WO2007082402A2 - Verfahren zur regioselektiven n(5)-formylierung von (6s)-5,6,7,8-tetrahydropteroinsäure und derivaten davon - Google Patents

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    • C12N9/1003—Transferases (2.) transferring one-carbon groups (2.1)
    • C12N9/1014—Hydroxymethyl-, formyl-transferases (2.1.2)
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    • C12Y201/00—Transferases transferring one-carbon groups (2.1)
    • C12Y201/02—Hydroxymethyl-, formyl- and related transferases (2.1.2)
    • C12Y201/02005—Glutamate formimidoyltransferase (2.1.2.5)

Definitions

  • the present invention relates to a process for the regioselective N (5) -formylation of (6S) -
  • Reagents used to carry out this transformation include formamide and / or formic acid; See, for example, the Norwegian patent. No. NO 172 492 and US Pat. No. 5,198,547.
  • the enzyme catalyzing the addition of a formyl group to the N (5) site of a compound of formula I belongs to the class of transferases and corresponds to Code number EC 2.1.2.5.
  • EC Enzyme Commission
  • 5-formimidoyl tetrahydrofolate L-glutamate N-formimidoyltransferase.
  • GFT glutamate formyltransferase
  • GFT is present as a bifunctional enzyme because, in addition to formyltransferase activity, it also catalyzes the cyclodesamination of N (5) -formimino-THF by turning this compound into N (5), N (IO) -methenyl-THF transforms.
  • liver enzyme Since the liver enzyme is bifunctional, it would not be suitable for the industrial production of the (6S) -N (5) -formylated compound of formula I, especially because the enzymatic reaction end product is N (5), N (10) -Methenyl instead of the N (5) -formyl form would have resulted.
  • This method is intended to include an enzymatic alternative to the above-mentioned purely chemical method.
  • This process should be suitable for the industrial production of (6S) -N (5) -formylated compounds of formula II.
  • a recombinant enzyme of prokaryotic bacterial origin which exclusively has the formimino (formyl) transferase function and which is thus suitable for the industrial production of the N (5) -formylated compound of the formula I should be used.
  • aqueous buffer solution having a pH of from 6.5 to 7.5
  • rGFT monofunctional glutamate formyltransferase
  • the temperature is increased to a range of 30 0 C to 45 0 C and react the reaction mixture until at least 95% of the formyl transfer has taken place from the formyl donor to the compound of formula I,
  • FIG. 1 shows the reaction scheme in which the radical R is also defined.
  • Figure 2 shows an HPLC chromatogram on a
  • FIG. 3A shows an HPLC chromatogram on a reverse phase column of crude (6S) -N (5) -formyl-THF, prepared according to Example 2 of the present invention. It is noted that the large peak in the retention time corresponds to 1 min of ascorbic acid.
  • Figure 3B shows an HPLC chromatogram on a reverse phase column of purified (6S) -N (5) -formyl-THF prepared according to Example 2 of the present invention after resuspension in cold water and filtration.
  • a recombinant monofunctional enzyme of prokaryotic, bacterial origin is used, showing only the function of formimino (formyl) transferase.
  • This enzyme is not the same as the bifunctional liver enzyme mentioned above, but it is similar in parts, especially in the part corresponding to the formimino transferase domain.
  • the advantage of using a microorganism-derived prokaryotic bacterial enzyme, and in particular the enzyme encoded by Streptococcus pyogenes, is its monofunctional glutamate formimino (formyl) transferase activity.
  • the monofunctional character of this enzyme was deduced by the comparative analysis of its amino acid sequence in the genomic database, although no prediction of its actual activity could be made before the biochemical reaction was performed.
  • GFT glutamate-formyltransferase
  • the gene coding for S. pyogenes GFT was cloned into Escherichia coli (E. coli) strain BL21 (DE) and overexpressed.
  • the pellet obtained after centrifugation was further processed according to a procedure which was modified in comparison to that in the kit for the extraction of genomic DNA (Qiagen).
  • the pellet was dissolved in 500 ⁇ l of STET buffer (8% sucrose, 50 mM Tris-Cl pH 8.0, 50 mM EDTA, 0.1% Triton X-100) and 400 ⁇ l of a lysozyme solution (50 mg / l). ml) were added. The mixture was incubated at a temperature of 37 0 C for 150 minutes until complete lysis of the cells.
  • the lysed mixture was further processed according to the instructions of the kit manufacturer (Qiagen), except that only half of the indicated volumes were used.
  • the resulting DNA was purified a second time by first treating with phenol / chloroform (1: 1), then chloroform, and finally ethanol precipitation.
  • the plasmid obtained after cloning in E. coli BL21 (DE) allows the expression of the rGFT gene (with the C-terminal His-tag), which is under the control of the T7 promoter.
  • the expression of the thus modified enzyme was checked by Western blotting using anti-His antibodies (Novagen).
  • a culture of recombinant E. coli BL21 (DE) expressing the rGFT enzyme was grown overnight, then diluted 1:50 in 300 ml fresh Luria Broth (LB) and incubated in the presence of ampicillin (100 ⁇ g / ml). grown at a temperature of 37 0 C in a shaker (180 rpm) until reaching an OD 6 oo of 0.7. After induction with 1.4 ml of 0.1 M IPTG (isopropylthio-galactoside), incubation was continued for about 3 hours.
  • LB fresh Luria Broth
  • IPTG isopropylthio-galactoside
  • the resulting cell culture was centrifuged off and the supernatant was discarded.
  • the cell pellet was stored at a temperature of -70 0 C.
  • the cell pellet was then taken up in 30 ml of Buffer A (20 mM sodium phosphate, 150 mM NaCl, 10 mM MgCl 2 , 1 mM phenylmethylsulphonyl fluoride, pH 7.4).
  • Buffer A (20 mM sodium phosphate, 150 mM NaCl, 10 mM MgCl 2 , 1 mM phenylmethylsulphonyl fluoride, pH 7.4
  • the resuspended cell pellet was then incubated for 30 minutes at a temperature of 4 0 C in the presence of 0.5 g / l lysozyme.
  • the suspension was incubated for 45 minutes at a temperature of 4 ° C. with DNase / RNase (in each case 10 ⁇ g / ml).
  • the suspension was then centrifuged for 10 minutes at 10,000 rpm and the pellet was discarded.
  • the supernatant was applied to a 5 ml Ni 2+ Sepharose 6 FF column (Amersham Biosciences).
  • the binding and washing of the unbound sample material were performed with buffer B (20 mM sodium phosphate, 500 mM NaCl, pH 7.5).
  • the elution of the bound rGFT was carried out by buffer C (20 mM sodium phosphate, 500 mM NaCl, 500 mM imidazole, pH 7.5).
  • buffer exchange buffer D: 100 mM potassium phosphate, pH 7.0
  • buffer D 100 mM potassium phosphate, pH 7.0
  • the solution with the recombinant monofunctional rGFT enzyme was stored at a temperature of -70 0 C.
  • the activity (units / ml and units / mg) of a control sample was measured according to the sigma test for the EC 2.1.2.5 enzyme using formyl (L) -glutamic acid instead of formimino (L) -glutamic acid and incubation at a temperature of 37 0 C instead of 25 0 C were used.
  • the sigma test is a modification of the in
  • EP 0 600 460 Bl 880 mg (5 mmol) of ascorbic acid and 875 mg (5 mmol) of N-formyl (L) -glutamic acid were placed in a 25 ml three-necked flask, which was treated with a Magnetic stirrer, a nitrogen inlet tube and a thermometer was equipped.
  • N-Formyl- (L) -glutamic acid was prepared according to the protocol of H. Tabor, A.H. Mehler, J. Biol. Chem., 210, 559 (1954).
  • reaction vessel was then evacuated and purged with nitrogen; this procedure was repeated twice more.
  • reaction mixture was cooled to a temperature of 5 0 C.
  • the resulting suspension was stirred for a further hour at a temperature of 5 0 C.
  • the resulting solid was isolated by filtration, then resuspended in 2 ml of cold water and refiltered.
  • the solid (6S) -N (5) -formyl THF thus obtained showed a purity of 96.88% in the HPLC chromatogram. See Figure 3B.
  • the product may additionally be purified by, for example, preparing the corresponding Ca 2+ salt, as described in Norwegian Patent No. NO 172 492.

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Abstract

Das erfindungsgemässe Verfahren zur regioselektiven N(5)-Formylierung von (6S)-5, 6, 7, 8-Tetra-hydropteroinsäure und Derivaten davon, welche in Formel (I) definiert sind, ist dadurch gekennzeichnet, dass man zu einem Gemisch aus einer Verbindung der Formel (I), einem Antioxidationsmittel und einem Formyldonator in einem Reaktionsgefäss eine wässrige Pufferlösung mit einem pH Wert von 6,5 bis 7,5 hinzugibt; durch die erhaltene Suspension ein Inertgas durchbläst; dann tropfenweise oder portionenweise unter ständigem Rühren eine wässrige Lösung einer Base hinzugibt, bis eine klare Lösung entsteht, welche einen pH Wert zwischen 6,5 bis 8,3 aufweist; dann eine rekombinante monofunktionelle GIutamat-Formyltransferase, abgekürzt mit rGFT, d.h. das Enzym, in einer wässrigen, weiter oben definierten Pufferlösung hinzugibt; dann die Temperatur auf einen Bereich von 30°C bis 45°C erhöht und das Reaktionsgemisch reagieren lässt, bis wenigstens 95% des Formyltransfers vom Formyldonator auf die Verbindung der Formel (I) erfolgt ist; dann das erhaltene Reaktionsgemisch auf eine Temperatur von 0°C bis 5°C abkühlt; dann eine wässrige Lösung einer Mineralsäure tropfenweise hinzugibt, bis ein pH Wert von 2,7 bis 3,1 erreicht ist, wobei die rohe Verbindung der Formel (II) ausfällt; das Rühren während wenigstens 1 Stunde fortsetzt, um die oben genannte Fällung zu vervollständigen, und die rohe Verbindung der Formel (II) gewinnt.

Description

Verfahren zur regioselektiven N (5) -Formylierung von (6S)-5,6,7,8-Tetrahydropteroinsäure und Derivaten davon
Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfah- ren zur regioselektiven N (5) -Formylierung von (6S)-
5, 6, 7, 8-Tetrahydropteroinsäure und Derivaten davon, welche in Formel I definiert sind.
Die Formylierung von 5, 6, 7, 8-Tetrahydrofol- säure, abgekürzt mit THF, ist ein wichtiges industriel- les Verfahren und führt zu N (5) -Formyl-5, 6, 7, 8-Tetrahy- drofolsäure, auch Folinsäure oder Leucovorin genannt. Diese Verbindung ist ein pharmazeutisch aktiver Bestandteil, welcher im onkologischen und vitaminischen Bereich breit verwendet wird; siehe zum Beispiel "Folates and Pterins", R. L. Blakley, V. M. Whitehead Ed., Vol. 1-3, (1986), John Wiley & Sons.
Reagenzien, die für Ausführung dieser Transformation verwendet werden, umfassen Formamid und/oder Ameisensäure; siehe zum Beispiel das norwegische Patent . Nr. NO 172 492 und das US Patent Nr. 5 198 547.
Gemäss der modernen Tendenz, umweltbelastende und toxische Reagenzien zu vermeiden, besteht der Bedarf, eine sicherere Alternative für die Formylierung von THF und von anderen Pteroinsäure-Derivaten zu fin- den.
Ein anderer Grund für das Auffinden einer Alternative zur Verwendung von Formamid und/oder Ameisensäure für die oben genannte Formylierung besteht darin, dass die Verwendung dieser "aggressiven" Reagenzien zur Bildung von verschiedenen unerwünschten Nebenprodukten führt: das isolierte Rohprodukt, zum Beispiel Folinsäu- re, muss daher mittels einer langen und komplexen Serie von Schritten gereinigt werden, um den hohen Reinheitskriterien zu entsprechen, die heutzutage für einen phar- mazeutischen Aktivstoff verlangt werden; siehe wieder das oben genannte norwegische Patent Nr. NO 172 492.
Gemäss der allgemeinen Klassifizierung durch die Enzymkommission (EC) , umfassend die EC Nummer und den Namen, gehört das Enzym, welches die Addition einer Formylgruppe an die N (5) -Stelle einer Verbindung der Formel I katalysiert, zur Klasse der Transferasen und entspricht der Code-Nummer EC 2.1.2.5. Mehrere Definitionen, welche diesem Enzym zugeordnet sind, gehören immer noch der gegenwärtigen Nomenklatur an und werden wie folgt zitiert:
Glutamat-formimidoyltransferase;
Glutamat-formyltransferase;
Formiminoglutaminsäure-transferase;
Formiminoglutaminsäure-formiminotransferase;
Glutamat-formiminotransferase;
5-Formimidoyltetrahydrofolat : L-Glutamat- N-formimidoyltransferase .
Wichtig ist die Code-Nummer EC 2.1.2.5.
In der Natur ist Glutamat-formyltransferase, abgekürzt mit GFT, sowohl als Bestandteil des biochemi- sehen Abbauweges von Histidin als auch im "Ci Stoffwechsel durch Folat" wirksam.
In Säugetieren ist GFT als ein bifunktionelles Enzym vorhanden, da es neben der Formyltransferase Akti- vität auch die Cyclodesaminierung von N (5) -Formimino-THF katalysiert, indem es diese Verbindung zu N (5), N(IO)- Methenyl-THF umwandelt.
Alle in der Literatur vorhandenen Studien über das EC 2.1.2.5 Enzym sind mit dem aus der Säugetierleber gewonnenen bifunktionellen Enzym durchgeführt worden.
Diese Studien beziehen sich sowohl auf die Hauptaktivität als Formimino-transferase als auch auf die Minderaktivität als Formyl-transferase (Miller A. und Waelsch H., J. Biol. Chem. 1957, Vol. 228, Seiten 397-417; Tabor H. und Wyngarden, L. J. Biol. Chem. 1959, Vol. 234, Seiten 1830-1849; Silverman et al. J. Biol. Chem. 1957, Vol. 226, Seiten 83-84; Bortoluzzi und McKenzie J. Biol. Chem. 1983, Vol. 61, Seiten 248-253).
Nach der Klonierung und Sequenzierung des aus der Schweineleber gewonnenen GFT Enzyms (Murley L. L. et. al, Journal of Biol. Chem. 1993. VoI 268, Seiten 22820- 22824) sind andere DNA Sequenzen gefunden worden, die für mutmassliche Formimino-transferasen kodieren könnten. Diese DNA Sequenzen sind auch in anderen Organismen als in Säugetieren gefunden worden. Mit den neuesten
Fortschritten in der automatischen Sequenzierung hat man tatsächlich eine grosse Anzahl an genomischen Daten von relativ zahlreichen Prokaryoten und Eukaryoten gewinnen können.
Es sind auch Berichte über Pflanzenenzyme mit
Glutaminsäure-formimino-transferase Aktivität veröffent- licht worden, die sich auf Arbeiten über Oryza sativa, Tryticum aestivum und Glycine max (siehe die US Patent Anmeldung Nr. 2002/0102689) beziehen.
Aufgrund der Literaturangaben, die die Funkti- onalität des aus Schweineleber gewonnenen GFT Enzyms nachweisen, wäre es sicher naheliegender gewesen, die entsprechende GFT-kodierende DNA Sequenz zu klonieren und somit das mit hoher Wahrscheinlichkeit funktionsfähige Enzym zu erhalten. Da das Leberenzym jedoch bifunk- tionell ist, wäre es nicht geeignet für die industrielle Produktion der (6S) -N (5) -formylierten Verbindung der Formel I, insbesondere weil die enzymatische Reaktion als Endprodukt die N (5) ,N (10) -Methenyl- anstatt der N (5) -Formylform ergeben hätte.
Es ist ein Ziel der vorliegenden Erfindung, ein "milderes" und umweltfreundliches Formylierungsver- fahren zu Verfügung zu stellen, welches die Bildung der meisten beobachteten Nebenprodukte vermeidet.
Dieses Verfahren soll ein Rohprodukt, insbe- sondere Folinsäure, ergeben, welches ein viel kürzeres
Reinigungsverfahren benötigt, und eine höhere Gesamtausbeute an reinem Produkt, insbesondere (6S) -N (5) -Formyl- THF, ergibt.
Dieses Verfahren soll eine enzymatische Alter- native zum oben genannten rein chemischen Verfahren beinhalten.
Dieses Verfahren soll für die industrielle Herstellung von (6S) -N (5) -formylierten Verbindungen der Formel II geeignet sein. In der vorliegenden Erfindung soll ein rekom- binantes Enzym prokaryotischer bakterieller Herkunft, das ausschliesslich die Formimino (formyl) transferase Funktion aufweist und das somit für die industrielle Produktion der N (5) -formylierten Verbindung der Formel I geeignet ist, verwendet werden.
Mit der vorliegenden Erfindung werden die obigen Ziele erreicht.
Das erfindungsgemässe Verfahren zur regiose- lektiven N (5) -Formyl-ierung von (6S) -5, 6, 7, 8-Tetra- hydropteroinsäure und Derivaten davon, welche in Formel I definiert sind, ist dadurch gekennzeichnet, dass man
- zu einem Gemisch aus einer Verbindung der Formel I, einem Antioxidationsmittel und einem Formyl- donator in einem Reaktionsgefäss eine wässrige Pufferlösung mit einem pH Wert von 6,5 bis 7,5 hinzugibt,
- durch die erhaltene Suspension ein Inertgas durchbläst,
- dann tropfenweise oder portionenweise unter ständigem Rühren eine wässrige Lösung einer Base hinzugibt, bis eine klare Lösung entsteht, welche einen pH Wert zwischen 6,5 bis 8,3 aufweist,
- dann eine rekombinante monofunktionelle GIu- tamat-Formyltransferase, abgekürzt mit rGFT, d.h. das Enzym, in einer wässrigen, weiter oben definierten Pufferlösung hinzugibt,
- dann die Temperatur auf einen Bereich von 300C bis 450C erhöht und das Reaktionsgemisch reagieren lässt, bis wenigstens 95% des Formyltransfers vom For- myl-donator auf die Verbindung der Formel I erfolgt ist,
- dann das erhaltene Reaktionsgemisch auf eine Temperatur von 0°C bis 5°C abkühlt,
- dann eine wässrige Lösung einer Mineralsäure tropfenweise hinzugibt, bis ein pH Wert von 2,7 bis 3,1 erreicht ist, wobei die rohe Verbindung der Formel II ausfällt,
- das Rühren während wenigstens 1 Stunde fort- setzt, um die oben genannte Fällung zu vervollständigen, und
- die rohe Verbindung der Formel II gewinnt.
Bevorzugte Ausführungsformen dieser Erfindung sind in den abhängigen Ansprüchen definiert.
Im folgenden Teil werden mögliche Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung beschrieben.
Dabei wird Bezug auf die Figuren genommen.
Figur 1 zeigt das Reaktionsschema, worin auch der Rest R definiert ist.
Figur 2 zeigt ein HPLC Chromatogramm an einer
"reverse phase" Säule von roher (6S) -N (5) -Formyl-THF, hergestellt gemäss dem norwegischen Patent Nr. NO 172 492.
Figur 3A zeigt ein HPLC Chromatogramm an einer "reverse phase" Säule von roher (6S) -N (5) -Formyl-THF, hergestellt gemäss Beispiel 2 der vorliegenden Erfindung. Es ist festgehalten, dass der grosse Peak bei der Retensionszeit 1 min Ascorbinsäure entspricht.
Figur 3B zeigt ein HPLC Chromatogramm an einer "reverse phase" Säule von gereinigter (6S) -N (5) -Formyl- THF, hergestellt gemäss Beispiel 2 der vorliegenden Erfindung, nach einer Resuspension in kaltem Wasser und einer Filtration.
In der vorliegenden Erfindung wird ein rekom- binantes monofunktionelles Enzym prokaryotischen, bakteriellen Ursprungs verwendet, welches nur die Funktion der Formimino (Formyl) Transferase zeigt.
Dieses Enzym ist nicht das gleiche wie das o- ben erwähnte bifunktionelle Leberenzym, aber es ist in Teilen ähnlich, insbesondere im Teil, welcher der Formimino Transferase Domäne entspricht.
Der Vorteil der Verwendung eines aus einem Mikroorganismus gewonnenen prokaryotischen, bakteriellen Enzyms, und insbesondere des von Streptococcus pyogenes kodierten Enzyms, besteht in seiner monofunktionellen Glutamat Formimino (Formyl) Transferase Aktivität.
Die monofunktionelle Eigenschaft dieses Enzyms liess sich durch die vergleichende Analyse seiner Amino- säureseguenz in der genomischen Datenbank herleiten, ob- wohl keine Voraussage über seine tatsächliche Aktivität getroffen werden konnte, bevor die biochemische Reaktion durchgeführt wurde.
Die in der vorliegenden Erfindung verwendete DNA-Sequenz und die Aminosäuresequenz von GFT sind ver- schieden von den pflanzlichen Sequenzen, die in der oben genannten US Patentanmeldung Nr . 2002/0102689 beschrieben wurden.
Bedingt durch die inhärente Stereoselektivität des Enzyms resultiert die Verwendung von ( 6RS ) -5 , 6, 7 , 8- Tetrahydrofolsäure als Substrat in der ausschliesslichen Formylierung des ( 6S ) -Isomers .
Die folgenden Beispiele illustrieren die vorliegende Erfindung .
Beispiel 1
Herkunft des S.pyogenes Glutamat-formyl- transferase ,(GFT) Gens
Das Gen, das für GFT von S.pyogenes (ATCC 19615) kodiert, wurde in Escherichia coli (E. coli) Stamm BL21 (DE) kloniert und überexprimiert .
Auf diese Weise wurde genügend rekombinantes monofunktionelles Enzym hergestellt.
Extraktion der genomischen DNA
25 ml einer Kultur von S.pyogenes ATCC 19615 wurden über Nacht in MRS Brühe (Oxoid) bei einer Temperatur von 370C gezüchtet.
Das nach der Zentrifugation erhaltene Pellet wurde anhand einer Verfahrensanleitung weiter verarbeitet, die im Vergleich zu derjenigen im Kit für die Ex- traktion genomischer DNA (Qiagen) modifiziert wurde. Das Pellet wurde in 500 μl STET Puffer (8% Saccharose, 50 mM Tris-Cl pH 8,0, 50 inM EDTA, 0,1% Triton X-100) in Lösung gebracht und 400 μl einer Lysozym- lösung (50 mg/ml) wurden hinzugefügt. Das Gemisch wurde bei einer Temperatur von 370C während 150 Minuten bis zur vollständigen Lyse der Zellen inkubiert.
Das lysierte Gemisch wurde gemäss der Anleitung des Kit-Herstellers (Qiagen) weiter verarbeitet, mit der Ausnahme, dass nur die Hälfte der angegebenen Volumina verwendet wurde.
Nach der Isopropanol-Präzipitierung wurde die erhaltene DNA ein zweites Mal gereinigt, indem zuerst eine Behandlung mit Phenol/Chloroform (1:1), dann mit Chloroform und schliesslich eine Ethanol-Präzipitierung eingesetzt wurden.
GFT DNA Isolierung und Amplifizierung
Genomische DNA aus S.pyogenes ATCC 19615 wurde für die Polymerase-Ketten-Reaktion (PCR) verwendet, um die GFT DNA Sequenz zu amplifizieren, wobei das folgende Oligonukleotidpaar bei einer Hybridisierungstemperatur von 450C eingesetzt wurde:
Oligo 1:
5 ' AGGAGGAAATAAAAATGGCGAAAATTGTTGAATGTATTCCC 3 '
Oligo 2 :
5 ' TAAGAATTCCTACTAACCTAGCAAATGGTTTTCAAGAATC 3' Die Klonierung und die anschliessende Sequenzierung der kodierenden Region ergaben die folgende Sequenz :
ATGGCGAAAATTGTTGAATGTATTCCCAACTTCTCAGAAGGCCAAAATCAGGCTGTTATC GATGGTTTGGTAGCGACGGCCAAAAGTATTCCTGGAGTGACCCTTCTCGACTACTCTTCT GATGCGAGCCACAACCGGAGCGTGTTTACCTTGGTTGGAGATGACCAGTCTATTCAAGAA GCAGCTTTCCAACTGGTGAAATACGCTTCTGAAAACATTGATATGACCAAACATCATGGC GAACACCCTCGTATGGGAGCAACTGATGTCTGCCCATTCGTTCCGATCAAAGACATCACT ACACAAGAATGTGTTGAGATTTCCAAACAAGTCGCAGAACGGATTAACCGTGAACTTGAC ATTCCAATCTTCCTTTATGAAGATTCTGCCACACGTCCAGAACGTCAAAACCTTGCTAAA ATCCGTAAAGGTCAGTTTGAAGGCATGCCAGAAAAACTGTTGGAAGAGGACTGGGCACCT GACTACGGAGATCGTAAGATTCACCCAACTGCTGGGGTAACTGCCGTTGGTGCTCGCATG CCATTGGTTGCCTTCAATGTTAATTTGGATACTGACAATATCGACATTGCTCATAAAATT GCTAAAATTATCCGCGGTTCAGGTGGTGGCTACAAATATTGTAAGGCTATCGGTGTCATG TTAGAAGACCGTCATATTGCCCAAGTCTCCATGAACATGGTTAACTTTGAAAAATGTTCT CTTTACCGTACTTTTGAAACCATCAAATTTGAAGCGCGTCGCTACGGTGTGAATGTTATT GGTTCTGAAGTCATCGGCTTAGCGCCAGCCAAGGCCTTAATCGATGTGGCTGAATACTAC TTACAAGTTGAGGACTTTGACTACCCTAAACAGGTTCTTGAAAACCATTTGCTAGGTTAG
Klonierung in den Expressionsvektor pET22b
Um eine hohe Ausbeute hinsichtlich Expression und Reinigung des rekombinanten monofunktionellen rGFT zu erhalten, wurde eine Sequenz , die für 6 Histidine (His-tag) kodiert, an das carboxylterminale Ende des rGFT angefügt .
Dies wurde erhalten, indem das rGFT DNA Fragment in die Xbal/BamHI Restriktionsstelle des kommerziellen Expressionsvektors pET22b (Novagen, EMD Bios- ciences ) hinein kloniert wurde .
Zuerst wurden die. Xbal/BamHI Restriktionsstellen ins rGFT DNA Fragment hineingeführt , um dieselbe Sequenz mit dem "His-Tag" im Expressionsvektor fusionieren zu können. Dies wurde erhalten, indem rGFT DNA mit dem folgenden Oligonukleotidpaar bei einer Hybridisierungs- temperatur von 500C amplifiziert wurde:
Oligo 3:
5' CCCTCTAGAAGGAGGAAATAAAAATGGCG 3'
Oligo 4:
5' GTCCCAGGATCCAAACCTAGCAAATGGTTTTCAAGAATCTG 3'
Dann wurde das neu amplifizierte rGFT DNA Fragment in die Xbal/BamHI Restriktionsstellen von pET22b kloniert, und das klonierte Konstrukt wurde in E. coli BL21 (DE) transformiert.
Das nach der Klonierung in E. coli BL21 (DE) erhaltene Plasmid erlaubt die Expression des rGFT Gens (mit dem C-terminalen His-tag) , das unter der Kontrolle des T7 Promoters steht.
Die Expression des so modifizierten Enzyms wurde durch Western-Blotting unter Verwendung von anti- His Antikörpern (Novagen) überprüft.
Züchtung von rGFT-Enzym exprimierendem E. coli
BL21 (DE)
Eine Kultur von rekombinantem E. coli BL21 (DE) , welches das rGFT Enzym exprimiert, wurde über Nacht gezüchtet, dann 1:50 in 300 ml frischer Luria Brü- he (LB) verdünnt und in Gegenwart von Ampicillin (100 μg/ml) bei einer Temperatur von 370C in einem Schüttler (180 rpm) bis zum Erreichen einer OD6oo von 0,7 gezüchtet. Nach Induzierung mit 1,4 ml von 0,1 M IPTG (I- sopropyl-thio-galaktosid) wurde die Inkubation für etwa 3 Stunden fortgesetzt.
Reinigung von rGFT
Die erhaltene Zellkultur wurde abzentrifu- giert, und der Überstand wurde verworfen.
Das Zellpellet wurde bei einer Temperatur von -700C aufbewahrt.
Das Zellpellet wurde dann in 30 ml Puffer A (20 mM Natriumphosphat, 150 mM NaCl, 10 mM MgCl2, 1 mM Phenylmethylsulphonylfluorid; pH 7,4) aufgenommen.
Das resuspendierte Zellpellet wurde dann für 30 Minuten bei einer Temperatur von 40C in Gegenwart von 0,5 g/l Lysozym inkubiert.
Die erhaltene Suspension wurde in einem
Mikrofluidizer bei einem Druck von 10 '000 psi behandelt.
Dann wurde die Suspension während 45 Minuten bei einer Temperatur von 40C mit DNase/RNase (jeweils 10 μg/ml) inkubiert.
Die Suspension wurde dann während 10 Minuten bei 10 '000 rpm zentrifugiert, und das Pellet wurde verworfen.
Der Überstand wurde auf eine 5 ml Ni2+- Sepharose 6 FF Säule (Amersham Biosciences) aufgetragen. Die Bindung und das Waschen des ungebundenen Probenmaterials wurden mit Puffer B (20 mM Natriumphosphat, 500 mM NaCl; pH 7,5) durchgeführt.
Die Eluierung des gebundenen rGFT erfolgte durch Puffer C (20 mM Natriumphosphat, 500 mM NaCl, 500 mM Imidazol; pH 7,5).
Für die endgültige Formulierung und Aufbewahrung wurde ein Pufferaustausch (Puffer D: 100 mM Kaliumphosphat; pH 7,0) durchgeführt, wobei eine 5 ml Sephadex G25-F Säule verwendet wurde.
Die Lösung mit dem rekombinanten monofunktionellen rGFT Enzym wurde bei einer Temperatur von -700C gelagert.
Die Aktivität (Units/ml und Units/mg) einer Kontrollprobe wurde entsprechend dem Sigma-Test für das EC 2.1.2.5 Enzym gemessen, wobei Formyl- (L) -glutamin- säure anstelle von Formimino- (L) -glutaminsäure und eine Inkubation bei einer Temperatur von 370C statt 250C benutzt wurden.
Der Sigma-Test ist eine Modifizierung des in
Tabor H. und Wyngarden L., Journal of Clinical Investi- gation, 1958, Vol. 37, Seiten 824-828 beschriebenen
Tests.
Beispiel 2
445 mg (1 mMol) (6S)-THF, hergestellt gemäss
EP 0 600 460 Bl, 880 mg (5 mMol) Ascorbinsäure und 875 mg (5 mMol) N-Formyl- (L) -glutaminsäure wurden in einen 25 ml Dreihalskolben gegeben, welcher mit einem Magnetrührer, einem Stickstoffeinleitungsrohr und einem Thermometer ausgerüstet war.
N-Formyl- (L) -glutaminsäure wurde nach der Vorschrift von H. Tabor, A. H. Mehler, J. Biol. Chem. , 210, 559 (1954) hergestellt.
Zum oben beschriebenen Gemisch wurden unter Rühren und einer Stickstoffatmosphäre 5 ml eines 100 itiM Kaliumphosphat Puffers zugegeben, welcher einen pH Wert von 6,7 hatte.
Zur erhaltenen Suspension wurde tropfenweise
20%-ige NaOH solange zugegeben, bis eine homogene Lösung erhalten wurde, welche einen pH Wert von 6,7 hatte.
Um Spuren von Sauerstoff zu entfernen, wurde dann das Reaktionsgefäss evakuiert und mit Stickstoff gespült; diese Prozedur wurde noch zweimal wiederholt.
Dann wurden 0,35 U der rekombinanten monofunktionellen Glutamat-formyltransferase, gelöst in 0,32 ml eines 100 mM Kaliumphosphat Puffers bei pH 6,7, zugegeben. Dieses Enzym wurde gemäss dem oben beschriebenen Beispiel 1 hergestellt.
Dann wurden erneut 3 Zyklen des Evakuieren und der Stickstoffspülung durchgeführt .
Die Temperatur dieses Reaktionsgemisches wurde auf 400C erhöht und während insgesamt 72 Stunden ge- rührt. Der Fortschritt der Formylierungsreaktion wurde mittels HPLC unter Verwendung einer "reverse phase" Säule verfolgt.
Während der oben erwähnten 72-stündigen Reak- tionszeit wurden noch zusätzliche 100 mg von N-Formyl- (L) -glutaminsäure (0,57 mMol) in 4 Portionen zugegeben.
Das am Schluss der Reaktion durchgeführte HPLC Chromatogramm zeigte, dass die erhaltene (6S) -N (5)- Formyl-THF eine Reinheit von 95,07% hatte. Siehe die Figur 3A.
Dann wurde das Reaktionsgemisch auf eine Temperatur von 50C abgekühlt.
Unter Rühren wurde 18%-ige HCl zugegeben, bis ein pH Wert von 3,0 erreicht wurde.
Während der Säurezugabe entstand ein weisser
Festkörper.
Um die Fällung zu vervollständigen wurde die erhaltene Suspension während einer weiteren Stunde bei einer Temperatur von 50C gerührt.
Der erhaltene Festkörper wurde mittels Filtration isoliert, dann in 2 ml kaltem Wasser resuspendiert und erneut filtriert.
Die so erhaltene feste (6S) -N (5) -Formyl-THF zeigte im HPLC Chromatogramm eine Reinheit von 96,88%. Siehe die Figur 3B. Das Produkt kann zusätzlich gereinigt werden, indem man zum Beispiel das entsprechende Ca2+-SaIz herstellt, wie das im norwegischen Patent Nr. NO 172 492 beschrieben ist.

Claims

Patentansprüche
1. Verfahren zur regioselektiven N(5) -Formyl- ierung von (6S) -5, 6, I18-Tetrahydropteroinsäure und Derivaten davon, welche in Formel I definiert sind, dadurch gekennzeichnet, dass man
- zu einem Gemisch aus einer Verbindung der Formel I, einem Antioxidationsmittel und einem Formyl- donator in einem Reaktionsgefäss eine wässrige Pufferlösung mit einem pH Wert von 6,5 bis 7,5 hinzugibt,
- durch die erhaltene Suspension ein Inertgas durchbläst,
- dann tropfenweise oder portionenweise unter ständigem Rühren eine wässrige Lösung einer Base hinzugibt, bis eine klare Lösung entsteht, welche einen pH Wert zwischen 6,5 bis 8,3 aufweist,
- dann eine rekombinante monofunktionelle GIu- tamat-Formyltransferase, abgekürzt mit rGFT, d.h. das Enzym, in einer wässrigen, weiter oben definierten Pufferlösung hinzugibt,
- dann die Temperatur auf einen Bereich von
300C bis 45°C erhöht und das Reaktionsgemisch reagieren lässt, bis wenigstens 95% des Formyltransfers vom For- myl-donator auf die Verbindung der Formel I erfolgt ist,
- dann das erhaltene Reaktionsgemisch auf eine Temperatur von O0C bis 5°C abkühlt,
- dann eine wässrige Lösung einer Mineralsäure tropfenweise hinzugibt, bis ein pH Wert von 2,7 bis 3,1 erreicht ist, wobei die rohe Verbindung der Formel II ausfällt,
- das Rühren während wenigstens 1 Stunde fortsetzt, um die oben genannte Fällung zu vervollständigen, und
- die rohe Verbindung der Formel II gewinnt.
2. Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die Verbindung der Formel I (6S) -5, 6,7, 8- TetrahydrofÖlsäure ist, abgekürzt mit (6S)-THF.
3. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 2, dadurch gekennzeichnet, dass man in das genannte Reakti- onsgefäss
zuerst die Verbindung der Formel I in fester ' Form hinzugibt,
dann das Antioxidationsmittel hinzugibt, vorzugsweise ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus As- corbinsäure, Mercaptoethanol und Dithiotreithol, und
dann den Formyl-donator hinzugibt, vorzugsweise ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus N-Formyl- (L) -glutaminsäure, N-Formyl- (L) -glutamin, N-Formyl- (L) - isoglutamin und N-Formyl- (L) -asparaginsäure, oder deren wasserlösliche Salze, vorzugsweise die Natriumsalze oder die Kaliumsalze, und
dass man das Gemisch bei Raumtemperatur und unter einem Inertgas herstellt.
4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass die wässrige Pufferlösung mit einem pH Wert von 6,5 bis 7,5 ein Phosphatpuffer ist, vorzugsweise ein 10 mM bis 1 M, insbesondere 100 mM, Natrium- oder Kaliumphosphatpuffer.
5. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, dass die wässrige Lösung einer Base eine 20% NaOH Lösung oder eine 20% KOH Lösung ist.
6. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, dass die klare Lösung, welche nach der Hinzugabe der Base erhalten wird, einen pH Wert von 6,5 bis 6,8 aufweist.
7.. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass nach der Hinzugabe des En- zyms die Temperatur auf einen Bereich von 370C bis 420C erhöht wird.
8. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 7, dadurch gekennzeichnet, dass man nach der Hinzugabe des Enzyms die Komponenten während wenigstens 8 Stunden, vorzugsweise während 1 bis 5 Tag(en) reagieren lässt.
9. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass die Mineralsäure HCl, vorzugsweise 18% HCl, oder H2SO4 ist.
10. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass das Rühren für die Vervollständigung der Fällung der rohen Verbindung der Formel II während wenigstens 2 Stunden erfolgt.
11. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis
10, dadurch gekennzeichnet, dass die rohe Verbindung der Formel II mittels Filtration oder mittels Zentrifugation gewonnen wird.
12. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis
11, dadurch gekennzeichnet, dass das molare Verhältnis zwischen dem Formyl-donator und der Verbindung der Formel I während der Formylierungsreaktion im Bereich von 2:1 bis 10:1, insbesondere von 5:1 bis 3:1, gehalten wird.
13. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis
12, dadurch gekennzeichnet, dass das molare Verhältnis zwischen dem Antioxidationsmittel und der Verbindung der Formel I im Bereich von 1:1 bis 5:1, insbesondere von 2:1 bis 3:1, ist.
14. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis
13, dadurch gekennzeichnet, dass eine Menge von 0,01 bis 0,1 U/ml, insbesondere von 0,03 bis 0,04 U/ml, an Enzym von 1 mM bis 200 mM an (6S)-THF in einer Zeit von 24 Stunden bis 48 Stunden bei einer Temperatur von 370C bis 42°C und einem pH Wert von 6,5 bis 6,8 formyliert.
15. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis
14, dadurch gekennzeichnet, dass die weitere Reinigung der rohen Verbindung der Formel II eine Resuspension des rohen Gemisches in kaltem Wasser und eine Filtration beinhaltet.
16. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis
15, dadurch gekennzeichnet, dass die DNA Sequenz, welche für das genannte rekombinante monofunktionelle Enzym ko- diert, entweder aus einem Mikroorganismus, insbesondere aus der Familie der Streptococcaceae, vorzugsweise aus der S.pyogenes Art, zum Beispiel aus dem Stamm ATCC 19615, oder aus einem mutanten Stamm mit äquivalenter Funktion, isoliert wird, oder chemisch hergestellt wird.
17. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis
16, dadurch gekennzeichnet, dass das genannte rekombi- nante monofunktionelle Enzym in einer immobilisierten Form auf einem Träger vorliegt, zum Beispiel auf einem Epoxy aktivierten Harz.
18. Verwendung einer rekombinanten monofunktionellen Glutamat-Formyltransferase für die regio- selektive N (5) -Formylierung von (6S) -5, 6, 7, 8-Tetra- hydropteroinsäure und Derivaten davon, welche in Formel I definiert sind.
19. (6S) -N(5)-Formyl-5, 6, 7, 8-tetrahydro- pteroinsäure und Derivate davon, welche in Formel I definiert sind, erhältlich durch das Verfahren gemäss einem der Ansprüche 1 bis 17.
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