ES2216518T3 - Anticuerpo monocional y ensayo para detectar el propeptido n-terminal del procolageno iii (piiinp). - Google Patents

Anticuerpo monocional y ensayo para detectar el propeptido n-terminal del procolageno iii (piiinp).

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ES2216518T3 ES99926319T ES99926319T ES2216518T3 ES 2216518 T3 ES2216518 T3 ES 2216518T3 ES 99926319 T ES99926319 T ES 99926319T ES 99926319 T ES99926319 T ES 99926319T ES 2216518 T3 ES2216518 T3 ES 2216518T3
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Abstract

Anticuerpo monoclonal dirigido contra un epítopo dentro de la mayor parte de los 30 aminoácidos N-terminales del PIIINP humano.

Description

Anticuerpo monocional y ensayo para detectar el propéptido N-terminal del procolágeno III (PIIINP).
Estado de la técnica
La molécula de propéptido N-terminal del procolágeno (III) (PIIINP) es un fragmento proteolítico que emana de la escisión específica del procolágeno (III) mediante la N-proteinasa después de exocitosis. La presente invención se refiere a los anticuerpos que se unen a este extremo N-terminal y a un ensayo que usa estos anticuerpos.
Los colágenos I y III se sintetizan en forma de prepropéptidos y se modifican ampliamente post-traduccionalmente. Entre las modificaciones intracelulares específicas están las glicosilaciones, las reacciones de hidroxilación enzimática que implican lisina y prolina en sus posiciones 3- y 4-, y la eliminación proteolítica específica del péptido guía. Los propéptidos modificados espontáneamente se ensamblan en homotrímeros [\alpha_{1}(III)]_{3} en el caso del colágeno (III), y la mayoría de las veces heterotrímeros [\alpha_{1}(I)]_{2}\alpha_{2} (I) así como - en un menor grado - homodímeros [\alpha_{1}(I)]_{3} en el caso del colágeno (I) en los compartimentos microsomales. Después de la exocitosis, el propéptido se escinde primero en el extremo C del colágeno naciente y después en el extremo N mediante un conjunto de endoproteasas específicas. De manera notable, los procolágenos I y II se escinden mediante una actividad proteinasa distinta de la actividad N-proteinasa específica para el procolágeno (III) (Peltonen y col., 1985). Recientemente se ha sugerido un gen candidato para una N-proteinasa específica del colágeno (III) (Scout y col., 1996). Está disponible una secuencia supuesta de cDNA para la N-proteinasa del procolágeno (I) bovino (Colige y col., 1996).
El PIIINP se presenta en forma de un trímero constituido por tres subunidades monoméricas del PIIINP idénticas que se unen mediante puentes intermoleculares disulfuro. El PIIINP a su vez se divide estructuralmente en tres dominios. La mayor parte del dominio localizado N-terminalmente (Col1) consta de una estructura globular unida mediante varios puentes de cistina intramoleculares. El Col3 es el dominio intermedio y posee una estructura de tipo colágeno caracterizada por residuos Gly y Pro periódicos. Este dominio se acopla en una estructura de tipo colágeno de triple hélice característica que caracteriza el dominio Col3. El dominio Col2 comprende las partes de la región telopeptiídica del procolágeno proximal al sitio de escisión por N-proteinasa. Las tres subunidades del PIIINP monoméricas se acoplan en forma de hebras de péptidos paralelas en este dominio. Característicamente, el dominio Col2 contiene dos residuos cisteína que están ambos implicados en la formación del puente disulfuro intermolecular y que son los únicos responsables de la estructura trimérica del PIIINP (Kühn y col., 1982).
La secuencia de cDNA entera que codifica el PIIINP se clonó mediante PCR a partir de una genoteca de cDNA de aorta humana (cDNA de clon rápido, Clontech, Estados Unidos), verificada la secuencia y subclonada en el vector "fagomido" (un fago cuyo genoma contiene un plásmido que se puede escindir mediante coinfección del hospedador con un fago auxiliar) bacteriano pBluescript SK- (Stratagene, Estados Unidos). La información de la secuencia se ha obtenido a partir del programa DNASTAR (acceso nº X14420 del banco de genes; Ala - Kokko y col., 1989, figura 1).
Estado de la técnica: mediciones de los fragmentos del colágeno
El colágeno (III) es el colágeno característico de los órganos parenquimales y es el segundo más frecuente en los tejido fibróticos. Aunque el colágeno (I) es el colágeno más frecuente formador de cicatrices y aunque el colágeno (I) se regula hacia arriba incluso más drásticamente en la fibrosis hepática que el colágeno (III) se produce en grandes cantidades en el hueso (Uitto y col., 1986) y por lo tanto es de valor limitado en la diagnosis diferencial de los procesos fibróticos en los órganos parenquimales. Las determinaciones en suero del propéptido C-terminal del procolágeno (I) se han usado por lo tanto principalmente para el control de los trastornos del metabolismo óseo (Eriksen y col., 1993).
Los niveles en suero del propéptido N-terminal del procolágeno (III) (PIIINP) se establecen ya como un parámetro en suero en los pacientes con fibrosis hepática para estimar la cantidad de deposición de colágeno en este órgano (por ejemplo, Plebani y Burlina, 1991).
Sin embargo, los niveles elevados del PIIINP circulante se pueden también originar de la escisión del colágeno (III) depositado y por lo tanto refleja fibrolisis en lugar de fibrogénesis (Schuppan, 1991). Esto se debe al hecho que el PIIINP está presente sobre la superficie del colágeno (III) después de su deposición en la matriz extracelular (Fleischmajer y col., 1986). Las masas moleculares de las especies del PIIINP que emanan de la fibrolisis se observa que es distinta de las especies generadas en la fibrogénesis e incluyen las especies de masas moleculares más altas así como más bajas que circulan en el plasma (Niemalä y col., 1982). Aunque las determinaciones en suero del PIIINP se establecen bastante bien para el control de la fibrosis hepática en diversas enfermedades subyacentes tales como cirrosis biliar primaria (por ejemplo, Davis y Madri, 1987), hepatitis crónica B y C (Murawaki y col., 1995, Jeffers y col., 1996), y enfermedad alcohólica hepática (Savolainen y col, 1984), son de poca ayuda en el establecimiento de diagnosis. Esto es debido a dos características diferentes de las determinaciones en suero del PIIINP: 1. los niveles del PIIINP circulante parecen correlacionarse con la fase aguda de la inflamación hepática cuando la deposición excesiva de colágeno no es todavía visible histológicamente y de hecho puede que nunca se llegue a manifestar (Savolainen y col., 1984, Hansen y col., 1995) 2. el aumento de los niveles del PIIINP circulante en los escenarios clínicos pueden indicar fibroliis en vez de fibrogénesis debido a que el PIIINP no escindido está presente sobre la superficie de las fibras de colágeno (III) y se libera en el proceso de la degradación del colágeno (Davis y Madri, 1987).
El valor diagnóstico de las determinaciones del PIIINP se ha debatido ampliamente. A partir de los experimentos de tamices moleculares con los sueros de pacientes se ha mostrado que los ensayos de sueros que reconocen el PIIINP detectan tres formas diferentes de pesos moleculares. La fracción que contiene especies de pesos moleculares inferiores consta de dominios monoméricos del Col1. La cantidad absoluta de este dominio circulante del Col1 es relativamente constante en voluntarios sanos así como en pacientes con hepatitis activa crónica y hepatitis alcohólica aguda. Además del fragmento del dominio Col1 circulante, los anticuerpos también reconocen especies del PIIINP mayores que las triméricas en los sueros. No se conoce la naturaleza molecular exacta de estas especies de alto peso molecular. La proporción relativa de las especies de alto peso molecular parece variar dependiendo del tipo de enfermedad hepática. El PIIINP trimérico que emana de la síntesis del colágeno y se escinde mediante la N-proteasa es habitualmente la especie más abundante del PIIINP pero su proporción relativa no es constante (Niemelä y col., 1982).
Un problema adicional con los niveles en suero del PIIINP no diferenciados es la cuestión no resuelta de si el PIIINP se correlaciona con la neosíntesis del colágeno (III) en curso o si se correlaciona mejor con la deposición de colágeno aparente en el hígado. Aunque algunos investigadores han publicado que los niveles del PIIINP se correlacionan mejor con el mRNA del colágeno (III) (Hayasaka y col., 1991) otros estudios no dan soporte a estas observaciones.
Un número de patentes han tratado el problema de las determinaciones del PIIINP a partir de los sueros de los pacientes y con los procedimientos para mejorar la validez del diagnóstico de estas determinaciones. Para las mediciones del PIIINP en sueros de pacientes con enfermedades hepáticas se han descrito varios radioinmunoensayos diferentes del PIIINP. El documento EP 004940A1 de Timpl y col., 1979, describe un radioinmunoensayo de inhibición de no equilibrio basándose en un sistema antígeno - anticuerpo de bovino que muestra reactividad cruzada con el PIIINP humano. El procedimiento descrito en esta patente lo publicó posteriormente Rohde y col, 1979, y se usó para desarrollar el ensayo del PIIINP RIAgnost de Behring AG, Marburg, Alemania. Sin embargo, el procedimiento no permite una determinación precisa del PIIINP trimérico en sueros de pacientes ya que los anticuerpos policlonales usados en el ensayo reconocen tanto el PIIINP como los productos de degradación del PIIINP, en particular el dominio monomérico del Col1. Además, la avidez del antisuero para el producto de degradación monomérico es menor que para el PIIINP intacto. Así que, las muestras de suero muestran una curva de inhibición menos pronunciada cuando se compara con el patrón del PIIINP y la concentración del PIIINP tiene que estimarse mediante el procedimiento de interceptación del 50% que requiere tres diluciones de sueros.
Con el fin de superar el problema con la curva de inhibición plana de las muestras de sueros se ha desarrollado una variante de ensayo que usa fragmentos Fab de anticuerpos. El procedimiento descrito en el documento EP 0089008A2 de Timpl y col, 1983, y posteriormente publicado por Rohde y col., 1983, se aprovecha de un antisuero que se ha desarrollado generado mediante la inmunización de ratones con el Col1. El antisuero se usa para generar fragmentos Fab de anticuerpo que tienen una avidez casi igual para el Col1 y para el PIIINP intacto. Por lo tanto, las curvas de inhibición paralelas se obtienen a partir de muestras de sueros y patrones y solamente se requiere una sola dilución. Sin embargo, el valor de diagnóstico de este ensayo es inferior al ensayo del PIIINP RIAgnost debido a que el ensayo Fab no diferencia eficazmente entre enfermedades hepáticas activas e inactivas.
El bajo valor de diagnóstico del ensayo Fab ha conducido a la suposición de que en lugar de usar un antisuero con igual afinidad al PIIINP y al Col1, podría ser mejor usar anticuerpo que no reconozca el Col1 en absoluto. La solicitud de patente europea EP 0298210A2 de Brocks y Timpl, 1988, describe un procedimiento de cómo inducir un antisuero que reconozca el PIIINP intacto y alguna especie del precolágeno de tipo III no definido con un peso molecular mayor que el PIIINP, pero no el Col1. El antisuero se obtiene después de la inmunización de ratones con un péptido de secuencia definida. Sin embargo el péptido reivindicado es de origen de ratas o bovino y el antisuero obtenido después de la inmunización no muestra suficiente reactividad cruzada con el PIIINP humano. Por lo tanto, el ensayo no es aplicable a las muestras humanas (Brocks y col., 1993).
De manera similar, en la solicitud de la patente europea 0304292A2 de Risteli y Risteli, 1988, se reivindica un procedimiento que permite la generación de anticuerpos policlonales que casi no tienen afinidad para el producto de degradación del PIIINP el Col1. En particular se reivindica que los anticuerpos deseados se obtienen después de la inmunización de ratones con un propéptido aminoterminal trimérico exento de enzimas proteolíticas. Además, el documento EP 0304292A2 describe un RIA de equilibrio que es más fácil realizar que los RIA de no equilibrio mencionados en las solicitudes de las patentes anteriores. Una descripción detallada del ensayo, que está comercialmente disponible de Orion Diagnostica, Espoo, Finlandia, lo publicaron Risteli y col., 1988.
La producción de dos anticuerpos monoclonales como describen en el documento EP 0289930A2 Brocks y col., 1988, y el documento EP 0339443A2 Brockks y col., 1989, ha permitido el desarrollo de un inmunoensayo radiométrico. El patrón de reacción de ambos anticuerpos contra el PIIINP separado mediante cromatografía en gel es muy similar y se caracteriza por la ausencia de reactividad contra el Col1. El ensayo está comercialmente disponible en forma ensayo del PIIINP RIAgnost de tubo recubierto de Behring Diagnostica, Marburg, Alemania. Los autores también reivindican la combinación de estos dos anticuerpos y otros anticuerpos no especificados contra el PIIINP en inmunoensayos sándwich.
Estado de la técnica: producción recombinante del PIIINP
Todos los anticuerpos descritos en la bibliografía y en las diversas patentes se han inducido contra el PIIINP purificado de fuentes humanas o bovinas. Por lo tanto, el epítopo de unión de los anticuerpos no está bien caracterizado.
Numerosas publicaciones han descrito la producción de los recombinantes de procolágenos. Una publicación (Lee y col., 1990) reivindica la producción de un mutante del colágeno \alpha_{2}(I) en el sitio de escisión por la C-proteinasa en las células A2 derivadas de la estirpe de células epiteliales de hígado de rata W8 que es deficiente para el colágeno \alpha_{2}(I). Dos publicaciones recientes describen la expresión recombinante de minigenes del colágeno \alpha_{1}(III) (Lee y Bulleid, 1994; Bulleid y col., 1996). La única expresión recombinante del propéptido N-terminal del procolágeno \alpha_{1}(III), por ejemplo, para los propósitos de las inmunizaciones selectivas, o la expresión del PIIINP truncado, por ejemplo, no se ha descrito para los propósitos de mapeo de epítopos. Las inmunizaciones solamente se han llevado a cabo con los péptidos sintéticos elegidos arbitrariamente de estructura secundaria no investigada.
Aunque las inmunizaciones se realizaron en nuestro caso con un oligopéptido que presumiblemente se producía en forma de una molécula monomérica, los anticuerpos resultante de manera preferente pueden todavía reconocer el PIIINP trimérico. Esto se puede deber al hecho de que un anticuerpo se puede simultáneamente unir a dos epítopos idénticos sobre cadenas adyacentes (Rohde y col., 1983).
Un péptido sintético de la región Col1 (N-ICESCPTGGQNYSP-C) se ha usado para inducir anticuerpos que se reivindican para dirigirse contra el PIINP intacto y que parece que no tiene reactividad cruzada con las formas monoméricas del PIIINP (documento EP 0298210A2 de Brocks y Timpl, 1988). Más tarde, los mismos autores han publicado que los anticuerpos dirigidos contra este péptido no reconocen el PIIINP humano (Brocks y col., 1993).
De la bibliografía citada anteriormente resulta evidente que los planteamientos de mapeo de epítopos sistemáticos que utiliza la tecnología de DNA recombinante no se han descrito antes para el PIIINP.
Estado de la técnica: anticuerpos contra el PIIINP
Existe un considerable interés en los anticuerpos generados contra el PIIINP. Una fuente (Rohde y col., 1979) describe la generación de los anticuerpos policlonales reactivos contra el PIIINP y reivindica su uso como herramienta de diagnóstico para las determinaciones del PIIINP en muestras de sueros humanos. Para las inmunizaciones, se utilizó el dominio purificado del Col1 del procolágeno de tipo III bovino. Los resultados de esta investigación eran también el sujeto del documento EP 000490A1 de Timpl, 1979.
La generación de anticuerpos contra el fragmento del oligopéptido sintético (N-ICESCPTGGQNYSP-C) ha sido el sujeto del documento EP 0298210B2 de Brocks y Timpl, 1988. Los anticuerpos que reconocen este antígeno se reivindicaron para reconocer el PIIINP intacto en sueros de roedores también. Sin embargo, los anticuerpos no eran de reactividad cruzada con el PIIINP humano (Brocks y col., 1993).
Los documentos EP 0289930 de Brocks y col., 1988, y EP 0339443 de Brocks y col, 1989, reivindica la generación de dos anticuerpos monoclonales que son selectivos para el reconocimiento del PIIINP humano intacto en diversos fluidos corporales. En particular, reivindican la generación de los anticuerpos monoclonales que se dirigen contra un epítopo que no se localiza sobre Col1 en el documento EP 0289930 y en el documento EP 0339443. Aunque el anticuerpo reivindicado en el documento EP 0289930 reconoce exclusivamente la especie de mayor peso molecular y el PIIINP intacto aunque no reacciona con los productos de degradación del Col1, el anticuerpo reivindicado en el documento EP 0339443 reconoce una especie adicional del PIIINP que es mayor en peso molecular que el Col1 pero más pequeño que el PIIINP intacto. La naturaleza exacta del antígeno y la base de esta interacción no se explica adicionalmente. El reconocimiento de una especie del PIIINP intermedia discreta adicionalmente es el fundamento de la heterogeneidad de los antígenos del PIIINP circulante y enfatiza la necesidad de identificar claramente la naturaleza del epítopo que se reconoce en cada caso.
De la bibliografía citada anteriormente resulta evidente que no se han descrito hasta ahora los anticuerpos monoclonales con los epítopos de unión bien definidos que reconocen el PIIINP.
La falta de la unión detallada arroja dudas en el valor de diagnóstico de las determinaciones del PIIINP que usa estos anticuerpos.
Estado de la técnica: control de procedimientos de las enfermedades fibróticas
Una serie diversa de enfermedades se asocia con la producción inapropiada o no regulada del colágeno. Las mediciones del PIIINP se pueden realizar a partir de sueros de pacientes o de otros fluidos corporales de pacientes con estas enfermedades. Entre estas están la fibrosis hepática de diversas etiologías, cirrosis alcohólica, cirrosis biliar, hepatitis, esquistosomiasis, fibrosis cardiaca de diversas etiologías, fibrosis intersticial idiopática, fibrosis pulmonar idiomática, fibrosis pulmonar intersticial, fibrosis pulmonar aguda, síndrome de insuficiencia respiratoria aguda, fibrosis perimuscular, fibrosis pericentral, dermatofibroma, fibrosis renal, neuropatía diabética, glomerulonefritis, escleroderma sistémico y localizado, queloides, cicatrices hipertróficas, adherencias de articulaciones graves, artrosis, mielofibrosis, cicatrización corneal, fibrosis cística, fibrosis muscular, distrofia muscular de Duchenne, constricción esofágica, cicatrización retroabdominal, enfermedad de Crohn, colitis ulcerosa, aneurisma de grandes vasos.
Además los trastornos fibróticos se pueden inducir o iniciar mediante revisiones de cicatrices, cirugías plásticas, glaucoma, fibrosis de cataratas, cicatrización corneal, adherencias de articulaciones, enfermedad de transplante frente al hospedador, cirugía de tendón, constricción nerviosa, contractura de Dupuytren, adherencias de OB/GYN, adherencias pélvicas, fibrosis peridural, enfermedades de la glándula tiroides o paratiroides, enfermedad ósea metastásica, mieloma múltiple y reestenosis.
La diagnosis precoz es esencial para un potencial tratamiento de estas enfermedades. Hasta ahora, los ensayos de suero para enfermedades fibróticas no están bien establecidos y la diagnosis final debe basarse completamente sobre biopsias invasivas.
Las mediciones del PIIINP también se pueden realizar para medir la relación de síntesis de colágeno en pacientes que se someten a terapia con glucocorticosteroides.
Además, los anticuerpos dirigidos contra el PIIINP se pueden usar para evaluar la síntesis de colágeno en muestras de tejidos de pacientes con enfermedad fibrótica mediante la tinción inmunohistoquímica de secciones en criostato y parafina.
Aplicaciones de inmunoensayo
El inmunoensayo de la invención comprende la reacción de dos anticuerpos con una muestra de fluido humano, en la que el anticuerpo de captura se une específicamente a la mayor parte de los 30 aminoácidos N-terminales de la molécula del PIIINP. Este anticuerpo de captura se une preferentemente a este PIIINP trimérico. Un segundo anticuerpo de especificidad de epítopo diferente se usa para detectar este complejo. Preferiblemente los anticuerpos son monoclonales y dichos ambos anticuerpos del ensayo se unen específicamente a la proteína.
El anticuerpo o anticuerpos del ensayo que se une específicamente al PIIINP muestra preferiblemente menos de aproximadamente 3% de reactividad cruzada, en un ensayo tal como se describe en el ejemplo 6 más adelante en este documento o un ensayo similar con una muestra de plasma humano, con PIIICP, PICP, colágeno (III), colágeno (I) y colágeno (VI).
"Anticuerpo", "anticuerpo de la invención" u otro término similar como se usa en esta memoria descriptiva incluye una inmunoglobulina entera así como los fragmentos de unión antigénicos o los fragmentos inmunorreactivos que se unen específicamente al PIIINP, incluyendo Fab, Fab', F(ab')_{2} y F(v).
La muestra de fluido humano usada en el ensayo de la invención puede ser cualquier muestra que contiene el PIIINP, por ejemplo, sangre u orina. Típicamente se emplea una muestra de suero o plasma.
Los anticuerpos de la invención se pueden preparar mediante las técnicas generalmente conocidas en la técnica, y habitualmente se generan para una muestra del PIIINP. Los anticuerpos también se pueden generar a partir de un péptido inmunogénico que comprende uno o más epítopos del PIIINP que muestran por el PIIINP nativo.
Más particularmente, los anticuerpos se pueden preparar inmunizando un mamífero con una muestra purificada del PIIINP, o un péptido inmunogénico como se ha descrito anteriormente, solo o acomplejado con una captura. Los mamíferos adecuados incluyen los animales de laboratorio habituales tales como ovejas, cabras, conejos, cobayas, ratas y ratones. Las ratas y ratones, especialmente los ratones, se prefieren para obtener los anticuerpos monoclonales. El antígeno se puede administrar al mamífero mediante cualquiera de las numerosas vías adecuadas tales como inyección subcutánea, intraperitoneal, intravenosa, intramuscular o intracutánea.
Preferiblemente la inmunización se hace mediante inyección subcutánea, intraperitoneal o intravenosa. El intervalo de inmunización óptimo, dosis de inmunización, etc., puede variar dentro de intervalos relativamente amplios y se pueden determinar empíricamente basándose en esta descripción. Los procedimientos típicos incluyen la inyección del antígeno varias veces durante un número de semanas. Los anticuerpos se recogen del suero del animal inmunizado mediante las técnicas habituales y se analizan para encontrar los anticuerpos específicos para el PIIINP. Los anticuerpos monoclonales se pueden producir en las células que producen los anticuerpos y las células utilizadas para generar los anticuerpos monoclonales usando las técnicas de fusión habituales para formar las células de hibridoma. Habitualmente esto implica fusionar la célula productora de anticuerpos con una estirpe celular inmortal, tal como una célula de mieloma, para producir la célula híbrida. Como alternativa, los anticuerpos monoclonales se pueden producir a partir de células mediante el procedimiento de Huse y col., (1989).
Un protocolo adecuado prevé la inmunización intraperitoneal de un ratón con una composición que comprende el PIIINP purificado llevado a cabo durante un período de aproximadamente dos a siete meses. Las células esplénicas se pueden eliminar del ratón inmunizado. Los sueros del ratón inmunizado se ensayan para los títulos de los anticuerpos específicos para el PIIINP antes de la escisión de las células esplénicas. Las células esplénicas de los ratones escindidas se condensan después a una estirpe celular linfoide homogénea o heterogénea adecuada (preferiblemente homogénea) que tiene un marcador tal como la deficiencia de la hipoxantina guanina fosforribosiltransferasa (abreviadamente en inglés HGPRT) o deficiencia de la timidinaquinasa (TK). Preferiblemente una célula de mieloma se emplea como la estirpe celular linfoide. Las células de mieloma y las células esplénicas se mezclan juntas, por ejemplo, en una relación de células de mieloma a células esplénicas de aproximadamente 1 a 4. Las células se pueden fusionar mediante el procedimiento de polietilenglicol (PEG). El hibridoma así clonado se desarrolla en un medio de cultivo, por ejemplo, RPMI-1640 (Moore y col., 1967).
Los hibridomas, desarrollados después del procedimiento de fusión, se analizan, por ejemplo, mediante radioinmunoensayo o inmunoensayo enzimático, para secreción de anticuerpos que se unen específicamente al PIIINP, por ejemplo, se seleccionan los anticuerpos que se unen al PIIINP completo, a la región I de la subsecuencia pero no a la región II. Preferiblemente se emplea un ELISA para el análisis. Los hibridomas que muestran resultados positivos tras dicho análisis se pueden expandir y clonar limitando el procedimiento de dilución. Además, los análisis se realizan preferiblemente para seleccionar los anticuerpos que se pueden unir al PIIINP en disolución así como en las muestras de fluidos humanos.
El ensayo de la invención se ilustra mediante el siguiente protocolo usando la fosfatasa alcalina como marcador del anticuerpo conjugado. Una muestra de ensayo, por ejemplo, una muestra de suero humano, se añade a un anticuerpo del PIIINP (es decir, un anticuerpo que se une al PIIINP) unido sobre una captura tal como una placa de microtítulo y la reacción anticuerpo - antígeno se lleva a cabo, seguido de la adición del anticuerpo de PIIINP conjugado marcado con fosfatasa alcalina obtenido como se ha indicado anteriormente, y después se realiza una reacción anticuerpo - antígeno. Los anticuerpos habitualmente se disuelven en disolución antes de poner en contacto con la muestra de ensayo. Los diluyentes adecuados incluyen los conocidos en la técnica para uso en inmunoensayos. Una disolución específicamente preferida para disolver los anticuerpos para poner en contacto con una muestra de ensayo contiene Tris 20 mM, cloruro sódico 500 mM, IgG de ratón 0,05 mg/ml y BSA al 5% (p/v).
Preferiblemente, tanto los anticuerpos de captura como los conjugados del ensayo de la invención se unen específicamente al PIIINP, y el anticuerpo unido al soporte, la muestra de fluido humano y el anticuerpo marcado se incuban juntos, seguido de las etapas de lavado para retirar cualquier anticuerpo marcado no unido y la muestra de plasma humano distinta del PIIINP que ha reaccionado. Los agentes de lavado adecuados incluyen los conocidos en la técnica para uso en los inmunoensayos. Una disolución de tampón específicamente preferida contiene 27,2 g/l de imidazol, 17,5 g/l de cloruro sódico y 4 ml/l de Tween® 20. Si es necesario, se añade al ensayo un sustrato para la fosfatasa alcalina y los productos de reacción se ensayan para la actividad enzimática midiendo la absorbancia o fluorescencia del producto resultante. La cantidad detectada de anticuerpo marcado unido es directamente proporcional a la concentración del PIIINP en la muestra de suero humano ensayado. Así que una determinación cuantitativa de la concentración del PIIINP en la muestra de ensayo de plasma se puede determinar mediante la comparación de la absorbancia o fluorescencia de la muestra de ensayo con los valores de absorbancia obtenidos a partir de soluciones patrones que contienen cantidades conocidas del PIIINP. Puede ser deseable preparar las curvas de calibración a partir de los valores de absorbancia obtenidos de numerosas soluciones patrones para facilitar la interpretación de los valores obtenidos de una muestra de ensayo.
Un inmunoensayo específicamente preferido de la invención se llevó a cabo como sigue. El anticuerpo monoclonal de captura y el anticuerpo monoclonal conjugado marcado con fosfatasa alcalina (AP) se incubó junto con una muestra de plasma humano a 37ºC durante 30 minutos. Después la placa se lavó y se incubó durante 15 minutos a temperatura ambiente con sustrato de AP y se cuantificó el conjugado unido.
El PIIINP se puede purificar a partir de una muestra de suero humano mediante el uso de los complejos de captura acoplados con uno o más anticuerpos de la invención en cantidades suficientes para la inmunización. Se purificaron cantidades suficientes y por lo tanto la invención incluye los procedimientos para obtener el PIIINP purificado usando los anticuerpos de la invención y los aparatos relacionados. Un procedimiento de purificación proporciona el acoplamiento de un anticuerpo de la invención sobre una captura apropiada como se conoce en la técnica, tal como un gel o resina, después se envasa la captura en una columna, y después se eluye una disolución de muestra que contiene el PIIINP a través de la columna para absorber selectivamente el PIIINP. El anticuerpo se puede acoplar adecuadamente sobre la captura mediante procedimientos conocidos, por ejemplo, el procedimiento del bromuro de cianógeno, el procedimiento del glutaraldehído, el procedimiento de la carbodiimida acuosa, el procedimiento del éster activo, y similares. El anticuerpo también se puede absorber físicamente sobre la superficie de la captura.
Ejemplo 1 Producción del PIIINP recombinante Clonación de cDNA del PIIINP
Se llevó a cabo PCR siguiendo las recomendaciones de los fabricantes para condiciones tampón con 2,5 unidades de polimerasa Taq (Boehringer Mannheim, Alemania). Se añadieron dos cebadores específicos con sitios de restricción KpnI y HindIII integrados en sus respectivos extremos 5' (P1 y P5, tabla 1) a una concentración final de 500 fM cada una. Se utilizó 1 \mul de cDNA de clon - Rápido de aorta humana como molde en una reacción de 100 \mul de PCR. La PCR se llevó a cabo con un termociclador UNO de alto rendimiento fabricado por Biometra, Alemania. Se utilizó el siguiente programa: etapa inicial de desnaturalización del molde: 5 minutos a 94ºC. Las condiciones habituales de ciclo fueron: 45 segundos a 94ºC, 60 segundos a 55ºC, 60 segundos a 72ºC. Se llevaron a cabo 30 ciclos. Una etapa de ampliación de 420 segundos completó el programa. El fragmento de PCR resultante se purificó a partir de un gel de agarosa al 2% con un estuche de extracción de gel QIAEX II (Qiagen, Alemania) y fosforilado mediante tratamiento con polinucleotidoquinasa de T4 (Boehringer Mannheim, Alemania). El vector de fagomido bacteriano pBluescript SK^{-} se digirió con la enzima de restricción SmaI (Boehringer Mannheim, Alemania) y el plásmido linealizado se desfosforiló con fosfatasa de intestino de ternera de Boehringer Mannheim, Alemania. El fragmento de PCR modificado enzimáticamente y el vector se ligaron con ligasa de T4 (Boehringer Mannheim, Alemania) durante 12 horas a 16ºC. Todas las etapas de modificación enzimática se llevaron a cabo según las recomendaciones de los fabricantes. El plásmido ligado se transformó en la estirpe de E. coli sure II (Stratagene, Estados Unidos) según el procedimiento descrito en Sambrook y col, 1988. Las colonias resultantes se expandieron en medio LB con 100 \mug/ml de ampicilina y el DNA de plásmido se aisló según el protocolo de Quiagen Mini Kit (Qiagen Alemania). El plásmido se ensayó para la integración de la inserción mediante digestión con KpnI y HindIII (Boehringer Mannheim, Alemania) según las recomendaciones de los fabricantes. Se identificó un clon positivo (hP5). El clon se expandió, se verificó la secuencia mediante la secuenciación del nucleótido de doble direccionalidad en un secuenciador de Applied Biosystems (Estados Unidos), y se aislaron cantidades mayores del plásmido hP5. Éste servía como molde para todas las construcciones de expresión descritas más adelante en este documento.
Posteriormente, el plásmido hP5 servía como molde para la generación de una construcción de la expresión diana His N-terminal comprendiendo la región de propéptidos entera pero careciendo de la presecuencia localizada N-terminalmente y la región de telopéptidos distal al sitio de escisión por la N-proteinasa. Para este fin, se usó 1 \mug de plásmido hP5 como molde y la amplificación se llevó a cabo con los cebadores P3 y P14 (véase la tabla 1 para la información de secuencias). P3 y P14 contenían los sitios de restricción KpnI y HindIII y sus extremos, respectivamente. Se llevaron a cabo 12 ciclos de PCR en las mismas condiciones de ciclo como se ha descrito anteriormente. Este producto de PCR se subclonó de manera extremo romo en el vector de fagomido bacteriano pBluescript SK^{-}. Se obtuvo un plásmido que contenía el cDNA del PIIINP maduro y se designó 4.5. Este plásmido se digirió con KpnI y HindIII (Boehringer Mannenheim, Alemania) y el cDNA del PIIINP se purificó a partir de un gel de agarosa al 2%. Posteriormente se fosforiló la inserción. Se ligó con el plásmido de expresión diana de His PQE30 (Qiagen, Alemania) que se había digerido previamente con el mismo conjunto de enzimas de restricción que la inserción, y se desfosforiló. Se transformaron las E. coli sure II competentes con el plásmido. Se identificó y se expandió una colonia que llevaba el derivado de pQE30 con la secuencia de PIIINP. Todas las etapas de modificación se llevaron cabo de manera análoga al procedimiento indicado para la generación de hP5. El clon se designó 4.5.2.
Expresión y purificación de la proteína de fusión del PIIINP N-terminal diana recombinante y la generación de mutantes truncados N- y C-terminalmente
En resumen, después de usa segunda transformación, la proteína de fusión diana N-terminal His se expresó en la cepa de E. coli M15 que llevaba el plásmido pREP4 (según el manual de QIAexpresionist, p. 35, Qiagen, Alemania, temperatura de incubación 37ºC). La proteína de fusión recombinante se purificó sobre una columna de Superflow Ni-NTA (Qiagen,Alemania) según el protocolo de purificación del fabricante (Protocolo 7, manual QIAexpresionist, pp. 45 - 46 Qiagen, Alemania).
Para la generación de una proteína truncada N-terminalmente, se utilizó un cebador que reconocía una secuencia cadena debajo de la secuencia que codifica los 30 primeros aminoácidos N-terminales del PIIINP (P11-2, tabla 1) en combinación con un cebador específico para la secuencia que comprendía el sitio de escisión por la N-proteinasa localizado en el terminal C (P14, tabla 1). Los procedimientos experimentales eran completamente análogos a los descritos para la construcción del plásmido 4.5.2. excepto que la inserción se subclonó en el vector de expresión de pQE31 (Qiagen, Alemania) y que el cebador cadena arriba (P11-2) contenía un sitio de restricción PstI en su extremo 5'. Por lo tanto, la inserción y el vector se digirieron con PstI (Boehringer Mannheim, Alemania) en lugar de KpnI. Esta construcción se designó clon6. Después de la inducción con IPTG una proteína de fusión N-terminal que carecía de los primero 30 aminoácidos del dominio Col1 del PIIINP y que diferían del péptido derivado de 4.5.2 en la secuencia de aminoácidos adyacente a la secuencia de aminoácidos N-terminal diana His se purificó sobre una columna Ni-NTA.
Se generó otra secuencia de cDNA del PIIINP truncada mediante PCR usando un par de cebadores que reconocía la secuencia que codifica el extremo N-terminal de la molécula (P3, tabla 1) y la secuencia justo cadena arriba de la secuencia que codifica el dominio Col2 entero (P12, tabla1). Después de la subclonación de este fragmento en el vector de expresión de pQE30, transformación, expresión de la proteína recombinante y su purificación, se obtuvo un PIIINP carente de 21aminoácidos en su extremo C cuando se compara con la molécula no truncada. La construcción se designó 2.8.6. De nuevo, todos los procedimientos experimentales se llevaron a cabo de manera análoga a los descritos para la preparación del plásmido 4.5.2.
Intentos de multimerización con rhPIIINP
Las proteínas purificadas se separaron mediante electroforesis sobre un gel SDS al 12,5% (Sambrook y col, 1989). Para determinar qué especies de PIIINP unidas por disulfuros de peso molecular y mutantes truncados se expresaban de manera recombinante en la cepa M15 con el plásmido pREP4, se omitió el mercaptoetanol [5% (v/v)] como agente reductor de los tampones de muestra y las bandas resultantes se compararon con un patrón de tamaño molecular y con sus homólogos reducidos con mercaptoetanol.
Comparando la especie de PIIINP no reducida con la proteína reducida, que aparecía como una banda sobre un gel de SDS, resulta evidente que el PIIINP recombinante se sintetizaba ampliamente en forma de una proteína monomérica. Solamente las especies con movilidades electroforéticas correspondientes a los monómeros eran discernibles en cada caso (figura 3).
Secuenciación de aminoácidos de las proteínas recombinantes purificadas
La preparación de la muestra de PIIINP para eliminar el tampón y otros recombinantes se realizó usando el cartucho de preparación de muestras ProSpin de Appied Biosystem (Estados Unidos) y concentradores Centricon (Amicon, Estados Unidos), mediante transferencia en sobre membrana de PVDF después de electroforesis sobre gel SDS o mediante la filtración por gel en ácido fórmico sobre una columna de gel de sílice. Se utilizaron una unidad de electroforesis vertical (LKB/Pharmacia, Alemania), una célula de transferencia trans y un suministro eléctrico para el modelo de transferencia 250/2,5 (BioRad, Alemania). Los reactivos para la electroforesis y la membrana de PVDF eran de BioRad. Todos los compuestos químicos usados eran de pureza proanálisis o bioquímica (Merck, Alemania). El marcador de la proteína preteñida era de BioRad (Alemania).
El análisis de la secuencia N-terminal de los fragmentos del PIIINP se realizaron usando el secuenciador de fase gas - líquido - sólido 473A de Appied Biosystems. Se usó el programa de secuenciador habitual. El secuenciador, los diferentes programas de ejecución, los ciclos, así como el sistema de separación de PHT, se describen en detalle en el manual respectivo (sistema de secuenciación de proteínas del manual de usuario modelo 473A (1989), Applied Biosystems , Estados Unidos). La detección de los aminoácidos de PHT se realizó en línea usando una columna RP-18 (220 mm \times 2 mm, material de 5 \mu) columna de PTH de Applied Biosystems. Los aminoácidos de PTH se identificaron y se cuantificaron mediante un patrón de 50 pM de todos los aminoácidos de PHT. Los datos se recogieron y se integraron usando el sistema de datos del secuenciador 610A de Applied Biosystems. Se utilizaron para la secuenciación aproximadamente 20 ng de los fragmentos del PIIINP respectivos.
Las proteínas 4.5.2, y 2.8.6 y clon6 se secuenciaron N-terminalmente como se ha descrito anteriormente. El número de ciclos era suficiente en cada caso para alcanzar la secuencia de colágeno de la proteína de fusión. La tabla 2 resume los resultados de la secuenciación de los aminoácidos de tres proteínas de PIIINP representativos. Era idéntica a la secuencia publicada en cada caso.
Ejemplo 2 Inmunización
Hembras de ratones BALB/c se inmunizaron con PIIINP para proporcionar los dadores de bazo para la fusión de PEG, descrita más adelante en este documento, que generaba los anticuerpos monoclonales que se unían específicamente al PIIINP.
Hembras de ratones BALB/c se sensibilizaron con 10 \mug cada una de PIIINP purificado en una emulsión inmunógena preparada como sigue:
0,125 ml del propéptido-N-terminal-procolágeno-III (325 \mug/ml en Tris 50 mM/NaCl 50 mM/EDTA 0,1 mM pH 7,4).
1,500 ml de adyuvante de Freund completo
1,375 ml de disolución salina tamponada con fosfatos de Dulbecco
Cada ratón se inyectó con 0,5 ml de esta emulsión inmunógena i. p. Los ratones se reinmunizaron con dosis de hasta 50 \mug de PIIINP purificado i. p. en un protocolo de inmunización que se llevó a cabo durante aproximadamente seis meses.
Ejemplo 3 Ensayo ELISA para anticuerpos de PIIINP Recubrimiento de placas de microtitulación con PIIINP
El PIIINP se diluyó con un tampón de recubrimiento (tampón carbonato, pH 9) a una concentración de 1 \mug/ml. 100 \mul de cada disolución (10 ng de PIIINP) se colocaron en cada pocillo de las placas de microtitulación, que se cerraron herméticamente y se incubaron durante una noche a 2 - 8ºC. Después los contenidos de los pocillos se aspiraron y las placas se lavaron una vez con tampón de lavado/almacenamiento, se aspiró el lavado, y las placas se volvieron a cerrar herméticamente otra vez. Las placas se almacenaron a 2 - 8ºC hasta uso.
Ejemplo 4 Preparación de hibridomas
Los hibridomas que secretan anticuerpos monoclonales para propéptido-N-terminal-procolágeno-III se generaron mediante la fusión de dos células. Se empleó la técnica de fusión de PEG. Las células de mieloma usadas eran HRPT menos P3 - X63-Ag8.653 (P3X) (ATCC CRL1580). La selección para los híbridos se efectuó usando medios HAT (hipoxantina, aminopterina y timidina). Las células de mieloma P3X no sobrevivieron en este medio ya que carecen del aparato para usar hipoxantina para producir purinas. La aminopterina presente en el medio bloquea la síntesis endógena de purinas y pirimidinas.
Fusión para formar hibridoma propéptido-N-terminal-procolágeno-III Preparación de esplenocitos
Las células de bazo se obtuvieron de un ratón inmunizado con propéptido-N-terminal procolágeno-III como se ha descrito en el ejemplo 1. Las células se liberaron del bazo usando un fórceps y una aguja, después se suspendieron en 12 ml de medio completo frío al 20% sin suero (base de RPMI 1640, Gibco). Después las células se centrifugaron a 200 g durante 10 minutos después de lo cual el sobrenadante se retiró mediante aspiración, y las células se resuspendieron otra vez en medio frío. Este procedimiento de lavado se repitió dos veces, y las células se resuspendieron en un volumen final de 10 ml. El recuento de células viables de los esplenocitos era 1,7 \times 10^{8} con una viabilidad de 98% mediante la técnica de exclusión de azul tripano.
Preparación de mieloma
Las células de mieloma se recogieron mecánicamente, se reunieron y se centrifugaron a 200 g durante 10 minutos después de o cual se retiró el sobrenadante por aspiración, y las células se resuspendieron en 50 ml de medio completo al 20%. El recuento de células viables de las células de mieloma era 2,9 x 10^{6} células viables por ml con una viabilidad de 76%.
Fusión de los esplenocitos y células de mieloma
Los esplenocitos y 15 ml de la suspensión de la células de mieloma se combinaron en una relación de células de bazo a células de mieloma de aproximadamente 4:1 con un recuento de células viables total de 2,13 \times 10^{8}. El volumen se llevó hasta 50 ml con medio completo frío al 20% sin suero y después las células se centrifugaron a 200 g durante 10 minutos. Después el sedimento de células se lavó dos veces con este medio a un volumen de 50 ml. Después del lavado final, el sobrenadante se retiró mediante aspiración y el sedimento se centrifugó a 200 g durante 3 minutos y el sobrenadante restante se aspiró. Después las células se fusionaron con PEF al 40% (peso molecular 7.000 a 9.000) tamponado en RMPI 1640; la fusión se realizó en un tubo mantenido en un baño de agua caliente (37ºC). 1 ml de disolución de PEG calentada hasta 37ºC se añadió al sedimento y se incubó durante 1 minuto. Después la disolución de PEG diluyó mediante la adición de 20 ml de medio completo al 20% caliente sin suero. Las células fusionadas se incubaron a 37ºC durante 10 minutos y después de centrifugó a 200 g durante 10 minutos.
Después el sedimento de células fusionadas se resuspendió en 50 ml de medio completo al 20% y se sembró a densidades de células de 1,09 \times 10^{5} a 4,26 \times 10^{5} por pocillo. Las células se sembraron en un volumen final de 200 \mul por pocillo de medio completo al 20% con 250 unidades/ml de IL-6. Después de incubación durante una noche a 37ºC y CO_{2} al 10%, la mitad del medio en cada pocillo se aspiró y las células se alimentaron con HAT al 20%, HAT al 20% con 5 \mug/ml de STM o HAT al 20% con 500 unidades/ml de IL-6. Las células se exploraron visualmente y se alimentaron periódicamente con estos medios durante varias semanas, mientras el crecimiento de los hibridomas se controló y los pocillos en crecimiento se analizaron para la presencia de anticuerpos anti-PIIINP comenzando el día 12 hasta el14 después de la fusión usando las placas de microtitulación recubiertas con PIIINP descritas anteriormente y los procedimientos habituales bien conocidos por los expertos bioquímicos.
Ejemplo 5 Aplicación del PIIINP recombinante y de los péptidos del PIIINP truncados para la caracterización de la especificidad de los epítopos de los anticuerpos monoclonales inducidos contra el PIIINP recombinante Principio
Para analizar los anticuerpos monoclonales específicos de epítopos, se usaron los tres péptidos recombinantes. Los anticuerpos monoclonales que reconocen los tres péptidos no usaron ninguno adicional debido a que estos anticuerpos se dirigían bien contra la diana His N-terminal o contra la región entre los epítopos muy N-terminales del Col1 y el comienzo del Col2. Los anticuerpos que reconocen solamente el péptido completo (4.5.2) y el péptido de deleción C-terminal (2.8.6) carente de la mayor parte de los 21 aminoácidos C-terminales correspondiente a una deleción del dominio Col2 entero y que no reacciona con el péptido de deleción N-terminal (clon 6) carente de la mayor parte de los 30 aminoácidos localizados C-terminalmente se clasificaron como específicos de los epítopos para la región Col1 N-terminal. La figura 2 muestra los epítopos presentes sobre todas las construcciones del PIIINP y la tabla 4 resume los resultados de ELISA y ensayos de transferencia de Western obtenidos con los diferentes anticuerpos y antígenos.
Mediante el mismo indicio, los anticuerpos que reconocen solamente el péptido completo (4.5.2) y el péptido de deleción N-terminal (clon 6) se identificaron como específico de los epítopos para el dominio Col2 localizado N-terminalmente.
Para caracterizar las características de unión de los anticuerpos monoclonales generados recientemente, se aplicaron las técnicas tanto ELISA como de transferencia de Western. Se seleccionaron dos anticuerpos monoclonales adecuados (mAb 35J22 y mAb 35J23) que reconocían exclusivamente la mayor parte de los 30 aminoácidos N-terminales del PIIINP y sus epítopos de unión y que permitían la detección sensible de PIIINP nativa de muestras de pacientes.
1. ELISA
Después de la identificación del título óptimo que usa el PIIINP recombinante completo en un ensayo ELISA donde el PIIINP recombinante se recubrió a una concentración de masa fija, los péptidos de deleción se recubrieron a la misma concentración, y la intensidad de la señal se determinó de una manera análoga exacta al PIIINP completo. La tabla 4 resume los resultados de este ensayo ELISA para el anticuerpo monoclonal 35J23 y reconocimiento de los diferentes antígenos.
2. Transferencia de Western
Después de la determinación de los títulos óptimos de los diferentes anticuerpos las tres variantes del PIIINP se sometieron a electroforesis a concentraciones molares iguales y se realizaron las transferencias de Western. Las diferencias en el reconocimiento de antígenos se podrían así correlacionar con la especificidad de los epítopos.
Ejemplo 6 Inmunización con un oligopéptido para inducir anticuerpos que son selectivos para el dominio Col2
Con el fin de inducir los anticuerpos selectivos para el dominio Col2 se eligió una secuencia de oligopéptidos correspondiente a los 21 aminoácidos localizados inmediatamente N-terminal al sitio de escisión por la N-proteinasa. La secuencia exacta el péptido se proporciona en la tabla 3. Los 14 últimos aminoácidos de la secuencia de oligopéptidos son idénticos a la secuencia del dominio Col2 del PIIINP. Ya que el epítopo de unión de un anticuerpo monoclonal típico es de al menos 6 aminoácidos, los anticuerpos inducidos contra este oligopéptido reconocen típicamente una subsecuencia de la región Col2.
Se indujo un anticuerpo monoclonal, mAB 35JC2 y se caracterizó adicionalmente.
Ejemplo 7 Establecimiento de un inmunoensayo del PIIINP basándose en el reconocimiento de dos epítopos complementarios de la molécula del PIIINP mediante dos anticuerpos monoclonales diferentes
Las mediciones de las concentraciones de propéptido N-terminal del procolágeno (III) (abreviadamente en inglés PIIINP) en los sueros de los pacientes se llevaron a cabo empleando la tecnología sándwich. Un anticuerpo monoclonal específico de un epítopo que reconoce un epítopo N-terminal de la molécula del PIIINP (mAb 35J23) se unía específicamente e inmunizaba el PIIINP del suero circulante. Se usó un segundo anticuerpo monoclonal (mAb JC2) para detectar este complejo.
La combinación de los anticuerpos monoclonales específicos del sitio como se han descrito anteriormente reconocía exclusivamente especies de peso molecular más alto del PIIINP que se refieren a la deposición de novo del procolágeno (III) en la matriz extracelular en los sueros de todos los pacientes y controles. Esta especificidad para el PIIINP intacto distingue además el nuevo ensayo de los ensayos que reconocen adicionalmente las especies de peso molecular más bajo. Los fragmentos del PIIINP más cortos probablemente representan los productos de degradación que emanan del PIIINP y pueden no reflejar necesariamente la síntesis del colágeno reciente. Por lo tanto, el nuevo ensayo descrito anteriormente es muy específico para el propósito de controlar la síntesis de colágeno frente a la descomposición del colágeno.
Ejemplo 8 Establecimiento de un inmunoensayo del PIIINP basándose en la captura de la molécula del PIIINP mediante un anticuerpo monoclonal y detección de este complejo con antisuero monoclonal
Una placa de microtitulación (Nunc Maxisorb, Alemania) se recubrió con mAb 35J23 o mAb 35J22 (2 \mug/ml, 100 \mul de volumen total por pocillo) durante una noche a 4ºC. El siguiente día se eliminó el sobrenadante y los pocillos se bloquearon con BSA al 3% (p/v) en PBS (200 \mul de volumen total por pocillo) durante 2 horas. Se lavaron los pocillos 3 veces con tampón de lavado (Twen 20 al 0,05%, BioRad, Alemania). Posteriormente, se aplicaron 50 \mul de suero de pacientes a cada pocillo durante 1 hora. El suero se retiró de los pocillos y las placas se lavaron 3 veces con tampón de lavado como se ha descrito anteriormente. El antisuero anti-PIIINP policlonal de Biodesign (Reino Unido, lote nº 40331R) se utilizó para detectar este complejo (dilución 1:500 (v/v, 100 \mul de volumen total por pocillo). Después de lavar tres veces, se aplicó el anticuerpo anti-conejo A 0545 marcado con peroxidasa de Sigma (Alemania) (dilución 1:20000 (v/v), 100 \mul de volumen total por pocillo). Después de lavar 5 veces se desarrolló un ensayo ELISA con 100 \mul de sustrato de peroxidasa de TMB + disolución de peroxidasa B (1:1 (v/v), ambas de Laboratorios Kirkegaard y Perry , Estados Unidos) durante 30 minutos. Se detuvo la reacción mediante la adición de 100 \mul de H_{2}SO_{4} 1 N y se determinó la D. O. a 450 nm.
Más sorprendentemente, ambos anticuerpos monoclonales, mAb 35J22 y mAb 35J23, preferentemente se unían al PIIINP trimérico frente a la proteína recombinante monomérica 4.5.2.
Ejemplo 9 Ensayo de PIIINP sobre un inmunoanalizador automático
La figura 3 y la tabla 4 muestran la correlación de la D. O. obtenida con este ensayo con las concentraciones del PIIINP determinadas con Orion RIA cuando las muestras de los mismos pacientes seleccionados se medían con ambos procedimientos.
La curva de calibración mostrada en la figura 4 se obtuvo con el PIIINP recombinante cuando se ensayaba con el ensayo ELISA descrito en el ejemplo 8. El ensayo se realizó como se ha descrito anteriormente para los sueros de los pacientes, excepto que se recubrían diluciones sucesivas del PIIINP recombinante (100 \mul de volumen total). El título del antisuero policlonal anti-PIIINP se varió en este experimento. Los mejores resultados se obtuvieron con diluciones 1:500 de antisuero anti-PIIINP. Cuando se comparan los resultados con las mediciones de los sueros de los pacientes con concentraciones conocidas del PIIINP resulta evidente que este tipo de ensayo preferiblemente reconoce el PIIINP intacto mientras no reconoce ávidamente el material recombinante monomérico. Con el antígeno recombinante el umbral de detección era aproximadamente 100 ng/ml y el intervalo dinámico del ensayo se desplazó a las concentraciones del PIIINP 20 - 100 veces más altas que con el material trimérico en los sueros de los pacientes. Notablemente, el reconocimiento preferencial del material trimérico no se debe al antisuero policlonal que no distingue entre material monomérico y trimérico y se ha mostrado en los ensayos individuales ELISA realizados con el antisuero policlonal solamente (datos no mostrados).
La tabla 5 muestra las concentraciones del PIIINP en los sueros de pacientes con enfermedad hepática fibrótica tipificada en niños. Los datos implican una correlación entre los niveles del PIIINP circulante según se determina con el inmunoensayo de sándwich descrito anteriormente y la gravedad clínica de la enfermedad hepática fibrótica.
El ensayo del PIIINP se estableció como un inmunopensayo de sándwich con adición simultánea de tanto los reactivos como de la muestra, y la adición posterior de partículas magnéticas.
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10 \mul de muestra de suero y 10 \mul de tampón de partículas magnéticas se pipetearon en la cubeta de reacción.
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30 segundos más tarde 65 \mul de reactivo R1 y 65 \mul de reactivo R2 se dispensaron en la cubeta. El reactivo R1 contiene un anticuerpo monoclonal anti-PIIINP con fluoresceína en usa disolución tamponada. El reactivo R2 contiene un anticuerpo anti-PIIINP de especificidad de epítopos diferente conjugado a la fosfatasa alcalina en una disolución tamponada.
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La mezcla de reacción se incubó durante 21 minutos a 37ºC para formar el complejo inmune de sándwich.
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Se añadieron 10 \mul de partículas magnéticas recubiertas con un anticuerpo anti-fluoresceína, y la mezcla se incubó a 37ºC durante 8 minutos adicionales.
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El complejo unido a las partículas se separó de la mezcla de reacción aplicando un campo magnético externo. Se lavaron las partículas para retirar el exceso de muestra y reactivo.
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Se añadieron 300 \mul de p-nitrofenolato a la mezcla de reacción. Se formó el anión de p-nitrofenolato coloreado, y la relación de formación era directamente proporcional a la concentración del PIIINP presente en la muestra. A bajas concentraciones la relación del incremento de absorbancia se controló a 405 nm, a una relación alta de formación de color la longitud de onda del filtro se cambió a 450 nm.
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Tablas
Tabla 1
Secuencias de los cebadores
hP5 (molde que se extiende desde la secuencia de secreción a la región del telopéptido)
P1 y P5
\hskip0,3cm P1: 5'-CGCG GGT ACC AAG GGG AGC TGG CTA CTT CTC–3'
\hskip0,3cm P5: 5'-CGCG AAG CTT AGG ATA GCC TGC GAG TCC TCC–3'
4.5.2 (secuencia de cDNA entera)
P3 y P14
\hskip0,3cm P3: 5'-CGCG GGT ACC CAG GAA GCT GTT GAA GGA GGA–3'
\hskip0,3cm P14: 5'-CGCG AAG CTT GGG AGA ATA GTT CTG AGG AC–3'
Clon6 (deleción N-terminal de 30 aminoácidos adyacentes C-terminalmente a la secuencia guía de secreción)
PP11 - 2 y P14
\hskip0,3cm P11-2: 5'-CGCG CTG CAG TGT GAC TCA GGA TCC GTT CT–3'
\hskip0,3cm P14: 5'-CGCG AAG CTT GGG AGA ATA GTT CTG AGG AC-3'
2.8.6 (deleción C-terminal de 21 aminoácidos adyacentes N-terminalmente al sitio de escisión con N-proteinasa)
P3 - 2 y P12
\hskip0,3cm P3: 5'-CGCG GGT ACC CAG GAA GCT GTT GAA GGA GGA-3'
\hskip0,3cm P12: 5'-CGCG AAG CTT AGG GGA CCC TGG TTG TCC T-3'
Tabla 2
PIIINP 4.5.2
Met-Arg-Gly-Ser-His-His-His-His-His-His-Gly-Ser-Ala-Cys-Glu-Leu-Gly-Thr-Gln-Glu-Ala-Val- Glu-Gly-Gly-...
PIIINP 2.8.6
Met-Arg-Gly-Ser-His-His-His-His-His-His-Gly-Ser-(Ala)-(Cys)-Glu-Leu-Gly-Thr-Gln-Glu-Ala-(Val)-Glu-Gly-Gly-...
PIIINP clon6
Met-Arg-Gly-Ser-His-His-His-His-His-His-Thr-Asp-Pro-His-Ala-Ser-Ser-Val-Pro-Arg-Val-Asp- Leu-Gln-...
La tabla 2 muestra los resultados de la secuenciación N-terminal de las proteínas de fusión diana His del PIIINP. Los aminoácidos de la secuencia del colágeno se imprimen en letras negritas.
Los aminoácidos que no eran directamente discernibles en el procedimiento pero cuya presencia se puede inferir de los resultados de los ciclos de secuenciación posteriores se imprimen entre paréntesis.
TABLA 3
1
La tabla 3 resume los resultados de los ensayos de ELISA que mide la reactividad de los dos anticuerpos monoclonales contra 4.5.2 recombinante y contra las proteínas de deleción. Las secuencias de aminoácidos N-terminales eran idénticas en todos los casos hasta el comienzo de la secuencia del colágeno. La proteína de control, la PIIICP4.1, era una proteína de fusión diana 6xHis idéntica a las proteínas del PIIINP en su secuencia de no colágeno N-terminal y se usó para determinar que los anticuerpos no se dirigían contra la secuencia diana His.
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(Tabla pasa a página siguiente)
TABLA 4
2
La tabla 4 muestra los resultados de las mediciones de las concentraciones de sueros del PIIINP realizados con el ensayo Orion comercialmente disponible y con el ELISA sándwich usando el anticuerpo monoclonal mAb 35J23 y el suero anti-PIIINP policlonal. Los ensayos están en excelente acuerdo (r = 0,94). La tercera columna describe las concentraciones del PIIINP calculadas según se estimó con el ensayo ELISA sándwich.
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(Tabla pasa a página siguiente)
TABLA 5
3
La tabla 5 muestra los resultados las mediciones de las concentraciones de sueros del PIIINP en sueros de pacientes con enfermedades hepáticas fibróticas. Los pacientes se clasificaron según la clasificación clínica de niños. Las mediciones se realizaron con ELISA sándwich con el anticuerpo monoclonal mAb 35J23 y el suero anti-PIIINP policlonal (Biodesign, Reino Unido). Los ensayos se calibraron con sueros donde la concentración del PIIINP se determinó con el estuche Orion RIA y ELISA Sándwich usando el mAb 35J23 y el antisuero anti-PIIINP policlonal. La correlación entre la D. O. en el ensayo ELISA y los valores de estuche Orion era excelente (r = 0,76, datos no mostrados aquí.).
Figuras
La figura 1 muestra la secuencia de cDNA N-terminal de preprocolágeno (III) que se extiende más allá de la región telomérica. Las diferentes localizaciones de los cebadores descritas anteriormente se indican mediante flechas que apuntan en la dirección de la extensión de las cadenas de polinucleótidos.
La figura 2 muestra esquemáticamente las regiones de cDNA codificadas por cada una de las construcciones hP5, 4.5.2, 2,8.6 y clon6.
La figura 3 muestra los resultados de las mediciones de las concentraciones en suero del PIIINP realizadas con el ensayo de Orion comercialmente disponible y su correlación con los resultados del ELISA sándwich con el anticuerpo monoclonal mAb 35J23 y el antisuero policlonal anti-PIIINP. Los ensayos estaban en excelente acuerdo (r = 0,94).
La figura 4 muestra la relación entre las absorciones medidas con el ensayo ELISA sándwich con el anticuerpo monoclonal mAb 35J23 en combinación con el suero policlonal anti-PIIINP y las concentraciones de recubrimiento del PIIINP monomérico recombinante (4.5.2).
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<110> Bayer AG
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\vskip0.333000\baselineskip
<120> Anticuerpo monoclonal y ensayo para detectar PIIINP
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\vskip0.333000\baselineskip
<130> MoAb y ensayo para detectar PIIINP
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\vskip0.333000\baselineskip
<140> 98109688.6
\vskip0.333000\baselineskip
<141> 1998-05-28
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\vskip0.333000\baselineskip
<160> 13
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<170> PatentIn Ver. 2.0
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\vskip0.333000\baselineskip
<210> 1
\vskip0.333000\baselineskip
<211> 519
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<212> DNA
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<213> Cebador
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 1
4
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<210> 2
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<211> 173
\vskip0.333000\baselineskip
<212> PRT
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<213> Humano
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 2
5
6
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 3
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<211> 31
\vskip0.333000\baselineskip
<212> DNA
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<213> Primer
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\vskip0.333000\baselineskip
<220>
\vskip0.333000\baselineskip
<223> Descripción del organismo desconocido: cebador
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 3
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\hskip-.1em\dddseqskip
cgcgggtacc aaggggagct ggctacttct c
\hfill
31
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 4
\vskip0.333000\baselineskip
<211> 30
\vskip0.333000\baselineskip
<212> DNA
\vskip0.333000\baselineskip
<213> Cebador
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\vskip0.333000\baselineskip
<220>
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<223> Descripción del organismo desconocido: cebador
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 4
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\hskip-.1em\dddseqskip
cgcgctgcag tgtgactcag gatccgttct
\hfill
30
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 5
\vskip0.333000\baselineskip
<211> 29
\vskip0.333000\baselineskip
<212> DNA
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<213> Cebador
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<220>
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<223> Descripción del organismo desconocido: cebador
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<400> 5
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\hskip-.1em\dddseqskip
cgcgaagctt aggggaccct ggttgtcct
\hfill
29
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 6
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<211> 31
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<212> DNA
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<213> Cebador
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<220>
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<223> Descripción del organismo desconocido: cebador
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<400> 6
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\hskip-.1em\dddseqskip
cgcgggtacc caggaagctg ttgaaggagg a
\hfill
31
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 7
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<211> 31
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<212> DNA
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<213> Cebador
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<220>
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<223> Descripción del organismo desconocido: artificial
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<400> 7
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\hskip-.1em\dddseqskip
cgcgaagctt aggatagcct gcgagtcctc c
\hfill
31
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 8
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<211> 24
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<212> PRT
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<213> Humano
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<400> 8
\sa{Met Arg Gly Ser His His His His His His Gly Ser Ala Cys Glu Leu}
\sac{Gly Thr Gln Glu Ala Val Glu Gly}
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\vskip0.333000\baselineskip
<210> 9
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<211> 24
\vskip0.333000\baselineskip
<212> PRT
\vskip0.333000\baselineskip
<213> Humano
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<400> 9
\sa{Met Arg Gly Ser His His His His is His Gly Ser Ala Cys Glu Leu}
\sac{Gly Thr Gln Glu Ala Val Glu Gly}
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 10
\vskip0.333000\baselineskip
<211> 24
\vskip0.333000\baselineskip
<212> PRT
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<213> Humano
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 10
\sa{Met Arg Gly Ser His His His His His His Thr Asp Pro His Ala Ser}
\sac{Ser Val Pro Arg Val Asp Leu Gln}
\newpage
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 11
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<211> 21
\vskip0.333000\baselineskip
<212> PRT
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<213> Humano
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 11
\sa{Gly Ser Pro Gly Pro Pro Gly Ile Cys Glu Ser Cys Pro Thr Gly Pro}
\sac{G1n Asn Tyr Ser Pro}
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\vskip0.333000\baselineskip
<210> 12
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<211> 14
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<212> PRT
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<213> Humano
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 12
\sa{Ile Cys Glu Ser Cys Pro Thr Gly Gly Gln Asn Tyr Ser Pro}
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.333000\baselineskip
<210> 13
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<211> 31
\vskip0.333000\baselineskip
<212> DNA
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<213> Poliqueto polinoide "Axial Seamount"
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\vskip0.333000\baselineskip
<400> 13
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\hskip-.1em\dddseqskip
cgcgaagcct gggagaatag ttctgaggac
\hfill
30
\vskip1.000000\baselineskip

Claims (5)

1. Anticuerpo monoclonal dirigido contra un epítopo dentro de la mayor parte de los 30 aminoácidos N-terminales del PIIINP humano.
2. Anticuerpo monoclonal como se ha descrito en 1. caracterizado por la unión preferencial al PIIINP trimérico.
3. Anticuerpo monoclonal inducido contra un oligopéptido con la secuencia N - Gly - Ser - Pro - Gly - Pro - Pro - Gly - Ile - Cys - Glu - Ser - Cys - Pro - Thr - Gly - Pro - Gln - Asn - Tyr - Ser - Pro - C o una subsecuencia del dominio Col2 del PIIINP.
4. Uso de un anticuerpo como se ha descrito en 1. y 2. como un anticuerpo de captura y un anticuerpo como se ha descrito en 3. como un anticuerpo detector en un inmunoensayo sándwich que detecta el PIIINP intacto.
5. Inmunoensayo con un anticuerpo descrito en 1. y 2. solo o en combinación con otros anticuerpos dirigidos contra el PIIINP que detecta específicamente el PIIINP trimérico.
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