HU180306B

HU180306B - Process for preparing sarcosine oxydase

Info

Publication number: HU180306B
Application number: HU78TO1087A
Authority: HU
Inventors: Shigeru Ikuta; Kazuo Matsuura; Yoshifumi Horiuchi
Original assignee: Toyo Jozo Kk
Priority date: 1977-10-04
Filing date: 1978-10-03
Publication date: 1983-02-28
Also published as: FR2405299B1; FR2405299A1; SE7810355L; GB2005689B; DE2842940C2; DK146224B; DE2842940A1; DK146224C; JPS6029473B2; NL7809943A; CA1112192A; JPS5452789A; CH645668A5; DK436978A; ATA712778A; AT364878B; US4216292A; SE432265B; GB2005689A

Description

A találmány tárgya új eljárás szarkozin-oxidáz előállítására· A szarkozin-oxidáz /EC,1,5,3,1,szarkozin: oxigén oxidoreduktáz (demetilező)/ ismert enzim, és a következő reakoió.szerint működik:

szarkozin + HgO + Og “ZZ”Z_ gücin + HCHO + HgOg

Az enzimet egerek májából vagy veséjéből vagy Corynebaoterium nembe tartozó mikroorganizmus tömegtenyésztésével állítják βίο. /1.Bioi,Chem. 138, 211 /1941/ és C.G. Maokenzie: Amino Aoiol Metabolism, 6ö4, oldal /1955./, illetve Summary of the Cogress of Japan Agrioulture Assooiation, 1977« április/. Azt találtuk, hogy a fent szemléltetett reakciót a Japánban (Sasaki, Fukuchiyama, Kyoto) gyűjtött talajmintából izolált mikroorganizmus, a Baoillus nembe tartozó B-0Ő18 törzs által termelt enzim katalizálja,

A B-0618 törzs rendszertani tulajdonságai a következők:

a) Makroszkópos megfigyeléssel különféle táptalajokon 30°C-on 18-24 óra hosszat tenyésztve:

(1) Ferde húsleves agar: Növekedés: jó, fonalas

Telepek színe: szürkés-fehér - halványbarna, csaknem semmi diffundáló pigmentet nem képez, (2) Glükóz-ferde húsleves agar: Növekedés: jó, fonalas

Telepek színe: szürkés-fehér - halványbarna, kevés diffundáló pigmentet képez, (3) Husié, folyékony táptalaj:

180.306 (1) ί*!

(Μ

Tenyészet: zavaros és üledékes, hártyaképződés nélkül.

(4) Lakmusz-tej:

1—2 hét alatt alkálikussá válik, (5) Huslé-zselatin lemez:

Növekedés: felületi tenyészet, gyenge, de tölcsér alakú elfolyósodás.

b) Mikroszkópos megfigyelések;

Sejtek alakja és mérete; nagy, egyenes, 1,0-1,5 x 2,05 ,όπι méretű, lekerekített szélű, egyedülálló, vagy kettesével, néha rövid lánooá összekapcsolt páloikák. Polimorf alak nincs.

Mozgékonyság: peritich mozgás (ferde agar lemezen 26°Con 18 óra hosszat való tenyésztés után megfigyelve).

Spórák: hengeresek vagy ooszférlkusak (elliptikusak), a sejt közepén vagy közel a sejt széléhez. Spórák nem duzzadtak. Mérete 0,8-1,0 x 1,2-16 .um.

Gram-festés: pozitív.

, , Saválló festés: negatív,

o) Fiziológiai tulajdonságok: Nitrát redukció: negatív. Denltriflkáló reakció; negatív. MR próba: «negatív. VP próba: negatív, Indolképzés: negatív. Hidrogénszulfid-képzés: pozitív. Keményíts hidrolízis: negatív. Zselatin hidrolízis: pozitív. Kazein hidrolízis: negatív. Eszkulin hidrolízis: negatív. Cellulóz hidrolízis: negatív. Citrát hasznosítás: Simons táptalajon negatív. Citrát hasznosítás: Christensen táptalajon pozitív. Nitrát hasznosítás: pozitív. Ammónia hasznosítás; negatív. Nitrátból ammónia képzés: pozitív. Növekedés pH-ja: 6,4-9,6, Halogéntürés: 6,0 % nátriumklorid. Növekedés hőmérséklete: 10-42 °C, Oxigénnel szembeni viselkedés: aerób. 0-F próba (Hugh Leifson táptalajon); NT. 0-F próba ^x: 0 (oxidációs bomlás), ^xAz 0-F próba táptalaja: módosított táptalajt

Mivel glükózból ez a mikroorganizmus nem képez savat és más szacharldból szintén nem vagy csak kevéssé képez savat, cukor helyett glicerint, 1,0 g ammónium-hidrogénszulfátot, 2,0 káliumkloridot, 0,2 g kristályos magnézium-szulfátot, 1,0 g élesztőkivonatport, 3,0 g agarport, 10 ml, 10 %-os brómtimolkék oldatot és 1000 ml desztillált vizet tartalmazó 7>2-7,4 pH-jú táptalajt használtunk.

Sav- és gázfejlesztés cukorból ** (Gázfejlődést nem figyeltünk meg):

L-arabinóz: eritritol; glükóz; laktóz: mannóz: raffinóz:

oelloblóz: fruktóz; glloerin: maitóz: melezitóz: L-ramnóz:

dűlőit; galaktóz: inozit;

mamiit; -t-(sav) melibióz; szállóin: 2

180.306

L-szorbóz; - szorbit; - keményítő:szaoharóz: - trehalóz; - xilóz; “^Táptalaj alapösszetétele:

1,0 g nátrium-hidrogénfoszfát, 0,2 g káliumklorid, 0,2 g kristályos magnéziumszulfát, 1,0 g élesztőkivonat por, 3,0 g agar por, 10 ml 10 %-os brómtimolkék oldat, 1000 ml desztillált viz; pH-értéke 7,2-7,4. Ehhez az alap táptalajhoz 10 g cukrot adunk.

A Bergey Manual of Determinative Baoteriology 1974., 8. kiadása szerint meghatározva, a B-0618 törzs a fent közölt rendszertani tulajdonságai, különösen Gram-pozitiv, spóraképző, nagy páloika alakú, glükózból savat képző tulajdonságai és perirtioh mozgású aerób baktérium volta alapján a Baoillus nembe tartozik.

A B-0618 törzset más hasonló baktériumokkal, a Baoillus badius, Baoillus freudenreichii és Baoillus maoroides törzsekkel összehasonlítva, a következő eredményeket kaptuk:

Baoillus badius AtCC 14574 (típus törzs).

Baoillus freudenreichii AtCC 7053 (nem típustörzs, nem eredeti törzs).

Baoillus maoroides ATCC-12905 (tipustörzs).

B-0618 Baoillus badius ATCC 14574

Baoillus freudenreichii ATCC 7053

Baoillus Megjegyzés maoroides

ATCC 12905

0-F próba

0-F próba 0 kátaláz+ oxidáz+ ureáz+ zselatin folyósítás + keményítő hidrolízis eszkulin hidrolízis(+) indolképz, HgS képzés + acetonképz.MR próba nitrátredukoió oitráthasznosltás+

Savképzés cukorból: arab inóz -í'ruktóz + galaktóz -glükóz glioerin ++ inozit laktóz

savképzés	Hugh Leifson közeg
nincs	savfcépzés	0-F próba a fenti táptalajban
+	+
+	-
+	-
( + )	-
-	-
—	—
-	-
-	-
-	-
-	—
-	-
+	+
—	—
-	-
-	-
	—
—	_x	később alkálikussá válik
—	—

-3180.306

B-OÓ18 Baoillus badius

ATCC

14574

Megjegyzés

Baoillus freudenreiohii

ATCC 7053

Baoillüs maoroides ATCC 12905 maitóz maimit + mannóz szorbit szacharóz trehalóz xilóz

Folyékony husié táptalajban a következő jellemző tulajdonságokat állapítottuk meg:

B-0618 törzs: gyenge növekedés, bolyhos üledék. ATCC-14574 törzs; engyenletesen zavaros, részben üledékes. ATCC 7053 törzs; gyenge növekedés, bolyhos üledék.

ATCC 12905 törzs: gyenge növekedés, egyenletesen zavaros, részben üledékes.

Következésképpen a B-0618 törzs több szempontból különbözik az összehasonlításra használt törzsek tulajdonságaitól, ezek az eltérések a következők;

Baoillus badius ATCC 14574: ureázt nem termel, glioerinből savat képez (savképzés és később lugosodás), és mannitból nem képez savat.

Baoillus freudenreiohii ATCC 7053: a növekedés folyékony táptalajon és az ureázképzés kissé hasonló, de eszkulint nem hidrolizál, fruktőzből, glioerinből és mannőzből savat nem képez. At ATCC 7053 törzs sem nem típus törzs, sem nem eredeti törzs, és ezért nem lehet ezt a B-O618 törzzsel azonosnak tekinteni, így a B-0618 törzs nem tartozhat új fajhoz, Közvetkezésképpen a B-0618 törzset Baoillus sp-nek tartjuk, és Baoillus sp. B-0618-nak nevezzük. Ezt a törzset az Institue fór Mioroblal Industry and Teohnology, Agenoy of Industrial Soienoe and Teohnology, Japán intézetben FERM-P 4049 számon letétbe helyeztük. Az ARS U. S.A, intézetben NRRL BII38O számon és a Deuteche Sanmlung von Mikro-Organismen /német szövetségi köztársaságbeli) intézetben DSM 1383 számon ugyanősak letétbe helyeztük,

A találmány tárgya olyan uj eljárás szarkozin-oxidáz enzim előállítására, amely magában foglalja a szarkozin-oxidázt termelő Baoillus nemhez tartozó mikroorganizmus táptalajon való tenyésztését és a tenyészetből a szarkozin-oxidáz elkülönítését,

A találmány másik tárgya eljárás a Baoillus sp, B-0618 FERM-P 4049 számú, NRRL B-I138O számú vagy DSM 1383 számú, szarkozinoxidázt termelő mikroorganizmus tenyésztésére.

A találmány szerinti szarkozin-oxidáz előállítási eljárás jellegzetességeit az 1-6 ábrák szemléltetik.

1. ábra: A szarkozin-oxidáz enzim termelésének legkedvezőbb pH-ja,

2. ábra; A szarkozin-oxidáz enzim termelésének legkedvezőbb hőmérséklete.

3. ábra: A szarkozin-oxidáz enzim stabilitásának és a terme- lés pH-jának összefüggése.

4. ábra: A szarkozin-oxidáz enzim hőállósága.

5. ábra: Szarkozin mennyiségi elemzése a termelt formaldehid

-4180.306 mégha tár ozásával

6. ábra; Szarkozin mennyiségi elemzése a termelt hidrogén-pe- roxid meghatározásával.

A találmány szerinti eljárás egyik megvalósításában a Baolllus sp. B-0618 FERM-P 4θ49 törzset az antibiotikum vagy enzimtermeléshez szokásosan használt táptalajon tenyésztjük. Az ipari termeléshez előnyös a süllyesztett, levegőztetett tenyésztés. Előnyösen használhatjuk a mikroorganizmusok tenyésztésére szokásosan alkalmazott táptalajokat. Nitrogénforrásként asszimilálható nitrogénforrásokat, például kukoricalekvárt, szójallsztet, húskivonatot, élesztőkivonatot, ammóniumszulfátot, ammóniumklorídot stb. használhatunk. Asszimilálható szénforrás ként előnyösen például glükóz, melasz, keményitő-hidrolizátum stb. alkalmazható.

Adott esetben különféle szervetlen sók, például nátrium-klorid káliumklorid, magnéziumszulfát, kálium-hidrogénfoszfát vagy kálium-hidrogénfoszfát is használható, A táptalajhoz előnyösen 0,5-1,0 % mennyiségben kreatlnt adva, a szarkozin-oxidáz termelését serkenthetjük.

A tenyésztés hőmérséklete a sejtek növekedésétől, és az enzimtermeléstől függő határok között, előnyösen 26 és 33 °C között lehet. A tenyésztés időtartamát a körülményektől függően lehet változtatni, de rendszerint ez 15-25 óra lehet. A tenyésztést természetesen akkor kell befejezni, amikor a szarkozin-oxidáz termelés lényegileg befejeződött.

A szarkozin-oxidáz enzimet a mikroorganizmusok sejtjei tartalmazzák.

A tenyésztés során kapott baktériumtömegből a szarkozin-oxidáz kivonását a következő módon hajthatjuk végre:

A kapott, sejttömeget centrifugáljuk, a nedves sejteket pufferoldatban, például trisz-HCl oldatban szuszpendáljuk, és a sejt· falakat lizozimmel vagy ultrahanggal kezelve vagy franciaprésen szakítjuk fel. Az igy kapott nyers szarkozin-oxidázt a proteinek és enzimek szokásos elkülönítési és tisztítási módszereinek vetjük alá. Például szükség esetén a nukleinsavat protaminszulfát hozzáadásával eltávolítjuk, majd acetonnal, metanollal, etanoílal vagy izopropanollal frakoionált kicsapást végzünk, és az enzimet előnyösen ammóniumszulfáttal kisózzuk. A további tisztítást például kromatográfálás segítségével végezzük úgy, hogy a nyers szarkozin-oxidázt trisz-HCl pufferban oldjuk, és anionoserélőket, például dietilamino-etil-oellulózt vagy -dextrángélt és gélszürőket, például dextrángélt vagy poliakrilamid gélt használva kromatografálunk. A tisztított szar· kozin-oxidáz liofilizált por alakjában tárolható.

A találmány szerint előállított szarkozin-oxidáznak a következő fizikai-kémiai tulajdonságai vannak:

(1) Enzimhatás

Egy mól szarkozin oxidáolóban egy mól vizet és egy mól oxigént fogyaszt, és a reakcióban egy mól glioin, egy mól formaldehid és egy mól hidrogénperoxid keletkezik. Az enzim a szarkoz in oxidációját glioin és formaldehid keletkezése közben katalizálja.

0,05 ml 0,2 mólos trisz-HCl puffért (pH-ja 8,0), 0,05 ml 3 mg/ ml koncéntráoiójú 4-amino-antiprint, 0,05 ml, 0,2 £-os fenolt, 0,05 ml. 0,5 mg/ml koncéntráoiójú peroxidázt, 0,1 ml, 1 mólos

180.306 szarkozint 6s 0,2 ml desztillált vizet tartalmazó 0,5 ml reakoiókeverólchez hozzáadunk 10 ul enzimoldatot és 5 percig 37°Con inkubál.juk, majd a reakció megállapítására 2,5 ml etanolt adunk hozzá. A hidrogénperoxid keletkezését kolorimetriás módszerrel ^{»8O nm-nél végzett abszorpoióméréssel határozzuk meg. Az enzimaktivitás egységét (1 egység) azon enz immennyiségként határozzuk mog, ami percenként 1 umól hidrogénperoxidot fejleszt.

(2) Fajlagos aktivitás

Ő,05 ml, 0,2 mólos trisz-HCl puffért (pH-Ja 8,0), 0,05 ml, 3 mg/ml koncentrációjú 4-amino-antipirait, 0,05 «1, 0,2 %-os fenolt, *0,05 ml, 0,5 mg/ml koncentrációju peroxidázt, 0,2 ml desztillált vizet és az alább felsorolt összehasonlító anyagok egyikének 0,20 ml, 0,5 mólos oldatát tartalmazó reakoiókeverékhez 0,5 egység szarkozin-oxidázt adunk, és 5 percig 37°C-on inkubáljuk. majd a reakció megállítására 2,5 ml etanolt adunk hozzá, és 480 nm-nél kolorimetriás meghatározást végzünk. A különféle vegyületekkel szemben mutatott fajlagos enzimaktivitás a következő volt:

Vegyület

Fajlagos aktivitás 100,0 0 0,03 0,01 0,06 0

0

0,09 szarkozin kolin bétáin dimetilglioin glicin szerin treonin alanin Valin lizin N-metil-etanolamin N-dimetil-etanolamin (3) Opitmális pH

Hogy elkerüljük a 4-amino-antiprin-fenol-peroxidáznak a kromogénre gyakorolt hatását, az eldehid keletkezését az aoetilaoeton módszerrel határozzuk meg. Az eredményeket az 1. ábrán szemléltetjük; az optimális pH 8,0-9,5.

A meghatározásban a következő puff er oldat okát használtuk:

4-7 pH-nál dimetil-glutarát puffért; 9-10 pH-nál glicin-NaOH puffért; és 10-11 pH-nál nátriumkarbonát-puffert.

(4) Optimális hőmérséklet

Amint a 2. ábrán látható, az optimális hőmérséklet 50°C körül van. Vizsgált vegyület; szarkozin.

(5) pH-stabilitás

5-7 pH-nál dimetilglutarát puffért, 6-8 pH-nál foszfát puffért, 7,5-9 pH-nál trisz-HCl puffért, 9-10 pH-nál glicin-NaOH puffért és 10-11 pH-nál nátriumkarbonát-borát puffért - minden esetben 0,1 ml mennyiségben - használtunk.

A 0,1 ml pufféroldathoz 100 /ul enzimoldatot (100 ug/ml protein) adunk, és 60 percig 37 °C-on állni hagytuk. Ezután a pH~t 0,3 ml, 8,0 pH-jú 1,0 mólos trisz-HCl puffer hozzáadásával beállítottuk, és 20/ul mintát vettünk, hogy meghatározzuk az >enzim aktivitását. Összehasonlító alapanyagként szarkozint használtunk, Amint a 3. ábrán látható, a stabil pH 6,0-10,0 között van.

(6) Hőállóaág

-6180.306

Az enzim hőállóságát úgy határoztuk meg, hogy az enzimet tartalmazó (20 ug/ml protein) 0,5 ml, 10 mmólos, 8,0 pH-jú triszHC1 puffért különböző hőmérsékleteken 10 percig lnkubáltuk. A vizsgálatra használt vegyület szarkozin volt. Amint a 4. ábrán látható, az enzim 40 °C-nál alacsonyabb hőmérsékleten stabil volt.

(7) Molekulasúly

Az enzim molekulasúlyát gélszűrési módszerrel meghatározva. 40 000-nek találtuk.

(8) Izoelektromos pont

Hordozó-típusú amfoter elektrolitot használó elektroforézissel meghatározva az izoelektromos pont 4,7.

(9) A reakciótermék minőségi és mennyiségi meghatározása

i) Glicin azonosítása Reakciókeverék:

0,2 mólós, 8,0 pH-jú trisz-HCl puffer	1,0 ml
1 mmólos szarkozin oldat	1,0 ml
kataláz	200 egység
szarkoz in-oxidáz	5 egység
desztillált viz	8.0 ml

10,0 ml

Ezt a 10 ml-nyi reakciókeveréket 37 °C-on 6θ percig inkubáltúfc, majd 5 percig 100 °C-on való melegítéssel a reakciót megállapítottuk. A keletkezett csapadékot centrifugálással eltávolitottuk, és a felülúszó folyadékot tizedére bepároltuk. Ezt a bepárlási maradékot szűrőpapírra cseppentettük, és a kromatogramot éjjelen át vízzel telitett fenollal kifejlesztettük. A kromatogramot ninhidrin oldattal permetezve és melegítve szinreakolóval azonosítottuk a gliclnt. Rf-értéke 0,26. Összehasonlító mintaként hiteles szarkozin- és glicinmintákat használva, ezek Rf értéke 0,66, illetve 0,26 volt; következésképpen a fenti Rf-értéket mutató foltot glicinként azonosítottuk.

ii) Formaldehid mennyiségi meghatározása Reakciókeverék:

0,2 mólós, 8,0 pH-jú trisz-HCl puffer alikvot konoentrációjú szarkozin kataláz szarkozin-oxidáz desztillált viz

0,05 ml 0,10 ml 200 egység 3,θ egység OiflLgi___

0,50 ml

A reakciókeveréket 37 °C-on 20 percig inkubáltuk, majd a reakciót 5 percig tartó melegítéssel megszakítottuk, és lehűlés után 1,5 ml, 5,5 pH-jú acetát pufferoldatot, majd az alábbi összetételű kromogén oldat 20 ml-ét adtuk hozzá. A kapott oldatot 37 °C-on 50 percig inkubáltuk, és 412 nm-nél kolorimetriásan mértük. Az eredményeket az 5. ábrán közöljük. Látható, hogy a termelt formaldehid mennyisége arányos a szarkozin koncentrációval.

Kromogén: ammóniuma ce tá t ecetsav aoetilaoeton vizzel kiegészítve iii) Hidrogénperoxid mennyiségi meghatározása A hidrogénperoxidÖt mennyiségileg a kombinált 4-aminoantipirin-fenol-peroxidáz módszerrel határoztuk meg.

e

0,3 ml

0,2 ml

100 ml-re

-7180.306

Reakolókevorék:

0,2 mólos, o,0 pH-jú trisz-HCl pufferoldat uig/ml-oa 4-amino--antipirin

0,2 %-os fenol

0,5 mg/ml-es peroxidáz alikvot koncentrációjú szarkozin szarkozin-oxidáz desztillált viz

0,05 ml

0,10 ml

3,0 egység

0,2 ml

0,5 ml A reakciókeveréket 37 °C-on 20 percig inkubáltuk^ és 2,5 ml etanol hozzáadása után a keveréket 480 mn-nél kolorimetriásan mértük. Amint a 6. ábrán látható, a hidrogénperoxid fejlődése arányos a szarkozin konoentráclóJávái.

Amint fentebb kifejtettük, a találmány szerinti szarkozinoxidáz enzim katalizálja azt az oxidációs reakciót, amelyben a szarkozin mólonként egy mól vizet fogyasztva oxigénnel reagál, miközben glloin, formaldehid és hidrogénperoxid keletkezik. Ezért ezt az enzimet EC 1.5,3.1 szarkozin: oxigén oxidoreduktáz /demetilező/ enzimként határozzuk meg.

A szarkozin oxidázt enzimes diagnosztikai reagensként, például vérben és vizeletben a kreatinin meghatározására lshet kreatináz és kreatinlnáz meghatározásával kombináltan használni, A szarkozin-oxidázzal továbbá a kreatinlnáz aktivitása is meghatározható.

A következő példa a találmány szerinti eljárást szemlélteti. A hőmérsékleti adatokat Celsius-fokban adjuk meg.

1. példa

0,5 % kreatint, 0,5 % oldható halkivonatot, 0,2 % élesztőkivonatot, 0,3 % káliumkloridot, 0,1 % kálium-hidrogénfoszfátot és 0,05 % kristályos magnéziumszulfátot tartalmazó 100 ml folyékony táptalajt 500 ml-es Erlenmeyer lombikban 120°-on 20 percig sterilizálunk, majd Bacillus sp. B-0Ő18 FERM-P 4049 mikroorganizmussal beoltjuk, és egy napig 30 °-on inkubáljuk. Ezt az oltótenyészetet 30 literes fermentáló kádban levő, 20 liter ugyanilyen összetételű sterilizált folyékony táptalajhoz adjuk hozzá, és percenként 200 fordulattal keverve, percenként 20 liter levegővel levegőztetve, 30 °C-on 20 óra hosszat tenyésztjük, Á centrifugálással elválasztott baktériumsejttömeget 7,0 pH-jú, 10 mmólos foszfátpufferről mossuk, ugyanilyen pufferoldatban szuszpendáljuk. majd lizozimet adunk hozzá (végső koncentrációja 0,2 mg/ml), és 37 °-on 30 peroig keverjük. A keveréket 15 peroig perőénként 5000 fordulattal centrifugáljuk, és a felülúszó folyadékot leöntjük (szarkozinoxidáz aktivitása 1400 egység). Az igy kapott felülúszó folyadékhoz 2,5 ml, 2 %-os protaminszulfát oldatot adunk, és a nukleinsav csapadékot eltávolítjuk, A felülúszó folyadékhoz telitett ammóniumszulfát oldatot adunk, és az 50-70 % ammóniumszulfát koncentrációjú frakciók csapadékát elkülönítjük, A csapadékot 20 ml 8,0 pH-jú 10 mmólos trisz-HCl pufferban feloldjuk, és 3,5 x 30 cm méretű oszlopon levő Sephadex G-25 gyantán átszűrve, sómentesitjük. A sómentesitett oldatból 10 mmól, 7,0 pH-jú trisz-HCl pufferral pufferolt 2,0 x 30 cm méretű DEA E-cellulóz oszlopon az enzimet adszorbeáljuk, 0,1 mól káliumkloridot tartalmazó triszHCl pufferoldattál mossuk, és 0,1 mól - 0,5 mól grádiensü kálluniklorid oldattal eluáljuk.

-8180.306

A 0,36 mólos kállumklorld oldattal eluált aktív frakciót öszazegyüjtjük, és 8,0 pH-Jú, 10 tmnólos trisz-HCl pufferoldattál szemben 10 óra hosszat dializáljuk. Fagyasztva szárítás után a szarkozln-oxldázt por alakjában kapjuk.

Ös.szes aktivitás: 540 egység; protein 43 mg, speolflkus aktivitás 12,7 egység/mg. Kitermelés 38,6

Claims

Szabadalmi Igénypontok

1. Eljárás szarkozln-oxldáz mikrobiológiai előállítására, azzal jellemezve, hogy szarkozln-oxldázt termelő, Baolllus sp. nembe tartozó valamely mikroorganizmust, előnyösen a Baolllus sp, B-0618 mikroorganizmust (letétbehelyezve FERM-P 4049, illetve NRRL B-II38O számon) táptalajon tenyésztjük, majd a formánt léből a szarkozln-oxldázt elkülönítjük.
2. Az 1. igénypont szerinti eljárás foganatosítási módja azzal Jellemezve, hogy a tenyésztést kreatlnt tartalmazó táptalajon végezzük.