ES2329637A1 - Procedimiento para la determinacion de la fragmentacion del adn en microorganismos. - Google Patents
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Abstract
Procedimiento para la determinación de la fragmentación del ADN en microorganismos. La presente invención se relaciona con un procedimiento para la determinación de la integridad del ADN en microorganismos, y un kit para la evaluación de la integridad del ADN en los mismos. Debido a que la muerte celular se traduce en fragmentación del ADN, con el presente procedimiento se puede discriminar claramente, y de forma sencilla, rápida y precisa, los niveles de fragmentación de ADN en microorganismos.
Description
Procedimiento para la determinación de la
fragmentación del ADN en microorganismos.
La presente invención se encuadra dentro del
campo de la industria biotecnológica, y principalmente aquel
relacionado con la microbiología, cuyo ámbito de aplicación se
encuentra dentro del sector sanitario (humano, veterinario,
medioambiental, y básico).
En concreto, re refiere a un procedimiento para
la determinación de la integridad del ADN en microorganismos, dado
que la muerte celular se traduce en fragmentación del ADN y un kit
para la evaluación de la integridad del ADN en microorganismos.
Los microbios pueden morir por diversas causas.
En el caso de las bacterias, organismos de especial interés
sanitario, el mecanismo final de muerte por acción de agentes
antibióticos es prácticamente desconocido, seguramente por lo obvio
del problema. Los antibióticos afectan procesos celulares
importantes, que tarde o temprano llevarán a la muerte de la
célula. A pesar del conocimiento del mecanismo inicial de acción de
un antibiótico concreto, a veces no es posible discernir claramente
un efecto bacteriostático o bactericida. Este cuadro acerca de la
muerte celular es especialmente complicado por la reciente
descripción de la presencia de una pequeña proporción de células
que persisten invulnerables a los antibióticos bactericidas, a
pesar de no ser mutantes y no crecer en presencia del antibiótico.
Dichas células persistentes parecen explicar la alta resistencia de
los biofilms y de los cultivos estacionarios a la muerte por
agentes quimioterápicos.
Por otra parte, los estudios de perfil de
transcripción de la totalidad de los genes de Escherichia
coli, han demostrado la existencia de un grupo de genes que se
inducen y otros que se reprimen de forma común tras la acción de
antibióticos, siendo el mecanismo de acción muy diferente. Esto se
comprobó con la ampicilina, inhibidora de la síntesis de la pared
celular, y con la ofloxacina, fluoroquinolona que bloquea la ADN
girasa y la topoisomerasa IV, induciendo daño directo en el ADN
(Kaldalu N, Mei R, Lewis K Killing by ampicillin and ofloxacin
induces overlapping changes in Escherichia coli transcription
profile. Antimicrob Agents Chemother 2004;
48:890-896.)
Estos conocimientos sugieren que la muerte
celular en bacterias, por ejemplo tras la acción de un antibiótico
bactericida, podría ser un proceso programado, al igual que el
fenómeno de apoptosis, presente en los organismos superiores. Un
fenómeno similar ha sido descrito en levaduras unicelulares, como
respuesta la acción de agentes fungicidas. La autolisis de las
células bacterianas por autodigestión de la pared celular por
autolisinas, tras la exposición a antibióticos o condiciones
ambientales adversas, puede ser una expresión de la muerte celular
programada de organismos defectuosos (Lewis K Programmed Death
in Bacteria. Microbiol Mol Biol Rev 2000; 64:
503-514.)
503-514.)
La mayor parte de estudios de acción
quimioterápica se vienen evaluando de modo rutinario, desde los
inicios de la microbiología, valorando el crecimiento celular como,
la capacidad de producir colonias en un medio de cultivo semisólido,
o de producir turbidez en un medio líquido. Este sistema además de
ser relativamente largo, no evalúa el comportamiento de cada
célula, sino el conjunto en general, y sólo es aplicable a aquellos
microorganismos con capacidad de ser cultivables in vitro.
Para estudiar el estado vital de cada célula, es necesario el uso de
técnicas de microscopía o citometría. (Lecoeur H Nuclear
apoptosis detection by flow cytometry: influence of endogenous
nucleases. Exp Cell Res 2002; 277:1-14; Steensma
DP, Timm M, Witzig TE. Flow cytometric methods for detection and
quantification of apoptosis. Methods Mol Med 2003;
85:323-332).
Una posible evaluación, aunque no habitual, es
valorar la permeabilidad de la pared celular y de la membrana
celular, usando colorantes vitales. La célula sólo se tiñe con el
colorante vital si posee una alteración de la barrera que la aísla
del exterior, lo cual suele estar ligado a la lisis por choque
osmótico. Sea por daño directo, a través de sistemas enzimáticos, o
a través de la pérdida de la integridad de la membrana, el ADN del
cromosoma del microorganismo debe fragmentarse en el proceso de
muerte celular. Sin embargo, la integridad del ADN cromosómico no
se ha venido evaluando como parámetro de muerte microbiana, en
estudios in situ, célula a célula. Esto se debe a la
ausencia de una técnica asequible, fiable y reproducible, para
determinar la integridad de un ADN cromosómico de pequeño tamaño en
relación con el de las células de organismos superiores.
Existen diferentes metodologías in situ,
bien establecidas, para evaluar la integridad del ADN de las
células de organismos superiores, en relación con el daño inducido,
y con la muerte celular por apoptosis o necrosis. Entre ellas se
destacan el etiquetado de roturas del ADN in situ
introduciendo nucleótidos marcados en las mismas utilizando enzimas
como la transferasa terminal (TUNEL) o la ADN polimerasa (in
situ nick translation ISNT) (Didenko V, ed. In situ detection
of DNA damage. Humana Press, Totowa, New Yersey, 2002.)
Estas metodologías se basan en el empleo de
enzimas sobre las células fijadas en portaobjetos, las cuales
actúan sobre extremos 3'-OH de las roturas, es
decir, sin modificaciones químicas. Por dicho motivo su eficacia es
irregular, resultando sólo marcadas aquellas roturas accesibles a
la enzima, lo cual se traduce en una reproducibilidad relativamente
baja de los resultados. Existe un único trabajo de aplicación de la
técnica de TUNEL para la detección de roturas del ADN bacteriano,
en Escherichia coli y la arquea Haloferax volcanii
(Rohwer F and Azam F. Detection of DNA Damage in Prokaryotes by
Terminal Deoxyribonucleotide Transferase-Mediated
dUTP Nick End Labeling Appl Environ Microbiol 2000;
66:1001-1006.)
En este estudio se demostró la capacidad de
detección de la fragmentación del ADN bacteriano tras infección por
un fago. Sin embargo, las roturas originadas directamente por el
peróxido de hidrógeno, en ciertas condiciones, no eran detectadas.
Esto puede deberse a la imposibilidad de la enzima de marcar roturas
con extremo 3'-OH modificados, lo cual es una
dificultad de esta técnica. Por otra parte, las células deben ser
fijadas para efectuar estas técnicas, lo cual afecta a la capacidad
de marcaje. Además, los reactivos son caros, por lo que estas
técnicas sólo se aplican en estudios de investigación, no siendo
posible utilizarlas para la valoración rutinaria del daño del ADN y
su degradación. Estas técnicas son relativamente largas y complejas,
por lo que no se han establecido de modo habitual en microbiología,
no habiéndose descrito más trabajos en relación a las mismas.
Otra técnica de microscopía para el estudio
in situ, célula a célula, de la integridad del ADN, es el
ensayo de cometas, o electroforesis de célula única (Olive PL,
Durand RE. Heterogeneity in DNA damage using the comet assay.
Cytometry 2005; 66:1-8.)
Las células eucariotas se incluyen en un
microgel de agarosa sobre un portaobjetos y se someten a soluciones
lisantes para extraer las membranas y las proteínas. Se obtienen
así nucleoides, es decir, núcleos desproteinizados, en los que los
bucles de ADN se han relajado por la descompactación. Los
nucleoides se someten a una electroforesis en una cubeta rellena de
solución tampón, de tal modo que las fibras de ADN migran hacia el
ánodo, constituyendo una imagen de corneta, con una cabeza y una
cola en la dirección de la migración electroforética. Estos cometas
se tiñen con un colorante fluorescente, para ser observados
mediante microscopía de fluorescencia. Si el núcleo presenta
fragmentación del ADN, gran cantidad de fragmentos del mismo habrán
migrado, concentrándose en la cola del corneta. Se trata de un test
bastante sensible, pero relativamente caro y complicado para un
laboratorio clínico convencional. De hecho, requiere cierto
instrumental no común: fuente y cubeta de electroforesis y un
sistema de captación de las imágenes y de análisis de las mismas.
Por todo ello, sólo se utiliza con fines de investigación. Existe
un único trabajo publicado de aplicación de la técnica de cometas a
pH neutro, en la bacteria Escherichia coli (Singh NP,
Stephens RE, Singh H, Lai H. Visual quantification of DNA
double-strand breaks in bacteria. Mutat Res
1999;
429:159-168.)
429:159-168.)
La técnica es larga y engorrosa, requiriendo
múltiples incubaciones, y la interpretación de las imágenes en
relación con las roturas del ADN no está clara. Por ello, tampoco
se ha descrito ningún otro trabajo con esta técnica, en
bacterias.
De lo descrito anteriormente, se desprende que
subsiste la necesidad de un proceso fiable que pueda ser utilizado
de una forma rutinaria y sencilla para el estudio in situ de
la integridad de la cromatina/ADN en microorganismos. Se trata de
desarrollar o adaptar una metodología mucho más rápida y eficaz
para evaluar la muerte bacteriana, poniendo un especial énfasis en
la muerte que se genera por, o se traduce en, la degradación del
ADN. Este es pues, un campo en el que apenas se han aportado
innovaciones. El proceso tiene que ser robusto, fácil de
implementar, barato y accesible al laboratorio básico. Además,
tiene que dar resultados homogéneos entre distintos laboratorios y
ser susceptible de automatización. El ensayo de difusión del ADN
guarda cierta relación con el ensayo de electroforesis de célula
única, permitiendo evaluar la fragmentación del mismo. Las células
inmersas en un microgel inerte de agarosa, sobre un portaobjetos,
son sometidas a lisis. Si las células tienen el ADN fragmentado,
los fragmentos difunden en la matriz de agarosa, a partir del
núcleo inicial, mostrándose halos amplios de difusión periférica de
fragmentos de ADN) (Vasquez M, Tice RR. Comparative analysis of
apoptosis versus necrosis using the single cell gel (SCG) assay.
Environ Mol Mutagen 1997; 29:53.). Esto se ha aplicado a
células eucariotas, principalmente de tipo somático. Las células que
muestran difusión de fragmentos de ADN corresponden a aquellas que
han muerto por un proceso de apoptosis (Singh NP. A simple
method for accurate estimation of apoptotic cells. Exp Cell Res
2000; 256:328-337.).
Algunas variantes de este ensayo se han aplicado
con éxito a espermatozoides humanos y de otras especies animales,
por nuestro grupo de investigación, siendo denominadas test de
dispersión de la cromatina de los espermatozoides, o Sperm
Chromatin Dispersion (SCD test), (Rodríguez S, Goyanes V,
Segrelles E, Blasco M, Gosálvez J, Fernández JL. Critically short
telomeres are associated with sperm DNA fragmentation. Fertil
Steril 2005; 84: 843-845.; Enciso M,
López-Fernández C, Fernández JL, García P, Gosálbez
A, Gosálvez J. A new method to analyze boar sperm DNA fragmentation
under bright-field or fluorescence microscopy.
Theriogenology 2006; 65:308-316.).
Las principales diferencias de la variante del
procedimiento de la presente invención, con respecto a la técnica
presentada para espermatozoides son las siguientes:
- No es necesaria la primera incubación con una
solución ácida, necesitándose únicamente la lisis.
- La solución para lisar espermatozoides no es
activa en microorganismos como bacterias. El Triton
X-100 no es activo para lisar estos microorganismos.
Para ello es recomendable que la lisis contenga un detergente más
fuerte, con capacidad desnaturalizante de las proteínas, como el
SDS, y añadiendo EDTA, como agente quelante que ayuda a
desestabilizar las paredes celulares.
Técnicamente estas diferencias se traducen en la
lisis de la pared bacteriana, conservando la integridad del ADN.
Esto último es importante porque el ADN bacteriano, al estar
relativamente desprovisto de proteínas en relación con el de las
células eucariotas, podría ser más susceptible de daño iatrogénico,
generado durante la manipulación y el procesado.
El empleo de colorantes fluorescentes de alta
sensibilidad, como los de la familia SYBR, por ejemplo el SYBR
Gold, permiten discriminar la fibra de ADN de los nucleoides del
microorganismo, y sobre todo, visualizar con precisión los pequeños
fragmentos de ADN que difunden en la agarosa, en caso de
fragmentación del mismo. Esto no es posible usando fluorocromos
clásicos del ADN como el ioduro de propidio (IP), Bromuro de
etidio, naranja de acridina, Hoechst 33258 ó 33342, o el DAPI.
Otra ventaja adicional, es que el tiempo
necesario de incubación en la lisis es mucho más corto, resultando
en una metodología más rápida en comparación con la descrita en
espermatozoides.
En la presente invención, es primordial
estabilizar el nucleoide de ADN del microorganismo, para poder ser
visualizado con el microscopio de fluorescencia. Este pequeño
nucleoide es muy delicado, desprendiéndose y degradándose
progresiva y rápidamente al medio líquido de tinción, al ser
expuesto a la luz del microscopio de fluorescencia. Este es un
problema técnico fundamental que no ocurre con los nucleoides de
los espermatozoides u otros tipos celulares de organismos
superiores, con muchísima mayor masa. En el caso de los
microorganismos, para estabilizar el nucleoide y adherirlo
firmemente al portaobjetos se desarrolla un paso de incubación
calórica intensa, en seco. Así, una vez secado el portaobjetos con
los nucleoides, antes de la tinción, se incuba en un horno
microondas a elevada potencia (750-1000W) durante 10
min. Posteriormente ya puede ser teñido y visualizado. Otra
posibilidad es incubar el portaobjetos en un horno a alta
temperatura 80-100ºC durante horas. Sin embargo, el
uso del horno microondas acelera enormemente el proceso, ayudando a
que el protocolo técnico sea de rápida ejecución. Este paso de
estabilización es fundamental en la invención para que el proceso
tenga un gran valor añadido en la elaboración de un producto
comercial final.
De lo expuesto anteriormente, se desprende que
el procedimiento de la presente invención resulta en imágenes de
nucleoides de microorganismos, pudiendo discriminar claramente
aquellos que contienen el ADN fragmentado. En consecuencia, con
dicho procedimiento, la determinación de los niveles de
fragmentación del ADN de la muestra es sencilla y fiable, lo que
hace que se pueda utilizar de forma rutinaria y a un bajo coste. Su
aplicación es pertinente en distintos laboratorios microbiológicos,
tanto de ámbito clínico como básico, con muestras de
microorganismos.
Sin embargo, nunca se ha aplicado un ensayo de
estas características para determinar la integridad del ADN de
microorganismos. Seria de enorme interés potencial el conseguir
adaptar y ajustar esta metodología para evaluar genomas de
relativamente pequeño tamaño, tras conseguir previamente lisar las
paredes bacterianas, para permitir la difusión del ADN, en caso de
fragmentación del mismo. Se podría disponer entonces, de una
herramienta relativamente sencilla y rápida, que permitiría valorar
in situ, célula a célula, la presencia de roturas del ADN en
bacterias y otros microorganismos, de modo reproducible. La
visualización a nivel microscópico de una molécula de ADN
fragmentada tras la acción de agentes líticos, puede ser utilizada
para analizar, de manera rápida, la muerte celular bacteriana. Las
interesantes y múltiples aplicaciones potenciales de dicha
metodología, tanto de investigación, como hospitalario, de carácter
veterinario, o bien de protección del medio ambiente, se detallan a
continuación:
- \bullet
- Monitorización de agentes con capacidad potencial para dañar y fragmentar el ADN, directa o indirectamente, físicos (radiaciones ionizantes, radiaciones ultravioleta), químicos (antisépticos, antibióticos, quimioterápicos y antimicrobianos, en general), biológicos y enzimáticos (enzimas de reparación, enzimas de restricción codificadas por módulos adicionales o fagos).
- \bullet
- Monitorización de susceptibilidad a fármacos antimicrobianos, tanto conocidos como nuevos.
- \bullet
- Determinación de la efectividad de agentes con capacidad de dañar y fragmentar el ADN en función de diferentes condiciones experimentales o ambientales.
- \bullet
- Monitorización del estrés a nivel de ADN en poblaciones naturales de microorganismos o en diferentes condiciones de laboratorio (nutrientes, envejecimiento, variaciones de agentes físico-químicos como temperatura, pH, presión osmótica, luz, etc.).
- \bullet
- Análisis de la sensibilidad a la inducción de daño del ADN de diferentes líneas salvajes y mutantes, por ejemplo cepas resistentes a antimicrobianos, así como su reparación.
El objeto de la presente invención se relaciona
con un procedimiento para evaluar la integridad del ADN de los
microorganismos de forma simple, rápida y precisa, y que pueda ser
incorporado en la actividad rutinaria de cualquier laboratorio de
investigación microbiológica.
Así pues, un primer objeto de la invención
consiste en un procedimiento para evaluar la integridad del ADN de
un microorganismo, que comprende las siguientes etapas:
- a)
- inmovilización del microorganismo sobre un portaobjetos, sin fijación, mediante inclusión del mismo en un medio inerte;
- b)
- tratamiento con una solución de lisis para extraer paredes celulares, membranas y proteínas, reteniendo el ADN del microorganismo;
- c)
- estabilización del nucleoide de ADN del microorganismo, sobre el portaobjetos; y
- d)
- tinción y evaluación de la integridad del ADN.
\vskip1.000000\baselineskip
Inicialmente los microorganismos se incluyen en
un medio similar a una suspensión acuosa, preferentemente en un
microgel inerte, especialmente en un microgel de agarosa, que se
puede elaborar sobre un soporte adecuado, por ejemplo un
cubreobjetos de cristal.
La selección de la solución de lisis es critica
para alcanzar los objetivos de la presente invención. Es esencial
usar detergentes desnaturalizantes de proteínas, aniónicos o
catiónicos como por ejemplo dodecilsulfato de sodio (SDS), sulfonato
de alquilbenceno, N-laurilsarcosina (sarkosil), sal
hidratada del ácido glicocólico, y sus mezclas, usando
preferentemente SDS. Son detergentes que provocan una gran
disrupción de membranas, con efectos de lisis y a la vez son activos
desnaturalizantes de proteínas. Se emplean en electroforesis
desnaturalizante en las que se somete a las proteínas a migración
asegurando la completa desnaturalización (pérdida de la estructura
tridimensional). Su actividad dentro de los detergentes es alta. El
uso de un detergente no fónico no desnaturalizante de proteínas, es
decir un detergente que solubiliza las proteínas pero no las
desnaturaliza, no suele ser efectivo para lisar eficazmente, en
muchos microorganismos. La inclusión del ácido etilendiamino
tetraacético (EDTA) es importante, pues actúa como quelante de los
cationes Mg++, que estabilizan la membrana externa de las
bacterias, especialmente en la cubierta de las Gram negativas.
También es posible incluir proteínas líticas, tanto de pared
celular como de proteínas.
Se prefiere que la solución de lisis contenga
otros agentes que favorezcan la desestabilización de las paredes
celulares y extracción posterior. Se ha comprobado que una solución
efectiva es la que contiene ditiotreitol (DTT) entre 0,001 y 2M,
2-amino-2
(hidroximetil)-1,3-propanediol
(Tris) 0,001 y 2M, EDTA entre 0,001 y 2M, y SDS entre 0,1 y 3%, a
un pH entre 6,5 y 10,5. Particularmente apropiada, es una solución
que contiene DTT alrededor de 0,1M, Tris alrededor de 0,O1M, EDTA
alrededor del 0,05M y SDS alrededor del 2%, a un pH alrededor de
10.
Tras la lisis, los nucleoides de ADN deben ser
estabilizados en el portaobjetos, con el fin de que no se degraden
y desprendan al ser expuestos a la luz del microscopio de
fluorescencia. El sistema más rápido y efectivo es incubar el
portaobjetos, tras haber sido deshidratado, incubando en baños de
alcoholes crecientes y secado en un horno microondas. El calor
generado adhiere firmemente el nucleoide al portaobjetos. Este es
un paso fundamental, específico de la presente invención. Se pueden
ensayar diferentes potencias durante diferentes tiempos. Una
posibilidad es emplear la potencia máxima durante
2-15 min. Otra posibilidad, menos recomendable
porque alarga la duración temporal de la técnica, es incubar el
portaobjetos seco en una estufa u horno, a alta temperatura,
40-100ºC, durante una o varias horas.
El procedimiento de acuerdo con la presente
invención tiene una etapa de evaluación de la integridad del ADN de
los microorganismos, después de las etapas a), b) y c). Aunque hay
varias alternativas para esta evaluación, se prefiere que sea
visual. Con este fin preferiblemente el procedimiento incluye una
etapa de tinción de la muestra después de las etapas a), b) y c).
Dicha tinción, dado el relativamente pequeño tamaño del ADN de los
microorganismos, debe de realizarse con un colorante de alta
sensibilidad usando un microscopio con un objetivo de gran aumento
(normalmente 100X). Por ello son preferibles los sistemas basados en
la microscopía de fluorescencia, usando fluorocromos específicos del
ADN, y concretamente aquellos que proporcionen la mejor sensibilidad
y estabilidad. La relación es amplia y en continuo crecimiento. Como
ejemplos se pueden citar el GelRed, EvaGreen, y otros derivados de
la cianinas como las familias SYBR, las de PicoGreen, las variantes
de los TOTO, YOYO, BOBO, POPO, JOJO, LOLO, SYTOX,
PO-PRO, BO-PRO,
YO-PRO, TO-PRO,
JO-PRO, PO-PRO,
LO-PRO, etc.
La evaluación de los resultados puede ser
llevada a cabo por el observador, asignando cada nucleoide
observado a una escala de daño previamente establecida. También y
de modo preferible, se puede valorar empleando un sistema de captura
de imágenes digitalizadas, acoplado a un software que determine el
nivel de daño, de modo cuantitativo.
Un segundo objeto de la presente invención
consiste en la fabricación de un Kit para la evaluación de la
integridad del ADN de los microorganismos, que comprende
esencialmente:
- a)
- portaobjetos de cristal pretratados, para soportar y retener el microgel con los microorganismos;
- b)
- una solución para mezclar e incluir los microorganismos en microgeles;
- c)
- una solución de lisis para extraer paredes, membranas y proteínas; y
- d)
- un fluorocromo para teñir el ADN.
\vskip1.000000\baselineskip
El Kit permite llevar a cabo el procedimiento
previamente descrito.
Un tercer objeto de la presente invención, se
relaciona con el desarrollo de software para la medida automatizada
de los niveles de fragmentación del ADN del microorganismo.
Figura 1. Nucleoides procedentes de cultivo de
células de Escherichia coli, obtenidos tras aplicar el
procedimiento descrito en la invención. Los nucleoides intactos
están compactos, aplastados sobre el portaobjetos, no apreciándose
soluciones de continuidad que sugieran fragmentación del ADN.
Ocasionalmente se aprecia algún nucleoide con el ADN masivamente
fragmentado (arriba), que procede de una célula muerta de modo
espontáneo, en el cultivo.
Figura 2. Distintos grados progresivos de daño
del ADN de Escherichia coli:
a: Nucleoide intacto (nivel 0).
b: Nucleoide con discretos fragmentos
periféricos de tamaño relativamente grande, tras roturas del ADN
(nivel 1, daño bajo).
c: Nucleoide más relajado, ocupando mayor
superficie, con discretos fragmentos periféricos de tamaño
relativamente grande, tras roturas del ADN (nivel 2, daño
medio).
d: Nucleoide mucho más relajado y extendido, con
mayor número de fragmentos periféricos, tras roturas del ADN (nivel
3, daño alto).
e: Nucleoide con fragmentación masiva del ADN,
constituido por multitud de pequeños fragmentos que difundieron en
la matriz de agarosa, tras la lisis, delimitando una superficie de
difusión más amplia (nivel 4, daño masivo).
Figura 3. Técnica de DBD-FISH
para detectar las roturas del ADN, hibridando una sonda de ADN
genómico total de Escherichia coli, marcada con Cy3 (A). El
nucleoide con difusión de fragmentos presenta un intenso marcaje de
los mismos, mientras que el resto de los nucleoides sólo muestran
un marcaje basal muy discreto. El ADN fue contrateñido con DAPI
(B).
Figura 4. Aplicación del método de la invención
a una muestra de Acinetobacter baumannii. Se aprecian dos
nucleoides intactos y otros dos con el ADN pulverizado en
fragmentos.
Figura 5. Fragmentación masiva del ADN de
Escherichia coli tras exposición de las bacterias a peróxido
de hidrógeno 10 mM durante 10 min.
Figura 6. Daño del ADN de Escherichia
coli, observado tras diferentes tiempos de incubación con
ciprofloxacino (1 \mug/ml). a: 0 min. b: 2,5 min. c: 5 min. d: 15
min. e: 40 min. Tras 5 min. ya se precia un nivel inicial de daño,
incrementándose progresivamente con los tiempos superiores de
incubación.
Figura 7. Nucleoides de Escherichia coli
observados tras incubación con ampicilina (300 \mug/ml) durante
20 min. (a) y tras 24 horas (b). Tras 20 min. no se aprecian
fragmentos de ADN, mientras que tras 24 horas, el fondo está
sembrado de fragmentos de ADN.
Figura 8. Gráficas representado la evolución del
promedio del área (en pixels, eje y) del halo de difusión de
fragmentos o relajación de bucles del nucleoide de Escherichia
coli (A), y de la cápsula (B), en relación con el tiempo tras
incubación con 10 microgramos/ml de ciprofloxacino, 40 min (eje
x).
Figura 9. Esquema de la rutina a seguir para la
medida -paso a paso y con toma de decisiones- de la fragmentación
del ADN bacteriano con generación de informe final.
Figura 10. Una muestra de tres procesos de
segmentación y delimitación de las ROIs realizado sobre una captura
digital en la que se muestra un campo bacteriano que incluye 3
bacterias con ADN normal y 2 con ADN fragmentado (imagen superior
izquierda). El resto de imágenes corresponden con filtrados
electrónicos de la imagen original que pueden servir como
estrategia a seguir para diferenciar con mayor facilidad ambos
tipos celulares.
Figura 11. Representación de la densidad
integrada media en 9 series experimentales distintas en las que se
eligieron bacterias con ADN no fragmentado (1) y bacterias con ADN
fragmentado (2). En la parte superior de la figura se muestran las
medias por experimento, mientras que en la parte inferior se
muestra la media global por cada grupo de acuerdo con el criterio
ADN-no fragmentado (1) versus
ADN-fragmentado (2).
Como se detallará a continuación, el
procedimiento y Kit de la presente invención, son un sistema
sencillo y fiable para la determinación de la frecuencia de
microorganismos con ADN fragmentado.
\newpage
El procedimiento de la invención, que permite
evaluar la integridad del ADN de un microorganismo comprende las
etapas de:
- a)
- inmovilización del microorganismo sobre un portaobjetos, sin fijación, mediante inclusión del mismo en un medio inerte;
- b)
- tratamiento con una solución de lisis para extraer paredes celulares, membranas y proteínas;
- c)
- estabilización del ADN del nucleoide sobre el portaobjetos; y
- d)
- tinción y evaluación de la integridad del ADN.
A continuación se detalla el procedimiento de la
invención, junto con algunas variantes y etapas opcionales. El
experto en la materia entenderá que hay otros modos de realización
y posibilidades siempre que se mantengan los aspectos fundamentales
que se describen.
A) El primer paso es la preparación de la
muestra. Mediante los procedimientos habituales en éste campo se
obtiene y se comprueba la concentración de microorganismos en una
muestra líquida. La concentración adecuada para el análisis oscila
entre 0,1 y 20 millones de microorganismos por mililitro. Si la
muestra estuviese excesivamente concentrada se ajusta a la
concentración adecuada diluyéndola con medio de cultivo o con
solución salina/fosfato tamponada (PBS) o similar, adecuado según
el microorganismo.
Es recomendable hacer el procesado en
condiciones de luminosidad baja, para evitar generar daño
fotoinducido del ADN, durante las manipulaciones e incubaciones. La
muestra se debe colocar sobre un soporte para su procesado según el
procedimiento de la invención y para facilitar su evaluación. El
soporte preferentemente es un portabjetos de cristal que se recubre
con una película de agarosa estándar. Para ello, se prepara una
solución de agarosa estándar entre 0,2 y 1% en agua destilada en una
jarra de Coplin o similar. Se cubre con una lámina de plástico
agujereada y se deposita en un horno microondas. Se regula el horno
microondas a una potencia entre 300-1000W,
preferentemente a 500W, agitando el envase ocasionalmente para una
mejor disolución de la agarosa, dejándola hasta que hierva. Este
procedimiento también se puede realizar utilizando un baño
termostático. Cuando la solución de agarosa se vuelva totalmente
transparente, ya estará preparada para depositarla en recipientes
verticales de un contenido entre 10 y 250 ml. Estos recipientes
deberán estar previamente atemperados en un baño entre
60-100ºC, preferentemente a 70ºC, para mantener la
solución de agarosa en estado líquido.
Los portaobjetos deben estar limpios. Estos se
sumergen verticalmente, sujetándolos con unas pinzas por la zona
esmerilada, entre 1-60 segundos, retirándolos y
volviéndolos a sumergir entre una y diez veces, hasta formar una
película homogénea sobre el portaobjetos. Estos, se depositan
horizontalmente sobre una superficie lisa y fría entre 1 y 15ºC,
preferentemente a 4ºC, por ejemplo, de cristal o de metal. Esta
placa, con los portaobjetos, se introduce en la nevera a 4ºC durante
un mínimo de 30 min, hasta que se comprueba que la solución de
agarosa ha gelificado sobre la superficie del portaobjetos. Se
retiran las bandejas de la nevera y se limpia la superficie de los
portaobjetos que estaba en contacto con la placa con un papel
secante. Seguidamente, los portaobjetos se introducen
horizontalmente en una estufa en un rango de temperaturas de
37-100ºC, hasta que la agarosa seque por completo y
forme una película fina adherida al cristal. Los portaobjetos así
tratados se pueden utilizar inmediatamente o almacenar en una caja
bien cerrada a temperatura ambiente durante varios meses.
Para facilitar el procesamiento de la muestra
que contiene los microorganismos, ésta se incluye en un medio con
características similares a las de una suspensión, como por ejemplo
un microgel de agarosa. En este caso se prepara una solución de
agarosa de bajo punto de fusión (low melting/low gelling) a una
concentración comprendida entre el 0,5 y 2% en agua destilada o
tampón fosfato salino (PBS). La fusión de esta agarosa se realiza
utilizando un horno microondas o un baño termostatizado, y se
mantiene posteriormente entre 30 y 37ºC en un tubo introducido en un
baño termostatizado o estufa. En un tubo Eppendorf o similar, se
mezcla cuidadosamente la muestra y la solución de agarosa, de
manera que esta última quede a una concentración entre 0,3 y 1%.
Por ejemplo, 70 microlitros de la solución de agarosa + 30
microlitros de la muestra. Es importante que la temperatura de la
agarosa no sea superior a 37ºC, para no dañar a los
microorganismos.
Finalmente, para obtener la muestra sobre
soporte, se colocan los portaobjetos recubiertos sobre una
superficie lisa y fría de cristal o de metal, con una temperatura
que oscile entre 1 y 15ºC, evitando formar burbujas de aire. Se
recomienda depositar con una micropipeta una gota entre
5-200 microlitros de la mezcla, colocando un
cubreobjetos encima de la gota. Como precaución, se recomienda
procesar cada muestra por duplicado, y utilizar una muestra control
cada vez que se aplique la técnica. La placa con los portaobjetos,
se introduce en una nevera a 4ºC, entre 2 a 30 minutos hasta que se
produzca una gelificación adecuada de la agarosa. Una vez que ha
ocurrido la gelificación, se procede a retirar los cubreobjetos con
mucha suavidad, dentro de la misma nevera y evitando que se dañe el
microgel.
B) Una vez preparadas adecuadamente las muestras
para su fácil y repetido manejo, se procede a su tratamiento de
acuerdo al procedimiento de la invención con una etapa de
tratamiento de lisis para extraer paredes, membranas y proteínas.
Para ello, cada portaobjetos se sumerge, en posición horizontal, en
un recipiente que contiene la solución lisante.
Es una realización preferida que esta solución
esté compuesta por: ditiotreitol (DTT) entre 0,001 y 2M,
preferentemente entre 0,01 y 0,8M;
2-amino-2
(hidroximetil)-1,3-propanediol
(Tris) entre 0,001 y 2M, preferentemente entre
0,005-0,4M; ácido etilendiamino tetraacético (EDTA)
entre 0,001 y 2M, preferentemente entre 0,01-1M, y
dodecilsulfato de sodio (SDS) entre 0,1 y 3%, preferentemente entre
0,5-2,5%. Esta solución se ajusta a pH entre 6,5 y
10,5, preferentemente 10, ajustado con NaOH, por ejemplo.
Existen otras soluciones de lisis alternativas,
con otros aditivos extra, o bien se pueden variar las
concentraciones y tiempos y temperaturas de incubación de la
solución descrita siempre que se mantengan sus características
funcionales fundamentales. Así, como alternativas al DTT, existen
compuestos como el beta-mercaptoetanol y otros
agentes reductores. Como alternativas al Tris, se pueden emplear
otras soluciones tampón, tales como Hepes, Mops, Pipes. Como
alternativa al EDTA se pueden emplear otros agentes quelantes, como
EGTA, etc. Como alternativa al SDS, se pueden emplear otros
detergentes catiónicos o amónicos, como se ha mencionado
anteriormente.
Según la solución empleada y el tipo de muestra,
las preparaciones se incuban en la solución de lisis entre 1 y 120
minutos, preferentemente entre 1 y 35 minutos, especialmente
preferido es un tiempo alrededor de 5 minutos; y a una temperatura
entre 1 y 45ºC, preferentemente 18ºC-40ºC,
especialmente preferida es una temperatura de 37ºC.
Después del tratamiento con solución de lisis,
las preparaciones se pueden lavar para eliminar los restos de estas
soluciones. Para ello se introducen los portaobjetos
horizontalmente, en una solución de lavado lo más suave posible,
evitando agentes quelantes o detergentes. Por ejemplo, se sumergen
en posición horizontal en un recipiente que contiene abundante agua
destilada o una solución tampón o suero fisiológico durante un
tiempo entre 1 y 60
minutos.
minutos.
A continuación se procede a la deshidratación de
la muestra. Para ello se puede utilizar soluciones de concentración
creciente de alcohol. Por ejemplo, se levantan los portaobjetos y
se sumergen en posición horizontal, en recipientes con series de
concentración creciente de etanol, entre 5 y 100%, durante 30
segundos a 60 minutos cada una y después las preparaciones se dejan
secar al aire. La temperatura de los alcoholes puede oscilar desde
-20ºC a temperatura ambiente. Puede ser preferible usar alcoholes a
-20ºC para mejorar la precipitación del ADN, durante 5 minutos cada
uno. Como alternativas a las incubaciones en series de etanol, las
preparaciones se pueden deshidratar incubando en soluciones de
diferentes alcoholes como el metanol, o bien dejando secar al aire
o en estufa. Es importante que el portaobjetos quede bien seco para
que el ADN se adhiera al mismo, ya que suele desprenderse al ser
expuesto al haz de luz incidente del microscopio de fluorescencia.
Para ello es recomendable dejarlo secar a temperatura alta durante
un tiempo largo. Es recomendable, por ejemplo, incubarlo a 80ºC
durante al menos 60 min.
Una vez bien secos, los portaobjetos ya
procesados conteniendo la muestra, se pueden guardar en cajas
archivadoras a temperatura ambiente, en oscuridad, durante meses.
Esto facilita la separación del proceso de tratamiento según la
invención y la posterior etapa de evaluación de la integridad del
ADN de los microorganismos. El archivado permite una evaluación
repetida a diferentes intervalos de varias muestras de un mismo
microorganismo.
C) Tras el secado, es crucial estabilizar y
adherir firmemente el nucleoide de ADN al portaobjetos, ya que
suele desprenderse al ser expuesto al haz de luz incidente del
microscopio de fluorescencia. Para ello, los portaobjetos secos se
incuban en un horno microondas a una potencia entre
300-1000W, preferentemente a 500W, durante
5-10 min. Una alternativa, aunque menos recomendable
por su duración, es incubar los portaobjetos en un horno o estufa
alta temperatura durante una a varias horas. Una vez bien secos,
los portaobjetos ya procesados conteniendo la muestra, se pueden
guardar en cajas archivadoras a temperatura ambiente, en oscuridad,
durante meses. Esto facilita la separación del proceso de
tratamiento según la invención y la posterior etapa de evaluación
de la integridad del ADN de los microorganismos. El archivado
permite una evaluación repetida a diferentes intervalos de varias
muestras de un mismo microorganismo.
D) Una vez tratadas las muestras según el
procedimiento descrito, se pasa a la etapa de tinción y evaluación.
Hay varios procesos posibles para evaluar la integridad del ADN de
los microorganismos como se ha indicado anteriormente.
En una realización preferida, se procede a una
tinción de la muestra que facilita la evaluación visual. Eligiendo
convenientemente las condiciones de tinción se puede obtener una
alta calidad de las imágenes y una alta consistencia de los
resultados de evaluación. Dado el tamaño relativamente pequeño del
genoma de los microorganismos, la microscopía de fluorescencia es
de elección para la visualización del ADN, dada su mayor
sensibilidad.
Dependiendo de la disponibilidad de filtros de
fluorescencia, las muestras se pueden teñir con fluorocromos
específicos para ADN del tipo DAPI, Hoechst 33258, Bromuro de
Etidio, Ioduro de Propidio, etc., Sin embargo, son de preferencia
aquellos fluorocromos de mayor sensibilidad, tales como el GelRed,
EvaGreen, y otros derivados de la cianinas como las familias SYBR,
las de PicoGreen, las variantes de los TOTO, YOYO, BOBO, POPO,
JOJO, LOLO, SYTOX, PO-PRO, BO-PRO,
YO-PRO, TO-PRO,
JO-PRO, PO-PRO,
LO-PRO, etc. La cantidad y calidad de fluorocromos
se está incrementando actualmente. Para evitar la pérdida de
fluorescencia, se puede incluir un medio "antifading" (por
ejemplo Vectashield-Vector H-1000,
DABCO; etc.). Sin embargo, estos medios suelen producir
fluorescencia difusa y un fondo claro que dificulta el contraste de
la imagen. Es preferible usar un fluorocromo de alta sensibilidad y
relativa fotoestabilidad, montado en una solución acuosa tamponada,
y evaluar la muestra con relativa rapidez, antes de su secado. Si
fuese necesario, el portaobjetos se puede lavar y volver a
teñir.
Finalmente se procede a la evaluación de la
integridad del ADN de los microorganismos.
Las imágenes obtenidas se pueden estudiar
mediante análisis visual directo o bien, preferiblemente, aplicando
software de análisis de imágenes digitalizadas, obtenidas mediante
cámaras analógicas o bien digitales, acopladas a las plataformas de
microscopía (Ejemplo 9).
Inicialmente, se recomienda el estudio de un
mínimo de 500-1000 microorganismos por muestra,
adoptando la siguiente escala de daño del ADN (Figura 2):
- 1.
- Nivel 0: Microorganismos sin ADN fragmentado: el nucleoide de ADN se mantiene relativamente compacto, sin soluciones de continuidad.
- 2.
- Nivel 1: Microorganismos con un grado bajo de daño en el ADN: el nucleoide aparece compacto, pero con discretos fragmentos periféricos de tamaño relativamente grande, tras roturas del ADN.
- 3.
- Nivel 2: Microorganismos con un grado medio de daño en el ADN: el nucleoide más relajado, ocupando mayor superficie, con discretos fragmentos periféricos de tamaño relativamente grande, tras roturas del ADN.
- 4.
- Nivel 3: Microorganismos con un grado alto de daño en el ADN: el nucleoide aparece mucho más relajado y extendido, con mayor número de fragmentos periféricos, tras roturas del ADN.
- 5.
- Nivel 4: Microorganismos con ADN masivamente fragmentado: muestran un halo amplio y difuso de fragmentos más o menos puntiformes de ADN, que han difundido siguiendo un gradiente, en la matriz de agarosa.
\vskip1.000000\baselineskip
El criterio para establecer la correlación entre
el tamaño de los halos por difusión de fragmentos y la
fragmentación de ADN deriva de los resultados obtenidos utilizando
la técnica de DBD-FISH (Fernández JL, Goyanes VJ,
Ramiro-Díaz J, Gosálvez J Application of FISH for in
situ detection and quantification of DNA breakage. Cytogenet Cell
Genet 1998; 82:251-256; Fernández JL,
Vázquez-Gundín F, Delgado A, Goyanes VJ,
Ramiro-Díaz J, de la Torre J, Gosálvez J. DNA
breakage detection-FISH (DBD-FISH)
in human spermatozoa: technical variants evidence different
structural features. Mutat Res 2000; 453:77-82;
Fernández JL, Gosálvez J. Application of FISH to detect DNA damage:
DNA Breakage Detection-FISH
(DBD-FISH). Methods Mol Biol 2002;
203:203-216; Fernández JL, Goyanes V, Gosálvez J.
DNA Breakage Detection-FISH
(DBD-FISH). In: Rautenstrauss B, Liehr T, eds. FISH
technology-Springer lab manual. Heidelberg:
Springer-Verlag; 2002;
282-290).
Este procedimiento permite la detección y
cuantificación de las roturas del ADN en núcleos de células
desproteinizados y sometidos a una desnaturalización controlada del
ADN. Esta desnaturalización genera tramos de ADN de cadena sencilla
a partir de los extremos de rotura, los cuales son detectados
mediante hibridación in situ utilizando una sonda de ADN
genómico total marcada con un fluorocromo, visible mediante
microscopía de fluorescencia. Cuanto mayor es el nivel de roturas en
el ADN celular, mayor es la cantidad de ADN de cadena sencilla
generada por la solución desnaturalizante, mayor es la cantidad de
sonda hibridada y mayor la fluorescencia observada. Las muestras
procesadas según la metodología descrita en la presente invención,
fueron expuestas, tras la lisis, a una solución desnaturalizante
alcalina 2,5 min a 22ºC. Esta solución, genera tramos de ADN de
cadena sencilla a partir de los extremos de rotura que existen en
el ADN. Por lo tanto, la intensidad de la hibridación utilizando
una sonda de ADN genómico total, estará en relación con la cantidad
de roturas presentes en el ADN bacteriano. De este modo se ha
confirmado que los nucleoides relajados y con fragmentos, muestran
un marcaje intenso con DBD-FISH, lo cual demuestra
la intensa fragmentación de su ADN (Ejemplo 1 y Figura 3). El resto
de nucleoides muestran unos niveles muy bajos de marcado con esta
sonda, que se corresponden con el fondo de hibridación generado por
el propio tratamiento del
nucleoide.
nucleoide.
El protocolo descrito, es eficaz en la gran
mayoría de bacterias Gram negativas. En dichas bacterias, la
solución de lisis es suficiente para lisar la pared celular y
observar el cromosoma bacteriano entero y la difusión de los
fragmentos de ADN, en caso de fragmentación del mismo. Para
analizar bacterias con pared resistente, como las Gram positivas,
es necesario incubarlas en suspensión con enzimas líticos de pared,
previamente a la inclusión en el microgel. Por ejemplo, los
estafilococos deben resuspenderse con lisostafina (20
microgramos/ml) en tampón Tris-EDTA (TE). Los
enterococos deben incubarse con una mezcla de lisozima (2 mg/ml) y
mutanolisina (50 microgramos/ml) en tampón Tris-EDTA
(TE). Las células de levadura se incuban en un tampón conteniendo
sorbitol 1 M, EDTA 0,1 M, betamercaptoetanol 15 mM, pH 7.5, y
Zimolasa (200 U/ml), Liticasa o Glucalasa (Ligozzi M Fontana R.
Isolation of total DNA from bacteria and yeast. Aft J Biotech 2003;
2: 251-253).
Las incubaciones deben realizarse durante al
menos 5-30 min. a 37ºC, y luego mezclar la solución
de microorganismos con la agarosa de bajo punto de fusión, para
incluir en microgel. Hay otras enzimas que por el momento no son tan
comunes, pero que pueden ser efectivas para lisar bacterias Gram
positivas, como la acromopeptidasa y, especialmente, la labiasa
(Niwa T, Kawamura Y, Katagiri Y, Ezaki T. Lytic enzyme, labiase
for a broad range of Gram-positive bacteria and its
application to analyze functional DNA/RNA. J. Microbiol Methods
2005;
61:251-260).
61:251-260).
Otra posibilidad es incubar con lisozima (5
mg/ml) y 24% polietilen glicol 20.000, 2 horas a 37ºC (Maassen
CBM. A rapid and safe plasmid isolation method for efficient
engineering of recombinant lactobacilli expressing immunogenic or
tolerogenic epitopes for oral administration. Immunol Method 1999;
223: 131-136.). La lisis en gel, podría ser
alcalina. El empleo de solventes orgánicos (acetona, butanol,
tolueno, etc.) puede también ayudar a deshacer la pared bacteriana
(Harrison STL. Bacterial cell disruption: a key unit operation
in the recovery of intracellular products. Biotech Adv 1991;
9:217-240.). El empleo de sistemas mecánicos de
rotura de la pared celular, mediante sonicación o agitación con
partículas disruptoras, no son aconsejables, pues pueden dañar el
ADN del
microorganismo.
microorganismo.
La presente invención también contempla un Kit
para la valoración de la fragmentación del ADN en microorganismos.
Este Kit contiene una solución de lisis y un fluorocromo. El Kit
contiene también el soporte pretratado, por ejemplo con agarosa,
así como una solución para la preparación de un medio con
características similares a las de una suspensión que contendrá la
muestra. Por ejemplo, una solución de agarosa de bajo punto de
fusión que permite la preparación de un microgel.
A continuación se detalla el contenido y modo de
empleo de un Kit según una realización de la invención.
Portaobjetos pretratados*
Tubos Eppendorf conteniendo 140 microlitros de
agarosa de bajo punto de fusión al 1% en agua destilada o PBS,
gelificada
Tubos con solución de lisis*. Composición: Tris
0,O1M, EDTA 0,05M, DTT 0,1M, SDS 2%, pH 10 (ajustado con NaOH).
Fluorocromo
Recipiente con tapa, para incubación horizontal
con la solución de lisis
Lanceta
Flotadores para tubos Eppendorf
* Preparación tal y como se menciona en la
descripción
\vskip1.000000\baselineskip
Microscopio de fluorescencia (recomendable
objetivo de inmersión)
Nevera a 4ºC
Estufa a 37ºC
Estufa o placa a 80ºC (opcional)
Baño de incubación a 37ºC
Guantes de plástico
Cubreobjetos de cristal (18x18 mm, 22x22 mm o
24x60 mm)
Micropipetas
4 cajas para incubaciones en horizontal
Agua destilada
Etanol 70%, 90%, 100%
\vskip1.000000\baselineskip
Preparación de una muestra por portaobjetos:
1) Poner solución de lisis en recipiente de
incubación horizontal, en estufa a 37ºC, tapado.
2) Diluir la muestra de microorganismos en medio
de cultivo o PBS, a una concentración de 5-10
millones por mililitro.
\vskip1.000000\baselineskip
3) Introducir el tubo Eppendorf con agarosa
gelificada, en el flotador, dejándolo al nivel de la tapa, y dejar
flotando 5 minutos en agua a 90-100ºC, hasta que la
agarosa se funda. La fusión de la agarosa se puede realizar
alternativamente en un horno microondas.
4) Transferir el tubo Eppendorf con el flotador,
a un baño termostático a 37ºC, y dejar 5 minutos hasta equilibrar
la temperatura.
7) Añadir 60 microlitros de la muestra de
microorganismos al contenido del tubo Eppendorf y resuspender, con
la micropipeta.
8) Colocar un portaobjetos pretratado en una
superficie fría, a 4ºC (por ejemplo, una lámina metálica o de
vidrio).
9) Una vez enfriado el portaobjetos, depositar
la suspensión de microorganismos con agarosa y poner un
cubreobjetos de cristal, evitando formar burbujas de aire. Se
recomienda depositar una gota de 12, 20 ó 50 microlitros, para un
cubreobjetos de 18x18 mm, 22x22 mm, ó 24x60 mm,
respectivamente.
10) Introducir la lámina fría con el
portaobjetos, en la nevera y dejar gelificar la muestra durante 5
minutos.
\vskip1.000000\baselineskip
11) Usando guantes, retirar el cubreobjetos,
deslizándolo con suavidad, e inmediatamente introducir el
portaobjetos, en horizontal, en el recipiente con la solución de
lisis, tapando y dejando incubar durante 5 minutos, en la estufa o
baño a 37ºC.
12) Levantar el portaobjetos con ayuda de la
lanceta, usando guantes. Sujetarlo en horizontal, y depositarlo en
horizontal, en una caja conteniendo abundante agua destilada o
solución tampón, para lavar la solución de lisis. Dejar incubando
durante 5 minutos.
13) Introducir el portaobjetos, en horizontal,
en una caja con etanol 70% (5 minutos), luego en otra caja con
etanol 90% (5 minutos), y finalmente en etanol 100% (5 minutos), a
-20ºC.
14) Dejar secar al aire, e incubar en horno
microondas a 500-1000W durante 3-10
minutos, o en su defecto, en estufa a 80ºC durante una hora como
mínimo, o toda la noche. Una vez secos, los portaobjetos procesados
se pueden guardar en cajas archivadoras, a temperatura ambiente, en
oscuridad, durante meses.
\vskip1.000000\baselineskip
Dependiendo de la disponibilidad de filtros de
fluorescencia, las muestras se pueden teñir con fluorocromos
específicos para ADN del tipo EvaGreen o (verde) o GelRed (rojo).
Los fluorocromos de la familia SYBR, concretamente el SYBR Gold,
permiten una buena resolución, con cierta fotoestabilidad.
\vskip1.000000\baselineskip
Almacenar a temperatura ambiente.
Caducidad: los reactivos y materiales son
estables por un periodo mínimo de 6 meses. Se recomienda que la
solución de lisis se mantenga en posición vertical y bien
cerrada.
Los ejemplos que a continuación se exponen, se
describen como soporte de aspectos particulares de la invención, y
en ningún caso para limitar el alcance de la misma.
En una muestra de Escherichia coli, cepa
TG1, en fase de crecimiento exponencial en medio LB, a 37ºC, se
aplicó la metodología descrita para producir los halos de difusión
de segmentos de ADN, en aquellas con ADN fragmentado de modo
espontáneo. Para ello, la muestra diluida a una concentración de
10-20 millones por mililitro, en PBS o medio LB, se
mezcló con agarosa líquida de bajo punto de fusión al 1%, para
obtener una concentración final de esta última, del 0,7%. Tras
gelificar el microgel sobre el portaobjetos, la muestra se incubó
en la solución de lisis constituida por Tris 0,01M, EDTA 0,05M, DTT
0,1M, SDS 2%, pH 10 (ajustado con NaOH), durante 5 minutos, a 37ºC.
Los portaobjetos se lavaron en suero fisiológico durante 5 minutos.
Posteriormente, de forma secuencial y sobre las mismas células, se
procedió a efectuar el DBD-FISH (DNA Breakage
Detection-Fluorescence In Situ
Hybridization; Fernández et al., 1998; 2000; 2002; Fernández
y Gosálvez, 2002) utilizando una sonda de ADN genómico total de
Escherichia coli. Este procedimiento permite la detección y
cuantificación de las roturas del ADN en núcleos de células
inmersas en microgeles de agarosa, desproteinizados y sometidos a
una desnaturalización controlada del ADN. Esta desnaturalización
genera tramos de ADN de cadena sencilla a partir de los extremos de
rotura, los cuales son detectados mediante hibridación in
situ utilizando una sonda de ADN genómico total de
Escherichia coli, marcada con un fluorocromo que emite
fluorescencia roja (Cy3). Cuanto mayor es el nivel de roturas en el
ADN, mayor es la cantidad de ADN de cadena sencilla generada por la
solución desnaturalizante, mayor es la cantidad de sonda hibridada
y mayor la fluorescencia roja obtenida. Las muestras procesadas,
según el procedimiento de la presente invención, contienen ADN de
cadena sencilla, generado por la solución desnaturalizante, a
partir de los posibles extremos de rotura que existen en el ADN.
Por lo tanto, la intensidad de la hibridación utilizando una sonda
de ADN genómico total, estará en relación con la cantidad de
roturas presentes en el nucleoide de Escherichia coli.
Se contabilizaron 250 células obtenidas al azar.
Las imágenes de tinción mediante DAPI, de los halos de dispersión
de la cromatina, se capturaron utilizando una cámara CCD
refrigerada empleando dos filtros para la visualización simultánea
de los halos de dispersión, visibles en azul, y de la señal de
hibridación, visible en rojo. El propósito era confirmar que los
nucleoides con difusión de fragmentos de ADN poseen roturas del
mismo. Los resultados demostraron que aquellos nucleoides con
difusión de fragmentos de ADN tenían una alta intensidad de marcado
de las roturas del ADN mediante DBD-FISH (Figura
3).
En consecuencia, la simple determinación de la
difusión de los fragmentos de ADN, obtenidos mediante el presente
procedimiento, ofrecen una estimación simple y directa de la
fragmentación del ADN.
\vskip1.000000\baselineskip
Se tomaron 9 especies bacterianas creciendo en
placa y se procedió a la determinación de la frecuencia de
bacterias con fragmentación del ADN en dichas muestras. Se
procesaron las siguientes especies bacterianas: Escherichia coli,
Enterobacter cloacae, Pseudomonas aeruginosa, Proteus mirabilis,
Salmonella spp., Stenotrophomonas maltophilia, Acinetobacter
baumannii, Klebsiella oxytoca, Klebsiella pneumoniae.
Cada muestra se incluyó en un microgel de
agarosa, realizándose tres microgeles de 18x18 mm en cada
portaobjetos, cada uno correspondiendo a una especie distinta. Uno
de los microgeles de cada portaobjetos correspondía al mismo cultivo
de Escherichia coli, como control de procesamiento y
resultados. Los portaobjetos se incubaron en la solución de lisis,
se lavaron, se deshidrataron, se dejaron secar a 80ºC durante 3
horas, se tiñeron con SYBR Gold y se examinaron con el microscopio
de fluorescencia. Se contabilizaron 1.000 células por especie
bacteriana. Los resultados se muestran en la Tabla 1. La lisis fue
efectiva para obtener nucleoides en todas las especies analizadas
(Figura 4). Asimismo, se observaron células con nucleoides cuyo ADN
estaba masivamente fragmentado (nivel 4), difundiendo en la matriz
de agarosa, en todas las especies. Esta fragmentación era de modo
espontáneo, basal, en el cultivo, no inducida por ningún agente,
siendo su frecuencia variable de un cultivo a otro.
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
Como ejemplo ilustrativo, se presenta un estudio
tratando de determinar el posible daño del ADN inducido por tres
antibióticos: ampicilina, gentamicina y ciprofloxacino, y un agente
generador de radicales hidroxilo, el peróxido de hidrógeno (H2O2),
aplicados sobre cultivos de la cepa TG1 de Escherichia coli,
sensible a todos ellos, creciendo en fase exponencial, en medio LB.
Los agentes empleados tienen diferentes mecanismos de acción
antimicrobiana. La ampicilina es un antibiótico
beta-lactámico que afecta a la síntesis del
peptidoglicano de la pared celular tras unirse a PBPs (penicillin
binding proteins) y activar autolisinas. La gentamicina es un
antibiótico aminoglucósido que afecta a la síntesis proteica, a
nivel de la subunidad 30S, uniéndose a la proteína p10, de los
ribosomas bacterianos. El ciprofloxacino es un antibiótico de la
familia de las quinolonas, que induce roturas de cadena doble del
ADN como consecuencia de la inhibición de la ADN girasa y de la
topoisomerasa IV. Los agentes se mezclaron en el medio de cultivo
líquido LB, a las concentraciones y tiempos de incubación
especificados en la Tabla 2. Tras dichos tiempos de incubación, las
bacterias fueron procesadas según el procedimiento de la presente
invención, para determinar el porcentaje de bacterias con el ADN
fragmentado.
Simultáneamente, otra alícuota de las mismas se
incubó con una tinción vital. Este es un test de exclusión de
colorante, usando un fluorocromo verde (SYBR Green II) que se une
al ADN, y que penetra en todas las células, mezclado con un
fluorocromo rojo, el ioduro de propidio (IP), que sólo penetra en
aquellas células con funcionalismo deficiente de la membrana,
presuntamente "muertas". De este modo, las células
"vivas" se tiñen de verde, al excluir el colorante rojo,
mientras que las "muertas" no pueden expulsar el colorante
rojo, y se tiñen con el IP. Los resultados se presentan en la Tabla
2. Tras estudiar 5.000 bacterias en cada punto experimental, se
observó que la gentamicina, el ciprofloxacino y el peróxido de
hidrógeno, inducían solamente un incremento muy discreto de células
con membrana permeable al IP, mientras que dicho incremento era
espectacular con la ampicilina. Pero la ampicilina apenas aumentaba
el porcentaje de células con ADN fragmentado, al igual que la
gentamicina. Sin embargo, el ciprofloxacino y el H2O2, a dosis
altas, inducían la fragmentación masiva del ADN de todas las
células examinadas (nivel 4, Figura 5). Este resultado demuestra
que la valoración de la permeabilidad de la membrana no es un
parámetro universal como indicador de vitalidad, y que el estudio
del ADN puede aportar información valiosa complementaria, no
proporcionada por dicha tinción, y viceversa.
\vskip1.000000\baselineskip
Se muestra un estudio del efecto del
ciprofloxacino a nivel del ADN, en una cepa sensible (TG1) y en
otra resistente a este antibiótico, de Escherichia coli,
creciendo en fase exponencial.
La concentración media inhibitoria del
crecimiento (CMI), fue de 0,012 microgramos/ml. Por el contrario,
la cepa resistente no era afectada en su crecimiento por la
concentración máxima empleada en el test comercial (CMI>32
microgramos/ml). Se estudiaron 6 concentraciones de ciprofloxacino,
aplicadas a cultivos en medio LB durante 40 min, y se procedió al
estudio de la tinción vital, de modo similar al descrito en el
ejemplo anterior (Tabla 3), y el nivel de daño del ADN, según el
protocolo de la invención. En la cepa sensible se evidenció un muy
discreto incremento de células permeables al IP, y con cápsula
vacía, a medida que se aumentaba la dosis del antibiótico, a nivel
de las dosis más altas empleadas. La tinción vital no detectó ningún
efecto en la cepa resistente.
\vskip1.000000\baselineskip
El daño a nivel del ADN fue observado en la cepa
sensible, y a la concentración más baja empleada en el experimento
(0,5 \mug/ml). Además, con esta concentración, el nivel de daño
correspondía al tipo 4, es decir, el máximo en la escala establecida
previamente (Figura 2). Todos estos microorganismos mostraban el
ADN masivamente fraccionado, con un halo amplio y difuso de
fragmentos puntiformes de ADN, que han difundido en la matriz de
agarosa, siguiendo un gradiente a partir del área central del
nucleoide. Las dosis mayores de 0,5 \mug/ml no parecían modificar
las imágenes de fragmentación, observándose quizás una ligera mayor
difusión, especialmente en el área central del nucleoide. Esto
podría indicar un efecto próximo a la saturación del daño del ADN
por el ciprofloxacino.
\vskip1.000000\baselineskip
Una vez determinado que ciprofloxacino a
concentraciones elevadas induce fragmentación masiva del ADN, es
interesante determinar si la técnica puede discriminar algún efecto
a nivel de la integridad del ADN, tras exposición de la cepa
sensible de Escherichia coli (TG1) a concentraciones bajas
del antibiótico, por encima, por debajo y al nivel de la CMI (0,012
microgramos/ml). Las dosis empleadas se muestran en la Tabla 4,
siendo el tiempo de incubación de 40 minutos, en fase de
crecimiento exponencial, en medio LB. La Tabla 4 muestra los
resultados de la tinción vital. Aunque hay una tendencia a
incrementar el porcentaje de células permeables al IP, y con
cápsula vacía, a medida que se incrementa la dosis, éste no es
significativo con las dosis bajas empleadas
El nivel de daño del ADN se determinó mediante
el procedimiento objeto de la presente invención. La dosis más alta
(0,1 microgramos/ml), por encima de la CMI, evidenció daño en todas
las células analizadas. Este tendía a ser homogéneo entre las
distintas células, siendo de menor magnitud que la pulverización
masiva descrita en el ejemplo anterior, con dosis de 0,5
microgramos/ml y superiores. Sin embargo, el grado de daño era
importante, similar al nivel 3 (Figura 2). Este nivel se califica
como un grado alto de daño en el ADN. El nucleoide aparece muy
relajado y extendido, con un alto número de fragmentos periféricos,
tras roturas del ADN.
La dosis similar a la CMI también originó daño
claro y homogéneo entre los distintos nucleoides, pero de magnitud
similar al nivel 2 de la escala (Figura 2).
Corresponde a un grado medio de daño en el ADN.
El nucleoide aparece relajado, ocupando mayor superficie que en el
control sin tratamiento, con discretos fragmentos periféricos de
tamaño relativamente grande, tras roturas del ADN.
La dosis de 0,006 microgramos/ml, la mitad de la
CMI, también indujo daño claro y homogéneo entre los distintos
nucleoides, siendo su magnitud intermedia entre el nivel 1 y 2, en
la escala arbitraria de daño (Figura 2).
Finalmente, la dosis de 0,003 microgramos/ml, un
tercio de la CMI, también indujo un daño evidente, homogéneo, pero
de nivel 1. Este corresponde a un grado bajo de daño en el ADN,
donde el nucleoide aparece compacto, pero con discretos fragmentos
periféricos de tamaño relativamente grande, tras roturas del ADN
(Figura 2).
En conclusión, el procedimiento objeto de la
presente invención tiene una gran resolución, de tal modo que puede
detectar incluso daño inducido por concentraciones muy bajas de
ciprofloxacino, por debajo de la CMI, que no llegan a inhibir
notoriamente el crecimiento bacteriano, ni a afectar a la
"viabilidad" determinada por la tinción vital. Es posible que
los niveles bajos de daño sean reparables por la maquinaria
enzimática de reparación del ADN, permitiendo la viabilidad
celular.
\vskip1.000000\baselineskip
La cepa TG1 de Escherichia coli, en
crecimiento exponencial en medio LB, se incubó durante tiempos
decrecientes: 40 min., 15 min., 5 min., 2,5 min. y 0 min., con una
dosis de 1 microgramo/ml de ciprofloxacino. También se incluyó un
control sin ciprofloxacino. El tiempo medio necesario para la
inclusión en microgel y enfriamiento en nevera se estimó en 1,5
min. Durante este tiempo es presumible que el antibiótico esté
funcionando, por lo que el tiempo de 1.5 min. debería ser sumado a
cada uno de los tiempos ensayados.
Tras 40 min., todas las bacterias mostraron el
ADN masivamente pulverizado (nivel 4; Figura 6). También se
demostró efecto con un tiempo de 15 min. En este caso, el daño
también tendía a ser homogéneo entre los diferentes nucleoides, pero
siendo de mucha menos magnitud, de grado medio (nivel 2) (Figura 6).
El tiempo mínimo en que se detectó un daño evidente del ADN fue el
de 5 min., siendo de bajo grado (nivel 1), aunque con 2,5 min.
parecía visualizarse un ligero incremento en la relajación del
nucleoide con respecto al de 0 min. y al control, pero de difícil
valoración.
En consecuencia, la técnica objeto de la
invención permite reconocer que el daño del ADN originado por una
dosis letal de ciprofloxacino, es acumulativo con el tiempo, y no
instantáneo o generado en un relativamente corto espacio temporal.
El tiempo mínimo de incubación, para detectar un mínimo efecto a
nivel del ADN, empleando una dosis de 1 microgramo/ml, fue de 5
min.+1,5 min. = 6,5 min.
\vskip1.000000\baselineskip
Se trata de observar si, a pesar de no ver daño
inicialmente a nivel del ADN, la muerte celular se traduce en
fragmentación tardía del mismo. Para ello, la cepa TG1 de
Escherichia coli, creciendo en fase exponencial, en medio
líquido LB, se incubó 24 horas con ampicilina (300 microgramos/ml).
Este antibiótico beta-lactámico afecta a la
síntesis del peptidoglicano de la pared celular tras unirse a PBPs
(peniciline binding proteins) y activar autolisinas. Para la
comparación, una alícuota del cultivo se procesó tras 40 min. de
tratamiento, tanto para la tinción vital como para la determinación
del daño del ADN mediante la técnica de la invención. La Tabla 5
muestra los datos de la tinción vital. Tras 20 min. de incubación
con el antibiótico beta-lactámico, aumentó
claramente el porcentaje de células con pared alterada, permeable,
o con aspecto de cápsula vacía. Tras un día de incubación, el
incremento fue espectacular, especialmente las de aspecto de cápsula
vacía, apareciendo muertas la casi totalidad, desde el punto de
vista de la tinción vital.
La determinación del daño del ADN según la
técnica de la invención, demostró que tras 20 min. de incubación no
se apreciaban diferencias con respecto al control. Sin embargo,
tras 24 horas, la densidad de nucleoides era escasa, y mostraban un
aspecto relajado, sin un área central muy definida. Lo más
llamativo era la presencia masiva de fragmentos puntiformes de ADN
degradado, homogéneamente esparcidos por el fondo de la preparación
(Figura 7). El procedimiento objeto de la presente invención
demuestra que la muerte celular, aunque no sea inicialmente debida a
daño directo del ADN, puede desembocar indirectamente, con el
tiempo, en daño masivo del mismo.
\vskip1.000000\baselineskip
La cepa TG1 de Escherichia coli, en
crecimiento exponencial en 400 microlitros de medio LB, se incubó
con 10 microgramos/ml de ciprofloxacino, durante 40 min.
Posteriormente las bacterias se centrifugaron y se resuspendieron en
400 microlitros de medio sin ciprofloxacino. Esta operación se
repitió otra vez, para lavar el antibiótico. Las bacterias se
incubaron durante 0, 15, 30, 60 y 90 min., tras lo cual fueron
procesadas según el procedimiento de la invención. En cada tiempo se
procesó simultáneamente, en el mismo portaobjetos, un control sin
tratamiento antibiótico.
Tras la tinción con SYBR Gold, las imágenes
fueron capturadas con una cámara CCD KX32ME refrigerada, de alta
sensibilidad (Apogee Instruments, Roseville, CA). Posteriormente se
realizó el análisis de las imágenes mediante una macro diseñada con
el programa Visilog 5.1 (Noesis, Francia). Esto permitía la
segmentación y corrección del fondo y diferencias de luminosidad en
el campo. Los resultados de la superficie total de la tinción
bacteriana, del área de la cápsula residual, y del halo de
fragmentos o bucles dispersos del ADN (área total-área de la
cápsula), en pixels, se transcribieron a un tabla Excel. Finalmente
se realizó un estudio estadístico de dichos datos mediante el
programa SPSS 12.5, empleando los test no paramétricos de la U de
Mann-Whitney y H de Kruskal-Wallis
(p<0,05).
Los resultados demostraron que las roturas de
doble cadena del ADN originadas por el ciprofloxacino, son
reparables si el antibiótico es eliminado del medio. Inmediatamente
tras el tratamiento, el aspecto es de fragmentación alta (nivel
3-4). Tras 15 min es cuando se empieza a detectar
de modo estadísticamente significativo un decremento en la
superficie del halo de difusión de fragmentos, siendo estos de
mayor tamaño. Este halo sigue decreciendo más lentamente durante los
30 y 60 min., presentado cada vez menos fragmentos, pasando a
decrecer de modo significativo, más ampliamente, a los 90 min.
(Figura 8A). En este caso ya no se aprecian fragmentos, sino halos
de bucles de relajación del ADN, sin diferencias con respecto a los
controles sin tratamiento (nivel 0). De este modo se ha obtenido una
cinética de reparación de las roturas del ADN, siendo este
totalmente reparado, en apariencia, tras 90 min. de incubación. Sin
embargo, esto no supone que la reparación haya sido siempre
correcta. Curiosamente, el tamaño de las cápsulas bacterianas se
incrementa alrededor del doble, en promedio, tras los tiempos
finales de 60 y 90 min., con respecto al resto de tiempos ensayados
(Figura 8B). Este incremento es irregular, heterogéneo, entre las
diferentes bacterias.
El procedimiento objeto de la presente invención
demuestra un hecho de gran trascendencia clínica, esto es, la
importancia del mantenimiento de las dosis correctas del antibiótico
durante tiempos prolongados. Si se retira el mismo prematuramente,
el daño originado inicialmente en la bacteria, puede ser
revertido.
\vskip1.000000\baselineskip
Utilizando la metodología contemplada en el
ejemplo 6 de la presente invención, se ha diseñado una metodología
básica que fija las bases para la caracterización morfológica de
las imágenes que generan bacterias que presentan ADN fragmentado y
ADN no fragmentado, utilizando sistemas convencionales de análisis
de imagen. El proceso permite discriminar entre ambos tipos de
bacterias de forma automática y por lo tanto objetiva.
El proceso global comprende el diseño de dos
estrategias:
1) modelo de captura interactiva de imágenes y
toma de decisiones en base al número de elementos analizados
(Figura 9).
2) Rutina de segmentación para la selección de
las ROIs (Regions Of Interest) (Figura 10).
En este ejemplo práctico, se utilizó captura
directa bajo microscopio de fluorescencia (x100) utilizando una
cámara CCD refrigerada monocroma de 12 bits de profundidad de
color. Las imágenes se guardaron como .tiff y se procesaron
utilizando el programa Scion Image (NIH IMAGE USA) de
dominio público. Este programa contiene las herramientas mínimas
necesarias para realizar operaciones de segmentación y es capaz de
medir densidades integradas de fluorescencia en las imágenes que se
procesan. La densidad integrada relaciona la suma de los distintos
niveles de grises en la AOI con el área realizando una sustracción
del fondo. Utilizando esta herramienta, se procesaron 9 series de
experimentos en los que se capturaron 100 bacterias que contenían
ADN no fragmentado y 100 con ADN fragmentado. Los resultados
muestran que se generan valores muy similares entre cada una de las
series cuando el criterio de agrupación y comparación es: bacterias
que presentan ADN fragmentado versus bacterias que no presentan el
ADN fragmentado.
Por lo tanto, es posible discriminar ambos tipos
de estados que presenta el ADN bacteriano en base a apreciaciones
objetivas realizadas en base a entornos de análisis de imagen.
Si bien en este caso se han medido tan solo
áreas de fluorescencia e intensidades de las áreas seleccionadas,
existen otros criterios, en relación con las texturas que genera
cada tipo de imagen, por los que se podría caracterizar y
discriminar ambas poblaciones.
Claims (20)
-
\global\parskip0.990000\baselineskip
1. Un procedimiento para evaluar la integridad del ADN de los microorganismos que comprende las etapas de:- a)
- inmovilización del microorganismo sobre un portaobjetos, sin fijación, mediante inclusión del mismo en un medio inerte;
- b)
- tratamiento con una solución de lisis para extraer paredes celulares, membranas y proteínas;
- c)
- estabilización del nucleoide de ADN del microorganismo, sobre el portaobjetos; y
- d)
- tinción y evaluación de la integridad del ADN.
- 2. Un procedimiento de acuerdo a la reivindicación 1, en el que la etapa a) es opcional.
- 3. Un procedimiento según cualquiera de las reivindicaciones 1 y 2, en el que la solución de lisis comprende un detergente fónico desnaturalizante de proteínas.
- 4. Un procedimiento según cualquiera de las reivindicaciones 1 a 3, en el que el detergente iónico es un detergente seleccionado del grupo del dodecilsulfato de sodio (SDS), sulfonato de alquilbenceno, laurilsarcosina (sarkosil), sal hidratada del ácido glicocólico, y sus mezclas.
- 5. Un procedimiento según la reivindicación 4, en el que el detergente iónico es preferentemente el dodecilsulfato de sodio (SDS).
- 6. Un procedimiento cualquiera de las reivindicaciones 1 a 5, en el que la solución de lisis comprende ditiotreitol (DTT) entre 0.001 y 2M; 2-amino-2 (hidroximetil)-1,3-propanediol (Tris) entre 0.001 y 2M; ácido etilendiamino tetraacético (EDTA) entre 0.001 y 2M, y dodecilsulfato de sodio (SDS) entre 0.1 y 3%.
- 7. Un procedimiento según la reivindicación 6, en el que la solución de lisis se ajusta a pH entre 6,5 y 10,5.
- 8. Un procedimiento según cualquiera de las reivindicaciones 6 y 7, en el que la solución de lisis comprende preferentemente ditiotreitol (DTT) 0.1 M; (hidroximetil)-1,3-propanediol (Tris) 0.01M; ácido etilendiamino tetraacético (EDTA) 0.05M, y dodecilsulfato de sodio (SDS) 2%.
- 9. Un procedimiento según la reivindicación 8, en el que la solución de lisis se ajusta a pH alrededor de 10, con NaOH.
- 10. Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 1, en el que la tinción de la etapa d) se realiza con una solución de fluorocromo.
- 11. Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 1, en el que la muestra que contiene los microorganismos, se incluye en un microgel inerte.
- 12. Un procedimiento de acuerdo con la reivindicación 11, en el que la muestra que contiene los microorganismos, se incluye preferentemente en un microgel de agarosa.
- 13. Procedimiento de evaluación de la integridad del ADN de los microorganismos según la reivindicación 1, en el que la estabilización y adherencia del ADN del microorganismo se realiza de modo rápido, mediante calor seco, incubando el portaobjetos con la muestra lisada, en un horno microondas.
- 14. Procedimiento de evaluación de la integridad del ADN de los microorganismos según la reivindicación 1, en el que la evaluación se realiza mediante análisis visual directo.
- 15. Procedimiento de evaluación de la integridad del ADN de los microorganismos según la reivindicación 1, en el que la evaluación se realiza de forma automatizada mediante la aplicación de software de análisis de imágenes digitalizadas, obtenidas mediante cámaras acopladas a plataformas de microscopia.
- 16. Un Kit para la evaluación de la integridad del ADN de los microorganismos que comprende:
- a)
- portaobjetos pretratados;
- b)
- solución de agarosa;
- c)
- solución de lisis; y
- d)
- fluorocromo.
\global\parskip1.000000\baselineskip
- 17. Un Kit de acuerdo con la reivindicación 16, en el que la solución de lisis comprende ditiotreitol (DTT) entre 0.001 y 2M; 2-amino-2(hidro)imetil)-1,3-propanediol (Tris) entre 0.001 y 2M; ácido etilendiamino tetraacético (EDTA) entre 0.001 y 2M, y dodecilsulfato de sodio (SDS) entre 0.1 y 3%.
- 18. Un Kit de acuerdo con cualquiera de las la reivindicaciones 16 y 17, en el que la solución de lisis se ajusta a pH entre 6,5 y 10,5.
- 19. Un Kit de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 16 a 18, en el que la solución de lisis comprende preferente ditiotreitol (DTT) 0.1M; (hidroximetil)-1,3-propanediol (Tris) 0.01M; ácido etilendiamino tetraacético (EDTA) 0.05M, y dodecilsulfato de sodio (SDS) 2%.
- 20. Un Kit de acuerdo con cualquiera de las reivindicaciones 16 a 19, en el que la solución de lisis se ajusta a pH alrededor de 10, con NaOH.
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