HU221239B1 - Method of inactivating viruses in proteins - Google Patents

Method of inactivating viruses in proteins Download PDF

Info

Publication number
HU221239B1
HU221239B1 HU9602914A HUP9602914A HU221239B1 HU 221239 B1 HU221239 B1 HU 221239B1 HU 9602914 A HU9602914 A HU 9602914A HU P9602914 A HUP9602914 A HU P9602914A HU 221239 B1 HU221239 B1 HU 221239B1
Authority
HU
Hungary
Prior art keywords
solution
viruses
inactivation
inactivating viruses
proteins
Prior art date
Application number
HU9602914A
Other languages
English (en)
Inventor
Debart Pere Ristol
Original Assignee
Probitas Pharma Sa
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Probitas Pharma Sa filed Critical Probitas Pharma Sa
Publication of HU9602914D0 publication Critical patent/HU9602914D0/hu
Publication of HUP9602914A2 publication Critical patent/HUP9602914A2/hu
Publication of HUP9602914A3 publication Critical patent/HUP9602914A3/hu
Publication of HU221239B1 publication Critical patent/HU221239B1/hu

Links

Classifications

    • AHUMAN NECESSITIES
    • A61MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61LMETHODS OR APPARATUS FOR STERILISING MATERIALS OR OBJECTS IN GENERAL; DISINFECTION, STERILISATION OR DEODORISATION OF AIR; CHEMICAL ASPECTS OF BANDAGES, DRESSINGS, ABSORBENT PADS OR SURGICAL ARTICLES; MATERIALS FOR BANDAGES, DRESSINGS, ABSORBENT PADS OR SURGICAL ARTICLES
    • A61L2/00Methods or apparatus for disinfecting or sterilising materials or objects other than foodstuffs or contact lenses; Accessories therefor
    • A61L2/0005Methods or apparatus for disinfecting or sterilising materials or objects other than foodstuffs or contact lenses; Accessories therefor for pharmaceuticals, biologicals or living parts
    • A61L2/0082Methods or apparatus for disinfecting or sterilising materials or objects other than foodstuffs or contact lenses; Accessories therefor for pharmaceuticals, biologicals or living parts using chemical substances
    • A61L2/0088Liquid substances

Landscapes

  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Epidemiology (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Biomedical Technology (AREA)
  • Medicinal Chemistry (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
  • Animal Behavior & Ethology (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • Public Health (AREA)
  • Veterinary Medicine (AREA)
  • Medicines That Contain Protein Lipid Enzymes And Other Medicines (AREA)
  • Medicines Containing Material From Animals Or Micro-Organisms (AREA)
  • Micro-Organisms Or Cultivation Processes Thereof (AREA)
  • Peptides Or Proteins (AREA)

Abstract

A találmány hatékony ipari módszerre vonatkozik, amely extrém(alkalikus) pH-n, stabilizált közegben való inkubá- lással inaktiváljaáltalában a vírusokat (a lipidburokkal rendelkezőket vagy nemrendelkezőket) terápiás alkalmazásra szánt fehérjéket tartalmazóközegben, denaturálódás és a biológiai aktivitás jelentős veszteségenélkül. ŕ

Description

A humán plazmaszármazékok gyógyászati alkalmazása soha nem mentes a vírusok átvitelének rizikójától, még azután sem, hogy módszereket vezettek be a kiindulási anyagként alkalmazott plazma kiválasztására. Sok esetben a virális szennyezés jelenlétét indirekt úton, szerológiai markerek (alanin-aminotranszferáz) segítségével és specifikus antitestek jelenléte útján (humán immundeficiencia vírus: 1 és 2 típusú HÍV, hepatitisz C vírus: HCV) határozzák meg. Következésképpen egy inkubálási periódusnak kell eltelnie, mielőtt az említett közvetett indikátorok kimutatható mennyiségben megjelennek. A vírus bőséges proliferációja megy végbe ez alatt a fertőzés utáni időszak alatt (ablak periódus). A vírus típusától függően ez a virémiafázis a fertőzést követően 3-6 hónapig is eltarthat.
Hála a jelenlegi analitikai módszerek érzékenységének, a fertőzött egységek a fertőzés utáni első héten (hepatitisz B vírus felületi antigén: HBsAg) vagy néhány (2 vagy 3) héten (HÍV) vagy néhány (1-2) hónapon (HCV) belül kimutathatók.
A humán plazmavérszármazékok nagyon nagy számú, általában 1000-nél jóval több donációból készülnek, úgyhogy nagy a statisztikai valószínűsége annak, hogy egy nagy adag vírust (és analitikailag negatív töltésű antitestet) tartalmazó egység lesz jelen az „ablak periódusban”, és szennyezni fogja a teljes kezdeti plazma poolt (lásd Alegre Ámor A.: L.a transmisión de enfermedades virales por productos sanguíneos. Congreso Hematologia de Granada, Nov. 1994:175-178).
A virális genomnak a specifikus DNS sokszorozásának és kimutatásának módszerével, például a polimeráz láncreakcióval (PCR) történő közvetlen meghatározását jelenleg a kész végtermékre vagy a kiindulási plazma kezdeti pooljában alkalmazzák, úgyhogy a kimutathatósághoz magas minimális szint szükséges.
Következésképpen, egy negatív PCR-érték nem magyarázható a vírusok teljes hiányával, ugyanígy egy pozitív érték nem utal szükségképpen virális fertőzésre.
A fentiek alapján továbbra is nagy szükség van a vírusok inaktiválására vagy gyöngítésére alkalmas specifikus lépésekre a vérszármazékok előállítási és tisztítási eljárása során.
A mai napig számos közlemény jelent meg fertőző ágensek vérkészítmények útján történő átvitelére vonatkozóan, és a kutatás továbbra is az előállítási módszerek követésére összpontosít annak érdekében, hogy ellenőrizzék a plazmatermékek vírusmentességét.
Miután a vírusoktól teljes mértékben nem lehet megszabadulni (ismeretlen vírusok lehetősége miatt), és a vérszármazékok előállítása során lehetséges hibák vagy a jó termelési standardoktól (GPS) való eltérés következtében, a jelenlegi irányzat, különösen a vírusok inaktiválásának speciális lépésében, vagy a keresztszennyezés eredményeként, egy kétszeresen specifikus inaktiváló lépés beiktatása az előállítási eljárásba, ami hatalmas mértékben csökkenti a vírusok átvitelének rizikóját (EEC Guide (CPMP): 111/8115/89).
Hasonlóképpen,az egészségügyi hatóságok jelenlegi ajánlásai a vírusmentesség tekintetében arra irányulnak, hogy egy második inaktiválási lépést iktassanak be általában mindenfajta vírus vonatkozásában, akár rendelkezik az egy külső lipidburokkal, akár nem.
A plazmába átvitt ismert vírusok közül, amelyeket jelenleg a legveszélyesebbnek tartunk, a humán immundeficiencia és a hepatitis vírus (különösen a B és C) az, amely ismert módszerekkel inaktiválható.
A donációk herpeszvírussal (HSV és HHV) vagy citomegalovírussal (CMV), Epstein-Barr (EBV) vagy humán immunleukopátia-vírussal (HTLV-I/II) is szennyezettek lehetnek, azonban igen kicsi annak a valószínűsége, hogy ezek a plazmába kerülnek, mivel nagyon erősen kötődnek olyan sejtekhez (leukocitákhoz), amelyeket már előzőleg eltávolítanak.
Más vírusok, így a hepatitisz A és a humán parvovírus (PVH B19), főként az utóbb említett anyag, jelen lehet a plazmában, mivel előfordulásuk a donorpopulációban viszonylag magas. A két utóbb említett vírus az, amely plazmával átvive a leginkább ellenáll a fizikai és kémiai ágensekkel történő inaktiválásnak, noha ezek a vírusok a többieknél kevésbé veszélyeseknek tekinthetők, mindig feltételezve azt, hogy a fertőzés egészséges egyénben történik. A humán parvovírus potenciálisan az immundepressziós egyedekben vagy terhes nők kezelése alatt (a magzatra) veszélyes (lásd Mosquet N. et al., Atteinte hématologique sévere lors d’une infection á parvovírus B19: Des injections d’antithrombine III sont-elles á origine de la contamination? Therapie 1994; 49:459-76).
Minden esetben egy második inaktiválási lépést kell biztosítani olyan ismert inaktiválási módszerekkel, amelyek képesek a legrezisztensebb vírusok elpusztítására, amely vírusok nincsenek lipidburokkal ellátva. A módszereket néhány ilyen vírusra vagy azok modelljére tekintettel kell követni.
Napjainkban a szakterületen leírt víruseliminálási módszerek olyan fizikai és kémiai mechanizmusokon alapulnak, amelyek intaktiválással és/vagy ffakcionálással csökkentik a szennyezést. A legkidolgozottabb jelenlegi módszereket a következőképpen csoportosíthatjuk:
- Kémiai kezelés oldószerrel [tri(nBu)-foszfát és alkil-foszfát-származékok vagy TNBP] és detergenssel (Tween-80 vagy poliszorbát, triton X100 vagy nemionos felületaktív származékok), a jele S/D (lásd Horowitz B. et al., Inactivation of viruses in labile blood dérivativés: I. Disruption of lipid-enveloped viruses by Tri-(n-butyl)phosphate detergent combinations. Transfüsion 1985;25:516-522).
- Pasztőrözés folyadékban 60 °C-on 10 órán át a közbenső vagy utolsó lépésben, stabilizátorok jelenlétében (lásd Uemura Y. et al., Inactivation and elimination of viruses during the fractionation of an intravenous immunoglobulin preparation. Vox. Sang. 1989; 56:155-61).
- Száraz hőkezelés (száraz HT) a közbenső lépésben vagy a kész befejezett fiolában (általában) >80 °C-on, hosszabb időn át (lásd Knevelman A. et al., Effect of Monosaccharides during
HU 221 239 Β1
Severe’Dry Heat Treatment of Coagulation Factor VIII Concentrates. Vox. Sang. 1994; 66:96-103).
- Vírusok nanofiltrációja vagy filtrációja azonos, a vírus méreténél kisebb pórusméretű membránon keresztül (lásd Bumouf-Radosevich M. et al., Nanofiltration, A New Specific Vírus Elimination Method Applied to High-Purity Factor IX and Factor XI concentrates. Vox. Sang. 1994; 67:132-138).
- A további módszerek kevésbé használtak vagy használaton kívül kerültek: száraz hőkezelés szerves oldószerekkel, inaktiválás β-propiolakton-UV alkalmazásával (BPL-UV), metilén-UV-kék (lásd Wagner S. J. et al., Mammalian genotoxicity assessment of methylene blue in plasma: implications fór vírus inactivation. Transfusion 1995; 35(5):407-413), mérsékelten savas pH-n végzett kezelés (csak a gammaglobulinra használható) (lásd Kempf C. et al., Vírus inactivation during production of intravenous immunoglobulin. Transfusion 1991; 31(5):423-27).
Általában ezek a módszerek hatásosak a vírusok gyengítésére vagy elválasztására, noha nem mindegyik eliminálja a vírust hatékonyan és egyikük sem képes biztosítani minden típusú vírus teljes hiányát vagy jelentős gyengítését. Következésképpen minden módszernek vannak előnyei és hátrányai.
Egy víruselimináló lépés ideális esetben különféle kívánalmaknak kell hogy megfeleljen, amelyek közül néhányat nem teljesítenek a legszélesebb közben használt módszerek. Ezek a követelmények a következők:
1. Amikor több inaktiválási módszert alkalmazunk ugyanabban a tisztítási eljárásban, azoknak eltérő mechanizmus szerint kell hatniuk. Például a fizikai módszerek (inaktiválás vagy frakcionálás) jó kombinációt alkotnak a kémiai módszerekkel (inaktiválás).
2. A módszereknek hatásosaknak kell lenniük bármilyen típusú vírussal szemben. Az inaktiválási eljárások korlátozott hatásúak vagy hatástalanok a nagyobb fizikai vagy kémiai rezisztenciával rendelkező, lipidburok nélküli vírusokkal szemben (az S/D kezelés hatástalan ezekkel a vírusokkal szemben, vagy csökkent hatású, például a BPL-UV vagy metilén-UV-kék és a száraz hőkezelés 80 °C alatt). A pasztőrözés az inaktiválás hatásos módszere bármilyen típusú vírus esetében, azonban a hatása romlik, amikor a stabilizátorok vagy fehérje koncentrációja nagyon magas, a vírusok védekezési mechanizmusa miatt, úgyhogy a hőnek legellenállóbb vírusok csökkenése jelentéktelen olyan közegben, amely stabilizátorokat és/vagy fehérjéket nagy koncentrációban tartalmaz.
A vírusok membránon keresztül történő szűrése bármilyen vírus jelenlétét csökkenti tekintet nélkül annak fizikai vagy kémiai ellenállására, azonban a szűrés hatásossága a vírusok és a membrán pórusainak relatív méretétől függ. Következésképpen a legkisebb vírusok teljesen nem eliminálhatók, és szerencsétlen módon ezek legtöbbje lipidburok nélküli (humán parvovírus, hepatitis A és polio vírus).
3. A módszernek nem szabad fehérjék biológiai inaktiválását vagy denaturálását kiváltania, vagy ezen hatásnak nagyon kicsinek kell lennie, és a módszernek semmilyen esetben sem szabad antigén válaszú anyagokat eredményeznie. Néhány kémiai inaktiválási módszer a fehérjékben kémiai változást hoz létre (BPL-UV), és hasonlóképpen a hőkezelés, a szárazon vagy folyadékban végzett (pasztőrözés) is, bizonyos mértékben szinte elkerülhetetlenül denaturálja a fehérjéket, vagy a szóban forgó molekulát vagy a kísérő szennyező fehérjéket.
4. Zárvány lehetősége az utolsó lépésben. A kémiai inaktiválás az utolsó lépésben azért nehéz, mert az alkalmazott kémiai reagenseket (S/D, BPL, tiocianát) el kell választani, kivéve a metilén-kékes inaktiválási módszert (azonban még itt is emlékezni kell arra, hogy ennek a reakciónak a melléktermékei nem teljesen ártalmatlanok). Néhány pasztörizálási eljárást is közbenső lépésben végeznek, mivel a denaturált anyagot és/vagy az alkalmazott stabilizátorokat még el kell különíteni. A száraz hőkezelést gyakran az utolsó fázisban vagy a kész fiolában végzik.
A nanofiltráció általában a végső, kész oldatban történik oly módon, hogy azután már bizonyos alkalmazásokhoz további manipuláció nem szükséges.
5. Nem lehet az inaktiválási lépésnek semmilyen toxikus maradéka (kémiai reagensek). A legtöbb kémiai kezelés után további, a reagenseket hatásosan elimináló lépésekre van szükség. A maximálisan megengedhető határokat a kémiai szennyező toxicitása és a készítmény adagolásának gyakorisága függvényében kell megállapítani (mint a korábban említett S/D, BPL és tiocianát esetében is). Az inaktiválási (hővel) vagy frakcionálási (nanofiltráció) módszerek természetesen mentesek ezen hátrányoktól.
6. A műveletnek ipari méretekben is elvégezhetőnek, és az eljárásnak teljesen reprodukálhatónak kell lennie és olyan ismert paraméterekkel kell követhetőnek lennie, amelyeket könnyű beállítani. A kémiai inaktiválásra hatással van a termékek koncentrációja (fehérjék, sók, stabilizátorok és kémiai reagensek), emellett a hőmérséklet és a kezelés időtartama. Esetenként azonban néhány nem szabályzott paraméter elősegítheti a fenti inaktiváló szerek fogyasztását (amikor kémiai reakció játszódik le) vagy az inaktiváláshoz használt kiindulási oldat nem reprodukálható körülmények között van (részecskék vagy üledék jelenléte stb.). A száraz hőkezeléssel végzett inaktiválás a fiolák maradéknedvességtartalmától függ, ami sarzsról sarzsra könnyen változhat, úgyhogy ezt a paramétert nem lehet tökéletesen szabályozni.
7. Előnyben részesülnek az olyan egyszerű módszerek, amelyek nem igényelnek kiegészítő tisztítási lépéseket. Amint azt az 5. pont alatt már említettük, a kémiai inaktiválás a toxikus reagensek eltávolításához további lépéseket tesz szükségessé. Emellett befolyásolja azokat a pasztőrözési eljárásokat, amelyek a fehérjék megvédéséhez nagyfokú stabilizálást igényelnek (az FIX, FVIII, AT11I, al-PI, IM vagy IV gammaglobulinok stb. pasztőrözése).
HU 221 239 Β1
8. Az inaktiválási módszereknek ipari léptékben és elfogadható költségek mellett kell megvalósíthatóaknak lenniük az anyagokat és az alkalmazott reagenseket illetően. A nanofiltráció esetében például a készüléket egyszeri használat után kaparással meg kell tisztítani, és az óránként és felületegységenként elérhető termelékenység a fehérje grammjaiban kifejezve kicsi, következésképpen az ipari alkalmazás kis fehérje-előállítási arány miatt korlátozott.
Végül, a lipidburok nélküli vírusok inaktiválása folyamatosan képezi tárgyát számos tanulmánynak, amelyeknek célja, hogy megmutassa az új módszerek virucid hatékonyságát és az inaktiválás biztonságosságát a kezelt fehéijék lehetséges elváltozásaira tekintettel (lásd Highsmith F. A. et al., Inactivation of lipidenveloped model viruses in normál humán plasma by crosslinked starch-iodine. Transfusion 1994; 34:322-327).
Amint már korábban megállapítottuk, a humán parvovírus (PVH B19) és a hepatitis A vírus az a két fő, lipidburok nélküli vírus, amely a humán plazmába vagy vérszármazékokba átkerül. Ezért egy második inaktiválási lépés kifejlesztésének főként ezen vírusok csökkentésére kell irányulnia.
A humán parvovírus és hepatitisz A vírus átvitelét hemofíliás betegekben mutatták ki kizárólag S/D-vel inaktivált AHF adagolása révén írtak le olyan humán parvovírussal történő fertőzést is, ahol pasztörizálással inaktivált AHF-t infúzió formájában adagoltak. Azt is kimutatták, hogy a fehérjék stabilizált közegben, nagy koncentráció mellett történő pasztörizálása megvédi a vírusokat is, és a fertőzőképesség csökkenése jelentéktelen a PVH B19 és a HAV vírusokat illetően.
Nemrégiben publikáltak néhány olyan esetet, ahol a terhes nőnek adagolt antitrombin III készítmények hatására komplikáció lépett fel a magzatban (lásd Mosquet N. et. al.: Atteinte hématologique sévere lors d’une infection á parvovírus B19; Des injections d” antithrombine III sontelles á origine de la contamination? Therapie 1994; 49:459-76). Ezek az esetek a humán parvovírussal való szennyezettségnek tudhatok be, ami önmagában ok arra, hogy a kezelés ellenjavallt legyen, tekintettel a kockázat és a jótékony hatás arányára és az alternatív kezelés lehetőségére.
A jelen találmány fő tárgya lipidburokkal rendelkező vagy azzal nem rendelkező vírusok hatásos inaktiválása biológiai folyadékokból származó fehérjéket tartalmazó közegben egy rendkívüli lúgos pH-η történő virucid kezeléssel olyan körülmények között, ahol a stabilizálószer által nyújtott védelem következtében a fehérjék nem denaturálódnak.
A jelen bevezetés egyrészt olyan speciális inaktiváló módszereket sorol fel, mint például a kettős inaktiválási lépés a vírusátviteli veszély csökkentésére. Ez a bevezetés megmutatja az ideális inaktiválási módszerekkel szemben támasztott követelményeket is, és hogy egy ilyen módszer továbbra is a szakterület célja és a vizsgálatok tárgya. Ez a bevezetés egy specifikus ellenjavallati esetet is leír a vérszármazékok (antitrombin III) adagolására, amennyiben az előállítási eljárás lipidburok nélküli vírusok csökkentésére irányuló lépéseket nem tartalmaz.
A technika jelenlegi állása nem valósítja meg a találmány alapvető célkitűzéseit a lipidburok nélküli vírusok hatékony, alacsony költséggel történő eliminálását illetően, főként olyan termékek esetében, ahol a végtermékben (antitrombin III) rezisztens vírusok (humán parvovírus) jelenlétére lehet gyanakodni, emiatt ezen termékek terápiás alkalmazása ellenjavallt (lásd Mosquet N. et al.: Atteinte hématologique sévere lors d’une infection á parvovírus B19: Des injections d’antithrombine III sont-elles á origine de la contamination? Therapie 1994; 49:459-76).
Hasonlóképpen nem írtak le vagy dokumentáltak extrém (lúgos) pH-η végzett olyan inaktiválási eljárást, amelyet közvetlenül terápiás célra használandó fehérjék esetében szándékoznak alkalmazni. Az egyetlen ismert dolog, hogy a lúgok potenciálisan képesek néhány vírus elpusztítására, úgyhogy ezt a módszert kromatográfiás oszlopok, ultraszűrők és más, ismételten használható berendezések fertőtlenítési eljárásaként alkalmazzák a sarzsok keresztszennyeződésének elkerülésére, de a módszert soha nem használták a gyógyászatban intravénásán alkalmazott plazmafehérjék virális inaktiválására.
Az extrém alkalikus pH-η történő inaktiválás lehetősége a fehérje stabilitásán és a találmány szerinti eljárással kapott védőhatáson alapul. Ez a módszer, amelynek alapját egy fehérjékre gyakorolt hatásmechanizmus képezi, teljes mértékben új, és amint már kifejtettük, olyan indikációi vannak, amelyeket jelenleg a leírt módszerek egyike sem fed le.
Az egyetlen korábbi publikáció a gamma-globulin virális inaktiválásának alkalmazására vonatkozik mérsékelten savas (4-es) pH-η, és ezért különbözik a jelen találmány szerinti eljárástól, 37 °C-on végzett inkubálással, és a proteolitikus enzimek (pepszin) szinergetikus hatása néhány vírus hatásos csökkentését eredményezi (lásd Kempf C. et. al.: Vírus inactivation during production of intravenous immunoglobulin. Transfúsion 1991; 31 (5):423-27).
A labilis vírusok fertőzőképessége hatásosan csökkenthető más körülmények között, mérsékelten savas (4,25-ös) pH-η és a végtermékekben (gamma-globulin és maltóz) 21 °C-on 20 napos inkubálással, azonban a lipidburok nélküli vírusok körében nincs szignifikáns csökkenés.
A találmány fő tárgya azonban (lipidburok nélküli vírusok inaktiválása) nem volt kielégítően elérhető napjainkig, és az ennek a célnak az eléréséhez használt eljárás (stabilizátor jelenlétében extrém lúgos pH-η végzett inaktiválás), amelyet erre a célra eddig még nem használtak, szintén abszolút újdonságot kölcsönöz a találmány egészének.
A találmány a közeg extrém pH-körülmények között kifejtett, lipidburokkal rendelkező vagy a nélküli vírusokat inaktiváló képességén alapul.
Mérsékelten savas közegben és stabil savfehérjék (gamma-globulin) jelenlétében végzett virális inaktiválásáról, amelyhez ásványi savat (hidrogén-kloridot)
HU 221 239 BI vagy gyenge savakat (citromsav, ecetsav stb.) használtak, már beszámoltak. Amint írják, szignifikáns inaktiválást kaptak az érzékenyebb, főként a lipidburokkal rendelkező vírusok (a humán herpesz vírus és az egér leukémia vírus X-I) esetében. Azonban ahhoz, hogy 4es pH-η szignifikánsan csökkentsék a vírusokat, a fehérje oldatot környezeti feletti hőmérsékleten (37 °C-on) kell inkubálni, így teljesen inaktiválják a lipidburokkal rendelkező modellvírusokat, kivéve a vezikuláris stomatitis vírust (VSV), amely továbbra is fertőző marad.
A hidegben (4 °C) történő inaktiválás a legtöbb vírus esetében hatástalan, úgyhogy a 37 °C-on végzett inkubálás szinergetikusan együtt hat a savas pH-val (lásd Kempf C. et. al.: Vírus inactivation during production of intravenous immunoglobulin. Transfusion 1991; 31 (5):423-27).
A vírusok kész gamma-globulin-fiolában, 4,25-ös pH-η (maltóz segédanyaggal együtt), 21 °C-on 20 napon át történő inaktiválását is leírták már, és az eredmény azt mutatja, hogy a kisebb fizikai és kémiai ellenállással rendelkező vírusok teljesen inaktiválódnak, de az ellenállóbb, lipidburok nélküli vírusok [simian vírus-40 (SV-40); Reovirus 3) nem.
Bizonyos vírusok, így a poliovírus vagy a hepatitisz A vírus savas közeggel szembeni ellenálló képessége ismert és publikálásra került [lásd Roberts Peter L. et al.: Removal and Inactivation of Enveloped and Nonenveloped Viruses during the Purification of a HighPurity FIX by Metál Chelate Affinity Chromatography. Vox. Sang. 1994; 67(1):69-71]. Ezekben az esetekben a fertőzőképesség csökkenése gyakorlatilag nulla.
A bázikus közegben történő inaktiválásra vonatkozóan van egy leírás a technika állásában, amely szerint készülékek (oszlop, ultraszűrő stb.) alkalikus oldatokkal végzett fertőtlenítése virucid hatású, így kerülik el a gyártott sarzsok keresztszennyeződését (lásd Grun Janet B. et al.: Viral Removal/Inactivation by Purification of Biopharma-ceuticals. BioPharm 1992; 5(9):22-30], de a módszert soha sem alkalmazták terápiás felhasználásra szánt fehérjék speciális virális inaktiválására extrém pH-körülmények között.
A feltalálók által végzett kutatás megmutatta az alkáli-hidroxidok extrém pH-η, fehérjék vagy más stabilizátorok vagy segédanyagok távollétében kifejtett virucid hatását. A lipidburokkal rendelkező vagy nem rendelkező vírusokkal kapott eredmények nagy virucid hatékonyságot mutatnak mindkét vírustípussal szemben. Ennek megfelelően a polio A vírus (a hepatitisz A vírus modellje) és a nyúl parvovírus (a humán homológjának modellje) egyaránt inaktiválható.
A találmány szerinti, extrém lúgos pH-t alkalmazó módszer emellett a pasztörizálással történő inaktiválástól eltérő hatásmechanizmuson alapul, úgyhogy a módszerek feltehetően összeadhatók és kiegészíthetik egymást.
A vírusok inaktiválásának lehetősége fehérjék jelenlétében, extrém pH-η, nagymértékben a fehérjéknek a közegben mutatott stabilitásától függ. Néhány fehérje nagyobb szerkezeti stabilitással rendelkezik a bázikus pH-tartományban, úgyhogy a találmány szerinti eljárás főként ezen mérsékelten stabil fehérjék ellen irányul, ilyenek a szerin-proteáz-gátlók és rokon enzimek, amelyek közül mi az antitrombint (ATIII), egy al-proteázgátlót (αΐ-antitripszin) és a humán albumint emeljük ki (amely bizonyos szerkezeti hasonlóságot mutat a szerin-proteáz gátlók molekulájához).
Az extrém lúgos pH-η végzett inaktiváláshoz a fehérjéket stabilizálni kell a denaturálódás elkerülésére.
Általában különféle vegyületeket írtak le fehérjék stabilizálására, a szokásos cél a molekuláris integritás megőrzése a pasztörizálással vagy hőkezeléssel végzett inaktiválási lépések alatt, és a végtermékben a biológiai aktivitás megtartása a folyékony vagy fagyasztva szárított készítményekben. Az alkalmazott nagyszámú vegyület a következő fő csoportokba sorolható:
- cukrok, cukoralkoholok és poliolok (szacharóz, maltóz, mannit, szorbit, dextrinek, polietilénglikol stb.),
- aminosavak (lizin, glicin, hisztidin, arginin stb.),
- fehérjék (albumin) és
- szerves savak vagy azok sói (kaprilát, citrát, EDTA stb.).
Szervetlen sókat is használtak segédanyagként fiziológiai koncentrációkban, az egyetlen cél a megfelelő izotonicitás és oldhatóság elérése (főként fagyasztva szárított készítmények esetében), a fő anyag nátriumklorid, nátriumfoszfát stb. volt.
Fehérjék virális inaktiválás céljából, extrém pH-n történő stabilizálásának specifikus esetét a jelen találmányt megelőzően még nem érintették. Ezért feltételezzük, hogy a korábban leírt általános módszerek alkalmazhatók.
Azonban ezek a módszerek nem védik kielégítően az inaktiválandó fehérjéket.
A feltalálók által végzett kutatás eredményeként lehetővé vált a fehérjék stabilizálása olyan külső ágensek bevezetése nélkül, amely ágensek potenciálisan toxikusak vagy amelyeket nehéz eltávolítani, a cél inaktiválás létrehozása lúgos pH-n.
A fehérjék extrém pH-η történő stabilizálásának elmélete a fehérjék hipotetikus hidrofób kölcsönhatásán és a molekulaméret variációján (összehajtogatódás) alapul, ami az oldatban jelen levő nagy sókoncentrációk reverzibilis hatásának tudható be. Ez a molekuláris összehúzódás segíti a biológiailag aktív régiók megőrzését a töltések taszítása következtében (oldószer), ami a víztaszítóbb zónák nagyobb expozíciójának az eredménye.
A stabilizálószerek bármilyen típusú szervetlen ionok, különösen olyan poliionok (például ammóniumszulfát, nátrium-klorid stb.) lehetnek, amelyek képesek a közeget elegendő ionos töltéssel ellátni.
Másrészt a vírusok stabilizálásának a lehetősége akkor, amikor az ionerősség nő, egyre csekélyebb, mivel a külső burkot merev fehérje vagy lipoprotein szerkezetek alkotják, és ezért alig van alkalom arra, hogy önmagát összehúzódás és hidrofobicitás révén megvédje.
A találmány vírusok inaktiválására alkalmas módszert ír le általában extrém lúgos pH-η, olyan fehérjeoldatokban, amelyek stabilak terápiás alkalmazás céljára
HU 221 239 Β1 és humán vagy állati eredetűek vagy rekombináns DNS-technológiával készültek.
Általában az inaktiváló kezelést a termelési eljárás végső fázisában alkalmazzuk, hogy az előző lépések maradék szennyeződésének lehetséges rizikóját elkerüljük. Szintén előnyös, ha megfelelő tisztaságú frakciókat használunk a szükségtelen kicsapódás vagy a kezelés utáni elválasztás elkerülésére.
A következő, a találmány alkalmazásának nem korlátozó példái olyan fehérjékre utalnak, mint az antitrombin (ATIII), α-proteináz-gátlók (α-Pl) vagy szeroalbumin.
A kiindulási szolubilizált fehérjeoldatot vagy frakciót Cohn, Cohn-Oncley, Kistler-Nischmann ffakcionálással etanollal, hidegen, vagy polietilénglikollal, oktánsavval, ioncserélő vagy affinitáskromatográfiás módszerrel vagy bármely más eljárással kaphatjuk, amely az extrém lúgos pH-η végzett inaktiválási kezelés céljára elegendően tiszta frakciókat eredményez.
Az első lépés a fehérje szolubilizálása és előnyösen a segédanyagok és sók csökkentése, ha jelentős mennyiségben vannak jelen. A fehérjeoldatban a denaturáló ágensek (például etanol) lehetséges jelenlétét is szükséges megszüntetni vagy jelentősen csökkenteni. Erre a célra alkalmas módszer a molekulakizáró gyanták (kereskedelmi termékek: Sephadex, Sepharose, Sephacryl, Ultragel, Sephacel stb.) alkalmazásával végzett gélszűrés vagy előnyösen a fehérje méretétől függően 1-50 kD molekuláris pórusméretű (Pellicon modell, Millipore) ultraszűrő membránon vízzel szembeni diaszűrés. Egy alternatív módszer a hagyományos dialízis nitrocellulóz, cellofán vagy kuprofán membránokkal (gyártmány: I DEL M-ll) addig végezve, amíg a dializált oldat előnyösen 300 mOsm/kg alatti ozmolalitású, noha ez az érték nem meghatározó, ha a fehéijeoldat ionerősségének az értékét levonjuk a stabilizátor szükséges, hozzáadandó mennyiségéből.
Az oldatot azután injekciós vízzel 25% és 0,001% közötti, előnyösen 5% és 0,1% közötti fehérjekoncentrációig hígítjuk (a szóban forgó fehérje oldhatóságától függően), az inaktiválandó fehérjétől függően.
Az oldatot a fehérjétől függően 0 és 45 °C közötti, előnyösen 2 és 4 °C közötti hőmérsékletre állítjuk.
Egy semleges vagy nemsemleges ionos sóból (alkálifémek vagy az ammóniumion kloridjából vagy szulfátjából vagy karbonsavak alkálisóiból stb.) 0,005 móltól és a telítéshez szükséges mennyiség közötti arányban adunk az oldathoz, előnyösen 1 -4 mól nátrium-kloridot adunk az aktuális oldat 1 kg-jára vonatkoztatva egyedül, vagy az oldat megfelelő ionerősségét biztosító más sókkal keverve. A termékből készült végső készítmény részét képező segédanyagokat vagy stabilizálószereket egyidejűleg, szükséges esetben más speciális anyagokkal együtt adagolhatjuk, mindig azzal a feltétellel, hogy az eljárás alatt az extrém pH-nak ellenállnak.
Amikor a fehérjeoldatot stabilizáltuk, egy alkálifémhidroxid-oldatot (amely előnyösen 0,001 M és a telített oldat közötti koncentrációjú) adunk hozzá keverés közben, vagy bármilyen más alkalikus oldatot, amely kompatibilis a fehérjével és a közeggel, és amely megfelelő hidroxilion koncentrációt biztosít és az oldat pH-ját 10,0 és 14,0, előnyösen 12 és 13 közötti értékre állítja be. Az oldat hőmérsékletét 0 és 45 °C között, előnyösen 2 és 4 °C között tartjuk.
A pH beállítása bármely kereskedelemben kapható pH-mérővel (Crison gyártmány, Hanna) elvégezhető, de a készülék pontos beállítását előzőleg 10,00-es pHjú borátpufferrel el kell végezni.
Az expozíciós idő a kezelés alatt a lehető legrövidebb, kevesebb, mint 100 óra vagy 100 óra, és nagyobb, mint 1 másodperces inkubálási idő, előnyösen 1 és 60 perc közötti, ami megfelel egy extrém pH-η és rövid expozíciós idővel végzett kezelésnek.
A pontos inkubálási idő után az oldat pH-ját azonnal 10 alatti értékre állítjuk, előnyösen hidrogén-klorid vagy más erős vagy gyenge ásványi vagy szerves sav hozzáadásával, vagy bármely más olyan rendszerrel, amely képes a pH értékét közel semlegesre vagy a kívánt értékre csökkenteni.
A fehérjeoldatot azután dializálhatjuk és a végső készítményhez beállítjuk, előnyösen sterilizált eldobható dialízistöltetek (1 DEC M-ll vagy ekvivalense) vagy ultraszűrő, előnyösen 1-50 kD-os (Pellicon modell, Millipore) membránok használatával, a kívánt végső készítményhez megfelelő összetételű, elegendő dialízisoldat alkalmazásával, az oldat ionerősségének megfelelő módon történő csökkentésére.
A beállított oldatot 0,22 pm pórusméretű membránon át történő szűréssel sterilezhetjük, és azután fiolákba tölthetjük folyékony formában történő kiszereléshez, vagy, amennyiben alkalmas, fagyasztva szárítjuk.
1. példa
A lúgos kezelés vírusinaktiváló hatékonyságát úgy vizsgáltuk, hogy a víruskoncentrátum 1 ml-ét 19 ml 0,1 N nátrium-hidroxid-oldatba oltottuk 4 °C-on, a pH értéke 12,5 és 13 közötti.
Az 1. táblázatban megadott időkben mintákat vettünk sejttenyésztésre, savval végzett semlegesítést követően.
A tanulmányozott vírusok a marhaherpeszvírus vagy BHV (lipidburokkal rendelkező vírus) és nyúl parvovírus vagy CPV és 2 típusú humán poliovírus (mindkét vírus lipidburok nélküli) voltak. A számokat a tenyésztett sejtekben a citopátiás hatás révén határoztuk meg (TCID50).
Az eredmények az 1. táblázatban láthatók.
1. táblázat
Lipidburokkal rendelkező vagy nem rendelkező vírusok inaktiválása nátrium-hidroxiddal
A vírusok száma (teljes egységek)
Idő (perc) CPV BHV POLIO
Inokulum 2,0x10’ 6,9x10’ 7,1 xlO8
0 1,9x105 1,2 xlO2 3,5 xlO4
10 2,4x105 1,2 xlO2 2,7x105
HU 221 239 Bl
A vírusok száma (teljes egységek)
Idő (perc) CPV BHV POLIO
20 9,6xl02 4,5x10' 2,0 xlO4
60 5,0 χ 10’ 4,5x10' 2,1 xlO3
Inaktiválás:
redukciós faktor (lóg) 5,6 8,2 5,5
A lúgos inaktiváló kezelés a vírusok számának jelentős csökkenését (> 4 lóg) eredményezi a vizsgált három vírus esetében, és ezért speciális inaktiválási lépésnek tekinthető.
2. példa
Az inaktiválási lépés virális követését a találmány szerinti módszerrel végeztük. Ezt két különböző vírus, így a marhaherpeszvírus és a nyúl parvovírus esetében vizsgáltuk.
Az inaktiválandó fehéije készre tisztított antitrombin III (sarzsszám 5139), amelynek fajlagos aktivitása 7 IU/mg fehérje, és fehérjekoncentrációja 0,8% volt. 45,1 g antitrombin III oldatot vettünk mindegyik vizsgálni kívánt vírushoz, és 8,7 g nátrium-klorid stabilizátort, 0,81 g trinátrium-citrát-dihidrátot és 1,06 g mannitot adtunk hozzá segédanyagként, és a megadott sorrendben. Minden adagolás után az egyesített terméket szolubilizáltuk. Az oldatot azután víz/jég elegyben 1,0+0,5 °C hőmérsékletű fürdőben hűtöttük, miközben folyamatosan mindegyik vírusból 4,5 g inokulumot adtunk az elegyhez, és keverés után egy 10 g-os mintát vettünk. 1,75 ml 2N nátrium-hidroxid-oldatot adtunk a mintához, úgyhogy az oldat pH-ja 12,50+0,05 volt. Ilyen körülmények között végzett 1 órás kezelés után mindegyik vizsgálati elegyet semlegesítettük. Ez 1,55 ml 2N sósav hozzáadásával történt, és ellenőriztük, hogy a pH 6,7 és 6,9 között legyen.
Mindegyik vizsgálati elegy utolsó mintáját a megfelelő sejtekben tenyésztettük, hogy meghatározzuk a fertőzőképességnek a jelen módszerrel kapott csökkenését. A vírusok számát citopatogenicitás-meghatározással TCID50 állapítottuk meg.
Az eredményeket a 2. táblázatban adjuk meg.
2. táblázat
Lipidburokkal rendelkező vagy nem rendelkező vírusok inaktiválása tömény, tisztított antitrombin III-ban
A vírusok száma (teljes egységek)
Minta BHV CPV
Inokulum 1,4x10’ 2,4 xlO7
Töltőanyag (kiindulási anyag) 2,2 xlO8 4,2 xlO7
Idő=60 perc <1,5x10’ 8,0 χ 102
Inaktiválás:
redukciós faktor (lóg) >5,2 4,7
A vírusok redukciójára kapott értékek szignifikánsak (> 4 lóg) a tanulmányozott két vírusra vonatkozóan. A nyúl parvovírus speciális esetében a redukció szintje gyakorlatilag azonos a fehérje és stabilizátorok távollétében (1. példa) tapasztalttal, a maradék fertőzőképesség a mérhetőségi határ alatt van (8,0 χ 102 egység).
3. példa
Az extrém pH-n végzett kezeléssel inaktivált termékjellemzése céljából a találmány szerinti eljárást addig végeztük, amíg a végső fagyasztva szárított terméket (antitrombin III) megkaptuk.
85,3 g antitrombin III koncentrátumból indultunk ki, amelyet kétszer tisztítottunk affinitási kromatográfiás úton (0,5/1), és amelynek optikai sűrűsége (Α2Χ0 nm) 4,20 és aktivitása 43,2 IU/ml volt, nátrium-kloriddal stabilizáltunk 3 mól/liter aktuális oldat mennyiség hozzáadásával.
Az oldatot azután megfelelő segédanyagokkal állítottuk be a kiindulási oldat literére vonatkoztatott 20 g trinátrium-citrát-dihidráttal és mannittal. Az oldatot azután víz/jég fürdőben hűtöttük, és a folyamat alatt 3 + 1 °C-on tartottuk. Ezt követően 2N nátrium-hidroxid-oldatot adtunk hozzá 12,50+0,02 pH-érték eléréséig (Crison pH-mérő, 10,0-es pH-jú borátpufferrel kalibrálva). 1 órás inkubálás után az oldathoz közel semleges pH-ig 2N sósavat adtunk.
Az inaktivált vírusoldatot konstans térfogatig diaszűrésnek vetettük alá egy 10 kD molekuláris mérethatárú aszeptikus ultraszűrő töltetben (model TFF PrepScale, 2,5 négyzetláb, Millipore), összesen öt térfogat dialízis pufferoldat alkalmazásával, amely nátriumkloridot, nátrium-citrátot és mannitot tartalmazott. A keletkezett oldatot a szükséges erőre állítottuk, 0,22 pmes membránon át sterilre szűrtük, és fiolákba töltöttük, amelyeket azután fagyasztva szárítottunk.
A végső kész terméket abból a célból jellemeztük, hogy megmutassunk bármilyen lehetséges molekuláris változást.
A stabilizátor (nátrium-klorid) által a lúgos kezelés alatt nyújtott védelmet úgy határoztuk meg, hogy mértük az aktivitás és a fajlagos aktivitás visszanyerését az inaktiválási lépés alatt. A kapott értékeket a 3. táblázatban mutatjuk meg.
3. táblázat
Az ATIII aktivitásának és specifikus aktivitásának visszanyerése az extrém (12,5-ös) pH-η végzett inaktiválási lépés alatt
Minta Stabilizált ATIII oldat ATIII oldat inaktiválás után (1 óra 3±1 °C-on)
ATIII aktivitás (IU/ml) 43,1 39,3
Optikai sűrűség (A280 nm) 4,20 3,95
ATIII egység (IU) 3332 3143
Az aktivitás %-os visszanyerése 100 97,0
Fajlagos aktivitás (IU/mg) 8,1 7,9
HU 221 239 Bl
A kész terméket a működőképességét bizonyító vizsgálatok alapján jellemeztük:
Heparin affinitás: kizárva (nincs affinitás) =3% (Heparin gyanta eluált =90%
Sepharose 6FF)
Immunelektroforézis heparinnal keresztezve: lassú fonnák (kis affinitás) =4,2%
Molekuláris megoszlás: aggregáció (polimerek) =3,6% (HPLC)
Elektroforézis (cellulóz-acetát/amid fekete): a2 sáv 0 99,6%
Fajlagos aktivitás: IU/mg összes fehérje=7,9 (*) Molekulatömegek: SDS-PAGE=58 500 (egyetlen sáv)
Redukáló körülmények =68 500 (egyetlen sáv) (2-ME) (*) Izoelektro-fókusz (izoelektromos pont) =4,98 fő sáv
4,90 másodlagos sáv (*) Az eredmények azonosak voltak a kész fiolában tisztított ATIII-ra vonatkozóan a találmány szerinti inaktiváló kezelést követően és a kezelés elhagyása esetén is.
A következő 4. táblázat a fagyasztva szárított an- stabilitását mutatja ugyanazon sarzson belül, inaktivátitrombin Ill-ból vízzel készült oldatok összehasonlító lássál vagy inaktiválás nélkül:
4. táblázat
ATM összehasonlító stabilitása oldatban, 25 °C-on
Termék A napok száma 25 °C-on
0 5 15 30
Inaktivált Aktivitás (IU/ml) 17,3 17,4 14,4 11,4
ATM Kezdeti % 100 101 83 66
Nem-inaktivált Aktivitás (IU/ml) 18 20,9 11,4 8,2
ATM Kezdeti % 100 116 63 46
Végső általános értékelésként azt mondhatjuk, hogy minden vizsgálat a fehérjemolekula szerkezeti vagy funkcionális változásának hiányát mutatta. 40
4. példa
A nátrium-klorid és más vegyületek védő hatását a fenti stabilizátorok különböző koncentrációival végzett inaktiváló kezelések segítségével mutattuk meg an- 45 titrombin III jelenlétében, oly módon, hogy meghatároztuk a biológiai aktivitás visszanyerését (kromogén szubsztrát módszer).
5,00 g-os frakciókat különítettünk el egyetlen sarzsból származó (száma 305690) tisztított an- 50 titrombin III oldatból, és növeltük a stabilizátorok nátrium-klorid, nátrium-citrát és mannit - mennyiségét, amint az az 5. táblázatban látható. A stabilizált oldatot víz/jég fürdőben 2 és 4 °C közötti hőmérsékletre hűtöttük, majd 2N nátrium-hidroxid-oldatot adtunk hozzá 12,50±0,05 pH-érték eléréséig. Ilyen körülmények között a mintákat 1 órán át inkubáltuk, majd 2N sósavval 7,0±0,2 pH-értékig semlegesítettük. A mintákban az antitrombin III visszanyert aktivitását az inaktiváló kezelés előtt és után is meghatároztuk.
A visszanyerés eredményeit az 5. táblázatban foglaltuk össze.
5. táblázat
ATM aktivitás visszanyerése a 12,5-es pH-η 1 órán át végzett inaktiváló kezelés alatt
Stabil izátor Az ATIII oldathoz adott stabilizátor (g/i) ATIII visszanyerése (%)
Nátrium-klorid 5,85 15,5
Nátrium-klorid 29,3 21,6
Nátrium-klorid 87,8 36,7
Nátrium-klorid 175,5 94,4
Nátrium-citrát 20 33,8
Nátrium-citrát 50 35,4
Nátrium-citrát 100 42,6
Nátrium-citrát 190 52,0
Mannitt 20 22,6
Mannit 50 27,6
HU 221 239 Β1
Stabilizátor Az ATIII oldathoz adott stabilizátor (g/i) ATIII visszanyerése (%)
Mannit 100 38,1
Mannit 200 40,2
Nátrium-klorid/nátrium- citrát 175,5/20,0 97,6
Nátrium-klorid/nátrium- citrát 175,5/50,0 98,2
Nátrium-klorid/nátrium- citrát 175,5/100,0 96,5
Nátrium-klorid/nátrium- citrát 175,5/190,0 96,3
Nátrium-klorid/nátrium- citrát 175,5/250,0 95,4
Nátrium-klorid/nátrium- citrát 175,5/300,0 97,4
Az eredmények azt mutatják, hogy a nátrium-kloridnak vagy kisebb mennyiségű más sókkal, így nátriumcitráttal alkotott keverékeinek a védőhatása megfelelő stabilitást ad a fehérjének. Az optimális stabilizáló összetétel az lesz, amely megőrzi az ATIII aktivitását és minimális védőhatást fejt ki a vírusokra. Ezt a stabilizátorok lehető legkisebb olyan koncentrációjával érjük el, amely nem védi a vírust (nátrium-klorid). Az optimális összetétel 175,5 g nátrium-kloridnak (vagy 3 mól sónak) 1 liter aktuális oldathoz való hozzáadásakor vagy még inkább a 20,0 g trinátrium-citrát-dihidrátot (0,067 mól/liter aktuális oldat) tartalmazó aktuális oldathoz való hozzáadásakor kapottnak felel meg.
5. példa
Ez a példa azt mutatja meg, hogy ugyanaz a módszer más, a szerin-proteáz-enzimek gátlói által alkotott csoportba tartozó fehéijék, így az al antitripszin (vagy al Pl) inaktiválására is használható.
Ebből a célból a nátrium-klorid védő hatását vizsgáltuk a proteázgátlóra (al Pl) vonatkozóan, oly módon, hogy az anti-elasztáz aktivitásának visszanyerését tanulmányoztuk a stabilizátor különféle koncentrációinak jelenlétében.
A kiindulási tisztított al Pl oldat (fajlagos aktivitás 1,05 IU/ml: A280 nm) antielasztáz aktivitása 8,8 IU/ml. Ebből az oldatból 20,0 ml-es frakciókat vettünk ki, és ezeket növekvő mennyiségű nátrium-klorid hozzáadásával stabilizáltuk. Oldódás után az anyagot víz/jég fürdőben 2 és 4 °C közötti hőmérsékletre hűtöttük, és a vírusokat 2N nátrium-hidroxid-oldat 12,50±0,05 pH-ig történő adagolásával inaktiváltuk. 1 órás ilyen körülmények közötti inkubálás után a mintákat 2N sósav közvetlen adagolásával semlegesítettük. Az inaktivált frakciókból mintákat vettünk, és antielasztáz aktivitásukat, fajlagos aktivitásukat és visszanyerésüket meghatároztuk.
Az eredmények a következő, 6. táblázatban láthatók.
6. táblázat al Pl virális inaktiválása 1 órán át 12,5-es pH-n, 2-4 °C-on
A hozzáadott NaCl mennyisége (g/Iiter) (mól/liter) Antielasztáz hatás (IU/ml) Fajlagos aktivitás (IU/ml: Α28θ) %-os vissza- nyerés a-PI (anti- clasz- táz)
0 0 2,12 0,25 24
29,3 0,5 2,50 0,29 28
58,5 1 2,66 0,34 32
117 2 9,13 1,17 112
234 4 8,21 1,10 105
A nátrium-klorid jelentős védő hatással rendelkezik (100%-nál nagyobb visszanyerési és 1,5 IU/ml :A280nál nagyobb fajlagos aktivitási értékek) 2 és 4 mól/liter koncentrációknál.
6. példa
Más, a szerin-proteáz-enzimek gátlóiéhoz hasonló molekuláris szerkezetű fehérjéket vizsgáltunk. Az albumin ezen fehérjecsoport egyik nem korlátozó példája.
Az eljárás abból állt, hogy intravénás injektálásra alkalmas tisztított stabilizált humán albumint lúgos inaktiváló kezelésnek vetettünk alá. Két, 2, illetve 5% fehérjét tartalmazó oldatot készítettünk ugyanabból az 5%-ra beállított albumin-oldatból (kaprilát és triptofanát) fiziológiás (0,9%-os) sóoldattal történő hígítással. A 2%-os oldatot két részre osztottuk, és 3 mól/liter nátrium-kloridot adtunk az egyikhez. Mindegyik oldatot víz/jég fürdőben 2-4 °C-ra hűtöttük. 2N nátriumhidroxid-oldat adagolásával az oldatok pH-ját 12,50±0,05 értékre állítottuk, az oldatokat 1 órán át ilyen körülmények között inkubáltuk, és azután 2N sósavval pH 7,0±0,2 értékre semlegesítettük.
Ezután a legnagyobb sókoncentrációjú oldatot Cuprofan-töltetben (1 DEL M-II) stabilizátorokat (kaprilátot és triptofanátot) tartalmazó oldatokkal szemben dializáltuk az albumin-oldatéval azonos koncentrációnál, az ionerősséget elegendő mértékben, a fiziológiás értékre csökkentve. Az ionerősség beállítása után az oldatokat ultraszűréssel (TFF PrepScale, Millipore), 10 kD-os membrán felhasználásával 5% fehérjetartalomig töményítettük. Mindegyik meghatározási mintában a stabilizátorok, a fehérje (5%) koncentrációját, az izotonicitást (0,15 M nátrium-klorid) és a pH-értéket (7,0±0,2) ismételten beállítottuk. Az utolsó lépés egy 0,22 pm-es steril membránon (PVDF, Millipore) át, 50 ml-es fiolákba történő szűrés volt, a fiolákat azután 10 órán át 60 ±0,5 °C-on pasztörizáltuk.
Az oldatokból és a kontroliból (amelyet inaktiváló kezelésnek nem vetettünk alá) a vizsgálat minden fehérje- és sókoncentrációjánál vettünk mintákat. A kész termék molekuláris összetételét (molekuláris eloszlás, HPLC) és stabilitását meghatároztuk.
Az eredményeket a 7. táblázatban adjuk meg.
HU 221 239 Bl
7. táblázat
Albumin virális inaktiválása 1 órán át 12,5-es pH-η és 2-4 °C-on
Albuminkoncentráció (%) 5 2 kontroll (nem inaktivált)
Nátrium-klorid-koncentráció
(g/liter) 8,8 8,8 184
(mól/liter) 0,15 0,15 3,15
Turbiditás (NTU) 35 32 17,9 9,4
Aggregáció (HPLC) (polimer%)
közvetlen 12,40 9,66 0 14,56
korrigált 4,71 3,86 0 5,38
Stabilitás meghatározás (1)
(NTU) 10 10 0,4 0
(I) Stabilitásvizsgálat: a turbiditás növekedésének meghatározása az albumin-oldat 56 °C-on 50 órán át végzett kezelése után.
7. példa
Meghatároztuk azt a pH-érték-tartományt és expozíciós időt, amelynél a virális inaktiválás lehetséges.
Tisztított antitrombin III oldatát (fajlagos aktivitás >6 IU/mg fehérje) inaktiváltuk különböző pH-értékek, hőmérsékletek és expozíciós idők alkalmazásával, oly módon, hogy a nátrium-kloriddal és -citráttal stabilizált oldatokhoz 2N nátrium-hidroxid-oldatot adtunk. Az oldatokat azután semlegesítettük, és mintákat vettünk azok ATIII-aktivitásának követésére. Az egyes kezelések utáni aktivitás visszanyerését számítással határoztuk meg.
Az eljárás pontos körülményeit és az eredményeket a 8. táblázatban foglaltuk össze.
8. táblázat
Az ATIII aktivitásának visszanyerése különböző pH, inkubációs idő és hőmérsékletek alkalmazásával
Stabilizátorok Hozzáadott stabilizátorok (g/1) Hőmérséklet (°C) Inkubálási idő (óra) PH Az ATIII aktivitás %-os visszanyerése
Nátrium-klorid + Nát- rium-citrát 58,5 + 190,0 4 20 10,0 99,7
11,0 91,7
12,0 85,2
25 20 10,0 100,2
11,0 90,3
12,0 27,6
34,5 + 190,0 4 20 12,0 54,8
12 92,8
4 99,7
1 96,3
4 12,5 83,7
1 92,0
1 13,0 60,2
Nátrium-klorid + Nát- rium-citrát + Mannit 5,0 + 5,2 + 20,0 (izotóniás összetétel) 4 20 12,0 8,3
175,5 + 20,0 + 20,0 4 1 13,0 88,5
204,8 + 20 + 20 4 1 13,0 91,6
234,0 + 20,0 + 20,0 4 1 13,0 90,3
175,5 + 17,0 + 20,0 4 1 12,5 97,3
204,8 + 17,0 + 20,0 4 1 12,5 97,4
12,66 91,8

Claims (10)

  1. SZABADALMI IGÉNYPONTOK
    1. Eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy a kiindulási fehérjeoldatot védőszerrel stabillá tesszük, a hőmérsékletét szabályozzuk, és alkalikus közegben extrém pH-értéken kezeljük, majd inkubáljuk, sav hozzáadásával semlegesítjük, és a stabilizátorokat dialízissel vagy diaszűréssel eltávolítjuk.
  2. 2. Az 1. igénypont szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy a kiindulási fehérjeanyag előzőleg tisztított és denaturáló anyagoktól mentes.
  3. 3. Az 1. vagy 2. igénypontok bármelyike szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve hogy a fehérjeanyag kiindulási oldatát 0,001 és 25 tömeg/térfogat % közötti, előnyösen 0,1 és 5 tömeg/térfogat % közötti fehérjekoncentráció eléréséig hígítjuk.
  4. 4. Az 1 - 3. igénypontok bármelyike szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy a fehérjéket nátrium-klorid vagy más semleges vagy nemsemleges ionos sónak magának vagy nátrium-kloriddal alkotott keverékének a hozzáadásával stabilizáljuk.
  5. 5. A 4. igénypont szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy nátrium-kloridot vagy más ionos sót 0,005 mól/liter oldat és a telítéshez szükséges mennyiség közötti arányban, előnyösen nátrium-kloridot 1 -4 mól/liter oldat arányban adunk az oldathoz.
  6. 6. Az 1-5. igénypontok bármelyike szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy a stabilizált fehérjeoldat hőmérsékletét 0 és 45 °C közötti értékre, előnyösen 2-4 °C-ra szabályozzuk.
  7. 7. Az 1. igénypont szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy az extrém lúgos közegben végzett kezelés során 0,001 M és telített oldat közötti koncentrációjú alkalikus oldatot adunk a fehérjeoldathoz a 10 és 14 közötti, előnyösen a 12 és 13 közötti pH eléréséig.
  8. 8. A 7. igénypont szerinti eljárás vírusok inaktiválás ára fehérjékben, azzal jellemezve, hogy az alkalikus oldatként előnyösen egy alkálifém(nátrium-, kálium)-hidroxid vagy elegendő mennyiségű hidroxiliont szabaddá tevő vegyület vizes oldatát alkalmazzuk.
  9. 9. Az 1. igénypont szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy az inkubálást 1 másodperc és 100 óra közötti, előnyösen 1 perc és 60 perc közötti ideig végezzük.
  10. 10. Az 1. igénypont szerinti eljárás vírusok inaktiválására fehérjékben, azzal jellemezve, hogy a kezelést hidrogén-klorid vagy más erős vagy gyenge (ásványi vagy szerves) sav hozzáadásával végzett semlegesítéssel, a pH-érték 10 alá csökkentésével, és az oldat semlegesítésével vagy a pH kívánt értékre történő állításával fejezzük be.
HU9602914A 1995-11-03 1996-10-21 Method of inactivating viruses in proteins HU221239B1 (en)

Applications Claiming Priority (1)

Application Number Priority Date Filing Date Title
ES09502143A ES2099678B1 (es) 1995-11-03 1995-11-03 Procedimiento para la inactivacion de virus en proteinas.

Publications (4)

Publication Number Publication Date
HU9602914D0 HU9602914D0 (en) 1996-12-30
HUP9602914A2 HUP9602914A2 (en) 1997-08-28
HUP9602914A3 HUP9602914A3 (en) 2000-03-28
HU221239B1 true HU221239B1 (en) 2002-08-28

Family

ID=8292048

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
HU9602914A HU221239B1 (en) 1995-11-03 1996-10-21 Method of inactivating viruses in proteins

Country Status (12)

Country Link
US (1) US5932468A (hu)
EP (1) EP0771567B1 (hu)
JP (1) JP3024073B2 (hu)
AR (1) AR004224A1 (hu)
AT (1) ATE211928T1 (hu)
CZ (1) CZ292651B6 (hu)
DE (1) DE69618536T2 (hu)
ES (2) ES2099678B1 (hu)
HU (1) HU221239B1 (hu)
MX (1) MX9605278A (hu)
SK (1) SK281404B6 (hu)
UY (1) UY24358A1 (hu)

Families Citing this family (8)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
GB9900428D0 (en) * 1999-01-08 1999-02-24 Nat Blood Authority Virus inactivation process
BR0008405B1 (pt) 1999-02-22 2014-04-22 Baxter Int Composição de fator viii formulada sem a adição de albumina, uso de uma composição de fator viii, e, método de liofilizar uma formulação farmacêutica aquosa
US20090017069A1 (en) * 2000-06-29 2009-01-15 Lipid Sciences, Inc. SARS Vaccine Compositions and Methods of Making and Using Them
CN100457896C (zh) * 2005-10-26 2009-02-04 李法卿 灭活生物制品中病毒和去除细菌内毒素的方法
US20100168018A1 (en) 2008-11-07 2010-07-01 Baxter International Inc. Factor viii formulations
ES2938833T3 (es) * 2016-03-28 2023-04-17 Ultragenyx Pharmaceutical Inc Métodos de inactivación térmica de adenovirus
KR101938304B1 (ko) 2016-05-13 2019-04-10 연세대학교 산학협력단 비대칭형 커프 구조를 갖는 구강 또는 비강 기관 삽관 튜브
WO2018119561A1 (zh) * 2016-12-26 2018-07-05 通博国际有限公司 可塌陷鼻腔喷射导管

Family Cites Families (10)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US3941696A (en) * 1973-12-20 1976-03-02 Baylor College Of Medicine Sterilization of holding tanks and toilet bowls by quaternary compounds
US4055655A (en) * 1975-07-21 1977-10-25 National Research Laboratories Complexes of heavy metal ions and polyfunctional organic ligands used as antimicrobial agents
JPS53142593A (en) * 1977-12-12 1978-12-12 Green Cross Corp:The Stabilization of urokinase by heating
JPH0669961B2 (ja) * 1984-09-25 1994-09-07 株式会社ミドリ十字 免疫グロブリンの加熱処理方法
JPH07121877B2 (ja) * 1986-05-31 1995-12-25 株式会社ミドリ十字 静注用非化学修飾免疫グロブリンの加熱処理方法
DE3816139A1 (de) * 1987-10-17 1989-04-27 Bayer Ag Verfahren zur herstellung von paramunitaetsinducern
EP0343275B1 (de) * 1988-05-27 1993-02-03 Centre Regional De Transfusion Sanguine De Lille Verfahren zur Herstellung eines hochreinen, virusfreien Antihämophiliefaktors mittels Chromatographie
FR2695140B1 (fr) * 1992-08-06 1994-11-04 Aetsrn Procédé d'inactivation virale des produits plasmatiques par des fluides supercritiques ou subcritiques.
GB9306806D0 (en) * 1993-04-01 1993-05-26 Unilever Plc Disinfectant compositions
SE9301582D0 (sv) * 1993-05-07 1993-05-07 Kabi Pharmacia Ab Purification of plasma proteins

Also Published As

Publication number Publication date
ES2099678A1 (es) 1997-05-16
JPH09187273A (ja) 1997-07-22
ES2099678B1 (es) 1998-02-16
US5932468A (en) 1999-08-03
HU9602914D0 (en) 1996-12-30
DE69618536D1 (de) 2002-02-21
ES2170845T3 (es) 2002-08-16
ATE211928T1 (de) 2002-02-15
MX9605278A (es) 1997-05-31
UY24358A1 (es) 1996-11-13
CZ321596A3 (en) 1997-05-14
HUP9602914A3 (en) 2000-03-28
SK140796A3 (en) 1997-07-09
SK281404B6 (sk) 2001-03-12
CZ292651B6 (cs) 2003-11-12
HUP9602914A2 (en) 1997-08-28
JP3024073B2 (ja) 2000-03-21
AR004224A1 (es) 1998-11-04
EP0771567B1 (en) 2002-01-16
DE69618536T2 (de) 2002-09-12
EP0771567A1 (en) 1997-05-07

Similar Documents

Publication Publication Date Title
EP1027371B1 (en) Process for the production of highly viral safe thrombin for forming fibrin glue from a pool of human plasma
JPS6051116A (ja) 脂質含有ウイルスを含まない蛋白質含有組成物及びその製造方法
JP2012051895A (ja) ウイルス不活性化熱処理へ供するための血漿タンパク質の寒冷沈降物を安定化する方法
Roberts Virus inactivation by solvent/detergent treatment using Triton X-100 in a high purity factor VIII
Kempf et al. Pathogen inactivation and removal procedures used in the production of intravenous immunoglobulins
RU2411959C2 (ru) Способ получения безопасных в вирусном отношении биологических текучих сред
Burnouf Safety aspects in the manufacturing of plasma-derived coagulation factor concentrates
HU221239B1 (en) Method of inactivating viruses in proteins
SK8293A3 (en) Composition for stabilizing bloodplasma during pasteurization and pasteurized plasma solution for therapeutic use
EP0292003B1 (en) Stabilzation of biological and pharmaceutical products during inactivation of viral and bacterial contaminants
EP2695620B1 (en) Caprylate viral deactivation
US6465170B2 (en) Method for depleting viral and molecular pathogens in a biological material
CA2293401C (en) A method for depleting viral and molecular pathogens in a biological material
JPH0825903B2 (ja) γ―グロブリン含有水溶液
AU756017B2 (en) The process of preparing immunoglobulin for intravenous injection by viruses double-sterilized without adding any protectant
SOUZANGARZADEH et al. Inactivation of poliovirus type-1 and HSV-1 in human coagulation factor VII concentrate by pasteurization
AU726999B2 (en) Process for reducing the concentration of viral and molecular pathogens in a biological material
Sofer Part 3a, Plasma and Plasma Products
MXPA98009535A (en) Methods for the terminal sterilization of biologi products

Legal Events

Date Code Title Description
HC9A Change of name, address

Owner name: GRIFOLS, S.A., ES

Free format text: FORMER OWNER(S): GRUPO GRIFOLS, S.A., ES; GRIFOLS, S.A., ES; PROBITAS PHARMA, S.A., ES