EP4146394A1 - Mikrofluidische vorrichtung - Google Patents

Mikrofluidische vorrichtung

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Publication number
EP4146394A1
EP4146394A1 EP21722908.7A EP21722908A EP4146394A1 EP 4146394 A1 EP4146394 A1 EP 4146394A1 EP 21722908 A EP21722908 A EP 21722908A EP 4146394 A1 EP4146394 A1 EP 4146394A1
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
chamber
cells
hydrogel
main chamber
fluid channel
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Pending
Application number
EP21722908.7A
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
Mario ROTHBAUER
Peter Ertl
Silvia Schobesberger
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Technische Universitaet Wien
Original Assignee
Technische Universitaet Wien
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Filing date
Publication date
Application filed by Technische Universitaet Wien filed Critical Technische Universitaet Wien
Publication of EP4146394A1 publication Critical patent/EP4146394A1/de
Pending legal-status Critical Current

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    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
    • B01—PHYSICAL OR CHEMICAL PROCESSES OR APPARATUS IN GENERAL
    • B01L—CHEMICAL OR PHYSICAL LABORATORY APPARATUS FOR GENERAL USE
    • B01L3/00—Containers or dishes for laboratory use, e.g. laboratory glassware; Droppers
    • B01L3/50—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes
    • B01L3/502—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures
    • B01L3/5027—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip
    • B01L3/502715—Containers for the purpose of retaining a material to be analysed, e.g. test tubes with fluid transport, e.g. in multi-compartment structures by integrated microfluidic structures, i.e. dimensions of channels and chambers are such that surface tension forces are important, e.g. lab-on-a-chip characterised by interfacing components, e.g. fluidic, electrical, optical or mechanical interfaces
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M23/00—Constructional details, e.g. recesses, hinges
    • C12M23/02—Form or structure of the vessel
    • C12M23/16—Microfluidic devices; Capillary tubes
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
    • C12M21/00—Bioreactors or fermenters specially adapted for specific uses
    • C12M21/08—Bioreactors or fermenters specially adapted for specific uses for producing artificial tissue or for ex-vivo cultivation of tissue
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
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    • C12M23/20—Material Coatings
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12M—APPARATUS FOR ENZYMOLOGY OR MICROBIOLOGY; APPARATUS FOR CULTURING MICROORGANISMS FOR PRODUCING BIOMASS, FOR GROWING CELLS OR FOR OBTAINING FERMENTATION OR METABOLIC PRODUCTS, i.e. BIOREACTORS OR FERMENTERS
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    • C12M23/34—Internal compartments or partitions
    • G—PHYSICS
    • G01—MEASURING; TESTING
    • G01N—INVESTIGATING OR ANALYSING MATERIALS BY DETERMINING THEIR CHEMICAL OR PHYSICAL PROPERTIES
    • G01N33/00—Investigating or analysing materials by specific methods not covered by groups G01N1/00 - G01N31/00
    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
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    • G01N33/5005—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing involving human or animal cells
    • G01N33/5008—Chemical analysis of biological material, e.g. blood, urine; Testing involving biospecific ligand binding methods; Immunological testing involving human or animal cells for testing or evaluating the effect of chemical or biological compounds, e.g. drugs, cosmetics
    • G01N33/5082—Supracellular entities, e.g. tissue, organisms
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
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    • B01L2300/08—Geometry, shape and general structure
    • B01L2300/0809—Geometry, shape and general structure rectangular shaped
    • B01L2300/0816—Cards, e.g. flat sample carriers usually with flow in two horizontal directions
    • B—PERFORMING OPERATIONS; TRANSPORTING
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    • B01L2300/0809—Geometry, shape and general structure rectangular shaped
    • B01L2300/0829—Multi-well plates; Microtitration plates
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    • G01N33/48—Biological material, e.g. blood, urine; Haemocytometers
    • G01N33/483—Physical analysis of biological material
    • G01N33/4833—Physical analysis of biological material of solid biological material, e.g. tissue samples, cell cultures

Definitions

  • the present invention relates to the field of microfluidic devices.
  • 3D cell culture techniques were combined with microfluidics, which makes this 3D cultivation method, known as organ-on-a-chip, more physiologically relevant.
  • Organ-on-a-Chips The main advantage of Organ-on-a-Chips is the precise spatially resolved control over molecules and fluids, whereby physiological molecular gradients and flows can be reflected. In addition, this control allows different cell types to be cultivated together in a controlled manner, which leads to more body-like functions of organoids or vascularization of the microchips.
  • Organ-on-a-chips as a disease model can be used on the one hand to identify new points of attack for combating disease and on the other hand to evaluate the toxicity and effectiveness of existing active ingredients.
  • Organ-on-a-chips represent an intermediate stage in the complexity between conventional 3D cell cultures and mouse models, which enables more precise drug development with increasing complexity and which could increase the number of drugs approved according to clinical studies.
  • Lungs, intestines, kidneys or placenta but also vascular and lymph models and heart and liver models, grown on chips.
  • stem cells can be differentiated into any cell type, it is possible to develop personalized microchips using individual stem cells.
  • organ-on-a-chips The application of organ-on-a-chips remains a challenge, since the 3D culture on the chip should represent all the important functions of an organ.
  • Such model systems must have a high level of reproducibility in order to be considered a valid alternative to animal models.
  • the technological framework conditions for the tool In order to make hydrogel-based organ-on-a-chip systems more reproducible, in addition to the cellular aspects (cell-cell variance and heterogeneity), the technological framework conditions for the tool must be designed as user-friendly as possible. This user-friendliness is often questionable, especially in the case of organ-on-a-chip developed in an academic research environment, since these microchips are usually developed and operated by trained scientific staff.
  • organs-on-a-chip developed in a scientific framework with regard to handling to be optimized in order to guarantee reproducible use by untrained personnel.
  • US 2013/059322 A1 discloses a microfluidic device for producing a three-dimensional cell culture which has a chamber.
  • US 2020/063081 A1 discloses a microfluidic device for producing a cell culture.
  • WO 2009/039433 A1 discloses a microfluidic system which comprises a sensor in a microfluidic device in order to determine the conditions prevailing in the device.
  • organ-on-a-chip devices generally have chambers in which an organoid can be formed by adding appropriate cells. Since the organoid formed in the chambers has a smaller volume than the chambers in which the organoid is located due to cell aggregation, the organoid formed move in the chambers depending on the flow conditions. This means that a measurement (e.g. an optical measurement) directly on the organoids is either impossible or difficult to carry out, which does not lead to a reproducible result. It is therefore an object of the present invention to provide means and methods that make it possible to position organoids within chambers of microfluidic devices at a defined location within the chambers in order to ensure the least possible mobility of the organoids.
  • a measurement e.g. an optical measurement
  • Another object of the present invention is to provide chambers of microfluidic devices that adjoin a fluid channel and are in contact with it, which allow hydrogel, which is advantageous as a matrix for the formation of organoids, in to introduce the chambers without this penetrating into the fluid channel.
  • a microfluidic device with at least one chamber and a fluid channel which at least partially traverses the chamber to provide a fluid flow preferably continuously flowing through the chamber, the chamber being connected to a charge opening and being loaded with hydrogel via the charge opening up to a target level, the chamber comprising a main chamber and a secondary chamber connected to the main chamber, the secondary chamber when loading the chamber with hydrogel up to the target level, it is at least partially filled with hydrogel backed up from the main chamber.
  • the secondary chamber is designed to be at least partially filled with hydrogel stowed back from the main chamber when the chamber is loaded with hydrogel up to the target level.
  • the microfluidic device preferably for producing a three-dimensional cell culture, in particular an organoid, comprises at least one chamber and a fluid channel which at least partially passes through the chamber for providing a fluid flow which preferably continuously passes through the chamber.
  • the chamber is connected to a charge opening and can be loaded with hydrogel via the charge opening up to a target level.
  • the chamber also comprises a main chamber and a secondary chamber connected to the main chamber, the secondary chamber being at least partially fillable with hydrogel when the chamber is loaded with hydrogel up to the target level.
  • the secondary chamber in connection with the fact that when the main chamber is filled with hydrogel up to the target level, the secondary chamber is also at least partially filled with hydrogel, has the advantage that when the three-dimensional cell culture is formed, part of the cell culture and, above all, part of itself Hydrogel compressing over time in the secondary chamber bil det.
  • this part located in the secondary chamber the entire cell culture is fixed in the chamber, which prevents the cell culture from slipping in the chamber. This improves the reproducibility of examinations and experiments carried out on the cell culture with various cell cultures which have been produced in several apparatuses according to the invention.
  • Another aspect of the present invention relates to a carrier comprising at least one microfluidic device according to the present invention.
  • microfluidic device according to the present invention
  • the Invention can be applied to a solid support.
  • the carrier comprises two or more of the devices according to the invention.
  • Yet another aspect of the present invention relates to a method for producing a three-dimensional cell culture or an organoid with a microfluidic device according to the invention, comprising a step (A) of loading a chamber of the device through a charge opening with hydrogel up to a target level .
  • three-dimensional cell cultures or organoids can be produced by introducing corresponding cells into the device.
  • hydrogel is used as the matrix.
  • Another aspect of the present invention relates to a method for determining the influence of a chemical compound and / or at least one physical parameter on cells of a three-dimensional cell culture in a microfluidic device according to the invention, comprising the steps: a) determining an initial state of the cells, bl) bringing the cells into contact with a chemical compound and / or b2) changing a physical parameter within the microfluidic device, c) determining a second state of the cells and d) determining the influence of the chemical compound and / or the at least one physical parameter the cells by finding a difference between the first state and second state of the cells.
  • the device of the present invention can be used to investigate the influence of a chemical compound and / or at least one physical parameter on cell len, in particular on a cell culture or on an orga noid which is located in the chamber of the device according to the invention.
  • a chemical compound and / or at least one physical parameter on cell len in particular on a cell culture or on an orga noid which is located in the chamber of the device according to the invention.
  • media and solutions can be reproducibly brought to the cells in the chambers via the fluid channel.
  • FIG. 1 shows a microfluidic device according to the invention
  • Figure 2 shows a side view of the microfluidic
  • FIG. 3 shows a plan view of a carrier with twelve microfluidic devices according to the invention.
  • FIG. 4 shows a side view of the carrier shown in FIG.
  • Figure 5a, Figure 5b and Figure 5c show the microfluidic device shown in Figure 2 during the loading of the device with hydrogel.
  • Figure 6a, Figure 6b and Figure 6c show a plan view of the microfluidic device during loading with hydrogel.
  • FIG. 7 shows a side view of the microfluidic
  • FIG. 8a, FIG. 8b and FIG. 8c show a side view of the microfluidic device according to the invention during the formation of a three-dimensional cell culture.
  • 9a, 9b and 9c show the microfluidic device from FIG. 8a, FIG. 8b and FIG. 8c in a side view.
  • FIG. 10 shows a top view of a microfluidic device according to the invention while primary human synovial fibroblasts remodel the hydrogel in order to, in the course of fourteen days to become a micromass with physiological structures.
  • FIG. 11 shows a change in the micromass structure of primary human synovial fibroblasts embedded in hydrogel.
  • FIG. 12 shows a course of the micromass condensation of primary human synovial fibroblasts embedded in hydrogel at different cell chamber heights.
  • FIG. 13 shows a plan view of a carrier with eight microfluidic devices according to the invention for a co-culture.
  • FIG. 14A and FIG. 14B show the condensation of micromasses in the device according to the invention as a function of the passage of the human synovial fibroblasts.
  • FIG. 15 shows the decrease in chondrocyte clumps over time with different media.
  • the device according to the invention which can be produced by known methods from the prior art (see, for example, Rothbauer M et al. (Lab Chip, 2018, 18, 249-270); Rothbauer M et al. (Biotech Adv, 2015, 33, 948-961); Rothbauer M et al. (Curr Opin Biotech, 2019, 55, 81-86)), is particularly suitable for the production of three-dimensional cell cultures and organoids and for simulating conditions similar to in vivo. Above all, the possibility of flowing a fluid around the cell cultures or the organoids is particularly advantageous with the device according to the invention.
  • Three-dimensional cell cultures have the advantage that the cells located therein, similar to organs in the body of a human or animal, adopt a spatial orientation. Such cell cultures consist of several cell layers, from which their three-dimensionality results. In order to facilitate the shaping, it is advantageous to add, for example, scaffold proteins / hydrogels such as collagen or matrigel to the cells. It has been shown that in Many cell lines form spheroids in a three-dimensional environment.
  • three-dimensional cell cultures are increasingly being used in order to be able to carry out certain investigations in an environment that is similar or modeled on nature.
  • pharmaceutical research which - in order to reduce the number of costly animal experiments in the initial phase of research projects - relies on three-dimensional cell cultures. Since three-dimensional cell cultures can exhibit organ-like behavior, meaningful results about the mode of action of an active ingredient can be achieved, which even allow conclusions to be drawn with regard to pharmacokinetics and pharmacodynamics.
  • Organoids are usually only a few millimeters in size, organ-like microstructures that can be produced with the device according to the invention. Usually organoids are grown from tissue cells, embryonic stem cells or induced pluripotent stem cells. Despite the fact that there is no stroma or vessels, they still show physiologically relevant, organ-like properties. Organoids are currently known for the heart, stomach, intestines, kidneys and brain.
  • the chamber is the one according to the invention
  • Target level means that enough hydrogel can be filled into the chamber until its main chamber and its secondary chamber are filled with hydrogel.
  • the secondary chamber must in any case also include hydrogel in order to form the anchor point of the three-dimensional cell culture or organoid that is being formed.
  • the main chamber and the secondary chamber are preferably connected by a connecting channel, the connecting channel having a smaller cross section than the main chamber and the secondary chamber.
  • the fluid channel runs at least partially through the main chamber, and the main chamber has a first chamber bottom.
  • the fluid channel also comprises a fluid inlet arranged at a distance from the first chamber floor in the main chamber, and a fluid outlet arranged at a distance from the first chamber floor in the main chamber.
  • the main chamber preferably has a first chamber floor and the secondary chamber has a second chamber floor, the first chamber floor being formed at a lower level than the second chamber floor.
  • the fluid channel expediently has a fluid channel floor, the fluid channel floor being formed at a higher level than the first chamber floor. This will prevents hydrogel from flowing while loading the chamber and fluid channel.
  • the fluid channel floor is formed at a lower level than the second chamber floor. This creates a reservoir for hydrogel in the main chamber, in which the cell culture can grow.
  • the difference in height between the fluid channel floor and the first chamber floor ensures that the hydrogel filled into the chamber does not pass into the fluid channel as long as the hydrogel volume filled into the chamber is not greater than the chamber volume.
  • the one filled hydrogel volume is preferably at least 5%, even more preferably at least 10%, even more preferably at least 20%, even more preferably at least 30% less than the chamber volume.
  • the difference in height between the fluid channel bottom and the first chamber bottom is at least 0.1 mm, preferably at least 0.2 mm, even more preferably at least 0.25 mm, even more preferably at least 0.4 mm.
  • the ratio of the difference in height between the fluid channel base and the first chamber base and the height of the main chamber is 1: 5 to 1:15, preferably 1: 5 to 1:12, even more preferably 1: 5 to 1:10, even more preferably 1: 6 to 1:10, even more preferably 1: 7 to 1: 9, in particular 1: 8. It has been shown that with such height ratios the hydrogel introduced into the main chamber is not flushed out of the main chamber by a fluid flow in the fluid channel.
  • the height of the fluid channel extends from the fluid channel floor to the ceiling of the main chamber and is preferably in contact with it over the entire height.
  • the secondary chamber preferably has a smaller volume than the main chamber. As a result, a larger proportion of the mass of the cell culture is formed in the main chamber, and the side chamber is used to anchor the cell culture. This means that the part of the cell culture located in the main chamber can be used for experiments and investigations.
  • the charge opening is connected to the secondary chamber. This ensures that the hydrogel first falls into the secondary chamber before it passes into the main chamber. This has the advantage that it is ensured that the secondary chamber is also filled with hydrogel when the main chamber is filled.
  • the secondary chamber is preferably connected to the main chamber on a side of the main chamber opposite the fluid channel. This ensures that the hydrogel does not flow directly from the charge opening via the secondary hammer into the fluid channel when the chamber is filled.
  • a semipermeable membrane delimiting the fluid channel preferably a silicone membrane
  • the semipermeable membrane can be an additional obstacle to rinsing out the cell culture / organoid or the hydrogel arranged in the main chamber.
  • the device comprises a conduit connecting the charge opening to the chamber.
  • the main chamber preferably has a spatial diagonal which is 2 to 20 mm, preferably 2 to 15 mm, even more preferably 3 to 10 mm, even more preferably 4 to 6 mm.
  • the fluid channel base expediently has a distance of 0.1 to 10 mm, preferably 0.2 to 5 mm, even more preferably 0.2 to 2 mm, even more preferably 0.2 to 1 mm , more preferably from 0.2 to 0.4 mm, from the first chamber bottom.
  • the fluid channel base expediently has a distance of 0.1 to 10 mm, preferably 0.2 to 5 mm, even more preferably 0.2 to 2 mm, even more preferably 0.2 to 1 mm , more preferably from 0.2 to 0.4 mm, from the first chamber bottom.
  • an antifouling surface coating which is preferably selected from the group consisting of a polyethylene glycol (PEG) -based polymer, a polysaccharide, in particular agarose, a polyhydroxy polymer, in particular poly (2-hydroxyethyl methacrylate) (poly-HEMA), 2-methacryloyloxtethylphosphorylcholine (MPC), dextran or hydroxyethyl cellulose (HEC), a natural polymer, in particular an S-layer protein and combinations thereof.
  • PEG polyethylene glycol
  • polysaccharide in particular agarose
  • polyhydroxy polymer in particular poly (2-hydroxyethyl methacrylate) (poly-HEMA), 2-methacryloyloxtethylphosphorylcholine (MPC), dextran or hydroxyethyl cellulose (HEC)
  • MPC 2-methacryloyloxtethylphosphorylcholine
  • HEC hydroxyethyl cellulose
  • the carrier according to the invention comprises at least one microfluidic device according to the invention. This has the advantage that one or more devices according to the invention can be produced or provided together on a carrier.
  • FIG. 1 shows a microfluidic device according to the invention
  • Device 1 preferably for producing a three-dimensional cell culture in a top view, with at least one chamber 2 and a fluid channel 3 which at least partially passes through the chamber 2.
  • the device has a chamber 2, which is traversed by the fluid duct in an edge region of the chamber 2.
  • the fluid channel 3 is designed to provide a fluid stream preferably continuously flowing through the chamber 2.
  • the chamber 2 is connected to a charge opening 4 and can be loaded with hydrogel via the charge opening 4 up to a target level.
  • the loading with hydrogel is shown in FIGS. 5a, 5b and 5c, and is dealt with further below.
  • the chamber 2 has a main chamber 5 and a secondary chamber 6 connected to the main chamber 5.
  • the main chamber 5 and the secondary chamber 6 can be seen in FIG. 1 and in FIG. 2, FIG. 2 showing a side view of the microfluidic device 1 shown in FIG.
  • the secondary chamber 6 can be at least partially filled with hydrogel when the chamber 2 is loaded with hydrogel up to the desired fill level.
  • the entire cell culture is fixed in the chamber 2, which prevents the cell culture from slipping in the chamber 2. This improves the reproducibility of examinations and experiments carried out on the cell culture with different cell cultures which were produced in several devices 1 according to the invention.
  • the main chamber 5 and the secondary chamber 6 according to the preferred embodiment of the device 1 according to the invention are connected by a connecting channel 7, the connecting channel
  • the fluid channel 3 runs at least partially through the main chamber 5, and the main chamber 5 has a first chamber bottom 8.
  • the fluid channel 3 also comprises a fluid inlet arranged in the main chamber 5 at a distance from the first chamber bottom 8 9, as well as a fluid outlet 10 arranged at a distance from the first chamber bottom 8 in the main chamber 5.
  • the arrangement of fluid inlet 9 and fluid outlet 10 can be seen in FIG. This has the advantage that a step is formed between the main chamber 5 and the fluid inlet 9 or the fluid outlet 10, which prevents hydrogel from flowing into the fluid inlet 9 or the fluid outlet 10 when the chamber 2 is loaded.
  • the main chamber 5 preferably has the first chamber floor 8, and the secondary chamber 6 has a second chamber floor 11.
  • the first chamber floor 8 is preferably formed at a lower level than the second chamber floor 11. This has the advantage that the majority of the hydrogel accumulates in the main chamber 5, and the secondary chamber 6 provides an anchorage for a cell culture largely produced or grown in the main chamber 5.
  • the fluid channel 3 expediently has a fluid channel base 16 shown in FIG. 2, the fluid channel base 16 being formed at a higher level than the first chamber base 8. This prevents hydrogel from flowing into the fluid channel 3 when the chamber 2 is loaded.
  • the fluid channel floor 16 is formed at a lower level than the second chamber floor 11.
  • a collecting basin for hydrogel is formed in the main chamber 5, in which the cell culture can grow.
  • the preferred embodiment shown in the figures has a smaller volume than the main chamber 5.
  • a larger proportion of the mass of the cell culture in the main chamber 5 forms ge, and the secondary chamber 6 is used to anchor the cell culture.
  • the part of the cell culture located in the main chamber 5 can be used for experiments and investigations.
  • the secondary chamber 6 is preferably connected to the main chamber 5 on a side 12 of the main chamber 5 opposite the fluid channel. This ensures that the hydrogel does not flow directly from the charge opening 4 via the secondary chamber 6 into the fluid channel 3 when the chamber 2 is filled.
  • a semipermeable membrane 14 delimiting the fluid channel 3 is expediently arranged in the main chamber 5.
  • the silicone membrane 14 is never shown in Figure 2 with a dashed line.
  • the semipermeable membrane 14 forms an obstacle to the rinsing out of the cell culture arranged in the main chamber 5 or the hydrogel by the fluid flow in the fluid channel 3.
  • the device 1 comprises a line 15 connecting the charge opening 4 to the chamber 2. This can be seen in FIG. This has the advantage that the hydrogel can be filled into the chamber 2 in a reproducible manner, whereby a reproducible distribution of the hydrogel in the chamber 2 is achieved.
  • the main chamber 5 preferably has a spatial diagonal which is 2 to 20 mm, preferably 2 to 15 mm, even more preferably 3 to 10 mm, even more preferably 4 to 6 mm.
  • the fluid channel base 16 also expediently has a distance of 0.1 to 10 mm, preferably 0.2 to 5 mm, even more preferably 0.2 to 2 mm, even more preferably 0.2 to 1 mm , even more preferably from 0.2 to 0.4 mm, from the first chamber bottom 8.
  • Chamber 2 the main chamber 5, the secondary chamber 6 and / or the fluid channel 3 comprises a surface coating that prevents growth (not shown in the figures), this being the case is preferably selected from the group consisting of a polyethylene glycol (PEG) -based polymer, a poly saccharide, especially agarose, a polyhydroxy polymer, especially poly (2-hydroxyethyl methacrylate) (poly-HEMA), 2-methacryloyloxtethylphosphorylcholine (MPC), or dextran Hydroxyethyl cellulose (HEC), a natural polymer, in particular an S-layer protein and combinations thereof and / or a growth-preventing material based on fluorinated silanes or phosphatidylcholine coatings. This prevents unwanted growth of cells on these components.
  • PEG polyethylene glycol
  • poly saccharide especially agarose
  • polyhydroxy polymer especially poly (2-hydroxyethyl methacrylate) (poly-HEMA), 2-methacryloyloxteth
  • FIG. 3 shows a carrier 17 according to the invention which comprises at least one microfluidic device 1 according to the invention.
  • the carrier 17 shown in FIG. 3 comprises 12 microfluidic devices 1 according to the invention. This has the advantage that one or more devices 1 according to the invention can be produced or provided together on a carrier 17.
  • the carrier 17 shown by way of example in FIG. 3 has dimensions of 76 mm by 52 mm.
  • FIG. 4 shows the carrier 17 from FIG. 3 in a side view.
  • FIGS. 5a, 5b and 5c Spread shown in FIGS. 5a, 5b and 5c in a plan view, with a syringe which is used for introducing the hydrogel into the charge opening 4.
  • FIG. 7 shows the device 1 according to the invention in a state loaded with hydrogel, the fluid channel 3 being marked with a hatched area and being free of hydrogel.
  • Another aspect of the present invention relates to a method for producing a three-dimensional cell culture or an organoid with a microfluidic one Device according to the present invention, comprising a step (A) of loading a chamber of the device according to the invention through a loading opening with hydrogel up to a desired fill level.
  • hydrogel is introduced into the chamber. So much hydrogel is poured into the chamber until the hydrogel backs up to the side chamber. In such a case, it is ensured that the contracting hydrogel or cell / hydrogel mixture remains fixed in the secondary chamber of the main chamber.
  • cells are introduced together into the chamber (2) in and / or before step (A) through a charge opening and / or via a fluid inlet (9).
  • the cells can be applied into the chamber after and / or before step (A) (introduction of hydrogel into the chamber of the device according to the invention).
  • step (A) introduction of hydrogel into the chamber of the device according to the invention.
  • the cells are selected from stem cells and primary cells, preferably fibroblasts, cartilage cells, endothelial cells, epithelial cells, fat cells, induced pluripotent stem cells (IPS), osteoclasts, osteoblasts or osteocytes.
  • stem cells and primary cells preferably fibroblasts, cartilage cells, endothelial cells, epithelial cells, fat cells, induced pluripotent stem cells (IPS), osteoclasts, osteoblasts or osteocytes.
  • Cells in particular animal or human cells, of various origins can be introduced into the device according to the invention, provided that they are able to form a three-dimensional structure (such as an organoid). If, for example, stem cells are introduced into the device, they can be differentiated directly in the device using known methods.
  • the hydrogel comprises or consists of matrix, fibrin, collagen, PEG-based hydrogel, gelatin-based hydrogel, hyaluronic acid-based hydrogel, alginate-based hydrogel, silk-based Hydrogel and combinations thereof.
  • the hydrogel preferably has a concentration of 0.1 mg / ml to 500 mg / ml, more preferably 0.5 mg / ml to 500 mg / ml.
  • the device according to the invention is incubated after step (A) for 12 hours to 60 days, preferably for 1 to 30 days, even more preferably for 2 to 20 days.
  • the device according to the invention is incubated at a temperature of 25 to 38 ° C, preferably 37 to 38 ° C.
  • the temperature at which the device according to the invention is incubated depends on the cells to be cultivated and is preferably varied in a range from 25 to 38.degree.
  • step (A) in a step (B) the chamber is supplied with a fluid flow flowing continuously or discontinuously through a fluid channel, the fluid preferably being changed in the case of a discontinuous fluid flow.
  • the fluid flow in the fluid channel can be continuous or discontinuous (ie with interruptions or a changed flow rate). It is also possible to determine the composition of the fluid (eg nutrient medium) which flowing through the fluid channel, to change over time or during the cultivation of the cells. In this way, on the one hand, natural processes can be simulated, since the nutrient supply or a fluid flow that "flows around" tissue changes or can change in the human or animal body.
  • the change in the flow rate and composition of the fluid in the fluid channel also has the advantage that Influence of fluid flows and substances on cell growth or the condition of the cells within the device according to the invention can be examined.
  • the CO2 and / or Ck content and / or the pH value within the device and / or the fluid flow is controlled.
  • Yet another aspect of the present invention relates to a method for determining the influence of a chemical compound and / or at least one physical parameter on cells of a three-dimensional cell culture in a microfluidic device according to the invention, comprising the steps: a) determining an initial state of the cells , bl) bringing the cells into contact with a chemical compound and / or b2) changing a physical parameter within the microfluidic device, c) determining a second state of the cells and d) determining the influence of the chemical compound and / or the at least one physical rule Parameters on the cells by determining a difference between the first state and the second state of the cells.
  • the device according to the invention it is possible to influence the influence of physical parameters or substances or substance mixtures on three-dimensional cell cultures or organoids.
  • the first thing to do is to determine the state of the cells before adding a substance or a mixture of substances or before changing the physical parameters.
  • purely optical methods can also be used, in which the optical state of the culture or the organoid is observed.
  • the same examinations are carried out according to step bl) and / or b2) in order to establish a second state.
  • the influence of a physical parameter or a substance or a substance mixture on the cells can be derived from the difference between the first and second state.
  • the influence of the chemical compound and / or of the at least one physical parameter on the cells can preferably be determined by measuring the viability, morphology, secretion of substances from the cells, optical transparency and / or opacity or combinations thereof.
  • the influence of the chemical compound and / or of the at least one physical parameter on the cells is determined by measuring the release of biomolecules, in particular of antibodies, chemokines, cytokines, enzymes or microRNA
  • the physical parameter is selected from the group consisting of temperature and pH.
  • the present invention is made based on the following
  • Microfluidic device (1) preferably for producing a three-dimensional cell culture, with at least one chamber (2) and a fluid channel (3) which at least partially runs through the chamber (2) to provide a chamber (2) preferably continuously flowing fluid flow, wherein the chamber (2) is connected to a charge opening (4) and can be loaded with hydrogel via the charge opening (4) up to a target level, characterized in that the chamber (2) has a main chamber (5) and comprises a secondary chamber (6) connected to the main chamber (5), the secondary chamber (6) being at least partially fillable with hydrogel up to the target level when the chamber (2) is loaded with hydrogel.
  • Device (1) according to one of the embodiments 1 or 2, characterized in that the fluid channel (3) at least partially passes through the main chamber (5), and the main chamber (5) has a first chamber bottom (8), wherein the fluid channel (3) has a fluid inlet (9) arranged at a distance from the first chamber floor (8) in the main chamber (5) and a fluid outlet (10) arranged at a distance from the first chamber floor (8) in the main chamber (5) to summarize.
  • Device (1) according to one of the embodiments 1 to 6, characterized in that the secondary chamber (6) has a smaller volume than the main chamber (5).
  • Device (1) characterized in that the secondary chamber (6) on a side (12) of the main chamber (5) with the main chamber (5) opposite the fluid channel (3) ) connected is.
  • Device (1) according to one of the embodiments 1 to 9, characterized in that the fluid channel (3) runs along a side wall (13) of the main chamber (5).
  • Device (1) according to one of the embodiments 1 to 10, characterized in that in the main chamber
  • a semipermeable membrane (14), preferably a silicone membrane, delimiting the fluid channel (3) is arranged.
  • Device (1) according to one of the embodiments 1 to 11, characterized in that the device (1) comprises a line (15) connecting the charge opening (4) to the chamber (2).
  • Device (1) according to one of the embodiments 1 to 12, characterized in that the main chamber (5) has a spatial diagonal which is 2 to 20 mm, preferably 2 to 15 mm, even more preferably 3 to 10 mm, more preferably 4 to 6 mm.
  • the fluid channel base (16) has a distance of 0.1 to 10 mm, preferably 0.2 to 5 mm, even more preferably from 0.2 to 2 mm, even more preferably from 0.2 to 1 mm, even more preferably from 0.2 to 0.4 mm, from the first chamber bottom (8).
  • the chamber (2), the main chamber (5), the secondary chamber (6) and / or the fluid channel (3) comprises an antifouling surface coating, which is preferably selected from the group consisting of one Polyethylene glycol (PEG) -based polymer, a polysaccharide, in particular agarose, a polyhydroxy polymer, in particular poly (2-hydroxyethyl methacrylate) (poly-HEMA), 2-methacryloyloxtethylphosphorylcholine (MPC), dextran or hydroxyethyl cellulose (HEC), a natural polymer, especially an S-layer protein and combinations thereof.
  • PEG Polyethylene glycol
  • polysaccharide in particular agarose
  • polyhydroxy polymer in particular poly (2-hydroxyethyl methacrylate) (poly-HEMA), 2-methacryloyloxtethylphosphorylcholine (MPC), dextran or hydroxyethyl cellulose (HEC)
  • S-layer protein preferably selected from the group consisting of one Poly
  • Carrier (17) comprising at least one microfluidic device according to one of claims 1 to 15.
  • Cell culture or an organoid with a microfluidic device (1) comprising a step (A) of loading a chamber (2) of the device (1) through a loading opening (4) with hydrogel up to a target level .
  • the cells are selected from stem cells and primary cells, preferably fibroblasts, cartilage cells, endothelial cells, epithelial cells, fat cells, induced pluripotent stem cells (IPS), osteoclasts, osteoblasts or the Osteocytes.
  • stem cells and primary cells preferably fibroblasts, cartilage cells, endothelial cells, epithelial cells, fat cells, induced pluripotent stem cells (IPS), osteoclasts, osteoblasts or the Osteocytes.
  • the hydrogel is Matrigel, fibrin, collagen, PEG-based hydrogel, gelatin-based hydrogel, hyaluronic acid-based hydrogel, alginate-based hydrogel, silk-based hydrogel and includes or consists of combinations thereof.
  • 21 The method according to any one of embodiments 17 to 20, characterized in that the device (1) after step (A) for 12 hours to 60 days, preferably for 1 to 30 days, even more preferably for 2 to 20 days , is incubated.
  • step (A) in a step (B) the chamber (2) is supplied with a fluid flow flowing continuously or discontinuously through a fluid channel (3) is, wherein in the case of a discontinuous fluid flow, the fluid is preferably changed.
  • a method for determining the influence of a chemical compound and / or at least one physical parameter on cells of a three-dimensional cell culture in a microfluidic device comprising the steps: a) determining an initial state of the cells , bl) bringing the cells into contact with a chemical compound and / or b2) changing a physical parameter within the microfluidic device, c) determining a second state of the cells and d) determining the influence of the chemical compound and / or the at least one physical parameter on the cells by finding a difference between the first state and second state of the cells.
  • the physical parameter is selected from the group consisting of temperature and pH value.
  • a slide (76 ⁇ 26 mm) from VWR, it was first placed in a 2% Hellmanex® III solution and treated in an ultrasonic bath for 5 minutes. The solution was then discarded and the process was repeated first with isopropanol and then with water. Finally, the slides were dried with compressed air and in the oven at 80 ° C. for 1 hour.
  • Layers (76 x 26 mm) can be cut out.
  • 0.5 mm thick PDMS film was inserted into the C ⁇ MM-1 GS-24 cutter from Roland DG and the desired shape was cut out, which was removed with tweezers.
  • the individual layers were connected to one another by plasma activation, starting with the microscope slide and the first layer of PDMS film.
  • the strength of the connection was increased by heat treatment in an oven (80 ° C).
  • Synovial fibroblasts were cultivated with culture medium (DMEM, 10% FBS, 1% antibiotic, 1% MEM NEAA) in culture flasks (37 ° C., 5% CO 2) and released from the flask at 90% confluence. For this purpose, the cells were incubated for 5 minutes with IX trypsin solution at 37 ° C. and then medium was added to stop the reaction. The cell suspensions were counted using trypan blue and centrifuged (4 ° C., 1400 rpm, 5 min). The cell pellet was then resuspended in medium and the required amount of cells was separated.
  • culture medium DMEM, 10% FBS, 1% antibiotic, 1% MEM NEAA
  • the cell pellet was mixed with Matrigel (3000 cells per m2 Matrigel) and the chips were filled with 45 m2 cell / Matrigel suspension per cell chamber.
  • 3D culture medium was added (DMEM, 10% FBS, 1% antibiotic, 1% MEM NEAA, 1% ITS, 31.6 pg / ml L-ascorbic acid 2-phosphate, 2% HEPES).
  • the chips were cultivated for up to 4 weeks at 37 ° C. and 5% CO 2, the medium being changed twice a week.
  • the synovial fibroblasts enter into cell-cell connections and begin to pour out their own extracellular matrix.
  • the matrigel in which the cells are initially located, is remodeled and the so-called micromass condenses over time due to the strong cell connections (FIG. 10).
  • the condensation takes place in a controlled manner back towards the charge opening, since the remaining cells in the charge channel form a miniaturized micro-mass. This cannot enter the actual cell chamber because the inlet channel is narrowed.
  • the miniaturized micromass is connected to the large micromass in the cell chamber through cells.
  • a micromass similar to synovial tissue is created.
  • Synovial tissue is characterized by a denser cell layer in the direction of the medium, as well as a rather loose tissue inside the micromass.
  • the condensation changes the structure, because at the beginning the cell / matrigel suspension polymerizes in a cylinder-like chamber.
  • a spherical micro-mass is formed.
  • phase contrast images were recorded at regular intervals along the z-axis of the micromass.
  • the focal plane the size of the cross-section could be determined at different positions.
  • Figure 11 shows that the shape changes little after 14 days.
  • a comparison with a sphere shows that the curve should, however, be somewhat different.
  • the assumption is that the micromass is ellipsoidal in shape, since the diameter of the chamber is 2.5 times the height.
  • a slide (76 ⁇ 26 mm) from VWR, it was first placed in a 2% Hellmanex® III solution and treated in an ultrasonic bath for 5 minutes. The solution was then discarded and the process was repeated first with isopropanol and then with water. Finally, the slides were dried with compressed air and in the oven at 80 ° C. for 1 hour.
  • Layers (76 x 26 mm) can be cut out.
  • 0.5 mm thick PDMS film was inserted into the C ⁇ MM-1 GS-24 cutter from Roland DG and the desired shape was cut out, which was removed with tweezers.
  • the individual layers were connected to one another by plasma activation, starting with the microscope slide and the first layer of PDMS film.
  • the strength of the connection was increased by heat treatment in an oven (80 ° C).
  • all chambers, channels and reservoirs were rinsed with 70% ethanol.
  • the cell chambers were also coated with Lipidure®, an antifouling agent. Finally, the chip was sterilized with UV light.
  • MEM NEAA MEM NEAA cultured in culture flasks (37 ° C, 5% C02). At 90% confluence, the cells were released from the bottle. For this purpose, the cells were incubated for 5 minutes with IX trypsin solution at 37 ° C. and then medium was added in order to stop the reaction. The cell suspensions were counted using trypan blue and centrifuged (4 ° C., 1400 rpm, 5 min). The cells were resuspended in medium and some were subcultured, and another part was separated with the required amount of cells for the chip cultures. After centrifuging again, the cell pellet was mixed with Matrigel (3000 cells per m2 Matrigel) and the chips were filled with 45 m2 cell / Matrigel suspension per cell chamber.
  • Matrigel Matrigel (3000 cells per m2 Matrigel) and the chips were filled with 45 m2 cell / Matrigel suspension per cell chamber.
  • 3D culture medium was added (DMEM, 10% FBS, 1% antibiotic, 1% MEM NEAA, 1% ITS, 31.6 pg / ml L-ascorbic acid 2-phosphate, 2% HEPES ).
  • DMEM 10% FBS
  • antibiotic 1% MEM NEAA
  • ITS 31.6 pg / ml L-ascorbic acid 2-phosphate
  • HEPES 3D culture medium
  • FIG 14A shows that the higher the passage, the smaller the micro-mass, which is based on better micro-mass formation.
  • Figure 14B it can be seen that the micromass formed from passage 5 cells forms a significantly rounder and better-developed micromass, while the micromass from passage 1 cells after 4 weeks still consists of clusters and does not form a characteristic, dense outer layer in the direction of the medium.
  • the optical one The appearance of the micromass already gives essential information about the condition of the cells.
  • Example 3 Reduction in size as an indicator for the redifferentiation of chondrocytes
  • a slide (76 ⁇ 26 mm) from VWR, it was first placed in a 2% Hellmanex® III solution and treated in an ultrasonic bath for 5 minutes. The solution was then discarded and the process was repeated first with isopropanol and then with water. Finally, the slides were dried with compressed air and in the oven at 80 ° C. for 1 hour.
  • Layers (76 x 26 mm) can be cut out.
  • 0.5 mm thick PDMS film was inserted into the C ⁇ MM-1 GS-24 cutter from Roland DG and the desired shape was cut out, which was removed with tweezers.
  • the individual layers were connected to one another by plasma activation, starting with the microscope slide and the first layer of PDMS film.
  • the strength of the connection was increased by heat treatment in an oven (80 ° C).
  • the cell pellet was carefully mixed with fibrin (2000 cells per m ⁇ fibrin) and aliquoted with 30 ml each.
  • fibrin 2000 cells per m ⁇ fibrin
  • 30 ml of thrombin (4 U / ml) was mixed with fibrin and immediately loaded into the chip.
  • the chip was incubated for 15 minutes at 37 ° C so that a solid 3D network formed.
  • chip culture medium (DMEM, 1% antibiotic, 1% MEM NEAA, 1% ITS, 31.6 pg / ml L-ascorbic acid 2-phosphate, 2% HEPES) with different concentrations of FBS and TGF- ⁇ 3 or chondrocytes Sigma Aldrich differentiation medium (411D-250) added.
  • the chips were cultivated for up to 4 weeks at 37 ° C. and 5% CO 2, with the medium being exchanged every other day.
  • a medium should be found which can be used for both cell cultures on the chip.
  • the medium based on a synovial fibroblast culture on the chip was changed so that the serum concentration was varied (1 and 10%) and TGF- ⁇ 3, which is necessary for the redifferentiation of chondrocytes, was added.
  • These media were compared to a purchased differentiation medium.
  • Figure 15 shows that the size of the chondrocyte clump decreases significantly more over a time frame of 21 days for the self-defined media. While with the purchased differentiation medium the clump is still larger than 50% of the originally loaded construct after 21 days. It can be seen that the decrease is initially lower with a lower serum concentration, but after 21 days the size equals that which was cultivated with a higher serum concentration.

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Abstract

Die vorliegende Erfindung betrifft eine mikrofluidische Vorrichtung (1), vorzugsweise zum Herstellen einer dreidimensionalen Zellkultur, mit mindestens einer Kammer (2), und einem die Kammer (2) zumindest teilweise durchlaufenden Fluidkanal (3) zum Bereitstellen eines die Kammer (2) vorzugsweise kontinuierlich durchlaufenden Fluidstroms, wobei die Kammer (2) mit einer Ladungsöffnung (4) verbunden und über die Ladungsöffnung (4) bis zu einem Sollfüllstand mit Hydrogel beladbar ist, dadurch gekennzeichnet, dass die Kammer (2) eine Hauptkammer (5) und eine mit der Hauptkammer (5) verbundene Nebenkammer (6) umfasst, wobei die Nebenkammer (6) beim Beladen der Kammer (2) mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand zumindest teilweise mit aus der Hauptkammer (5) rückgestautem Hydrogel befüllt wird.

Description

MIKROFLUID ISCHE VORRICHTUNG
TECHNISCHES GEBIET
[0001] Die vorliegende Erfindung betrifft das Gebiet von mikrofluidischen Vorrichtungen.
HINTERGRUND DER ERFINDUNG
[0002] 3D-Modelle tierischer, insbesondere menschlicher,
Zellen ermöglichen es tierisches bzw. menschliches Gewebe in vitro zu rekonstruieren. Wichtige physiologische Bedingungen wie das Aufbringen mechanischer Kräfte oder Diffusionsgradi enten konnten bis jetzt jedoch nur begrenzt simuliert werden, obwohl diese für die Funktionalität von 3D-Zellkonstrukten von großer Bedeutung sind. Zur Lösung dieses Problems wurden 3D-Zellkulturtechniken mit Mikrofluidik kombiniert, was diese 3D-Kultivierungsmethode, bezeichnet als Organ-on-a-Chip, phy siologisch relevanter macht.
[0003] Der Begriff „Organ-on-a-Chip" wurde 2010 von Donald
Ingber geschaffen, der ein Lungenmodell auf einem Mikrochip mit Funktionen auf Organebene veröffentlichte (Huh, D., et al., Science, 2010. 328(5986): p. 1662-8).
[0004] Hauptvorteil von Organ-on-a-Chips ist die genaue örtlich aufgelöste Kontrolle über Molekül und Flüssigkeiten, wodurch physiologische Molekülgradienten und Flüsse widerge spiegelt werden können. Zusätzlich können durch diese Kon trolle verschiedene Zelltypen kontrolliert gemeinsam kulti viert werden, was zu körperähnlicheren Funktionen von Organo iden oder Vaskularisierung der Mikrochips führt.
[0005] Die definierten Kammern und Kanäle von mikrofluidi- schen Vorrichtungen bieten eine reproduzierbare 3D-Zellkultu- roberfläche und führen durch die verkleinerten Dimensionen am Mikrochip zu einem geringeren Verbrauch an Zellen und Nährme dium. Da von Tieren bzw. Menschen stammende Zellen verwendet werden, wird außerdem erwartet, dass Organ-on-a-Chips zur Er zeugung pharmazeutisch relevanterer Daten führen als Tierver suche . [0006] Insbesondere bei der Arzneimittelentwicklung führt die Translation von Tierversuchen auf die menschliche Physio logie während klinischer Studien häufig zur Ablehnung des Me dikaments - eine finanzielle Belastung für Unternehmen. Or- gans-on-a-Chip als Krankheitsmodell können einerseits zur Identifizierung neuer Angriffspunkte zur Krankheitsbekämpfung herangezogen und andererseits zur Bewertung der Toxizität und Wirksamkeit von bestehenden Wirkstoffen verwendet werden. Or- gan-on-a-Chips stellen eine Zwischenstufe in der Komplexität zwischen herkömmlichen 3D-Zellkulturen und Mausmodellen dar, was mit zunehmender Komplexität eine genauere Wirkstoffent- wicklung ermöglicht und wodurch sich die Anzahl der nach kli nischen Studien zugelassenen Wirkstoffe erhöhen könnte.
[0007] Bis heute wurden viele verschiedene Organe, wie
Lunge, Darm, Niere oder Plazenta, aber auch Gefäß- und Lymphmodelle und Herz- und Lebermodelle, auf Chips gezüchtet.
[0008] Darüber hinaus eröffnete die Technologie induzierter pluripotenter Stammzellen die Möglichkeit der Entwicklung von Gehirnmodellen auf Basis von Organoiden. Da Stammzellen in jeden Zelltyp differenziert werden können, ist es möglich personalisierte Mikrochips unter Verwendung individueller Stammzellen zu entwickeln.
[0009] Die Anwendung von Organ-on-a-Chips bleibt eine Her ausforderung, da die 3D-Kultur auf dem Chip alle wichtigen Funktionen eines Organs repräsentieren soll. Derartige Mo dellsysteme müssen eine hohe Reproduzierbarkeit aufweisen, um als valide Alternative zu Tiermodellen zu gelten. Um Hydro- gel-basierte Organ-on-a-Chip Systeme reproduzierbarer zu ma chen, müssen neben den zellulären Aspekten (Zell-Zell Varianz und Heterogenität) auch die technologischen Rahmenbedingungen für das Werkzeug möglichst benutzerfreundlich gestaltet wer den. Diese Benutzerfreundlichkeit ist vor allem bei im akade mischen Forschungsumfeld entwickelten Organ-on-a-Chip oft fragwürdig, da diese Mikrochips in der Regel von geschultem wissenschaftlichem Personal entwickelt und bedient werden.
Für die Industrialisierung und kommerzielle Vermarktung ist es dadurch notwendig, das Design von im wissenschaftlichen Rahmen entwickelte Organs-on-a-Chip bezüglich der Handhabung zu optimieren, um eine reproduzierbare Verwendung durch unge schultes Personal gewährleisten zu können.
[0010] US 2013/059322 Al offenbart eine mikrofluidische Vor richtung zur Herstellung einer dreidimensionalen Zellkultur, welche eine Kammer aufweist.
[0011] US 2020/063081 Al offenbart eine mikrofluidische Vor richtung zum Herstellen einer Zellkultur.
[0012] WO 2009/039433 Al offenbart ein mikrofluidisches Sys tem, welches einen Sensor in einer mikrofluidischen Vorrich tung umfasst, um in der Vorrichtung herrschende Bedingungen zu bestimmen.
[0013] Herkömmliche Organ-on-a-Chip Vorrichtungen weisen in der Regel Kammern auf, in denen ein Organoid durch Zugabe von entsprechenden Zellen ausgebildet werden kann. Da das in den Kammern gebildete Organoid durch Zellzusammenlagerungen ein geringeres Volumen aufweist als die Kammern, in denen sich das Organoid befindet, bewegen sich die ausgebildeten Organo ide in den Kammern je nach Stromungsverhältnissen. D.h. eine Messung (z.B. eine optische Messung) direkt an den Organoiden ist entweder nicht oder nur schwer durchführbar, was zu kei nem reproduzierbaren Ergebnis führt. Es ist daher eine Auf gabe der vorliegenden Erfindung Mittel und Verfahren bereit zustellen, die es ermöglichen, Organoide innerhalb von Kam mern mikrofluidischer Vorrichtungen an eine definiertem Ort innerhalb der Kammern zu positionieren, um eine möglichst ge ringe Beweglichkeit der Organoide zu gewährleisten.
[0014] Eine weitere Aufgabe der vorliegenden Erfindung be steht darin, Kammern von mikrofluidischen Vorrichtungen, die an einen Fluidkanal angrenzen und mit diesem in Kontakt ste hen, bereitzustellen, die es ermöglichen Hydrogel, das als Matrix für die Ausbildung von Organoiden vorteilhaft ist, in die Kammern einzubringen, ohne dass dieses in den Fluidkanal eindringt .
ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG
[0015] Erfindungsgemäß werden diese Aufgaben durch eine mik- rofluidische Vorrichtung mit mindestens einer Kammer und ei nem die Kammer zumindest teilweise durchlaufenden Fluidkanal zum Bereitstellen eines die Kammer vorzugsweise kontinuier lich durchlaufenden Fluidstroms gelöst, wobei die Kammer mit einer Ladungsöffnung verbunden und über die Ladungsöffnung bis zu einem Sollfüllstand mit Hydrogel beladbar ist, wobei die Kammer eine Hauptkammer und eine mit der Hauptkammer ver bundene Nebenkammer umfasst, wobei die Nebenkammer beim Bela den der Kammer mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand zumindest teilweise mit aus der Hauptkammer rückgestautem Hydrogel be- füllt wird. Dies bedeutet dass die Nebenkammer dazu ausgebil det ist, beim Beladen der Kammer mit Hydrogel bis zum Soll füllstand zumindest teilweise mit aus der Hauptkammer rückge stautem Hydrogel befüllt zu werden.
[0016] Die erfindungsgemäße mikrofluidische Vorrichtung vor zugsweise zum Herstellen einer dreidimensionalen Zellkultur, insbesondere eines Organoids, umfasst mindestens eine Kammer, und einen die Kammer zumindest teilweise durchlaufenden Flu idkanal zum Bereitstellen eines die Kammer vorzugsweise kon tinuierlich durchlaufenden Fluidstroms. Die Kammer ist mit ei ner Ladungsöffnung verbunden und über die Ladungsöffnung bis zu einem Sollfüllstand mit Hydrogel beladbar. Die Kammer um fasst zudem eine Hauptkammer und eine mit der Hauptkammer ver bundene Nebenkammer, wobei die Nebenkammer beim Beladen der Kammer mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand zumindest teilweise mit Hydrogel befüllbar ist.
[0017] Die Aufteilung der Kammer in eine Hauptkammer und eine
Nebenkammer, in Verbindung damit, dass bei der Befüllung der Hauptkammer mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand auch die Neben kammer zumindest teilweise mit Hydrogel befüllt wird, hat den Vorteil, dass beim Ausbilden der dreidimensionalen Zellkultur sich ein Teil der Zellkultur und vor allem ein Teil des sich über die Zeit verdichtendes Hydrogels in der Nebenkammer bil det. Mittels dieses in der Nebenkammer gelegenen Teils wird die gesamte Zellkultur in der Kammer fixiert, wodurch vermie den wird, dass die Zellkultur in der Kammer verrutscht. Hier durch wird die Reproduzierbarkeit von an der Zellkultur durch geführten Untersuchungen und Experimenten mit verschiedenen Zellkulturen, welche in mehreren erfindungsgemäßen Vorrichtun gen hergestellt wurden, verbessert. [0018] Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung be trifft ein einen Träger umfassend mindestens eine mikroflui- dische Vorrichtung gemäß der vorliegenden Erfindung.
[0019] Die mikrofluidische Vorrichtung gemäß der vorliegenden
Erfindung kann auf einem festen Träger aufgebracht werden. Um möglichst viele Untersuchungen gleichzeitig durchführen zu können, ist es besonders bevorzugt, dass der Träger zwei oder mehr der erfindungsgemäßen Vorrichtungen umfasst.
[0020]Ein noch weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung be trifft ein Verfahren zum Herstellen einer dreidimensionalen Zellkultur oder eines Organoids mit einer erfindungsgemäßen mikrofluidischen Vorrichtung, umfassend einen Schritt (A) des Beladens einer Kammer der Vorrichtung durch eine Ladungsöff nung mit Hydrogel bis zu einem Sollfüllstand.
[0021]Mit der erfindungsgemäßen Vorrichtung können dreidimensio nale Zellkulturen bzw. Organoide hergestellt werden, in dem entsprechende Zellen in die Vorrichtung eingebracht werden. Um die Stabilität der Zellkulturen bzw. der Organoide zu gewähr leisten wird als Matrix Hydrogel verwendet.
[0022] Ein weiterer Aspekt der vorliegenden betrifft Verfah ren zur Bestimmung des Einflusses einer chemischen Verbindung und/oder mindestens eines physikalischen Parameters auf Zel len einer dreidimensionalen Zellkultur in einer mikrofluidi- schen erfindungsgemäßen Vorrichtung umfassend die Schritte: a) Feststellen eines Erstzustandes der Zellen, bl) Inkontaktbringen der Zellen mit einer chemischen Ver bindung und/oder b2) Änderung eines physikalischen Parameters innerhalb der mikrofluidischen Vorrichtung, c) Feststellen eines Zweitzustandes der Zellen und d) Bestimmen des Einflusses der chemischen Verbindung und/oder des mindestens einen physikalischen Parame ters auf die Zellen durch Ermittlung einer Differenz zwischen dem Erstzustand und Zweitzustand der Zellen.
[0023] Die Vorrichtung der vorliegenden Erfindung kann zur Untersuchung des Einflusses einer chemischen Verbindung und/oder mindestens eines physikalischen Parameters auf Zel- len, insbesondere auf einer Zellkultur bzw. auf einem Orga noid, die bzw. das sich in der Kammer der erfindungsgemäßen Vorrichtung befindet, eingesetzt werden. Vor allem durch die Fixierung der Zellkultur bzw. des Organoids innerhalb der Kammer ist es nun möglich, reproduzierbare Daten zu generie ren, da ein möglicher Messpunkt an der Zellkultur bzw. am Or ganoid in den Kammern konstant ist. Zudem können über den Fluidkanal Medien und Lösungen reproduzierbar zu den Zellen in den Kammern gebracht werden.
KURZBESCHREIBUNG DER FIGUREN
[0024] Figur 1 zeigt eine erfindungsgemäße mikrofluidische
Vorrichtung in einer Aufsicht.
[0025] Figur 2 zeigt eine Seitenansicht der mikrofluidischen
Vorrichtung aus Figur 1.
[0026] Figur 3 zeigt eine Aufsicht auf einen Träger mit zwölf erfindungsgemäßen mikrofluidischen Vorrichtungen.
[0027] Figur 4 zeigt eine Seitenansicht des in Figur 3 dar gestellten Trägers.
[0028] Figur 5a, Figur 5b und Figur 5c zeigen die in Figur 2 dargestellte mikrofluidische Vorrichtung während der Beladung der Vorrichtung mit Hydrogel.
[0029] Figur 6a, Figur 6b und Figur 6c zeigen eine Draufsicht auf die mikrofluidische Vorrichtung während der Beladung mit Hydrogel .
[0030] Figur 7 zeigt eine Seitenansicht der mikrofluidischen
Vorrichtung nach der Beladung mit Hydrogel mit einem Fluidka nal.
[0031] Figur 8a Figur 8b und Figur 8c zeigen eine Seitenan sicht der erfindungsgemäßen mikrofluidischen Vorrichtung wäh rend der Bildung einer dreidimensionalen Zellkultur.
[0032] Figur 9a, Figur 9b und Figur 9c zeigen die mikroflui- dische Vorrichtung aus Figur 8a, Figur 8b und Figur 8c in einer Seitenansicht .
[0033] Figur 10 zeigt eine Draufsicht auf eine erfindungsge mäße mikrofluidische Vorrichtung während primäre humane syno vial Fibroblasten das Hydrogel remodellieren, um im Laufe von vierzehn Tagen zu einer Mikromasse mit physiologischen Struk turen zu werden.
[0034] Figur 11 zeigt eine Änderung der Mikromassestruktur von primären humanen Synovialfibroblasten eingebettet in Hyd rogel .
[0035] Figur 12 zeigt einen Verlauf der Mikromassekondensie rung von primären humanen Synovialfibroblasten eingebettet in Hydrogel bei verschiedenen Zellkammerhöhen.
[0036] Figur 13 zeigt eine Draufsicht auf einen Träger mit acht erfindungsgemäßen mikrofluidischen Vorrichtungen für eine Ko-Kultur .
[0037] Figur 14A und Figur 14B zeigt die Kondensierung von Mikromassen in der erfindungsgemäßen Vorrichtung abhängig von der Passage der humanen synovialen Fibroblasten.
[0038] Figur 15 zeigt die Abnahme von Chondrozytenklumpen über die Zeit mit verschiedenen Medien.
BESCHREIBUNG DER AUSFÜHRUNGSFORMEN
[0039] Die erfindungsgemäße Vorrichtung, die nach bekannten Verfahren aus dem Stand der Technik herstellbar ist (siehe beispielsweise Rothbauer M et al. (Lab Chip, 2018, 18, 249- 270); Rothbauer M et al. (Biotech Adv, 2015, 33, 948-961); Rothbauer M et al. (Curr Opin Biotech, 2019, 55, 81-86)), eignet sich besonders gut zur Herstellung von dreidimensio nalen Zellkulturen und Organoiden und zur Simulation von in vivo ähnlichen Zuständen. Vor allem die Möglichkeit die Zellkulturen bzw. die Organoide mit einem Fluid zu umströ men, ist mit der erfindungsgemäßen Vorrichtung besonders vorteilhaft.
[0040] Dreidimensionale Zellkulturen haben den Vorteil, dass die darin befindlichen Zellen, ähnlich wie Organe im Körper eines Menschen oder Tieres, eine räumliche Orientierung ein nehmen. Derartige Zellkulturen bestehen aus mehreren Zell schichten, woraus sich deren Dreidimensionalität ergibt. Um die Formgebung zu erleichtern, ist es von Vorteil, zu den Zellen beispielsweise Gerüstproteine/Hydrogele wie etwa Kol- lagen oder Matrigel dazuzugeben. Es hat sich gezeigt, dass in einer dreidimensionalen Umgebung viele Zelllinien Sphäroide ausbilden .
[0041] Auf vielen Forschungsgebieten wird vermehrt auf drei dimensionale Zellkulturen zurückgegriffen, um bestimmte Un tersuchungen in einer der Natur ähnlichen bzw. nachempfunde nen Umgebung durchführen zu können. Beispielhaft wird auf die pharmazeutische Forschung verwiesen, die - um die Anzahl kostspieliger Tierversuche in der Anfangsphase von For schungsprojekten zu reduzieren - auf dreidimensionale Zell kulturen zurückgreift. Da dreidimensionale Zellkulturen or ganähnliches Verhalten aufweisen kann, können aussagekräftige Ergebnisse über Wirkungsweise eines Wirkstoffs erzielt wer den, welche sogar Rückschlüsse hinsichtlich Pharmakokinetik und Pharmakodynamik zulassen.
[0042] Organoide sind in der Regel nur wenige Millimeter große, organähnliche Mikrostrukturen, die mit der erfindungs gemäßen Vorrichtung hergestellt werden können. Üblicherweise werden Organoide aus Gewebezellen, embryonalen Stammzellen o- der induzierten pluripotenten Stammzellen gezüchtet. Trotz der Tatsache, dass kein Stroma und keinerlei Gefäße aufwei sen, zeigen diese dennoch physiologisch relevante, organähn liche Eigenschaften. Derzeit sind Organoide für Herz, Magen, Darm, Niere und Gehirn bekannt.
[0043] Erfindungsgemäß ist die Kammer der erfindungsgemäßen
Vorrichtung bis zu einem „Sollfüllstand" beladbar. „Sollfüll stand", wie hier verwendet, bedeutet, dass in die Kammer so viel Hydrogel eingefüllt werden kann, bis deren Hauptkammer und deren Nebenkammer mit Hydrogel befüllt ist. Die Nebenkam mer muss jedenfalls auch Hydrogel umfassen, um den Ankerpunkt der sich ausbildenden dreidimensionalen Zellkultur bzw. des Organoids auszubilden.
[0044] Vorzugsweise sind die Hauptkammer und die Nebenkammer durch einen Verbindungskanal verbunden, wobei der Verbin dungskanal einen kleineren Querschnitt als die Hauptkammer und die Nebenkammer aufweist. Hierdurch wird der Vorteil er reicht, dass die Zellkultur durch die Querschnittsverengung zwischen der Hauptkammer und der Nebenkammer noch stärker fi xiert wird, und die Position der Zellkultur genau festgelegt wird.
[0045] Durch das Vorsehen einer derartigen Querschnittsver engung zwischen der Hauptkammer und der Nebenkammer wird noch effizienter und besser gewährleistet, dass bei der Ausbildung der Zellaggregate bzw. der Organoide in der Hauptkammer sich diese kontrolliert Richtung Ladungsöffnung zurückziehen. Es wird gewährleistet, dass dieser Prozess kontrolliert und stets gleich erfolgt. Änderungen der dreidimensionale Zellag gregate bzw. Organoide können mikroskopisch verfolgt werden und durch die definierte Position der dreidimensionalen Zel- laggregate/-kulturen bzw. Organoide können Mikroskope, bei spielsweise fixiert und automatisiert werden.
[0046] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der erfin dungsgemäßen Vorrichtung durchläuft der Fluidkanal die Haupt kammer zumindest teilweise, und die Hauptkammer weist einen ersten Kammerboden auf. Der Fluidkanal umfasst zudem einen, beabstandet von dem ersten Kammerboden in der Hauptkammer an geordneten Fluideinlass, sowie einen beabstandet von dem ers ten Kammerboden in der Hauptkammer angeordneten Fluidauslass. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass eine Stufe zwischen der Hauptkammer und dem Fluideinlass beziehungsweise dem Flu idauslass gebildet wird, welche verhindert, dass Hydrogel beim Beladen der Kammer in den Fluideinlass beziehungsweise den Fluidauslass strömt.
[0047] Vorzugsweise weist die Hauptkammer einen ersten Kam merboden, und die Nebenkammer einen zweiten Kammerboden auf, wobei der erste Kammerboden auf einem niedrigeren Höhenniveau als der zweite Kammerboden ausgebildet ist. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass sich der Großteil des Hydrogels in der Hauptkammer ansammelt, und die Nebenkammer eine Veranke rung für eine zum Großteil in der Hauptkammer hergestellte beziehungsweise gezüchtete Zellkultur bietet.
[0048] Zweckmäßig weist der Fluidkanal einen Fluidkanalboden auf, wobei der Fluidkanalboden auf einem höheren Höhenniveau als der erste Kammerboden ausgebildet ist. Hierdurch wird verhindert, dass Hydrogel beim Beladen der Kammer und den Fluidkanal strömt.
[0049] Gemäß der bevorzugten Ausführungsform der erfindungs gemäßen Vorrichtung ist der Fluidkanalboden auf einem niedri geren Höhenniveau als der zweite Kammerboden ausgebildet. Hierdurch wird in der Hauptkammer ein Sammelbecken für Hydro gel gebildet, in welchem die Zellkultur heranwachsen kann. Durch den Höhenunterschied zwischen Fluidkanalboden und den ersten Kammerboden wird gewährleistet, dass in die Kammer eingefülltes Hydrogel nicht in den Fluidkanal Übertritt so lange das in die Kammer eingefüllte Hydrogelvolumen nicht größer ist, als das Kammervolumen. Vorzugsweise ist das ein gefüllte Hydrogelvolumen mindestens 5%, noch mehr bevorzugt mindestens 10%, noch mehr bevorzugt mindestens 20%, noch mehr bevorzugt mindestens 30%, geringer als das Kammervolumen.
[0050] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung beträgt Höhenunterschied zwischen Fluidka nalboden und dem ersten Kammerboden mindestens 0,1 mm, vor zugsweise mindestens 0,2 mm, noch mehr bevorzugt mindestens 0,25 mm, noch mehr bevorzugt mindestens 0,4 mm.
[0051] Gemäß einer besonders bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung beträgt das Verhältnis des Höhenunter schieds zwischen Fluidkanalboden und dem ersten Kammerboden und der Höhe der Hauptkammer 1:5 zu 1:15, vorzugsweise 1:5 zu 1:12, noch mehr bevorzugt 1:5 zu 1:10, noch mehr bevorzugt 1:6 zu 1:10, noch mehr bevorzugt 1:7 zu 1:9, insbesondere 1:8. Es hat sich gezeigt, dass bei derartigen Höhenverhält nissen das in die Hauptkammer eingebrachte Hydrogel durch eine Fluidstrom im Fluidkanal nicht aus der Hauptkammer her ausgeschwemmt wird.
[0052] Gemäß einer weiteren bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung erstreckt sich die Höhe des Fluidka nals vom Fluidkanalboden bis zur Decke der Hauptkammer und steht mit dieser vorzugsweise über die gesamte Höhe in Kon takt.
[0053] Vorzugsweise weist die die Nebenkammer ein kleineres Volumen als die Hauptkammer auf. Hierdurch wird ein größerer Masseanteil der Zellkultur in der Hauptkammer gebildet, und die Nebenkammer zur Verankerung der Zellkultur verwendet. Hierdurch kann der in der Hauptkammer verorteten Teil der Zellkultur für Experimente und Untersuchungen genutzt werden.
[0054] Gemäß der bevorzugten Ausführungsform ist die La dungsöffnung mit der Nebenkammer verbunden. Hierdurch wird gewährleistet, dass das Hydrogel erst die Nebenkammer be fällt, bevor es in die Hauptkammer Übertritt. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass sichergestellt wird, dass die Ne benkammer beim Befüllen der Hauptkammer ebenfalls mit Hydro gel befällt wird.
[0055] Vorzugsweise ist die Nebenkammer an einer, dem Fluid kanal gegenüberliegenden Seit der Hauptkammer mit der Haupt kammer verbunden. Hierdurch wird sichergestellt, dass das Hydrogel beim befüllen der Kammer nicht unmittelbar von der Ladungsöffnung über die Nebenhammer in den Fluidkanal ab fließt.
[0056] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung ist in der Hauptkammer eine den Fluidkanal begrenzende semipermeable Membran, vorzugsweise eine Silikon membran, angeordnet. Die semipermeable Membran kann ein zu sätzliches Hindernis gegen ein Ausspülen der in der Hauptkam mer angeordneten Zellkultur/Organoid bzw. des Hydrogels sein.
[0057] Gemäß einer Ausführungsvariante der erfindungsgemäßen
Vorrichtung umfasst die Vorrichtung eine die Ladungsöffnung mit der Kammer verbindende Leitung. Hierdurch wird der Vor teil erreicht, dass das Hydrogel auf reproduzierbare Weise in die Kammer eingefüllt werden kann, wodurch eine reproduzier bare Verteilung des Hydrogels in der Kammer erreicht wird.
[0058] Vorzugsweise weist die Hauptkammer eine Raumdiagonale auf, welche 2 bis 20 mm, vorzugsweise 2 bis 15 mm, noch mehr bevorzugt 3 bis 10 mm, noch mehr bevorzugt 4 bis 6 mm, be trägt .
[0059] Zweckmäßig weist des Weiteren der Fluidkanalboden ei nen Abstand von 0,1 bis 10 mm, vorzugsweise von 0,2 bis 5 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 2 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 1 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 0,4 mm, vom ersten Kammerboden auf. [0060] Gemäß der bevorzugten Ausführungsform umfasst die
Kammer, die Hauptkammer, die Nebenkammer und/oder der Fluid kanal eine anwuchsverhindernde Oberflächenbeschichtung um fasst, wobei diese vorzugsweise ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus einem Polyethylenglykol (PEG)-basierendem Poly mer, einem Polysaccharid, insbesondere Agarose, einem Po- lyhydroxypolymer, insbesondere Poly(2-Hydroxyethylmethac- rylat) (poly-HEMA), 2-Methacryloyloxtethylphosphorylcholin (MPC), Dextran oder Hydroxyethylcellulose (HEC), einem natür lichen Polymer, insbesondere einem S-Schichtprotein und Kom binationen davon. Hierdurch wird ein Bewuchs dieser Komponen ten durch darin befindlichen Zellen verhindert, so dass es zu keiner Biofilm-Bildung kommt.
[0061] Der erfindungsgemäße Träger umfasst mindestens eine erfindungsgemäße mikrofluidische Vorrichtung. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass eine oder mehrere erfindungsgemäße Vorrichtungen gemeinsam auf einem Träger hergestellt bezie hungsweise vorgesehen werden können.
[0062] Bevorzugte Ausführungsformen sowie alternative Aus führungsvarianten der erfindungsgemäßen Vorrichtung, des er findungsgemäßen Trägers und des erfindungsgenmäßen Verfahrens werden in weiterer Folge anhand der Figuren näher erläutert.
[0063] Figur 1 zeigt eine erfindungsgemäße mikrofluidische
Vorrichtung 1 vorzugsweise zum Herstellen einer dreidimensio nalen Zellkultur in einer Draufsicht mit mindestens einer Kammer 2 und einem die Kammer 2 zumindest teilweise durchlau fenden Fluidkanal 3. In der in Figur 1 dargestellten bevor zugten Ausführungsform der erfindungsgemäßen Vorrichtung 1 weist die Vorrichtung eine Kammer 2 auf, welche von dem Flu idkanal in einem Randbereich der Kammer 2 durchlaufen wird. Der Fluidkanal 3 ist dazu ausgebildet einen die Kammer 2 vor zugsweise kontinuierlich durchlaufenden Fluidstrom bereitzu stellen. Die Kammer 2 ist mit einer Ladungsöffnung 4 verbun den und über die Ladungsöffnung 4 bis zu einem Sollfüllstand mit Hydrogel beladbar. Die Beladung mit Hydrogel ist in Figur 5a 5b und 5c dargestellt, und wird weiter unten behandelt.
Die Kammer 2 weist eine Hauptkammer 5 und eine mit der Haupt kammer 5 verbundene Nebenkammer 6 auf. Die Hauptkammer 5 und die Nebenkammer 6 sind in Figur 1 und in Figur 2 ersichtlich, wobei Figur 2 eine Seitenansicht der in Figur 1 dargestellten mikrofluidischen Vorrichtung 1 darstellt. Die Nebenkammer 6 ist beim Beladen der Kammer 2 mit Hydrogel bis zum Sollfüll stand zumindest teilweise mit Hydrogel befüllbar. Durch die Aufteilung der Kammer 2 in die Hauptkammer 5 und die Neben kammer 6, in Verbindung damit, dass bei der Befüllung der Hauptkammer 5 mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand auch die Ne benkammer 6 zumindest teilweise mit Hydrogel befüllt wird, wird der Vorteil erreicht, dass beim Ausbilden der dreidimen sionalen Zellkultur sich ein Teil der Zellkultur in der Ne benkammer 6 bildet. Dies bedeutet dass die Nebenkammer 6 dazu ausgebildet, beziehungsweise derart konstruiert ist, um beim Beladen der Kammer 2 mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand zu mindest teilweise mit aus der Hauptkammer 5 rückgestautem Hydrogel befüllt zu werden. Mittels dieses in der Nebenkammer
6 gelegenen Teils wird die gesamte Zellkultur in der Kammer 2 fixiert, wodurch vermieden wird, dass die Zellkultur in der Kammer 2 verrutscht. Hierdurch wird die Reproduzierbarkeit von an der Zellkultur durchgeführten Untersuchungen und Expe rimenten mit verschiedenen Zellkulturen, welche in mehreren erfindungsgemäßen Vorrichtungen 1 hergestellt wurden, verbes sert.
[0064] Wie in Figur 1 und Figur 2 ersichtlich sind die Hauptkammer 5 und die Nebenkammer 6 gemäß der bevorzugten Ausführungsform der erfindungsgemäßen Vorrichtung 1 durch ei nen Verbindungskanal 7 verbunden, wobei der Verbindungskanal
7 einen kleineren Querschnitt als die Hauptkammer 5 und die Nebenkammer 6 aufweist. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass die Zellkultur durch die Querschnittsverengung zwischen der Hauptkammer 5 und der Nebenkammer 6 noch stärker fixiert wird, und die Position der Zellkultur genau festgelegt wird.
[0065] Wie in Figur 2 ersichtlich, durchläuft gemäß der be vorzugten Ausführungsform der erfindungsgemäßen Vorrichtung 1 der Fluidkanal 3 die Hauptkammer 5 zumindest teilweise, und die Hauptkammer 5 weist einen ersten Kammerboden 8 auf. Der Fluidkanal 3 umfasst zudem einen, beabstandet von dem ersten Kammerboden 8 in der Hauptkammer 5 angeordneten Fluideinlass 9, sowie einen beabstandet von dem ersten Kammerboden 8 in der Hauptkammer 5 angeordneten Fluidauslass 10. Die Anordnung von Fluideinlass 9 und Fluidauslass 10 ist in Figur 1 er sichtlich. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass eine Stufe zwischen der Hauptkammer 5 und dem Fluideinlass 9 be ziehungsweise dem Fluidauslass 10 gebildet wird, welche ver hindert, dass Hydrogel beim Beladen der Kammer 2 in den Flui deinlass 9 beziehungsweise den Fluidauslass 10 strömt.
[0066] Vorzugsweise weist die Hauptkammer 5, wie in Figur 2 ersichtlich, den ersten Kammerboden 8, und die Nebenkammer 6 einen zweiten Kammerboden 11 auf. Der erste Kammerboden 8 ist vorzugsweise auf einem niedrigeren Höhenniveau als der zweite Kammerboden 11 ausgebildet. Hierdurch wird der Vorteil er reicht, dass sich der Großteil des Hydrogels in der Hauptkam mer 5 ansammelt, und die Nebenkammer 6 eine Verankerung für eine zum Großteil in der Hauptkammer 5 hergestellte bezie hungsweise gezüchtete Zellkultur bietet.
[0067] Zweckmäßig weist der Fluidkanal 3 einen in Figur 2 dargestellten Fluidkanalboden 16 auf, wobei der Fluidkanalbo den 16 auf einem höheren Höhenniveau als der erste Kammerbo den 8 ausgebildet ist. Hierdurch wird verhindert, dass Hydro gel beim Beladen der Kammer 2 in den Fluidkanal 3 strömt.
[0068] Zudem ist in Figur 2 ersichtlich, dass gemäß der be vorzugten Ausführungsform der erfindungsgemäßen Vorrichtung 1 der Fluidkanalboden 16 auf einem niedrigeren Höhenniveau als der zweite Kammerboden 11 ausgebildet ist. Hierdurch wird in der Hauptkammer 5 ein Sammelbecken für Hydrogel gebildet, in welchem die Zellkultur heranwachsen kann.
[0069] Zudem weist die die Nebenkammer 6 gemäß der in den
Figuren dargestellten bevorzugten Ausführungsform ein kleine res Volumen als die Hauptkammer 5 auf. Hierdurch wird ein größerer Masseanteil der Zellkultur in der Hauptkammer 5 ge bildet, und die Nebenkammer 6 zur Verankerung der Zellkultur verwendet. Hierdurch kann der in der Hauptkammer 5 verortete Teil der Zellkultur für Experimente und Untersuchungen ge nutzt werden.
[0070] Zudem ist in dieser Ausführungsform die Ladungsöff nung 14 mit der Nebenkammer 6, wie in Figur 2 dargestellt, verbunden. Hierdurch wird gewährleistet, dass das Hydrogel erst die Nebenkammer 6 befüllt, bevor es in die Hauptkammer 5 Übertritt. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass sicher gestellt wird, dass die Nebenkammer 6 beim Befüllen der Hauptkammer 5 ebenfalls mit Hydrogel befüllt wird.
[0071] Vorzugsweise ist die Nebenkammer 6 an einer, dem Flu idkanal gegenüberliegenden Seite 12 der Hauptkammer 5 mit der Hauptkammer 5 verbunden. Hierdurch wird sichergestellt, dass das Hydrogel beim befüllen der Kammer 2 nicht unmittelbar von der Ladungsöffnung 4 über die Nebenkammer 6 in den Fluidkanal 3 abfließt.
[0072] Zweckmäßig ist in der Hauptkammer 5 eine den Fluidka nal 3 begrenzende semipermeable Membran 14 angeordnet. Die Silikonmembran 14 ist in Figur 2 mit einer strichlierten Li nie dargestellt. Die semipermeable Membran 14 bildet ein Hin dernis gegen ein Ausspülen der in der Hauptkammer 5 angeord neten Zellkultur beziehungsweise des Hydrogels durch den Flu idstrom im Fluidkanal 3.
[0073] Gemäß einer Ausführungsvariante der erfindungsgemä ßen Vorrichtung 1 umfasst die Vorrichtung 1 eine die Ladungs öffnung 4 mit der Kammer 2 verbindende Leitung 15. Dies ist in Figur 2 ersichtlich. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass das Hydrogel auf reproduzierbare Weise in die Kammer 2 eingefüllt werden kann, wodurch eine reproduzierbare Vertei lung des Hydrogels in der Kammer 2 erreicht wird.
[0074] Vorzugsweise weist die Hauptkammer 5 eine Raumdiago nale auf, welche 2 bis 20 mm, vorzugsweise 2 bis 15 mm, noch mehr bevorzugt 3 bis 10 mm, noch mehr bevorzugt 4 bis 6 mm, beträgt .
[0075] Zweckmäßig weist des Weiteren der Fluidkanalboden 16 einen Abstand von 0,1 bis 10 mm, vorzugsweise von 0,2 bis 5 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 2 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 1 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 0,4 mm, vom ersten Kammerboden 8 auf.
[0076] Gemäß der bevorzugten Ausführungsform umfasst die
Kammer 2, die Hauptkammer 5, die Nebenkammer 6 und/oder der Fluidkanal 3 eine in den Figuren nicht ersichtliche anwuchs verhindernde Oberflächenbeschichtung umfasst, wobei diese vorzugsweise ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus ei nem Polyethylenglykol (PEG)-basierendem Polymer, einem Poly saccharid, insbesondere Agarose, einem Polyhydroxypolymer, insbesondere Poly(2-Hydroxyethylmethacrylat) (poly-HEMA), 2- Methacryloyloxtethylphosphorylcholin (MPC), Dextran oder Hyd- roxyethylcellulose (HEC), einem natürlichen Polymer, insbe sondere einem S-Schichtprotein und Kombinationen davon und/o der ein anwuchsverhinderndes Material basierend auf fluori- nierten Silanen oder Phosphatidylcholin-Beschichtungen. Hier durch wird ein unerwünschter Bewuchs dieser Komponenten durch Zellen verhindert.
[0077] Figur 3 zeigt einen erfindungsgemäßen Träger 17, wel cher mindestens eine erfindungsgemäße mikrofluidische Vor richtung 1 umfasst. Der in Figur 3 dargestellte Träger 17 um fasst 12 erfindungsgemäße mikrofluidische Vorrichtungen 1. Hierdurch wird der Vorteil erreicht, dass eine oder mehrere erfindungsgemäße Vorrichtungen 1 gemeinsam auf einem Träger 17 hergestellt beziehungsweise vorgesehen werden können. Der in Figur 3 beispielhaft dargestellte Träger 17 weist Abmes sungen von 76 mm mal 52 mm auf. Figur 4 zeigt den Träger 17 aus Figur 3 in einer Seitenansicht.
[0078] In Figur 5a Figur 5b und Figur 5c wird die schritt weise Beladung der erfindungsgemäßen Vorrichtung 1 mit Hydro gel und die Ausbreitung des Hydrogels in der Vorrichtung 1 im Zuge der Beladung dargestellt. Das Hydrogel wird mit kleinen Kugeln symbolisiert. Es breitet sich über die Ladungsöffnung 4 über die Nebenkammer 6 in die Hauptkammer 5 aus.
[0079] Die Figur 6a, Figur 6b und Figur 6c zeigt die in den
Figuren 5a, 5b und 5c dargestellte Ausbreitung in einer Draufsicht, mit einer Spritze, welche für die Einbringung des Hydrogels in die Ladungsöffnung 4 genutzt wird.
[0080] Figur 7 zeigt die erfindungsgemäße Vorrichtung 1 in einem mit Hydrogel beladenen Zustand, wobei der Fluidkanal 3 mit einer schraffierten Fläche gekennzeichnet und frei von Hydrogel ist.
[0081] Ein weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung be trifft ein Verfahren zum Herstellen einer dreidimensionalen Zellkultur oder eines Organoids mit einer mikrofluidischen Vorrichtung gemäß der vorliegenden Erfindung, umfassend einen Schritt (A) des Beladens einer Kammer der erfindungsgemäßen Vorrichtung durch eine Ladungsöffnung mit Hydrogel bis zu ei nem Sollfüllstand.
[0082] In einem ersten Schritt (A) des erfindungsgemäßen
Verfahrens wird Hydrogel in die Kammer eingebracht. Dabei wird so viel Hydrogel in die Kammer eingefüllt bis es zu ei nem Rückstau des Hydrogels bis zur Nebenkammer kommt. In ei nem solchen Fall ist gewährleistet, dass das zusammenziehende Hydrogel bzw. Zell/Hydrogel-Gemisch an der Nebenkammer der Hauptkammer fixiert bleibt.
[0083] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung werden Zellen gemeinsam in und/oder vor Schritt (A) durch eine Ladungsöffnung und/oder über einen Fluideinlass (9) in die Kammer (2) eingebracht werden.
[0084] Im erfindungsgemäßen Verfahren können die Zellen nach und/oder vor Schritt (A) (Einbringung von Hydrogel in die Kammer der erfindungsgemäßen Vorrichtung) in die Kammer ap pliziert werden. Alternativ dazu ist es auch möglich die Zel len gemeinsam mit dem Hydrogel in die Kammer einzubringen.
[0085] Gemäß einer weiteren bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung sind die Zellen ausgewählt aus Stamm zellen und primären Zellen, vorzugsweise Fibroblasten, Knor pelzellen, Endothelzellen, Epithelzellen, Fettzellen, indu ziert pluripotente Stammzellen (IPS), Osteoclasten, Osteo blasten oder Osteozyten.
[0086] In die erfindungsgemäße Vorrichtung können Zellen, insbesondere tierische oder menschliche Zellen, verschiedens ter Herkunft eingebracht werden, sofern diese in der Lage sind, eine dreidimensionale Struktur (wie z.B. ein Organoid) auszubilden. Werden beispielsweise Stammzellen in die Vor richtung eingebracht, können diese direkt in der Vorrichtung nach bekannten Verfahren ausdifferenziert werden.
[0087] Das Kultivierungsmedium, welches durch den Fluidkanal in die Kammer eingebracht wird, wird entsprechend der einge setzten Zellen ausgewählt. Entsprechende Medien sind dem Fachmann hinreichend bekannt. [0088] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung umfasst oder besteht das Hydrogel aus Matri- gel, Fibrin, Kollagen, PEG-basiertes Hydrogel, Gelatine-ba- siertes Hydrogel, Hyaluronsäure-basiertes Hydrogel, Alginat- basierts Hydrogel, Seide-basiertes Hydrogel und Kombinationen davon .
[0089] Das Hydrogel weist vorzugsweise eine Konzentration von 0,1 mg/ml bis 500 mg/ml auf, noch mehr bevorzugt von 0,5 mg/ml bis 500 mg/ml.
[0090] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung wird die erfindungsgemäße Vorrichtung nach Schritt (A) für 12 Stunden bis 60 Tage, vorzugsweise für 1 bis 30 Tage, noch mehr bevorzugt für 2 bis 20 Tage, inku biert .
[0091] Um Organoide oder dreidimensionale Zellkulturen her zustellen, ist es von Vorteil, die Vorrichtung umfassend die Zellen und das Hydrogel für eine bestimmte Zeitdauer bei Be dingungen zu inkubieren, die ein Wachstum der Zellen ermög licht .
[0092] Gemäß einer besonders bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird die erfindungsgemäße Vorrichtung bei einer Temperatur von 25 bis 38°C, vorzugsweise von 37 bis 38°C, inkubiert wird.
[0093] Die Temperatur, bei der die erfindungsgemäße Vorrich tung inkubiert wird, richtet sich nach den zu kultivierenden Zellen und wird vorzugsweise in einem Bereich von 25 bis 38°C variiert .
[0094] Gemäß einer weiteren bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird nach Schritt (A) in einem Schritt (B) die Kammer mit einem durch einen Fluidkanal kontinuier lich oder diskontinuierlich durchlaufenden Fluidstrom ver sorgt wird, wobei bei einem diskontinuierlichen Fluidstrom das Fluid vorzugsweise verändert.
[0095] Während der Kultivierung der Zellen innerhalb der er findungsgemäßen Vorrichtung kann der Fluidstrom im Fluidkanal kontinuierlich oder diskontinuierlich (d.h. mit Unterbrechun gen oder veränderter Flussrate) sein. Zudem ist es möglich die Zusammensetzung des Fluids (z.B. Nährmedium), welches durch den Fluidkanal fließt, über die Zeit bzw. während der Kultivierung der Zellen zu verändern. Dadurch können einer seits natürliche Vorgänge simuliert werden, da sich auch im menschlichen bzw. tierischen Körper die Nährstoffzufuhr bzw. ein Gewebe „umspülender" Fluidstromändert bzw. ändern kann. Die Änderung der Flussgeschwindigkeit und Zusammensetzung des Fluids im Fluidkanal hat zudem den Vorteil, dass der Einfluss von Fluidströmen und Substanzen auf das Zellwachstum oder dem Zustand der Zellen innerhalb der erfindungsgemäßen Vorrich tung untersucht werden kann.
[0096] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung wird der CO2-und/oder Ck-Gehalt und/oder der pH-Wert innerhalb der Vorrichtung und/oder des Flu idstroms kontrolliert wird.
[0097] Um das Wachstum der Zellen und deren Zustand inner halb der erfindungsgemäßen Vorrichtung zu beobachten, ist es von Vorteil bestimmte Parameter, insbesondere die oben ge nannten Parameter, zu erfassen und zu kontrollieren, um gege benenfalls entsprechende Maßnahmen zu setzen.
[0098] Ein noch weiterer Aspekt der vorliegenden Erfindung betrifft ein Verfahren zur Bestimmung des Einflusses einer chemischen Verbindung und/oder mindestens eines physikali schen Parameters auf Zellen einer dreidimensionalen Zellkul tur in einer erfindungsgemäßen mikrofluidischen Vorrichtung umfassend die Schritte: a) Feststellen eines Erstzustandes der Zellen, bl) Inkontaktbringen der Zellen mit einer chemischen Verbindung und/oder b2) Änderung eines physikalischen Parameters inner halb der mikrofluidischen Vorrichtung, c) Feststellen eines Zweitzustandes der Zellen und d) Bestimmen des Einflusses der chemischen Verbin dung und/oder des mindestens einen physikali schen Parameters auf die Zellen durch Ermittlung einer Differenz zwischen dem Erstzustand und Zweitzustand der Zellen.
[0099] Mit der erfindungsgemäßen Vorrichtung ist es möglich den Einfluss von physikalischen Parametern oder Substanzen bzw. Substanzgemischen auf dreidimensionale Zellkulturen bzw. Organoide. Dabei gilt es zunächst festzustellen, in welchem Zustand sich die Zellen vor Zugabe einer Substanz bzw. einen Substanzmischung bzw. vor Änderung der physikalischen Parame ter befinden. Die Feststellung, in welchem Zustand sich die Zellen befinden, kann mit verschiedenen Methoden erfolgen. Es ist einerseits möglich zu bestimmen, ob die Zellkultur bzw. das Organoid bestimmte Substanzen (z.B. Chemokine) ausschüt tet. Andererseits können auch rein optische Methoden herange zogen werden, bei denen der optische Zustand der Kultur bzw. des Organoids betrachtet wird. Dieselben Untersuchungen wer den nach Schritt bl) und/oder b2) durchgeführt, um einen Zweitzustand festzstellen. Aus der Differenz zwischen Erst und Zweitzustand lässt sich der Einfluss eines physikalischen Parameters oder einer Substanz bzw. eines Substanzgemisches auf die Zellen ableiten.
[0100] Der Einfluss der chemischen Verbindung und/oder des mindestens einen physikalischen Parameters auf die Zellen kann vorzugsweise durch Messung der Viabilität, Morphologie, Sekretion von Substanzen aus den Zellen, optischen Transpa renz und/oder Eintrübung oder Kombinationen davon bestimmt werden .
[0101] Derartige Verfahren sind beispielsweise in Kratz SRA et al. (Biosensors 2019, 9(3), 110) erwähnt.
[0102] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung wird der Einfluss der chemischen Verbindung und/oder des mindestens einen physikalischen Parameters auf die Zellen durch Messung der Ausschüttung von Biomolekülen, insbesondere von Antikörpern, Chemokinen, Zytokinen, Enzymen oder microRNA, bestimmt
[0103] Besonders bevorzugt die Mengen bzw. Konzentration von
Interleukinen, Matrixmetalloproteinasen, Wachstumsfaktoren wie BMP, EGF; VEGF, FGF, BAFF, usw. bestimmt (siehe z.B. Rot- hbauer M et al. (Lab Chip, 2018, 18, 249-270)).
[0104] Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform der vorlie genden Erfindung ist der physikalische Parameter ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Temperatur und pH-Wert. [0105] Die vorliegende Erfindung wird anhand der folgenden
Ausführungsformen und Beispiele näher dargelegt, ohne jedoch auf diese beschränkt zu sein.
AUSFÜHRUNGSFORMEN
[0106] 1. Mikrof luidische Vorrichtung (1), vorzugsweise zum Herstellen einer dreidimensionalen Zellkultur, mit min destens einer Kammer (2) und einem die Kammer (2) zumindest teilweise durchlaufenden Fluidkanal (3) zum Bereitstellen ei nes die Kammer (2) vorzugsweise kontinuierlich durchlaufenden Fluidstroms, wobei die Kammer (2) mit einer Ladungsöffnung (4) verbunden und über die Ladungsöffnung (4) bis zu einem Sollfüllstand mit Hydrogel beladbar ist, dadurch gekennzeich net, dass die Kammer (2) eine Hauptkammer (5) und eine mit der Hauptkammer (5) verbundene Nebenkammer (6) umfasst, wobei die Nebenkammer (6) beim Beladen der Kammer (2) mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand zumindest teilweise mit Hydrogel be- füllbar ist.
[0107] 2. Vorrichtung (1) gemäß Ausführungsform 1, dadurch gekennzeichnet, dass die Hauptkammer (5) und die Nebenkammer (6) durch einen Verbindungskanal (7) verbunden sind, wobei der Verbindungskanal (7) einen kleineren Querschnitt als die Hauptkammer (5) und die Nebenkammer (6) aufweist.
[0108] 3. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanal (3) die Hauptkammer (5) zumindest teilweise durchläuft, und die Hauptkammer (5) einen ersten Kammerboden (8) aufweist, wobei der Fluidkanal (3) einen, beabstandet von dem ersten Kammer boden (8) in der Hauptkammer (5) angeordneten Fluideinlass (9), sowie einen beabstandet von dem ersten Kammerboden (8) in der Hauptkammer (5) angeordneten Fluidauslass (10) um fasst.
[0109] 4. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Hauptkammer (5) einen ersten Kammerboden (8) aufweist und die Nebenkammer (6) einen zweiten Kammerboden (11) aufweist, wobei der erste Kam merboden (8) auf einem niedrigeren Höhenniveau als der zweite Kammerboden (11) ausgebildet ist. [0110] 5. Vorrichtung (1) gemäß Ausführungsform 3 oder 4, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanal (3) einen Fluid kanalboden (16) aufweist, wobei der Fluidkanalboden (16) auf einem höheren Höhenniveau als der erste Kammerboden (8) aus gebildet ist.
[0111] 6. Vorrichtung (1) gemäß Ausführungsform 5, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanalboden (16) auf einem nied rigeren Höhenniveau als der zweite Kammerboden (11) ausgebil det ist.
[0112] 7. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass die Nebenkammer (6) ein kleineres Volumen als die Hauptkammer (5) aufweist.
[0113] 8. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 7, dadurch gekennzeichnet, dass die Ladungsöffnung
(4) mit der Nebenkammer (6) verbunden ist.
[0114] 9. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass die Nebenkammer (6) an einer, dem Fluidkanal (3) gegenüberliegenden Seite (12) der Hauptkammer (5) mit der Hauptkammer (5) verbunden ist.
[0115] 10. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanal (3) entlang einer Seitenwand (13) der Hauptkammer (5) verläuft.
[0116] 11. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass in der Hauptkammer
(5) eine den Fluidkanal (3) begrenzende semipermeable Membran (14), vorzugsweise eine Silikonmembran, angeordnet ist.
[0117] 12. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 11, dadurch gekennzeichnet, dass die Vorrichtung (1) eine die Ladungsöffnung (4) mit der Kammer (2) verbin dende Leitung (15) umfasst.
[0118] 13. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsfor men 1 bis 12, dadurch gekennzeichnet, dass die Hauptkammer (5) eine Raumdiagonale aufweist, welche 2 bis 20 mm, vorzugs weise 2 bis 15 mm, noch mehr bevorzugt 3 bis 10 mm, noch mehr bevorzugt 4 bis 6 mm, beträgt.
[0119] 14. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsformen
5 bis 13, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanalboden (16) einen Abstand von 0,1 bis 10 mm, vorzugsweise von 0,2 bis 5 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 2 mm, noch mehr be vorzugt von 0,2 bis 1 mm, noch mehr bevorzugt von 0,2 bis 0,4 mm, vom ersten Kammerboden (8) aufweist.
[0120] 15. Vorrichtung (1) gemäß einer der Ausführungsformen
1 bis 14, dadurch gekennzeichnet, dass die Kammer (2), die Hauptkammer (5), die Nebenkammer (6) und/oder der Fluidkanal (3) eine anwuchsverhindernde Oberflächenbeschichtung umfasst, wobei diese vorzugsweise ausgewählt ist aus der Gruppe beste hend aus einem Polyethylenglykol (PEG)-basierendem Polymer, einem Polysaccharid, insbesondere Agarose, einem Polyhydroxy- polymer, insbesondere Poly(2-Hydroxyethylmethacrylat) (poly- HEMA), 2-Methacryloyloxtethylphosphorylcholin (MPC), Dextran oder Hydroxyethylcellulose (HEC), einem natürlichen Polymer, insbesondere einem S-Schichtprotein und Kombinationen davon.
[0121] 16. Träger (17) umfassend mindestens eine mikroflui- dische Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 15.
[0122] 17. Verfahren zum Herstellen einer dreidimensionalen
Zellkultur oder eines Organoids mit einer mikrofluidischen Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 15, umfassend einen Schritt (A) des Beladens einer Kammer (2) der Vorrich tung (1) durch eine Ladungsöffnung (4) mit Hydrogel bis zu einem Sollfüllstand.
[0123] 18. Verfahren gemäß Ausführungsform 17, dadurch ge kennzeichnet, dass Zellen gemeinsam in und/oder vor Schritt (A) durch eine Ladungsöffnung (4) und/oder über einen Fluide inlass (9) in die Kammer (2) eingebracht werden.
[0124] 19. Verfahren gemäß Ausführungsform 18, dadurch ge kennzeichnet, dass die Zellen ausgewählt sind aus Stammzellen und primären Zellen, vorzugsweise Fibroblasten, Knorpelzel len, Endothelzellen, Epithelzellen, Fettzellen, induziert pluripotente Stammzellen (IPS), Osteoclasten, Osteoblasten o- der Osteozyten.
[0125] 20. Verfahren gemäß einer der Ausführungsformen 17 bis 19, dadurch gekennzeichnet, dass das Hydrogel Matrigel, Fibrin, Kollagen, PEG-basiertes Hydrogel, Gelatine-basiertes Hydrogel, Hyaluronsäure-basiertes Hydrogel, Alginat-basierts Hydrogel, Seide-basiertes Hydrogel und Kombinationen davon umfasst oder daraus besteht. [0126] 21. Verfahren gemäß einer der Ausführungsformen 17 bis 20, dadurch gekennzeichnet, dass die Vorrichtung (1) nach Schritt (A) für 12 Stunden bis 60 Tage, vorzugsweise für 1 bis 30 Tage, noch mehr bevorzugt für 2 bis 20 Tage, inkubiert wird .
[0127] 22. Verfahren gemäß Ausführungsform 21, dadurch ge kennzeichnet, dass die Vorrichtung (1) bei einer Temperatur von 25 bis 38°C, vorzugsweise von 37 bis 38°C, inkubiert wird .
[0128] 23. Verfahren gemäß einer der Ausführungsformen 17 bis 22, dadurch gekennzeichnet, dass nach Schritt (A) in ei nem Schritt (B) die Kammer (2) mit einem durch einen Fluidka nal (3) kontinuierlich oder diskontinuierlich durchlaufenden Fluidstrom versorgt wird, wobei bei einem diskontinuierlichen Fluidstrom das Fluid vorzugsweise verändert wird.
[0129] 24. Verfahren gemäß einer der Ausführungsformen 17 bis 23, dadurch gekennzeichnet, dass der CO2-und/oder Ck-Gehalt und/oder der pH-Wert innerhalb der Vorrichtung und/oder des Fluidstroms kontrolliert wird.
[0130] 25. Verfahren zur Bestimmung des Einflusses einer chemischen Verbindung und/oder mindestens eines physikali schen Parameters auf Zellen einer dreidimensionalen Zellkul tur in einer mikrofluidischen Vorrichtung gemäß einem der An sprüche 1 bis 16 umfassend die Schritte: a) Feststellen eines Erstzustandes der Zellen, bl) Inkontaktbringen der Zellen mit einer chemischen Verbindung und/oder b2) Änderung eines physikalischen Parameters inner halb der mikrofluidischen Vorrichtung, c) Feststellen eines Zweitzustandes der Zellen und d) Bestimmen des Einflusses der chemischen Verbin dung und/oder des mindestens einen physikalischen Parameters auf die Zellen durch Ermittlung einer Differenz zwischen dem Erstzustand und Zweitzustand der Zellen.
[0131] 26. Verfahren gemäß Ausführungsform 25, dadurch ge kennzeichnet, dass der Einfluss der chemischen Verbindung und/oder des mindestens einen physikalischen Parameters auf die Zellen durch Messung der Viabilität, Morphologie, Sekre tion von Substanzen aus den Zellen, optischen Transparenz und/oder Eintrübung oder Kombinationen davon bestimmt wird [0132] 27. Verfahren gemäß Ausführungsform 25 oder 26, dadurch gekennzeichnet, dass der Einfluss der chemischen Ver bindung und/oder des mindestens einen physikalischen Parame ters auf die Zellen durch Messung der Ausschüttung von Biomo lekülen, insbesondere von Antikörpern, Chemokinen, Zytokinen, Enzymen oder microRNA, bestimmt wird [0133] 28. Verfahren nach einer der Ausführungsformen 25 bis
27, dadurch gekennzeichnet, dass der physikalische Parameter ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Temperatur und pH-Wert .
BEISPIELE
[0134] Beispiel 1: Charakterisierung des Kondensationsver halten von synovialen Fibroblasten
[0135] Methoden
[0136] Chipherstellung
[0137] Zur Reinigung der Grundlage des Chips, ein Objektträ ger (76 x 26 mm) von VWR, wurde zuerst in eine 2% Hell- manex® III Lösung gegeben und 5 Minuten ins Ultraschallbad behandelt. Anschließend wurde die Lösung verworfen und der Vorgang zuerst mit Isopropanol und anschließend mit Wasser wiederholt. Zuletzt wurden die Objektträger mit Druckluft und 1 Stunde bei 80 °C im Ofen getrocknet.
[0138] Für die Chipherstellung, mussten zuerst 5 PDMS
Schichten (76 x 26 mm) ausgeschnitten werden. Dafür wurde 0.5 mm dicke PDMS Folie in den Schneider CÄMM-1 GS-24 von Roland DG eingefügt und die gewünschte Form ausgeschnitten, welche mit einer Pinzette entfernt wurden. Dann wurden die einzelnen Schichten durch Plasmaaktivierung miteinander verbunden, beginnend mit dem Mikroskopslide und der ersten Schicht PDMS Folie. Die Stärke der Verbindung wurde durch Hitzebehandlung im Ofen (80 °C) verstärkt.
[0139] Vor der Verwendung des Chips wurden alle Kammern, Ka näle und Reservoirs mit 70% Ethanol gespült. Die Zellkam mern wurden zudem mit Lipidure®, einem Antifouling-Mittel, beschichtet. Zuletzt wurde der Chip mit UV-Licht sterili siert.
[0140] Zellkultur
[0141] Synoviale Fibroblasten wurden mit Kulturmedium (DMEM, 10% FBS, 1% Antibiotikum, 1% MEM NEAA) in Kulturflaschen kultiviert (37 °C, 5% C02) und bei 90% Konfluenz aus der Flasche gelöst. Dafür wurden die Zellen 5 Minuten mit IX Trypsinlösung bei 37 °C inkubiert und anschließend Medium hinzugefügt, um die Reaktion zu stoppen. Die Zellsuspension wurden mittels Trypanblau gezählt und zentrifugiert (4 °C, 1400 rpm, 5 min). Das Zellpellet wurde anschließend in Me dium resuspendiert und die benötigte Menge an Zellen abge trennt. Nach erneutem Zentrifugieren wurde das Zellpellet mit Matrigel vermischt (3000 Zellen pro mΐ Matrigel) und die Chips mit 45 mΐ Zell-/Matrigelsuspension pro Zellkammer befüllt. Nach 40 Minuten Polymerisierung bei 37 °C wurde 3D Kultivierungsmedium hinzugefügt (DMEM, 10% FBS, 1% Antibio tikum, 1% MEM NEAA, 1% ITS, 31.6 pg/ml L-Ascorbic acid 2- phosphate, 2% HEPES). Die Chips wurden bis zu 4 Wochen bei 37 °C und 5% C02 kultiviert, wobei das Medium zweimal in der Woche getauscht wurde.
[0142] Resultate und Diskussion
[0143] Die synovialen Fibroblasten gehen Zell-Zell-Verbin- dungen ein und beginnen eigenen extrazelluläre Matrix aus zuschütten. Das Matrigel, in dem sich die Zellen anfangs befinden, wird umgebaut und durch die starken Zellverbin dungen kondensiert die so genannte Mikromasse über die Zeit (Figur 10). Die Kondensation erfolgt dabei kontrolliert zu rück Richtung Ladungsöffnung, da übrige Zellen im Ladungs kanal eine miniaturisierte Mikromasse bilden. Diese kann nicht in die eigentliche Zellkammer, da der Einlaufkanal verengt ist. Die miniaturisierte Mikromasse ist mit der großen Mikromasse in der Zellkammer durch Zellen verbunden. Während des Umbaus des Matrigels und der Kondensation ent steht eine Mikromasse ähnlich synovialem Gewebe. Charakte ristisch für synoviales Gewebe ist eine dichtere Zell schicht Richtung Medium, sowie ein eher lockeres Gewebe im Inneren der Mikromasse. Durch die Kondensation ändert sich die Struktur, da zu Beginn die Zell-/Matrigelsuspension in einer zylinderartigen Kammer polymerisiert. Durch das Zu sammenziehen bildet sich eine kugelartige Mikromasse. Um diese Annahme zu überprüfen wurden Phasenkontrastbilder in regelmäßigen Abständen über die z-Achse von der Mikromasse aufgenommen. Anhand der Schärfeebene konnte die Größe des Querschnitts an verschiedenen Positionen bestimmt werden. Figure 11 zeigt, dass sich die Form nach 14 Tagen nur noch wenig ändert. Ein Vergleich mit einer Kugel zeigt, dass die Kurve jedoch etwas anders verlaufen müsste. Daher ist die Annahme, dass die Mikromasse ellipsoid geformt ist, da der Durchmesser der Kammer 2,5-mal so groß ist, wie die Höhe.
Um den Einfluss der Höhe auf die Kondensation abzuwägen, wurden Chips mit unterschiedlich hohen Zellkammer gebaut. Figure 12 zeigt, dass keine wesentlichen Änderungen im Kon densationverhalten zu beobachten sind. Unterschiede beruhen hauptsächlich auf dem Volumensunterschied.
[0144] Beispiel 2: Kondensationsverhalten von synovialen Fibroblasten in Gegenwart von Immunzellen
[0145] Methoden
[0146] Chipherstellung
[0147] Zur Reinigung der Grundlage des Chips, ein Objektträ ger (76 x 26 mm) von VWR, wurde zuerst in eine 2% Hell- manex® III Lösung gegeben und 5 Minuten ins Ultraschallbad behandelt. Anschließend wurde die Lösung verworfen und der Vorgang zuerst mit Isopropanol und anschließend mit Wasser wiederholt. Zuletzt wurden die Objektträger mit Druckluft und 1 Stunde bei 80 °C im Ofen getrocknet.
[0148] Für die Chipherstellung, mussten zuerst 5 PDMS
Schichten (76 x 26 mm) ausgeschnitten werden. Dafür wurde 0.5 mm dicke PDMS Folie in den Schneider CÄMM-1 GS-24 von Roland DG eingefügt und die gewünschte Form ausgeschnitten, welche mit einer Pinzette entfernt wurden. Dann wurden die einzelnen Schichten durch Plasmaaktivierung miteinander verbunden, beginnend mit dem Mikroskopslide und der ersten Schicht PDMS Folie. Die Stärke der Verbindung wurde durch Hitzebehandlung im Ofen (80 °C) verstärkt. [0149] Vor der Verwendung des Chips wurden alle Kammern, Ka näle und Reservoirs mit 70% Ethanol gespült. Die Zellkam mern wurden zudem mit Lipidure®, einem Antifouling-Mittel, beschichtet. Zuletzt wurde der Chip mit UV-Licht sterili siert.
[0150] Zellkultur
[0151] Zellsuspensionen von OP-Präparaten wurden aufgetaut und mit Kulturmedium (DMEM, 10% FBS, 1% Antibiotikum, 1%
MEM NEAA) in Kulturflaschen kultiviert (37 °C, 5% C02). Bei 90% Konfluenz wurden die Zellen aus der Flasche gelöst. Da für wurden die Zellen 5 Minuten mit IX Trypsinlösung bei 37 °C inkubiert und anschließend Medium hinzugefügt, um die Reaktion zu stoppen. Die Zellsuspension wurden mittels Trypanblau gezählt und zentrifugiert (4 °C, 1400 rpm, 5 min) . Die Zellen wurden in Medium resuspendiert und ein Teil wurde subkultiviert, sowie ein anderer Teil mit der benötigten Menge an Zellen für die Chipkulturen abgetrennt. Nach erneutem Zentrifugieren wurde das Zellpellet mit Mat- rigel vermischt (3000 Zellen pro mΐ Matrigel) und die Chips mit 45 mΐ Zell-/Matrigelsuspension pro Zellkammer befüllt. Nach 40 Minuten Polymerisierung bei 37 °C wurde 3D Kulti vierungsmedium hinzugefügt (DMEM, 10% FBS, 1% Antibiotikum, 1% MEM NEAA, 1% ITS, 31.6 pg/ml L-Ascorbic acid 2-phos- phate, 2% HEPES). Die Chips wurden bis zu 4 Wochen bei 37 °C und 5% C02 kultiviert, wobei Medium zweimal in der Woche getauscht wurde.
[0152] Resultate und Diskussion
[0153] In frühen Passagen sind noch wesentlich mehr Immun zellen vorhanden, welche einen Einfluss auf die Mikromasse bildung haben, da die Umgebung ein entzündetes Gelenk nach ahmt. Figure 14A zeigt, dass je höher die Passage ist, umso kleiner wird die Mikromasse, was auf einer besseren Mikro massebildung beruht. In Figure 14B ist ersichtlich, dass die Mikromasse gebildet aus Passage 5 Zellen eine wesent lich rundere und besser ausgebildete Mikromasse formt, wäh rend die Mikromasse aus Passage 1 Zellen nach 4 Wochen eher noch aus Cluster besteht und keine charakteristische dich tere Außenschicht Richtung Medium ausbildet. Das optische Erscheinungsbild der Mikromasse gibt bereits wesentliche Informationen über den Zustand der Zellen.
[0154] Beispiel 3: Größenabnahme als Indikator für die Re- differenzierung von Chondrozyten
[0155] Methoden
[0156] Chipherstellung
[0157] Zur Reinigung der Grundlage des Chips, ein Objektträ ger (76 x 26 mm) von VWR, wurde zuerst in eine 2% Hell- manex® III Lösung gegeben und 5 Minuten ins Ultraschallbad behandelt. Anschließend wurde die Lösung verworfen und der Vorgang zuerst mit Isopropanol und anschließend mit Wasser wiederholt. Zuletzt wurden die Objektträger mit Druckluft und 1 Stunde bei 80 °C im Ofen getrocknet.
[0158] Für die Chipherstellung, mussten zuerst 5 PDMS
Schichten (76 x 26 mm) ausgeschnitten werden. Dafür wurde 0.5 mm dicke PDMS Folie in den Schneider CÄMM-1 GS-24 von Roland DG eingefügt und die gewünschte Form ausgeschnitten, welche mit einer Pinzette entfernt wurden. Dann wurden die einzelnen Schichten durch Plasmaaktivierung miteinander verbunden, beginnend mit dem Mikroskopslide und der ersten Schicht PDMS Folie. Die Stärke der Verbindung wurde durch Hitzebehandlung im Ofen (80 °C) verstärkt.
[0159] Vor der Verwendung des Chips wurden alle Kammern, Ka näle und Reservoirs mit 70% Ethanol gespült. Die Zellkam mern wurden zudem mit Lipidure®, einem Antifouling-Mittel, beschichtet. Zuletzt wurde der Chip mit UV-Licht sterili siert.
[0160] Zellkultur
[0161] Chondrozyten, gekauft von Sigma Aldrich (C-12710), wurden in Kulturflaschen mit Chondrozyten Wachstumsmedium von Sigma Aldrich (411-500) kultiviert (37 °C, 5% C02). Bei 90% Konfluenz wurden die Zellen aus der Flasche gelöst. Da für wurden die Zellen 5 Minuten mit IX Trypsinlösung bei 37 °C inkubiert und anschließend Medium hinzugefügt, um die Reaktion zu stoppen. Die Zellsuspension wurde zentrifugiert (4 °C, 1400 rpm, 5 min) und eine Probe davon währenddessen mit Trypanblau gezählt. Das Zellpellet wurde in Medium re- suspendiert und die benötigte Menge an Zellen für die Chipkulturen abgetrennt. Nach erneutem Zentrifugieren wurde das Zellpellet vorsichtig mit Fibrin vermischt (2000 Zellen pro mΐ Fibrin) und mit jeweils 30 mΐ aliquotiert. Zum Be füllen einer Zellkammer wurde 30 mΐ Thrombin (4 U/ml) mit Fibrin vermischt und sofort in den Chip geladen. Der Chip wurde 15 Minuten bei 37 °C inkubiert, damit sich ein festes 3D Netzwerk formt. Anschließend wurde Chip Kultivierungsme dium (DMEM, 1% Antibiotikum, 1% MEM NEAA, 1% ITS, 31.6 pg/ml L-Ascorbic acid 2-phosphate, 2% HEPES) mit unter schiedlichen Konzentrationen FBS und TGF-ß3 oder Chondrozy- ten Differenzierungsmedium von Sigma Aldrich (411D-250) hinzugefügt. Die Chips wurden bis zu 4 Wochen bei 37 °C und 5% C02 kultiviert, wobei jeden zweiten Tag Medium getauscht wurde .
[0162] Resultate
[0163] Für eine Ko-Kultur von Chondrozyten und synovialen Fibroblasten sollte ein Medium gefunden werden, welches für beide Zellkulturen am Chip eingesetzt werden kann. Das Me dium ausgehend von einer synovialen Fibroblasten Kultur am Chip wurde dahingehend geändert, dass die Serumkonzentra tion variiert wurde (1 und 10%) und TGF-ß3, welches für die Redifferenzierung von Chondrozyten notwendig ist, hinzuge fügt wurde. Diese Medien wurden mit einem gekauften Diffe renzierungsmedium verglichen. Figure 15 zeigt, dass die Größe des Chondrozytenklumpens wesentlich stärker über ei nen Zeitrahmen von 21 Tagen bei den selbst definierten Me dien abnimmt. Während beim gekauften Differenzierungsmedium der Klumpen nach 21 Tagen noch größer als 50% das ursprüng lich geladene Konstrukt ist. Es ist ersichtlich, dass mit einer geringeren Serumkonzentration anfangs die Abnahme ge ringer ist, doch nach 21 Tagen die Größe jenen, welche mit einer höheren Serumkonzentration kultiviert wurden, gleicht .

Claims

Patentansprüche :
1. Mikrofluidische Vorrichtung (1), vorzugsweise zum Herstel len einer dreidimensionalen Zellkultur, mit mindestens einer Kammer (2) und einem die Kammer (2) zu mindest teilweise durchlaufenden Fluidkanal (3) zum Bereit stellen eines die Kammer (2) vorzugsweise kontinuierlich durchlaufenden Fluidstroms, wobei die Kammer (2) mit einer La dungsöffnung (4) verbunden und über die Ladungsöffnung (4) bis zu einem Sollfüllstand mit Hydrogel beladbar ist, dadurch gekennzeichnet, dass die Kammer (2) eine Hauptkammer (5) und eine mit der Hauptkam- mer (5) verbundene Nebenkammer (6) umfasst, wobei die Neben kammer (6) beim Beladen der Kammer (2) mit Hydrogel bis zum Sollfüllstand zumindest teilweise mit aus der Hauptkammer (5) rückgestautem Hydrogel befüllt wird.
2. Vorrichtung (1) gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die Hauptkammer (5) und die Nebenkammer (6) durch einen Verbindungskanal (7) verbunden sind, wobei der Verbindungska nal (7) einen kleineren Querschnitt als die Hauptkammer (5) und die Nebenkammer (6) aufweist.
3. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanal (3) die Hauptkam mer (5) zumindest teilweise durchläuft, und die Hauptkammer (5) einen ersten Kammerboden (8) aufweist, wobei der Fluidka nal (3) einen, beabstandet von dem ersten Kammerboden (8) in der Hauptkammer (5) angeordneten Fluideinlass (9), sowie einen beabstandet von dem ersten Kammerboden (8) in der Hauptkammer (5) angeordneten Fluidauslass (10) umfasst.
4. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Hauptkammer (5) einen ersten Kammer boden (8) aufweist und die Nebenkammer (6) einen zweiten Kam merboden (11) aufweist, wobei der erste Kammerboden (8) auf einem niedrigeren Höhenniveau als der zweite Kammerboden (11) ausgebildet ist.
5. Vorrichtung (1) gemäß Anspruch 3 oder 4, dadurch gekenn zeichnet, dass der Fluidkanal (3) einen Fluidkanalboden (16) aufweist, wobei der Fluidkanalboden (16) auf einem höheren Hö henniveau als der erste Kammerboden (8) ausgebildet ist.
6. Vorrichtung (1) gemäß Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanalboden (16) auf einem niedrigeren Höhenni veau als der zweite Kammerboden (11) ausgebildet ist.
7. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass die Nebenkammer (6) ein kleineres Volumen als die Hauptkammer (5) aufweist.
8. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 7, dadurch gekennzeichnet, dass die Ladungsöffnung (4) mit der Nebenkam mer (6) verbunden ist.
9. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass die Nebenkammer (6) an einer, dem Fluid kanal (3) gegenüberliegenden Seite (12) der Hauptkammer (5) mit der Hauptkammer (5) verbunden ist.
10. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass der Fluidkanal (3) entlang einer Seiten wand (13) der Hauptkammer (5) verläuft.
11. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Vorrichtung (1) eine die La dungsöffnung (4) mit der Kammer (2) verbindende Leitung (15) umfasst.
12. Vorrichtung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 11, dadurch gekennzeichnet, dass die Kammer (2), die Hauptkammer (5), die Nebenkammer (6) und/oder der Fluidkanal (3) eine an wuchsverhindernde Oberflächenbeschichtung umfasst, wobei diese vorzugsweise ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus einem Polyethylenglykol (PEG)-basierendem Polymer, einem Polysaccha rid, insbesondere Agarose, einem Polyhydroxypolymer, insbeson dere Poly(2-Hydroxyethylmethacrylat) (poly-HEMA), 2-Methacry- loyloxtethylphosphorylcholin (MPC), Dextran oder Hydroxyethyl- cellulose (HEC), einem natürlichen Polymer, insbesondere einem S-Schichtprotein und Kombinationen davon.
13. Träger (17) umfassend mindestens eine mikrofluidische Vor richtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 12.
14. Verfahren zum Herstellen einer dreidimensionalen Zellkul tur oder eines Organoids mit einer mikrofluidischen Vorrich tung (1) gemäß einem der Ansprüche 1 bis 12, umfassend einen Schritt (A) des Beladens einer Kammer (2) der Vorrichtung (1) durch eine Ladungsöffnung (4) mit Hydrogel bis zu einem Soll füllstand.
15. Verfahren gemäß Anspruch 14, dadurch gekennzeichnet, dass Zellen gemeinsam in und/oder vor Schritt (A) durch eine La dungsöffnung (4) und/oder über einen Fluideinlass (9) in die Kammer (2) eingebracht werden, wobei die Zellen vorzugsweise ausgewählt sind aus Stammzellen und primären Zellen, vorzugs weise Fibroblasten, Knorpelzellen, Endothelzellen, Epithelzel len, Fettzellen, induziert pluripotente Stammzellen (IPS), Os- teoclasten, Osteoblasten oder Osteozyten.
16. Verfahren zur Bestimmung des Einflusses einer chemischen Verbindung und/oder mindestens eines physikalischen Parameters auf Zellen einer dreidimensionalen Zellkultur in einer mikro- fluidischen Vorrichtung gemäß einem der Ansprüche 1 bis 12 um fassend die Schritte: a) Feststellen eines Erstzustandes der Zellen, bl) Inkontaktbringen der Zellen mit einer chemischen Ver bindung und/oder b2) Änderung eines physikalischen Parameters innerhalb der mikrofluidischen Vorrichtung, c) Feststellen eines Zweitzustandes der Zellen und d) Bestimmen des Einflusses der chemischen Verbindung und/oder des mindestens einen physikalischen Parame ters auf die Zellen durch Ermittlung einer Differenz zwischen dem Erstzustand und Zweitzustand der Zellen
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