲルを用いて細胞を培養する方法は特に限定されず、使用する細胞の種類に応じて適宜の培養条件、例えば培地、培養温度、炭酸ガス濃度などを当業者が適宜選択できる。ゲル内に細胞が侵入して配向する様子は通常の光学顕微鏡下で容易に観察することができる。
　本明細書において細胞の「配向」とは同一種類の非円形の細胞がおおむね同じ方向に整列することを意味しており、典型的には、略楕円形又は縦長の細胞が長径方向に沿って整列した状態を意味するが、いかなる意味においても「配向」の用語を限定的に解釈してはならず、この用語を最も広義に解釈しなければならない。例えば、骨格筋細胞は縦長の外形を有しているが、この細胞の長径方向がマイクロファイバのファイバ長軸方向におおむね一致するように整列した状態となった培養物を調製することができる。このような配向を有する培養物の概念図を図１に示す。ゲル内には必要に応じて細胞以外にもタンパク質類、核酸類、多糖類、抗体類、脂質類などの生体物質や無機材料や有機物質などの非生体物質を適宜含めることができる。
　培養に用いるためのマイクロファイバ状のゲルは独立に用いてもよいが、複数のゲルを束ねて用いることもできる。マイクロファイバ状のゲルを独立に用いる場合の例として、図4に概念図を示した。シリンダに結合された毛細管内でゲル化させたマイクロファイバ状のゲルをディッシュ上に概ね直線状になるようにファイバを吐出し、注射針などで適宜引き伸ばして直線状に整形した後、細胞(図4においては骨格筋細胞)を添加して培養を行うことができる。
　マイクロファイバ状のゲルを複数束ねて用いる場合の例としては、例えば横方向に複数のゲルを束ねて一列のゲルからなるシート状ゲルを形成して細胞培養を行うことによりシート状の細胞培養物（本明細書において「細胞シート」と呼ぶ）を調製する方法を例示することができる。また、シート状のゲルを複数積み重ねてブロック状のゲルを形成して細胞培養を行うことにより、ブロック状の細胞培養物（本明細書において「細胞ブロック」と呼ぶ）を調製することができる。シート状のゲルを複数枚積み重ねる際には、各シートを構成するマイクロファイバのファイバ長軸方向が一致するように積み重ねることもできるが、各シートのファイバ長軸方向が適宜の角度差を有するようにシートを積み上げてもよい。
　また、細胞シートは、マイクロファイバ状のゲルを独立した状態で用い、細胞と接触するように培養することによりマイクロファイバ状の培養物を調製し、得られた培養物を横方向に束ねることにより調製することもできる。細胞ブロックは上記のようにして得られた細胞シートを適宜積層することにより調製してもよい。
　また、培養に用いるためのマイクロファイバ状のゲルは任意の3次元形状を有するように成形されていてもよい。3次元形状は単独のゲル又は複数のゲルにより形成することができる。単独のゲルにより形成可能な3次元形状としては、例えばらせん形状やシリンダ構造などを挙げることができる。複数のゲルにより形成可能な3次元形状としては、例えば、二重鎖又は三重鎖などの撚糸構造や織布構造などを挙げることができる。3次元形状は中空構造であってもよい。もっとも、3次元形状は上記の形状に限定されることはない。
　例えば、織布構造のゲルを調製するためには、縦糸の間隔が1～5 mm程度となるようなミクロ織機を用いて、縦糸として上記のマイクロファイバ状のゲルを用い、横糸として任意の高分子ゲルからなるマイクロファイバを用いて織布構造のゲルを調製すればよい。この概念図及び織布構造のゲルの例を図8に示す。図8(C)に示された織布構造において、縦糸として本発明のマイクロファイバ状ゲルを用い、横糸として例えばアルギン酸マイクロファイバゲルなどを用いることにより、機械的強度に優れた織布構造のゲルを調製することができる。
　横糸及び縦糸として用いるマイクロファイバ状ゲルは、先に説明したようにシリコンチューブ内に保存された状態で織機に配置し、シリコンチューブ内からマイクロファイバ状ゲルが供給されるようにすることが好ましい。図8(A)は縦糸がシリコンチューブ内から供給されることを示す概念図である。このようにして得られた織布構造のゲルを用いて骨格筋細胞の培養を行うと、縦糸の軸方向に沿って骨格筋細胞が配向した培養物を調製することができるが、この培養物は人工筋肉を構成する細胞ブロックとして用いることができる。骨格筋を駆動源として利用する方法については、例えばProc. of MEMS2009, pp.403-406, 2009及びProc. of Transducers, pp.124-127, 2009などに報告されており、骨格筋細胞を含む培養物をこれらの刊行物に記載された方法に準じて駆動源として利用することもできる。
　以下、実施例により本発明をさらに具体的に説明するが、本発明の範囲は下記の実施例に限定されることはない。
例1
　骨格筋細胞として株化細胞の一つとして確立されているマウス筋芽細胞株C2C12細胞を用いた。培地としては、筋芽細胞を増殖させるための増殖培地、及び筋芽細胞の分化と融合を促して筋管細胞を形成させるための分化培地がある。増殖培地はDMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium) + FBS (Fetal Bovine Serum) 10% + AB (antibiotic-antimycotic) 1%から構成され、分化培地はDMEM + HS (Horse Serum) 5% + AB 1%から構成される。継代の際の播種濃度は約3000 cells/cm2で行った。継代は一週間に2度行った。また、分化培地は継代して3日後にコンフルになったときから加え始め、分化培地の交換は2日に1度行った。
　フィブリンゲルをフィブリノーゲン溶液400 μl、PBS (phosphate buffered saline) 100 μl、及びトロンビン溶液100 μlを混合することにより作製した。フィブリノーゲン溶液はフィブリノーゲン1.5 mlにHBSS (Hanks' Balanced Salt Solution) を7.5 ml加えることにより調製し、トロンビン溶液はPBS 2 mlにCaCl2と100 μlのトロンビンを加えることにより調製した。
　フィブリンゲル上においてディッシュ上と同様に筋管細胞が形成されることを確認した(図2)。この結果は、フィブリンゲルファイバ内においても筋管細胞が形成される可能性があることを示している。また、フィブリンゲル層の上の筋管細胞がディッシュ上の筋管細胞と同様に外部からの電気パルスによって収縮することを確認した(図3)。この結果は、骨格筋細胞をフィブリンゲルファイバ内に培養し、骨格筋細胞が筋管細胞を形成した場合には、フィブリンゲルファイバ内においても筋管細胞が収縮しうることを示す。その際に、筋管細胞の下にあるフィブリンゲルの層が筋管細胞の収縮に同期して収縮することも確認した(図3)。この結果は、フィブリンゲルファイバ内において筋管細胞が収縮した際にゲルファイバ全体も収縮する可能性があることを示す。本実験においては5 Vの電圧、50 Hzの周波数の電気パルスを与え、電極間の距離は約45 mmとした。図3における収縮率のグラフは電気パルスを与える前の筋管上の2点とフィブリンゲル上の2点の距離を基準にした収縮率を示す。
　図4に配向された骨格筋細胞を内包するフィブリンゲルファイバの作製方法を示す。ゲルファイバを毛細管から剥離しやすくするためににガラス製毛細管の内壁にプルロニック127をコーティングした(図4(a))。フィブリンモノマーをガラス製毛細管に吸引してフィブリンモノマーをミクロに配向させた(図4(b))。フィブリンモノマーをゲル化させた後、得られたフィブリンゲルマイクロファイバをPDMS (polydimethylsiloxane)でコーティングしたディッシュ上に押し出し、細胞懸濁液を加えた(図4(c))。フィブリンゲルマイクロファイバをPDMSの層に針で固定し(図4(d))、CO2濃度5%の条件下において37℃で骨格筋細胞とフィブリンゲルマイクロファイバとが接触するように培養を行った(図4(e))。この結果、図5に示すように、直径100 μm程度のフィブリンゲルマイクロファイバに骨格筋細胞C2C12が侵入して増殖した培養物が得られた。
　ディッシュ上で培養した細胞、及びフィブリンゲルマイクロファイバ内に侵入して増殖した細胞の様子を蛍光免疫染色法により観察した結果を図6に示す。蛍光免疫染色は以下の手順で行った。(1)パラホルムアルデヒドで試料を固定し；(2)TritonX-100 in PBSにより細胞膜透過処理を行い；(3)goat serum in PBSでブロッキングを行い；(4)Alexa 488-phalloidin 2 μlをgoat serum in PBS 1 ml に加えて2時間室温で静置し；(5) Hoechst 33342 1 μlを加えて5分間室温で静置し；(6)4 ℃でパラフィルムを巻いて試料が乾燥しないように遮光保存した。図6において細胞核は青色、F-アクチン(細胞骨格)は緑色に染色されている。ディッシュ上では細胞は不特定の方向に培養されるのに対してフィブリンゲルマイクロファイバ内では細胞はファイバの長軸方向に配向していた。
　骨格筋細胞における骨格筋の形成の有無を同様に蛍光免疫染色法により確認した。上記の蛍光免疫染色の手順(3)と(4)の間に以下のプロセスを行った。(3-1)マウス抗α-アクチニン(Sarcomeric)モノクローナル抗体 20 μlをPBS中ヤギ血清 1 ml に加えて2時間室温で静置し；(3-2)Alexa 568-抗マウス抗体 5 μlをPBS中ヤギ血清 1 ml に加えて2時間室温で静置した。図7においてα-アクチニンは赤色に染色されており、黄色に染色された箇所は緑色(F-アクチン)と赤色(α-アクチニン)の混ざった骨格筋の領域を示している。図7(a)においてディッシュ上で骨格筋が形成されるのと同様に、図7(b)においてもフィブリンゲルマイクロファイバ内で骨格筋が形成されることが確認された。また、ディッシュ上では骨格筋が不特定の方向に形成されるのに対して、フィブリンゲルマイクロファイバ内では骨格筋はファイバの長軸方向に配向しており(図7(c))、ファイバ内の配向された骨格筋が電気パルスに応じて収縮した際には、不特定の方向に形成された骨格筋よりも全体としてより大きな収縮力が得られることが示された。
例2
　コア部として配向された骨格筋細胞C2C12又は心筋細胞P19LC6を内包するフィブリンゲルを有し、シェル部としてアルギン酸ゲルを有するコア・シェル型のファイバを二重の同軸の層流装置(Lab. Chip, 4, pp.576, 2004, Fig.1)を用いて尾上らの方法により作製した(MEMS, pp.248-251, 2010)。ファイバー直径は約150μmであり、培養後のコア部の細胞密度は1.0×108 細胞/mlであった。培養後に蛍光免疫染色をするとα-アクチニンの産生が認められ、骨格筋細胞と心筋細胞がそれぞれ分化していることが確認された(図10)。コア部に内包されたプライマリー心筋細胞P19LC6は培養後に自発的に収縮を繰り返しており、これらの細胞の動きと同期してファイバ全体の収縮も認められた(図11)。

Claims (10)

  1. ゲル化可能な高分子鎖により形成されたゲルを含むマイクロファイバ形状のゲルであって、ゲル化可能な高分子鎖がファイバ長軸方向に配向したゲル。
  2. ゲル化可能な高分子鎖がフィブリンモノマー、アルギン酸、又はコラーゲンである請求項１に記載のゲル。
  3. シート又はブロック形状である請求項１又は２に記載のゲル。
  4. 請求項１ないし３のいずれか１項に記載のゲルの製造方法であって、下記の工程：
    (a)ゲル化可能な高分子鎖を毛細管中に導入してゲル化可能な高分子鎖を該毛細管の長軸方向に配向させる工程、及び
    (b)該ゲル化可能な高分子鎖をゲル化させる工程
    を含む方法。
  5. 細胞培養に用いるための請求項１ないし３のいずれか１項に記載のゲル。
  6. 請求項１ないし３のいずれか１項に記載のゲル内にファイバ長軸方向に配向した細胞を含む培養物。
  7. 細胞が筋細胞である請求項６に記載の培養物。
  8. 請求項６又は７に記載の培養物を含む細胞シート又は細胞ブロック。
  9. 請求項１ないし３のいずれか１項に記載のゲルの保存方法であって、シリコンチューブ内に上記のゲルを吸引してチューブの縦軸方向にゲルを伸張して保存する方法。
  10. シリコンチューブ内に充填された請求項１ないし３のいずれか１項に記載のゲルであって、該チューブの縦軸方向に伸張した状態で充填されたゲル。
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