WO2004087961A1 - アポリポタンパクｅ遺伝子多型検出方法、アポリポタンパクｅ遺伝子多型のゲノタイプ判定方法及び試薬 - Google Patents

アポリポタンパクｅ遺伝子多型検出方法、アポリポタンパクｅ遺伝子多型のゲノタイプ判定方法及び試薬 Download PDF

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dna
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Hiroaki Kawasaki
Yuki Kobayashi
Hiroshi Mitsuyasu
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Kyushu Tlo Company, Limited
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    • C12Q2600/00—Oligonucleotides characterized by their use
    • C12Q2600/156—Polymorphic or mutational markers

Definitions

  • the present invention relates to a method for detecting polymorphism in apolipoprotein E and a reagent used therefor. More specifically, the present invention relates to a human polymorphism method using a restriction fragment length polymorphism (RF LP) method. The present invention relates to an apolipoprotein E gene polymorphism detection method useful for judging the genotype of a genotype of a protein E gene polymorphism (genotyping), a method for determining a genotype of an apolipoprotein E gene polymorphism, and a reagent used therefor.
  • RF LP restriction fragment length polymorphism
  • E is a plasma protein that plays an important role in transporting cholesterol in blood, and its major isoforms are ApoE2, ApoE3, and ApoE. E 4 (hereinafter referred to as “E 2”, “E 3”, and “E 4”, respectively).
  • the genes encoding these ApoE gene polymorphisms ⁇ 2, ⁇ 3 and ⁇ 4 are present on chromosome 19.
  • a ⁇ ⁇ ⁇ , one of the polymorphisms, is known to be a very strong risk factor for Alzheimer's disease and cardiovascular disease, and many reports have been made to date and are almost established (For example, see Non-Patent Documents 1 to 5).
  • Alzheimer's disease it is known that the incidence of Alzheimer's disease is more than 10 times higher in people with A ⁇ ⁇ ⁇ type 4 than in those without Alzheimer's disease. In some cases, it may indicate a target family accumulation. In addition, in the elderly group without Alzheimer's dementia, the frequency of individuals with Ap4 E4 is very low, suggesting that this polymorphism is a major risk factor for this disease. .
  • the ApoE gene polymorphism is also applied to clinical tests, and as a risk factor for Alheimer-type dementia or cardiovascular disease, important clinical information for diagnosing and treating individual patients. It has become.
  • Non-Patent Document 5 describes a typing method using Restriction Fragment Length Polymorphism (RFLP).
  • the basic method of this method is to amplify a specific region of ApoE, which is the target gene region for genotyping, by using Polymech ' RFLP is performed by electrophoresis using polyacrylamide gel electrophoresis (KE). This method is still used in many laboratories.
  • RFLP Restriction Fragment Length Polymorphism
  • FIG. 13 is a conceptual diagram of genotyping by this method.
  • a po E gene polymorphisms result from the substitution of one amino acid each. That is, the amino acids at the 112th and 158th positions are cysteine, cysteine, E3, cysteine, arginine, and E4, respectively. Since the restriction enzyme HhaI recognizes the base sequence GCGC, as shown in the figure, the restriction enzyme HhaI recognizes the polymorphism of E2, E3, and E4 of ApoE.
  • DNA restriction fragment (hereinafter referred to as “DNA restriction fragment”) having a length specific to each A po E gene polymorphism is obtained, and it is possible to distinguish each A po E gene polymorphism. Become.
  • the pattern of the combination of the alleles of the A po E gene polymorphism includes E2 / E2, E3 / E3, E4 / E4, There are E2 / E3, E2 / E4 and E3 / E4.
  • E2 / E2 has the ability to obtain two types of DNA restriction fragments of 83 bp (base pairs) and 91 bp by digestion with the restriction enzyme HhaI. In 3 / E3, DNA restriction fragments of 35 bp, 48 and 91, and in E4 / E4, 19 bp, 35 bp, 48 bp and 72 bp are obtained. Similarly, for the heterozygotes E2 / E3, E2 / E4, and E3 / E4, different combinations of DNA restriction fragments are obtained as shown in FIG.
  • the ApoE gene polymorphism can be typed by separating the DNA restriction fragments having the respective lengths obtained by cleavage with the restriction enzyme HhaI by polyacrylamide gel electrophoresis.
  • a DNA restriction fragment having a length of 19 bp or less is not detected by polyacrylamide gel electrophoresis.
  • leukocytes are extracted from blood using Sepratech's Sepracell-MN gradients. The leukocytes are then treated with 5% SDS and 100 g / ml proteinase K at 55 ° C for 16 hours. Then, perform phenol extraction, and then purify the DNA with ethanol.
  • Genome DN A extracted from leukocytes 1 ⁇ g
  • Taq polymerase 0.025 u ⁇ ts / ⁇ ⁇ Total reaction volume: 30 ⁇ I
  • the amount of the DNA fragment amplified under the above PCR conditions is about 300 ng.
  • Non-Patent Document 5 describes that cleavage was successful in most DNA samples by such a method.
  • the DNA restriction fragment by the restriction enzyme HhaI is electrophoresed for 3 hours using 8% non-denaturing polyacrylonitrile (polyaci'viamaid non-denaturing gel), fr 1.5 mm ⁇ length 25 cm). After treating the gel after electrophoresis with ethidium gel, the pattern of the DNA restriction fragment is visualized by UV irradiation and genotyping is performed.
  • Non-Patent Document 5 The above-mentioned method described in Non-Patent Document 5 is the first report on typing of the ApoE gene polymorphism. Since then, there have been numerous reports on genotyping methods for ApoE polymorphisms. But many of them are basically variants of the first method. For example, a tying method using PCR-RFLP described in Non-Patent Documents 7 and 8 can be mentioned. In addition, for example, a method for indirect genotyping by a method for identifying a mutated protein using an antibody, as described in Non-Patent Document 9, has been developed. This method is now commonly used in clinical laboratory practice.
  • Non-Patent Document 5 the length of a DNA restriction fragment obtained with the restriction enzyme HhaI is extremely short, less than 100 bp.
  • agarose gel electrophoresis which is commonly used in laboratories and is an inexpensive method for separating DNA, could not be separated due to low resolution.
  • an electrophoresis set of an Agilent 2100 BioAnalyzer (hereinafter, referred to as “Agilent 210”) (manufactured by Agilent Technologies) and a Hitachi Microchip Electrophoresis analysis system SV1210 Cosmo Eye (hereinafter referred to as "Hitachi SV1210J”) (manufactured by Hitachi High-Techno-Gee Corporation), AB IPRISM (registered trademark) 3100 (or 3700)
  • Many DNA separation methods such as a genetic analyzer (hereinafter, referred to as “AB13100” or “ABI370”) (manufactured by Applied Biosystems) have been developed. These DNA separation methods basically use electrophoresis, but can process a large amount of samples quickly (sequentially or simultaneously) and can be used for automated analysis. .
  • Non-patent Document 9 biochemical analysis methods using an antibody method
  • such a method is a method of directly typing the gene. Instead of using a method to determine the type of protein,
  • Non-Patent Document 10 discloses the following primer pair from genomic DNA:
  • Emi M. LL Wu, MA Robertson, RL Myers, RA Hegele, RR Williams, R. White, and JM.Lalouel. U-enotyping and sequence analysis of apolipoprotein E isoforms. Genomics. 1988; 3: 373-379.
  • Another object of the present invention is to provide an ApoE gene polymorphism detection method, a method for determining a genotype of an ApoE gene polymorphism, and a reagent which can easily detect an ApoE gene polymorphism and determine a genotype.
  • Another object of the present invention is to make it possible to detect the ApoE gene polymorphism and determine the genotype using an inexpensive and simple DNA separation method.
  • An object of the present invention is to provide a method for detecting a poE gene polymorphism, a method for determining a genotype of an A poE gene polymorphism, and a reagent.
  • Another object of the present invention is to provide a method for detecting an ApoE gene polymorphism, which enables the use of various DNA separation methods, enables high-speed, and large-scale processing, and a method for determining the genotype of the ApoE gene polymorphism. It is to provide methods and reagents.
  • Another object of the present invention is to provide a method for detecting an ApoE gene polymorphism, a method for determining a genotype of an ApoE gene polymorphism, and a reagent capable of further improving the accuracy and reliability in mechanization and commercialization. It is to provide.
  • Still another object of the present invention is to determine the genotype of the ApoE gene polymorphism, which is useful information for diagnosis and treatment of diseases associated with the ApoE gene polymorphism, such as Alzheimer's disease and cardiovascular disease.
  • An object of the present invention is to provide an ApoE gene polymorphism detection method, an ApoE po gene polymorphism genotype determination method and a reagent which can be performed accurately and quickly. Disclosure of the invention
  • a first aspect of the present invention is a step of amplifying DNA using a pair of primers specific to apolipoprotein E gene; and amplifying the amplified DNA with a single nucleotide polymorphism site at codon 112 of apolipoprotein E gene.
  • the first codon 1 using the first restriction enzyme that contains the following sequence in the recognition sequence: and the second restriction enzyme that contains the codon 158 single nucleotide polymorphism site of the apolipoprotein E gene in the recognition sequence.
  • the first cleavage position in the recognition sequence containing the single nucleotide polymorphism site of 1 and the codon 15 A step of cleaving at a second cleavage position in a recognition sequence including a single nucleotide polymorphism site of 8; a step of separating the cleaved DNA fragment; a step of detecting the separated DNA fragment;
  • the first and second restriction enzymes are selected so as to generate a DNA fragment of about 100 bp or more, which is specific to each polymorphism of the apolipoprotein E gene, and the upstream primer of the primer pair is A method for detecting polymorphism in an apolipoprotein E gene, wherein the 5 ′ end is set at a position upstream of at least 60 bp and at most 36 bp from the first cleavage position.
  • the downstream primer of the primer pair is at least 30 bp and at most 220 bp downstream from the second
  • an apolipoprotein E gene polymorphism detection method wherein the 5 'end is set at an upstream position of bp or less.
  • the downstream primer of the pair of primers has a 5′-end set at a position downstream of 30 bp or more and 202 bp or less from the second cleavage position. .
  • an apolipoprotein E gene polymorphism genotype is determined from a combination of presence or absence of a DNA fragment length detected by the apolipoprotein E gene polymorphism detection method of the present invention.
  • a method for determining a genotype of a polymorphism of a button pack E gene is provided.
  • a DNA fragment containing only the sequence A upstream from the first cleavage position is converted into a fragment A (-106 bp in the embodiment) from the second cleavage position.
  • the DNA fragment containing only the downstream sequence B was ligated to fragment B (35 bp, 18 bp, 13 bp in one embodiment, 80 bp, 18 bD, 13 bp in another embodiment).
  • the DNA fragment containing only the sequence C between the first cleavage position and the second cleavage position is a fragment C (145 bp in one embodiment), and the DNA fragment containing the sequences A and C is a fragment D (- When the DNA fragment containing the sequences B and C is designated as fragment E (180 bp in one embodiment), the presence or absence of the fragment D and the fragment E is determined by the presence of the apolipoprotein E gene polymorphism.
  • genotype E2 / E2 was determined by the presence of fragment E alone;
  • genotype E3ZE3 was determined by the presence of fragment C only;
  • Genotype E4 / E4 is determined by the presence of fragment D alone;
  • Genotype E2 / E3 is determined by the presence of fragment E and fragment C only;
  • Fragment D and fragment Genotype E2 / E4 is determined by the presence of E alone;
  • genotype E3 / E4 is determined by the presence of fragment D and fragment C only.
  • the presence or absence of fragment A, fragment C, fragment D and fragment E is used to determine the genotype of apolipoprotein E gene polymorphism, and (a) fragment E and fragment A (B) the genotype E 3 / E 3 was determined by the presence of only fragment C and fragment A; (c) the presence of fragment D and the absence of fragment A.
  • Genotype E4E4 is determined by its presence;
  • genotype E2 / E3 is determined by the presence of only fragment E, fragment C and fragment A;
  • Genotype E2 / E4 is determined by its presence;
  • genotype E3 / E4 is determined by the presence of only fragment D, fragment C and fragment A.
  • the presence or absence of a heteroduplex (286 bp in one embodiment) comprising the sequence A, sequence B and sequence C is determined by determining the genotype of the polymorphism of the apolipoprotein E gene.
  • the genotype E2 / E4 is determined based on the presence of the heteroduplex.
  • the presence of the fragment B generated for all of the polymorphisms of the apolipoprotein E gene polymorphisms E2, E3, and E4 further determines the presence of an effective cleavage reaction in the cleavage step.
  • fragment A when a DNA fragment containing only sequence A upstream from the first cleavage position is defined as fragment A, the presence or absence of fragment A is determined by determining the presence or absence of fragment A.
  • the genotype E4ZE4 is determined by the absence of fragment A.
  • an apolipoprotein E gene comprising a primer pair for amplifying an apolipoprotein E gene, which can be used for detecting an apolipoprotein E gene polymorphism by detecting a restriction fragment of an apolipoprotein E gene.
  • An E gene polymorphism detection reagent wherein an upstream primer of the primer pair is one of codons 112 of apolipoprotein E gene.
  • the 5 'end is set at a position 60 bp or more and 136 or less bp upstream from the first cleavage position in the recognition sequence containing the nucleotide polymorphism site, wherein -A detection reagent is provided.
  • the downstream primer of the primer pair has a 5. 'terminus at a position at least 3 O bp and at a position downstream of 202 bp from the second cleavage position.
  • the position in the gene sequence refers to a single strand in the direction from the 5 ′ end to the 3 ′ end, and the upstream refers to the 5 ′ end side and the downstream side as viewed in the single strand.
  • FIG. 1 is a conceptual diagram of genotyping of the ApoE ⁇ gene polymorphism according to the present invention.
  • FIG. 2 is a schematic diagram for explaining a set position of a primer pair according to the present invention.
  • FIG. 3 is a schematic diagram for explaining the length of a DNA restriction fragment when one example of a primer pair according to the present invention is used.
  • FIG. 4 is a schematic diagram of an electrophoresis pattern for each ApoE gene polymorphism when one example of a primer pair according to the present invention is used.
  • FIG. 5 is a schematic diagram for explaining the length of a DNA restriction fragment when another example of the primer pair according to the present invention is used.
  • FIG. 6 is a schematic diagram of an electrophoresis pattern for each ApoE gene polymorphism when another example of a primer pair according to the present invention is used.
  • FIG. 7 is a schematic diagram for explaining the length of a DNA restriction fragment when still another example of the primer pair according to the present invention is used. .
  • FIG. 8 is a schematic diagram of an electrophoresis pattern for each ApoE gene polymorphism when still another example of the primer pair according to the present invention is used.
  • FIG. 9 is a diagram showing the results of separating restriction fragments of the ApoE gene by agarose gel electrophoresis according to the present invention.
  • FIG. 10 is a diagram showing the results of separating restriction fragments of the ApoE gene by Agi1ent2100 according to the present invention.
  • FIG. 11 is a diagram showing the results of separating restriction fragments of the ApoE gene by Hitachi SV120 according to the present invention.
  • FIG. 12 is a diagram showing the results obtained by separating restriction fragments of the ApoE gene by AB13100 according to the present invention.
  • FIG. 13 is a conceptual diagram of conventional ApoE gene polymorphism genotyping using a restriction enzyme HhaI.
  • FIG. 14 is a diagram showing the results of separation of ApoE ⁇ gene restriction fragments obtained using the restriction enzyme HhaI according to the conventional method using Agilent210.
  • FIG. 15 is a diagram showing the results of separating the restriction fragment of the ApoE gene obtained using the restriction enzyme ⁇ haI according to the conventional method using Hitachi SV120.
  • FIG. 16 is a schematic diagram for explaining generation of a heteroduplex.
  • FIG. 17 is a conceptual diagram of genotyping according to the present invention in consideration of heteroduplex generation.
  • FIG. 9 is a schematic diagram for explaining another example of the method for estimating the production amount of an NA fragment (an example used for quantification of a 35 bp DNA fragment).
  • Figure 19 is a schematic diagram for explaining another example of the method for estimating the amount of each DNA fragment generated when heterozygotes are generated for homozygotes (example used for quantification of 35 bp DNA fragments).
  • FIG. 19 is a schematic diagram for explaining another example of the method for estimating the amount of each DNA fragment generated when heterozygotes are generated for homozygotes (example used for quantification of 35 bp DNA fragments).
  • FIG. 20 is a schematic diagram showing the separation pattern of a DNA restriction fragment in each genotype for explaining the quantification of heteroduplexes.
  • Fig. 21 is a schematic diagram for explaining an example of a method for estimating the amount of each DNA fragment generated when a heterozygote is generated for a heterozygote (an example used for the quantification of an 80 bp DNA fragment). is there.
  • Fig. 22 is a schematic diagram illustrating an example of a method for estimating the amount of each DNA fragment generated when a heterozygote is generated for a homozygote (an example used for quantification of an 80 bp DNA fragment). is there.
  • FIG. 23 is a view showing the results of separating restriction fragments of the ApoE gene by Hitachi SV120 according to the present invention.
  • FIG. 24 is a diagram showing the results of separating restriction fragments of the ApoE gene by Hitachi SV120 according to the present invention.
  • FIG. 25 is a view showing the results of separating restriction fragments of the Ap0E gene by Hitachi SV120 according to the present invention.
  • FIG. 26 is an enlarged view of a part of the data shown in FIG.
  • FIG. 27 is a conceptual diagram of conventional genotyping of an ApoE gene polymorphism using restriction enzymes Af1III and HaeIII. BEST MODE FOR CARRYING OUT THE INVENTION
  • the method for detecting a polymorphism in the apolipoprotein E (A po E) gene according to the present invention is, in one embodiment, performed by PCR using a primer pair specific to the Apo E gene.
  • Each step includes amplifying the DNA region, cleaving the amplified DNA using a predetermined restriction enzyme, separating the cleaved DNA restriction fragment, and detecting the separated DNA fragment. .
  • the primer pair specific to the ApoE gene contains two mutated sites in the Ap0E gene, using genomic DNA as a template (type II), that is, sandwiches two single nucleotide polymorphism sites
  • This is an oligonucleotide pair (primer pair) designed to amplify the DNA of the predetermined region (hereinafter referred to as “polymorphism region”) by PCR.
  • One of the primer pairs is an oligonucleotide having an appropriate length that can hybridize upstream of the polymorphic region of the ApoE gene when viewed as a single strand from the 5 'end to the 3' end, and the other is the same.
  • these primers are preferably designed so that the two primers have the same Tm and good amplification efficiency.
  • a sufficient-length DNA restriction fragment that can be separated at a sufficient resolution typically by agarose gel electrophoresis, is obtained by cleavage with a predetermined restriction enzyme described below.
  • a pair of primers comprising oligonucleotides having the following base sequences is used.
  • oligonucleotide sequence Two single nucleotide polymorphism sites of the child polymorphism, that is, the ApoE gene region encoding the amino acid at position 112 of ApoE (hereinafter referred to as “codon 112”), ApoE Contains the single nucleotide polymorphism site in the Ap E gene region (hereinafter referred to as “codon 158”) that encodes the 158th amino acid and encodes the 75th to 191st amino acids
  • An oligonucleotide sequence of 352 bp. Over the codon region can be amplified by PCR. Each primer of such an oligonucleotide sequence can be obtained using a DNA synthesis method and apparatus well known in the art.
  • the predetermined restriction enzyme that cleaves the amplified DNA product is one whose recognition site appears or disappears due to a genetic mutation between the A poE gene polymorphisms, that is, any single nucleotide polymorphism of the A po E gene polymorphism.
  • the type site is within the recognition sequence, such that the digested DNA restriction fragment can have a length that can be separated at a sufficient resolution, typically by agarose gel electrophoresis.
  • a combination of two restriction enzymes that cleave the amplified DNA product is used.
  • any one of the Apolloproteins E is cut by cleavage with only one of the two types of restriction enzymes, and by cleavage with both restriction enzymes.
  • Such a combination of restriction enzymes according to the invention is, in one preferred embodiment, Af1III and HaeIII.
  • the restriction enzyme Af1III recognizes the base sequence ACRYGT (R is A or G, Y is C or T).
  • the restriction enzyme HaeII recognizes the nucleotide sequence RGCGCY (R is A or G, Y is C or T). That is, the restriction enzyme A f 1 III recognizes and cleaves the AC GTGT over the codon region encoding the cysteine 11 (E 2, E 3). A CGTGC over the region of the codon encoding the 1 2 arginine (E 4) does not cleave.
  • the restriction enzyme Hae II recognizes and cleaves AGCGC C over the codon region encoding 158th arginine (E3, E4), but cuts 158th cysteine (E2). Does not cleave the AG TGCC over the region of the codon that encodes (the T or C boxed in the figure indicates the first base of each codon).
  • the restriction enzyme HhaI which has been used in the past, has a restriction site other than the cleavage site containing the single nucleotide polymorphism site of codons 112 and 158 (upstream side of each). Has many cutting positions.
  • Af1III preferably used in the present invention has another cleavage upstream and downstream of the cleavage position containing the single nucleotide polymorphism site of codon 112. It has no position, and Hae II has no other cleavage position upstream of the cleavage position containing the codon 158 single nucleotide polymorphism site.
  • the chain length difference between the DNA restriction fragments becomes larger when the primer pair according to the present invention and the combination of the two types of restriction enzymes are used, than when the conventional restriction enzyme Hha I is used, and the DNA restriction fragment is larger. This facilitates the separation.
  • the selection of restriction enzymes and primer pairs that can be used in the present invention will be further described.
  • Restriction enzymes that can be used in the present invention satisfy the following conditions.
  • the first restriction enzyme has a recognition sequence containing a single nucleotide sequence polymorphism site at codon 112 of the ApoE gene, and whether it is cleaved or not is determined by the nucleotide polymorphism. What to do. If the above conditions are satisfied for the recognition sequence, the site to be cleaved may be away from codon 112.
  • the second restriction enzyme has a recognition sequence containing a single nucleotide sequence polymorphism site at codon 158 of the ApoE gene, and whether it is cleaved or not is determined by the single nucleotide polymorphism. What to decide by. If the above conditions are satisfied for the recognition sequence, the cleavage site may be away from codon 158.
  • the amplified predetermined DNA fragment containing the polymorphic region of the ApoE gene (the region containing the two single nucleotide polymorphism sites of the ApoE gene) is ligated with the first and second restriction enzymes.
  • a DNA fragment obtained by digestion with a DNA fragment can be used for the determination of ApoE ⁇ gene polymorphism, that is, at least one specific ApoE gene polymorphism can be identified.
  • a DNA fragment comprising at least one specific DNA fragment or a combination of at least one specific DNA fragment capable of identifying each Ap0E gene polymorphism is substantially That is 100 bp or more.
  • the length of the DNA fragment should be equal to or less than the maximum length allowed in relation to the predetermined primer used for the polymorphic region of the ApoE gene (the region containing two single nucleotide polymorphism sites of the ApoE gene). It becomes.
  • the first and second restriction enzymes have a recognition sequence or a cleavage site, It is desirable that the recognition sequence does not exist between the recognition sequence containing the single nucleotide polymorphism site of codon 112 of the ApoE gene and the recognition sequence containing the single nucleotide polymorphism site of codon 158.
  • restriction enzymes Af1III and HaeIII, in a preferred embodiment of the present invention described above are a combination of restriction enzymes that satisfy the above conditions (1) to (4).
  • restriction enzyme Hhal in the conventional method does not satisfy the above condition (4), and further does not satisfy the above condition (5).
  • the first and second restriction enzymes may be the same or two or more as long as the above conditions (1) to (4) are satisfied.
  • the design of the primer pair required for amplification of the ApoE polymorphism region is as follows: Separation of the cleaved DNA fragments must be performed so that a pattern of DNA fragments specific for any of the ApoE A gene polymorphisms is formed.
  • the first and second restriction enzymes a combination of the above restriction enzymes, that is, two types of Af1III and HaeII are used (hereinafter, referred to as “the present example”). explain.
  • first cleavage position A DNA fragment containing only the upstream sequence (sequence A) is referred to as “DNA fragment A”, and the cleavage position in the recognition sequence containing the single nucleotide polymorphism site at codon 158 (hereinafter referred to as “second cleavage position”).
  • the DNA fragment containing only the downstream sequence (sequence B) is called “DNA fragment B”, and the DNA fragment containing only the sequence between the first and second cleavage positions (sequence C) is called “DNA fragment B”.
  • Fragment C '', including sequences A and C The DNA fragment is referred to as “DNA fragment 3”, and the DNA fragment containing the sequence B and sequence C is referred to as “DNA fragment E”.
  • the upstream primer is located at a position 60 bp or more and 13 bp or more upstream from the first cleavage position (ie, the first cleavage position). Set the 5 'end to 60-136 bp upstream from the cleavage position.
  • Such an upstream primer is specific to the ApoE gene, and the Tm should be similar to that of the downstream primer.
  • the length of the primer is preferably 20 to 25 m er in consideration of the PCR characteristics of the primer and the specificity of the primer in other genomic regions.
  • DNA fragment A is produced at E2 and E3 but not at E4.
  • E4 a DNA fragment D having a fragment length of (A + 145) bp is specifically generated.
  • DNA fragment D can be separated from DNA fragment C (145 bp) by setting the 5 'end of the upstream primer to a position 60 bp or more upstream from the first cleavage position. At the same time, it can be well separated from the DNA fragment E and becomes specific to E4. In addition, with such a setting, it is possible to reduce the possibility that the first cleavage position is not cleaved by the restriction enzyme, etc., and to improve the accuracy and reliability.
  • the DNA fragment A and the DNA fragment C can be satisfactorily separated.
  • a position that is 120 or less upstream from the first cleavage position that is, 60 to 120 bp upstream from the first cleavage position. It is preferable to set the 5 'end of the upstream primer at (position). This position will be described later in more detail.
  • the primer on the upstream side of SEQ ID NO: 1 in this example is the first cleavage site.
  • the 5 'end of the primer is set 106 bp upstream from the position.
  • the length of DNA fragment A generated at E2 and E3 but not at E4 is 106 bp
  • the DNA fragment D specific to E4 is 251 bp. .
  • the length of the DNA fragment generated by restriction enzyme cleavage varies depending on the selection range of the downstream primer, but when selecting the downstream primer as shown in FIGS. 3 and 5,
  • the DNA fragment D and further the DNA fragment A do not overlap with the length of other DNA fragments, and the upstream primer is suitable for determination of ApoE gene polymorphism. That is, in this case, the DNA fragment D can be used not only as a basis for discriminating the ApoE gene polymorphism, but also the DNA fragment A can be used as a basis for discriminating the ApoE gene polymorphism. . This will be described in more detail below in connection with the downstream primer.
  • the chain length of the other DNA fragment (B 3 in FIG. 7) may be substantially equal to the chain length of DNA fragment A, and may be duplicated.
  • the DNA fragment A cannot be used for discrimination of ApoE gene polymorphism.
  • the DNA fragment D of (A + 145) bp is specific to E4, detection of E4 is possible and easy regardless of the design of the downstream primer.
  • the downstream primer is located at a position downstream of 30 bp or more and 202 bp or less from the second cleavage position (ie, 30 to 20 bp from the second cleavage position).
  • Such a downstream primer may be specific to the ApoE gene and have a Tm comparable to that of the upstream primer.
  • primer length, PCR characteristics of primers, other genomes In view of the specificity in the region, 20 to 25 mer is preferable.
  • the 5 ′ end of the downstream primer is located at a downstream position of less than or equal to 202 bp downstream of the second cleavage position (above the downstream 202 bp, upstream side), so that it will be described in more detail below.
  • the DNA fragment B 3 (FIG. 7) on the most downstream side and the DNA fragment C can be separated.
  • the DNA fragment C and the DNA fragment E become specific to E3 and E2, respectively.
  • a downstream position of less than or equal to 185 from the second cleavage position that is, 30 to 18 from the second cleavage position. It is preferable to set the 5 'end of the downstream primer to (5 bp downstream). This position will be described in more detail later.
  • the fragment length pattern generated after cleavage of the amplified DNA fragment should be considered by further dividing the selection range b of the downstream primer into three regions b1, b2, and b3 as shown in Figure 2. I do.
  • the boundary between b1 and b2 is a position 35 bp downstream from the second cutting position
  • the boundary between b2 and b3 is a position 66 bp downstream from the second cutting position. .
  • the most downstream DNA fragment B1 is generated in the case of £ 3 and £ 4 (the second cleavage position is cut), and its length is any of 30 Obp to 35 bp. These fragments are short, less than 50 bp in length, and cannot be identified by the DNA separation method.
  • DN specific for E3 (cleaved at both the first and second cleavage positions)
  • the length of the A fragment C is 144 bp.
  • the length of the DNA fragment D specific to E4 (not cleaved at the first cleavage position but cleaved at the second cleavage position) is (A + 145) bp.
  • the lengths of DNA fragments C, D, and E specific to each ApoE gene polymorphism do not overlap each other, and the length of DNA fragment B1 is also specific to each ApoE gene polymorphism. Since it does not overlap with any of the typical DNA fragments, it is easy to distinguish the ApoE gene polymorphism.
  • the length of the DNA fragment E specific for E2 is 180 bp.
  • a 35 bp DNA fragment is generated.
  • the length of the DNA fragment C specific for E3 is 1455 bp
  • the length of the DNA fragment D specific for E4 is (A + 145) bp.
  • a DNA fragment B2 is generated in any of the ApoE gene polymorphisms, but the length is at most 20 bp or less (a DNA fragment having a length of 18 bp or less, Or a fragment of 18 bp in length and a fragment of 13 bp or less).
  • the lengths of the DNA fragments C, D, and E specific for each ApoE gene polymorphism do not overlap with each other, and the lengths of the 35b DNA fragment and the DNA fragment B2 are also Since it does not overlap with any of the DNA fragments specific to each A po E gene polymorphism, it is possible to discriminate the A po E gene polymorphism.
  • the 35b DNA fragment and the DNA fragment B2 cannot be identified by the separation method due to their short length.
  • the length of the DNA fragment E specific for E2 is 180 bp.
  • a DNA fragment of 35 bp is generated.
  • the length of the DNA fragment C specific for E3 is 145 bp
  • the length of the DNA fragment D specific for E4 is (A + 145) bp.
  • 18 bp and 13 bp DNA fragments are generated. 3 5
  • the bp DNA fragment and the 18 bp and 13 bp DNA fragments are too short to be identified by the DNA separation method.
  • the downstream DNA fragment B3 is generated in any of the ApoE gene polymorphisms, and the length thereof is at most 1366 bp (preferably at most 120 bp).
  • DNA fragment A when DNA fragment B3 can be separated from DNA fragment A, DNA fragment A is generated at E2 and E3, but not at E4. It can be used as one of the grounds for discriminating ApoE gene polymorphisms.
  • the information on the presence or absence of the DNA fragment A cannot be used for the determination of the ApoE gene polymorphism, but the 180 bp (DNA fragment E ), 144 bp (DNA fragment C) and (A + 145) bp (DNA fragment D) are specific to E2, E3, and E4, respectively.
  • ApoE gene polymorphisms can be discriminated by using only ApoE gene.
  • the 5 ′ end of the primer is set 101 bp downstream from the second cleavage position, and as shown in FIG. 7, the most downstream DNA fragment
  • the length of B3 is 35 bp. This fragment does not overlap the DNA fragment length (180 bp, 145 bp, (A + 145) bp) required for the determination of ApoE ⁇ gene polymorphism, and
  • the side primer is suitable for the determination of ApoE ⁇ gene polymorphism.
  • DNA fragment A is also used as one of the grounds for discriminating the ApoE gene polymorphism, and further, DNA fragment B, more specifically, all of E2, E3, and E4
  • DNA fragment B more specifically, all of E2, E3, and E4
  • DNA fragment A is also discriminated for ApoE gene polymorphism.
  • DNA fragment A is generated at E2 and E3, but not at E4. Therefore, the presence of DNA fragment A, together with the presence of DNA fragment E and DNA fragment C, respectively, is used as the basis for discriminating the ApoE gene polymorphism, and indicates the presence of E2 or E3.
  • the absence of DNA fragment A indicates E4.
  • the end of the upstream primer is set at a position 60 bp or more upstream from the first cleavage position. That is, by setting the DNA fragment D at an upstream position of 60 bp or more, the DNA fragment D can be extremely well separated from the DNA fragment C and the DNA fragment E. High-resolution DNA separation methods such as 100, Hitachi SV1210, ABI310 (or AB1370) can be used to separate and detect well.
  • the position of the 5 'end of the upstream primer is preferably set at 70 bp or more and 80 bp or more with respect to the first cleavage position, more preferably 90 or more, more preferably 90 or more.
  • the 5 'end of the upstream primer is set further upstream with respect to the first cleavage position.
  • the 5 'end of the upstream primer should be set at a position no more than 120 upstream from the first cleavage position. Is preferred.
  • whether or not the restriction enzyme (HaeII) is effectively reacting is determined based on the presence or absence of the DNA fragment B generated for all of E2, E3, and E4. In addition, it can be determined whether or not the PCR product has been digested properly. Determining whether a digestive reaction has been performed properly is important for accurate and reliable detection of ApoE gene polymorphisms and genotyping. When there is a DNA fragment B generated for all of E2, E3, and E4, the existence of an effective cleavage reaction is determined. Then, when the presence of an effective cleavage reaction is determined, the genotype of the ApoE ⁇ gene polymorphism can be determined from the combination of the presence or absence of each DNA fragment. When the DNA fragment B does not exist, it can be determined that the detection result is not used, that genotyping cannot be performed, or that the accuracy is reduced.
  • the downstream primer sets the DNA fragment C and the DNA fragment E by setting the 5 ′ end at a position 30 bp or more downstream from the second cleavage position.
  • the DNA fragment B is used for the purpose of judging the quality of the digestion reaction as described above.
  • the downstream primer is preferably located at a position 70 or more downstream from the second cleavage position. 'Set the end.
  • DNA fragments B2 (18 bp, 13 bp DNA fragment in this example) is preferably used for this purpose.
  • DNA fragment B1 is used. It can be used for this purpose together with DNA fragment B3.
  • the position of the 5, 5 'end of the downstream primer should be 80 bp or more, 90 bp or more, so that the separation and detection of DNA fragments can be performed well. It is preferable to set the position further downstream than the cleavage position, and more preferably, to set the position downstream of 100 bp or more. As a result, the DNA fragment B 3 (35 bp DNA fragment in this example) can be suitably used for this purpose. It is also effective to set a downstream position of 126 or more from the second cutting position, a downstream position of 1336 bp or more, and a 5 ′ end of the downstream primer further downstream.
  • the 5, 5 'end of the downstream primer should be located at a position downstream from the second cleavage position by no more than 185. It is preferable to set.
  • the DNA fragment A and the DNA fragment B can be separated (9 bp, preferably 20 bp, more preferably 3 bp). It is necessary to provide a chain length difference of 0 bp or more).
  • the downstream primer is preferably located at a position downstream of 166 bp or less from the second cleavage position, more preferably, so that the DNA fragment A and the DNA fragment C have good separability. 5. Set the position of the 5 'end at a position downstream of 156 bp or less from the second cleavage position.
  • the 5 ′ end of the upstream primer is set at a position 100 bp or more upstream from the first cleavage position, and The 5 'terminal position of the side primer is a position downstream of 156 bp or less from the second cleavage position. That is, according to one aspect of the present invention, there is provided a method for determining the genotype of an ApoE gene polymorphism, which determines the genotype of the ApoE gene polymorphism from a combination of the presence or absence of the detected DNA fragment length.
  • the presence or absence of DNA fragment C (145 bp in this example), DNA fragment D (251 bp in this example) and DNA fragment E (180 bp in this example) Is used to determine the genotype of the ApoE gene polymorphism, and (a) E2 / E2 is determined by the presence of fragment E alone; (b) E3 / E3 is determined by the presence of fragment C alone (C) E4 / E4 is determined by the presence of only fragment D; (d) E2 / E3 is determined by the presence of only fragment E and fragment C; (e) Fragment D and fragment E (F) E3 / E4 can be determined by the presence of only fragment D and fragment C.
  • the presence / absence of fragment A, fragment C, fragment D and fragment E is used to determine the genotype of the ApoE gene polymorphism, and (a) E2 / E2 is determined by the presence of only fragment E and fragment A. (B) E3 / E3 is determined by the presence of only fragment C and fragment A; (c) E4 / E4 is determined by the presence of fragment D and the absence of fragment A; (d) (E) E2 / E4 was determined by the presence of only fragment D, fragment E and fragment A; (f) E2 / E3 was determined by the presence of only fragment E, fragment C and fragment A; Genotype E 3 / E 4 can be determined by the presence of only fragment D, fragment C and fragment A.
  • the presence of an effective cleavage reaction in the cleavage step by the restriction enzyme is determined.
  • the combination of the presence or absence of the DNA fragment length Genotype of E gene polymorphism can be determined.
  • the presence or absence of fragment A can be used to determine the genotype of the ApoE gene polymorphism, and the genotype E4 / E4 can be determined by the absence of fragment A.
  • Heteroduplex a heteroduplex
  • Heteroduplexes in particular,
  • FIG 1 6 (a), (b ), (c) for each genotype of E 2 / E 3, E 2 / E 4 N E 3 / E 4 of DN A restriction fragment when the heteroduplex occurs
  • the pattern is schematically shown in accordance with the present embodiment (here, for the sake of simplicity, the lowermost 35 bp (01 ⁇ fragment 83) is ignored).
  • E2E3 duplex Assuming that 50% of the heteroduplex forms during the PCR process, 50% of the E2 / E3 genotype has the E2E3 duplex (heteroduplex) as shown in Fig. 16 (a). 50%, 25% E3 / E3 duplex and 25% E2 / E2 duplex. Then, in the double-stranded hair, the recognition sequence of the second restriction enzyme (HaeII) disappears, and the second cleavage site is not cut. As a result, 75% of E2 (106 bp, 180 bp DNA fragment) and 25% of E3 (35 bp, 106 bp, 145 bp DNA fragment) seemingly It becomes.
  • HaeII the recognition sequence of the second restriction enzyme
  • heteroduplex breakage a 286 bp DNA fragment (hereinafter referred to as "heteroduplex breakage") is used. That is, the heteroduplex fragment contains the sequence A, the sequence B, and the sequence C. As a result, apparently, a DNA fragment of E4 (35 bp, 25 bp DNA fragment) is generated.
  • Fig. 7 schematically shows the separation pattern of the DNA fragment in each genotype according to the present example in consideration of the formation of a heteroduplex.
  • a thick band due to the formation of a heteroduplex appears, and at E2 / E4, at 2886 bp, a new band due to the formation of a heteroduplex appears, and E3 / E4 Thick band due to the formation of a heteroduplex at 25 bp Emerge. Therefore, heteroduplex fragments
  • the appearance of (286 bp DNA fragment) indicates the E4 / E4 genotype and can be used as one of the grounds for determining the genotype of the apolipoprotein E gene polymorphism.
  • the appearance of the DNA fragment B generated for all of E2, E3, and E4 determines whether or not the restriction enzyme is effectively reacting. You can determine whether the digestion of the product was performed properly. Furthermore, by quantifying the amount of the DNA fragment B, it is possible to predict the total amount of DNA that contributes to the entire digestion reaction and can be used for genotyping. Based on the results of quantifying DNA fragments B generated for all of E2, E3, and E4, fragments that can be related to each genotype (specific DNA restriction that appears in each genotype) It is possible to more accurately evaluate each DNA fragment constituting the fragment pattern), in particular, DNA fragment A, DNA fragment C, DNA fragment D and DNA fragment E. That is, the presence of those DNA fragments can be more accurately determined.
  • DNA fragment A, DNA fragment C, DNA fragment D and Z or DNA fragment E are quantified and estimated from the amount and the amount of DNA fragment B generated for all of E2, E3 and E4. And compare their amounts. Thus, when the DNA fragment A, the DNA fragment C, the DNA fragment D, and / or the DNA fragment E are present in an amount corresponding to the estimated amount, it can be determined that the DNA fragment has appeared.
  • the results of quantification of DNA fragment B generated for all of E2, E3, and E4 Based on this, the generation rate of the heteroduplex can be determined. Then, based on the amount of the DNA fragment B and the generation rate of the heteroduplex, a DNA fragment that can be related to each genotype (specific DNA restriction fragment pattern appearing in each genotype) DNA fragments A), in particular, DNA fragment A, DNA fragment C, DNA fragment D and / or DNA fragment E can be more accurately and accurately evaluated. In other words, the presence of those DNA fragments can be determined more accurately.
  • DNA fragment A, DNA fragment C, DNA fragment D and / or DNA fragment E are quantified, and the amount of DNA fragment B and the amount of DNA fragment B produced for all of E2, E3 and E4 are determined. Compare with their amounts estimated from the production ratio of the main chains. Thus, when DNA fragment A, DNA fragment C, DNA fragment D and DNA fragment E or DNA fragment E is present in an amount corresponding to the estimated amount, It can be determined that the DNA fragment has appeared.
  • quantification of each DNA fragment is extremely simple by quantifying peaks using recently developed DNA separation methods such as Hitachi SV1210 and Agient2100 described above. Can be done. Automatic processing is relatively easy.
  • FIG. 20 schematically shows the separation pattern of the DNA fragment in each genotype in this case.
  • heterozygotes (E2 / E3, E2 / E4, E3 / E4) in which a heteroduplex may be formed will be described.
  • reaction DNA total amount the number of the DNA fragments was determined by the number of DNA fragments cut after amplification.
  • reaction DNA total amount the number of the DNA fragments cut after amplification.
  • the amount (measured value) of the 01 ⁇ fragment (DNA fragment B 3) of 8013 was determined to be a (pmol), 144 bp (DNA fragment C) or 35 bp (DNA fragment B 1). Assuming that the amount (measured value) of the DNA fragment of) is ⁇ (pmol), the production ratio X (%) of
  • the amount of each DNA fragment can be predicted (estimated) from the obtained heteroduplex generation ratio X (%) and the amount of the 80-bp DNA fragment (DNA fragment B 3). That is, Estimated amount of (DNA fragment E) of 18 O b:, ⁇ [(100-X) X0.01] / 2 ⁇ ⁇ + ( ⁇ XXX0.01)
  • Amount of DNA fragment product (assuming total of 100 pmol, 50% of each of the heterozygotes appear)
  • the amount (measured value) of the 80 bp DNA fragment (DNA fragment B 3) was calculated as o; (pmol), Assuming that the amount (measured value) of 145 bp (DNA fragment C) or 106 bp (DNA fragment A) is j3 (pmo 1), the heteroduplex generation ratio X (%) is
  • E2b / E4a double-stranded L (286 150 pmol total (pmol) 25 100 25 25 25 50
  • the amount (measured value) of the 80 bp DNA fragment (0 fragment 83) is ⁇ (pm ⁇ 1)
  • the amount (measured value) of 28 86 bp (heteroduplex fragment) is ⁇ ( pmo 1)
  • the heteroduplex formation ratio X (%) is
  • the generation rate of the heteroduplex can be determined.
  • the amount (measured value) of the 80 bp DNA fragment (DNA fragment B3) was a, 251 bp (DNA fragment D)
  • the amount (measured value) of 180 bp (DNA fragment E) or 106 bp (DNA fragment A) is ⁇
  • the heteroduplex generation ratio X (%) is
  • the amount of each DNA fragment for a heterozygote can be estimated. Then, when the quantitative value (measured value) of each DNA fragment matches the estimated value, that is, when the DNA fragment is present in an amount corresponding to the estimated value, it can be determined that the DNA fragment has appeared. Note that the degree of the error from the estimated amount when the DNA fragment is determined to have appeared can be appropriately selected.
  • DNA fragment B3 an 80 bp DNA fragment (DNA fragment B3) was used as the DNA fragment B generated for all of E2, E3, and E4 was described as an example.
  • An 18 bp or 13 bp DNA fragment (DNA fragment B2) can also be used.
  • heteroduplexes are a problem in heterozygotes, but also in homozygotes, as described above, the DN generated for all of E2, E3, and E4 Based on the results obtained from A fragment B, the presence of DNA fragments that can be related to each genotype, in particular, DNA fragment A, DNA fragment C, DNA fragment D and Z or 'DNA fragment E, can be more accurately determined. Can be determined.
  • the amount of each DNA fragment produced by each genotype (assuming that the total amount of the amplified and cleaved PCR products is lOOpmol) ( Fig. 22 shows the estimated amount.
  • 13 bp, 18 bp, and 80 bp DNA fragments are generated, as many as the number of DNAs that have been amplified and cut after PCR (total amount of reaction DNA).
  • the E2 / E2, E3 / E3, and E4 / E4 samples do not produce a heteroduplex, so that E2 / E2 has a 106 bp and 180 bp fragment.
  • the length of the DNA fragment B3 at the most downstream is the same as that of the DNA fragment B1 (35 bp in this embodiment) will be described.
  • An estimate of the fragment can be determined.
  • this case will be described in accordance with this embodiment.
  • the DNA fragment separation pattern for each genotype is as shown in FIG. 17 as described above.
  • heterozygotes (E2 / E3, E2 / E4, E3 / E4) in which heteroduplexes may be formed will be described.
  • the combination of the PCR product, the length of the generated DNA restriction fragment, and the relationship between the amount of each product (DNA restriction fragment) is as shown in Table 4 below.
  • the table shows an example in which the total amount of the amplified and cleaved PCR product is 100 pmo1, and the generation ratio of the heteroduplex is 50%.
  • the length of the DNA fragment of 35 bp is 35 (a) bp for DNA fragment B1 (generated in E3 and E4), and the length of DNA fragment B3 (E2, E3 or E4) are identified as 35 (b) bp.
  • FIG. 18 (a) shows the expression amounts of each DNA fragment in the case of Table 1.
  • the 35 bp DNA fragment appears in all of E2, E3, and E4, that is, in all genotypes.
  • the amounts include those derived from the above DNA fragment B1 and those derived from the DNA fragment B3.
  • the amount of DNA fragment of 35 bp ( ⁇ ,) minus] 3 is the total amount of reaction DNA. It becomes. That is, the amount ⁇ ′ of the 35 bp DNA fragment corresponds to ( ⁇ + ⁇ ) in the example described with reference to Table 1.
  • the amount of each DNA fragment can be predicted (estimated) from the obtained heteroduplex generation ratio X (%) and the amount of the 0: A fragment (DNA fragment B 3) of: 35. . That is,
  • the amount of each DNA fragment can be estimated.
  • the DNA fragment B 1 (35 (a) in the table) and the DNA fragment B 3 (from the E 3 / E 3 duplex, the E 4 ZE 4 duplex and the heteroduplex all) 35 (b)) in the table is generated. Therefore, 1 ⁇ 2 of the amount ( ⁇ ,,) of the 35 bp DNA fragment is the total amount of the reaction D ⁇ . In other words, the amount ⁇ ′′ of the 35 bp DNA fragment corresponds to two in the example described with reference to Table 2.
  • the estimated amount of each DNA fragment is as follows:
  • the amount of the 35 bp DNA fragment is a, (pmol), 25 1 bp DNA fragment (or its 106 bp, 180 bp DNA fragment) )), And the amount of 2886 b ⁇ (heteroduplex fragment) is ⁇ (pm ol), the heteroduplex formation ratio X (%) is
  • the amount of the DNA fragment B 1 (35 (a) in the table) generated from the E 4 / E 4 duplex was determined by the amount of the DNA fragment (25 bp) generated from the E 4 / E 4 duplex alone ( Alternatively, the amount of 106 bp, 180 bp of the DNA fragment produced only from the E2 / E2 duplex is the same as the amount of the 35 bp DNA fragment '). ] 3 minus the total reaction DNA. In other words, the amount of the 35 bp DNA fragment corresponds to ( ⁇ +] 3) in Table 3.
  • the amount of the 35 bp DNA fragment was changed to ⁇ ', 25 bp (DNA fragment D), 180 bp (DNA fragment E). Or, if the amount of 106 bp (DNA fragment A) is; 3, the heteroduplex generation ratio X (%) is
  • the amount of each DNA fragment can be predicted (estimated) from the obtained heteroduplex generation ratio X (%) and the amount of the 35 b.p DNA fragment. That is,
  • the amount of each DNA fragment for a heterozygote can be estimated.
  • each DNA fragment is present in an amount corresponding to the estimated amount, it can be determined that the DNA fragment has appeared.
  • FIG. 19 shows the amounts (estimated amounts) of the respective DNA fragments generated by each genotype, assuming that the total amount of the amplified and cleaved PCR products is 100 pmol.
  • E2 / E2 35 bp DNA fragments are generated after the enzyme treatment, as many as the number of DNAs amplified by PCR and then cleaved (total reaction DNA).
  • E3 / E3 and E4ZE4 a DNA fragment of 35 bp is generated, which is twice as many as the number of PCR-amplified and cleaved DNAs (total reaction DNA).
  • the fragment of 106 bp and 180 b in E2ZE2 As many as the number of DNA fragments are generated.
  • E3 / E3, 106 bp and 144 bp fragments are generated only by half of the 35 bp DNA fragment, and in E4ZE4, the 25 bp fragment is generated by 35 bp. Only 12 of the DNA fragments are generated.
  • the amount of each DNA fragment can be estimated for homozygotes. Then, when each DNA fragment is present in an amount corresponding to the estimated amount, it can be determined that the DNA fragment has appeared.
  • FIG. 27 schematically shows the separation pattern of the DNA fragment in each genotype of the ApoE gene polymorphism by the method disclosed in Non-patent Document 10. As mentioned above, this method uses the following primer pair from the genomic DNA:
  • DNA restriction fragments of 1 45 bp, 1 688 bp, and 1 95 bp, which are specific to E3, E2, and E4, respectively, are obtained.
  • Non-Patent Document 10 mentions nothing about using the most upstream DNA fragment that appears at E2 and E3 but does not appear at E4 as the basis for discriminating the ApoE gene polymorphism. I haven't.
  • Non-patent Document 10 is the same as a heteroduplex (2 18 bp) that can be generated in the case of undigested fragment (2 18 bp) force E2 / E4. It is not possible to confirm whether double strands have formed or whether an enzymatic reaction has occurred. This can lead to typing errors.
  • the present invention in addition to being able to judge whether or not the PCR product has been properly digested by the presence or absence of the DNA fragment B generated for all of E2, E3, and E4,
  • E2 / E4 when the enzyme reacts, fragments of the PCR product (352 bp in the example shown in Figure 17 and 3977 bp in the example shown in Figure 20) are necessarily cleaved.
  • the appearance of the short fragment (286 bp) makes it easy to confirm that the reaction has proceeded.
  • the presence or absence of fragment A, fragment C, fragment D and / or fragment E can be determined.
  • the presence or absence of fragment A, fragment C, fragment D and / or fragment E can be determined based on the heteroduplex generation ratio determined based on the result of quantifying the fragment B.
  • the presence or absence of the heteroduplex (2,86 bp in the examples of FIGS. 17 and 20) can be used to determine the genotype of the ApoE gene polymorphism. 2 / E 4 can be determined.
  • the ApoE gene polymorphism detection reagent according to the present invention is an amplification reagent containing a primer pair specific to the ApoE gene.
  • the amplification reagents may further include any or all of thermostable DNA polymerase, dNTP (dATP dGTP, dTTP, dCTP), buffers, or a combined reagent set. May have been.
  • dNTP may be labeled with a labeling substance (for example, a fluorescent substance), if desired.
  • heat-resistant DNA polymerase examples include a heat-resistant polymerase such as Taq polymerase, KOD polymerase, and Vent polymerase.
  • Taq polymerase When using the above primer pair (SEQ ID NOS: 1 and 2), Taq polymerase is used. Polymerases are preferred.
  • the buffer may be selected according to the thermostable DNA polymerase to be used.
  • the amplification reagent may further include any or all of suitable additives such as salts, preservatives (eg, preservatives (eg, sodium azide), antioxidants), DMS O, formamide, betaine, gelatin, and the like. Or a combined reagent set. Those skilled in the art can appropriately select conditions such as selection of various components contained in or combined with the amplification reagent, concentration, and the like, through commonly performed experiments and the like.
  • the ApoE gene polymorphism detection reagent according to the present invention is a digestion reagent containing the above-mentioned predetermined restriction enzyme.
  • the digestion reagent may further comprise a buffer or may be a combined reagent set.
  • the buffer is selected according to the restriction enzyme to be used.
  • the restriction enzyme is a combination of Af1III and HaeII
  • a medium or high salt concentration buffer can be suitably used.
  • Digestion reagents may also contain any suitable additional ingredients such as salts, preservatives (eg, preservatives (eg, sodium azide), antioxidants), BSA, glycerol, dithiothreitol (DTT). May be complete or combined reagent sets.
  • preservatives eg, preservatives (eg, sodium azide), antioxidants
  • BSA glycerol
  • DTT dithiothreitol
  • the detection reagent for the ApoE gene polymorphism may be a reagent set in which the amplification reagent and the digestion reagent are combined.
  • the method for detecting an ApoE gene polymorphism according to the present invention comprises the steps of: (1) using the genomic DNA extracted from a sample as a template and a pair of primers specific to the ApoE gene by the PCR method using the ApoE gene; The polymorphic region of the gene is amplified, (2) the amplified DNA is cleaved using a predetermined restriction enzyme, (3) the cleaved DNA restriction fragment is separated, and the separated DNA restriction fragment is separated. Includes each stage of detecting.
  • the method for detecting an ApoE gene polymorphism according to the present invention may include the step of (4) genotyping an ApoE gene polymorphism from a combination of detected DNA fragment lengths.
  • any sample can be used as long as genomic DNA can be extracted.
  • peripheral blood hair roots, nails, oral mucosa and the like are exemplified.
  • it is peripheral blood.
  • Any method can be used to extract genomic DNA from a sample.
  • a commercially available DNA purification kit is used to separate leukocytes from peripheral blood as a sample, and a commercially available DNA purification kit is used from the leukocytes.
  • DNA Purification Kitka S which can be suitably used for this purpose, is commercially available from Promega as Wizard Plus Midipreps DNA Purification System. The operation of DNA extraction using this kit takes about 3 to 4 hours.
  • a DNA extraction method called the boiling method for example, PrepMan Ultra Reagent from Applied Biosystems
  • a template can be used in the PCR method in about 20 minutes. A sufficient amount of genomic DNA is obtained.
  • the polymorphic region of the ApoE gene can be amplified by the PCR method using a DNA amplifier generally called a thermal cycler.
  • genomic DNA When genomic DNA is used as a template, the genomic DNA double strand is denatured by heating to become a single strand (denaturation).
  • primers primer pairs
  • the temperature is lowered, and the primers become Form double strands with complementary sites (annealing).
  • the DNA synthesis substrate deoxynucleoside triphosphate dNTP
  • the polymerase synthesizes a complementary DNA strand from the primer site (extension reaction).
  • extension reaction the DNA synthesis substrate deoxynucleoside triphosphate
  • the obtained double strand is heated to be a single strand, primer annealing and extension reaction are performed, and the reaction of reusing the obtained double strand as a single strand is repeated.
  • the PCR reaction conditions that is, the type and amount (concentration) of template DNA, primer pair, dNTP, buffer solution, DNA polymerase, etc. contained in the PCR reaction mixture, or the temperature for performing denaturation, annealing, and extension reaction ⁇ time,
  • the number of cycles is a matter of choice as appropriate.
  • an example in which the above-described novel primer pair (SEQ ID NO: 1 and SEQ ID NO: 2) and Taq polymerase can be used to suitably obtain a sufficient and sufficient amount of DNA for genotyping by PCR using the PCR method will be described. It will be described later.
  • the polymorphic region of the ApoE gene amplified using the primers of SEQ ID NOS: 1 and 2 contains two types of restriction enzymes, more specifically, the restriction enzyme Af1 Cut using a combination of III and Hae II.
  • Such cleavage is performed under optimal conditions in the combination of the restriction enzymes, i.e., the two types of restriction enzymes suitably act and the polymorphic region of the ApoE gene is sufficiently cleaved to perform genotyping by RFLP.
  • Reaction conditions Type and amount (concentration) of components contained in the reaction mixture, reaction temperature, reaction time, etc.
  • the resulting DNA restriction fragments are, in one preferred embodiment, separated by electrophoresis. Then, the separated DNA restriction fragments are detected by a method corresponding to the electrophoresis method to be used.
  • a longer DNA restriction fragment can be obtained than when the restriction enzyme HhaI described in Non-Patent Document 5 is used. More specifically, according to the present invention, a DNA restriction fragment of about 100 bp or more specific to each polymorphism of the apolipoprotein E gene is generated. More specifically, in a preferred embodiment, the first A DNA restriction fragment that is longer than the length between the cleavage position and the second cleavage position, ie, 144 bp or more, is generated.
  • DNA restriction fragments can be obtained at a high resolution. Can be separated.
  • the agarose gel electrophoresis among the various staining methods, for example, by staining with ethidium promide as a staining agent and irradiating with ultraviolet rays, the separated DNA restriction fragments can be detected.
  • the novel primer pair and the restriction enzyme according to the present invention in particular, a combination of two types of restriction enzymes (Af1III and HaeII), the above-mentioned Agilent 2 Separation and detection of DNA restriction fragments at high resolution using various DNA separation methods such as 100, Hitachi SV1210, ABI310 (or ABI370) Can be.
  • the Agilent 2100 electrophoresis set consists of a microchip [DNALab Chip (registered trademark)] in which a hole for loading a sample or the like and a fine groove are provided on a glass chip, and a predetermined reagent kit.
  • Hitachi SV1210 is a microchip (i-chip) in which a hole for loading a sample etc.
  • a resin chip and a predetermined reagent kit (gel, staining reagent, Using this together with an internal standard), the specified reagents and samples are loaded into the microchip according to the specified procedure and set in the main body of the instrument. Electrophoresis, band detection, and data output can be performed automatically. The separated DNA restriction fragments are detected by the fluorescence of the stain.
  • Agi 1ent 2100 analyzes 12 samples in about 30 minutes, and Hitachi SV 1210 analyzes 12 samples in about 5 minutes.
  • ABI 3100 uses a capillary-electrophoresis method in which electrophoresis is performed in a polymer filled in a small-diameter glass tube called a capillary, and a band is generated by the fluorescence of the sample.
  • This system is used in conjunction with a predetermined capillary array, separation polymer and reagent kit to automatically carry out polymer filling of cavities, electrophoresis of multiple samples, detection of bands, and automatic data output. Can be done.
  • ABI 310 analyzes multiple samples in about one hour to several hours, depending on the capillary array used.
  • DNA fragment A Use as one of the basis for discriminating gene polymorphisms, and further, by using the presence and / or amount of DNA fragment B, to further detect the ApoE gene polymorphism and to correct the genotyping accuracy , Can increase reliability.
  • DNA separation methods such as the above-mentioned Agilent 210, Hitachi SV1210, ABI310 (or ABI370). Can be performed automatically, and automation can be achieved. Of course, if necessary, the DNA restriction fragment can be separated and detected by polyacrylamide gel electrophoresis.
  • the ApoE gene polymorphism is typed based on the separation pattern of the detected DNA restriction fragment (combination of the presence or absence of the detected DNA fragment length).
  • the step of genotyping the ApoE gene polymorphism from the separation pattern of the DNA restriction fragment may be automated by computer processing. Furthermore, automation may be promoted by robotization or the like. In this case, the separation pattern of the known DNA restriction fragment for each genotype of the ApoE gene polymorphism is compared with the separation pattern of the DNA restriction fragment obtained for the sample. It is obvious to those skilled in the art that the output relating to the polymorphic genotype may be performed.
  • the genotype determination method of the ApoE gene polymorphism of the present invention described above can be provided as a program that can be executed by a general computer including a storage unit, an arithmetic processing unit, and an output unit. That is, according to the program, the arithmetic processing unit combines the presence or absence of each DNA fragment length detected according to the ApoE gene polymorphism detection method of the present invention with the known ApoE stored in the storage unit. The same combination of each genotype of the E gene polymorphism is compared with each other, and the ApoE gene polymorphism genotype of the sample is related to any one of the genotypes according to the above-described determination method of the present invention.
  • the arithmetic processing unit determines whether the restriction enzyme is effectively reacting based on the presence or absence of the generated DNA fragment B for all of E2, E3, and E4, and according to the result. To determine the genotype of the ApoE gene polymorphism in the sample, or not to use the detection result. Alternatively, as described above, the arithmetic processing unit calculates the DNA fragment B (or the ratio of heteroduplex generation based on the result of quantification of the DNA fragment B) from each DNA fragment.
  • the estimated amount of the DNA fragment By calculating the estimated amount of the DNA fragment and comparing the estimated amount with the measured value of each DNA fragment, it is possible to determine whether or not the measured value matches the estimated amount within a predetermined accuracy range that can be appropriately selected. it can. Then, the presence of the DNA fragment whose DNA amount matches the estimated value and the measured value is determined, and the genotype of the ApoE gene polymorphism of the sample can be determined from the combination of the presence or absence of each DNA fragment.
  • ApoE gene polymorphism genotyping on a sample from a human sample according to the present invention, rapid and accurate diagnosis and treatment of ApoE A gene polymorphism-related diseases can be performed. Information can be provided.
  • one of the A po E ⁇ gene polymorphisms, E4 is associated with Alheimer's disease, hyperlipidemia, hyperlipoproteinaemia, hypercholesterolemia, cardiovascular disease (atheromatosis). It is known to be a very strong risk factor for atherosclerosis, ischemic heart disease, cerebrovascular disease, etc.) and sleep apnea. Therefore, by performing genotyping of the A po E ⁇ gene polymorphism, more specifically, for example, whether the target sample has one, two, or no E 4 aryl of the A po E gene polymorphism By quickly and accurately detecting whether or not the disease has been diagnosed, it is possible to diagnose Alzheimer's disease, cardiovascular disease and the like.
  • the analysis work can be automated and the mass processing can be performed. Notifying is required.
  • samples from many samples can be processed in large quantities at a time, and extremely useful information for diagnosis and treatment can be provided accurately and quickly.
  • genomic DNA derived from leukocytes is extracted using the blood of a human sample as a sample.
  • a Wizard Plus Miipreps DNA Purification System which is a DNA purification kit from Promega, the peripheral blood force s et al. Were used to separate the dish ⁇ and genomic DNA was extracted from the leukocytes.
  • Genomic DNA sufficient for amplification of the polymorphic region of the ApoE gene by PCR was extracted from each sample. The extraction operation was performed according to the attached protocol.
  • the polymorphic region of the ApoE gene was amplified by the PCR method under the following conditions.
  • the primer pair was obtained by synthesis using a DNA (oligonucleotide) synthesizer.
  • Taq polymerase Parkin Elmer Cetus was used as the thermostable DNA polymerase.
  • a E-F 1 (5'-AATCGGAACTGGAGGAACAACT G—3)
  • the amount of the DNA fragment amplified under the above PCR conditions was about 100 ng.
  • a reaction solution containing (6 units), 1 XNE Buffer 3, and 1 XBSA was prepared so that the total amount was 10 ⁇ l, and reacted at 37 ° C. for 2 hours or more.
  • the entire amount of the reaction solution was filled into a 4% agarose gel (thickness: 7111111, length: 6 ( ; 111)), and subjected to electrophoresis for 30 minutes at 100 V. After the electrophoresis, the gel was washed with ethidium bromide.
  • the bands were recorded by irradiation with V.
  • the results of separation of typical DNA restriction fragments are shown in Fig. 9.
  • the leftmost lane in the figure is a marker, followed by E2ZE3 and E2 /
  • the separation pattern of DNA restriction fragments of each genotype of E3, E3 / E4, and E4ZE4 is shown.
  • a reaction solution containing about 10 to 20 ng of PCR product, restriction enzyme A fllll (3 units) and Hae II (6 units), l XNEBuffer 3, and 1 XBSA is adjusted to a total volume of 101.
  • the reaction was carried out at 37 for 30 minutes or more. Thereafter, 2.5 ⁇ l of 50 mM EDTA was added to inactivate the restriction enzyme.
  • 1 ⁇ l of the above reaction solution was used as a microchip for measurement, using DNA 500 LabChip ⁇ (registered trademark) and DNA1000 LabChip (registered trademark) (microphone chip).
  • the DNA fragment was separated and detected by Agient2100 using the attached reagent kit. The measurement procedure followed the equipment supplier's instructions.
  • FIG. 10 shows the results of separation of representative DNA restriction fragments.
  • the separation patterns of the DNA restriction fragments of each genotype of E2 / E3, E3 / E4, E3 / E3, and E4 / E4 are shown in order from the top in the figure.
  • Microchip for measurement i—Chip IC 1 1 0 0
  • FIGS. 11 and 23 to 25 The results of separation of the DNA restriction fragments are displayed on the display of a computer connected to the device.
  • the results of separation of representative DNA restriction fragments are shown in FIGS. 11 and 23 to 25.
  • the separation patterns of the DNA restriction fragments of each of the genotypes E2, E3, E3, E3, E3, E3, E3, and E4, E4 are shown in order from the top in Fig. 11. Is shown.
  • FIGS. 23 to 25 it is as described in the figures whether each of the results shows a genotype DNA restriction fragment pattern.
  • FIGS. 11 and 23 show examples using a 50 bp internal standard
  • FIGS. 24 and 25 show cases using a 10 bp internal standard.
  • a polymorphic region of the ApoE gene was amplified from genomic DNA derived from the same sample according to the method described in Non-Patent Document 5, and a DNA restriction fragment was obtained using the restriction enzyme HhaI.
  • DNA restriction fragments were separated by each DNA separation method in a) to d) (agarose gel electrophoresis, Agilent 210, Hitachi SV1210, ABI310). A significant separation pattern of DNA restriction fragments could not be obtained by agarose gel electrophoresis or ABI 310 (capillary electrophoresis).
  • Figures 14 and 15 show the results of separation of typical DNA restriction fragments by Agilent2100 and Hitachi SV1120, respectively. In order from the top in Fig.
  • the ApoE gene was obtained by PCR using a primer pair specific to the ApoE gene from genomic DNA according to the present invention, more specifically, a novel primer pair of SEQ ID NOS: 1 and 2. Amplify the polymorphic region of Then, the amplified DNA product is cut with a combination of two types of restriction enzymes characteristic of the present invention, more specifically, with Afllll and Haell. By using these primer pairs and restriction enzymes, as described above, a longer DNA restriction fragment than the conventional method using the restriction enzyme Hha I appears.
  • agarose is an inexpensive and widely used method for separating DNA restriction fragments. Genotyping of the gene polymorphism was possible.
  • the DNA restriction fragment obtained by the conventional method using the restriction enzyme Hha I was extremely short, less than 100 bp, so that the DNA restriction fragment could not be separated significantly by agarose gel electrophoresis ( Data not shown.). '
  • Agilent 210 Hitachi SV122, ABI 3100 could also be suitably used, and a well-separated peak for each fragment length was obtained, and the ApoE gene polymorphism could be genotyped at high resolution.
  • the method for detecting an ApoE gene polymorphism according to the present invention can be applied to many electrophoresis methods currently used, and is extremely versatile. Furthermore, the present invention does not limit the DNA separation method to electrophoresis. As described above, for example, agarose gel electrophoresis is inexpensive and simple. It is widely used because of its convenience, and other recently developed various DNA separation methods using electrophoresis as described above are extremely quick and simple. Although the electrophoresis method, which is widely used, is considered to be the most preferable in carrying out the present invention, the present invention can also be carried out by using other DNA separation methods, for example, a mass spectrometer (MASS-Spectrometry). It is possible.
  • a mass spectrometer MASS-Spectrometry
  • the present invention typically, in the case of using agarose gel electrophoresis, it takes about 3 hours from the PCR using chromosomal DNA as a template to determine the result of the ApoE gene polymorphism tying.
  • the time required for genotyping can be significantly reduced.
  • the time can be further reduced by using the various DNA separation methods recently developed as described above.
  • the operation of agarose gel electrophoresis and the above-mentioned various DNA separation methods are extremely simple.
  • agarose gel electrophoresis Ag ilent 210, Hitachi SV 1210, AB I 3
  • a sample from the same sample as that subjected to the genotyping of the A po E gene polymorphism by 100 was obtained from the genomic DNA in accordance with the method (PCR-RFLP method) described in Non-Patent Document 5, which was conventionally widely used.
  • the polymorphic region of the E gene was amplified, the amplified DNA was cut with the restriction enzyme HhaI, and the results were compared with the results obtained by genotyping the ApoE gene polymorphism by polyacrylamide gel electrophoresis. As a result, a match using 96 samples The rate was 100%.
  • FIGS. 24 and 25 showing data obtained by Hitachi SV1210, data on overlapping genotypes shows data on a sample obtained from another person.
  • FIG. 24 and FIG. 25 according to the present invention, it is possible to determine the genotype of the ApoE gene polymorphism with good reproducibility, accuracy and reliability.
  • FIG. 26 shows 1 (E 2/2), 4: (E 2/4), 6: (E 33), 7: (E 3/4), 10: (E 2/3), 1 1: Data shown with (E 4/4) enlarged.
  • DNA fragments have good separability, and DNA fragment B (35 bp DNA fragment in this example) is quantified as described above.
  • DNA fragment B 35 bp DNA fragment in this example
  • the present invention is applicable to various DNA separation devices developed in recent years.
  • the use of dNTP fluorescently labeled in PCR enables genotyping of the ApoE gene polymorphism by capillary electrophoresis such as ABI. You can type automatically.
  • a dispensing robot that dispenses and fills the electrophoresis gel into the microphone opening chip and dispenses the internal standard marker and sample in a short time is used. It can be used for high-speed and large-scale genotyping of ApoE gene polymorphisms.
  • genotyping For example, in conducting a clinical test called genotyping, which is useful information for diagnosis and treatment of diseases related to the ApoE gene polymorphism such as Alzheimer's dementia and other cardiovascular diseases, the above points are extremely important. This is an important element, and according to the present invention, such useful information can be provided accurately and promptly.
  • an ApoE gene polymorphism can be detected accurately, quickly, and easily. Further, according to the present invention, it is possible to detect the ApoE gene polymorphism by using an inexpensive DNA isolation method, and on the other hand, it is possible to use various DNA isolation methods, to achieve high speed and However, mass production becomes possible. Further, according to the present invention, it is possible to improve the accuracy and reliability of the method for detecting the polymorphism of the Ap E gene, the method for determining the genotype of the polymorphism of the Ap E gene, and the reagent. In addition, accuracy and reliability in mechanization and commercialization can be further improved. Furthermore, according to the present invention, The ApoE gene, which is useful information for diagnosing and treating diseases related to the Ap0E gene polymorphism, such as Hymer disease and vascular disease, can be accurately and promptly typed.

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Description

明 細 書 ァポリポタンパク E遺伝子多型検出方法、 ァポリポタンパク E遺伝子多 型のゲノタイプ判定方法及び試薬 技術分野
本発明は、 ァポリボタンパク Eの遺伝子多型検出方法及びそれに用い る試薬に関するものであり、 より詳細には、 制限酵素断片長多型 （RF L P) 法を利用したヒ ト ·ァポリボタンパク E遗伝子多型のゲノタイプ を判定 （ゲノタイピング） するのに有用なァポリポタンパク E遺伝子多 型検出方法、 ァポリポタンパク E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法及ぴ それに用いる試薬に関するものである。 背景技術
ァポリポタンパク （以下 「Ap o」 という。） Eは、 血中コレステロ一 ルの運搬に重要な役割を果たす血漿タンパクであり、 主要なアイソフォ ームとして、 Ap o E 2、 Ap o E 3、 A p o E 4 (それぞれ、 以下 「E 2」、 「E 3」、 「E 4」 という。） がある。 これら A p o E遺伝子多型をコ ードする遺伝子 ε 2、 ε 3、 ε 4は第 1 9染色体上に存在する。 A ρ ο Ε遺伝子多型の一つである Ε 4は、 ァルツハイマー病及ぴ心血管疾患の 非常に強い危険因子であることが知られており、 現在までに多くの報告 がなされ、 ほぼ確立した知見になっている （例えば、 非特許文献 1〜 5 参照。）。
例えば、 A ρ ο Εの Ε 4型を持つ人では、 アルツハイマー病の発症率 が持たない人に比較して 1 0倍以上になることが知られており、 一見メ ンデルの法則のような遺伝的家族内集積を示す場合があるほどである。 又、 高齢者のアルツハイマー型痴呆非罹患群では、 Ap o Eの E 4型を 持つ固体の頻度は非常に低いところからも、 この多型がこの疾患の大き な危険因子であることが考えられる。
現在では、 A p o E遺伝子多型は臨床検查にも応用されており、 アル ッハイマー型痴呆或いは心血管疾患の危険因子として、 個々の患者の診 断、 治療を行う上で重要な臨床的情報となっている。
従来、 Ap o E遺伝子多型を判別する実験的手法がいくつか報告され ている。 例えば、 下記のものが挙げられる。 非特許文献 5には、 制限酵 素断片長多型 (Restriction Fragment Length Polymorphism: R F L P ) によるタイピング法が記載されている。 この方法の基本的な手法は、 ポ リメフ'—ビ連鎖反 J心 (Po丄 ymeraze Cham Reaction： P GR) によって、 ゲノタイビングを行なう目的の遺伝子領域である A p o E特定の領域を 増幅 し、 その R F L P をポ リ ア ク リ ルア ミ ドゲル電気泳動 (Polyacrylamide Electrophoresis) による泳動ノ ターンでケノタイヒ ングするというものである。 この方法は、 現在でも多くの研究室等で用 いられている方法である。
この方法では、 先ず、 ヒ ト ·染色体 DNA (ゲノム DNA) を血液よ り抽出した後、 A p o E遺伝子に特異的なプライマー対を用いて P C R で増幅し、 増幅した DNAを制限酵素 Hh a Iによって断片化する。 図 1 3は、 この方法によるゲノタイビングの概念図である。 A p o E 遺伝子多型は、 それぞれ 1つのアミノ酸の置換により生じる。 即ち、 1 1 2番目、 1 5 8番目のァミノ酸が、 それぞれ E 2ではシスティン、 シ スティン、 E 3ではシスティン、 アルギニン、 E 4ではアルギニン、 ァ ルギニンである。 制限酵素 H h a Iは、 塩基配列 GCGCを認識するた め、 同図に示すように、 Ap o Eの E 2、 E 3、 E 4の多型により、 制 限酵素 Hh a Iが認識して DNAを切断する部位の組み合わせが異なる c つまり、 制限酵素 Hh a Iは、 1 1 2番目アルギニン （E 4) 及ぴ 1 5 8番目のアルギニン （E 3、 E 4 ) をコードするコドンの領域にわたる GCGCを認識して切断するが、 1 1 2番目のシスティン （E 2、 E 3 ) 及ぴ 1 5 8番目のシスティン （E 2) をコードするコ ドンの領域にわた る GTGCは切断しない （図中、 四角で囲んだ T又は Cはそれぞれのコ ドンのはじめの塩基を示す。）。 従って、 それぞれの A p o E遺伝子多型 に特異的な長さの DNA制限酵素切断断片 （以下 「DNA制限断片」 と いう。） が得られるので、 各 A p o E遺伝子多型の判別が可能となる。
ヒ トはァリルを 2つ持っため、 いずれかの A p o E遗伝子多型の 2つ の組合せを持つことになる。 即ち、 A p o E遺伝子多型のァリルの組合 せのパターン (遺伝子型： ゲノタイプ） には、 図 1 3に示すように、 E 2/E 2、 E 3 /E 3 , E 4/E 4、 E 2/E 3、 E 2/E 4、 E 3 / E 4がある。
ホモ接合体について、 E 2/E 2では、 制限酵素 H h a Iでの切断に よって 8 3 b p (塩基対） 及ぴ 9 1 b pの 2種類の長さの DNA制限断 片が得られる力 E 3/E 3では、 3 5 b p、 4 8 及ぴ9 1 、 E 4/E 4では 1 9 b p、 3 5 b p、 4 8 b p及び 7 2 b pの D N A制 限断片が得られる。 同様に、 ヘテロ接合体である E 2/E 3、 E 2/E 4、 E 3 /E 4についても、 図 1 3に示すようにそれぞれ異なった D N A制限断片の組合せが得られる。 従って、 制限酵素 Hh a Iによる切断 によつて得られたそれぞれの長さの D N A制限断片をポリァクリルアミ ドゲル電気泳動法によって分離することで、 A p o E遺伝子多型のタイ ビングが可能になる。 尚、 1 9 b p以下の長さの DN A制限断片はポリ アクリルアミ ドゲル電気泳動では検出されない。 以下、 この方法の手順 を、 非特許文献 5に基づき更に説明する。
[DNA抽出] 先ず、 セプラテック社の Sepracell-MN gradients を用いて血液から 白血球を取り出す。 次いで、 白血球を 5 %の S D Sと 1 0 0 g /m 1 のプロティナーゼ Kで 5 5°C、 1 6時間処理する。 そして、 フエノール 抽出を行い、 その後エタノールで DNAを精製する。
[A p o E領域の DNA増幅]
上記方法により抽出した DNAから、 既に報告されている （非特許文 献 6 ) の塩基配列を用いた下記の A p o E遺伝子に特異的なプライマー 対 (pair of primers)を用いて、 P C Rによって A p o E特定の領域を増 幅する。 増幅は、 T a qポリメラーゼ （Parkin Elmer Cetus社） を用 い、 その供給元の指定の条件に従って行う。
a ) プライマー対
F 4 ( 5， -ACAGAATT C G C C C C C GG C C T GGTAC A C— 3，）
F 6 ( 5， — TAAG C TTGG CAC GG C TGT C CAAG GA 一 3，）
b ) P CR反応混合物
白血球より抽出したゲノム DN A ： 1 μ g
プライマー対： 1 μ Μ
D M S O (dimethyl sulfoxide) ： 1 0 %
T a qポリメラーゼ ： 0. 0 2 5 u η t s / μ \ 総反応量： 3 0 μ I
c ) P CRサイクルの条件
9 5°C、 5分間 （変性）
次いで、 以下のサイクルを 3 0回繰り返す。
9 5°C， 1分間 （変性）
6 0°C, 1分間 （プライマーアニーリング) 7 0°C, 2分間 （伸長反応）
上記 P CR条件にて増幅された DNAフラグメントの量は約 3 0 0 n gである。
[R F L P]
R F L Pによって A p o E遺伝子多型のゲノタイビングを行なうため に、 上記 P C R産物に直接制限酵素 H h a Iを 5 n u i tカ卩え、 3 7 °C で 3時間以上反応させて、 該制限酵素による切断を行う。 非特許文献 5 には、 斯かる方法で、 ほとんどの DN A試料において切断が成功したと 記述されている。
[制限酵素切断断片の分離とゲノタイピング]
制限酵素 H h a Iによる D N A制限断片を 8 %非変性ポリァクリルァ ： トグノレ (polyaci'viamaid non-denaturing gel)、fr 1. 5 mmX長さ 2 5 c m) で 3時間電気泳動する。 電気泳動後のゲルをェチジゥムブ口 マイ ドで処理した後、 DN A制限断片のパターンを UV照射により可視 化してゲノタイビングを行う。
非特許文献 5に記载される上述の方 ¾が Ap o E遺伝子多型をタイピ ングした最初の報告である。 その後、 現在までに、 A p o E遺伝子多型 のゲノタイピング方法については多数の報告がある。 しかし、 それらの 多くは、 基本的に最初の方法の変法である。 例えば、 非特許文献 7、 8 に記載される P CR— RF L Pによるタイビング法が挙げられる。 その 他に、 例えば、 非特許文献 9に記載されるような、 抗体を用いて変異し たタンパク質を同定する方法により間接的にゲノタイビングを行う方法 が開発されている。 この方法は、 現在臨床検査業務で一般的に使用され ている。
しかしながら、 上記非特許文献 5に記載の方法において、 制限酵素 H h a Iで得られる DNA制限断片の長さは 1 0 0 b p未満と極めて短い ため、 実験室において通常用いられ、 且つ、 安価な DN A分離方法であ るァガロースゲル電気泳動法 （Agarose Gel Electrophoresis) では、 解 像度の低さのため分離が不可能であった。 つまり、 より短い DNA断片 を分離するためには、 ゲルをより髙濃度にする必要があるが、 ァガロー スゲルでは 4 %程度が限界であり、 この濃度では上記 1 0 0 b. pより短 い短鎖 DNAを高解像度にて分離することはできない。そのため、従来、 より操作が煩雑で、 時間を要するポリアクリルアミ ドゲル電気泳動法を 用いる必要があった。
又、 近年、 例えば、 A g i 1 e n t 2 1 0 0 パイオアナライザ (Agilent 2100 BioAnalyzer：以下「A g i l e n t 2 1 0 0」 という。） (Agilent Technologies社製） の電気泳動用セッ ト、 日立マイクロチッ プ電気泳動解析システム S V 1 2 1 0 コスモアイ （以下 「日立 S V 1 2 1 0 J という。） (日立ハイテクノ口ジーズ社製）、 AB I P R I SM (登録商標) 3 1 0 0 (或いは 3 7 0 0) ジェネティック アナライ ザ（以下「AB 1 3 1 00」、或いは「AB I 3 7 0 0」という。） （Applied Biosystems社製） 等の多くの D N A分離方法が開発されている。 これら の DN A分離方法は、 基本的には電気泳動法を利用しているが、 迅速に 大量のサンプルを (順次に若しくは同時に) 処理することができ、 又、 分析の自動化に対応可能である。
しかし、 本発明者らの検討によれば、 これら近年開発された種々の D N A分離方法を用いる場合にも、 上記非特許文献 5に記載されるように 制限酵素 Hh a Iで切断した DNA制限断片では、 正確なゲノタイピン グを行うには、 満足いく解像度を得ることができなかった。
更に、 上述のように、 A p o E遺伝子多型の臨床検査業務では、 抗体 法を用いた生化学的な解析手法 （非特許文献 9) が一般的に使用されて いる。 しかしながら、 斯かる方法は、 遺伝子を直接タイピングする方法 ではなく、 タンパク質の種類を判別する手法を用いているため、 擬陽性
( false -positive )が多く正確さに欠けるものである。更に、この方法は、 実験に用いる試料の作成に時間がかかり、 簡便さや、 経済性の面で問題 がある。
このように、 より長鎖の DN A制限断片を得て、 より高解像度で正確 に A p o E遺伝子多型をゲノタイビングをし得る A p o E遺伝子多型の 検出方法、 それに用いる試薬に対する要求がある。 又、 自動化が可能で 迅速、 且つ、 簡便に大量のサンプルについて A p o E遺伝子多型をゲノ タイピングし得ることも求められている。
又、 非特許文献 1 0は、 ゲノム DNAから下記のプライマー対、
F 5 ' -TC CAAGGAGCTGCAGGCGGCGCA
R 5 ' -GC C C CG GC CTGGTACACTGC CA
を用いて P CRにて 2 1 8 b pの Ap o E遺伝子特異的な領域を増幅し、 2種類の制限酵素 A f 1 I I I、 H a e I Iを用いて断片化する。 そし て、 この DNA断片をァガロースゲル電気泳動で分離して、 DNA制限 断片の長さから A p o E遺伝子多型のゲノタイピングを行うことを開示 する。 この方法によれば、 それぞれ E 3、 E 2、 E 4に特異的な 1 4 5 b p、 1 6 8 b p、 1 9 5 b pの D NA制限断片が得られる。 しかしな がら、 本発明者の検討によれば、 詳しくは後述するように、 斯かる方法 は、 機械化、 製品化を考慮すると、 正確性、 信頼性の点で満足ゆくもの ではなかった。 非特許文献 1
Corder E.H., Saunders A.M., Strittmatter W.J., Schmechel D.E., Gaskell P.C., Small G.W., Roses A.D., Haines J.L., Pericak-Vance M.A. Gene dose of apolipoprotein E type 4 allele and the risk of Alzheimer's disease in late onset families. Science 1993 Aug 13；261(5123)：921-3
非特許文献 2
Ueki A., Kawano Μ·, Namba Y.， Kawakami M., Ikeda K. A high frequency of apolipoprotein E isoprotein in Japanese patients with late-onset nonfamilial Alzheimer's disease. Neurosci Lett 1993 Dec 12;163(2):166-8
非特許文献 3
Saunders A. M.， Strittmatter W. J., Schmechel D., St. George-Hyslop P. H.， Pericak-Vance M. A.， Joo S. H., Rosi B. L.， Gusella J. F.， Crapper-MacLachlan D. R., Alberts M. J " Hulette C,
Grain B., Goldgaber D.， Roses A. D. Association of apolipoprotein E allele E4 with late-onset familial and sporadic Alzheimer's disease. Neurolog 1993；43：1467- 1472.
非特許文献 4
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本発明の他の目的は、 安価、 且つ、 簡便な D N A分離方法を用いて A p o E遺伝子多型を検出し、 ゲノタイプを判定することを可能とする A p o E遺伝子多型検出方法、 A p o E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法 及び試薬を提供することである。
本発明の他の目的は、様々な D N A分離方法の利用を可能とし、高速、 且つ、 大量処理化を可能とする A p o E遺伝子多型検出方法、 A p o E 遺伝子多型のゲノタイプ半 lj定方法及び試薬を提供することである。
本発明の他の目的は、 正確性、 信頼性の向上した A p o E遺伝子多型 検出方法、 A p o E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法及び試薬を提供す ることである。
本発明の他の目的は、 機械化、 製品化に際しての正確性、 信頼性を更 に向上させることができる A p 0 E遺伝子多型検出方法、 A p o E遺伝 子多型のゲノタイプ判定方法及び試薬を提供することである。
本発明の更に他の目的は、 アルツハイマー病、 心血管疾患など、 A p o E遺伝子多型が関連する疾患の診断、 治療にとって有用な情報となる A p o E遣伝子多型のゲノタイプの判別を正確、 且つ、 迅速に行うこと のできる A p o E遺伝子多型検出方法、 A p o E遗伝子多型のゲノタイ プ判定方法及び試薬を提供することである。 発明の開示
上記目的は本発明に係るァポリポタンパク遺伝子多型検出方法、 A p o E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法及び試薬にて達成される。 要約す れば、 第 1の本発明は、 ァポリポタンパク E遺伝子に特異的なプライマ 一対を用いて D N Aを増幅する段階；増幅した D N Aを、 ァポリポタン パク E遺伝子のコドン 1 1 2の一塩基多型部位を認識配列に含む第 1の 制限酵素と、 アポリボタンパク E遺伝子のコ ドン 1 5 8の一塩基多型部 位を認識配列に含む第 2の制限酵素と、 を用いて、 前記コ ドン 1 1 2の 一塩基多型部位を含む認識配列での第 1の切断位置及び前記コドン 1 5 8の一塩基多型部位を含む認識配列での第 2の切断位置で切断する段 階；切断した D N A断片を分離する段階；分離された D N A断片を検出 する段階；を含み、前記プライマー対及び前記第 1、第 2の制限酵素は、 それぞれのァポリポタンパク E遺伝子多型に特異的なそれぞれ略 1 0 0 b p以上の D N A断片を生成し得るように選択され、 前記プライマー対 のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断位置より、 6 0 b p以上、 1 3 6 b p以下の上流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特徴とする ァポリポタンパク E遺伝子多型検出方法である。 本発明の一実施態様に よると、 本発明の一実施態様によると、 前記プライマー対のうち下流側 プライマーは、 前記第 2の切断位置より、 3 0 b p以上、 2 0 2 b p以 下の下流の位置に 5 ' 末端が設定される。
第 2の本発明によると、 ァポリポタンパク E遗伝子に特異的なプライ マー対を用いて D N Aを増幅する段階；増幅した D N Aを 2種類の制限 酵素を用いてアポリポタンパク E遺伝子のコドン 1 1 2の一塩基多型部 位を含む認識配列での第 1の切断位置及びアポリポタンパク E遺伝子の コドン 1 5 8の一塩基多型部位を含む認識配列での第 2の切断位置で切 断する段階；切断した D N A断片を分離する段階；分離された D N A断 片を検出する段階； を含み、 前記プライマー対のうち上流側プライマー は、 前記第 1の切断位置より、 6 0 b p以上、 1 3 6 b p以下の上流の 位置に 5， 末端が設定されることを特徴とするアポリポタンパク E遺伝 子多型検出方法が提供される。 本発明の一実施態様によると、 前記ブラ イマ一対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断位置より、 3 0 b p以上、 2 0 2 b p以下の下流の位置に 5 ' 末端が設定される。
第 3の本発明によると、 上記本発明のアポリポタンパク E遺伝子多型 検出方法により検出した D N A断片長の存否の組み合わせからアポリポ タンパク E遺伝子多型のゲノタイプを判定することを特徴とするアポリ ボタンパク E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法が提供される。
第 3の本発明の一実施態様によると、 前記第 1の切断位置より上流の 配列 Aのみを含む DNA断片を断片 A (—実施態様では 1 0 6 b p)、前 記第 2の切断位置より下流の配列 Bのみを含む DNA断片を断片 B (— 実施態様では 3 5 b p、 1 8 b p、 1 3 b p、 他の実施態様では 8 0 b p、 1 8 b D、 1 3 b p)、 前記第 1の切断位置と前記第 2の切断位置と の間の配列 Cのみを含む DNA断片を断片 C (一実施態様では 1 4 5 b p)、前記配列 A及び Cを含む DNA断片を断片 D (—実施態様では 2 5 1 b p)、前記配列 B及び Cを含む DNA断片を断片 E (一実施態様では 1 8 0 b p) としたとき、 断片 断片 D及び断片 Eの存否をアポリポ タンパク E遺伝子多型のゲノタイプの判定に用い、 ( a )断片 Eのみの存 在によりゲノタイプ E 2/E 2を判定し； ( b )断片 Cのみの存在により ゲノタイプ E 3ZE 3を判定し； ( c )断片 Dのみの存在によりゲノタイ プ E 4/E 4を判定し； ( d)断片 E及び断片 Cのみの存在によりゲノタ ィプ E 2/E 3を判定し； ( e )断片 D及び断片 Eのみの存在によりゲノ タイプ E 2/E 4を判定し； ( f )断片 D及ぴ断片 Cのみの存在によりゲ ノタイプ E 3 /E 4を判定する。
第 3の本発明の他の実施態様によると、 断片 A、 断片 C、 断片 D及び 断片 Eの存否をァポリポタンパク E遗伝子多型のゲノタイプの判定に用 い、 ( a )断片 E及び断片 Aのみの存在によりゲノタイプ E 2 /E 2を判 定し；（b)断片 C及ぴ断片 Aのみの存在によりゲノタイプ E 3/E 3を 判定し；（ c ) 断片 Dの存在及び断片 Aの非存在によりゲノタイプ E 4 E 4を判定し； ( d) 断片 E、 断片 C及び断片 Aのみの存在によりゲノタ イブ E 2/E 3を判定し； ( e) 断片 D、 断片 E及び断片 Aのみの存在に よりゲノタイプ E 2/E 4を判定し； ( f ) 断片 D、 断片 C及び断片 Aの みの存在によりゲノタイプ E 3/E 4を判定する。 第 3の本発明の他の実施態様では、 前記配列 A、 配列 B及び配列 Cを 含むヘテロ二本鎖 （一実施態様では 2 8 6 b p) の存否をァポリポタン パク E遺伝子多型のゲノタイプの判定に用い、 該ヘテロ二本鎖の存在に よりゲノタイプ E 2/E 4を判定する。 又、 他の実施態様では、 更に、 ァポリポタンパク E遺伝子多型 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成す る断片 Bの存在により、 前記切断段階における有効な切断反応の存在を 判断し、 該有効な切断の存在を判断した場合に、 DN A断片長の存否の 組み合わせからァポリポタンパク E遺伝子多型のゲノタイプを判定する c 第 3の本発明の他の実施態様では、 更に、 ァポリポタンパク E遺伝子 多型 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する断片 B (一実施態様では 3 5 b p、 1 8 b p若しくは 1 3 b p、 他の実施態様では 8 0 b p) を 定量した結果に基づいて、 断片 A、 断片 C、 断片 D及び/又は断片 Eの 存否を判断する。 他の実施態様では、 更に、 前記 （d)、 ( e ) 又は ( f ) の各場合の判定に際し、 ァポリポタンパク E遺伝子多型 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する断片 Bを定量した結果に基づいて求めたへテ ロニ本鎖の生成割合に基づいて、 断片 A、 断片 C、 断片 D及び Z又は断 片 Eの存否を判断する。
第 3の本発明の他の実施態様によると、 前記第 1の切断位置より上流 の配列 Aのみを含む DN A断片を断片 Aとしたとき、 断片 Aの存否をァ ポリポタンパク E遺伝子多型のゲノタイプの判定に用い、 断片 Aの非存 在によりゲノタイプ E 4ZE 4を判定する。
第 4の本発明によると、 ァポリポタンパク E遺伝子の制限酵素切断断 片を検出することでアポリポタンパク E遺伝子多型を検出するために用 い得る、 ァポリポタンパク E遺伝子増幅用のプライマー対を備えるアポ リポタンパク E遺伝子多型の検出試薬であって、 前記プライマー対のう ち上流側プライマーは、 アポリポタンパク E遺伝子のコ ドン 1 1 2の一 塩基多型部位を含む認識配列での第 1の切断位置より、 6 0 b p以上、 1 3 6以下の b p上流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特徴とする ァポリポタンパク E遺伝子多型の-検出試薬が提供される。 本発明の一実 施態様によると、 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断位置より、 3 O b p以上、 2 0 2 b p下流の位置に 5.' 末端が 設定される。
尚、 本明細書において、 遺伝子配列における位置は、 5 ' 末端から 3 ' 末端方向に一本鎖でみていうものであり、 その上流とは該一本鎖でみた ときの 5 ' 末端側、 下流とは 3 ' 末端側をいう。
又、 A p o E遺伝子について、 いずれかの遺伝子多型において制限酵 素による切断位置 (或いは認識配列) がある場合、 その位置に相当する 他の遣伝子多型における配列上の位置については、 切断されない （或い は認識されない) 場合についても切断位置 (或いは認識配列) の語を用 いて説明する。 図面の簡単な説明
図 1は、 本発明に従う A p o E遗伝子多型のゲノタイビングの概念図 である。
図 2は、 本発明に従うプライマー対の設定位置を説明するための模式 図である。
図 3は、 本発明に従うプライマー対の一例を用いた場合の D N A制限 断片の長さを説明するための模式図である。
図 4は、 本発明に従うプライマー対の一例を用いた場合の各 A p o E 遺伝子多型に対する電気泳動パターンの模式図である。
図 5は、 本発明に従うプライマー対の他の例を用いた場合の D N A制 限断片の長さを説明するための模式図である。 図 6は、 本発明に従うプライマー対の他の例を用いた場合の各 A p o E遺伝子多型に対する電気泳動パタ一ンの模式図である。
図 7は、 本発明に従うプライマー対の更に他の例を用いた場合の D N A制限断片の長さを説明するための模式図である。 .
図 8は、 本発明に従うプライマー対の更に他の例を用いた場合の各 A p o E遺伝子多型に対する電気泳動パターンの模式図である。
図 9は、 本発明に従って A p o E遺伝子の制限断片をァガロースゲル 電気泳動により分離した結果を示す図である。
図 1 0は、 本発明に従って A p o E遺伝子の制限断片を A g i 1 e n t 2 1 0 0により分離した結果を示す図である。
図 1 1は、 本発明に従って A p o E遺伝子の制限断片を日立 S V 1 2 1 0により分離した結果を示す図である。
図 1 2は、 本発明に従って A p o E遗伝子の制限断片を A B 1 3 1 0 0により分離した結果を示す図である。
図 1 3は、 制限酵素 H h a Iを用いた従来の A p o E遺伝子多型のゲ ノタイビングの概念図である。
図 1 4は、 従来の方法に従って制限酵素 H h a Iを用いて得た A p o E遗伝子の制限断片を A g i l e n t 2 1 0 0により分離した結果を示 す図である。
図 1 5は、 従来の方法に従って制限酵素 Ή h a Iを用いて得た A p o E遺伝子の制限断片を日立 S V 1 2 1 0により分離した結果を示す図で め 。
図 1 6は、 ヘテロ二本鎖の生成を説明するための模式図である。
図 1 7は、 ヘテロ二本鎖の生成を考慮した、 本発明に従うゲノタイピ ングの概念図である。
図 1 8は、 ヘテロ接合体についてヘテロ接合体が生成した場合の各 D N A断片の生成量の推定方法の他の例 （3 5 b pの D N A断片の定量に 用いる例） を説明するための模式図である。
図 1 9は、 ホモ接合体についてヘテロ接合体が生成した場合の各 D N A断片の生成量の推定方法の他の例 （3 5 b pの D N A断片の定量に用 いる例） を説明するための模式図である。
図 2 0は、 ヘテロ二本鎖の定量について説明するための各ゲノタイプ での D N A制限断片の分離パターンを示す模式図である。
図 2 1は、 ヘテロ接合体についてヘテロ接合体が生成した場合の各 D N A断片の生成量の推定方法の一例 （8 0 b pの D N A断片の定量に用 いる例） を説明するための模式図である。
図 2 2は、 ホモ接合体についてヘテロ接合体が生成した場合の各 D N A断片の生成量の推定方法の一例 （ 8 0 b pの D N A断片の定量に用い る例) を説明するための模式図である。
図 2 3は、 本発明に従って A p o E遺伝子の制限断片を日立 S V 1 2 1 0により分離した結果を示す図である。
図 2 4は、 本発明に従って A p o E遺伝子の制限断片を日立 S V 1 2 1 0により分離した結果を示す図である。
図 2 5は、 本発明に従って A p 0 E遺伝子の制限断片を日立 S V 1 2 1 0により分離した結果を示す図である。
図 2 6は、 図 5に示す一部のデータを拡大して示した図である。
図 2 7は、 制限酵素 A f 1 I I I及ぴ H a e I Iを用いた従来の A p o E遺伝子多型のゲノタイピングの概念図である。 発明を実施するための最良の形態
以下、 本発明に係るアポリポタンパク E遺伝子多型検出方法及ぴ試薬 を図面に則して更に詳しく説明する。 本発明に係るアポリボタンパク E (A p o E)遺伝子多型検出方法は、 詳しくは後述するように、 一実施態様では、 Ap o E遺伝子に特異的な プライマー対を用いて P CRにより 目的の DN A領域を増幅し、 増幅さ れた D N Aを所定の制限酵素を用いて切断し、 切断した D N A制限断片 を分離し、 分離された DNA断片を検出する各段階を含む。 .
A p o E遺伝子に特異的なプライマー対は、 ゲノム DNAをテンプレ ート （铸型） として、 A p 0 E遺伝子の 2つの変異箇所を含む、 即ち、 2箇所の一塩基多型部位を挟んだ所定領域 （以下 「多型領域」 という。） の D N Aを P C R法によって増幅するように設計されたォリ ゴヌクレオ チド対 （プライマー対） である。 プライマー対の一方は、 5， 末端から 3 ' 末端方向に一本鎖でみて、 上記 A p o E遺伝子の多型領域の上流側 にハイプリダイズ可能な適当な長さのオリゴヌク レオチドで、 他方は同 多型領域の下流側の相補鎖にハイプリダイズ可能な適当な長さのオリゴ ヌクレオチドである。 これらプライマーは、 通常通り、 2つのプライマ 一の Tmが同程度となり、 又増幅効率が良好であるように設計するのが 好ましい。
特に、 本発明においては、 後述の所定の制限酵素による切断で、 典型 的にはァガロースゲル電気泳動によって十分な解像度にて分離可能な十 分な長さの DNA制限断片が得られるように設計される。 好ましい一実 施態様では、 下記の塩基配列を有するオリゴヌクレオチドから成るブラ イマ一の対を用いる。
AE— F 1プライマー （配列番号 1 ) ：
5 ' -AATCGGAACTGGAGGAACAACTG- 3 '
AE— R 1プライマー （配列番号 2) ：
5 ' -GC C CGCACGCGGC C CTGTTC- 3 '
上記オリゴヌクレオチド配列のプライマー対によれば、 A p o E遺伝 子多型の 2箇所の一塩基多型部位、 即ち、 A p o Eの 1 1 2番目のアミ ノ酸をコードする A p o E遺伝子領域（以下「コドン 1 1 2」 という。）、 A p o Eの 1 5 8番目のアミノ酸をコードする Ap o E遺伝子領域 （以 下 「コ ドン 1 5 8」 という。） の一塩基多型部位を含み、 7 5番目〜 1 9 1番目のアミノ酸をコードするコ ドン領域にわたる 3 5 2 b p.のオリゴ ヌクレオチド配列を P C R法によって増幅することができる。 斯かるォ リゴヌクレオチド配列の各プライマーは、 斯界にて周知の DNA合成方 法、 装置を用いて得ることができる。
増幅した DN A産物を切断する所定の制限酵素は、 ' A p o E遺伝子多 型間の遺伝子変異で認識部位が出現又は消失するもの、 即ち、 いずれか の A p o E遺伝子多型の一塩基多型部位が認識配列内に存在するもので あって、 切断後の D N A制限断片が典型的にはァガロースゲル電気泳動 法によつて十分な解像度にて分離可能な長さを有し得るものである。 好 ましい一実施態様では、 増幅した DNA産物を切断する 2種類の制限酵 素の組合せを用いる。 又、 好ましくは、 上記プライマー対を用いて増幅 された DN Aに関し、 2種類の制限酵素のいずれか一方の制限酵素のみ による切断、 及び両方の制限酵素による切断によって、 いずれかのアポ リボタンパク E遺伝子多型に帰属させ得る 1 0 0 b p以上の DNA断片 が生成する 2種類の制限酵素の組合せを用いる。 このよ うな本発明に従 う制限酵素の組合せは、 好ましい一実施態様では、 A f 1 I I I と H a e I Iである。
図 1に示すように、 制限酵素 A f 1 I I Iは、 塩基配列 ACRYGT (Rは A又は G, Yは C又は T) を認識する。 又、 制限酵素 H a e I I は、塩基配列 RGCGCY (Rは A又は G， Yは C又は T) を認識する。 即ち、 制限酵素 A f 1 I I Iは、 1 1 2番目のシスティン （E 2、 E 3 ) をコードするコドンの領域にわたる AC GTGTを認識して切断するが. 1 1 2番目のアルギニン （E 4) をコードするコドンの領域にわたる A CGTGCは切断しない。 又、 制限酵素 H a e I Iは、 1 5 8番目のァ ルギニン （E 3、 E 4) をコードするコドンの領域にわたる AGCGC Cを認識して切断するが、 1 5 8番目のシスティン （E 2) をコードす るコ ドンの領域にわたる AG T G C Cは切断しない （図中、 四.角で囲ん だ T又は Cはそれぞれのコドンのはじめの塩基を示す。）。
これらの制限酵素で、 上記プライマー対を用いて増幅された DN Aを 断片化すると、 図 1に示すように、 ホモ接合体について、 E 2/E 2で は 1 0 6 b p及ぴ 1 8 0 b p、 E 3/E 3では 1 0 6 b p及ぴ 1 4 5 b p、 E 4/E 4では 2 5 1 b pの D N A制限断片が得られる。 又、 へテ 口接合体である E 2 /E 3、 E 2/E 4、 E 3/E 4についても、 図 1 に示すようにそれぞれ異なった D N A制限断片の組合せが得られる。 このように、本発明の好ましい一実施態様では、上記プライマー対 (配 列番号 1、 2) 及ぴ 2種類の制限酵素の組合せ （A f 1 I I I、 H a e I I ) を用いることにより、 非特許文献 5において制限酵素 Hh a Iに よる切断で得られたものよりも長い DN A制限断片が出現する。
図 1 3に示すように、 従来用いられていた制限酵素 H h a Iは、 コド ン 1 1 2、 1 5 8の一塩基多型部位を含む切断位置以外 (それぞれの上 流側)に他の多くの切断位置を持つ。これに対して、図 1に示すように、 本発明にて好適に使用される A f 1 I I Iは、 コ ドン 1 1 2の一塩基多 型部位を含む切断位置より上流及び下流に他の切断位置を持たず、 又 H a e I Iは、 コ ドン 1 5 8の一塩基多型部位を含む切断位置より上流に 他の切断位置を持たない。 又、 DNA制限断片間の鎖長差は、 本発明に 従う上記プライマー対及び 2種類の制限酵素の組合せを用いると、 従来 の制限酵素 Hh a Iを用いる場合よりも大きくなり、 DN A制限断片の 分離を容易ならしめている。 本発明にて用い得る制限酵素及ぴプライマー対の選択について更に説 明する。
[制限酵素]
本発明にて用いることが可能である制限酵素は下記の条件を満たす。
( 1 ) 第 1の制限酵素は、 A p o E遺伝子のコ ドン 1 1 2の一塩基配 列多型部位を含む認識配列をもち、 切断されるか切断されないかが該ー 塩基多型によって決定するもの。 認識配列について上記の条件を満たせ ば、切断される部位はコ ドン 1 1 2から離れていても良い。
. ( 2) 第 2の制限酵素は、 Ap o E遺伝子のコ ドン 1 5 8の一塩基配 列多型部位を含む認識配列をもち、 切断されるか切断されないかが、 該 一塩基多型によって決定するもの。 認識配列について上記の条件を満た せば、 切断される部位はコドン 1 5 8から離れていても良い。
( 3) A p o E遺伝子の多型領域 （Ap o E遗伝子の 2つの一塩基多 型部位を含む領域） を含む増幅された所定の DNA断片を上記第 1、 第 2の制限酵素を用いて切断することにより得られる DNA断片が、 A p o E遗伝子多型の判定に利用可能となるもの、 即ち、 それぞれの A p o E遺伝子多型を特定可能な、 特異的な少なく とも 1つの DNA断片若し くは少なく とも 1つの DN A断片の組合せ (或いは電気泳動によって分 離することによって得られる流出パターン) が得られるもの。
(4) それぞれの A p 0 E遗伝子多型が特定可能な、 少なくとも 1つ の特異的な DN A断片若しくは少なく とも 1つの特異的な DN A断片の 組合せを構成する DNA断片が、 実質的に 1 0 0 b p以上になるもの。 尚、 DNA断片長は、 Ap o E遺伝子の多型領域 （A p o E遺伝子の 2 つの一塩基多型部位を含む領域） に用いられる所定のプライマーとの関 係で許容される最長長さ以下となる。
( 5) 更に、 第 1、 第 2の制限酵素は、 認識配列或いは切断部位が、 A p o E遺伝子のコドン 1 1 2の一塩基多型部位を含む認識配列とコド ン 1 5 8の一塩基多型部位を含む認識配列との間には存在しないもので あることが望ましい。
上述の本発明の好ましい一実施態様における 2種類の制限酵素、 A f 1 I I I及ぴ H a e I Iは、 上記条件 （ 1 ) 〜 （4) の条件を.満たす制 限酵素の組み合わせである。 これに対して、 従来の方法における制限酵 素 Hh a lは、 上記条件 （4) を満たさず、 更に上記条件 （5) をも満 たさない。
尚、 第 1、 第 2の制限酵素は、 上記条件 （1 ) 〜 （4) を満たせば同 一のものであっても 2種類以上であってもよい。
[プライマー]
A p o E遺伝子多型の判定に必要な DNA断片長は、 使用する第 1、 第 2の制限酵素によって変化するため、 A p o Eの多型領域の増幅に必 要なプライマー対の設計は、 切断された DN A断片を分離する際に、 い ずれかの A p o E遗伝子多型に特異的な DNA断片のパターンが形成さ れるように行われなければならない。 以下、 第 1、 第 2の制限酵素とし て、 上記制限酵素の組み合わせ、 つまり A f 1 I I I及ぴ H a e I Iの 2種類を使用する場合 (以下 「本実施例」 という。) に即して説明する。
(上流側プライマー）
ここで、 図 2、 図 3、 図 5、 図 7を参照して、 コ ドン 1 1 2の一塩基 多型部位を含む認識配列での切断位置（以下「第 1の切断位置」 という。） より上流の配列 （配列 A) のみを含む DNA断片を 「DNA断片 A」、 コ ドン 1 5 8の一塩基多型部位を含む認識配列での切断位置 （以下 「第 2 の切断位置」 という。） より下流の配列 （配列 B) のみを含む DNA断片 を 「DNA断片 B」、 第 1の切断位置と第 2の切断位置との間の配列 （配 列 C) のみを含む DNA断片を 「DNA断片 C」、 配列 A及び配列 Cを含 む DNA断片を「DNA断片] 3」、前記配列 B及び配列 Cを含む D N A断 片を 「DNA断片 E」 とする。
この場合、 本発明によれば、 上流側プライマーは、 図 2中領域 aで示 す如く、 第 1の切断位置より、 6 0 b p以上、 1 3 6 b p以上の上流の 位置 （即ち、 第 1の切断位置より 6 0〜 1 3 6 b p上流の位置.） に 5 ' 末端を設定する。 このような上流側プライマーは、 Ap o E遺伝子に特 異的であり、 且つ、 Tmが下流側のプライマーと同程度ものであればよ レ、。 これに限定されるものではないが、 プライマーの長さに関しては、 プライマーの P CRの特性、 他のゲノムの領域における特異性を考慮し て、 2 0〜 2 5m e rが好適である。
D N A断片 Aは、 E 2と E 3では生成するが E 4では生成しない。 そ して、 E 4では断片長が （A+ 1 4 5) b pの DNA断片 Dが特異的に 生成される。 つまり、 上流側プライマーの 5 ' 末端を第 1の切断位置よ り 6 0 b p以上の上流の位置に設定することで、 DNA断片 Dは、 DN A断片 C ( 1 4 5 b p) と分離可能であると共に、 DNA断片 Eとも良 好に分離可能であり、 E 4に特異的なものとなる。 又、 斯かる設定によ り、 第 1の切断位置が制限酵素で切断されなくなる虡などを低減し、 よ り正確性、 信頼性を高めるためることができる。 又、 上流側プライマー の 5， 末端を第 1の切断位置の上流 1 3 6 b p以下の位置に設定するこ とで、 DNA断片 Aと、 DNA断片 Cとを良好に分離することができる。 但し、 極めて良好に DNA断片 Aと DNA断片 Cとを分離するには、 第 1の切断位置より 1 20以下の上流の位置 （即ち、 第 1の切断位置より 6 0〜 1 2 0 b p上流の位置） に上流側プライマーの 5 ' 末端を設定す るのが好ましい。 この位置については更に詳しく後述する。
即ち、 この条件によって、 少なく とも E 4の判定が可能となる。
本実施例における配列番号 1の上流側のプライマーは、 第 1の切断位 置から 1 0 6 b p上流にプライマーの 5 ' 末端を設定している。 この場 合、 E 2及び E 3において生成されるが E 4では生成されない DN A断 片 Aの長さは 1 0 6 b p、 又 E 4に特異的な DNA断片 Dは 2 5 1 b p となる。
詳しくは後述するように、 下流側プライマーの選択範囲によって制限 酵素切断により生成される DN A断片長が異なるが、 図 3及ぴ図 5に示 すように下流側プライマーを選択する場合においては、 DNA断片D、 更に DNA断片 Aは、 他の DNA断片の長さと重なることがなく、 該上 流側プライマーは A p o E遺伝子多型の判定に適切である。 即ち、 この 場合 DNA断片 Dを Ap o E遺伝子多型の判別の根拠として利用し得る のみならず、 DN A断片 Aをも A p o E遺伝子多型の判別の根拠の つ として利用することができる。 この点については、 下流側プライマーと の関連で更に詳しく後述する。
一方、図 7に示すように下流側プライマーを選択する場合においては、 他の DNA断片 （図 7中 B 3) の鎖長が DNA断片 Aの鎖長とほぼ同等 となり重複する可能性があり、 この場合は、 DN A断片 Aは A p o E遺 伝子多型の判別には利用することができない。 しかし、 (A+ 1 4 5 ) b pの DNA断片 Dが E 4に特異的であるため、 下流側プライマーの設計 に拘わらず、 E 4の検出は可能、 且つ、 容易である。
(下流側プライマー)
下流側プライマーは、図 2中領域 bで示す如く、第 2の切断位置より、 3 O b p以上、 2 0 2 b p以下の下流の位置 （即ち、 第 2の切断位置よ り 3 0〜 2 0 2 b p下流の位置） に 5， 末端を設定する。 このような下 流側プライマーは、 A p o E遺伝子に特異的であり、 Tmが上流側のプ ライマーと同程度ものであればよい。これに限定されるものではないが、 プライマーの長さに関しては、 プライマーの P CRの特性、 他のゲノム の領域における特異性を考慮して、 2 0〜2 5 m e rが好適である。 下流側プライマーの 5， 末端を第 2の切断位置より 3 0 b p以上下流 の位置に設定することで、 DNA断片 Cと、 DNA断片 Eとを良好に分 離することができる。 又、 下流側プライマーの 5 ' 末端を第 2の切断位 置の下流 2 0 2 b p以下の下流の位置 （下流 2 0 2 b pより上.流側） と することにより、 以下更に詳しく説明するように下流側プライマーの選 択範囲によっては生成される最下流側の DNA断片 B 3 (図 7) と、 D NA断片 Cとを分離することができる。 これにより、 DNA断片 C、 D NA断片 Eは、 それぞれ E 3、 E 2に特異的なものとなる。 但し、 極め て良好に DNA断片 B 3を DN A断片 Cと分離するには、 第 2の切断位 置より 1 8 5以下の下流の位置 （即ち、 第 2の切断位置より 3 0〜 1 8 5 b p下流の位置) に下流側プライマーの 5， 末端を設定するのが好ま しい。 この位置については更に詳しく後述する。
増幅された DNA断片の切断後に生成される断片長のパターンを、 下 流側プライマーの選択範囲 bを更に図 2に示す如く b 1、 b 2、 b 3の 3つの領域に分けて考えることとする。 ここで、 b 1 と b 2との境界は 第 2の切断位置から下流側 3 5 b pの位置、 b 2と b 3との境界は第 2 の切断位置から下流側 6 6 b pの位置とする。
( 1 ) 領域 b 1から選択する場合 (図 3、 図 4) ：
E 2 (第 1の切断位置が切断され、 第 2の切断位置が切断されない) に特異的な DN A断片 Eの長さは （B l + 1 4 5) b p = 1 7 5〜 1 8 0 b pのいずれかとなる。 最下流側の DNA断片 B 1は、 £ 3及び£ 4 (第 2の切断位置が切断される） の場合に生成され、 その長さは 3 O b p〜 3 5 b pのいずれかとなる。 これらの断片は、 長さが 5 0 b p以下 となり短いため、 DN A分離法によっては同定不可能となる。 E 3 (第 1の切断位置及び第 2の切断位置でともに切断される） に特異的な DN A断片 Cの長さは 1 4 5 b pとなる。 又、 E 4 (第 1の切断位置で切断 されず、第 2の切断位置で切断される）に特異的な DN A断片 Dの長さは (A+ 1 4 5) b pとなる。 このように、 各 Ap o E遺伝子多型に特異 的な DNA断片 C、 D、 Eの長さは互いに重なることはなく、 又 DNA 断片 B 1の長さも、 各 A p o E遺伝子多型に特異的な DNA断.片のいず れにも重ならないので、 A p o E遺伝子多型の判別は容易である。
(2) 領域 b 2から選択する場合 （図 5、 図 6) ：
この場合、 E 2に特異的な DN A断片 Eの長さは 1 8 0 b pとなる。
E 3及び E 4の場合に 3 5 b pの D N A断片が生成される。 E 3に特異' 的な DN A断片 Cの長さは 1 4 5 b pとなり、 E 4に特異的な DN A断 片 Dの長さは (A+ 1 4 5) b pとなる。 又、 いずれの A p o E遺伝子 多型においても、 DNA断片 B 2が生成されるが、 その長さは最長でも 2 0 b p以下である (長さが 1 8 b p以下の長さの DNA断片、 或いは 長さが 1 8 b pの断片及び長さが 1 3 b p以下の断片）。 このように、各 A p o E遺伝子多型に特異的な DNA断片 C、 D、 Eの長さは互いに重 なることはなく、又 3 5 b の DNA断片及ぴ DNA断片 B 2の長さも、 各 A p o E遺伝子多型に特異的な D N A断片のいずれにも重ならないの で、 A p o E遺伝子多型の判別は可能である。 尚、 上述のように、 3 5 b の DNA断片及ぴ DNA断片 B 2は、 長さが短いため分離法によつ ては同定不可能となる。
( 3) 領域 b 3から選択する場合 (図 7、 図 8) ：
この場合、 E 2に特異的な DN A断片 Eの長さは 1 8 0 b pとなる。
E 3及ぴ E 4の場合に 3 5 b pの D N A断片が生成される。 E 3に特異 的な DN A断片 Cの長さは 1 4 5 b pとなり、 E 4に特異的な DN A断 片 Dの長さは （A+ 1 4 5) b pとなる。 又、 いずれの A p o E遺伝子 多型においても、 1 8 b p、 1 3 b pの DNA断片が生成される。 3 5 b pの DN A断片及び 1 8 b p、 1 3 b pの DNA断片は、 長さが短い ため DNA分離法によっては同定不可能となる。 更に、 いずれの A p o E遺伝子多型においても最下流側 DNA断片 B 3が生成され、 その長さ は最長でも 1 3 6 b p以下 （好ましくは 1 2 0 b p以下） となる。 ここ で、 （a ) DNA断片 B 3が DN A断片 Aと分離可能な場合は、. DN A断 片 Aが E 2及び E 3で生成され、 E 4では生成されないので、 DNA断 片 Aは、 A p o E遺伝子多型の判別の根拠の一つとして利用可能となる。 一方、 （b ) 01^ 断片8 3と DNA断片 Aとが分離可能でない場合、 D N A断片 Aの有無の情報は A p o E遺伝子多型の判定に利用できないが、 1 8 0 b p (DNA断片E)、 1 4 5 b p (DNA断片C)、 （A + 1 4 5 ) b p (D N A断片 D) の DNA断片が、 それぞれ E 2、 E 3、 E 4に特 異的であるので、 これらの有無のみでも A p o E遺伝子多型の判別は可 能、 且つ、 容易である。
本実施例における配列番号 2の下流側プライマーでは、 第 2の切断位 置から 1 0 1 b p下流にプライマーの 5 ' 末端が設定されており、 図 7 に示すように、 最下流側の DNA断片 B 3の長さは 3 5 b pになる。 こ の断片は、 A p o E遗伝子多型の判定に必要な DNA断片の長さ ( 1 8 0 b p、 1 4 5 b p、 (A+ 1 4 5 ) b p ) と重なることがなく、 該下流 側プライマーは、 A p o E遗伝子多型の判定に適切である。
本発明によれば、 DNA断片 Aをも A p o E遺伝子多型の判別の根拠 の一つとして利用し、更には、 DNA断片B、 より詳細には E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する DN A断片 Bの存否及び/又はその量を利 用することによって、 更に A p o E遺伝子多型の検出、 ゲノタイピング の正確性、 信頼性を高めることができる。 以下、 この点について説明す る。
先ず、 本発明によれば、 DNA断片 Aをも A p o E遺伝子多型の判別 の根拠の一つとして利用することができる。 つまり、 DNA断片 Aは E 2及ぴ E 3において生成されるが、 E 4では生成されない。 このため、 DNA断片 Aの存在は、 それぞれ DNA断片 E、 DNA断片 Cの存在と 共に A p o E遺伝子多型の判別の根拠として利用して、 E 2又は E 3の 存在を示す。一方、 DNA断片 Aの非存在は、 E 4を示す。 この.ように、 A p o E遺伝子多型の判定の根拠を増すことにより、 判定の正確性、 信 頼性を向上させることができる。
上述のように、 本発明では、 上流側プライマーは、 第 1の切断位置よ り 6 0 b p以上の上流の位置に 5， 末端を設定する。 即ち、 6 0 b p以 上の上流の位置に設定することで、 DNA断片 Dが、 DNA断片 C、 D N A断片 Eと極めて良好に分離可能であると共に、 DNA断片 Aを、 前 述の A g i l e n t 2 1 0 0、 日立 S V 1 2 1 0、 AB I 3 1 0 0 (或 いは AB 1 3 7 0 0) 等の高解像度の DN A分離方法で良好に分離、 検 出することができる。
この観点からは、 上流側プライマーの 5 ' 末端の位置は、 第 1の切断 位置に対し 7 0 b p以上、 8 0 b p以上と、 より上流に設定するのがよ く、 より好ましくは 9 0以上上流の位置に設定する。 更に好ましくは、 1 0 0 b p以上上流の位置に 5 ' 末端の位置を設定することで、 例えば 従来一般に用いられているァガロースゲル電気泳動によっても断片 Aを 良好に分離し、 検出することができ、 更に広範囲の DN A分離方法にお いて DNA断片 Aをも A p o E遺伝子多型の判別の根拠の一つとして利 用することができる。 更に、 後述するように、 DNA断片 Bの存否及ぴ Z又は量を A p o E遺伝子多型の検出、ゲノタイビングに利用する場合、 DNA断片 Aと DNA断片 Bとの分離性を良好にする観点からも、 上流 側プライマーの 5 ' 末端は、 第 1の切断位置に対しより上流に設定する ことが好ましい。 一方、 上述の如く、 極めて良好に DNA断片 Aと DNA断片 Cとを分 離するには、 第 1の切断位置より 1 2 0以下の上流の位置に上流側ブラ イマ一の 5 ' 末端を設定するのが好ましい。 DNA断片 Cとの分離性を 更に高めるように、 上流側プライマーの 5 ' 末端は、 第 1の切断位置よ り 1 1 0 b p以下の上流の位置とすることも有効である。
次に、 本発明によれば、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する D NA断片 Bの存否によって、 制限酵素 （H a e I I ) が効果的に反応し ているか否かを判断し、 P C R産物の消化が適正に行われたか否かの判 断をすることができる。 消化反応が適正に行われたか否かを判断するこ とは、 正確で、 信頼性のある A p o E遺伝子多型の検出、 ゲノタイピン グにとつて重要である。 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する D N A断片 Bが存在するときに、有効な切断反応の存在を判断する。そして、 有効な切断反応の存在を判断した場合に、 各 DNA断片の存否の組み合 わせから、 A p o E遗伝子多型のゲノタイプを判定するようにすること ができる。 この D N A断片 Bが存在しない場合は、 その検出結果を採用 しない、 或いはゲノタイピング不能であること、 若しくは精度が低下し ていることを判断することができる。
上述のように、 本発明によれば、 下流側プライマーは、 第 2の切断位 置より 3 0 b p以上の下流の位置に 5 ' 末端を設定することで、 DNA 断片 Cと DNA断片 Eとを良好に分離できる。 ここで、 DNA断片 Bを 上記のように消化反応の良否判断の目的で利用する.ことを考えると、 下 流側プライマーは、 好ましくは、 第 2の切断位置より 70以上の下流の 位置に 5 ' 末端を設定する。 これにより、 前述の A g i 1 e n t 2 1 0 0、 日立 SV 1 2 1 0、 AB I 3 1 0 0 (或いは AB 1 3 7 0 0) 等の 高解像度の DNA分離方法を用いるとき、 DNA断片 B 2 (本実施例で は 1 8 b p、 1 3 b pの DNA断片） をこの目的のために好適に利用す ることができる。 又、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する最下流 の DNA断片の長さが DNA断片 B 1 (本実施例では 3 5 b p) と同じ である場合には DN A断片 B 1を DNA断片 B 3と共にこの目的のため に利用することができる。
又、 この目的のためには、 DNA断片の分離、 検出を良好に.行うこと ができるように、 下流側プライマーの 5， 末端の位置を 8 0 b p以上、 9 0 b p以上と、 第 2の切断位置より更に下流側に設定することが好ま しく、 より好ましくは 1 0 0 b p以上の下流の位置に設定する。 これに より、 DNA断片 B 3 (本実施例では 3 5 b pの DNA断片) をこの目 的のために好適に使用することができる。 第 2の切断位置より 1 2 6以 上の下流の位置、 1 3 6 b p以上の下流の位置と、 より下流に下流側プ ライマーの 5 ' 末端を設定することも有効である。
但し、 上述の如く、 極めて良好に DN A断片 B 3を DNA断片 Cと分 離するには、 第 2の切断位置より 1 8 5以下の下流流の位置に下流側プ ライマーの 5， 末端を設定するのが好ましい。 又、 DNA断片 A、 DN A断片 Bを上述の如く利用する場合には、 これら DNA断片 Aと DNA 断片 Bとを分離可能とする (9 b p、 好ましくは 2 0 b p、 より好まし くは 3 0 b p以上の鎖長差を設ける) 必要がある。 このように DNA断 片 Aと DNA断片 Cとの分離性が良好であるように、 下流側プライマー は、 好ましくは、 第 2の切断位置より 1 6 6 b p以下の下流の位置、 よ り好ましくは、 第 2の切断位置より 1 5 6 b p以下の下流の位置に 5， 末端の位置を設定する。
好ましくは、 DNA断片 A、 DAN断片 Bとをそれぞれ上記の目的で 使用する場合、 上流側プライマーの 5 ' 末端は、 第 1の切断位置より 1 0 0 b p以上の上流の位置に設定し、 下流側プライマーの 5 ' 末端位置 は、 第 2の切断位置より 1 5 6 b p以下の下流の位置とする。 つまり、 本発明の一態様によれば、 検出した DNA断片長の存否の組 み合わせから A p o E遺伝子多型のゲノタイプを判定する A p o E遺伝 子多型のゲノタイプ判定方法が提供される。 その一実施態様では、 DN A断片 C (本実施例では 1 4 5 b p)、 DNA断片D (本実施例では 2 5 1 b p ) 及び DNA断片 E (本実施例では 1 8 0 b p ) の存否.を A p o E遺伝子多型のゲノタイプの判定に用い、 （ a )断片 Eのみの存在により E 2/E 2を判定し ； （b ) 断片 Cのみの存在により E 3 /E 3を判定 し ； （c ) 断片 Dのみの存在により E 4/E 4を判定し ； （ d) 断片 E及 び断片 Cのみの存在により E 2/E 3を判定し； ( e ) 断片 D及ぴ断片 E のみの存在により E 2/E 4を判定し； ( f ) 断片 D及び断片 Cのみの存 在により E 3/E 4を判定することができる。
又、 断片 A、 断片 C、 断片 D及び断片 Eの存否を A p o E遣伝子多型 のゲノタイプの判定に用い、 ( a )断片 E及び断片 Aのみの存在により E 2/E 2を判定し；（b )断片 C及び断片 Aのみの存在により E 3 /E 3 を判定し； ( c )断片 Dの存在及び断片 Aの非存在により E 4/E 4を判 定し； ( d) 断片 E、 断片 C及ぴ断片 Aのみの存在により E 2/E 3を判 定し； ( e ) 断片 D、 断片 E及び断片 Aのみの存在により E 2/E 4を判 定し；（ f ) 断片 D、 断片 C及び断片 Aのみの存在によりゲノタイプ E 3 /E 4を判定することができる。
そして、 更に、 断片 Bの存在により、 制限酵素による切断段階におけ る有効な切断反応の存在を判断し、 該有効な切断の存在を判断した場合 に、 DNA断片長の存否の組み合わせから A p o E遺伝子多型のゲノタ イブを判定することができる。 断片 Aの存否を A p o E遺伝子多型のゲ ノタイプの判定に用い、 断片 Aの非存在によりゲノタイプ E 4/E 4を 判定することもできる。
ところで、 目的の遺伝子領域を複製する過程において、 ヘテロ二本鎖 (ヘテロデュプレックス）が生じることがある。ヘテロ二本鎖は、特に、
Ap 0 E遺伝子多型のゲノタイプがヘテロの場合 （E 2ZE 3、 E 2/ E 4、 E 3ZE 4)の場合に問題となる。以下この点について説明する。 図 1 6 (a)、 （b)、 ( c ) は、 E 2/E 3、 E 2/E 4 N E 3/E 4 の各ゲノタイプについてヘテロデュプレックスが生じた場合の DN A制 限断片のパターンを本実施例に則して模式的に示したものである （ここ では、 説明の容易化のために最下流の 3 5 b p (01^ 断片83) は無 視する。）。
P C Rの過程で仮に 50 %がヘテロ二本鎖を形成したとすると、 E 2 /E 3ゲノタイプでは、 図 1 6 (a) に示すように、 50 %が E 2 E 3二本鎖 (ヘテロ二本鎖) が 50 %、 E 3 /E 3二本鎖が 25 %、 E 2 /E 2二本鎖が 25 %生成する。 そして、 へテ口二本鎖では第 2の制限 酵素 （H a e I I ) の認識配列が消失し、 第 2の切断位置が切断されな くなる。 その結果、 見かけ上では、 E 2 ( 1 0 6 b p、 1 8 0 b pの D N A断片) が 7 5 %、 E 3 ( 3 5 b p、 1 06 b p、 1 45 b pの DN A断片) が 25 %となる。
又、 E 3 /E 4ゲノタイプでは、 同様に考えると、 図 1 6 ( c ) に示 すようになる。 そして、 ヘテロ二本鎖では第 1の制限酵素 (A f 1 I I
I ) の認識配列が消失し、 第 1の切断位置が切断されなくなる。 その結 果、見かけ上では、 E 4 (3 5 b p、 25 1 b pの D N A断片)が 7 5 %、 E 3 ( 3 5 b p、 1 06 b p、 145 b pの D N A断片) が 25 %とな る。
一方、 E 2ZE 4ゲノタイプでは、 同様に考えると、 図 1 6 ( b ) に 示すようになる。 そして、 ヘテロ二本鎖では第 1及ぴ第 2の酵素 .（A f
I I I I及ぴ H a e I I ) の認識配列が消失し、 第 1及ぴ第 2の位置が 切断されなくなる。 第 2の切断位置より下流の切断位置ではへテロ二本 鎖であっても切断されるので、 E 2/E 4二本鎖 （ヘテロ二本鎖） に特 異的な、 本実施例では 2 8 6 b pの DN A断片 （以下 「ヘテロ二本鎖断 片という。） が生成する。 即ち、 ヘテロ二本鎖断片は、 配列 A、 配列 B及 ぴ配列 Cを含む。 その結果、 見かけ上では、 E 4 (3 5 b p、 2 5 1 b pの DNA断片） が 2 5 %、 E 2 ( 1 0 6 b p、 1 8 0 b pの断片） 力 S 2 5 %、ヘテロ二本鎖断片（ 2 8 6 b pの DNA断片）が 5 0%となる。 図 1 7は、 ヘテロ二本鎖の生成をも考慮した場合における本実施例に 即した各ゲノタイプでの DN A断片の分離パターンを模式的に示す。 図 示の通り、 E 2ZE 3では、 1 8 0 b pにへテロ二本鎖の生成による太 いパンドが出現し、 E 2/E 4では 2 8 6 b pにへテ口二本鎖の生成に よる新たなパンドが出現し、 E 3/E 4では 2 5 1 b pにへテロ二本鎖 の生成による太いバンドが出現する。 このことから、 ヘテロ二本鎖断片
( 2 8 6 b pの D N A断片) の出現は、 E 4 / E 4ゲノタイプを示し、 アポリポタンパク E遣伝子多型のゲノタイプ判定の根拠の一つとして利 用することができる。
図 1 7から理解されるように、 本発明によれば、 ヘテロ二本鎖が生成 しても、各 A p o E遗伝子多型の検出、ゲノタイビングが可能であるが、 本発明によれば、 ヘテロ二本鎖の生成をも考慮することで、 更に A p o E遗伝子多型の検出、 ゲノタイピング正確さ、 信頼性を高めることがで きる。 以下、 この点について説明する。
つまり、 本発明によれば、 上述のように、 E 2、 E 3、 E 4の全てに ついて生成する DN A断片 Bの出現によって、 制限酵素が効果的に反応 しているかを判断し、 P C R産物の消化が適正に行われたか否かを判断 することができる。 更に、 この DNA断片 Bの量を定量することによつ て、 消化反応全体に寄与し、 ゲノタイピングの用に供することのできる DN A全量の予測が可能となる。 そして、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する DNA断片 Bを定 量した結果に基づいて、 それぞれのゲノタイプに関係付けることのでき る断片 （各.ゲノタイプで出現する特異的な DNA制限断片パターンを構 成するそれぞれの DNA断片）、 特に、 DNA断片 A、 DNA断片 C、 D NA断片 D及びノ又は DNA断片 Eをより正確に評価することが可能と なる。 つまり、 それらの DNA断片の存在をより正確に判断することが できる。 即ち、 DNA断片 A、 DNA断片 C、 DNA断片 D及び Z又は DNA断片 Eを定量し、 その量と、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生 成する DN A断片 Bの量から推定されるそれらの量とを比較する。 これ により、 DNA断片 A、 DNA断片 C、 D N A断片 D及び/又は D N A 断片 Eがその推定量に相当する量存在するときに、 該 DN A断片が出現 したものと判断することができる。
特に、 ヘテロ接合体 （E 2/E 3、 E 2/E 4、 E 3 /E 4 ) につい ては、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する DNA断片 Bを定量し た結果に基づいて、 ヘテロ二本鎖の生成割合を求めることができる。 そ して、この D N A断片 Bの量と、ヘテロ二本鎖の生成割合とに基づいて、 それぞれのゲノタイプに関係付けることのできる DNA断片 (各ゲノタ イブで出現する特異的な DN A制限断片パターンを構成するそれぞれの DN A断片）、 特に、 DNA断片 A、 DNA断片 C、 DNA断片 D及び/ 又は DNA断片 Eをより正確に正確に評価することが可能となる。 つま り、 それらの DNA断片の存在をより正確に判断することができる。 即 ち、 DNA断片 A、 DNA断片 C、 D N A断片 D及び/又は D N A断片 Eを定量し、 その量と、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する D N A断片 Bの量及びへテロ二本鎖の生成割合から推定されるそれらの量と を比較する。 これにより、 DNA断片 A、 DNA断片 C、 DNA断片 D 及ぴノ又は DNA断片 Eがその推定量に相当する量存在するときに、 該 DN A断片が出現したものと判断することができる。
特に、 各 DN A断片の定量は、 例えば、 前述の日立 S V 1 2 1 0、 A g i 1 e n t 2 1 0 0などの近年開発された D N A分離方法を用いれば、 ピークを定量することで極めて簡単に行うことができる。 自動処理化す ることも比較的容易である。
以下、この方法の一例を説明する。説明の容易化のために、はじめに、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する DNA断片 Bとして最下流の DN A断片 B 3を用いるものとし、 且つ、 この DNA断片 B 3が 8 0 b pである場合について説明する。 図 2 0は、 この場合の各ゲノタイプで の DN A断片の分離パターンを模式的に示す。
先ず、ヘテロ二本鎖が生成することのあるへテロ接合体（E 2/E 3、 E 2 /E 4、 E 3/E 4) について説明する。
E 2 /E 3の場合、 テンプレート DNAを E 2 a/E 2 b二本鎖、 E 3 a /E 3 b二本鎖であるとすると、 P CRによる増幅の過程でヘテロ 二本鎖が生成すると、 P CR産物、 生成する D N A制限断片長の組み合 わせ、 それぞれの産物 （DNA制限断片） の量の関係は下記表 1に示す ようになる。 尚、 表には、 増幅された後切断された P CR産物の全量が 1 0 0 p m o 1で、 ヘテロ二本鎖の生成割合が 5 0 %であるとした例を 示す。 又、 図 2 1 (a) に表 1の場合における各 DN A断片の出現量を 示す。
E2/E3 (テンプレー卜： E2a/E2b， E3a/E3b)
PCR産物
(全量 10Opmol,ヘテロ二本鎖 酵素反応後 それぞれの が 50%出現すると仮定する） の DNA断片 産物の量
Figure imgf000037_0001
合計 (pmol) 25 100 100 25 75 図 2 0に示すように、 E 2、 E 3、 E 4の全て、 即ち、 全てのゲノタ イブで 8 0 b pの D NA断片 （D NA断片 B 3 )、 1 8 b p、 1 3 b pの D NA断片 (D NA断片 B 2 ) が出現し、 その数は、 増幅された後に切 断された D NAの数 (以下 「反応 D NA全量」 という。） と同じとなる。 この場合、 8 0 13 の01^ 断片 （D NA断片B 3 ) の量 （測定値） を a ( p m o l )、 1 4 5 b p (D NA断片 C) 又は 3 5 b p (D NA断 片 B 1 ) の D NA断片の量 （測定値） を β ( p m o l ) とすると、 へテ ロニ本鎖の生成割合 X (%) は、
X (%) = ί( α ~ 2 β ) / a ] X 1 0 0
となる。 即ち、 ヘテロ二本鎖に特異的な D NA断片の生成しない E 2Z E 3の場合は、 ヘテロ二本鎖以外の二本鎖のみに由来する各 D N A断片 の量（測定値） （ヘテロ二本鎖以外の二本鎖全体の量はその 2倍と推定で きる。） と、 8 0 b pの D N A断片の量 （測定値） （即ち、 反応 D NA全 量） とから、 ヘテロ二本鎖の生成割合を求める。
そして、 求めたヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) と、 8 0 b pのD N A断片 （D NA断片 B 3 ) の量から、 各 D NA断片の量を予測 （推定） することができる。 つまり、 下記、 1 8 O b の （DNA断片 E) の推定量： , {[( 1 00— X) X 0. 0 1] / 2 } α + ( α X X X 0. 0 1 )
145 b ρ (DNA断片 C) の推定量：
{[( 1 00 -X) X 0. 01] / 2 } X a
1 06 b p (DNA断片 A) の推定量：
{[( 1 00 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X 2 X α + ( α X X X 0. 0 1 ) 3 5 b p (DNA断片 Β 1) の推定量：
{[(1 00— X) X 0. 01] / 2 } X a
により各 DN A断片の量を推定することができる。
次に、 E 3/E 4の場合、 テンプレート DNAを E 3 a /E 3 b二本 鎖、 E 4 a ZE 4 b二本鎖であるとすると、 上記 E 2 E 3の場合と同 様に考えた場合、 下記表 2、 図 2 1 ( c ) に示すようになる。
表 2
E3/E4 (テンプレー卜 = E3a/E3b, E4a/E4b)
PGR産物
(全量 100pmol,ヘテロニ本鎮 それぞれの が 50%出現すると仮定する） の DNA断片 産物の量
Figure imgf000038_0001
合計 (pmol) 100100 25 25 75 この場合、 上記 E 3/E 4の場合と同様に考えて、 80 b pのDNA 断片 （DNA断片B 3 ) の量（測定値） を o; (pmo l )、 145 b p (D NA断片 C) 又は 1 06 b p (DNA断片 A) の量 （測定値） を j3 ( p mo 1 ) とすると、 ヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) は、
X (%) = ί ( α - 2 β ) / α X 1 00 となる。 そして、 上記 E 2ZE 3の場合と同様に考えて、 各 DNA断片 の推定量は、 下記、
2 5 1 b p (DNADf片 D) の推定量：
{[( 1 0 0— X) X 0. 0 1 ] / 2 } X α + ( α X X X 0. 0 1 ) 1 4 5 b p (DNA断片 C) の推定量：
{[( 1 0 0 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X a
1 0 6 b p (DNA断片 A) の推定量：
{[( 1 0 0— X) X 0. 0 1 ] ノ 2 } X a
3 5 b p (DNA断片 B 1 ) の推定量：
{[( 1 0 0 -X) X 0. 0 1 ] / 2 } X 2 X α + (α XX X 0. 0 1 ) となる。 ·
—方、 Ε 2 Ε 4の場合、 テンプレート D Ν Αを Ε 2 a E 2 b二本 鎖、 E 4 a /E 4 b二本鎖であるとすると、 上記 E 2/E 3、 E 3 /E 4の場合と同様に考えた場合、 下記表 3、 図 2 1 (b ) に示すようにな る。
i 3
E2/E4 (テンプレー卜： E2a/E2b， E4a/E4b)
PCR産物
(全量 "!OOpmol,ヘテロ二本鎖 酵素反応後 それぞれの が 50%出現すると仮定する） の DMA断片 産物の量
E2a/E2b E2/E2 (δθ]ίΐ06|ΐ180Ι 25pmol E4a/E4b E4/E4 35 80 251 25pmol
E2a/E4b ヘテロ
E2b/E4a '二本鎖 L [286l50pmol 合計 (pmol) 25100 25 25 25 50 図 2 0に示すように、 上記 E 2ZE 3、 E 3 ZE 4の場合と同様、 全 てのゲノタイプで 8 0 b pの DN A断片 （D NA断片B 3)、 1 8 b p、 1 3 b pの D NA断片 （D NA断片 B 2 ) が出現し、 その数は、 反応 D NA全量と同じとなる。
そして、 この場合、 8 0 b pの D NA断片 （0 断片8 3 ) の量（測 定値） を α ( p m ο 1 )、 2 8 6 b p (ヘテロデュプレクス断片) の量（測 定値） を γ ( p m o 1 ) とすると、 ヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) は、
X (%) = γ / α Χ 1 0 0
となる。 即ち、 ヘテロ二本鎖に特異的な断片の生成する Ε 2 /Ε 4の場 合は、 ヘテロ二本鎖のみに由来する D NA断片の量 （測定値） と、 8 0 b pの D NA断片 （DNA断片 B 3 ) の量 （測定値） （即ち、 反応 D NA 全量) とから、 ヘテロ二本鎖の生成割合を求めることができる。
或いは、 上記 E 2 /E 3の場合と同様に考えて、 8 0 b pの D NA断 片 (D N A断片 B 3 ) の量 (測定値) を a、 2 5 1 b p (D NA断片D)、 1 8 0 b p (D NA断片E) 又は 1 0 6 b p (D NA断片 A) の量 （測 定値） を βとすると、 ヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) は、
X (%) = [( a - 2 β ) ] X 1 0 0
と ぶる。
そして、 各 D NA断片の推定量は、 下記、
2 5 1 b p (D NA断片 D) の推定量：
{[( 1 0 0 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X a
1 8 0 b p (D NA断片 E) の推定量：
{[( 1 0 0 — X) X 0. 0 1 ] / 2 } X a
1 0 6 b p (D NA断片 A) の推定量：
{[( 1 0 0 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X a
3 5 b p (D NA断片 B 1 ) の推定量：
{[( 1 0 0 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X a
となる。 以上のようにして、 ヘテロ接合体についての各 DN A断片の量を推定 することができる。 そして、 各 DN A断片の定量値 （測定値） 力 その 推定量に整合する場合、即ち、推定量に相当する量だけ存在するときに、 該 DNA断片が出現したものと判断することができる。 尚、 推定量との 誤差がどの程度の場合に該 DNA断片が出現したものと判断するかは、 適宜、 選定することができる。
尚、 上述では、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する DNA断片 Bとして、 8 0 b pのDNA断片 （DNA断片 B 3) を用いた場合を例 に説明したが、 同様にして、 1 8 b p、 1 3 b pの DNA断片 （DNA 断片 B 2) を用いることもできる。
又、 ヘテロ二本鎖が問題になるのはへテロ接合体の場合であるが、 ホ モ接合体の場合においても、 上述したように、 E 2、 E 3、 E 4の全て について生成する DN A断片 Bを定董した結果に基づいて、 それぞれの ゲノタイプに関係付けることのできる DNA断片、特に、 DNA断片 A、 DNA断片C、 D N A断片 D及ぴ Z又は' DNA断片 Eの存在をより正確 に判断することができる。
つまり、 上記へテロ接合体の場合と同様に、 増幅された後切断された P C R産物の全量が l O O p mo lであると仮定した場合の、 各ゲノタ イブで生成する各 DNA断片の量 （推定量） を図 2 2に示す。 酵素処理 後には、 P C Rで増幅された後切断された DN Aの数（反応 DNA全量）' と同じだけ、 1 3 b p、 1 8 b p、 8 0 b pの DNA断片が生成される。 そして、 E 2/E 2、 E 3/E 3、 E 4 /E 4のサンプルではへテ口二 本鎖が生成されないため、 E 2/E 2では 1 0 6 b p、 1 8 0 b pの断 片、 E 3/E 3では 3 5 b p、 1 0 6 b p、 1 4 5 b pの断片、 E 4/ E 4では 3 5 b p、 2 5 1 b pの断片が、 この D N A断片の数と同じだ け生成される。 このように、 ホモ接合体についても、 各 DNA断片の量 を推定することができる。そして、各 DN A断片の定量値（測定値） 力 その推定量に整合する場合、 即ち、 推定量に相当する量だけ存在すると きに、 該 DNA断片が出現したものと判断することができる。
次に、 最下流の DNA断片 B 3の長さが DNA断片 B 1 (本実施例で は 3 5 b p) と同じである場合について説明する。 この場合、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成するこの鎖長の DNA断片 B (DNA断片 8 1及ぴ 3) を定量した結果に基づいてヘテロ二本鎖の生成割合、 各 DN A断片の推定量を求めることができる。 以下この場合について本実 施例に則して説明する。 この場合の各ゲノタイプでの DNA断片の分離 パターンは、 前述のように、 図 1 7に示すようになる。
先ず、ヘテロ二本鎖が生成することのあるへテロ接合体（E 2/E 3、 E 2/E 4、 E 3/E 4) について説明する。
E 2/E 3の場合、 テンプレート DNAを E 2 a / E 2 b二本鎖、 E 3 a /E 3 b二本鎖であるとすると、 P C Rによる増幅の過程でへテ口 二本鎖が生成すると、 P CR産物、 生成する D N A制限断片長の組み合 わせ、 それぞれの産物 （DNA制限断片） の量の関係は下記表 4に示す ようになる。 尚、 表には、 増幅された後切断された P C R産物の全量が 1 0 0 p m o 1で、 ヘテロ二本鎖の生成割合が 5 0 %であるとした例を 示す。 又、 表中、 便宜的に、 3 5 b pの DNA断片の鎖長は、 DNA断 片 B 1 (E 3、 E 4において生成) を 3 5 ( a ) b p、 DNA断片 B 3 (E 2、 E 3又は E 4の全てで生成) を 3 5 ( b ) b pとして区別して いる。 そして、 図 1 8 (a) に、 表 1の場合における各 DNA断片の出 現量を示す。 表 4
E2/E3 (テンプレー卜： E2a/E2a, E3a/E3a)
PCR産物
(全量 100pmol，ヘテロ二本鎖 酵素反応後 それぞれの
Figure imgf000043_0001
合計 (pmol) 125 100 25 75
'図 1 7から分かるように、 3 5 b pの DNA断片は、 E 2、 E 3、 E 4の全て、 即ち、 全てのゲノタイプで出現する。 但し、 その量には、 上 述の DNA断片 B 1由来のものと、 D N A断片 B 3由来のものとが含ま れている。
この場合、 3 5 b pの DNA断片の量 （測定値） を a， (p m o 1 )、 1 4 5 b p (DNA断片 C) の DNA断片の量 (測定値) を β ( p m o 1 ) とすると、 ヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) は、
X (%) = [( α， - 3 jS ) / ( a， 一 ]3 )] X 1 0 0
となる。 即ち、 E 2 /E 2二本鎖及びへテロ二本鎖からは DN A断片 B 3 (表中 3 5 ( b )) のみが生成するが、 E 3/E 3二本鎖からは DN A 断片 B 1 (表中 3 5 ( a )) 及ぴ DNA断片 B 3 (表中 3 5 (b )) が生 成する。 この E 3/E 3二本鎖から生成する DNA断片 B 1 (表中 3 5 ( a ))) の量は、 E 3ZE 3二本鎖のみから生成する 1 4 5 b pの DN A断片 （DNA断片 C) の量と同じである （表中 3 5 (b ) も同じ量で ある） ので、 3 5 b pの DNA断片の量 （α，） から ]3を差し引いたもの が、反応 DN A全量となる。つまり、 3 5 b pの DNA断片の量 α ' は、 表 1を参照して説明した例における （α + β ) に相当する。 そして、 求めたヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) と、 ：3 5 の0 A断片 （D NA断片 B 3 ) の量から、 各 D NA断片の量を予測 （推定） することができる。 つまり、 下記、
1 8 0 b pの （D NA断片 E) の推定量：
{[( 1 0 0 — X) X 0. 0 1 ] / 2 } X ( α.' 一 β ) + [( a ' - β ) X X X 0. 0 1 ]
1 4 5 b p (D NA断片 C) の推定量：
{[( 1 0 0 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X ( a， ― β )
1 0 6 b p (D NA断片 A) の推定量：
{[( 1 0 0 — X) X 0 · 0 1 ] / 2 } X 2 X ( a ' ― β )
+ [( α ' - β ) X X X 0. 0 1 ]
により各 D NA断片の量を推定することができる。
次に、 E 3 /E 4の場合、 テンプレート D NAを E 3 a /E 3 b二本 鎖、 E 4 a /E 4 b二本鎖であるとすると、 上記 E 2 /E 3と同様に考 えた場合、 下記表 5、 図 1 8 ( c ) に示すようになる。
衣 o
E3/E4 (テンプレー卜： E3a/E3b, E4a/E4b)
PGR産物
(全量 100pmol,ヘテロ二本鎖 酵素反応後 それぞれの
Figure imgf000044_0001
合計 (pmol) 200 25 25 75 この場合、 3 5 b pの D NA断片の量 （測定値） を α，， （ p m ο 1 )、 1 4 5 b p (D NA断片 C) の D NA断片の量 （測定値） を ]3 ( p m o 1 ) とすると、 ヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) は、
X (%) = [ ( a " / 2 ) - 2 J3 ] / ( a " / 2 )] X 1 0 0
となる。 即ち、 E 3 /E 3二本鎖、 E 4 ZE 4二本鎖及ぴヘテロ二本鎖 の全てから、 D NA断片 B 1 (表中 3 5 ( a )) 及ぴ D NA断片 B 3 (表 中 3 5 ( b )) が生成する。 従って、 3 5 b pの DNA断片の量 （α，，） の 1 Ζ 2が反応 D Ν Α全量となる。 つまり、 3 5 b pの D NA断片の量 α " は、 表 2を参照して説明した例における 2 ひに相当する。
そして、 上記 Ε 2 ΖΕ 3の場合と同様に考えて、 各 D NA断片の量の 推定量は、 下記、
2 5 1 b p (D N A断片 D) の推定量：
{[( 1 0 0 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X ( α " / 2 ) + [( α " / 2 ) X X X 0. 0 1 ]
1 4 5 b p (D NA断片 C) の推定量：
{[( 1 0 0 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X ( α " / 2 )
1 0 6 b p (D NA断片 A) の推定量：
{[( 1 0 0— X) X 0. 0 1 ] / 2 } X ( α ' ' / 2 )
となる。
一方、 Ε 2 /Ε 4の場合、 テンプレート D NAを Ε 2 a /Ε 2 b二本 鎖、 E 4 a /E 4 b二本鎖であるとすると、 上記 E 2 " E 3、 E 3 /E 4の場合と同様に考えた場合、 下記表 6、 図 1 8 ( b ) に示すようにな る。 表 6
E2/E4 (テンプレー卜 = E2a/E2b, E4a/E4b)
PCR産物
(全量 100pmol，ヘテロ二本鎖 酵素反応後 それぞれの
Figure imgf000046_0001
合計 (pmol) 125 25 25 25 50 この場合、 3 5 b pの D N A断片の量を a， （p m o l )、 2 5 1 b p の D N A断片 (或いは 1 0 6 b p、 1 8 0 b pのそれの D N A断片) の 量を β、 2 8 6 b ρ (ヘテロデュプレクス断片） の量を γ (pm o l ) とすると、 ヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) は、
X (%) = γ / (a ' - β ) X 1 0 0
となる。 即ち、 Ε 2 /Ε 2二本鎖及びへテロ二本鎖からは DN Α断片 Β 3 (表中 3 5 ( b )) のみが生成するが、 E 4/E 4二本鎖からは、 DN A断片 B 1 (表中 3 5 (a )) 及び DNA断片 B 3 (表中 3 5 (b )) が 生成する。 この E 4/E 4二本鎖から生成する DNA断片 B 1 (表中 3 5 (a ))) の量は、 E 4/E 4二本鎖のみから生成する 2 5 1 b pの D N A断片 (或いは、 E 2 /E 2二本鎖からのみ生成する 1 0 6 b p、 1 8 0 b pのそれの D N A断片） の量と同じであるので、 3 5 b pの DN A断片の量 ') .から ]3を差し引いたものが、 反応 DNA全量となる。 つまり、 3 5 b pの DN A断片の量ひ， は、 表 3の場合の （α + ]3) に 相当する。
或いは、 上記 Ε 2 /Ε 3の場合と同様に考えて、 3 5 b pの DNA断 片の量を α '、 2 5 1 b p (DNA断片 D)、 1 8 0 b p (DNA断片 E) 又は 1 0 6 b p (DNA断片 A) の量を ;3とすると、 ヘテロ二本鎖の生 成割合 X (%) は、
X (%) = [(«， — 3 0 ) / ( a， - J3 )] X 1 00
となる。
そして、 求めたヘテロ二本鎖の生成割合 X (%) と、 3 5 b.pのDN A断片の量から、 各 DNA断片の量を予測 （推定） することができる。 つまり、 下記、
2 5 1 b p (DNA断片 D) の推定量：
{[( 1 00 - X) X 0. 0 1 ] / 2 } X ( a ' ― β )
1 80 b p (DNA断片 E) の推定量：
{[( 1 00 -X) X 0. 0 1 ] / 2 } X ( a ' - β )
1 06 b p (DNA断片 A) の推定量：
{[( 1 00 -X) X 0 · 0 1] / 2 } X ( a， - β )
により各 DN Α断片の量を推定することができる。
以上のようにして、 ヘテロ接合体についての各 DN A断片の量を推定 することができる。 そして、 各 DN A断片がその推定量に相当する量だ け存在するときに、 該 DN A断片が出現したものと判断することができ る。
又、 ホモ接合体の場合は、 次のようになる。 増幅された後切断された P C R産物の全量が l O O pmo lであると仮定した場合の、 各ゲノタ イブで生成する各 DNA断片の量 （推定量） を図 1 9に示す。 E 2/E 2については、 酵素処理後には、 P C Rで増幅された後切断された DN Aの数 （反応 DNA全量） と同じだけ、 3 5 b pの DNA断片が生成さ れる。 一方、 E 3/E 3、 E 4ZE 4については、 P CRで増幅された 後切断された DNAの数 （反応 DNA全量） の 2倍、 3 5 b pのDNA 断片が生成される。 そして、 E 2,E 2、 E 3/E 3 , E 4 / E 4のサンプルではへテロ 二本鎖が生成されないため、 E 2ZE 2では 1 0 6 b p、 1 8 0 b の 断片が、 この DNA断片の数と同じだけ生成される。 一方、 E 3 /E 3 では 1 0 6 b p、 1 4 5 b pの断片が 3 5 b pの DNA断片の 1 / 2だ け生成し、 E 4ZE 4では 2 5 1 b pの断片が 3 5 b pの D N.A断片の 1 2だけ生成される。 このように、 ホモ接合体についても、 各 DNA 断片の量を推定することができる。 そして、 各 DNA断片がその推定量 に相当する量だけ存在するときに、 該 DN A断片が出現したものと判断 することができる。
ところで、 図 2 7は、 上記非特許文献 1 0に開示される方法による A p o E遺伝子多型の各ゲノタイプでの DN A断片の分離パターンを模式 的に示す。 上述のように、 この方法では、 ゲノム DN Aから下記のプラ イマ一対、
F 5， -T C CAAGGAG C TG CAGG C GG C G CA
R 5 ' -G C C C C GG C C TGGTACAC T G C CA
を用いて A p o E遺伝子特異的な領域を増幅し、 2種類の制限酵素 A f 1 I I I、 H a e I Iを用いて断片化する。 そして、 図 2 7に示すよう に、 それぞれ E 3、 E 2、 E 4に特異的な 1 4 5 b p、 1 6 8 b p、 1 9 5 b pの D N A制限断片が得られる。
しかしながら、 上記非特許文献 1 0は、 E 2及ぴ E 3で出現し、 E 4 で出現しない最上流の DNA断片を A p o E遺伝子多型の判別の根拠と して用いることについては何ら言及していない。
又、 この方法では、 全てのゲノタイプで生成する DN A断片はなく、 いずれかの D N A断片の存否によって P C R産物の消化が適正に行われ たか否かの判断をすることは不可能である。 又、 同様に、 全てのゲノタ イブで生成する DN A断片はないので、 いずれかの DN A断片の量を定 量することによって、 複製された後制限酵素で切断され、 ゲノタイピン グの用に供することのできる DN Aの全量を予測することができない。 従って、 ヘテロ二本鎖の発生割合を求めることも不可能である。
又、 上記非特許文献 1 0の方法では、 未消化フラグメント （2 1 8 b p ) 力 E 2/E 4の場合に生成し得るヘテロ二本鎖 （ 2 1 8 b p ) と 同じであるため、 ヘテロ二本鎖が生成したのか、 酵素反応が起こってい るのかどうかの確認することはできない。 そのため、 タイピングを誤る 可能性がある。 これに対して、 本発明によれば、 E 2、 E 3、 E 4の全 てについて生成する D N A断片 Bの存否により P C R産物の適正な消化 が行われたか否かを判断できるのに加え、 E 2/E 4の場合には、 酵素 が反応した場合、 P C R産物の断片 （図 1 7に示す例では 3 5 2 b p、 図 2 0の例では 3 9 7 b p ) は必然的に切断され、 短い断片 ( 2 8 6 b p ) の出現によって反応が進んでいることを容易に確認できる。
つまり、本発明に従う A p o E遗伝子多型のゲノタイプ判定方法では、 更に、 0 £遺伝子多型£ 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する断 片 B (図 1 7の例では 3 5 b p、 1 8 b p若しくは 1 3 b p、 図 2 0の 例では 8 0 b p) を定量した結果に基づいて、 断片 A、 断片 C、 断片 D 及び/又は断片 Eの存否を判断することができる。 更に、 該断片 Bを定 量した結果に基づいて求めたヘテロ二本鎖の生成割合に基づいて、 断片 A、 断片 C、 断片 D及び 又は断片 Eの存否を判断することができる。 尚、 ヘテロ二本鎖 (図 1 7、 2 0の例では 2 8 6 b p ) の存否を A p o E遺伝子多型のゲノタイプの判定に用いることができ、 該ヘテロ二本鎖 の存在によりゲノタイプ E 2/E 4を判定することができる。
以上、 本発明によれば、 A p o E遺伝子多型の検出、 ゲノタイピング の正確性、 信頼性を更に向上させることについて説明した。
尚、 蛍光物質などの標識物質によってプライマーを修飾することに'よ り、その標識物質を利用した DNA断片の分離、同定方法も可能である。 本発明に係る A p o E遺伝子多型の検出試薬は、 一実施態様では、 上 記 A p o E遺伝子に特異的なプライマー対を含む増幅試薬である。 増幅 試薬は更に、 耐熱性 DN Aポリメラーゼ、 d NT P ( d AT P d GT P、 d TT P、 d C T P)、 緩衝液のいずれか若しくは全てを含んでいる か、 又は組み合わされた試薬セットとされていてよい。 詳しくは後述す るように、 所望に応じて d NT Pは、 標識物質 （例えば蛍光物質） で標 識されていてもよい。 使用し得る耐熱性 DN Aポリメラーゼとしては、 T a qポリメラーゼ、 K O Dポリメラーゼ、 V e n tポリメラーゼなど の耐熱性ポリメラーゼが挙げられる力 S、上記プライマー対（配列番号 1、 2) を用いる場合には、 T a qポリメラーゼが好適である。 緩衝液は、 使用される耐熱性 DN Aポリメラーゼに応じて選択すればよい。 増幅試 薬は更に、 塩、 保存料 （例えば、 防腐剤 （アジ化ナトリゥム等）、 酸化防 止剤）、 DMS O、 ホルムアミ ド、 ベタイン、 ゼラチンなどの適当な添加 成分のいずれか若しくは全てを含んでいるか、 又は組み合わされた試薬 セッ トとされていてよい。 増幅試薬に含まれる若しくは組み合わされる 諸成分の選択、 濃度等の条件については、 当業者は通常行う実験などを 通して適宜選択することができる。
本発明に係る A p o E遺伝子多型の検出試薬は、 他の実施態様では、 上記所定の制限酵素を含む消化試薬である。 この消化試薬は更に、 緩衝 液を含んでいるか、 若しくは組み合わされた試薬セッ トとされていてよ い。 緩衝液は、 使用する制限酵素に応じて選択されるが、 制限酵素が A f 1 I I I、 H a e I Iの組合せであるとき、 中または高塩濃度緩衝液 を好適に使用することができる。消化試薬は更に、塩、保存料（例えば、 防腐剤 （アジ化ナトリウム等）、 酸化防止剤）、 B SA、 グリセロール、 ジチオスレィ トール （DTT) などの適当な添加成分のいずれか若しく は全てを含んでいるか、 又は組み合わされた試薬セッ トとされていてよ い。 消化試薬に含まれる若しくは組み合わされる諸成分の選択、 濃度等 の条件については、 当業者は通常行う実験などを通して適宜選択するこ とができる。
更に、 他の実施態様では、 Ap o E遺伝子多型の検出試薬は、 上記増 幅試薬、 消化試薬とが組み合わされた試薬セッ トとされていてもよい。 本発明に係る Ap o E遺伝子多型検出方法は、 （1)試料から抽出され たゲノム DN Aをテンプレートとして、 A p o E遺伝子に特異的なプラ イマ一対を用いて P CR法によって Ap o E遺伝子の多型領域を增幅し、 (2)増幅された DN Aを所定の制限酵素を用いて切断し、 （3)切断し た DN A制限断片'を分離し、 分離された DN A制限断片を検出する各段 階を含む。 更に、 本発明に係る A p o E遗伝子多型検出方法は、 (4) 検 出した DN A断片長の組合せから A p o E遺伝子多型のゲノタイビング を行う段階を含んでいてよい。
試料は、 ゲノム DN Aを抽出することが可能であれば何を用いても構 わない。 例えば、 末梢血液、 毛根、 爪、 口腔粘膜などが例示される。 好 ましくは末梢血液である。
試料からのゲノム DNAの抽出方法としては、 如何なる手法をも用い 得るが、 例えば、 市販の DNA精製キッ トを用いて、 試料としての末梢 血液から白血球を分離し、 該白血球から市販の DNA精製キットを用い てゲノム DN Aを抽出することができる。 この目的に好適に使用し得る D N A精製キッ トカ S、 Wizard Plus Midipreps DNA Purification System としてプロメガ社から市販されている。 このキッ トを用いた D NA抽出の操作には 3〜4時間ほど要する。 一方、 ボイリング法と呼ば れる D N A抽出方法（例えば、 Applied Biosystems社の PrepMan Ultra Reagent) を用いれば 20分ほどで P C R法においてテンプレートとす るのに十分な量のゲノム DN Aが得られる。
A p o E遺伝子の多型領域は、 一般的にサーマルサイクラ一と呼ばれ る DNA増幅装置を用いて P CR法によって増幅することができる。 ゲ ノム DN Aをテンプレートとして用いる場合、 ゲノム DN A 2本鎖を加 熱して変性し、 1本鎖にする （変性）。 次に、 増幅したい特定部位の DN A鎖の両端に相補的な 2種類のオリゴヌクレオチドプライマ一 （プライ マー対） を反応系に過剰に加えた状態で温度を下げると、 プライマーが DN A鎖の相補的な部位と 2本鎖を形成する （アニーリング）。 この状態 で D N A合成基質のデォキシヌクレオシド 3 リン酸 ( d N T P ) と DN Aポリメラーゼを作用させると、 ポリメラーゼはプライ.マー部位から D NA相補鎖を合成していく （伸長反応）。 引き続き、 得られた 2本鎖を加 熱して 1本鎖として、 プライマーのアニーリング、 伸長反応を行い、 再 度得られた 2本鎖を 1本鎖とする反応を繰り返す。
P CR反応条件、 即ち、 P CR反応混合物に含まれるテンプレート D NA、 プライマー対、 dNTP、緩衝液、 DNAポリメラーゼ等の種類 · 量 （濃度）、 或いは変性、 アニーリング、 伸長反応を行う温度《時間、 サ イクル数は、 適宜選択事項である。 本発明に従い、 上記新規なプライマ 一対 （配列番号 1、 配列番号 2) 及び T a qポリメラーゼを用いて、 P CR法でゲノタイピングに必要十分量の D N Aを好適に得ることのでき る一実施例を後述する。
本発明の好ましい一実施態様では、 配列番号 1、 2のプライマーを用 いて増幅された A p o E遺伝子の多型領域は、 2種類の制限酵素、 より 具体的には、 上記制限酵素 A f 1 I I I、 H a e I Iの組合せを用いて 切断する。 斯かる切断は、 当該制限酵素の組合せにおいて最適な条件、 即ち、 2種類の制限酵素が好適に作用し、 R F L Pによるゲノタイピン グを行うのに十分に A p o E遺伝子の多型領域が切断される反応条件 (反応混合物に含まれる成分の種類 ·量 （濃度）、 反応温度、 反応時間な ど） にて行う。 本発明者らの検討により最適と思われる一実施例を後述 する。
得られた DNA制限断片は、 好ましい一実施態様では、 電気泳動で分 離する。 そして、 分離された DNA制限断片は、 使用する電気泳動法に 応じた方法により検出する。
上述のように、 本発明によれば、 上記新規なプライマー対、 及び上記 本発明に従う制限酵素、特に 2種類の制限酵素の組合せ（A f 1 1 1 1、 H a e I I ) を用いることにより、 非特許文献 5に記載の制限酵素 H h a Iを用いた場合よりも長い DN A制限断片が得られる。より詳細には、 本発明によれば、 それぞれのァポリポタンパク E遺伝子多型に特異的な 略 1 0 0 b p以上の DNA制限断片が生成し、 更に詳しくは、 好ましい 一実施態様では、 上記第 1の切断位置と第 2の切断位置との間の長さ以 上、即ち、 1 44 b p以上の DNA制限断片が生成する。 これによつて、 DNA分離方法として、 典型的には、 斯界にて通常用いられ、 且つ、 安 価な D N A分離方法であるァガロースゲル電気泳動を用いても、 高解像 度にて D N A制限断片を分離することができる。 ァガロースゲル電気泳 動では、 種々の染色法のうち例えば、 染色剤としてのェチジゥムプロマ ィ ドで染色し、 紫外線を照射することにより、 分離された DNA制限断 片を検出することができる。
又、 上記新規なプライマー対、 及び上記本発明に従う制限酵素、 特に 2種類の制限酵素の組合せ （A f 1 I I I、 H a e I I ) を用いること により、 上記同様の理由から、 前述の A g i l e n t 2 1 0 0、 日立 S V 1 2 1 0, AB I 3 1 0 0 (或いは AB I 3 7 0 0) 等の多様な DN A分離方法を用い、 高解像度にて DNA制限断片を分離、 検出すること ができる。 A g i l e n t 2 1 0 0の電気泳動用セットは、 ガラスチップ上にサ ンプル等の装填用穴と微細な溝とが設けられたマイクロチップ [ D N A L a b C h i p (登録商標）] 及び所定の試薬キットと共に用い、 又日立 SV 1 2 1 0は、 樹脂チップ上にサンプル等の装填用穴と微細な溝とが 設けられたマイクロチップ [ i 一チップ]及び所定の試薬キッ ト（ゲル、 染色試薬、 内部標準等） と共に用い、 所定の手順に従って所定の試薬及 びサンプルをマイクロチップに装填して装置本体にセッ トすることで、 マイク口チップ上の分離部へのゲルの充填、複数のサンプルの電気泳動、 パンドの検出、 データ出力を自動で行うことができる。 分離された DN A制限断片は、 染色剤の蛍光により検出される。 A g i 1 e n t 2 1 0 0は 1 2サンプルを約 3 0分で、 又日立 S V 1 2 1 0は 1 2サンプルを 約 5分で分析する。
又、 A B I 3 1 0 0 (或いは A B I 3 7 0 0) は、 キヤピラリーと呼 ばれる微小径ガラス管に充填したポリマー中で電気泳動を行うキヤビラ リ一電気泳動法を利用し、 サンプルの蛍光によりバンドを検出するシス テムであり、 所定のキャピラリーアレイ、 セパレーションボリマー及び 試薬キッ トと共に用いることで、 キヤビラリ一へのポリマー充填、 複数 のサンプルの電気泳動、 パンドの検出、 データ出力を自動で行うことが できる。 AB I 3 1 00は、 使用するキヤビラリアレイに応じて、 約 1 時間〜数時間で複数サンプルを分析する。
本発明によれば、 非特許文献 5に記載の制限酵素 Hh a Iを用いた方 法では極めて困難であった、 これら近年開発された種々の DNA分離方 法の利点を活用することが可能になり、 DN A制限断片の分離、 検出の 迅速化、 大量処理化、 又自動化が可能になった。 更に、 これら近年開発 された DN A分離方法においては、サンプル、試薬等の微量化が図れる。 又、 本発明によれば、 上述したように、 DNA断片 Aをも A p o E遺 伝子多型の判別の根拠の一つとして利用し、 更には、 DNA断片Bの存 否及び/又はその量を利用することによって、 更に Ap o E遺伝子多型 の検出、 ゲノタイピングの正確性、 信頼性を高めることができる。 これ らは、 前述の A g i l e n t 2 1 0 0、 日立 S V 1 2 1 0、 AB I 3 1 0 0 (或いは AB I 3 7 0 0) 等の近年開発され DN A分離方法では、 極めて良好且つ簡便に行うことができ、 自動化を図ることもできる。 勿論、 所望によりポリアクリルアミ ドゲル電気泳動によって DN A制 限断片を分離、 検出することもできる。
検出された DN A制限断片の分離パターン （検出された DN A断片長 の存否の組み合わせ） から、 A p o E遺伝子多型のタイピングを行う。
DN A制限断片の分離パターンから A p o E遺伝子多型のゲノタイピン グを行う段階をコンピュータ処理により自動化してもよい。 更に、 ロボ ット化等により自動化を進めてもよい。 この場合、 Ap o E遺伝子多型 の各ゲノタイプについて既知の DNA制限断片の分離パターンと、 サン プルについて得られた DNA制限断片の分離パターンとを比較し、 サン プルをいずれかの A p o E遺伝子多型のゲノタイプに関係付ける出力を 行うようにすればよいことは当業者にとって自明である。
即ち、 上述の本発明の A p o E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法は、 記憶部、 演算処理部、 出力部を備える一般的なコンピュータで実行可能 なプログラムとして提供することができる。即ち、該プログラムにより、 演算処理部は、 本発明の本発明の A p o E遺伝子多型検出方法に従って 検出した各 DN A断片長の存否の組み合わせと、 記憶部に記憶された既 知の A p o E遺伝子多型の各ゲノタイプの同組み合わせとを比較し、 上 記本発明の判定方法に従って、 サンプルの A p o E遺伝子多型のゲノタ イブを、 いずれかのゲノタイプに関係付ける。 そして、 こうして関係付 けた結果を、 コンピュータの画面、 記録紙等に出力させる。 又、 演算処理部は、 上述のように、 E 2、 E 3、 E 4の全てについて 生成する D N A断片 Bの存否によって制限酵素が効果的に反応している かを判断し、 その結果に応じてサンプルの A p o E遺伝子多型のゲノタ イブを判定するか、 若しくは検出結果を採用しない等の判断を行うこと ができる。 又は、 演算処理部は、 上述したように、 この D N A.断片 Bの を定量した結果 （或いは、 この D N A断片 Bを定量した結果に基づくへ テロ二本鎖の生成割合） から、 各 D N A断片の推定量を算出し、 該推定 量とそれぞれの D N A断片の測定値とを比較することで、 測定値が推定 量と適宜選定可能な所定の精度範囲で整合するか否かを判断することが できる。 そして、 推定量と測定値とが整合した D N A断片についてその D N A断片の存在を判断して、 各 D N A断片の存否の組み合わせから、 サンプルの A p o E遺伝子多型のゲノタイプを判定することができる。 本発明に従ってヒ ト検体からの試料について A p o E遺伝子多型のゲ ノタイビングを行うことにより、 A p o E遗伝子多型と関連する疾患の 診断、治療のために、迅速、且つ、正確な情報を提供することができる。 例えば、 上述のように、 A p o E遗伝子多型の 1つである E 4は、 アル ッハイマー病、高脂血症、高リボタンパク血症、高コレステロール血症、 心血管疾患 （ァテローム性動脈硬化、 虚血性心疾患、 脳血管障害など）、 睡眠時無呼吸症候群の非常に強い危険因子であることが知られている。 従って、 A p o E遗伝子多型のゲノタイビングを行うことにより、 より 詳細には、 例えば対象検体が A p o E遺伝子多型の E 4ァリルを 1つ有 するのか、 2つ有するのか、 或いは有していないのかを迅速、 且つ、 正 '確に検出することによって、 これらアルツハイマー病、 心血管疾患など の予診が可能である。
特に、 上述のような近年開発された種々の D N A分離方法によれば、 分析作業の自動化、 大量処理化が可能となるので、 個々のサンプルのゲ ノタイビングに要する.時間を短縮すると共に、 多くの検体からのサンプ ルを一度に大量に処理することができ、 診断、 治療に極めて有用な情報 を、 正確、 且つ、 迅速に提供することができる。
以下、 本発明に係る A p o E遺伝子多型検出方法を実施例を通して更 に詳しく説明する。 以下の説明において、 特に言及しない限り、 用いら れる器具、 試薬は斯界にて一般的なものである。 又、 特に言及しない限 り、以下で行われる実験操作も標準的なものと特に変わるところはない。 実施例 1
[DNA抽出]
先ず、 ヒ ト検体の血液を試料として、 白血球由来のゲノム DNAを抽 出する。 ここでは、 プロメガ社の DN A精製キッ トである Wizard Plus Mi ipreps DNA Purification Systemを用いて、 末梢血液力 sら曰皿球 ¾ 分離し、 その白血球からゲノム DNAを抽出した。 各検体毎に、 P CR 法による A p o E遺伝子の多型領域の増幅に十分量のゲノム DN Aを抽 出した。 抽出の操作は付属のプロ トコールに従って行った。
[A p o E領域の DN A増幅]
上記方法により抽出したゲノム DNAをテンプレートとして、 下記の 条件にて P CR法により Ap o E遺伝子の多型領域を増幅した。 尚、 プ ライマー対は、 DNA (オリゴヌクレオチド) 合成装置により合成して 得た。 又、 耐熱性 D N Aポリメラーゼとしては、 T a qポリメラ一ゼ (Parkin Elmer Cetus社） を用いた。
a ) プライマー対
A E - F 1 ( 5 ' -AATCGGAACTGGAGGAACAACT G— 3，）
(配列番号 1 )
AE-R l (5 '-GC C CGCACGCGGC C CTGTTC- 3 ') (配列番号 2)
b) P CR反応混合物
白血球より抽出したゲノム DN A ： 50 n g
プライマー対 ： 1 μ M
d NT Ρ 200 μ M
緩衝液 （1 0倍濃縮標準 P CR緩衝液） 1 μ 1
DM S O (dimethyl sulfoxide)： 1 0 %
T a qポリメラーゼ ： 0. 0 2 5 u n i t s / i l
総反応量： 1 0 μ 1
c ) P CRサイクルの条件
94°C， 1分間 (変性)
次いで、 下記のサイクルを 3 5回繰り返す。 ―
94°C, 30秒間 （変性）
60°C， 30秒間 （プライマーアニーリング）
72°C， 1分間 (伸長反応）
次いで、 次の条件で最終的に 2本鎖を形成する。
72°C, 5分間 （最終伸長反応）
上記 P C R条件にて増幅された D N Aフラグメントの量は約 1 00 n gであった。
[RF LP及び制限酵素切断断片の分離とゲノタイビング] 本発明の A p o E遺伝子多型検出方法に、 代表的ないくつかの電気泳 動法を適用可能であるか確認した。 それぞれの電気泳動法に関する詳細 な実験方法を以下に述べる。
a ) ァガロースゲル電気泳動
約 5 0〜： L O O n gの P C R産物、 制限酵素 A f 1 I I I (New England biolabs社：以下同様。） ( 3 u n i t ) 及ぴ H a e I I (New England biolabs社：以下同様。） （6 u n i t )、 l XNE B u f f e r 3、 1 X B S Aを含む反応溶液を、全量が 1 0 μ 1になるように調製し、 3 7°Cで 2時間以上反応させた。 反応液全量を 4%ァガロースゲル （厚 さ 7 111111 長さ 6 (； 111) のゥエルに充填し、 1 0 0 Vで 3 0分間電気泳 動した。 泳動終了後ゲルをェチジゥムプロマイ ドで染色し、 ひ V照射に よりパンドを記録した。 代表的な DNA制限断片の分離結果を図 9に示 す。 図中左端のレーンはマーカー、 次いで左から順に E 2 ZE 3、 E 2 /E 3、 E 3 /E 4、 E 4ZE 4の各ゲノタイプの DNA制限断片の分 離パターンを示す。
b) A g i l e n t 2 1 0 0
約 1 0〜2 0 n gの P C R産物、制限酵素 A f l l l l (3 u n i t ) 及ぴ H a e I I ( 6 u n i t)、 l XNEB u f f e r 3、 1 X B S A を含む反応溶液を、 全量が 1 0 1になるように調製し、 3 7でで 3 0 分以上反応させた。 その後 5 0mM E D T Aを 2. 5 μ 1加え、 制限 酵素を失活させた。 各サンプルについて、 上記反応液の 1 μ 1を、 測定 用のマイクロチップとして DNA 5 0 0 L a b C h i ρ (登録商標） 及び D N A 1 0 0 0 L a b C h i p (登録商標) (マイク口チップ及 ぴ付属試薬キッ ト） を用いた A g i 1 e n t 2 1 0 0による DNA制限 断片の分離、 検出に供した。 測定手順は、 装置供給元の指示に従った。
D N A制限断片の分離結果は、 当該装置に接続されたコンピュータのデ イスプレイ上に表示される。 代表的な D N A制限断片の分離結果を図 1 0に示す。 図中上から順に、 E 2 /E 3、 E 3/E 4、 E 3 /E 3、 E 4/E 4の各ゲノタイプの DNA制限断片の分離パターンを示す。
c ) 日立 SV 1 2 1 0
各サンプルについて、 上記 b) と同様にして制限酵素を作用させた後 該制限酵素を失活させた反応溶液の 1 μ 1を、 下記の条件での日立 SV 1 2 1 0による DN A制限断片の分離、 検出に供した。
測定用マイクロチップ： i —チップ I C一 1 1 0 0
試薬キッ ト ： I C— 9 1 0 1
測定手順は、 装置供給元の指示に従った。 DNA制限断片の分離結果 は、当該装置に接続されたコンピュータのディスプレイ上に表示される。 代表的な DNA制限断片の分離結果を図 1 1、 図 2 3〜図 2 5に示す。 図 1 1中上から順に、図中に付記したように、 E 2ノ E 3、 E 3 /E 4、 E 3 /E 3、 E 4/E 4の各ゲノタイプの D N A制限断片の分離パター ンを示す。 同様に図 2 3〜 2 5についても、 それぞれの結果がいずれめ ゲノタイプの D N A制限断片パタ一ンを示すかは図中に付記したとおり である。 図 1 1、 図 2 3は、 5 0 b pの内部標準を用いた例を示し、 図 2 4及び図 2 5は、 1 0 b pの内部標準を用いた場合を示す。
d) AB I 3 1 0 0
キヤビラリ一電気泳動に供するサンプルの調製のために、 上記 P CR を行うに際し、 P C R反応混合物中の d NT Pとして、 R 6 G， R 1 1
0で蛍光ラベルされたもの （Applied Biosystems社製） を用いた。 その 後、 上記 a ) のァガロースゲル電気泳動の場合と同様にして P C R産物 を制限酵素で処理した。 各サンプルについて、 得られた反応溶液の' 5
1を、 下記の条件での A B 1 3 1 0 0による DNA制限断片の分離、 検 出に供した。
キヤピラリー ： 3 1 0 0 C a p i l l a r y A r r a y 3 6 c m
セパレーシヨ ンポリマー： 3 1 0 0 P O P— 6
雷式桌キット ： DNA Sequencing Kit(BigDye Terminator
Ver.3 Cycle Suquencing Ready Reaction)
測定手順は、 装置供給元の指示に従った。 DN A制限断片の分離結果 は、当該装置に接続されたコンピュータのディスプレイ上に表示される。 代表的な DNA制限断片の分離結果を図 1 2に示す。 図中上から順に E 2/E 3、 E 3/E 4、 E 4/E 4、 E 3/E 3の各ゲノタイプの DN A制限断片の分離パターンを示す。
e) 比較例
比較例として、 非特許文献 5に記載される方法に従って、 同一検体由 来のゲノム DNAから A p o E遺伝子の多型領域を増幅し、 制限酵素 H h a Iを用いて DNA制限断片を得、 上記 a ) 〜d) における各 DNA 分離方法 （ァガロースゲル電気泳動、 A g i l e n t 2 1 0 0、 日立 S V 1 2 1 0、 AB I 3 1 0 0) により D N A制限断片を分離した。 ァガ ロースゲル電気泳動法、 AB I 3 1 0 0 (キヤピラリー電気泳動） によ つては、 有意な DN A制限断片の分離パターンを得ることはできなかつ た。 A g i l e n t 2 1 0 0、 日立 SV 1 2 1 0による代表的な D N A 制限断片の分離結果を、 それぞれ図 1 4、 図 1 5に示す。 図 1 4中上か ら順に、 E 2 /E 3、 E 3 /E 3、 E 3/E 4、 E 4 /E 4の各ゲノタ イブであることが既知の DN A制限断片の分離パターンを示す。 又、 図 1 5中上から順に、 E 3/E 3、 E 3/E 3、 E 3/E 3、 E 3/E 4、 E 2/E 3、 E 3 /E 3、 E 3/E 3、 E 3/E 3、 E 3/E 3の各ゲ ノタイプであることが既知の DN A制限断片についての結果を示す。
[本実施例と比較例との対比]
a ) 汎用性
本実施例では、 本発明に従ってゲノム DNAから A p o E遺伝子に特 異的なプライマー対、 より具体的には、 配列番号 1及び 2の新規プライ マー対を用いて P CR法により Ap o E遺伝子の多型領域を増幅する。 そして、 増幅した DN A産物を、 本発明にて特徴的な 2種類の制限酵素 の組み合わせ、より具体的には A f l l l l と H a e l l とで切断する。 これらのプライマー対及び制限酵素を用いることによって、 上述のよう に、 従来の制限酵素 Hh a Iを用いる方法よりも長い DNA制限断片が 出現する。
これによつて、 本発明によれば、 図 9から明らかなように、 安価で広 く用いられている DNA制限断片の分離方法であるァガロース.ゲル電気 泳動によっても、 高解像度にて A p o E遺伝子多型をゲノタイビングす ることができた。
一方、 従来の制限酵素 Hh a Iを用いる方法によって得た DNA制限 断片は、 1 0 0 b p以下と極めて短いため、 ァガロースゲル電気泳動で は、 DNA制限断片を有意に分離することができなかった （データ示さ ず。）。 '
又、図 1 0、図 1 1及び図 1 2から明らかなように、本発明によれば、 近年開発された D N A分離方法である A g i l e n t 2 1 0 0、 日立 S V 1 2 1 0、 AB I 3 1 0 0をも好適に用いることができ、 良好に分離 した各断片長毎のピークが得られ、 高解像度にて A p o E遺伝子多型を ゲノタイピングすることができた。
一方、 従来の制限酵素 Hh a Iを用いる方法によって得た DNA制限 断片は、 それぞれ図 1 4、 図 1 5に示すように、 A g i 1 e n t 2 1 0 0、 日立 S V 1 2 1 0では各断片長毎のピークを十分に分離することが できず、 Ap o E遣伝子多型の各ゲノタイプを判別することはできなか つた。 又、 AB I 3 1 0 0については、 有意な DNA制限断片の分離結 果を得ることはできなかった （データ示さず。）。
このように、 本発明に係る Ap o E遺伝子多型の検出方法は、 現在使 用されている多くの電気泳動法に適用可能であり、極めて汎用性が高い。 更に、 本発明は、 DN A分離方法を電気泳動法に限定するものではな い。 上述のように、 例えば、 ァガロースゲル電気泳動法は、 安価且つ簡 便であることから広く用いられており、 又他の近年開発された上述のよ うな電気泳動法を利用した種々の DN A分離方法は極めて迅速、 且つ、 簡便である等、 従来 DN A分離法として広く用いられている電気泳動法 は、 本発明を実施するに当たり最も好ましいと思われるが、 本発明は他 の DNA分離法、 例えば質量分析機 （MASS -Spectrometry) 等を利用す ることでも実施可能である。
b) 簡便性、 迅速性
本発明に従えば、 典型的には、 ァガロースゲル電気泳動を用いる場合 で、 染色体 DN Aをテンプレイ トにした P C Rから、 A p o E遺伝子多 型のタイビングの結果が判別するまで約 3時間と、 非特許文献 5に記載 される従来の方法に比較して、 ゲノタイビングにかかる時間を大幅に短 縮することができる。 上述の近年開発された種々の DN A分離方法を用 いれば、 更に時間を短縮することができる。 又、 斯かる従来の方法にお いて用いられるポリアクリルアミ ドゲル電気泳動法に比較して、 ァガロ ースゲル電気泳動、 その他上記各種の DN A分離方法は操作が極めて簡 便である。
c ) 正確性
本発明に従って得た A p o E遺伝子多型のタイビング結果の正確性を 確認するために、本発明に従って上述のようにァガロースゲル電気泳動、 Ag i l e n t 2 1 00、 日立 SV 1 2 1 0、 AB I 3 1 00による A p o E遺伝子多型のゲノタイビングに供したものと同一検体からのサン プルについて、 従来汎用されてきた非特許文献 5に記載の方法 （P CR 一 R F L P法） に従ってゲノム DNAから Ap o E遺伝子の多型領域を 増幅し、 増幅した DNAを制限酵素 Hh a Iを用いて切断し、 ポリァク リルァミ ドゲル電気泳動法により A p o E遺伝子多型をゲノタイビング した結果との比較を行った。 その結果、 96例のサンプルを用いた一致 率は 1 00 %であった。
加えて、 同一検体からのサンプルについて、 AB 1 3 1 00 (Applied Biosystems社製) 【こおレヽ一し DNA Sequencing mt (BigDye Terminator Ver.3 Cycle Suquencing Ready Reaction)を用いた D N A直接塩基配列 決定法によって多型部分の塩基配列の確認を行つたが、 塩基配.列から決 定された Ap o E遺伝子多型と、 本発明に従って得たタイビング結果と は全例で一致した。
又、日立 SV 1 2 1 0によるデータを示す図 24及び図 25において、 重複するゲノタイプに関するデータは、 別人から得られたサンプルにつ いてのデータを示している。 図 24及ぴ図 25から分かるように、 本発 明によれば、 再現性の良好な、 正確性、 信頼性に富む A p o E遺伝子多 型のゲノタイプの判定が可能である。 尚、 図 26は、 図 25中の 1 ： (E 2/2)、 4 ： ( E 2 / 4 )、 6 : (E 3 3)、 7 ： ( E 3 / 4 )、 1 0 ： (E 2/3)、 1 1 ： (E 4/4) と付記されたデータをそれぞれ拡大して示 したものである。 図 26から分かるように、 本発明によれば、 DNA断 片の分離性は良好であり、 又、 上述のようにして DNA断片 B (本実施 例では 3 5 b pの DNA断片） を定量することにより、 更に正確性、 信 頼性の向上した A p o E遗伝子多型のゲノタイプの判定が可能である。
d) 大量処理
上述のように、 本発明は、 近年開発された種々の DNA分離装置にも 適用可能である。 例えば、 P CRにおいて蛍光ラベルされた d NT Pを 使用することにより AB I等のキヤビラリ一電気泳動によって A p o E 遺伝子多型のゲノタイピングが可能であり、 従って、 大量のサンプルを 迅速、 且つ、 自動でタイピングすることができる。 又、 例えば、 日立 S V 1 2 1 0のシステムでは、マイク口チップへの泳動ゲルの分注と充填、 内部標準マーカー及びサンプルの分注を短時間で行う分注ロボットの使 用が可能であり、 A p o E遺伝子多型のゲノタイビングの高速大量化が 可能である。
以上説明したように、 本発明によれば、
(A) R F L Pの DNA制限断片を検出し易くなる。
(B) 加えて、 上記 （A) によって検出方法の汎用性が広がり.、 自動処 理化にあいまって高速大量処理化が可能になる。 又、 機械化、 製品化に 際しての正確性、 信頼性を更に向上させることができる。
(C) DNAを直接タイピングすることによって、 抗体法 （非特許文献 9 ) を用いるよ うなタンパク質のタイ ピング法に比較して擬陽性
(false-positive) が大幅に減少し、 それによつてタイピングの正確性を 増すことができる。
(D) 例えば、 アルツハイマー型痴呆、 その他の心血管疾患など、 Ap o E遺伝子多型が関連する疾患の診断、 治療にとって有用な情報となる ゲノタイビングという臨床検査を行う上で、 上記各点は極めて重要な要 素であり、 本発明によれば、 斯かる有用な情報を正確、 且つ、 迅速に提 供することができる。 産業上の利用可能性
以上説明したように、 本発明によれば、 正確、 迅速、 且つ、 簡便に A p o E遺伝子多型を検出することができる。 又、 本発明によれば、 安価 な DN A分離方法を用いて A p o E遺伝子多型を検出することが可能と なり、 一方で、 様々な DN A分離方法の利用を可能とし、 高速、 且つ、 大量化が可能となる。 又、 本発明によれば、 Ap o E遺伝子多型検出方 法、 Ap o E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法及び試薬の正確性、 信頼 性を向上させることができる。 又、 機械化、 製品化に際しての正確性、 信頼性を更に向上させることができる。 更に、 本発明によれば、 ァルツ ハイマー病、 血管疾患等、 Ap 0 E遺伝子多型が関連する疾患の診断、 治療にとって有用な情報となる A p o E遺伝子のタイビングを正確、 且 つ、 迅速に行うことができる。

Claims

請求の範囲
1 . ァポリポタンパク E遺伝子に特異的なプライマー対を用いて D N Aを増幅する段階、
増幅した D N Aを、 ァポリポタンパク E遺伝子のコ ドン 1 1. 2の一塩 基多型部位を認識配列に含む第 1の制限酵素と、 ァポリポタンパク E遺 伝子のコドン 1 5 8の一塩基多型部位を認識配列に含む第 2の制限酵素 と、 を用いて、 前記コドン 1 1 2の一塩基多型部位を含む認識配列での 第 1の切断位置及び前記コドン 1 5 8の一塩基多型部位を含む認識配列 での第 2の切断位置で切断する段階、
切断した D N A断片を分離する段階、
分離された D N A断片を検出する段階、
を含み、
前記プライマー対及ぴ前記第 1、 第 2の制限酵素は、 それぞれのアポ リポタンパク E遺伝子多型に特異的なそれぞれ略 1 0 0 b p以上の D N A断片を生成し得るように選択され、 前記プライマー対のうち上流側プ ライマーは、 前記第 1の切断位置より、 6 0 b p以上、 1 3 6 b p以下 の上流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特徴とするアポリポタンパ ク E遺伝子多型検出方法。
2 . 前記第 1、 第 2の制限酵素はいずれも、 前記コ ドン 1 1 2の一塩 基多型部位を含む認識配列と、 前記コ ドン 1 5 8の一塩基多型部位を含 む認識配列との間に切断位置を持たないことを特徴とする請求項 1のァ ポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
3 . 前記第 1の制限酵素は前記増幅した D N Aにおいてアポリポタン パク E遺伝子のコ ドン 1 1 2の一塩基多型部位を含む認識配列より上流 に切断位置を持たず、 前記第 2の制限酵素は前記増幅した D N Aにおい てアポリポタンパク E遺伝子のコドン 1 5 8の一塩基多型部位を含む認 識配列より上流に切断位置を持たないことを特徴とする請求項 2のアポ リポタンパク E遺伝子多型検出方法。
4. 前記第 1の制限酵素は塩基配列 AC RYGT (Rは A又は G、 Y は C又は T) を認識して切断し、 前記第 2の制限酵素は塩基配列 RGC GCY (Rは A又は G、 Yは C又は T) を認識して切断することを特徴 とする請求項 1、 2又は 3のァポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
5. 前記第 1の制限酵素は A f 1 1 1 1、 前記第 2の制限酵素は H a e I Iであることを特徴とする請求項 4のァポリポタンパク E遺伝子多 型検出方法。 _
6. ァポリポタンパク E遺伝子に特異的なプライマー対を用いて DN Aを増幅する段階、
増幅した DN Aを 2種類の制限酵素を用いてァポリポタンパク E遺伝 子のコドン 1 1 2の一塩基多型部位を含む認識配列での第 1の切断位置 及びアポリポタンパク E遗伝子のコドン 1 5 8の一塩基多型部位を含む 認識配列での第 2の切断位置で切断する段階、
切断した DN A断片を分離する段階、
分離された DN A断片を検出する段階、
を含み、
前記プライマー対のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断位置よ り、 6 0 b p以上、 1 3 6 b p以下の上流の位置に 5， 末端が設定され ることを特徴とするァポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
7. 前記 2種類の制限酵素のうち一方は塩基配列 ACRYGT (Rは A又は G、 Yは C又は T) を認識して切断し、 他方は塩基配列 RGCG C Y (Rは A又は G、 Yは C又は T) を認識して切断することを特徴と する請求項 6のアポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
8 . 前記 2種類の制限酵素は、 A f 1 I I I及び H a e I Iであるこ とを特徴とする請求項 7のアポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
9 . それぞれのァポリポタンパク E遺伝子多型に特異的なそれぞれ略 1 0 0 b p以上の D N A断片が生成されることを特徴とする請求項 6、 7又は 8のァポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
1 0 . 前記プライマー対のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断 位置より 9 0 b p以上の上流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特徴 とする請求項 1〜 9のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺伝子 多型検出方法。
1 1 . 前記プライマー対のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断 位置より 1 0 0 b p以上の上流の位置に 5， 末端が設定されることを特 徴とする請求項 1〜 1 0のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺 伝子多型検出方法。
1 2 . 前記プライマー対のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断 位置より 1 2 0 b p以下の上流の位置に 5， 末端が設定されることを特 徴とする請求項 1〜 1 1 .のいずれかの項に記載のアポリボタンパク E遺 伝子多型検出方法。
1 3 . 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より、 3 0 b p以上、 2 0 2 b p以下の下流の位置に 5， 末端が設 定されることを特徴とする請求項 1〜 1 2のいずれかの項に記載のアポ リポタンパク E遺伝子多型検出方法。
1 4 . 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 7 0 b p以上の下流の位置に 5， 末端が設定されることを特徴 とする請求項 1〜 1 3のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺伝 子多型検出方法。
1 5 . 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 1 0 0 b p以上の下流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特 徴とする請求項 1〜 1 4のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺 伝子多型検出方法。
1 6. 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 1 8 5 b p以下の下流の位置に 5， 末端が設定されることを特 徴とする請求項 1〜 1 5のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺 伝子多型検出方法。
1 7. 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 1 5 6 b p以下の下流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特 徴とする請求項 1〜 1 6のいずれかの項に記載のアポリボタンパク E遺 伝子多型検出方法。
1 8. 前記プライマー対の各プライマーは、それぞれ下記の塩基配列、 AATCGGAACTGGAGGAACAACTG (配列番号 1 ) GC C CGCACGCGGC C CTGTTC (配列番号 2 ) を有するオリゴヌクレオチドであることを特徴とする請求項 1〜 1 7の いずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
1 9. 切断した DNA断片を電気泳動で分離することを特徴とする請 求項 1〜 1 8のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺伝子多型検 出方法。
20. 請求項 1〜 1 9のいずれかの項に記載のアポリボタンパク E遺 伝子多型検出方法により検出した DN A断片長の存否の組み合わせから ァポリポタンパク E遺伝子多型のゲノタイプを判定することを特徴とす るアポリポタンパク E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法。
2 1. 前記第 1の切断位置より上流の配列 Aのみを含む DNA断片を 断片 A、 前記第 2の切断位置より下流の配列 Bのみを含む DNA断片を 断片 B、 前記第 1の切断位置と前記第 2の切断位置との間の配列 Cのみ を含む DNA断片を断片 C、 前記配列 A及び Cを含む DNA断片を断片 D、 前記配列 B及び Cを含む DNA断片を断片 Eとしたとき、 断片 C、 断片 D及び断片 Eの存否をァポリポタンパク E遺伝子多型のゲノタイプ の判定に用い、
(a ) 断片 Eのみの存在によりゲノタイプ E 2/E 2を判定し、
( b ) 断片 Cのみの存在によりゲノタイプ E 3/E 3を判定し、
( c ) 断片 Dのみの存在によりゲノタイプ E 4ZE 4を判定し、
( d) 断片 E及び断片 Cのみの存在によりゲノタイプ E 2ZE 3を判定 し、
( e ) 断片 D及び断片 Eのみの存在によりゲノタイプ E.2ZE 4を判定 し、
( f ) 断片 D及び断片 Cのみの存在によりゲノタイプ E 3/E 4を判定 する、
ことを特徴とする請求項 2 0のァボリボタンパク E遣伝子多型のゲノタ イブ判定方法。
2 2. 前記第 1の切断位置より上流の配列 Aのみを含む DN A断片を 断片 A、 前記第 2の切断位置より下流の配列 Bのみを含む DN A断片を 断片 B、 前記第 1の切断位置と前記第 2の切断位置との間の配列 Cのみ を含む DNA断片を断片 C、 前記配列 A及び Cを含む DNA断片を断片 D、 前記配列 B及び Cを含む DNA断片を断片 Eとしたとき、 断片 A、 断片 C、 断片 D及び断片 Eの存否をァポリポタンパク E遣伝子多型のゲ ノタイプの判定に用い、
( a ) 断片 E及び断片 Aのみの存在によりゲノタイプ E 2/E 2を判定 し、
(b) 断片 C及び断片 Aのみの存在によりゲノタイプ E 3ZE 3を判定 し、 ( c ) 断片 Dの存在及び断片 Aの非存在によりゲノタイプ E 4ZE 4を 判定し、
(d) 断片 E、 断片 C及ぴ断片 Aのみの存在によりゲノタイプ E 2ZE 3を判定し、
( e ) 断片 D、 断片 E及び断片 Aのみの存在によりゲノタイプ. E 2ΖΈ 4を判定し、
( f ) 断片 D、 断片 C及び断片 Aのみの存在によりゲノタイプ E 3ZE 4を判定する、
ことを特徴とする請求項 20のアポリポタンパク E遣伝子多型のゲノタ イブ判定方法。
23. 更に、 前記配列 A、 配列 B及ぴ配列 Cを含むヘテロ二本鎖の存 否をアポリポタンパク E遗伝子多型のゲノタイプの判定に用い、 該へテ ロニ本鎖の存在によりゲノタイプ E 2/E 4を判定することを特徴とす る請求項 2 1又は 22のァポリボタンパク E遗伝子多型のゲノタイプ判 定方法。
24. 更に、 ァポリポタンパク E遺伝子多型 E 2、 E 3、 E 4の全て について生成する断片 Bの存在により、 前記切断段階における有効な切 断反応の存在を判断し、 該有効な切断の存在を判断した場合に、 DNA 断片長の存否の組み合わせからアポリボタンパク E遺伝子多型のゲノタ ィプを判定することを特徴とする請求項 2 1、 22又は 23のアポリポ タンパク E遺伝子多型のゲノタイプ判定方法。
25. 更に、 ァポリポタンパク E遺伝子多型 E 2、 E 3、 E 4の全て について生成する断片 Bを定量した結果に基づいて、 断片 A、 断片 C、 断片 D及び/又は断片 Eの存否を判断することを特徴とする請求項 2 1 〜 24のいずれかの項に記載のアポリボタンパク E遺伝子多型のゲノタ イブ判定方法。
26. 更に、 前記 （d)、 (e) 又は （ f ) の各場合の判定に際し、 ァ ポリポタンパク E遺伝子多型 E 2、 E 3、 E 4の全てについて生成する 断片 Bを定量した結果に基づいて求めたヘテロ二本鎖の生成割合に基づ いて、 断片 A、 断片 C、 断片 D及びノ又は断片 Eの存否を判断すること を特徴とする請求項 1 7又は 1 8のァポリポタンパク E遺伝子多型のゲ ノタイプ判定方法。
2 7. 前記第 1の切断位置より上流の配列 Aのみを含む DNA断片を 断片 Aとしたとき、 断片 Aの存否をァポリポタンパク E遺伝子多型のゲ ノタイプの判定に用い、 断片 Aの非存在によりゲノタイプ E 4/E 4を 判定することを特徴とする請求項 2 0のァポリポタンパク E遺伝子多型 のゲノタイプ判定方法。
2 8. ァポリポタンパク E遗伝子の制限酵素切断断片を検出すること でアポリボタンパク E遗伝子多型を検出するために用い得る、 アポリポ タンパク E遺伝子増幅用のプライマー対を備えるァポリポタンパク E遺 伝子多型の検出試薬であって、 前記プライマー対のうち上流側プライマ 一は、 ァポリポタンパク E遗伝子のコ ドン 1 1 2の一塩基多型部位を含 む認識配列での第 1の切断位置より、 6 O b p以上、 1 3 6 b p以下の 上流の位置に 5， 末端が設定されることを特徴とするアポリボタンパク E遺伝子多型の検出試薬。
2 9. 前記プライマー対のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断 位置より 9 0 b p以上の上流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特徴 とする請求項 2 8のァポリポタンパク E遺伝子多型の検出試薬。
3 0. 前記プライマー対のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断 位置より 1 0 0 b p以上の上流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特 徴とする請求項 2 8又は 2 9のァポリポタンパク E遺伝子多型検出方法 c
3 1. 前記プライマー対のうち上流側プライマーは、 前記第 1の切断 位置より 1 2 0 b p以下の上流の位置に 5， 末端が設定されることを特 徴とする請求項 2 8、 2 9又は 3 0のァポリポタンパク E遺伝子多型検 出方法。
3 2. 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より、 3 0 b p以上、 2 0 2 b p以下の下流の位置に 5， .末端が設 定されることを特徴とする請求項 2 8〜 3 1のいずれかの項に記載のァ ポリポタンパク E遺伝子多型検出方法。
3 3. 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 70 b p以上の下流の位置に 5 ' 末端が設定されることを特徴 とする請求項 2 8〜 3 2のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺 伝子多型検出方法。
34. 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 1 0 0 b p以上の下流の位置に 5， 末端が設定されることを特 徴とする請求項 2 8〜 3 3のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E 遺伝子多型検出方法。
3 5. 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 1 8 5 b p以下の下流の位置に 5， 末端が設定されることを特 徴とする請求項 2 8〜 3 4のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E 遺伝子多型検出方法。
3 6. 前記プライマー対のうち下流側プライマーは、 前記第 2の切断 位置より 1 5 6 b p以下の下流の位置に 5， 末端が設定されることを特 徴とする請求項 2 8〜3 5のいずれかの項に記載のァポリポタンパク E 遺伝子多型検出方法。
3 7. 前記プライマー対の各プライマーは、それぞれ下記の塩基配列、 AATCGGAACTGGAGGAACAACTG (配列番号 1 ) GC C CGCACGCGGCC CTGTTC (配列番号 2 ) を有するオリゴヌクレオチドであることを特徴とする請求項 2 8〜 3 6 のいずれかの項に記載のアポリポタンパク E遺伝子多型の検出試薬。
3 8. 更に、 塩基配列 ACRYGT (Rは A又は G、 Yは C又は T) を認識して切断する制限酵素及び塩基配列 RGCGCY(Rは A又は G、 Yは C又は T) を認識して切断する制限酵素と組み合わせて成ることを 特徴とする請求項 2 8〜 3 7のいずれかの項に記載のァポリポタンパク E遺伝子多型の検出試薬。
3 9. 更に、 制限酵素 A f 1 I I I及び H a e I I と組み合わされて 成ることを特徴とする請求項 3 8のァポリポタンパク E遺伝子多 ¾の検 出 。
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