FR2767137A1 - Compose chimique complexe, synthese et applications diverses dudit compose - Google Patents
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Abstract
Le composé chimique complexe comprend un support solide et au moins un conjugué constitué d'un polymère organique et d'une pluralité de biomonomères amorceurs. Synthèse dudit composé chimique, et utilisation dudit composé chimique complexe pour la synthèse de biopolymères. Utilisation du composé chimique complexe après la synthèse en tant que ligand pour l'amplification de la détection et/ ou de la capture de molécules cibles.
Description
La présente invention a pour objet un composé chimique complexe, son procédé de synthèse ainsi que son utilisation pour la synthèse de biopolymères. Elle concerne également l'utilisation des réactifs obtenus pour entre autre l'amplification de détection et/ou de capture de différentes cibles biologiques.
Il est connu aujourd'hui d'utiliser des ligands, par exemple des protéines, haptènes, peptides, polypeptides, anticorps ou polynucléotides pour capturer des molécules cibles ou anti-ligands (molécules biologiques ou analogues), dans le but de détecter et/ou de les doser, notamment dans la réalisation d'essais de diagnostic.
On connaît la demande WO 91/08307 qui divulgue des réactifs et un procédé pour amplifier la capture de molécules cibles en utilisant des oligonucléotides attachés de manière covalente à un polymère.
On connaît également la demande de brevet
FR2 707 010 qui divulgue des réactifs et un dispositif de capture d'une molécule cible de type sandwich, comprenant un support solide sur lequel est adsorbé un ligand, ledit ligand étant constitué d'un conjugué résultant du couplage covalent d'un polymère organique avec une pluralité de biopolymères, ledit polymère organique étant un copolymère de N-vinyl-pyrrolidone.
FR2 707 010 qui divulgue des réactifs et un dispositif de capture d'une molécule cible de type sandwich, comprenant un support solide sur lequel est adsorbé un ligand, ledit ligand étant constitué d'un conjugué résultant du couplage covalent d'un polymère organique avec une pluralité de biopolymères, ledit polymère organique étant un copolymère de N-vinyl-pyrrolidone.
Il est donc évident que ces polymères greffés à plusieurs oligonucléotides présentent un grand intérêt pour l'amplification dans les tests de détection.
Jusqu'à aujourd'hui, les ligands oligonucléotides/polymères organiques sont obtenus par greffage chimique, par covalence, desdits oligonucléotides préalablement synthétisés sur le polymère organique réactif ou rendu réactif.
Ce greffage chimique constitue une étape délicate à mettre en oeuvre en ce sens qu'elle ne permet pas d'obtenir une orientation optimale des oligonucléotides et qu'elle peut conduire à des composés agrégés dont l'accessibilité des oligonucléotides est limitée.
(Syntheses and Characterisation of Conjugates of Nucleic
Acid Probes and 6-Aminoglucose-based Polymers, Polymers for Advanced Technologies, (1996) volume 8, pp.297-304).
Acid Probes and 6-Aminoglucose-based Polymers, Polymers for Advanced Technologies, (1996) volume 8, pp.297-304).
La présente invention a donc pour objet un composé chimique complexe susceptible de simplifier et d'améliorer l'obtention des ligands selon l'art antérieur, tout en les préservant.
L'invention a pour premier objet un composé chimique complexe comprenant:
- un support solide fonctionnel comprenant des groupements surfaciques chimiques,
- au moins un conjugué comprenant
- un polymère organique réactif dont le squelette comporte d'une part des fonctions latérales chimiques réactives vis-à-vis des groupements surfaciques du support solide liées à ces derniers par liaison covalente, et d'autre part des restes latéraux chimiques,
- une pluralité de biomonomères amorceurs branchés sur le polymère organique, liés respectivement auxdits restes chimiques dudit polymère organique, par une liaison covalente.
- un support solide fonctionnel comprenant des groupements surfaciques chimiques,
- au moins un conjugué comprenant
- un polymère organique réactif dont le squelette comporte d'une part des fonctions latérales chimiques réactives vis-à-vis des groupements surfaciques du support solide liées à ces derniers par liaison covalente, et d'autre part des restes latéraux chimiques,
- une pluralité de biomonomères amorceurs branchés sur le polymère organique, liés respectivement auxdits restes chimiques dudit polymère organique, par une liaison covalente.
Le composé chimique complexe précédent, ou réactif intermédiaire, permet de synthétiser directement les biopolymères sur le polymère organique, lié quant à lui par une liaison éventuellement clivable à un support solide.
Le clivage de la liaison polymère organique/support solide restitue à l'état originel les biopolymères synthétisés liés au polymère organique sous forme de ligand. La liaison des biomonomères amorceurs au polymère organique n'est pas clivable dans les conditions de clivage de la liaison polymère organique/support solide.
Les avantages de la présente invention sont multiples puisqu'il est possible, après synthèse des biopolymères, soit d'utiliser le ligand tel quel, soit de cliver les liaisons covalentes support solide/polymère organique afin d'utiliser les ligands. Dans le cas où on ne clive pas les liaisons covalentes, on peut utiliser ce ligand pour l'amplification de détection et de capture de molécules cibles ou d'autres utilisations. L'avantage de ce type de ligand est que les biopolymères du ligand sont orientés de manière correcte, et ne présentent pas d'agrégats. Dans le cas ou l'on clive la liaison covalente, on obtient des ligands utilisables pour l'amplification de détection et de capture de molécules cibles, lesdits ligands étant orientés de manière correcte, et ne présentant pas d'agrégats. De plus, ces différents ligands peuvent présenter des biopolymères identiques ou différents, au moins de natures mixtes, tels que oligonucléotides/peptides.
On entend par "support solide" tout matériau à l'état natif relativement inerte, susceptible d'être fonctionnalisé, sur lequel peut être lié un polymère organique réactif tel que défini ci-dessous, et qui peut être utilisé comme support dans des tests de détection, en chromatographie d'affinité et dans des processus de séparation. Des matériaux naturels, de synthèse, modifiés ou non chimiquement, peuvent être utilisés comme support solide, notamment les polysaccharides tels que les matériaux à base de cellulose, par exemple du papier, des dérivés de cellulose tels que l'acétate de cellulose et la nitrocellulose, du dextran, des polymères tels que polychlorure de vinyle, polyéthylène, polystyrène, polyamide, ou copolymères à base de monomères vinyliques et aromatiques, esters d'acides carboxyliques insaturés, chlorure de vinylidène, diènes ou composés présentant des fonctions nitrile (acrylonitrile), des copolymères chlorure de vinyle/propylène, ou chlorure de vinyle/acétate de vinyle, des copolymères à base de méthacrylate de glycidyle et d'éthylène diméthyl méthacrylate, des copolymères à base de styrène ou de dérivés substitués du styrène, des fibres naturelles telles que le coton et des fibres synthétiques telles que un polyamide, des matériaux inorganiques tels que la silice, le verre, la céramique, le quartz, des latex, c'est-à-dire des dispersions aqueuses colloïdales de polymère insoluble dans l'eau, des particules magnétiques, des dérivés métalliques.
Dans un mode de réalisation préféré selon l'invention, le composé chimique complexe comprend en tant que support solide fonctionnel, un support de type minéral ou organique, de préférence encore de la silice activée ou du polystyrène fonctionnalisé.
Le support solide peut être sans limitation sous la forme d'une plaque de microtitration, d'une feuille, d'un cône, d'un tube, d'un puits, de billes, de particules ou analogues.
Par "fonctionnel", on entend la caractéristique selon laquelle le support a été rendu chimiquement réactif par toute méthode dite de "fonctionnalisation", traditionnelle ou connue en soi par l'homme du métier, en fonction de la nature chimique du support, et qui génère lesdits groupements surfaciques.
Par "ligand", on entend un complexe formé d'un polymère organique réactif couplé à une pluralité de biopolymères, ledit ligand étant par exemple le composé chimique complexe après synthèse des biopolymères, avec ou sans clivage de la liaison support solide/polymère organique, ledit ligand étant susceptible de se lier à des anti-ligands.
Par "conjugué", on entend dans la présente invention un polymère organique lié à une pluralité de biomonomères amorceurs.
Par "biopolymères" on entend toute molécule que l'on peut synthétiser dans un synthétiseur automatique, tels que enzymes, hormones, récepteurs, déterminants antigéniques, anticorps, ADN, ARN, les peptides, les glycopeptides, les oligosaccharides, et leurs dérivés et analogues synthétiques.
Par "biomonomères" on entend toute unité de base dont la polymérisation par addition de synthons conduit à un biopolymère tels que défini précédemment ; notamment des biomonomères chimiquement modifiés pour se lier au polymère organique et jouer le rôle d'amorçage de la polymérisation du biopolymère. On peut citer les acides aminés, les nucléosides, les nucléotides, les saccharides, et leurs dérivés ou analogues.
Par "synthon" on entend tout biomonomère permettant la synthèse de biopolymères.
Par "liaison covalente clivable", on entend toute liaison fixe chimiquement qui peut être clivée par une réaction chimique, photochimique, thermique ou enzymatique.
Dans un mode de réalisation préféré selon l'invention, les biomonomères amorceurs, identiques ou différents, sont de type nucléotidiques et/ou peptidiques et/ou saccharidiques. De préférence encore les biomonomères sont de type nucléotidiques et peptidiques.
On entend par polymère organique réactif tout polymère ou copolymère, naturel ou synthétique, avec un squelette linéaire ou branché, statistique, alterné, greffé ou séquencé, essentiellement carboné, portant une fois activé des substituants permettant d'effectuer des réactions covalentes avec le support solides et les biomonomères amorceurs. De préférence, le polymère est un copolymère. Il porte les biopolymères en tant que substituants latéraux liés au squelette polymère, directement ou indirectement, par des liaisons covalentes, grâce à des restes latéraux chimiques. I1 porte d'autres substituants latéraux présents, identiques ou différents des précédents, en tant que substituants latéraux liés au support solide, directement ou indirectement, par des liaisons covalentes clivables, grâce à des fonctions latérales chimiques.
Les motifs de copolymères qui ne sont pas impliqués dans l'établissement d'une liaison covalente avec les biomonomères amorceurs ou le support solide servent notamment à espacer, dans le copolymère, les motifs portant les biomonomères amorceurs, et peuvent ainsi servir à moduler, de façon connue, les propriétés du copolymère, par exemple les propriétés de solubilité.
De préférence le polymère est un polymère portant des fonctions réactives de type électrophile et/ou thiol et/ou disulfure.
De préférence encore le polymère est un copolymère linéaire d'anhydride maléique tel que poly(anhydride maléique-alt-méthyl vinyl éther), (anhydride maléique-altéthylène), (anhydride maléique-alt-stryrène) et (anhydride maléique-alt-N-vinylpyrrolidone) et peut être aussi un copolymère de (N-vinylpyrrolidone/N-acryloxysuccinimide).
Dans un mode de réalisation préféré selon l'invention, le polymère ou copolymère organique réactif selon l'invention a une masse moléculaire comprise entre 10000 et 1000000, de préférence encore entre 30000 et 70000.
Le copolymère provient par exemple de la copolymérisation d'un monomère d'anhydride maléique et d'un deuxième monomère approprié par exemple le méthyl vinyl éther, pour permettre l'établissement d'un couplage covalent entre le copolymère et le support solide d'une part, et le copolymère et les biomonomères amorceurs d'autre part. Le monomère d'anhydride maléique porte des substituants carbonyles, qui peuvent réagir avec une fonction hydroxyle du support solide pour former une liaison covalente de type ester clivable dans des conditions basiques prédéterminées, et pour d'autres peuvent réagir avec une fonction amine primaire d'un biomonomère amorceur pour former une liaison covalente de type amide non clivable dans les conditions basiques prédéterminées.
A titre d'exemple, le polymère organique réactif est un copolymère linéaire d'anhydride maléique-alt-méthyl vinyl éther.
Lorsque le support solide est lui-même un polymère ou un copolymère, il doit être entendu qu'il est dans ce cas différent du polymère réactif, dans sa nature chimique par exemple.
Le terme polymère organique "réactif" se rapporte au fait que le polymère ou copolymère porte, avant ou après activation , des substituants chimiques réactifs, notamment de type électrophile et/ou thiol et/ou disulfure. Ces substituants peuvent être par exemple les groupements aldéhyde, époxy, halogénoalkyle, ester, carbonyle, isocyanate, isothiocyanate, double liaison carbone-carbone activée et maléimide, vinyl sulfone.
De manière générale, les termes "fonction latérale", "groupement surfacique" et "reste latéral" signifient fonction chimique réactive, permettant d'effectuer toute liaison covalente, il s'agit par exemple des radicaux électrophiles et/ou thiol et/ou disulfure cités ci-dessus, ou tout autre groupement connu de l'homme du métier, et choisi en fonction de la liaison covalente recherchée.
On entend par "cibles" ou "molécules cibles" ou "anti-ligands" toutes molécules susceptibles d'être liées aux ligands par l'intermédiaire des biopolymères, notamment les acides nucléiques tels qu'ADN ou ARN ou leurs fragments, simples ou doubles brins, les antigènes, les haptènes, les peptides, les protéines, les glycoprotéines, les hormones, les anticorps, les oligosaccharides, les médicaments, leurs dérivés et analogues synthétiques.
La réaction ligand /anti-ligand peut se faire de manière directe ou indirecte.
Dans une réaction de type direct, le ligand est spécifique de la molécule cible. Le ligand est notamment choisi pour être susceptible de former un duplex ligand/molécule cible. A titre d'exemple le duplex peut notamment être représenté par tout couple antigène/anticorps, anticorps/haptène, chélatant/molécule chélatée, les hybrides polynucléotide/polynucléotide, polynucléotide/acide nucléique, les hybrides oligosaccharide/oligosaccharide, hormone/récepteur.
Dans une réaction de type indirect, le ligand est capable de former un duplex avec un réactif bi-fonctionnel comprenant un groupement "anti-ligand", responsable de la formation du duplex avec le ligand, et dans lequel ledit groupement anti-ligand est lié, notamment par covalence, de façon connue, à un groupe partenaire de la cible. Le groupe partenaire de la cible est un groupement capable de se lier avec la cible (en formant un complexe cible/partenaire) et est donc capable de capturer la cible, dans des conditions de l'essai, par établissement d'une liaison suffisamment forte pour assurer l'interaction cible-partenaire, par exemple par covalence et/ou par interaction ioniques et/ou par liaisons hydrogènes et/ou par liaisons hydrophobes hydrophiles. Le duplex ligand/anti-ligand peut être dans ce cas tout couple mentionné ci-dessus pour la réaction de type direct, ou encore un duplex biotine/streptavidine, lectine/sucre ou analogues. En particulier le complexe ligand/anti-ligand est un hybride polynucléotide/polynucléotide. Le complexe partenaire/cible est du même type que le complexe ligand/cible mentionné ci-dessus pour la réaction de type direct.
Un deuxième objet de l'invention est le procédé de synthèse chimique d'un composé chimique complexe objet de l'invention et tel que décrit ci-dessus, comprenant une pluralité de biomonomères, comprenant les étapes suivantes
a) on dispose d'un support fonctionnel comprenant des groupements surfaciques,
b) on dispose d'au moins un polymère organique réactif dont le squelette comporte d'une part des fonctions latérales chimiques complémentaires des groupements surfaciques du support solide, et d'autre part des restes latéraux chimiques, ledit support solide étant inerte vis-à-vis dudit polymère organique,
c) on dispose de biomonomères amorceurs de biopolymérisation, identiques ou différents, comprenant d'un côté un substituant réactif et d'un autre côté un groupement protecteur,
d) on fait réagir au moins un polymère organique
- soit avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste latéral dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié au support solide avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique,
- soit avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié aux biomonomères amorceurs avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste dudit polymère organique.
a) on dispose d'un support fonctionnel comprenant des groupements surfaciques,
b) on dispose d'au moins un polymère organique réactif dont le squelette comporte d'une part des fonctions latérales chimiques complémentaires des groupements surfaciques du support solide, et d'autre part des restes latéraux chimiques, ledit support solide étant inerte vis-à-vis dudit polymère organique,
c) on dispose de biomonomères amorceurs de biopolymérisation, identiques ou différents, comprenant d'un côté un substituant réactif et d'un autre côté un groupement protecteur,
d) on fait réagir au moins un polymère organique
- soit avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste latéral dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié au support solide avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique,
- soit avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié aux biomonomères amorceurs avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste dudit polymère organique.
Le procédé de synthèse précédent s'effectue de préférence en faisant réagir au moins un polymère organique avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié aux biomonomères amorceurs avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste dudit polymère organique.
Selon encore un autre mode de réalisation de l'invention, le procédé comprend, après l'étape c et avant l'étape d, l'étape
c') on fait réagir le polymère organique avec un réactif générateur de bras espaceurs, pour greffer sur une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique une pluralité de bras espaceurs respectivement, comportant chacun à leur extrémité libre une fonction réactive.
c') on fait réagir le polymère organique avec un réactif générateur de bras espaceurs, pour greffer sur une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique une pluralité de bras espaceurs respectivement, comportant chacun à leur extrémité libre une fonction réactive.
Par exemple, le bras espaceur peut être: R-O- (CH2) nNH2
dans lequel R est un groupement diméthoxytrityle, tertiobutyldiméthysilyle ou un groupement photolabile.
dans lequel R est un groupement diméthoxytrityle, tertiobutyldiméthysilyle ou un groupement photolabile.
Selon un autre mode préférentiel, le composé chimique selon l'invention est caractérisé en ce que les biomonomères amorceurs sont prolongés et polymérisés avec des synthons chacun selon une séquence prédéterminée pour obtenir des biopolymères.
Selon un mode très préférentiel de l'invention, le composé chimique selon l'invention est caractérisé en ce que les biopolymères sont de type oligonucléotide et/ou peptide et/ou oligonucléotide-peptide.
Selon un autre mode très préférentiel de l'invention, le composé chimique est caractérisé en ce que les biopolymères forment avec le polymère organique des ligands susceptibles de se lier directement ou indirectement à des anti-ligands.
Un troisième objet de l'invention est l'utilisation du composé chimique complexe selon l'invention pour effectuer la synthèse des biopolymères, comprenant les étapes de:
f) on dispose de synthons identiques ou différents,
g) par cycles successifs de couplage/déprotection, on fait croître les chaînes des biopolymères à partir des biomonomères amorceurs respectivement, selon au moins une même séquence prédéterminée de synthons.
f) on dispose de synthons identiques ou différents,
g) par cycles successifs de couplage/déprotection, on fait croître les chaînes des biopolymères à partir des biomonomères amorceurs respectivement, selon au moins une même séquence prédéterminée de synthons.
Pour effectuer des synthèses de biopolymères différents, que ce soit des oligonucléotides/oligonucléotides ou peptides/peptides ou oligonucléotides/peptides, l'homme du métier saura choisir les biomonomères amorceurs appropriés avec des groupements protecteurs sensibles ou non aux réactions chimiques effectuées. Ainsi, il est possible d'effectuer une première synthèse d'un premier groupe de biopolymères tout en gardant un deuxième groupe de biomonomères amorceurs protégés, et ensuite d'effectuer une seconde synthèse de biopolymères sur le deuxième groupe de biomonomères amorceurs déprotégés.
Les avantages de la synthèse des biopolymères sur le composé chimique complexe selon l'invention sont multiples. Cette synthèse directement sur le polymère réactif lié au support solide permet d'obtenir un biopolymère bien défini et orienté de manière correcte pour effectuer la détection et/ou la capture de molécules cibles de nature identique. De plus, la synthèse permet d'obtenir des biopolymères différents, tels que oligonucléotides et peptides, sur le même polymère réactif. Il est également possible, par cette synthèse facilitée, d'obtenir en plusieurs étapes des dibiopolymères tels que oligonucléotides-peptides, pouvant par exemple permettre de détecter dans un même échantillon des matériels nucléiques et protéiques.
Un quatrième objet de l'invention est le composé complexe chimique obtenu par le procédé décrit précédemment et son utilisation pour différentes applications, notamment l'amplification de capture et/ou de détection de cibles biologiques, sous différents formats de bioessais plaque de microtitrage, chromatographie, bandes, etc.), le séquençage d'oligonucléotides, la mutagénèse dirigée, en thérapeutique et autres applications adaptées à l'utilisation du composé chimique complexe selon l'invention.
Dans la mesure où l'on ne clive pas les liaisons covalentes liant le support aux polymères organiques, le réactif obtenu peut être utilisé pour amplifier la capture et la détection de cible biologiques.
Dans la mesure où l'on clive les liaisons covalentes liant le support aux polymères organiques, on obtient des réactifs ou ligands, notamment des ligands constitués d'un polymère organique lié à des biopolymères de natures mixtes, par exemple peptides/oligonucléotides, susceptibles d'être utilisés pour l'amplification de capture et de détection de molécules cibles. Ces composés complexes polymère/oligonucléotides/peptides peuvent également être utilisés en thérapeutique. En effet, dans la mesure ou l'oligonucléotide peut être un agent antisens et le peptide être fusogène, on peut utiliser le composé pour réguler l'expression génétique et optimiser l'internalisation du complexe dans les cellules. S signifie "support" dans les figures 1 et 3. G signifie "groupement photolabile" dans la figure 2.
Les figures qui sont jointes ont un but d'illustration et ne limitent en rien l'étendue de la protection de la présente invention.
La figure 1 représente différentes formes possibles du composé chimique complexe selon 1 'invention, et du ligand correspondant.
l(a) et l(a') représentent le composé chimique complexe et le ligand correspondant dont les biopolymères sont des oligonucléotides présentant la même séquence d'acides nucléiques.
l(b) et l(b') représentent le composé chimique complexe et le ligand correspondant dont les biopolymères sont des oligonucléotides et des peptides.
l(c) et l(c') représentent le composé chimique complexe et le ligand correspondant dont les biopolymères sont des oligonucléotides et des oligonucléotide-peptides.
La figure 2 représente quatre exemples d'oligomère amorceur.
Les radicaux R étant pour:
- le monomère I : Diméthoxytrityle,
Tertiobutyldiméthysilyle, groupement photolabile,
- le monomère II : Monométhoxytrityle,
Fluorénylméthoxycarbonyle, t-Butoxycarbonyle, groupement photolabile,
La figure 3 représente le schéma général de synthèse d'un composé chimique complexe selon l'exemple 1.
- le monomère I : Diméthoxytrityle,
Tertiobutyldiméthysilyle, groupement photolabile,
- le monomère II : Monométhoxytrityle,
Fluorénylméthoxycarbonyle, t-Butoxycarbonyle, groupement photolabile,
La figure 3 représente le schéma général de synthèse d'un composé chimique complexe selon l'exemple 1.
Exemple 1:
Synthèses d'oligonucléotides (séquence 26mer HBV
Capture et autres séquences utilisables pour le diagnostic médical) sur un support poreux CPG 2000A recouvert par le copolymère linéaire P(AMMVE) (Anhydride Maléique-alt-
Méthyl Vinyl Ether) (Masse moyenne en nombre (Mn) 67000).
Synthèses d'oligonucléotides (séquence 26mer HBV
Capture et autres séquences utilisables pour le diagnostic médical) sur un support poreux CPG 2000A recouvert par le copolymère linéaire P(AMMVE) (Anhydride Maléique-alt-
Méthyl Vinyl Ether) (Masse moyenne en nombre (Mn) 67000).
A) Matériels et procédés
On dispose de billes de silice Fluka (CPG, controlled pore size glass) de diamètre 2000A, de taille de particules 40-85 m et de superficie 9,2 m2/g. Les billes de verre (100-150 m) proviennent de la société
Polysciences, Inc.
On dispose de billes de silice Fluka (CPG, controlled pore size glass) de diamètre 2000A, de taille de particules 40-85 m et de superficie 9,2 m2/g. Les billes de verre (100-150 m) proviennent de la société
Polysciences, Inc.
Les spectres 1H-RMN ont été enregistrés sur un spectromètre Bruker AM400 opérant dans un mode de transformation de Fourier. Les déplacements chimiques 1H ont été exprimés en ppm avec référence au TMS. Les attributions des signaux 1H ont été effectuées par des expériences RMN en deux dimensions 1H-1H en rapport homonucléaire. Les analyses de masses ont été faites sur un spectromètre ZAB2-SEQ en FAB+ avec une matrice de thio-glycérol.
Le polymère utilisé est un copolymère alterné d'anhydride maléique et de méthyl vinyl éther P(AMMVE) fourni par Polysciences, Inc (Mn 67000g/mol).
Les synthèses d'oligodésoxyribonucléotides ont été accomplies sur un appareil ABI 394 (Applied Biosystems,
San Francisco, USA) en utilisant la chimie standard dADN du type cyanoéthyl N,N-diisopropylamino phosphoramidite.
San Francisco, USA) en utilisant la chimie standard dADN du type cyanoéthyl N,N-diisopropylamino phosphoramidite.
Des expériences SEC-MALLS ont été effectuées en ligne avec le dispositif suivant de chromatographie haute performance d'exclusion de taille. Deux colonnes associées (Waters Ultra-Hydrogel 500 et 1000 ou Waters Ultra
Hydrogel 1000 et 2000) et une pompe Waters 510 de chromatographie liquide haute performance fonctionnaient avec un tampon à base d'acide borique de pH 10 en tant qu'éluant à une vitesse d'écoulement de 0,5 ml.min Pour la partie détection, on a utilisé en même temps un détecteur d'absorbance Waters 484, un réfractomètre différentiel Waters 410 et un détecteur MINI DAWN F à trois angles (WYATT Technology) fonctionnant à 690 nm.
Hydrogel 1000 et 2000) et une pompe Waters 510 de chromatographie liquide haute performance fonctionnaient avec un tampon à base d'acide borique de pH 10 en tant qu'éluant à une vitesse d'écoulement de 0,5 ml.min Pour la partie détection, on a utilisé en même temps un détecteur d'absorbance Waters 484, un réfractomètre différentiel Waters 410 et un détecteur MINI DAWN F à trois angles (WYATT Technology) fonctionnant à 690 nm.
B) Synthèse de la 3'-amino modifiée dT (5' Diméthoxytrityl-2'-déoxyThymidine,3'-(6-aminohéXyl)- phosphate (I) (biomonomère amorceur de polymérisation nucléotidique)
On a séché 200 mg (0,37 mmol) de 5'
Diméthoxytrityl-2'-déoxy Thymidine par coévaporations à base de pyridine anhydre et d'acétonitrile anhydre, puis on l'a ensuite dissoute dans 7,5 ml d'acétonitrile. On a ajouté lentement de la lH-tétrazole (0,55 mmol d'une solution acétonitrile à 0,35M) et de la 6 (Trifluoroacétylamino) hexyl-(2-cyanoéthyl) - (N,N- diisopropyl) -phophoramidite (0,44 mmol d'une solution acétonitrile à 0,3M) par le septum et on a mélangé la solution à température ambiante. Après une heure, on a ajouté 4 ml d'une solution iodée (iode 100 mM dans H2O 2%,
Pyridine 20%, THF 75%) goutte à goutte en 5 mn et on a agité le mélange pendant encore 10 mn avant de le concentrer sous pression réduite. On a dissous le résidu dans du CH2C12 et on a lavé le mélange organique une fois avec du NaHCO3 à 5%, deux fois à l'eau, séché sur Na2SO4 et évaporé jusqu'à l'état séché sous vide. Puis on a remis en suspension le résidu dans une solution de 700 1 d'éthanol et 6 ml (NH40H à 30% aqueux) et on a réalisé la réaction de déprotection en 16 h, à 60OC, dans un flacon hermétique. Après concentration sous vide, on a soumis le résidu à la chromatographie sur une colonne de gel de silice dans (CH2CL2/TEA à 5%) et élution par un gradient de méthanol pour obtenir le composé (I) (rendement 46%). 1H
RMN (DMSO-d6): 1,32 (m, 2H, C-CH2-C), 1,37-1,42 (m, 4H,
PO-CH2-CH2-CH2-C), 1,55 (t, 2H, C-CH2-CH2-NH2), 2,21-2,34 (m, 2H, H2'H2''), 2,71 (t, 3H, C-CH2-NH2), 3,16-3,24 (m, 2H, H5'H5''), 3,57 (t, 2H, PO-CH2-C), 3,71 (s, 6H, O-CH3), 4,07 (s, 1H, H4'), 4,-( (s, 1H, H3'), 6,16 (t, 1H, Hî'), 7,21-7,36 (m, 13H, Har), 7,46 (s, 1H, H6), 7,8-8,6 (grand pic, 2H, NH2). En spectrométrie de masse, la masse exacte donnée par l'analyse est 724,3009 g/mol, ce qui correspond à la masse calculée (724,2999 g/mol).
On a séché 200 mg (0,37 mmol) de 5'
Diméthoxytrityl-2'-déoxy Thymidine par coévaporations à base de pyridine anhydre et d'acétonitrile anhydre, puis on l'a ensuite dissoute dans 7,5 ml d'acétonitrile. On a ajouté lentement de la lH-tétrazole (0,55 mmol d'une solution acétonitrile à 0,35M) et de la 6 (Trifluoroacétylamino) hexyl-(2-cyanoéthyl) - (N,N- diisopropyl) -phophoramidite (0,44 mmol d'une solution acétonitrile à 0,3M) par le septum et on a mélangé la solution à température ambiante. Après une heure, on a ajouté 4 ml d'une solution iodée (iode 100 mM dans H2O 2%,
Pyridine 20%, THF 75%) goutte à goutte en 5 mn et on a agité le mélange pendant encore 10 mn avant de le concentrer sous pression réduite. On a dissous le résidu dans du CH2C12 et on a lavé le mélange organique une fois avec du NaHCO3 à 5%, deux fois à l'eau, séché sur Na2SO4 et évaporé jusqu'à l'état séché sous vide. Puis on a remis en suspension le résidu dans une solution de 700 1 d'éthanol et 6 ml (NH40H à 30% aqueux) et on a réalisé la réaction de déprotection en 16 h, à 60OC, dans un flacon hermétique. Après concentration sous vide, on a soumis le résidu à la chromatographie sur une colonne de gel de silice dans (CH2CL2/TEA à 5%) et élution par un gradient de méthanol pour obtenir le composé (I) (rendement 46%). 1H
RMN (DMSO-d6): 1,32 (m, 2H, C-CH2-C), 1,37-1,42 (m, 4H,
PO-CH2-CH2-CH2-C), 1,55 (t, 2H, C-CH2-CH2-NH2), 2,21-2,34 (m, 2H, H2'H2''), 2,71 (t, 3H, C-CH2-NH2), 3,16-3,24 (m, 2H, H5'H5''), 3,57 (t, 2H, PO-CH2-C), 3,71 (s, 6H, O-CH3), 4,07 (s, 1H, H4'), 4,-( (s, 1H, H3'), 6,16 (t, 1H, Hî'), 7,21-7,36 (m, 13H, Har), 7,46 (s, 1H, H6), 7,8-8,6 (grand pic, 2H, NH2). En spectrométrie de masse, la masse exacte donnée par l'analyse est 724,3009 g/mol, ce qui correspond à la masse calculée (724,2999 g/mol).
C) Fonctionnalisation des CPG ou des billes de verre (support solide)
On a adapté l'étape de fonctionnalisation à partir d'une procédure antérieure publiée par Southern et Coll (Maskos, U. and Southern, E.M. (1992) Nucleic Acids Res., 20, 1679-1684). On a mis en suspension 3 g de CPG non modifié et 5 g de bille de verre dans 6ml d'une solution d'acide chromique sulfurique (solution saturée en oxyde de chrome (VI) dans de l'acide sulfurique à 95%) (Prolabo).
On a adapté l'étape de fonctionnalisation à partir d'une procédure antérieure publiée par Southern et Coll (Maskos, U. and Southern, E.M. (1992) Nucleic Acids Res., 20, 1679-1684). On a mis en suspension 3 g de CPG non modifié et 5 g de bille de verre dans 6ml d'une solution d'acide chromique sulfurique (solution saturée en oxyde de chrome (VI) dans de l'acide sulfurique à 95%) (Prolabo).
Après 3h d'activation à 1100C, la majorité des groupements silane en surface étaient sous forme de groupements silanol. On a filtré les supports et on les a lavés minutieusement à l'eau. Après un lavage rapide avec de l'acétone sèche, on a séché les supports sous vide pendant une demie heure et on les a immédiatement utilisés pour la silanisation.
On a mis en suspension les billes activées dans 28 ml d'une solution (6,1 ml de 3 glucidoxypropyltriméthoxysi lane, 1,7 ml de triéthylamine, 20,2 ml de toluène sec). On a mélangé doucement les supports toute la nuit à 900C, puis on les a lavés minutieusement avec de l'acétone anhydre et séchés 3h à 1100C.
Dans une deuxième étape, on a mis en suspension les billes dans 10ml d'hexaéthylène glycol avec 6 1 d'acide sulfurique (à plus de 95%). On a mélangé doucement puis la réaction est effectuée toute la nuit à 900C, puis on a lavé les billes avec de l'acétone anhydre et séché dans un dessicateur.
D) Procédure générale pour greffer le conjugué
P(AMMVE)-nucléotide (I)) sur les billes de silice
Le nucléotide amorceur de polymérisation nucléotidique selon B) a été couplé sur les copolymères
P(AMMVE) suivant le principe réactionnel décrit dans la figure 3.
P(AMMVE)-nucléotide (I)) sur les billes de silice
Le nucléotide amorceur de polymérisation nucléotidique selon B) a été couplé sur les copolymères
P(AMMVE) suivant le principe réactionnel décrit dans la figure 3.
15 mg (224 mmol) de copolymère ont été dissous dans 1 ml de diméthylsulfoxyde anhydre (DMSO) à 370C. En parrallèle, 10 mg (13,8mol) de (I) ont été dissous dans 1 ml du même solvant. On ajoute successivement à un volume approprié de DMSO permettant un volume final de 1 ml pour la réaction 20 nmol de copolymère, 2mol de nucléotide (I) et lmol de 4-Diméthylaminopyridine (DMAP). Après avoir remué à température ambiante pendant 1 heure, on ajoute 90 mg de billes de silice au mélange et on permet à la réaction de greffage de s'effectuer toute la nuit. On filtre ensuite les supports et on lave délicatement avec du DMSO et de l'acétone anhydre avant de sécher sous vide pendant plusieurs heures. La quantité de diméthoxytrityle en surface a été estimée par un traitement acide de la silice.
E) Synthèse oligonucléotidique.
La séquence choisie est une séquence de capture du
VHB (virus de l'hépatite B).
VHB (virus de l'hépatite B).
5'-TCA ATC TCG GGA ATC TCA ATG TTA GT-3'
On a utilisé 0,1 mol ou 0,15 mol de support fonctionnalisé pour la synthèse en utilisant un protocole standard de cycle de couplage de 0,2 mol. Avant la synthèse, on a expérimenté différents temps de blocage des fonctions hydroxyles résiduelles du support solide (capping). Au cours de la synthèse, on a déterminé de manière automatique le rendement des étapes de la réaction de couplage par des mesures de la quantité de cations de type diméthoxytrityle relargée à chaque étape de couplage/déprotection. On a appliqué différents traitements basiques pour les étapes de clivage et de déprotection. Après le dessalage (dans le cas de la déprotection au NaOH) et concentration sous vide, les distributions des masses molaires des conjugués (copolymère-ODN) ont été analysés par SEC-MALLS. On obtient des rendements par cycle de 98%.
On a utilisé 0,1 mol ou 0,15 mol de support fonctionnalisé pour la synthèse en utilisant un protocole standard de cycle de couplage de 0,2 mol. Avant la synthèse, on a expérimenté différents temps de blocage des fonctions hydroxyles résiduelles du support solide (capping). Au cours de la synthèse, on a déterminé de manière automatique le rendement des étapes de la réaction de couplage par des mesures de la quantité de cations de type diméthoxytrityle relargée à chaque étape de couplage/déprotection. On a appliqué différents traitements basiques pour les étapes de clivage et de déprotection. Après le dessalage (dans le cas de la déprotection au NaOH) et concentration sous vide, les distributions des masses molaires des conjugués (copolymère-ODN) ont été analysés par SEC-MALLS. On obtient des rendements par cycle de 98%.
Exemple 2:
Le même principe de synthèse que dans l'exemple 1 est mis en oeuvre mais en utilisant à titre de polymère réactif organique d'autres copolymères d'anhydride maléique tel que les copolymères (anhydride maléique-altéthylène), (anhydride maléique-alt-styrène), (anhydride maléique-alt-N-vinylpyrrolidone) ou des P(AMMVE) d'une autre taille (MM10.000 à 1.000.000). 224 nmol de polymère ont été dissous dans 1 ml de DMSO anhydre à 37OC. En parallèle, 10 mg (13,8 mol) du nucléotide (I), modifié en 3' par un bras aminé, ont été dissous dans 1 ml de DMSO.
Le même principe de synthèse que dans l'exemple 1 est mis en oeuvre mais en utilisant à titre de polymère réactif organique d'autres copolymères d'anhydride maléique tel que les copolymères (anhydride maléique-altéthylène), (anhydride maléique-alt-styrène), (anhydride maléique-alt-N-vinylpyrrolidone) ou des P(AMMVE) d'une autre taille (MM10.000 à 1.000.000). 224 nmol de polymère ont été dissous dans 1 ml de DMSO anhydre à 37OC. En parallèle, 10 mg (13,8 mol) du nucléotide (I), modifié en 3' par un bras aminé, ont été dissous dans 1 ml de DMSO.
20 nmol de copolymère, 2 mol de (I) et 1 mol de diméthylaminopyridine (DMAP- solution à 10 mg/ml dans du
DMSO) sont mis en solution dans une quantité suffisante de
DMSO anhydride pour atteindre un volume final de 1 ml. La réaction est agitée à température ambiante pendant 1 heure, puis 90 mg de billes de silice CPG 2000A (Control
Pores Glass) ou 100 mg de billes de verre (Glass Beads) fonctionnalisées par un espaceur hydroxyle sont ajoutées à la solution. La réaction est poursuivie toute la nuit, à température ambiante. Les supports sont alors filtrés et lavés méticuleusement par du DMSO, de l'acétone anhydre puis séchés sous vide en présence de chlorure de calcium.
DMSO) sont mis en solution dans une quantité suffisante de
DMSO anhydride pour atteindre un volume final de 1 ml. La réaction est agitée à température ambiante pendant 1 heure, puis 90 mg de billes de silice CPG 2000A (Control
Pores Glass) ou 100 mg de billes de verre (Glass Beads) fonctionnalisées par un espaceur hydroxyle sont ajoutées à la solution. La réaction est poursuivie toute la nuit, à température ambiante. Les supports sont alors filtrés et lavés méticuleusement par du DMSO, de l'acétone anhydre puis séchés sous vide en présence de chlorure de calcium.
Ces supports sont alors utilisés pour effectuer des synthèses d'oligonucléotides comme décrit dans l'exemple 1, une étape de capping de 11 minutes étant nécessaire au préalable.
Exemple 3:
Même synthèse que dans l'exemple 2, en utilisant à titre de polymère organique réactif le copolymère linéaire
NVP-NAS (N-vinylpyrrolidone/N-acryloxy-succinimide) à la place de P(AMMVE).
Même synthèse que dans l'exemple 2, en utilisant à titre de polymère organique réactif le copolymère linéaire
NVP-NAS (N-vinylpyrrolidone/N-acryloxy-succinimide) à la place de P(AMMVE).
Exemple 4.
Même principe de synthèse que dans l'exemple 1, en utilisant un support solide à base de polystyrène.
224 nmol de polymère ont été dissous dans 1 ml de
DMSO anhydre à 370C. En parallèle, 10 mg (13,8 mol) du nucléotide (I), modifié en 3' par un bras aminé, ont été dissous dans 1 ml de DMSO. 20 nmol de copolymère, 2 mol de (I) et 1 mol de diméthylaminopyridine (DMAP- solution à 10 mg/ml dans du DMSO) sont mis en solution dans une quantité suffisante de DMSO anhydride pour atteindre un volume final de 1 ml. La réaction est agitée à température ambiante pendant 1 heure, puis 90 mg de particules à base de polystyrène (Résine de co-polystyrène-l% divinylbenzène, classiquement appelée la résine de Wang) fonctionnalisées par des extrémités 4-hydroxyméthylphénoxyméthyles, ou 90 mg de polystyrène-co-divinylbenzène (support solide) fonctionnalisés par des extrémités 4 hydroxyméthyl-phénylacétamidométhyles (PAM résine), ou 90 mg d'un support composite à base de polyacrylamide et d'une matrice inorganique (Kieselguhr) fonctionnalisés par des extrémités 4-hydroxyméthyl-phénoxyacétyles (Novabiochem), ou 90 mg d'un support polystyrène fonctionnalisé par du polyéthylène glycol terminé par une fonction hydroxyle ou p-oxybenzyl alcool (Novabiochem), ou 90 mg de toutes résines à base de polystyrène fonctionnalisées par un bras espaceur hydroxyle, sont ajoutés à la solution. La réaction est agitée toute la nuit, à température ambiante. Les supports sont alors filtrés et lavés méticuleusement par du DMSO, de l'acétone anhydre puis séchés sous vide en presence de chlorure de calcium.
DMSO anhydre à 370C. En parallèle, 10 mg (13,8 mol) du nucléotide (I), modifié en 3' par un bras aminé, ont été dissous dans 1 ml de DMSO. 20 nmol de copolymère, 2 mol de (I) et 1 mol de diméthylaminopyridine (DMAP- solution à 10 mg/ml dans du DMSO) sont mis en solution dans une quantité suffisante de DMSO anhydride pour atteindre un volume final de 1 ml. La réaction est agitée à température ambiante pendant 1 heure, puis 90 mg de particules à base de polystyrène (Résine de co-polystyrène-l% divinylbenzène, classiquement appelée la résine de Wang) fonctionnalisées par des extrémités 4-hydroxyméthylphénoxyméthyles, ou 90 mg de polystyrène-co-divinylbenzène (support solide) fonctionnalisés par des extrémités 4 hydroxyméthyl-phénylacétamidométhyles (PAM résine), ou 90 mg d'un support composite à base de polyacrylamide et d'une matrice inorganique (Kieselguhr) fonctionnalisés par des extrémités 4-hydroxyméthyl-phénoxyacétyles (Novabiochem), ou 90 mg d'un support polystyrène fonctionnalisé par du polyéthylène glycol terminé par une fonction hydroxyle ou p-oxybenzyl alcool (Novabiochem), ou 90 mg de toutes résines à base de polystyrène fonctionnalisées par un bras espaceur hydroxyle, sont ajoutés à la solution. La réaction est agitée toute la nuit, à température ambiante. Les supports sont alors filtrés et lavés méticuleusement par du DMSO, de l'acétone anhydre puis séchés sous vide en presence de chlorure de calcium.
Ces supports sont alors utilisés pour effectuer des synthèses d'oligonucléotides comme décrits dans l'exemple 1, une étape de capping de 11 minutes étant nécessaire au préalable.
Exemple 5:
Les supports à base de polystyrène sont fonctionnalisés comme décrit précédemment avec P(AMMVE) et le biomonomère (I) et/ou le monomère (II) dans le but d'amorcer une synthèse peptidique sur phase solide en utilisant la chimie du Fmoc.
Les supports à base de polystyrène sont fonctionnalisés comme décrit précédemment avec P(AMMVE) et le biomonomère (I) et/ou le monomère (II) dans le but d'amorcer une synthèse peptidique sur phase solide en utilisant la chimie du Fmoc.
Dans le cas des synthèses mixtes oligonucléotides/peptides, les fragments d'acides nucléiques seront synthétisés avant les peptides.
Exemple 6:
Des synthèses d'oligonucléotides ou de peptides sont effectuées sur un support sphérique à base de silice poreuse ou non poreuse, ou de polystyrène fonctionnalisé avec un copolymère linéaire d'anhydride maléique relié au support par un bras espaceur stable en milieu basique.
Des synthèses d'oligonucléotides ou de peptides sont effectuées sur un support sphérique à base de silice poreuse ou non poreuse, ou de polystyrène fonctionnalisé avec un copolymère linéaire d'anhydride maléique relié au support par un bras espaceur stable en milieu basique.
L'objectif est de ne pas décrocher le conjugué (copolymère/biomolécules) après synthèse. Ces réactifs pourront être utilisés pour la capture d'entité biologique (fragments de gène, antigène, anticorps) directement à partir de milieux biologiques.
Le mode opératoire de la synthèse du support est le même que celui décrit dans l'exemple 2 et dans l'exemple 5, mais on utilise un support solide aminé et non pas hydroxyle.
224 nmol de polymère ont été dissous dans 1 ml de
DMSO anhydre à 37"C. En parallèle, 10 mg (13,8 mol) du nucléotide (I), modifié en 3' par un bras aminé, ont été dissous dans 1 ml de DMSO. 20 nmol de polymère, 2 mol de (I) et 1 mol de diméthylaminopyridine (DMAP- solution à 10 mg/ml dans du DMSO) sont mis en solution dans une quantité suffisante de DMSO anhydride pour atteindre un volume final de lml. La réaction est agitée à température ambiante pendant 1 heure, puis 90 mg de billes de silice
CPG 2000A (Control Pores Glass) ou 100 mg de billes de verre (Glass Beads) ou 100 mg de billes de polystyrène fonctionnalisées par un espaceur aminé sont ajoutées à la solution. La réaction est poursuivie toute la nuit, à température ambiante. Les supports sont alors filtrés et lavés méticuleusement par du DMSO, de l'acétone anhydre puis séchés sous vide en présence de Chlorure de Calcium.
DMSO anhydre à 37"C. En parallèle, 10 mg (13,8 mol) du nucléotide (I), modifié en 3' par un bras aminé, ont été dissous dans 1 ml de DMSO. 20 nmol de polymère, 2 mol de (I) et 1 mol de diméthylaminopyridine (DMAP- solution à 10 mg/ml dans du DMSO) sont mis en solution dans une quantité suffisante de DMSO anhydride pour atteindre un volume final de lml. La réaction est agitée à température ambiante pendant 1 heure, puis 90 mg de billes de silice
CPG 2000A (Control Pores Glass) ou 100 mg de billes de verre (Glass Beads) ou 100 mg de billes de polystyrène fonctionnalisées par un espaceur aminé sont ajoutées à la solution. La réaction est poursuivie toute la nuit, à température ambiante. Les supports sont alors filtrés et lavés méticuleusement par du DMSO, de l'acétone anhydre puis séchés sous vide en présence de Chlorure de Calcium.
Ces supports sont alors utilisés pour effectuer des synthèses d'oligonucléotides comme décrits dans l'exemple 1. Si le monomère (Il), amorceur de synthèse peptidique est couplé sur le polymère, des synthèses peptidiques peuvent être développées sur les supports, en utilisant la chimie du Fmoc.
Exemple 7:
Même protocole de synthèse des supports sphériques que dans l'exemple 1, ou dans l'exemple 6, en utilisant des monomères amorceurs des synthèses oligonucléotidiques de type (I), ou en utilisant des monomères amorceurs des synthèses peptidiques de type (II) ou en utilisant des monomères amorceurs de type (III) ou (IV), possédant un groupement protecteur photolabile sur le site d'initiation de la synthèse du biopolymère.
Même protocole de synthèse des supports sphériques que dans l'exemple 1, ou dans l'exemple 6, en utilisant des monomères amorceurs des synthèses oligonucléotidiques de type (I), ou en utilisant des monomères amorceurs des synthèses peptidiques de type (II) ou en utilisant des monomères amorceurs de type (III) ou (IV), possédant un groupement protecteur photolabile sur le site d'initiation de la synthèse du biopolymère.
Le groupement photolabile utilisé peut être par exemple le 6-nitrovératryle, le 6-nitropipéronyle, le méthyl-6-nitrovératryle, le nitrovératryloxycarbonyle, le méthyl-6-nitropipéronyle, le nitrobenzyle, le nitrobenzyloxycarbonyle, le diméthyldiméthoxybenzyle, le diméthyldiméthoxybenzyloxycarbonyle, le 5-bromo-7nitroindolinyle, 1 'hydroxy--méthylcinnamoyle, le 2oxyméthylène anthraquinone, le pirénylméthoxycarbonyle.
L'amorce de la synthèse du biopolymère se fera par une exposition du support à une gamme de longueur d'ondes adaptée.
Exemple 8:
Même concept que dans l'exemple 7, en utilisant des supports plans (wafer de silicium, micro plaque de silice) silanisés en surface par un silane aminé puis recouverts par un polymère linéaire à base d'anhydride maléique. Les fonctions amines du bras espaceur vont réagir avec les fonctions hydrophiles du polymère pour créer une fonction amide stable en milieu basique. En greffant sur le polymère le monomère (I) et/ou (II) et/ou (III) et/ou (IV), des synthèses d'oligonucléotides et/ou de peptides peuvent être amorcées d'une manière contrôlée.
Même concept que dans l'exemple 7, en utilisant des supports plans (wafer de silicium, micro plaque de silice) silanisés en surface par un silane aminé puis recouverts par un polymère linéaire à base d'anhydride maléique. Les fonctions amines du bras espaceur vont réagir avec les fonctions hydrophiles du polymère pour créer une fonction amide stable en milieu basique. En greffant sur le polymère le monomère (I) et/ou (II) et/ou (III) et/ou (IV), des synthèses d'oligonucléotides et/ou de peptides peuvent être amorcées d'une manière contrôlée.
Les plaques sont traitées au préalable en milieu acide ou basique ou bien, si l'on utilise un système de masques spécifiques, elles peuvent être exposées à des radiations sur des zones délimitées de leur surface, afin d'éliminer les groupements photolabiles. Les fonctions réactives ainsi libérées, des synthèses de biopolymères peuvent être développées en surface par les méthodes classiques de la chimie sur support. Ces matrices fonctionnalisées peuvent être utilisées pour le séquençage de gènes ou le screening d'anticorps.
Claims (22)
1/ Composé chimique complexe comprenant:
- un support solide fonctionnel comprenant des groupements surfaciques chimiques,
- au moins un conjugué comprenant:
- un polymère organique réactif dont le squelette comporte d'une part des fonctions latérales chimiques réactives vis-à-vis des groupements surfaciques du support solide liées à ces derniers par liaison covalente, et d'autre part des restes latéraux chimiques,
- une pluralité de biomonomères amorceurs branchés sur le polymère organique, liés respectivement auxdits restes chimiques dudit polymère organique, par une liaison covalente.
2/ Composé chimique complexe selon la revendication 1, caractérisé en ce que la liaison covalente des biomonomères amorceurs au polymère organique n'est pas clivable dans les conditions de clivage de la liaison support/polymère organique.
3/ Composé chimique complexe selon la revendication 1, caractérisé en ce que le support solide fonctionnel est de type minéral ou organique.
4/ Composé chimique complexe selon la revendication 1, caractérisé en ce que le polymère organique a une masse molaire comprise entre 10000 et 1000000.
5/ Composé chimique complexe selon la revendication 1, caractérisé en ce que les fonctions latérales du polymère organique réactif sont de type électrophile et /ou thiol et/ou pont disulfure.
6/ Composé chimique complexe selon les revendications 1 et 3, caractérisé en ce que le polymère organique est un copolymère linéaire d'anhydride maléique.
7/ Composé chimique complexe selon la revendication 1, caractérisé en ce que les biomonomères, identiques ou différents, sont des nucléosides et/ou nucléotides et/ou des acides aminés et/ou des saccharides, naturels ou modifies.
8/ Composé chimique complexe selon les revendication 1 et 7, caractérisé en ce que les biomonomères amorceurs sont à la fois des nucléotides et des acides aminés.
9/ Composé chimique selon la revendication 1, caractérisé en ce que les biomonomères amorceurs sont prolongés et polymérisés avec d'autres synthons chacun selon une séquence prédéterminée desdits synthons pour obtenir des biopolymères.
10/ Composé chimique selon la revendication 8, caractérisé en ce que les biopolymères sont de type oligonucléotide et/ou peptide et/ou oligonucléotidepeptide.
11/ Composé chimique complexe selon la revendication 10, caractérisé en ce que les biopolymères forment avec le polymère organique auquel ils sont liés des ligands susceptibles d'être liés directement ou indirectement à des anti-ligands.
12/ Procédé de synthèse chimique d'un compose selon la revendication 1, comprenant une pluralité de biomonomères amorceurs, comprenant les étapes suivantes
a) on dispose d'un support fonctionnel comprenant des groupements surfaciques,
b) on dispose d'au moins un polymère organique réactif dont le squelette comporte d'une part des fonctions latérales chimiques complémentaires des groupements surfaciques du support solide, et d'autre part des restes latéraux chimiques1
c) on dispose de biomonomères amorceurs de biopolymérisation, identiques ou différents, comprenant d'un côté un substituant réactif et d'un autre côté un groupement protecteur,
d) on fait réagir au moins un polymère organique:
- soit avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste latéral dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié au support solide avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique,
- soit avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié aux biomonomères amorceurs avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste dudit polymère organique.
13/ Procédé de synthèse selon la revendication 12, caractérisé en ce que on fait réagir au moins un polymère organique avec une pluralité de biomonomères amorceurs, pour greffer ces derniers par covalence, directement ou indirectement, avec une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique, puis on fait réagir le polymère organique lié aux biomonomères amorceurs avec le support solide, pour établir au moins une liaison covalente entre un groupement surfacique dudit support solide et un reste dudit polymère organique.
14/ Procédé selon la revendication 12, caractérisé en ce qu'il comprend, après l'étape c et avant l'étape d, l'étape
c') on fait réagir le polymère organique avec un réactif générateur de bras espaceurs, pour greffer sur une pluralité de restes latéraux dudit polymère organique une pluralité de bras espaceurs respectivement, comportant chacun à leur extrémité libre une fonction réactive.
15/ Utilisation du composé chimique selon la revendication 1 pour effectuer la synthèse des biopolymères, comprenant les étapes de
f) on dispose de synthons identiques ou différents,
g) par cycles successifs de couplage/déprotection, on fait croître les chaînes des biopolymères à partir des biomonomères amorceurs respectivement, selon au moins une même séquence prédéterminée des synthons.
16/ Utilisation selon la revendication 15 comprenant, après l'étape g, l'étape
h) on fait croître des chaînes de biopolymères, par cycles successifs de couplage/déprotection des synthons, à partir d'autres biomonomères amorceurs respectivement, selon au moins une même autre séquence prédéterminée des synthons.
17/ Réactif caractérisé en ce qu'il comprend un composé chimique selon l'une quelconque des revendications 9 à 11.
18/ Procédé d'obtention d'un ligand constitué d'un conjugué comprenant un polymère organique et une pluralité de biopolymères à partir d'un composé complexe selon la revendication 9, caractérisé en ce que par réaction chimique ou enzymatique ou thermique ou photochimique on sépare le support solide du reste du composé chimique complexe en rompant la liaison covalente entre les groupements surfaciques du support solide et les fonctions latérales du polymère organique.
19/ Réactif susceptible d'être obtenu par le procédé selon la revendication 18, caractérisé en ce que les biopolymères sont de nature mixte, notamment peptide/oligonucléotide.
20/ Utilisation d'un réactif selon la revendication 9 et 19 pour l'amplification de la capture de cibles biologiques ou autres.
21/ Utilisation d'un réactif selon les revendications 9 et 19 pour l'amplification de la détection de cibles biologiques ou autres.
22/ Utilisation d'un réactif selon la revendication 19 en thérapeutique.
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