ES2296413T3 - Regulacion de la diferenciacion de celulas madre hematopoyeticas por el uso de celulas madre mesenquimaticas humanas. - Google Patents
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Abstract
Un método para producir osteoclastos in vitro que comprende co-cultivar células madre mesenquimáticas con células madre hematopoyéticas de modo que las células madre hematopoyéticas produzcan osteoclastos.
Description
Regulación de la diferenciación de células madre
hematopoyéticas por el uso de células madre mesenquimáticas
humanas.
La presente invención se refiere a células madre
hematopoyéticas y más particularmente a un proceso y composición
para diferenciar células madre hematopoyéticas humanas en un linaje
de osteoclastos comprometido en ausencia de factores inductores
exógenos de la osteoclastogénesis. La presente invención se refiere
adicionalmente a células madre hematopoyéticas modificadas
genéticamente en presencia de células madre mesenquimáticas humanas,
de modo que cuando las células madre hematopoyéticas se diferencian
en osteoclastos, los osteoclastos sean capaces de expresar el
producto del gen introducido por transducción.
Los osteoclastos son células hematopoyéticas
diferenciadas de forma terminal responsables de la resorción ósea
fisiológica. La disfunción en la diferenciación y/o actividad de los
osteoclastos es la causa de una diversidad de enfermedades óseas
metabólicas humanas incluyendo la osteoporosis (para una revisión
véase Teitelbaum et al., 1995). La osteoporosis, o pérdida
ósea progresiva, se atribuye a un cambio en el equilibrio crítico
de las actividades de los osteoclastos y los osteoblastos
responsable de la integridad apropiada del esqueleto. Los
osteoblastos, que construyen los huesos, son un linaje diferenciado
de forma terminal que desciende de células madre
mesenquimáticas.
Los progenitores hematopoyéticos de la médula
ósea se dirigen al linaje celular de osteoclastos bajo la influencia
de factores reguladores locales. Están presentes diversos tipos
celulares incluyendo células estromales, que surgen de células
madre mesenquimáticas (MSC), en la médula ósea. Las células
estromales han demostrado producir factores que regulan la
fisiología de los osteoclastos (para una revisión véase Mundy et
al., 1995). Las imágenes histológicas de hueso muestran una
estrecha cercanía entre células estromales medulares y células
hematopoyéticas. Además, la relación entre el estado diferenciado
de las células estromales de médula ósea y su potencial para
regular los progenitores de osteoclastos adyacentes está mal
documentada. Se ha informado de la importancia de las interacciones
célula-célula heterotípicas mediadas por la
cadherina-6 entre células estromales y progenitores
de osteoclastos usando un modelo de ratón de osteoclastogénesis
(Mbalaviele et al., 1998). Varios estudios demostraron que
la diferenciación de osteoclastos requería la presencia de células
estromales/osteoblastos (Takahashi et al., 1988; Mbalaviele
et al., 1995). Recientes estudios usando células derivadas de
médula de roedor han demostrado que el ligando osteoprotegerina
(OPGL) expresado en la membrana de células estromales es un factor
clave de la osteoclastogénesis (Lacey et al. 1998; Kong et
al. 1999). Sin embargo, también se ha informado de que las
células osteoclásticas humanas se diferenciaban a partir de células
progenitoras en presencia de cócteles de citoquinas y que las
células estromales no eran necesarias (Matayoshi et al.,
1996). Se ha informado de la formación de células osteoclásticas
humanas (Ocl) que presentaban actividad de resorción ósea.
(Takahashi et al., 1995; James et al., 1996; Sarma
et al., 1996; Quinn et al., 1997), sin embargo, no
están claros acontecimientos críticos que tienen lugar durante
la
osteoclastogénesis.
osteoclastogénesis.
Además, estudios han demostrado que los
osteoclastos se generan en co-cultivos de
osteoblastos/células estromales con células hematopoyéticas (Martin
y Ng., Journal of Cellular Biochemistry 56, páginas 357 a 366
(1994)).
El hueso es una matriz compuesta constituida de
elementos tanto inorgánicos como orgánicos. La fase orgánica
contiene proteínas, mientras que el componente inorgánico contiene
sales de calcio. Se sabe que durante la resorción ósea
osteoclástica, la disolución de la fase inorgánica precede la de la
fase orgánica y que se liberan elevadas concentraciones de calcio
(>40 mM) de forma local desde la matriz ósea. A su vez,
concentraciones de calcio aumentadas tienen un retorno negativo
sobre la función de los osteoclastos, un mecanismo regulador para
evitar la resorción ósea excesiva. Se sabe que el calcio regula la
expresión de varios genes. Recientemente, se ha caracterizado un
elemento de respuesta a calcio que potencia la expresión génica de
queratina-1 humana después de la exposición de
queratinocitos a calcio extracelular (0,6 mM).
Los osteoclastos no se aíslan fácilmente debido
a su baja cantidad celular in vivo, su fragilidad y tendencia
a adherirse a otras células óseas. Por tanto, existe una necesidad
de un método para producir de forma eficaz cantidades de
osteoclastos para facilitar, por ejemplo, el diseño de compuestos
terapéuticos eficaces dirigidos a prevenir la osteolisis
anormal.
Por consiguiente, un objeto de la presente
invención es proporcionar un método eficaz para producir
osteoclastos in vitro.
Un objeto adicional de la invención es
proporcionar un método para producir y mantener osteoclastos in
vitro sin la adición de factores de crecimiento exógenos en
cantidades suficientes para proporcionar una fuente en desarrollo
de osteoclastos, por ejemplo, para administrar osteoclastos a un
individuo que lo necesite.
Por consiguiente, un objeto de la presente
invención es regular la diferenciación de células madre
hematopoyéticas hacia células osteoclásticas en ausencia de
factores de crecimiento, citoquinas y hormonas exógenos.
\newpage
Un objeto adicional más de la presente invención
es proporcionar un método para producir osteoclastos a partir de
células hematopoyéticas modificadas genéticamente de modo que cuando
las células hematopoyéticas se diferencian en osteoclastos, los
osteoclastos expresen en producto génico de interés.
En la presente invención se ha descubierto que
las células madre mesenquimáticas soportan la diferenciación
celular en osteoclastos de células madre hematopoyéticas.
Por tanto, en un aspecto de la presente
invención, se proporciona un método para inducir la diferenciación
de células progenitoras hematopoyéticas in vitro en células
osteoclásticas, que comprende co-cultivar las
células hematopoyéticas con células madre mesenquimáticas
humanas.
Cuando las células progenitoras hematopoyéticas
se co-cultivaron con células madre mesenquimáticas,
las células progenitoras hematopoyéticas se diferenciaron hacia
células osteoclásticas que se identificaron por la expresión de
marcadores característicos de osteoclastos incluyendo
multinuclearidad, receptores de calcitonina y vitronectina, y más
importante, actividad de resorción ósea.
Se ha descubierto adicionalmente que la
diferenciación de las células madre hematopoyéticas sucedía en
ausencia de factores de crecimiento, citoquinas y hormonas exógenos
(añadidos) que se sabe que son necesarios para inducir la
diferenciación de células madre hematopoyéticas.
Por consiguiente, un aspecto de la presente
invención proporciona un método para producir osteoclastos in
vitro que comprende co-cultivar células madre
hematopoyéticas con células madre mesenquimáticas humanas. En una
realización preferida, las células se co-cultivan en
el mismo recipiente de cultivo de modo que sucedan interacciones
célula-célula físicas entre las células progenitoras
hematopoyéticas y las células madre mesenquimáticas.
También se ha descubierto que cuando las células
madre hematopoyéticas, que se han modificado para portar material
genético exógeno de interés, se co-cultivan con
células madre mesenquimáticas, las células madre hematopoyéticas
transducidas se diferenciaban en osteoclastos que también portaban
el nuevo material genético. Estas células osteoclásticas
transducidas son capaces de expresar el producto génico exógeno. Los
progenitores osteoclásticos transducidos y los osteoclastos
diferenciados a partir de los mismos pueden usarse para aplicaciones
donde es beneficioso el tratamiento usando dichos osteoclastos
modificados, por ejemplo, en el alivio de los efectos de la
osteoporosis.
osteoporosis.
Por consiguiente, la presente invención
proporciona un método para obtener osteoclastos modificados
genéticamente, que comprende transducir células progenitoras
hematopoyéticas con material genético exógeno y colocar las células
hematopoyéticas transducidas en condiciones adecuadas para la
diferenciación de las células madre hematopoyéticas en células
osteoclásticas que contienen el material genético exógeno.
En una realización, el método para producir
osteoclastos comprende co-cultivar células madre
hematopoyéticas transducidas con células madre mesenquimáticas de
modo que después de la diferenciación de las células madre
hematopoyéticas en osteoclastos, los osteoclastos también contengan
el material genético exógeno.
La invención se refiere adicionalmente a células
madre hematopoyéticas que se transducen con un polinucleótido que
codifica un producto que regula negativamente la diferenciación y/o
actividad de los osteoclastos, y el uso de los mismos.
En una realización particularmente preferida, el
producto génico expresado regula negativamente la diferenciación
y/o actividad de los osteoclastos. Las células madre hematopoyéticas
se transducen con un vector retroviral que contiene un tándem de un
elemento de respuesta a calcio, el promotor de la fosfatasa ácida
resistente a tartrato (TRAP) (específicamente expresado en
osteoclastos) y una secuencia de ácido nucleico que codifica un
factor de actividad anti-osteoclastos (por ejemplo,
una secuencia antisentido a M-CSF, IL1 o IL6; un
inhibidor tal como un anticuerpo intracelular contra IL6, contra
M-CSF, contra GM-CSF, contra IL1, o
contra el Factor Inhibidor de Leucemia; o, un factor apoptótico).
La expresión de esta secuencia se desencadena por el aumento local
en la concentración de calcio debido a la resorción ósea
osteoclástica.
Se ha descubierto adicionalmente que aunque las
células madre mesenquimáticas regulaban positivamente la
diferenciación de células progenitoras CD34^{+} hacia células
osteoclásticas, las MSC que habían comenzado la diferenciación en
células osteoblásticas inhibían este proceso. En presencia de
células madre mesenquimáticas osteogénicas, los niveles de
expresión de OPGL disminuían y se descubrió que la expresión de
osteoprotegerina (OPG) aumentaba. Por tanto, también se contempla
que el cultivo de células madre hematopoyéticas en presencia de
células madre mesenquimáticas diferenciadas puede servir para
regular negativamente la diferenciación y/o actividad de los
osteoclastos. Por consiguiente, las poblaciones celulares
co-cultivadas de la invención pueden usarse como
parte de un tratamiento para aliviar los síntomas de la
osteoporosis.
La Figura 1A muestra la tinción TRAP de células
CD34^{+} cultivadas en ausencia de células madre mesenquimáticas
(MSC).
La Figura 1B muestra la tinción TRAP de células
CD34^{+} cultivadas en presencia de MSC. Se formaron muchas
células TRAP^{+} multinucleadas (TRAP+MNC) (flecha) así como
células TRAP^{+} mononucleadas en presencia de MSC que aparecen
como una capa confluyente de células con forma de huso (cabeza de
flecha). Las flechas pequeñas y el asterisco indican grupos de
núcleos.
La Figura 1C muestra la tinción de células
CD34^{+} cultivadas en presencia de fibroblastos cutáneos humanos
(células SK1087; cabeza de flecha). No se formaron TRAP+MNC.
La Figura 1D muestra la tinción de células
CD34^{+} cultivadas en presencia de células renales humanas (293T;
cabeza de flecha). No se formaron TRAP+MNC.
La Figura 2A muestra la tinción
inmunocitoquímica de co-cultivos de CD34^{+} y MSC
con anticuerpos de control negativo.
La Figura 2B muestra la tinción
inmunocitoquímica de co-cultivos de CD34^{+} y MSC
con anticuerpos que reconocen el receptor de vitronectina.
La Figura 3 muestra la RT-PCR de
ARN purificado a partir de co-cultivos de MSC y
células CD34^{+} (carriles 2-3) o cultivos de MSC
sin células CD34^{+} (carriles 4-5). Los
receptores de calcitonina (carriles 2 y 4) y TRAP (carriles 3 y 5)
solamente se detectaron en muestras de co-cultivos
de MSC y células CD34^{+}. La región conservada y no sometida a
corte y empalme de la familia del receptor de calcitonina se eligió
para diseñar cebadores. Carril 1, ADN ladder de 1 kb; parte
inferior, \beta2-microglobulina.
La Figura 4A muestra la formación de orificios
en co-cultivos de células CD34^{+} y MSC
(flechas).
La Figura 4B muestra la formación de orificios
en cultivos de células CD34^{+} sin MSC. Se tiñeron cortes con
azul de toluidina y se visualizaron en microscopía óptica. Aumento
X200.
La Figura 4C muestran la cuantificación de
orificios en co-cultivos de células CD34^{+} y MSC
(barra cerrada) o en cultivos de células CD34^{+} sin MSC (barra
abierta). *p<0,01 frente a cultivos de células CD34^{+} sin
MSC.
La Figura 5A muestra los efectos de las
interacciones célula-célula en la formación de
células osteoclásticas. Las células CD34^{+} y MSC se
co-cultivaron en los mismos compartimientos
(co-cultivos de contacto, barra cerrada) o
separadas mediante filtros de 0,45 \mum
(co-cultivos sin contacto): MSC en la parte superior
y células CD34^{+} en la parte inferior, barra abierta; MSC en la
parte inferior y células CD34^{+} en la parte superior, barra
discontinua. *p<0,01 frente a co-cultivos sin
contacto.
La Figura 5B muestra la cuantificación de
factores secretados (IL-6, IL-11,
LIF) en co-cultivos de células CD34^{+} con MSC.
Los niveles de IL-6 y LIF pero no de
IL-11 fueron aproximadamente 10 veces superiores en
co-cultivos de MSC y células CD34^{+} en
comparación con cultivos de MSC sin células CD34^{+}.
La Figura 6A y 6B muestra la inhibición de
TRAP+MNC por MSC osteogénicas. La diferenciación osteogénica de MSC
se indujo por el tratamiento con suplemento osteogénico (OS) durante
2, 3, 4, 5, 10 ó 13 días antes de añadir células CD34^{+}.
*p<0,01 frente a co-cultivos de MSC tratadas con
OS y células CD34^{+}.
La Figura 6C muestra que
co-cultivos de MSC y células CD34^{+} producían
niveles mayores de IL-6, IL-11 y
LIF que co-cultivos de MSC osteogénicas y células
CD34^{+}.
La Figura 6D muestra que la diferenciación
osteogénica de MSC está asociada con una disminución en la expresión
de ARNm de OPGL (panel izquierdo) y un aumento en la expresión de
ARNm de OPG (panel derecho).
La Figura 7A muestra el análisis de citometría
de flujo de células CD34^{+} transducidas con vector de
control.
La Figura 7B muestra el análisis de citometría
de flujo de células CD34^{+} transducidas con el vector de
expresión de EGFP. Aproximadamente el 30% de las células CD34^{+}
expresaba EGFP.
La Figura 7C muestra co-cultivos
de MSC con células CD34^{+} transducidas con el vector de
expresión de EGFP. EGFP se expresaba por osteoclastos así como por
células mononucleadas.
La Figura 7D muestra co-cultivos
de MSC con células CD34^{+} transducidas con el vector de
expresión de EGFP teñidas para TRAP. La Fig. 7D es la vista
aclarada de la Fig. 7C.
\newpage
La Figura 8A muestra la expresión del receptor
de vitronectina (\alpha_{v}\beta_{3}) detectada por ELISA.
Anticuerpo \alpha_{v}\beta_{3}, pocillos de la izquierda y
barra cerrada; IgG de control, pocillos de la derecha y barra
abierta.
La Figura 8B muestra la expresión en el
transcurso del tiempo de \alpha_{v}\beta_{3}.
Co-cultivos de células CD34^{+} y MSC (barras
cerradas) o MSC sin células CD34^{+} (barras abiertas).
La Figura 9A muestra una estrategia para la
regulación directa de la actividad de los osteoclastos.
La Figura 9B muestra que la adición de calcio a
células cultivadas transfectadas con un sistema de expresión
inducible con calcio inducía la expresión del gen informador.
La Figura 10 muestra el efecto de suero en medio
de cultivo sobre la producción de osteoclastos en
co-cultivos de MSC y células CD34^{+}.
La Figura 10A muestra las cantidades de
osteoclastos en co-cultivos de células CD34^{+} y
MSC en DMEM de bajo contenido de glucosa con FBS al 10%, barra
abierta; y en DMEM de elevado contenido de glucosa sin suero, barra
sólida.
La Figura 10B muestra
co-cultivos de células 293 y células CD34^{+} en
DMEM de elevado contenido de glucosa con FBS al 10%, barra sólida,
y en DMEM de elevado contenido de glucosa sin suero, barra
discontinua.
La presente invención se refiere en líneas
generales al uso de células madre mesenquimáticas humanas para
inducir la diferenciación de células CD34^{+} humanas en células
osteoclásticas y composiciones que comprenden células CD34^{+}
humanas y células madre mesenquimáticas humanas. Más
particularmente, se ha descubierto que células madre
mesenquimáticas humanas cultivadas en asociación con células
CD34^{+} son útiles para inducir la diferenciación de células
CD34^{+} en osteoclastos. Por tanto, las células CD34^{+} pueden
mantenerse y utilizarse como una fuente de osteoclastos.
Para obtener células madre mesenquimáticas
humanas objeto para los métodos descritos en este documento, pueden
recuperarse células madre mesenquimáticas de la médula ósea u otra
fuente de células madre mesenquimáticas. Las células de médula ósea
pueden obtenerse de la cresta ilíaca, los fémures, las tibias, la
columna, las costillas u otros espacios medulares. Otras fuentes de
células madre mesenquimáticas humanas incluyen la placenta, el
cordón umbilical, piel fetal y adolescente, y sangre. La presencia
de células madre mesenquimáticas en las colonias de cultivo puede
verificarse por marcadores de superficie celular específicos que se
identifican con anticuerpos monoclonales únicos, véase, por
ejemplo, la Patente de Estados Unidos Nº 5.486.359. Esta población
de células mesenquimáticas aislada presenta características
epitópicas asociadas solamente con células madre mesenquimáticas,
tiene la capacidad de regenerarse en cultivo sin diferenciación y
tiene la capacidad de diferenciarse en linajes mesenquimáticos
específicos cuando se inducen in vitro o in vivo en el
sitio de tejido dañado. Se sabe que las células madre
mesenquimáticas humanas se diferencian en las condiciones apropiadas
en múltiples linajes celulares, incluyendo osteoblastos, adipocitos
y condrocitos (para una revisión véase Caplan et al.,
1997).
Por consiguiente, puede utilizarse cualquier
proceso que sea útil para recuperar células madre mesenquimáticas
de tejido humano para obtener una población de células que comprenda
células madre mesenquimáticas enriquecidas. En un aspecto, el
método para aislar células madre mesenquimáticas humanas comprende
las etapas de proporcionar una muestra tisular que contenga células
madre mesenquimáticas, preferiblemente médula ósea; aislar las
células madre mesenquimáticas de la muestra, por ejemplo, por
centrifugación de densidad; añadir las células aisladas a un medio
que contenga factores que estimulen el crecimiento de células madre
mesenquimáticas sin diferenciación, y permita la adherencia
selectiva de solamente las células madre mesenquimáticas a una
superficie de sustrato en cultivo; cultivar la mezcla
muestra-medio; y retirar la materia no adherente de
la superficie de sustrato.
En un aspecto adicional de la presente
invención, puede utilizarse cualquier proceso que sea útil para
recuperar células madre hematopoyéticas de tejido humano para
producir una población de células compuesta principalmente de
células hematopoyéticas. Las células madre pueden recuperarse de
diversos tipos de tejido tal como médula ósea y sangre, incluyendo
sangre periférica. Las células madre hematopoyéticas humanas pueden
recogerse de aspirados de médula ósea o sangre periférica y
aislarse usando anticuerpos disponibles en el mercado que se unen a
antígenos superficiales de células madre hematopoyéticas, por
ejemplo CD34, usando métodos conocidos para los especialistas en la
técnica, véase por ejemplo la Patente de Estados Unidos Nº
4.714.680. Como alternativa, las células madre hematopoyéticas
pueden recuperarse por eliminación, es decir, seleccionando células
que expresen marcadores encontrados en otras células. Los
anticuerpos usados para estos procedimientos pueden conjugarse a
perlas magnéticas y pueden utilizarse procedimientos inmunogénicos
para recuperar el tipo celular deseado.
Las células madre mesenquimáticas humanas y las
células madre hematopoyéticas se co-cultivan en
condiciones de cultivo apropiadas de modo que las células madre
mesenquimáticas se adhieran a una superficie de sustrato y formen
una monocapa. Las células madre mesenquimáticas se siembran en
placas a una densidad en un intervalo de aproximadamente 3 x
10^{3} a aproximadamente 5 x 10^{3} células por cm^{2}. Las
células CD34^{+} están preferiblemente a una densidad celular de
aproximadamente 5 x 10^{4} células por cm^{2}.
De acuerdo con el método de la presente
invención, las células madre mesenquimáticas aisladas y las células
progenitoras hematopoyéticas aisladas, preferiblemente células
CD34^{+}, se expanden cada una en cultivo en medios apropiados,
es decir, se cultivan por métodos que usan condiciones que son
evidentes para los especialistas en la técnica que favorecen el
crecimiento celular y la producción de poblaciones celulares
homogéneas.
Las dos poblaciones celulares después se
co-cultivan en un medio que promueve el crecimiento
de las células madre mesenquimáticas humanas y no afecta de forma
adversa al mantenimiento de las células madre hematopoyéticas. Los
medios deben también sostener la población de células CD34^{+} y
soportar la inducción de la diferenciación de células CD34^{+} en
células osteoclásticas. Los medios adecuados se describen por
ejemplo en la Patente de Estados Unidos Nº 5.486.359.
En una realización preferida, las células madre
mesenquimáticas humanas y las células madre hematopoyéticas se
co-cultivan en Medio de Eagle Modificado por
Dulbecco de Bajo Contenido en Glucosa (DMEM-LG Nº
11885 Life Technologies, Gaithersburg, MD). El medio contiene
preferiblemente FBS al 10%. En una realización particularmente
preferida, las células madre mesenquimáticas humanas y las células
madre hematopoyéticas se co-cultivan en Medio de
Eagle Modificado por Dulbecco de Elevado Contenido en Glucosa
(DMEM-HG Nº 11995 Life Technologies, Gaithersburg,
MD) sin FBS.
Las células madre hematopoyéticas producidas de
acuerdo con los métodos descritos en este documento pueden usarse
para proporcionar una fuente fiable y constante de células
osteoclásticas. Estos osteoclastos podrían usarse en la
determinación de los efectos de factores osteotrópicos sobre el
desarrollo y tratamiento de la osteoporosis. Se contempla que un
suministro preparado de osteoclastos sería útil para ensayos de
exploración para el desarrollo de fármacos de molécula pequeña, por
ejemplo, basados en la expresión del receptor de superficie celular
de integrina \alpha_{v}\beta_{3} por los osteoclastos. Se
cree que estas células, que no se han tratado con factores de
crecimiento in vitro, tendrán características más parecidas a
los osteoclastos encontrados in vivo que las que se han
obtenido hasta
ahora.
ahora.
Después de la diferenciación de las células
progenitoras hematopoyéticas en células osteoclásticas como se
describe en este documento, la mezcla de células progenitoras
hematopoyéticas, osteoclastos y células madre mesenquimáticas puede
separarse para obtener una población de células compuesta en gran
medida por las células osteoclásticas. Esto puede conseguirse por
selección positiva y/o negativa de células hematopoyéticas usando
anticuerpos para identificar marcadores superficiales de células
hematopoyéticas u otros marcadores de tipo celular.
Otro aspecto de la presente invención se refiere
a la introducción de genes foráneos en las células progenitoras
hematopoyéticas de modo que la descendencia de las células, los
osteoclastos, porten el nuevo material genético.
Por tanto, de acuerdo con este aspecto de la
invención, las células progenitoras hematopoyéticas pueden
modificarse con material genético de interés. Las células
CD34^{+} modificadas después pueden co-cultivarse
in vitro con células madre mesenquimáticas e introducirse
para diferenciarse en células osteoclásticas. Las células
osteoclásticas son capaces de expresar el producto de la expresión
génica o secretar el producto de expresión. Estas células
modificadas después pueden administrarse a un tejido diana, por
ejemplo, médula ósea, donde el producto expresado tendrá un efecto
beneficioso.
Las células progenitoras hematopoyéticas
transducidas pueden inducirse in vivo a diferenciarse en
osteoclastos que expresarán el producto génico. Por ejemplo, las
células progenitoras hematopoyéticas transducidas en combinación
con células madre mesenquimáticas pueden administrarse para inducir
la producción de osteoclastos que tienen el gen introducido por
transducción. Las células pueden administrarse en mezcla entre sí o
por separado y pueden suministrarse a un área diana.
Por tanto, los genes pueden introducirse en
células que después se devuelven al donante antólogo o un receptor
alogénico donde la expresión del gen tendrá un efecto terapéutico.
Por ejemplo, los osteoclastos pueden modificarse genéticamente para
que tengan actividad reducida in vivo. Los genes apropiados
incluirían los que desempeñan un papel en la regulación de la
osteoporosis, en áreas tales como sensibilidad a calcio sérico,
secreción de estrógenos y resorción ósea.
Las células madre hematopoyéticas pueden
modificarse genéticamente (transducirse o transformarse o
transfectarse) en presencia de las células madre mesenquimáticas
humanas, donde las células madre mesenquimáticas aumentan la
eficacia de la transducción génica de las células madre
hematopoyéticas. Como alternativa, las células madre
hematopoyéticas pueden transducirse en ausencia de las células madre
mesenquimáticas humanas.
Las células madre hematopoyéticas pueden
modificarse genéticamente por incorporación de material genético en
las células, por ejemplo usando vectores de expresión
recombinantes.
Como se usa en este documento "vectores de
expresión recombinantes" se refiere a una unidad transcripcional
que comprende un ensamblaje de (1) un elemento o elementos genéticos
que tienen un papel regulador en la expresión génica, por ejemplo,
promotores o potenciadores, (2) una secuencia estructural o
codificante que se transcribe en ARNm y se traduce en proteína, y
(3) secuencias apropiadas de inicio y terminación de la
transcripción. Las unidades estructurales pretendidas para su uso
en sistemas de expresión eucariotas preferiblemente incluyen una
secuencia líder que posibilita la secreción extracelular de la
proteína traducida por una célula hospedadora. Como alternativa,
cuando la proteína recombinante se expresa sin una secuencia líder o
de transporte, puede incluir un resto de metionina
N-terminal. Este resto puede o no escindirse
posteriormente de la proteína recombinante expresada para
proporcionar un producto final.
Las células progenitoras hematopoyéticas
humanas, por tanto, pueden haber integrado de forma estable una
unidad transcripcional recombinante en el ADN cromosómico o portar
la unidad transcripcional recombinante como un componente de un
plásmido residente. Las células pueden modificarse con un
polinucleótido (ADN o ARN) que codifica un polipéptido ex
vivo, por ejemplo. Las células pueden modificarse por
procedimientos conocidos en la técnica por el uso de una partícula
retroviral que contiene ARN que codifica un polipéptido.
Los retrovirus de los que pueden obtenerse los
vectores plasmídicos retrovirales mencionados anteriormente en este
documento incluyen, aunque sin limitación, Virus de la Leucemia
Murina de Moloney, virus de necrosis esplénica, retrovirus tales
como Virus del Sarcoma de Rous, Virus del Sarcoma de Harvey, virus
de la leucosis aviar, virus de la leucemia del gibón, virus de la
inmunodeficiencia humana, adenovirus, Virus del Sarcoma
Mieloproliferativo, y virus de tumores mamarios. En una realización,
el vector plasmídico retroviral es MGIN, derivado de células madre
embrionarias murinas. Respecto a la transferencia génica mediada por
retrovirus en líneas generales, véase McLachlin et al.
(1990).
La secuencia de ácido nucleico que codifica el
polipéptido está bajo el control de un promotor adecuado. Los
promotores adecuados que pueden emplearse incluyen, aunque sin
limitación, el promotor de TRAP, promotores adenovirales, tales
como el promotor tardío principal adenoviral; el promotor de
citomegalovirus (CMV); el promotor del virus sincitial respiratorio
(RSV); promotores inducibles, tales como el promotor de MMT, el
promotor de la metalotioneína; promotores de choque térmico; el
promotor de la albúmina; el promotor de ApoAI; promotores de
globina humana; promotores de la timidina quinasa viral, tal como el
promotor de la timidita quinasa del virus del Herpes Simple; LTR
retrovirales; ITR; el promotor de la \beta-actina;
y promotores de la hormona del crecimiento humana. El promotor
también puede ser el promotor nativo que controla el gen que
codifica el polipéptido. Estos vectores también hacen posible
regular la producción del polipéptido por las células progenitoras
modificadas. Por ejemplo, para propósitos de la presente invención,
el vector puede contener un elemento de respuesta a calcio. La
selección de un promotor adecuado será evidente para los
especialistas en la técnica.
También es posible usar vehículos diferentes a
retrovirus para diseñar o modificar genéticamente las células madre
hematopoyéticas. La información genética de interés puede
introducirse mediante cualquier virus que pueda expresar el nuevo
material genético en dichas células. Por ejemplo, pueden usarse
SV40, herpesvirus, adenovirus y papilomavirus humanos para este
propósito. También pueden usarse métodos para introducir ADN
eucarióticos clonados en células de mamífero cultivadas, por
ejemplo, el material genético a transferirse a células madre puede
estar en forma de ácidos nucleicos virales.
Además, los vectores de expresión pueden
contener uno o más genes marcadores de selección para proporcionar
un rasgo fenotípico para la selección de células transformadas tales
como resistencia a dihidrofolato reductasa o neomicina.
Las células progenitoras hematopoyéticas pueden
transfectarse a través de otros medios conocidos en la técnica.
Dichos medios incluyen, aunque sin limitación, transfección mediada
por fosfato cálcico o DEAE-dextrano; transfección
mediada por el policatión Polibreno; fusión de protoplastos;
electroporación; liposomas, a través de encapsulación de ADN o ARN
en liposomas, seguido por la fusión de los liposomas con la membrana
celular o, puede introducirse ADN recubierto con un lípido
catiónico sintético en células por fusión.
Es posible modificar genéticamente células
progenitoras hematopoyéticas humanas de tal modo que produzcan,
in vitro o in vivo,osteoclastos que produzcan
polipéptidos, hormonas y proteínas no producidas normalmente en
osteoclastos humanos en cantidades biológicamente significativas o
producidas en pequeñas cantidades pero en situaciones en las que la
expresión reguladora conduciría a un beneficio terapéutico. Por
ejemplo, las células madre hematopoyéticas podrían modificarse con
un gen que exprese una molécula que inhiba específicamente la
resorción ósea, pero que por lo demás no impida la unión de los
osteoclastos al hueso. Como alternativa, las células podrían
modificarse de modo que una proteína normalmente expresada se
expresara a niveles mucho menores. Estos productos después se
secretarían en los medios adyacentes o se purificarían de las
células. Las células osteoclásticas humanas formadas de este modo
pueden servir como sistemas de producción continua a corto o largo
plazo de la sustancia
expresada.
expresada.
Esta tecnología puede usarse para producir
copias adicionales de genes esenciales para permitir la expresión
aumentada por los osteoclastos de ciertos productos génicos in
vivo. Estos genes pueden ser, por ejemplo, hormonas, proteínas
de matriz, proteínas de membrana celular, citoquinas, moléculas de
adhesión, proteínas de "reconstrucción" importantes en la
reparación de tejidos. La expresión del material genético exógeno
in vivo, a menudo se menciona como "terapia génica".
Las patologías y procedimientos para los que tienen aplicación
dichos tratamientos incluyen trastornos y enfermedades genéticas del
sistema óseo y el inmune. El suministro celular de las células
transformadas puede realizarse usando diversos métodos e incluye la
infusión e inyección directa prolongada en sitios del periostio, de
la médula ósea y subcutáneos.
Además, como se ha descrito anteriormente en
este documento, las células transducidas pueden usarse para la
producción in vitro de proteína(s) deseada(s).
Las células transducidas pueden usarse adicionalmente en ensayos de
exploración para el descubrimiento de fármacos.
En una realización preferida, las células madre
hematopoyéticas se transducen con un vector retroviral que contiene
un elemento de respuesta a calcio, el promotor de la fosfatasa ácida
resistente a tartrato (TRAP) y un ADNc que codifica un factor
anti-osteoclastos.
Después de la modificación de las células
hematopoyéticas como se ha descrito en este documento y la inducción
de la diferenciación en osteoclastos, la mezcla de células
hematopoyéticas, osteoclastos y células madre mesenquimáticas puede
separarse para obtener una población de células en gran medida
compuesta por los osteoclastos transducidos. Esto puede conseguirse
por selección positiva y/o negativa de las células hematopoyéticas
transducidas usando anticuerpos para identificar marcadores
superficiales de células hematopoyéticas.
La descripción anterior de la invención y los
siguientes ejemplos son solamente a modo de ilustración. Los
especialistas en la técnica preverán fácilmente otras permutaciones
y prácticas de la invención en vista de lo anterior junto con los
dibujos adjuntos. Por lo tanto, dichas permutaciones y variaciones
están dentro del alcance de la presente invención.
\vskip1.000000\baselineskip
Análisis Estadístico Todos los datos se
analizaron por un ensayo t para muestras relacionadas. Las muestras
se procesaron por triplicado y los datos mostrados eran medias +
SE.
\vskip1.000000\baselineskip
Ejemplo
1
Aislamiento de Células Se recogieron
muestras de médula ósea de donantes humanos sanos en la Johns
Hopkins University según un protocolo aprobado por el Institutional
Review Board. Las células madre mesenquimáticas (MSC) se aislaron y
se cultivaron de acuerdo con métodos conocidos (Majumdar et
al., 1998). Cuando los cultivos alcanzaron un 90% de
confluencia, las células adherentes se recuperaron por la adición de
una solución que contenía tripsina al 0,25%-EDTA (Life
Technologies) y se volvieron a sembrar a una densidad de 1 x10^{6}
células por matraz de 185 cm^{2} como células de pase 1.
Las células CD34^{+}, aisladas de médula ósea
de pacientes sanos se obtuvieron de Poietic Technologies,
Gaithersburg, MD. Se inmunopurificaron a un 95% de pureza usando
anticuerpos contra CD34 conjugados a perlas magnéticas (columna de
separación de células CD34^{+}: Miltenyi Biotec, Auburn, CA
Ab:QBEND.10) y se crioconservaron.
Co-cultivos Se sembraron
MSC de pase temprano (2 a 3) en placas a 3 x 10^{3} células por
cm^{2} y se cultivaron hasta sub-confluencia en
DMEM LG+FBS al 10%. Las células CD34^{+} después se añadieron a 5
x 10^{4} células por cm^{2} a cultivos de MSC. Los cultivos se
mantuvieron durante 3 semanas a 37ºC en una atmósfera del 95% de
aire/5% de CO_{2} y se alimentaron cada tres días con el medio.
Como la mayoría de las células CD34^{+} permanecían no
adherentes, la mitad del medio de cultivo se aspiraba suavemente
sin agitar las células no adherentes y se remplazaba con medio
reciente.
Tinción TRAP Después de tres
semanas, las células se fijaron en acetona al 60% en tampón citrato
(pH 5,4) durante 30 segundos, se lavaron dos veces con agua
destilada, se secaron al aire, y se tiñeron para fosfatasa ácida
resistente a tartrato (TRAP), un marcador citoquímico ampliamente
usado de osteoclastos de ratón (Wijngaert y Burger, 1986), usando
un kit disponible en el mercado (Sigma, St. Louis, MO). Los cultivos
teñidos se examinaron en microscopía óptica a un aumento de X200.
Se contaron los osteoclastos multinucleados (tres o más núcleos)
TRAP-positivos (tinción roja) en cada pocillo por
exploración manual a través del pocillo completo de un modo
sistemático (Mbalaviele et al., 1998).
Las células CD34^{+} cultivadas en ausencia de
MSC o citoquinas/factores de crecimiento no lograron formar células
multinucleadas que expresaran fosfatasa ácida resistente a tartrato
(TRAP+MNC) (Figura 1A). Las MSC soportaban la diferenciación de
células CD34^{+} co-cultivadas hacia células
osteoclásticas (Figura 1B). En contraste, los fibroblastos cutáneos
humanos (células SK1087) o células renales humanas (293T) no
lograban soportar la formación de TRAP+MNC (Figuras 1C y 1D,
respectivamente). El tratamiento de células CD34^{+} con
IL-1, IL-3 y GM-CSF
en ausencia de MSC produjo la formación de células osteoclásticas,
pero las cantidades de estas células fueron inferiores en
comparación con las presentes en co-cultivos de
CD34^{+}/MSC (datos no mostrados).
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Ejemplo
2
Inmunocitoquímica Se fijaron las células
CD34^{+} y MSC co-cultivadas durante tres semanas
con una solución reciente de formaldehído al 3,7% (p./vol.) en PBS,
se bloquearon con suero de caballo al 1,5%, se incubaron con el
anticuerpo monoclonal contra integrina humana \alphav\beta3 (Dr.
Horton, The Rayne Institute, Londres, Inglaterra) a dilución 1:50
en PBS que contenía suero de caballo al 0,15%. Las células después
se incubaron con anticuerpo secundario de cabra conjugado con
glucosa oxidasa usando el kit Vectastain ABC-GO
(Vector Laboratories, Inc., Burlingame, CA). Todas las incubaciones
se realizaron a temperatura ambiente durante 30 minutos seguidas de
lavado 3 veces con PBS. Los resultados se muestran en la Figura 2.
Las células osteoclásticas (flecha negra) y sus precursores (cabeza
de flecha) se tiñeron por el anticuerpo contra receptores de
vitronectina pero no por el anticuerpo de control. Las MSC no
mostraron ninguna tinción con el anticuerpo contra receptor. Se
observaron células multinucleadas que expresan bajos niveles de
receptores de vitronectina en co-cultivos (Figura
2B, flecha blanca).
Preparación de ARN y
RT-PCR Se extrajo el ARN total de cultivos de
MSC o co-cultivos de CD34^{+} y MSC usando el kit
High Pure RNA Isolation adquirido de Boehringer Mannheim
(Indianapolis, IN). La PCR se realizó durante 30 ciclos sobre ADNc
monocatenario transcrito de forma inversa de las preparaciones de
ARN total (1 \mug) usando el método GeneAmp
RT-PCR según las condiciones descritas por el
proveedor (Perkin Elmer, Foster City, CA) con las siguientes
modificaciones: desnaturalización a 95ºC durante 20 segundos,
hibridación a 55ºC durante 20 segundos, polimerización a 72ºC
durante 30 segundos y elongación a 72ºC durante 10 minutos. Los
cebadores cadena arriba y cadena abajo, respectivamente, se
diseñaron del siguiente modo: TRAP:
5'-CGATCACAATCTGCAGTACC-3' (SEC ID
Nº 1) y 5'-ACCCAGTGAGTCTTCAGTCC-3'
(SEC ID Nº 2), tamaño de producto de PCR = 150 pb; receptor de
calcitonina (CTR):
5'-TTTCCAGGGCTTCTTTGTT-3' (SEC ID Nº
3) y 5'-CTTGGTTGTTGGCTGGTTC-3' (SEC
ID Nº 4), tamaño de producto de PCR = 205 pb. Los productos de PCR
se fraccionaron por tamaño por electroforesis en gel de agarosa al
1%.
El análisis de RT-PCR mostró la
expresión de TRAP y receptores de calcitonina por células derivadas
de células CD34^{+}, el linaje de los osteoclastos (Carriles 2 y
3 de la Figura 3). Estas proteínas no se expresaron por las
MSC.
MSC.
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Ejemplo
3
Ensayo de formación de orificios Para
confirmar adicionalmente la presencia de células osteoclásticas en
los cultivos, se examinó la capacidad de las células producidas en
co-cultivos de células CD34^{+} y MSC de formar
orificios, una indicación de resorción ósea osteoclástica. Se
esterilizaron cortes de colmillo de elefante ablandados con etanol
de graduación del 100%, se secaron al aire y se lavaron varias veces
con PBS. Las MSC se sembraron a 3 x 10^{3} células por cm^{2}
en los cortes de colmillo (4 x 4 x 0,1 mm) en placas de 96 pocillos
y se cultivaron durante una semana en medio hMSC pH 7,4. Después se
añadieron células CD34^{+} a 5 x 10^{4} células por cm^{2}.
Se usaron discos osteoclásticos, análogos artificiales de hueso
(Millenium Biologix Inc., Ontario, Canadá) para establecer las
condiciones óptimas del ensayo. Al final del periodo de cultivo de
tres semanas, se tiñeron las células de los cortes para TRAP, se
contaron, después se retiraron con NaOH 0,1 M en agua seguido por
ultrasonicación durante 2 minutos. Los cortes de hueso se tiñeron
durante 5 minutos con azul de toluidina al 1% preparado en agua
destilada que contenía borato sódico al 1%. Se contaron las
cantidades de orificios en un microscopio óptico como se ha descrito
previamente (Prallet et al., 1992). Se encontraron
auténticos orificios de resorción sobre el análogo óseo así como
sobre los cortes de colmillo de elefante cuando se
co-cultivaron células CD34^{+} con MSC (Figura
4).
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Ejemplo
4
Efectos de interacciones
célula-célula Las células CD34^{+} y MSC se
cultivaron en el mismo compartimiento (co-cultivos
de contacto) o en dos compartimientos diferentes
(co-cultivos sin contacto) separados por insertos
de prueba de cultivo con una membrana porosa de 0,45 \mum (Becton
Dickinson, Bedford, MA) para investigar las interacciones físicas
célula-célula. Los resultados mostrados en la Figura
5A indicaron que se formaban células osteoclásticas en los cultivos
de contacto, y había aproximadamente dos tercios menos de células
osteoclásticas en cultivos sin contacto, independientemente de en
qué compartimiento (superior o inferior) se sembraban las MSC o
células
CD34^{+}.
CD34^{+}.
\vskip1.000000\baselineskip
Ejemplo
5
Interacciones a través de factores
secretados Las células CD34^{+} se
co-cultivaron con MSC. Se recogieron medios
condicionados después de dos días desde el cultivo de MSC en
ausencia o presencia de células CD34^{+}. Se midieron los niveles
de proteína de citoquinas IL-1\alpha,
IL-6, IL-11, factor de estimulación
de colonias de granulocitos/macrófagos (GM-CSF) y
factor inhibidor de leucemia (LIF) secretados en los
co-cultivos de células madre hematopoyéticas y
células madre mesenquimáticas usando un kit Quantikine (R&D
Systems, Minneapolis, MN).
La Figura 5B muestra los niveles de
IL-6, IL-11 o LIF en
co-cultivos de células CD34^{+} y MSC. Los niveles
de IL-1\alpha y GM-CSF fueron
indetectables. Los niveles de IL-6 y LIF fueron
aproximadamente 10 veces mayores en co-cultivos de
MSC y células CD34^{+} en comparación con cultivos de MSC sin
células CD34^{+}. Los niveles de IL-1\alpha y
GM-CSF fueron indetectables.
\newpage
Ejemplo de Referencia
6
Efectos de MSC osteogénicas (MSC
diferenciadas) La diferenciación osteogénica de MSC se indujo
tratando MSC con suplemento osteogénico (OS) que contenía
dexametasona 100 mM, \beta-glicerofosfato 10 mM y
ácido L-ascórbico-2 fosfato 50
\muM durante 2, 3, 4, 5, 10 ó 13 días. En el momento del
co-cultivo con células CD34^{+}, se remplazó el
medio que contenía OS con medio sin OS. Las Figuras 6A y 6B muestran
que las MSC osteogénicas inhibían la formación de TRAP+MNC en
comparación con MSC. La Figura 6C muestra los niveles de
IL-6, IL-11 o LIF en
co-cultivo. Los niveles de IL-6,
IL-11 y LIF eran mayores en
co-cultivos de MSC con células CD34^{+} en
comparación con co-cultivos de MSC osteogénicas y
células CD34^{+}.
Preparación de ARN y
RT-PCR Se realizó el aislamiento y el análisis
por RT-PCR del ARN total como se ha descrito en el
ejemplo 2. Los cebadores cadena arriba y cadena abajo,
respectivamente, para OPG eran
5'-ACCAC
TACTACACAGACAGC-3' (SEC ID Nº 5) y 5'-AGGAGACCAAAGACACTGCA-3' (SEC ID Nº 6); para OPGL 5'-TTCTATTTCAGAGCGCAGAT-3' (SEC ID Nº 7) y 5'-AGTCATGTTGGAGATCTTGG-3' (SEC ID Nº 8). La Figura 6D muestra que el tratamiento de MSC con OS durante 4, 8, ó 15 días disminuyó la expresión de ARNm de OPGL. En contraste, el tratamiento de MSC con OS durante 4, 8 ó 15 días aumentó la expresión de ARNm de OPG.
TACTACACAGACAGC-3' (SEC ID Nº 5) y 5'-AGGAGACCAAAGACACTGCA-3' (SEC ID Nº 6); para OPGL 5'-TTCTATTTCAGAGCGCAGAT-3' (SEC ID Nº 7) y 5'-AGTCATGTTGGAGATCTTGG-3' (SEC ID Nº 8). La Figura 6D muestra que el tratamiento de MSC con OS durante 4, 8, ó 15 días disminuyó la expresión de ARNm de OPGL. En contraste, el tratamiento de MSC con OS durante 4, 8 ó 15 días aumentó la expresión de ARNm de OPG.
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Ejemplo
7
Transducción de células CD34^{+} Se ha
informado previamente de la construcción del vector retroviral MGIN
que expresa el gen de la proteína verde fluorescente potenciado
(EGFP) y la producción de los sobrenadantes retrovirales (Cheng
et al., 1997). En resumen, MGIN es un vector basado en virus
de células madre embrionarias murinas que contiene el gen de EGFP y
el sitio de entrada de ribosomas interno (IRES). Se prepararon
sobrenadantes anfotrópicos producidos por células empaquetadoras
PA317 a partir de productores seleccionados después de la infección
por soluciones madre de virus ecotrópicos BOSC23. Para la
transducción, se mezclaron sobrenadantes del vector congelados
previamente a una proporción 1:1 con medio que contenía células
CD34^{+} en presencia de 8 \mug/ml de polibreno (Sigma, St.
Louis, MO), interleuquina-3 (IL-3) e
IL-6 (10 ng/ml, cada una), factor de células madre
(SCF) y Flk2 (FL) (100 ng/ml, cada uno). Las células de control se
transdujeron con vector que no expresa EGFP. La mezcla de
transducción después se centrifugó a 1800 g a
32-35ºC. Después de una "espinoculación" de 4
horas las células se lavaron una vez y se cultivaron durante 24
horas en medio que contenía los anteriores factores de crecimiento.
Después de que la transducción se repitiera una vez más, se analizó
una fracción celular por citometría de flujo para ensayar la
eficacia de transducción mientras que las células restantes se
usaron paras el ensayo de osteoclastogénesis. Las células CD34^{+}
transducidas se co-cultivaron durante tres semanas
sin factores añadidos. Los co-cultivos se tiñeron
para TRAP como se ha descrito en el ejemplo 1. Las células se
visualizaron con un microscopio de fluorescencia para detectar EGFP
o en microscopio óptico para detectar TRAP.
Los resultados del análisis de citometría de
flujo se muestran en la Figura 7. El análisis de FACS mostró que el
30% de las células CD34^{+} transducidas con el vector de EGFP
expresaban el transgén (Figura 7B). Co-cultivos de
células CD34^{+} transducidas con MSC producían osteoclastos que
expresaban tanto EGFP (Figura 7C) como TRAP (Figura 7D).
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Ejemplo
8
Detección del receptor de vitronectina por
ELISA Se sembraron MSC a 3 x 10^{3} células por cm^{2} y se
cultivaron en medio hMSC hasta sub-confluencia. Las
células CD34^{+} después se añadieron a 2,5 x 10^{4} células
por cm^{2} a cultivos de MSC. Los cultivos se mantuvieron durante
1, 2 ó 3 semanas. Las células se fijaron con formaldehído al 3,6% y
se bloquearon con suero de cabra al 10% durante 30 minutos, seguido
por incubación con el anticuerpo contra el receptor de vitronectina
(\alphav\beta3). Con lavados extensivos entre adiciones, se
añadió un anticuerpo secundario marcado con biotina (IgG de cabra
anti-ratón; Pierce, Rockford, IL) seguido por
\beta-galactosidasa conjugada con estreptavidina
(Gibco BRL) durante 1 hora. Después se añadió el sustrato soluble
rojo de
clorofenol-\beta-D-galactopiranósido
(CPRG; Boehringer Mannheim, Indianapolis, IN), y se leyó el
desarrollo de color a 570 nm después de 30 minutos. También se
procesaron los anticuerpos primarios de control para cada
tratamiento y esta medida de fondo se restó de las lecturas para
cada pocillo. Los resultados del ELISA se presentan en la Figura 8
como unidades de absorbancia media, con el fondo restado. El
receptor de vitronectina (\alphav\beta3) se detectó por el
anticuerpo específico pero no por el anticuerpo de control (Figura
8A). La expresión de \alphav\beta3 por el linaje celular de
osteoclastos se indujo después de 1 semana de
co-cultivos y se expresó menos por MSC (Figura
8B).
\vskip1.000000\baselineskip
Ejemplo
9
Células madre hematopoyéticas como dianas
terapéuticas Las células madre hematopoyéticas (HSC) se
transdujeron con un vector retroviral que contenía un elemento de
respuesta a calcio, el promotor de la fosfatasa ácida resistente a
tartrato (TRAP) y un ADNc que codifica un factor
anti-osteoclastos (antisentido, inhibidor, factor
apoptótico) (véase la Figura 8). El promotor de TRAP se ha usado
para dirigir específicamente el linaje celular de osteoclastos. Las
HSC transducidas se infundieron a pacientes osteoporóticos. Llegan a
la médula ósea, se injertan y se diferencian en osteoclastos. Los
osteoclastos responden a elevadas concentraciones locales de calcio
generadas por resorción ósea excesiva (etapas 1 y 2), expresando un
factor anti-osteoclastos (etapa 3) que detiene la
actividad de los osteoclastos (etapa 4). Uno de dichos factores es
osteoprotegerina (OPG) que cuando se secreta ha demostrado
disminuir la resorción ósea (osteopetrosis) y parece bloquear
generalmente la osteoclastogénesis (Simonet (1997)). Las células
hematopoyéticas transducidas también pueden inducirse a
diferenciarse en osteoclastos ex vivo, y después se pueden
infundir a pacientes osteoporóticos.
Se clonó el elemento de respuesta a calcio
(CaRE) bajo el control del promotor de CMV en el vector pGL3 que
contiene la luciferasa como gen informador (Promega Madison Wl) para
producir pGL3-CaRE. pGL3 o pGL3-CaRE
se introdujeron por transfección en la línea celular de riñón
humano 293T usando un método de co-precipitación
con fosfato cálcico. Las células después se cultivaron en presencia
de concentraciones crecientes de calcio. La actividad luciferasa se
evaluó usando el sistema de ensayo informador
Dual-Luciferase^{TM} (Promega). Los datos
muestran que calcio tan bajo como 0,1 mM inducía actividad
luciferasa en pGL3-CaRE pero no en pGL3 (Figura
9B).
\vskip1.000000\baselineskip
Ejemplo
10
Efecto de suero en medio de cultivo Se
estudiaron co-cultivos de MSC y células CD34^{+}
para determinar el efecto del suero sobre la producción de
osteoclastos. Se cultivaron co-cultivos de células
CD34^{+} y MSC, en las condiciones descritas anteriormente, sin
embargo, los medios ensayados fueron DMEM de bajo contenido en
glucosa con FBS al 10% y DMEM de elevado contenido en glucosa sin
suero. Los cultivos de control contenían células de la línea
celular de riñón humano 293 co-cultivadas con
células CD34^{+} en DMEM de elevado contenido en glucosa con y
sin suero. Los cultivos se terminaron a los 12 días en lugar de 21
días como en los experimentos de los ejemplos anteriores.
Los resultados mostrados en la Figura 10
demuestran que el co-cultivo de MSC y células
CD34^{+} en DMEM de elevado contenido en glucosa sin FBS producía
una mayor cantidad de osteclastos que el co-cultivo
en DMEM-LG convencional sin FBS al 10%.
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
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<223> Descripción de Secuencia Artificial:
Cebador de PCR
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<212> ADN
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<220>
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<223> Descripción de Secuencia Artificial:
Cebador de PCR
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<223> Descripción de Secuencia Artificial:
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Cebador de PCR
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<400> 8
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\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipagtcatgttg gagatcttgg
\hfill20
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Claims (7)
1. Un método para producir osteoclastos in
vitro que comprende co-cultivar células madre
mesenquimáticas con células madre hematopoyéticas de modo que las
células madre hematopoyéticas produzcan osteoclastos.
2. El método de la reivindicación 1, en el que
el co-cultivo se hace en ausencia de citoquinas
exógenas.
3. El método de la reivindicación 1, en el que
las células madre hematopoyéticas son células CD34^{+}.
4. El método de la reivindicación 1, en el que
las células madre hematopoyéticas y las células madre
mesenquimáticas están en contacto.
5. Un método para producir osteoclastos
genéticamente modificados, que comprende transducir células
progenitoras hematopoyéticas con material genético exógeno; y
cultivar in vitro las células hematopoyéticas transducidas
en presencia de células madre mesenquimáticas para inducir la
diferenciación de las células hematopoyéticas transducidas en
osteoclastos que contengan el material genético exógeno.
6. El método de la reivindicación 5, en el que
las células madre hematopoyéticas transducidas son capaces de
diferenciarse in vitro.
7. El método de la reivindicación 5, en el que
las células madre hematopoyéticas transducidas son capaces de
diferenciarse in vivo.
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