EP2004223A1 - Polysaccharides capsulaires de type 5 et de type 8 des souches surproductrices de staphylococcus aureus - Google Patents

Polysaccharides capsulaires de type 5 et de type 8 des souches surproductrices de staphylococcus aureus

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Publication number
EP2004223A1
EP2004223A1 EP07731229A EP07731229A EP2004223A1 EP 2004223 A1 EP2004223 A1 EP 2004223A1 EP 07731229 A EP07731229 A EP 07731229A EP 07731229 A EP07731229 A EP 07731229A EP 2004223 A1 EP2004223 A1 EP 2004223A1
Authority
EP
European Patent Office
Prior art keywords
strain
aureus
cyl770
type
capsular polysaccharide
Prior art date
Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
Ceased
Application number
EP07731229A
Other languages
German (de)
English (en)
Inventor
Philippe Talaga
Olivier Adam
Bachra Rokbi
Claude Meric
Noëlle MISTRETTA
Current Assignee (The listed assignees may be inaccurate. Google has not performed a legal analysis and makes no representation or warranty as to the accuracy of the list.)
Sanofi Pasteur Inc
Original Assignee
Sanofi Pasteur Inc
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by Sanofi Pasteur Inc filed Critical Sanofi Pasteur Inc
Priority to EP12181802.5A priority Critical patent/EP2653164A1/fr
Publication of EP2004223A1 publication Critical patent/EP2004223A1/fr
Ceased legal-status Critical Current

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Classifications

    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K39/02—Bacterial antigens
    • A61K39/085—Staphylococcus
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61P—SPECIFIC THERAPEUTIC ACTIVITY OF CHEMICAL COMPOUNDS OR MEDICINAL PREPARATIONS
    • A61P31/00—Antiinfectives, i.e. antibiotics, antiseptics, chemotherapeutics
    • A61P31/04—Antibacterial agents
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
    • A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
    • A61K39/00—Medicinal preparations containing antigens or antibodies
    • A61K2039/60—Medicinal preparations containing antigens or antibodies characteristics by the carrier linked to the antigen
    • A61K2039/6031—Proteins
    • A61K2039/6037—Bacterial toxins, e.g. diphteria toxoid [DT], tetanus toxoid [TT]

Definitions

  • the invention relates to type 5 and type capsular polysaccharides
  • S. aureus strains comprise a peptidoglycan wall and optionally polysaccharides linked to the outer surface of the latter which form a more or less thick structure that is called capsule or glycocalix.
  • capsular polysaccharides are formed by the assembly of repeating units whose constituents and bonds are defined and are characteristic of the bacterial species. These repetitive units contain the epitopes and structures determining the antigenicity.
  • a major obstacle to the development of a capsular antigen-based vaccine against S. aureus is the low productivity, variable depending on culture conditions, of wild strains expressing T5 and T8.
  • the inventors have surprisingly demonstrated that wild S. aureus strains that have been genetically engineered to produce capsular polysaccharide (PS) in large amounts can be advantageously used to produce polysaccharides of interest.
  • PS capsular polysaccharide
  • the inventors have indeed shown that strains of S. aureus T5 and T8, modified by genetic recombination to obtain strains overproducing capsular PS, are capable of producing in large amounts in the culture supernatant a capsular polysaccharide which, although different of wild-type PS, induces a humoral response comprising antibodies against wild-type capsular PS.
  • the subject of the present invention is therefore an immunogenic composition
  • a T8 and / or T5 capsular polysaccharide of a T8 and / or T5 supramatronic S. aureus strain respectively.
  • said composition comprises a T5 capsular polysaccharide of a strain of S. aureus CYL1892.
  • said composition comprises a capsular polysaccharide T8 of a strain of S. aureus CYL770.
  • said composition comprises a T5 capsular polysaccharide of a strain of S. aureus CYL1892 and a capsular polysaccharide of T8 of a S. aureus CYL770 strain.
  • said immunogenic composition comprises a conjugate comprising a capsular polysaccharide T8 and / or T5 of a strain overproducing S. aureus bound to a carrier protein.
  • said conjugate comprises a capsular polysaccharide T8 of strain CYL770.
  • said conjugate comprises a T5 capsular polysaccharide of strain CYL1892.
  • said immunogenic composition comprises a conjugate comprising a T8 capsular polysaccharide of strain CYL770 and a conjugate comprising a T5 capsular polysaccharide of strain CYL1892.
  • said conjugates comprise a fractionated capsular polysaccharide.
  • the carrier molecule of the conjugate according to the present invention is exotoxin A of Pseudomonas aeruginosa.
  • the present invention relates to a conjugate comprising a T8 or T5 capsular polysaccharide of a strain overproducer of S. aureus linked to a carrier protein, advantageously the exotoxin A of Pseudomonas aeruginosa.
  • a conjugate comprising a T8 or T5 capsular polysaccharide of a strain overproducer of S. aureus linked to a carrier protein, advantageously the exotoxin A of Pseudomonas aeruginosa.
  • said PS is split.
  • said conjugate comprises a capsular polysaccharide of the S. aureus strain CYL1892.
  • said conjugate comprises a capsular polysaccharide of the S. aureus CYL770 strain.
  • Said PS are preferably fractionated before being conjugated.
  • the present invention relates to a type 5 capsular polysaccharide of S. aureus strain CYL1892. This polysaccharide is advantageously in isolated or purified form.
  • the present invention relates to the use of a conjugate as defined above for the manufacture of an immunogenic composition for immunization against S. aureus infections.
  • the present invention relates to a method for producing T5 capsular polysaccharide comprising the steps of: a) culturing an overproducing S. aureus strain b) inactivating the culture thus produced, and c) recovering the capsular polysaccharide T5 from the supernatant.
  • the overproducing strain is the CYL1892 strain.
  • S. aureus strain is understood to mean any S.aureus strain expressing a capsule or microcapsule comprising a T5 and / or T8 polysaccharide.
  • S. aureus strain s
  • the strains advantageously used in the context of the present invention are the Reynolds and Becker strains.
  • the term "overproducing strain” is intended to mean a strain of S. aureus which has been genetically modified to produce at least 10, advantageously at least 20 times more capsular polysaccharide by weight per unit volume in the culture supernatant, than the parent strain from which it originated when the two strains are cultured under the same culture conditions.
  • the amount of capsular polysaccharide produced can be determined by the ELISA method as described in Example 1.
  • a "genetically modified" strain is a S. aureus strain whose genome has been genetically engineered to increase its capsular polysaccharide production capacity.
  • modification of the S. aureus strains may be cited by homologous recombination of the main promoter of the cap ⁇ or cap8 operon by a strong main promoter of another strain such as that the main promoter of the cap1 operon of S. aureus strain M.
  • the method of gene insertion by homologous recombination is described in detail in the article by AJ Link et al (J. of Bacteriology, Oct. 1997, p.6228-6237) and its specific application to the production of a strain. Overproducing S.
  • aureus is described in detail in the TT article. Luong et al (Infection and Immunity, July 2002, p3389-3395). We can therefore refer to these articles for more details on the operating conditions that can be used.
  • This same method can also be used to construct a recombinant strain that overproduces the T5 capsular polysaccharide. It may be necessary for this purpose to adapt certain parameters, the homologous recombination being more or less easy to implement depending on the starting strain.
  • an overproducing Reynolds CYL1892 strain in which the main promoter of the cap ⁇ operon was replaced by homologous recombination by the main promoter of the cap1 operon of S.
  • aureus strain M could be produced by the method of Luong et al in which the following modifications were made: the homologous sequences were replaced by equivalent sequences homologous to the Reynolds strain, the plasmid pCL52.2 was replaced by the plasmid pCL10 containing a heat-sensitive origin of replication and comprising a cat (chloramphenicol acetyl tranferase) marker conferring resistance to chloramphenicol). Briefly a DNA fragment of about 1 kb containing the capd ORF of the Reynolds strain fused to a fragment of about 250-bp containing the promoter Pcapi is constructed by the overlap PCR technique.
  • a DNA fragment of about 1 kb containing the upstream sequence of the cap ⁇ A gene is amplified by PCR from the genome of the Reynolds strain.
  • the two fragments are then cloned into the plasmid pCL10 bearing a thermosensitive origin of replication and comprising a cat tag so that the Pcap ⁇ promoter is replaced by the Pcapi promoter.
  • the plasmid thus constructed is then electroporated in a strain RN4220 and then introduced by transduction using bacteriophage 52 into the Reynolds strain.
  • the sensitivity to the temperature of the replication origin of the plasmid then makes it possible to promote homologous recombination by blocking its replication while applying a selection by chloramphenicol.
  • CYL770 strain is meant the overproducing S. aureus strain, obtained from a Becker wild-type strain (CIP103314) in which the capB operon promoter has been replaced by the strong promoter of the cap1 operon.
  • S. aureus strain M as described by Luong and Lee (2002 Infect., Mellun 70: 3389-3395).
  • strain CYL1892 denotes the overproducing S. aureus strain obtained from a Reynolds strain (CIP 103313) in which the promoter of the cape operon has been replaced by the strong constitutive promoter of the cap operon. 7 of S. aureus strain M, according to the method described by Luong and Lee (2002 Infect.lmmun 70: 3389-3395) including the modifications described above.
  • the overproducing strains of S. aureus in particular the CYL770 and CYL1892 strains, have a high genetic stability.
  • High genetic stability is understood to mean the property of the strains to retain their capacity for overproduction after at least 25 passages on a culture medium suitable for culturing capsulated S. aureus strains, as measured by the test described in Example 1
  • the inventors have shown that the capsular polysaccharide produced by the overproducing strains of S. aureus (hereinafter referred to as rPS) has physico-chemical characteristics different from those of the PS produced by the corresponding wild-type strain (called by the continued sPS).
  • PS8 and PS T8 are used interchangeably in the context of the present application to designate a capsular polysaccharide serotype 8.
  • PS5 and PS T5 are used interchangeably in the context of this application to designate a serotype 5 capsular polysaccharide.
  • the polysaccharide rPS T8 has a mean molecular weight much higher than the corresponding sPS. 250 kDa versus 150 kDa.
  • the polysaccharide rPS T5 has a mean molecular weight much greater than the corresponding sPS. 150 kDa versus 50 kDa.
  • the inventors have shown that the T5 rPS is mainly released in the culture supernatant.
  • rPS exhibit adsoption properties on a plastic surface different from those of sPS.
  • Anti-PS8 polyclonal antibodies were generated in the rabbit by repeated injections of different T8 strains (Becker, Wright and CYL770), previously grown in M1 medium.
  • the anti-PS8 antibody titers of these sera were evaluated by ELISA using different PS8 (purified from Becker, Wright or CYL770 strains) as adsorption antigen.
  • PS8 purified from Becker, Wright or CYL770 strains
  • the results showed that anti-PS8 polyclonal serum, generated from the Becker strain, has a high anti-PS8 antibody titer. This title is similar, whether it is evaluated on the PS8 of the Becker strain or on the PS8 of the Wright strain.
  • a weak anti-PS8 titre is observed when this one is evaluated with adsorbed PS8 which has been purified starting from the strain CYL770.
  • the same results were obtained for the sera generated from the Wright or CYL770 strains
  • the inventors evaluated the cross-reactivity of an anti-CYL770 serum against different S. aureus type 8 strains.
  • a hyperimmune serum was prepared in the rabbit by injection of whole seeds formulated with the strain CYL770 and adsorbed on chemically autocapsed autologous seeds.
  • the results obtained show that the anti-strain serum CYL770 is cross-reactive with Becker and Wright strains with a T8 sPS on their surface.
  • the rPS can be produced by a production process comprising the steps of: a) cultivating an overproducing S. aureus strain, in particular a strain CYL1892 or CYL770, b) inactivating the culture thus produced, and c) recovering the T5 or T8 capsular polysaccharide from the culture supernatant.
  • Step (a) may be carried out on a solid or liquid culture medium.
  • Any culture medium described in the literature as being suitable for culturing a capsulated S aureus strain can be used for this purpose.
  • the following media may be mentioned: TSB broth (trypticase soya); defined medium of Poutrel (Poutrel et al., Clin Diagn Lab Immunol, 1995 2 (2): 166-71); Columbia Bouillon. Reference is made thereafter to inductive or non-inductive media.
  • the term "inducing medium” means a culture medium which contains an element (for example NaCl or another salt such as CaCl 2 and MgCl 2 ) which acts indirectly or directly on the inductively induced main promoter of the cap locus.
  • An inducing medium is thus a medium capable of inducing capsule production in S. aureus strains comprising a principal promoter inductively in the cap locus.
  • a non-inducing medium is a culture medium that does not contain such a signal.
  • protein of animal origin proteins obtained from matter of animal origin as well as all products derived from it, such as derivatives derived from the chemical treatment of animal proteins.
  • the products of the partial or total hydrolysis of these animal proteins such as the peptones, the polypeptides, the peptides or the amino acids deriving therefrom are also meant.
  • the culturing step can be carried out by seeding the culture medium with an inoculum, for example with an initial OD 68 O nm of 0.2, and incubating at 37 ° C. for a duration of, for example, approximately 48 to 72 hours. in an atmosphere containing or not CO 2 at a concentration of 5 to 10%
  • the volume of culture can vary according to the needs. Volumes of 400ml to 200l or higher volumes for example 301 to 1001 can be used. Preferably a volume ratio of the culture medium to the volume of the culture vessel of 20% (V / V) is maintained to promote oxygenation. For large volumes, oxygenation is controlled and regulated during culture by adjusting the oxygen pressure and appropriate agitation.
  • the culturing step may include successive cultures in increasing volumes to increase the biomass and amount of polysaccharide that is produced.
  • the culture resulting from step (a) is then subjected to an inactivation step (b).
  • the inactivation step may be carried out by treating the culture with a phenol / ethanol mixture (1V / 1V) at a rate of 2% by volume in the end, and then stirring, for example using a magnetic bar. at room temperature for 6 hours to 48 hours depending on the biomass to be treated. inactivation is controlled by a mortality test.
  • the rPS contained in the culture supernatant can then be purified by any conventional PS purification technique.
  • Various purification techniques have been described in the literature and can be used in the context of the present invention.
  • the articles by Lee J.C. et al., 1987; 55: 2191-2197 or Fattom et al Infect. Immun. 1990 ; 58: 2367-2374 the latter describing a process involving release of PSs by lysostaphin, RNAse, DNAse, protease, fractional ethanolic precipitation, ion exchange and molecular sieving treatments.
  • preference will be given to a technique giving rise to an rPS having a degree of purity of at least 70%.
  • the physico-chemical analyzes and the 500 MHz one-dimensional proton nuclear magnetic resonance analysis show that the T8 and T5 rPS purified from an overproducing strain have a structure conforming to that described in the literature with a purity of at least 70% and a level of O- and N-acetylation greater than 70%. Residuals are present in the final product at less than 5% (w / w) of protein residues, less than 1% (w / w) of residual nucleic acids and less than 5% (w / w) of residual lipoteichoic acid and teichoic acid.
  • the amount of capsular polysaccharide obtained can be evaluated by the ELISA technique as described in Example 1. It was thus shown that the strain CYL770 produced in the supernatant a quantity of rPS T8 approximately 80 times higher than that produced by the parent strain Becker. This productivity gain remains stable after successive passages in culture medium. The inventors have also shown that the CYL1892 strain produced about 50 times more T5 rPS, ie 200 ⁇ g / ml on average, than the parent wild-type strain. This productivity gain was essentially observed in the culture supernatant and remained stable after successive passages in culture medium. On the other hand, strain CYL1892 produces 7 times more T5 polysaccharide at the level of the cell pellet than the wild-type parent strain.
  • the T5 rPS recovery step may also include an additional step of extracting the T5 rPS from the cells.
  • Various extraction techniques have been described in the literature for this purpose and can be used in the context of the present invention. For example, reference can be made to Lee J. C. Infect. Immun. 1993; 67: 1853-1858; Dassy B. et al. Gen. Microbiol. 1991; 137: 1155-1162 for a detailed description of these techniques.
  • the PS production method according to the invention can therefore be advantageously used to produce T5 rPS, preferably from a CYL1892 strain, directly from the PS extraction supernatant from the cell pellet.
  • the method according to the invention thus makes it possible to simplify the heavy steps of elimination of the numerous cellular contaminants that are for example: DNA, RNA, teichoic acid.
  • the subject of the invention is also a capsular polysaccharide rPS, in particular a T5 rPS of the S. aureus strain CYL1892.
  • Said polysaccharide is advantageously in isolated or purified form.
  • the rPS T5 and T8 according to the invention can be fractionated or depolymerized, for example according to the method described in US Pat. No. 6,045,805, to which reference can be made for a complete description of the operating conditions. In the context of the present invention, the terms “fractionate” and “depolymerize” are used interchangeably. These rPS Fragments are hereinafter called rPSf.
  • the T5 and T8 rPS according to the invention are advantageously fractionated or depolymerized until an rPSf is obtained having a mean molecular weight advantageously in a range of from 10 to 120 kDa, in particular in a range from 30 to 70 kDa such as a mean PM rPSf of 5OkDa.
  • the subject of the invention is therefore also a capsular polysaccharide rPSf, in particular a rPSf T5, advantageously a T5 rPSf of the strain of S. aureus CYL1892.
  • Said polysaccharide rPSf is advantageously in isolated or purified form.
  • the invention also relates to the use of the T5 and T8 rPS capsular polysaccharides produced by the overproducing S. aureus strains, advantageously the CYL1892 and CYL770 strains, to produce immunogenic compositions and vaccines for the treatment or prevention of strains of S. aureus T5 and / or T8.
  • the capsular polysaccharides rPS induce the production of antibodies that can mediate the destruction of the bacteria that carry them by phagocytes in the presence of complement.
  • the invention therefore relates to an immunogenic or vaccine composition
  • an immunogenic or vaccine composition comprising a T8 and / or T5 rPS of an overproducing S. aureus strain, advantageously of a CYL770 or CYL1892 strain.
  • the invention also relates to the use of a T8 and / or T5 rPS of an overproducing S. aureus strain, advantageously of a strain CYL770 or CYL1892 for the manufacture of an immunogenic composition or for the manufacture of a vaccine composition for the prevention and / or treatment of S. aureus infection.
  • said immunogenic or vaccine composition makes it possible to induce a humoral response against strains of S. aureus T8 and / or T5 in the subject to whom it is administered.
  • said composition comprises the rPS T8 and T5.
  • an immunogenic or vaccine composition is particularly advantageous since it makes it possible to induce, in the subject to whom it is administered, an immune response against S. aureus strains T5 and T8, which represent the vast majority of S. aureus infectious strains.
  • the immunogenic or vaccine composition according to the invention can be used to fight infections in infected subjects or to prevent it in risky subjects such as those hospitalized or undergoing surgery.
  • the immunogenic or vaccine composition according to the invention is intended for a child under 2 years of age or a subject with a weakened immune defense, such as an elderly person (> 60 years).
  • the rPS according to the invention is preferably used in a conjugated form.
  • the present invention therefore relates to a rPS-carrier protein conjugate.
  • carrier protein is meant a protein that allows for cell collaboration between T and B cells in the induction of the immune response against the capsular polysaccharide and thus improves immunogenicity whether for active immunization or for passive immunization using high titre antisera prepared on volunteers.
  • the carrier proteins are preferably non-toxic and non-reactogenic proteins.
  • Non-limiting examples of carrier proteins that may be used include recombinant or inactivated bacterial toxins such as Pseudomonas aeruginosa exotoxin A, tetanus, diphtheria or pertussis toxoids, Staphylococcal toxoids or exotoxins, or heat-labile toxin ( LT) or Shiga toxins (ST) from E.
  • Bacterial outer membrane proteins may also be used, such as, for example, the outer membrane complex (OMPc), porins, transferrin binding proteins, pneumococcal surface protein A (PsaA). Still other proteins such as bovine serum albumin (BSA), keyhole limpet hemocyanin or purified protein derived tuberculin (PPD) can be used as a carrier protein.
  • OMPc outer membrane complex
  • PsaA pneumococcal surface protein A
  • BSA bovine serum albumin
  • PPD purified protein derived tuberculin
  • the polysaccharides T5 and T8 rPS are preferably "fractionated” or “depolymerized” before conjugation to the carrier molecule, for example according to the method described in US Pat. No. 6,045,805 to which reference may be made for a description operating conditions to use. Unfractionated rPS can lead to a yield cumulative conjugation and weaker purification and conjugates whose sterilizing filtration may be more difficult to implement because of their larger size.
  • the depolymerized or fractionated rPS are named in the rest of the rPSf application.
  • the rPS according to the invention can be depolymerized or fractionated until rPSf is obtained having an average molecular weight of 10 to 120 KDa, in particular 30 to 70 KDa, such as 50 kDa.
  • the rPS T5 of strain CYL1892 is depolymerized or fractionated until obtaining an rPSf having a mean molecular weight advantageously in the range 30 to 70 kDa, for example 50kDa
  • the rPS T8 of the strain CYL770 is depolymerized or fractionated until an rPSf is obtained having a mean molecular weight advantageously in a range of 30 to 70 kDa, for example 5OkDa.
  • the polysaccharide is then functionalized before being conjugated to the carrier protein by covalent bonding.
  • the functionalization can be carried out according to different methods. For example, activated carboxylate groups of the polysaccharide may be functionalized with adipic acid dihydrazide (ADH) or cystamine, and then the polysaccharide may be conjugated to the carrier protein by a carbodiimide reaction of the partially amidated polysaccharide with a group. carboxylate of the carrier protein.
  • Hydroxyl groups of the polysaccharide may also be activated using cyanogen bromide or 1-cyano-4-dimethylaminopyridium tetrafluoroborate, and then the polysaccharide may be functionalized with ADH according to the method described by Kohn et al. (1993 FEBS Lett., 154: 209: 210).
  • the functionalized polysaccharide is then bound to the carrier protein, for example recombinant Pseudomonas aeruginosa exoprotein A in which the GLU 553 residue has been deleted, which is referred to herein as rEPA, in the presence of ethyldimethylaminopropyl carbodiimide (EDAC).
  • the invention therefore relates to a conjugate comprising PSf T8 and / or T5, advantageously CYL770 and CYL1892 respectively, conjugated to a carrier protein, preferably detoxified ExoA rEPA.
  • the invention also relates to a conjugate comprising rPSf T8 and / or T5, advantageously CYL770 and CYL1892 respectively, conjugated to a carrier protein, preferably detoxified ExoA rEPA.
  • the invention relates to a mixture comprising the conjugates as defined above, in particular the PSf T8 and T5 conjugates or the rPST ⁇ and T5 conjugates, in which the PSs are conjugated to an identical carrier protein or different, advantageously identical and corresponding to the detoxified ExoA.
  • the conjugates according to the invention can be used for the manufacture of an immunogenic or vaccinal composition, in particular a vaccine composition intended for the prevention and / or treatment of S. aureus infection.
  • the invention therefore also relates to an immunogenic or vaccine composition comprising said conjugates or their mixture as defined above.
  • the compositions according to the invention are useful for inducing a humoral response in vivo, in particular for producing antibodies or antisera against a S. aureus T5 or T8 strain, or for combating infection in infected subjects or preventing it in subjects at risk such as people hospitalized or undergoing surgery.
  • the subject of the present invention is therefore also the preparation of said antibodies and antisera, which can be carried out by the conventional techniques for obtaining antisera and polyclonal and monoclonal antibodies well known to those skilled in the art, as well as the antibodies and directed antisera thus produced.
  • the immunogenic or vaccine compositions according to the invention may be prepared by any usual method known to those skilled in the art.
  • the antigens according to the invention are mixed with a pharmaceutically acceptable excipient.
  • pharmaceutically excipient means any excipient, filler, diluent, vehicle, preservative etc, which is conventionally used in the preparation of the compositions administrable to humans.
  • these products are selected according to the chosen dosage form and route of administration and according to standard pharmaceutical practices.
  • Remington's Pharmaceutical Sciences which is a reference manual in the field.
  • compositions according to the invention may further contain an adjuvant.
  • an adjuvant Any adjuvant or mixture of pharmaceutically acceptable adjuvants conventionally used in the field of vaccines can be used for this purpose.
  • suitable adjuvants are aluminum salts such as aluminum hydroxide or aluminum phosphate, DC-Chol and ToII agonists.
  • the invention relates to a method of immunizing a subject against S. aureus infection comprising administering to said subject an immunoperatively effective amount of an immunogenic or vaccine composition of the invention. as defined in the description above.
  • subject any subject at risk for an infection with S. aureus, such as for example a person hospitalized or having to undergo surgery.
  • compositions according to the invention may be administered by any conventional route, usually used in the field of vaccines, such as the parenteral route (intravenous, intramuscular, subcutaneous, etc.).
  • parenteral route intravenous, intramuscular, subcutaneous, etc.
  • preference will be given to injectable compositions and intramuscular administration.
  • Such administration can be performed advantageously at the level of the muscles of the thigh or the arm.
  • the compositions according to the present invention may also be administered orally.
  • Administration via the nasal, vaginal or rectal mucosa may also be recommended in the context of the present invention.
  • Administration may be by administration of a single dose or repeated doses.
  • a vaccine dose may be prepared in a volume of 0.1 ml to 2 ml, preferably in a volume of 0.5 ml.
  • a Immuno-effective amount is an amount capable of inducing, in a vaccinated subject, a humoral response comprising antibodies capable of opsonizing a strain of S. aureus and facilitating its removal by the phagocytes of the infected individual.
  • the composition may be advantageously administered at least 10 to 14 days before the start of the period of increased risk of S. aureus infection.
  • Figure 1 represents the amount of capsular polysaccharide type 5 (PS5) measured in the pellet or culture supernatant for the Reynolds strain or the recombinant strain CYL1892.
  • Figure 3 represents total anti-PS8 IgG titers induced in mice immunized with T8-rEPA PS conjugates prepared from CYL770 strain or Becker strain.
  • the value of the titers is represented by the log of the average of the dilution inverses.
  • the individual title of each serum is represented by a symbol.
  • the non-specific response measured in preimmune animals (J-1) is also shown.
  • FIG. 4 represents the titers of IgGI, IgG2a and IgG3 anti-PS8 subclasses, measured on D35 in mice immunized with T8-rEPA PS conjugates prepared from strain CYL770 or the Becker strain.
  • the value of the titers is represented by the log of the average of the dilution inverses.
  • the individual title of each serum is represented by a symbol.
  • the non-specific response measured in preimmune animals (J-1) is also represented.
  • FIGS. 6 (a) and (b) respectively represent the spectra obtained by one-dimensional and 500 MHz proton NMR analysis of the rPS5 polysaccharide purified from the culture supernatant of strain CYL1892 and sPS5 purified from the pellet. cell culture of a Reynolds strain.
  • Figures 7 (a) and 7 (b) respectively represent the evaluation and comparison of anti-PS5 IgM and IgG responses induced in mice by the PS5-rEPA and rPS5-rEPA conjugates.
  • composition of the culture media used in the following examples is as defined in Table 1 below. Said media were prepared by mixing the constituents in the order indicated in the table. "
  • the frozen product (A) comes directly from the original frozen product by amplification on a Columbia medium and contains, as it does, materials of animal origin.
  • a second freeze (B) was derived from the original freezing by cloning and repeated passages on media free of animal material.
  • a pre-culture medium TSB (trypticase soy broth) was seeded from 100 .mu.l of initial frozen material and placed under stirring for 18 hours at 37 0 C. A 400 ml culture was then inoculated from the preculture. After stirring for 5 hours at 37 ° C., 200 ml of culture are added to 50 ml of glycerol filtered over 0.22 ⁇ m. The distribution of the frozen and carried out under 100 tubes of 100 ⁇ l and 100 tubes of 1 ml then storage at -80 ° C.
  • TSB trypticase soy broth
  • Cloning steps are performed on non-inductive MO medium. From an aliquot of 100 .mu.l of the original strain CYL1892, isolation is carried out on non-inducing MO medium. From this isolation, two colonies are stitched, taken up with 50 ⁇ l of nuclease-free H 2 O and then seeded again in isolated colonies. After three passages, one colony per box is taken up and then seeded into a sheet (a volume of colony recovery is taken in parallel to perform a PCR control). The web thus obtained is then used for the inoculation of a 5 hour culture of liquid MO medium (50 ml).
  • the optical density at 680 nm is measured, then 40 ml of culture are added to 10 ml of coded glycerol and filtered 0.22 ⁇ m.
  • the distribution is carried out under 45 x1 ml and stored at -80 ° C.
  • Culture and freezing of the frozen B Serial dilutions are carried out in order to eliminate any components of animal origin possibly present in the original frozen.
  • the non-inductive MO medium is used during the passages.
  • a 100 th dilution is carried out on the pre-freeze B starting before the first passage on agar medium. Serial dilutions (10 "5) are then performed between each passage (passages 2-4). A total of four passages on agar medium were performed with a total dilution factor of 10 '17. The web corresponding to the last dilution carried out is used to inoculate a culture of 400 ml of media MO inductor liquid. the culture is stopped at the end of the exponential phase after 5 hours of culture at 37 ° C with stirring.
  • capsular typing by T5 / T8 multiplex PCR amplification is carried out from isolation on Columbia 2% NaCl agar.
  • the Reynolds and Becker strains are used as controls for the T5 and T8 amplifications.
  • a cap1 genetic stability PCR test using the oligonucleotides Ppai Ncol and Ppair (described by Luong et al in Infect Immun 2002, 70 (7): 3389-95) is also carried out: isolation is carried out on 2% NaCl Columbia agar. and incubated for 24 hours at 37 ° C. A colony is then recovered to make a second passage on Columbia 2% NaCl agar. Four successive passages are thus made. L 1 DNA of the colonies was extracted by PCR to verify the presence of the promoter Cpl CYL770 The strain is used as a control for amplification of the promoter Cpl.
  • a pre-culture in the liquid MO medium is seeded from the frozen test.
  • a culture of 400 ml in M1 inducing medium is then seeded and stirred at 37 ° C for 72 hours.
  • a volume of 50 ml of culture is taken and centrifuged 30 minutes at 3500 rpm at + 4 ° C.
  • the capsular polysaccharides are then extracted and assayed by ELISA.
  • Successive cultures in M1 medium are carried out so as to generate a number of generations close to what could be obtained in a 1000 liter fermenter.
  • the suspensions are centrifuged for 30 minutes at 3500 rpm at + 4 ° C., the culture supernatants are separated and stored at + 40 ° C.
  • the pellets are extracted by means of two successive cycles of autoclave. Each cycle consists of a recovery of the pellets in 5 ml of PBS followed by a 60 minute autoclave cycle at 121 ° C.
  • a mortality test on the autoclaved pellets is carried out by inoculation on Columbia 2% NaCl agar.
  • the autoclaved pellets are then centrifuged for 30 minutes at 25,000 ⁇ g at + 40 ° C. and the extract (supernatant) recovered and then stored at + 4 ° C.
  • the pellet is then taken up again in 5 ml of PBS and a second autoclave cycle is started. At the end of the second cycle, the two extracts are grouped together.
  • the extracts and culture supernatants are treated with proteinase K (50 ⁇ g / ml) for 1 hour at 37 ° C. and then proteinase K is inactivated by incubation for 30 minutes at 80 ° C. A mortality test is then performed on the treated culture supernatants.
  • Proteinase K treated samples are assayed in sandwich ELISA.
  • a double Titration ensures the reliability of the data.
  • the principle is to capture the antigen (PS5) between two antibodies to quantify it. In order to avoid any interference and to obtain the most accurate measurement possible, one of the two antibodies must be perfectly specific (anti-PS5 monoclonal antibody used for adsorption). An adsorbed rabbit polyclonal serum is then used as the detection antibody. A secondary antibody conjugated to peroxidase will allow the revelation.
  • a standard curve is performed with purified PS5, used at different concentrations to quantify the antigen.
  • a control is also introduced, it is purified PS5 whose concentration is known and established by physicochemical measurement at 78 ⁇ g / ml.
  • a chromogenic substrate tetramethyl benzidine (TMB) is added. This is degraded by peroxidase into a blue colored product.
  • An acid is added after 15 minutes of incubation at 20 ° C. and in the dark, which causes the reaction to stop and transforms the blue colored product into yellow.
  • the optical density is measured at 450 nm, it is proportional to the amount of antibody fixed.
  • PCR Profile The genetic stability of the pre-congelate was monitored during the various cloning steps. The presence of a specific amplification of cap ⁇ at around 500 bp and of the cap1 promoter at 200 bp is noted. The ten colonies tested are derived from the pre-congelate B used for the seeding of the culture for the production of frozen B. The genetic stability of the cap ⁇ and cap1 promoter loci is observed.
  • the recombinant strain CYL1892 produces on average 3.5 times more PS5 in the supernatant than in the pellet.
  • the total amount thus produced represents approximately 10 times more PS5 compared to the Reynolds wild-type strain (300 ⁇ g / ml and 30 ⁇ g / ml, respectively) after culture in M1 liquid inducing medium.
  • the difference is very significant in supernatants.
  • Approximately 50-fold higher PS5 production is observed for strain CYL1892 relative to the Reynolds wild-type strain.
  • the difference is much less important with regard to the pellets. Indeed, we observe a PS5 productivity difference of a factor 2 for the strain CYL1982 relative to the Reynolds strain. It is found that the CYL1892 B frozen product produces an equivalent amount of PS5 with respect to the frozen A.
  • T8 and T5 rPS isolated and purified from the CYL770 and CYL1892 strains respectively were characterized by the analyzes described below.
  • rPS5 and rPS8 no unidentified or identified glycosidic impurity (such as peptidoglycan, teichoic acid, lipoteichoic acid, and antigen 336), likely to come from S. aureus, was detected by NMR analysis.
  • the NMR spectra of rPS8 and rPS5 purified from strains CYL770 and CYL1892 respectively are given in FIGS. 5 and 6.
  • High performance steric exclusion chromatography was performed using as in-line detectors a light scattering detector, a viscometer and a refractometer. This analysis evaluated the average molecular weights of rPS8 and rPS5 at 250 kDa and 150 kDa, respectively. These molecular weight values are higher than those of capsular polysaccharides purified from the S. aureus Becker (type 8) or Reynolds (type 5) strain cultured with the same medium and under the same culture conditions and purified from the cell pellet (average molecular weight estimated at 150 kDa and 50 kDa, respectively).
  • a culture of the type 8 recombinant strain CYL770 was carried out in M1 inducing medium. Germs derived from this culture have been formulated for use in an immunization protocol in rabbits according to the principle described in the literature (Karakawa et al., 1985 J Clin Microbiol 22: 445-447).
  • the hyperimmune serum obtained contains antibodies specific for type 8 capsular polysaccharides, but also antibodies directed against other epitopes that may be common between the different strains. This serum was therefore adsorbed several times on pellets at 10 11 CFU of the autologous strain rendered chemically acapsulated so as to eliminate nonspecific antibodies from the capsular polysaccharide type 8. The reagent thus obtained was then evaluated by agglutination technique.
  • the culture is then centrifuged, the pellet is taken up in 20 ml of PBS (stock solution) and the OD ⁇ sonm is measured. A volume of stock solution is taken to perform the count before formulation.
  • stock solution CYL770, dilutions of reason 10 are made in 24-well plate of 10 '1 to 10 ' 9 .
  • Six drops of 25 ⁇ l of each dilution are seeded on Columbia 2% NaCl agar and incubated for 18 to 20 h at 37 ° C.
  • a mortality test is carried out by amplification of 1 ml of formalin suspension inoculated in 9 ml of TSB and placed with x100 stirring at 37 ° C. for 18 to 20 hours, then inoculation of a mortality test on Columbia agar.
  • the formulated germs are adjusted and aliquoted under 4ml in 5mL sterile flasks.
  • the fit of the formulated seed suspensions is made with respect to the OD 680 nm equivalent to the required seed concentrations:
  • a preculture of 50ml of Columbia medium is seeded and incubated at 37 ° C with stirring for 18h.
  • a 400ml culture of Columbia medium is seeded at an initial OD beta of 0.2 and incubated at 37 ° C. with stirring for 24 hours.
  • the culture is then centrifuged at 3500rpm for 30min at + 4 ° C and the supernatant is removed.
  • the pellets are then taken up and pooled with 30 ml of PBS and an OD measurement is made to determine the distribution volume per tube so as to have a total of 10 11 CFU. After centrifugation at 3500 rpm for 30 min at +4 ° C. and removal of the supernatant, the dry pellets are stored at -20 ° C. until use.
  • Serum Adsorption on Chemically Acapsulated Germs Two ml of anti-CYL770 polyclonal serum were used for the adsorption protocol. A bacterial pellet of 10 11 CFU makes it possible to carry out an adsorption cycle for 2 ml of serum. A total of 5 adsorption cycles were carried out, each cycle being composed as follows: deposit 2ml of anti-CYL770 decomplemented serum on a pellet of chemically-acapsulated seeds, resuspend gently, place on a rotator for tubes at + 4 ° C on the day or at night, centrifuge at 3500rpm for 30min at + 4 ° C, recover the serum adsorbed, deposit the serum on a new pellet of chemically-acapsulated germs and resume the protocol.
  • the adsorbed serum is recovered and filtered through a 0.22 ⁇ m Millipore membrane and then stored at + 4 ° C. until evaluated by slide agglutination test.
  • Serum adsorbed agglutination test The agglutination test on the slide of polyclonal anti-CYL770 serum adsorbed on chemically-acapsulated seeds was carried out on trypsinized seeds derived from cultures on different solid and liquid media of S. aureus type 8 strains ( Becker, Wright and CYL770). Non-PS inducing solid culture of the Reynolds-type S. aureus strain was also tested as a control.
  • D ⁇ 680nm 5.
  • liquid cultures of 50 ml in TSB medium and in M1 medium were made from solid precultures in TSB and MO inducing agar medium, respectively.
  • the solid cultures were seeded directly from a frozen as previously described. Layers of the solid cultures were resuspended in PBS and were used to inoculate the liquid cultures with an initial OD beta of 0.2.
  • a liquid culture of 50 ml in M1 medium was performed.
  • a preculture of 10 ml in MO medium liquid inducer was directly seeded from a freezing of 1ml.
  • the culture in M1 medium was seeded at an initial OD 680 nm of 0.2 from the liquid preculture.
  • the liquid cultures were incubated for 24 hours at 37 ° C. with shaking.
  • trypsin so as to eliminate any troublesome trace of protein A.
  • 100 ⁇ l of trypsin to 50 mg / ml were added and the mixture incubated for 1 h at 37 ° C. on a rotator and then centrifuged at 3500 rpm for 30 min at + 40 ° C.
  • the suspensions are stored at +4 ° C. until use.
  • a seed control was first made with 50 .mu.l of suspension of germs on which 5 .mu.l of PBS were deposited. The control is validated in the absence of agglutination after 5 minutes of contact.
  • a volume of 5 ⁇ l of anti-CYL770 polyclonal serum adsorbed on chemically decapsulated seeds was used for the agglutination tests.
  • the blade was manually shaken in a circular motion over a Kahn mirror (mirror concave). This step was timed from the addition of the serum in the first well.
  • the strain CYL770 is cultured in M1 medium for 48 hours, it is then fixed with formalin. Direct mortality as well as mortality after amplification is verified. The suspension is then adjusted to the required concentrations (Table 2) and divided into sterile vials. The vials are then crimped and used for immunization according to the protocol described in the literature (Karakawa et al., 1985 J Clin Microbiol 22: 445-447).
  • the serum is adsorbed on chemically-activated autologous seeds and then evaluated against type 8 strains in slide agglutination (Table 3).
  • MO M1 TSB M1 MO M1 TSB Agar Agar Agar Agar Agar Inducer Inducer
  • the reading of the agglutination test was carried out as follows: ++++ total agglutination observed in 0 to 30 sec +++ total agglutination observed in 30 sec at 1 min ++ total agglutination observed in 1 to 3 min
  • the anti-CYL770 serum adsorbed agglutin all the more rapidly the germs when they carry the type 8 capsule.
  • the same agglutination profile is observed with the anti-PS8 monoclonal antibody (Mab-PS8).
  • the adsorbed anti-CYL770 serum therefore, showed no difference in recognition of the three strains tested when they were placed under capsule inducing conditions. Since agglutination is related to the presence of capsular antigens, no difference between type 8 capsular polysaccharides produced by these different strains is therefore worthy of note.
  • anti-PS8 polyclonal antibodies were generated by the immunization of rabbits with inactivated whole seeds of the strain CYL770 grown in M1 medium, taking inspiration from the protocol previously described by Karakawa and collaborators
  • Blood collection from preimmune animals Five to 10 ml of blood are collected in Vacutainer TM tubes prior to the first immunization (D-1) for each rabbit, locally anesthetized with Xylocaine, in the medial artery of the patient. hear. Samples are left to exude during 3h to 4h at room temperature (20-22 0 C) and then centrifuged at 4 ° C for 20 min at 1500 g
  • Exsanguination Blood Collection All animals are removed by cardiac puncture under general anesthesia, 28 days after the first injection. Between 50ml and 80ml of blood are collected per animal and collected in sterile Falcon TM 50ml tubes.
  • the polyclonal sera of rabbits are evaluated for their specificity with respect to PS8 by an ELISA test.
  • 96-well ELISA plates flat-bottom microplates, Immunosorp Microwell, Nunc, Roskilde, Denmark
  • the plates are washed 4 300 ⁇ l / well of PBS / 0.05% Tween 20 (PBS-Tween) using the Titertek M96V Washer automatic plate washer then saturated for 1 hour at 37 ° C. with 250 ⁇ l / well of PBS-Tween / 1 % BSA.
  • the plates are then washed 4 times according to the method described above. 100 ⁇ l per well of each of the sera to be tested at different concentrations are deposited in the plate, the successive dilutions of reason three are carried out within the plate itself (dilution in column) using a multichannel pipette in PBS -Tween 1% BSA. The plates are incubated for 1 h 30 at 37 ° C. and then washed 4 times with PBS-Tween. Rabbit anti-IgG conjugate conjugated to HRP (Southern Biochemicals)
  • the anti-PS8 specific titres of the polyclonal antibodies correspond to the inverse of the arithmetic mean of the dilutions observed for two wells at 450 nm, relative to a reference serum.
  • rPS8 antigen purified from strain CYL770 is depolymerized according to the principle described in US Pat. No. 6,045,805.
  • the rPS8 antigen is prepared at 2 mg / ml.
  • To 20 ml of this solution at room temperature are added 110 ⁇ l of 200 mM ascorbic acid, 11 ⁇ l of 20 mM CuSO4 and 11 ⁇ l of 20 mM FeSO4.
  • the reaction is continued with stirring for 80 min at room temperature.
  • the depolymerization reaction is stopped by adding 2 ml of a 2 M TRIS solution at pH 7.0.
  • the depolymerization reagents are removed by dialysis against water and then the depolymerized rPS8 is lyophilized.
  • the average molecular weight of the depolymerized rPS8 was estimated to be close to 50 kDa by HPSEC / LS / RI / Visc analysis.
  • antigen depolymerized for polysaccharide purified from strain CYL770
  • ADH adipic acid dihydrazide
  • the pH is adjusted to 4.9 and ethyldimethylaminopropylcarbodimide (EDAC) is added to a final concentration of 25 mM.
  • EDAC ethyldimethylaminopropylcarbodimide
  • the pH is constantly adjusted to a value of 4.9 by addition of a dilute solution of HCl.
  • the reaction is stopped by neutralizing the pH.
  • the activated antigen is then dialyzed against 500 M NaCl and then against water.
  • the activated antigen and dialysis is then lyophilized.
  • the percentage of functionalization was estimated at 3.7 and 4.3 (w / w) for the polysaccharide purified from the Becker strain and for the polysaccharide purified and depolymerized from the strain CYL770, respectively.
  • Conjugation of the antigen A 10 ml solution containing 20 mg of the activated antigen (and depolymerized for the antigen purified from the CYL770 strain) and 10 or 20 mg of the carrier protein (recombinant exoprotein A ⁇ 553 ie rEPA) in 100 mM NaCl and 50 mM EDAC was prepared.
  • the pH is constantly adjusted to a value of 5.6 by adding a dilute solution of HCl.
  • the pH is neutralized.
  • the conjugated antigen is then dialyzed against 200 mM NaCl and then purified by size exclusion chromatography on a Sepharose CI-4B column equilibrated with 200 mM NaCl in a 10 mM phosphate buffer pH 7.2. Fractions which contained conjugates (as detected by optical absorption at 210 nm and 280 nm) and which are mainly eluted with the dead volume of the column, were pooled.
  • the amounts of conjugated polysaccharide and protein were estimated as a weight ratio between the polysaccharide (determined by O-acetyl quantification according to the Hestrin method (Hestrin S. 1949.J.Biol.Chem.180: 249). -261) and the protein (determined by protein quantification according to the method of Bradford (Anal Biochem, 1976 72, 248-254).)
  • the level of unconjugated antigen and free carrier protein was determined by capillary electrophoresis. Conjugate size was estimated by HPSEC / LS / RI / Visc.
  • the rPS5 antigen is prepared at 2 mg / ml. To 20 ml of this solution at room temperature are added 55 ⁇ l of 200 mM ascorbic acid, 5.5 ⁇ l of 20 mM CuSO4 and 5.5 ⁇ l of 20 mM FeSO4. The reaction is continued with stirring for 80 min at room temperature. The depolymerization reaction is stopped by adding 2 ml of a 2 M TRIS solution at pH 7.0. The depolymerization reagents are removed by dialysis against water and then the depolymerized rPS5 is lyophilized. The average molecular weight of the depolymerized rPS5 was estimated to be close to 50 kDa by HPSEC / LS / RI / Visc analysis. Activation of the antigen
  • antigen depolymerized for polysaccharide purified from strain CYL1892
  • ADH adipic acid dihydrazide
  • the pH is adjusted to 4.9 and ethyldimethylaminopropylcarbodimide (EDAC) is added to a final concentration of 10 mM.
  • EDAC ethyldimethylaminopropylcarbodimide
  • the pH is constantly adjusted to a value of 4.9 by addition of a dilute solution of HCl.
  • the reaction is stopped by neutralizing the pH.
  • the activated antigen is then dialyzed against 500 M NaCl and then against water.
  • the activated antigen and dialysis is then lyophilized.
  • the percentage of functionalization was estimated at 1, 25 and 0.9 (w / w) for the polysaccharide purified from the Reynolds strain and for the polysaccharide purified and depolymerized from the strain CYL1892, respectively. Conjugation of the antigen
  • a 10 ml solution containing 20 mg of the activated antigen (and depolymerized for the purified antigen of CYL1892) and 40 mg of the carrier protein (recombinant exoprotein A, rEPA) in 100 mM NaCl and 50 mM EDAC was prepared.
  • the pH is constantly adjusted to a value of 5.6 by adding a dilute solution of HCl.
  • the pH is neutralized.
  • the conjugated antigen is then dialyzed against 200 mM NaCl and then purified by size exclusion chromatography on a Sepharose CI-4B column equilibrated with 200 mM NaCl in a 10 mM phosphate buffer pH 7.2. Fractions which contained conjugates (as detected by optical absorption at 210 nm and 280 nm) and which are mainly eluted with the dead volume of the column, were pooled.
  • conjugated antigen After purification, the amounts of conjugated polysaccharide and protein were estimated as a weight ratio between the polysaccharide (determined by O-acetyl quantification according to the method of Hestrin (Hestrin S. 1949 J. Chem. .180: 249-261) and the protein (determined by quantification of protein according to the Bradford method (Anal Biochem, 1976 72, 248-254)).
  • the level of unconjugated antigen and free carrier protein was determined by capillary electrophoresis.
  • the size of the conjugate was estimated by
  • OF1 non-consanguineous female mice (ESD - Charles River Laboratories, St. Germain-sur-l'ArbresIe, France) of 20-22 g are injected subcutaneously into the scapular girdle, at OJ (sensitization) then 3 weeks after the first injection (J21) with different concentrations of PS T8-rEPA conjugates generated with PS8 from strain CYL770 cultivated in M1 medium. The concentrations and volumes used for each injection are described below.
  • Table 7 Description of the necessary groups (4 batches of conjugates) for a comparison study of the immunogenicity induced by type 8 conjugates from the wild type Becker strain or the CYL770 strain.
  • Prot / PS represents the final ratio after purification. It indicates the proportion of recombinant protein relative to the proportion of PS8 polysaccharide purified by weight / weight.
  • mice are anesthetized by intraperitoneal injection of 0.2 ml / mouse of a mixture of 8 mg / ml of Ketamine and 1.6 mg / ml of Xylazine.
  • the blood samples are allowed to coagulate and exude for 3H at room temperature (20-22 0 C) and then centrifuged at 4 ° C for 3 min at 6000 g and then transfer into conical tubes of 1 ml Nunc and the sera are stored at -20 0 C until use. Analyzes of the antibody responses
  • the anti-PS8 humoral response (anti-PS8 IgG and IgM titers at OJ, J21 and J35, and IgGI, IgG2a and IgG3 anti-PS8 titers at OJ and J35 for the determined immunization dose within the test) is evaluated by an ELISA test using PS8 characterized, purified from T8 Becker strain as antigen for adsorption ("coating") at a concentration of 1, 5 ⁇ g / ml.
  • 96-well ELISA plates (M129B Dynex) are incubated overnight at room temperature (20-22 ° C.) in the presence of 1 ⁇ g / ml of purified PS8 starting from the Becker strain in 1X PBS pH 7.2 (100 ⁇ l). / well).
  • the plates are washed 4 times with 300 ⁇ l / well of PBS / 0.05% Tween 20 (PBS-Tween) using the automatic plate washer Titertek M96V Washer then saturated for 1 h at 37 ° C with 250 ⁇ l / well of PBS-Tween / 1% BSA.
  • the plates are washed 4 times according to the method described above.
  • the anti-PS8 titers are calculated using the CodUnit software, for OD values ranging from 0.2 to 3, relative to the reference curve given by the standard serum that is present on each of the plates.
  • the titres of each serum are expressed in log- ⁇ 0 .
  • the response is low for the 4 groups of conjugates (between 2.5 Log and 2.8 Log) but nevertheless significant in comparison with the responses obtained with the groups immunized with the non-conjugated PS.
  • IgG3 a more marked IgG3 response is observed for the 4 batches of conjugates compared to the IgG2a response. No significant difference is observed between the different conjugates.
  • the groups that received the unconjugated PS do not have an anti-PS8 lgG3 response
  • PS T5-rEPA conjugates were generated using purified PS5 from the Reynolds strain or purified rPS5 from the Staphylococcus aureus recombinant strain CYL1892.
  • each conjugate was injected at an optimal dose of immunization (previously defined in dose-effect studies) of 2.5 ⁇ g / mouse / injection).
  • OF1 non-consanguineous female mice (ESD-Charles River Laboratories, St Germain-sur-France, France) with a weight of 20-22 g are injected subcutaneously into the scapular girdle at 0 (sensitization) then again at D21, 3 weeks after this first injection with 2.5 ⁇ g / mouse / injection of PS T5-rEPA conjugates generated from purified PS5 from of the Reynolds strain cultivated in M1 medium or from purified rPS5f from strain CYL1892.
  • Table 9 Descriptions of the groups required to compare the immunogenicity induced by type 5 conjugates whose PS originate from the wild Reynolds strain or from the recombinant strain CYL1892
  • mice are anesthetized by intraperitoneal injection of 0.2 ml / mouse of a mixture of 8 mg / ml of Ketamine (Imalgene) and 1.6 mg / ml of Xylazine (Roumpun).
  • the blood samples are allowed to coagulate and exude for 3 h at 20 ° C-22 ° C, centrifuged for 3 min at 6000 g and then transferred into 1 ml Nunc conical tubes.
  • the sera are stored at -2O 0 C until they are used.
  • anti-PS5 humoral response (anti-PS5 IgM and IgG titers at OJ, J21 and J35) is evaluated by a robotic ELISA using sPS5 purified from the Reynolds type 5 strain as an antigen for adsorption ("coating"). At a concentration of 1 ⁇ g / ml.
  • the sPS5 purified from the Reynoldsa strain was chosen for adsorption to evaluate whether the rPS5fT5-rEPA conjugates (origin CYL1892) are capable of inducing an antibody response capable of recognizing specifically purified sPS5 from a strain.
  • rPS5fT5-rEPA conjugates oil CYL1892
  • All sera specific for PS5 are analyzed by a robotic ELISA (Zymark robot) according to the procedure described below.
  • 96-well ELISA plates (M129B Dynex) are incubated overnight at room temperature (20-22 ° C.) in the presence of 1 ⁇ g / ml of purified sPS5. from the Reynolds strain in 1X PBS pH 7.2 (100 ⁇ l / well).
  • the plates are washed 4 times with 300 ⁇ l / well of PBS / 0.05% Tween 20 (PBS-Tween) using the automatic plate washer (Titertek M96V Washer) and then saturated for 1 hour at 37 ° C. with 250 ⁇ l. / well of PBS-Tween / 1% BSA.
  • the plates are washed 4 times according to the method described above. 100- ⁇ l per well of each of the sera are deposited in the plate.
  • the enzymatic reaction due to peroxidase is stopped by the addition of 100 .mu.l of 1N HCl per well.
  • the optical density (OD) of each of the wells is measured from 450 nm to 630 nm using an automatic plate reader (Labsystem).
  • the background noise (average value over 4 white wells) is subtracted from the measured OD values.
  • the anti-PS5 titers are calculated using the CodUnit software, for OD values ranging from 0.2 to 3, relative to the reference curve given by the standard serum that is present on each of the plates.
  • IgM induced by the rPS5-rEPA conjugates are capable of specifically recognizing purified PS5 from a type 5 wild-type strain such as the Reynolds strain.
  • rPS5-rEPA conjugates show immunogenicity similar to that of the PS5-rEPA conjugates.
  • IgG induced by rPS5-rEPA conjugates are capable of specifically recognizing PS5 purified from a type 5 wild-type strain such as Reynolds strain, in the same way as specific IgGs induced by PS5 conjugates. -rEPA.
  • the anti-PS5 IgM and IgG responses induced in mice with the rPS5-rEPA conjugates (batch 14 and 15) are very similar to those induced by the PS5-rEPA conjugates (batch 11 and 7) after the prime and after the boost.
  • rPS5-rEPA conjugates are capable of inducing high levels of anti-PS5 antibodies that strongly recognize purified PS5 from a wild-type strain such as the Reynolds strain of S. aureus and having an affinity for this antigen similar to that observed for anti-PS5 antibodies induced by PS5-rEPA conjugates.

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Abstract

L'invention concerne les polysaccharides capsulaires de type 5 et de type 8 produits par les souches de S. aureus surproductrices, ainsi que les compositions immunogènes et les vaccins comprenant lesdits polysaccharides capsulaires.

Description

Polysaccharides capsulaires de type 5 et de type 8 des souches surproductrices de Staphylococcus Aureus
L'invention concerne les polysaccharides capsulaires de type 5 et de type
8 produits par les souches de S. aureus surproductrices, en particulier par les souches CYL1892 et CYL770, ainsi que leur utilisation pour une immunisation contre une infection par une souche de S. aureus de sérotype 5 et/ou 8.
Les souches de S. aureus comprennent une paroi de peptidoglycane et éventuellement des polysaccharides liés à la surface externe de cette dernière qui forment une structure plus ou moins épaisse que l'on appelle capsule ou glycocalix. Ces polysaccharides capsulaires sont formés par l'assemblage d'unités répétitives dont les constituants et les liaisons sont définis et sont caractéristiques de l'espèce bactérienne. Ces unités répétitives contiennent les épitopes et les structures déterminant l'antigénicité.
La découverte de polysaccharides capsulaires sérologiquement distincts à la surface d'isolats cliniques de S. aureus a conduit à étudier leur rôle dans la virulence de ces souches. Le sérotypage des souches de S. aureus a montré que les sérotype 5 et 8 sont responsables de la grande majorité des infections humaines.
Le développement d'un vaccin contre une infection par S. aureus est un enjeu majeur du fait de la gravité des complications engendrées et de l'émergence toujours croissante de souches résistantes aux antibiotiques actuels. Le développement d'un vaccin protégeant contre les infections par des souches de S. aureus de sérotypes 5 et 8 (T5 et T8) permettrait de protéger un individu d'une infection par 85 à 90 % des souches de S. aureus.
Un obstacle important au développement d'un vaccin contre S. aureus basé sur les antigènes capsulaires est la faible productivité, variable en fonction des conditions de culture, des souches sauvages qui expriment les T5 et T8. Les inventeurs ont mis en évidence de façon surprenante que les souches de S. aureus sauvages qui ont été génétiquement modifiées pour produire du polysaccharide capsulaire (PS) en grandes quantités peuvent être avantageusement utilisées pour produire des polysaccharides d'intérêt. Les inventeurs ont en effet montré que les souches de S. aureus T5 et T8, modifiées par recombinaison génétique pour obtenir des souches surproduisant le PS capsulaire, sont capables de produire en grandes quantités dans le surnageant de culture un polysaccharide capsulaire qui, bien que différent du PS sauvage, induit une réponse humorale comprenant des anticorps contre le PS capsulaire sauvage.
La présente invention a donc pour objet une composition immunogène comprenant un polysaccharide capsulaire T8 et/ou T5 d'une souche de S. aureus suproductrice T8 et/ou T5 respectivement. Selon un mode de réalisation particulier ladite composition comprend un polysaccharide capsulaire T5 d'une souche de S. aureus CYL1892.
Selon un autre mode de réalisation ladite composition comprend un polysaccharide capsulaire T8 d'une souche de S. aureus CYL770.
Selon un mode de réalisation particulier ladite composition comprend un polysaccharide capsulaire de T5 d'une souche de S. aureus CYL1892 et un polysaccharide capsulaire de T8 d'une souche de S. aureus CYL770.
Selon un mode de réalisation particulier ladite composition immunogène comprend un conjugué comprenant un polysaccharide capsulaire T8 et/ou T5 d'une souche surproductrice de S. aureus lié à une protéine porteuse. Selon un mode de réalisation particulier ledit conjugué comprend un polysaccharide capsulaire T8 de la souche CYL770.
Selon un autre mode de réalisation ledit conjugué comprend un polysaccharide capsulaire T5 de la souche CYL1892.
Selon un mode de réalisation particulier ladite composition immunogène comprend un conjugué comprenant un polysaccharide capsulaire T8 de la souche CYL770 et un conjugué comprenant un polysaccharide capsulaire T5 de la souche CYL1892.
Selon un mode de réalisation particulier lesdits conjugués comprennent un polysaccharide capsulaire fractionné. Selon un mode de réalisation particulier la molécule porteuse du conjugué selon la présente invention est l'exotoxine A de Pseudomonas aeruginosa.
Selon un autre aspect, la présente invention concerne un conjugué comprenant un polysaccharide capsulaire T8 ou T5 d'une souche surproductrice de S. aureus lié à une protéine porteuse, avantageusement l'exotoxine A de Pseudomonas aeruginosa. Selon, un mode de réalisation ledit PS est fractionné.
Selon un mode de réalisation particulier ledit conjugué comprend un polysaccharide capsulaire de la souche de S. aureus CYL1892.
Selon un autre mode de réalisation ledit conjugué comprend un polysaccharide capsulaire de la souche de S. aureus CYL770.
Lesdits PS sont de préférence fractionnés avant d'être conjugués. Selon un autre aspect, la présente invention concerne un polysaccharide capsulaire de type 5 de la souche de S. aureus CYL1892. Ce polysaccharide est avantageusement sous forme isolée ou purifiée.
Selon un autre aspect, la présente invention concerne l'utilisation d'un conjugué tel que défini ci-dessus pour la fabrication d'une composition immunogène pour l'immunisation contre les infections par S. aureus.
Selon un autre aspect, la présente invention concerne un procédé de production de polysaccharide capsulaire T5 comprenant les étapes de : a) culture d'une souche surproductrice de S. aureus b) inactivation de la culture ainsi produite, et c) récupération du polysaccharide capsulaire T5 à partir du surnageant.
Selon un mode de réalisation particulier du procédé selon l'invention, la souche surproductrice est la souche CYL1892.
L'invention va être décrite de façon plus détaillée dans la description qui suit par référence aux figures 1 à 6. On entend par «souche(s) de S. aureus» toute souche de S.aureus exprimant une capsule ou une microcapsule comprenant un polysaccharide T5 et/ou T8. On peut citer à titre d'exemple non limitatif les souches Newman (T5), Reynolds (T5), Lowenstein (T5), Becker (T8), Wright (T8). Les souches avantageusement utilisées dans le cadre de la présente invention sont les souches Reynolds et Becker.
On entend dans le cadre de la présente invention par « souche surproductrice» une souche de S. aureus qui a été modifiée génétiquement pour produire au moins 10, avantageusement au moins 20 fois plus de polysaccharide capsulaire en poids par unité de volume dans le surnageant de culture, que la souche parente dont elle est issue lorsque les deux souches sont cultivées dans les mêmes conditions de culture.
La quantité de polysaccharide capsulaire produite peut être déterminée par la méthode ELISA telle que décrite à l'exemple 1.
Une souche « génétiquement modifiée » est une souche de S. aureus dont le génome a été modifié par génie génétique pour augmenter sa capacité de production en polysaccharide capsulaire. A titre d'exemple illustratif d'une modification génétique appropriée, on peut citer la modification des souches de S. aureus par remplacement par recombinaison homologue du promoteur principal de l'opéron capδ ou cap8 par un promoteur principal fort d'une autre souche tel que le promoteur principal de l'opéron cap1 de la souche M de S. aureus. Le procédé d'insertion de gène par recombinaison homologue est décrit en détails dans l'article de A. J. Link et al (J. of Bacteriology. Oct. 1997, p.6228-6237) et son application spécifique à la production d'une souche de S. aureus surproductrice est décrite en détails dans l'article de TT. Luong et al (Infection and Immunity, Juillet 2002, p3389-3395). On peut donc se référer à ces articles pour plus de détails sur les conditions opératoires utilisables. Ce même procédé peut également être utilisé pour construire une souche recombinante surproduisant le polysaccharide capsulaire T5. Il peut être pour ce faire nécessaire d'adapter certains paramètres, la recombinaison homologue étant plus ou moins facile à mettre en œuvre en fonction de la souche de départ. A titre d'exemple, une souche Reynolds CYL1892 surproductrice dans laquelle le promoteur principal de l'opéron capδ a été remplacé par recombinaison homologue par le promoteur principal de l'opéron cap1 de la souche M de S. aureus a pu être produite par le procédé de Luong et al dans lequel les modifications suivantes ont été apportées : les séquences homologues ont été remplacées par des séquences équivalentes homologues de la souche Reynolds, le plasmide pCL52.2 a été remplacé par le plasmide pCL10 contenant une origine de réplication thermosensible et comprenant un marqueur cat (chloramphenicol acetyl tranferase conférant une résistance au chloramphénicol). Brièvement un fragment d'ADN d'environ 1 kb contenant l'ORF capδ de la souche Reynolds fusionné à un fragment d'environ 250-bp contenant le Pcapi promoteur est construit par la technique de PCR par chevauchement. Un fragment d'ADN d'environ 1 kb contenant la séquence amont du gène capδA est amplifié par PCR à partir du génome de la souche Reynolds. Les deux fragments sont ensuite clones dans le plasmide pCL10 portant une origine de réplication thermosensible et comportant un marqueur cat de sorte que le promoteur Pcapδ soit remplacé par le promoteur Pcapi. Le plasmide ainsi construit est ensuite électroporé dans une souche RN4220 puis introduit par transduction à l'aide du bactériophage 52 dans la souche Reynolds. La sensibilité à la température de l'origine de réplication du plasmide permet ensuite de favoriser la recombinaison homologue en bloquant sa réplication tout en appliquant une sélection par le chloramphénicol.
Par «souche CYL770», on désigne la souche de S. aureus surproductrice, obtenue à partir d'une souche sauvage Becker (CIP103314) dans laquelle le promoteur de l'opéron capB a été remplacé par le promoteur fort de l'opéron cap1 de la souche M de S. aureus, comme décrit par Luong et Lee (2002 Infect. I mmun. 70: 3389-3395).
Par « souche CYL1892 », on désigne la souche de S. aureus surproductrice, obtenue à partir d'une souche Reynolds (CIP 103313) dans laquelle le promoteur de l'opéron capδ a été remplacé par le promoteur constitutif fort de l'opéron cap 7 de la souche M de S. aureus, selon le procédé décrit par Luong et Lee (2002 Infect.lmmun. 70: 3389-3395) comprenant les modifications décrites ci-dessus.
Les inventeurs ont également mis en évidence que les souches surproductrices de S. aureus, en particulier les souches CYL770 et CYL1892 présentent une stabilité génétique élevée. On entend par stabilité génétique élevée la propriété des souches à conserver leur capacité de surproduction après au moins 25 passages sur un milieu de culture approprié à la culture des souches de S. aureus capsulées, telle que mesurée par le test décrit dans l'exemple 1. D'autre part les inventeurs ont montré que le polysaccharide capsulaire produit par les souches surproductrices de S. aureus (appelé par la suite rPS) présente des caractéristiques physico-chimiques différentes de celles du PS produit par la souche sauvage correspondante (appelé par la suite sPS). Les termes « PS8 » et « PS T8 » sont utilisés indifféremment dans le cadre de la présente demande pour désigner un polysaccharide capsulaire de sérotype 8. De même, les termes « PS5 » et « PS T5 » sont utilisés indifféremment dans le cadre de la présente demande pour désigner un polysaccharide capsulaire de sérotype 5.
Le polysaccharide rPS T8 présente un poids moléculaire moyen très supérieur au sPS correspondant Le. 250 kDa versus 150 kDa.
Le polysaccharide rPS T5 présente un poids moléculaire moyen très supérieur au sPS correspondant Le. 150 kDa versus 50 kDa. D'autre part, contrairement au sPS T5 qui reste lié à la paroi bactérienne, les inventeurs ont montré que le rPS T5 est majoritairement relargué dans le surnageant de culture.
Les inventeurs ont également observé que les rPS présentent des propriétés d'adsoption sur une surface plastique différentes de celles des sPS. Des anticorps polyclonaux anti-PS8 ont été générés chez le lapin par injections répétées de différentes souches T8 (Becker, Wright et CYL770), préalablement cultivées en milieu M1. Les titres en anticorps anti-PS8 de ces sera ont été évalués par ELISA en utilisant différents PS8 (purifiés à partir des souches Becker, Wright ou CYL770) comme antigène d'adsorption. Les résultats ont montré que le sérum polyclonal anti-PS8, généré à partir de la souche Becker, présente un fort titre en anticorps anti-PS8. Ce titre est similaire, qu'il soit évalué sur le PS8 de la souche Becker ou sur le PS8 de la souche Wright. Par contre, un faible titre anti-PS8 est observé lorsque celui-ci est évalué avec du PS8 adsorbé qui a été purifié à partir de la souche CYL770. Les mêmes résultats ont été obtenus pour les sera générés à partir des souches Wright ou CYL770.
Pour vérifier que la faible reconnaissance du PS8 de CYL770 par les différents sera était due à une capacité moindre de ce rPS8 à se fixer sur le plastique traité d'une plaque ELISA, et non à une différence de reconnaissance du PS8 lui-même, les trois sera ont été titrés en ELISA sur du rPS8 de CYL770 conjugué à la rEPA, la présence de la protéine porteuse devant améliorer grandement l'adsorption. Dans ces conditions d'adsorption, les sera polyclonaux anti-PS8 générés à partir des 3 souches T8 différentes, reconnaissent très fortement le rPS8 de CYL770, avec des titres en anticorps comparables entre eux et similaires à ceux obtenus sur PS8 purifié à partir des souches Becker ou Wright.
Malgré ces différences importantes, pouvant potentiellement se traduire par des propriétés immunogéniques et antigéniques différentes, les inventeurs ont mis en évidence par des expériences de caractérisation et d'immunogénicité que les rPS conservaient d'une part leur structure primaire caractéristique telle que décrite par C. Jones (Carbohydr. Res., 2005, 340, 1097-1106) et conservaient d'autre part l'immunogénicité et l'antigénicité des sPS.
Les Inventeurs ont en particulier évalué la réactivité croisée d'un sérum anti-CYL770 contre différentes souches de S. aureus de type 8. Pour cela, un sérum hyperimmun a été préparé chez le lapin par injection de germes entiers formulés de la souche CYL770 et adsorbé sur germes autologues chimiquement acapsulés. Les résultats obtenus montrent que le sérum anti-souche CYL770 présente une réactivité croisée avec les souches sauvages Becker et Wright présentant à leur surface un sPS T8. Ces résultats démontrent donc qu'il est possible d'utiliser la souche surproductrice CYL770 pour produire de grandes quantités d'un polysaccharide capsulaire T8 utilisable dans une méthode d'immunisation.
Les rPS peuvent être produits par un procédé de production comprenant les étapes de : a) culture d'une souche de S. aureus surproductrice, en particulier une souche CYL1892 ou CYL770 , b) inactivation de la culture ainsi produite, et c) récupération du polysaccharide capsulaire T5 ou T8 à partir du surnageant de culture.
L'étape (a) peut être mise en œuvre sur un milieu de culture solide ou liquide. Tout milieu de culture décrit dans la littérature comme étant approprié à la culture d'une souche de S aureus capsulée peut être utilisé pour ce faire. On peut citer à titre d'exemple non limitatif les milieux suivant : Bouillon TSB (trypticase soja) ; milieu défini de Poutrel (Poutrel et al., Clin Diagn Lab Immunol. 1995 2(2):166-71 ) ; Bouillon Columbia. Il est fait référence par la suite à des milieux inducteurs ou non inducteurs. On entend par « milieu inducteur » un milieu de culture qui contient un élément (par exemple NaCI ou un autre sel tel que CaCI2 et MgCI2) qui agit indirectement ou directement sur le promoteur principal inductibie du locus cap. Un milieu inducteur est donc un milieu capable d'induire la production de capsule chez les souches de S. aureus comprenant un promoteur principal inductibie dans le locus cap. Par opposition un milieu non inducteur est un milieu de culture qui ne contient pas un tel signal.
On utilisera de préférence dans le cadre de la présente invention un milieu dépourvu de protéine d'origine animale.
Par « protéine d'origine animale » on entend les protéines obtenues à partir de matière d'origine animale ainsi que touts produits en dérivant, tels que les dérivés issus du traitement chimique des protéines animales. On entend également les produits de l'hydrolyse partielle ou totale de ces protéines animales tels que les peptones, les polypeptides, les peptides, ou les acides aminés en dérivant.
L'étape de culture peut être réalisée par ensemencement du milieu de culture avec un inoculum, par exemple avec une DO68O nm initiale de 0,2, et incubation à 37°C pendant une durée par exemple d'environ 48 à 72 heures dans une atmosphère contenant ou pas du CO2 à une concentration de 5 à 10%
(pour une souche T5 sans CO2 et dans le cas de l'utilisation d'une souche T8 avec CO2). Le volume de culture peut varier en fonction des besoins. Des volumes de 400ml à 2Ol ou des volumes supérieurs par exemple de 3Ol à 1001 peuvent être utilisés. De préférence un rapport volume du milieu de culture par rapport au volume du récipient de culture de 20 % (V/V) est maintenu pour favoriser l'oxygénation. Pour les grands volumes, l'oxygénation est contrôlée et régulée au cours de la culture par un ajustement de la pression en oxygène et une agitation appropriée.
En fonction des besoins, l'étape de culture peut comprendre des cultures successives dans des volumes croissants afin d'augmenter la biomasse et la quantité de polysaccharide qui sont produites. La culture résultant de l'étape (a) est ensuite soumise à une étape d'inactivation (b). L'étape d'inactivation peut être mise en œuvre par traitement de la culture avec un mélange phénol/éthanol (1V/1V) à raison de 2 % en volume au final, puis agitation par exemple à l'aide d'un barreau aimanté à température ambiante pendant 6 heures à 48 heures en fonction de la biomasse à traiter. L'inactivation est contrôlée par un test de mortalité. Pour ce faire, 100 microlitres de la culture traitée sont étalés sur une gélose Columbia 2 % NaCI et en parallèle 100 microlitres de la culture traitée sont ensemencés en bouillon trypcase soja additionné de 1/30ème de sérum de cheval. Les cultures sont incubées pendant 48 heures à 370C1 les bouchons des flacons de bouillon restant dévissés. L'absence de bactéries viables se traduit par une absence de pousse après 24 heures d'incubation à 37°C. Une fois que la mortalité de la culture est établie, le polysaccharide capsulaire est récupéré. Dans le cas des souches surproductrices de S. aureus, en particulier CYL770 et CYL1892, la plus grande partie des rPS T8 et T5, est relarguée dans le surnageant de culture. Les rPS peuvent donc être isolés directement à partir de ce dernier. Pour ce faire, à l'issue de l'étape d'inactivation, le milieu est centrifugé et le culot cellulaire est éliminé.
Le rPS contenu dans le surnageant de culture peut ensuite être purifié par toute technique classique de purification de PS. Différentes techniques de purification ont été décrites dans la littérature et peuvent être utilisées dans le cadre de la présente invention. On peut se référer par exemple aux articles de Lee J.C. et al 1987 ; 55 :2191-2197 ou de Fattom et al Infect. Immun. 1990 ; 58 :2367-2374, ce dernier décrivant un procédé impliquant une libération des PSs par la lysostaphine, traitements par RNAse, DNAse, protéase, précipitation éthanolique fractionnée, échange d'ions et tamisage moléculaire. On utilisera de préférence dans le cadre de la présente invention une technique conduisant à un rPS présentant un taux de pureté d'au moins 70%.
Les analyses physico-chimiques et l'analyse par résonance magnétique nucléaire du proton à 500 MHz à une dimension montrent que les rPS T8 et T5 purifiés à partir d'une souche surproductrice présentent une structure conforme à celle décrite dans la littérature avec un taux de pureté d'au moins 70 % et un taux de O- et N- acétylation supérieur à 70 %. Les résiduels sont présents dans le produit final à raison de moins de 5 % (p/p) de résiduels de nature protéique, moins de 1% (p/p) d'acides nucléiques résiduels et moins de 5% (p/p) d'acide lipoteichoïque et d'acide teichoïque résiduels.
La quantité de polysaccharide capsulaire obtenue peut être évaluée par la technique ELISA telle que décrite dans l'exemple 1. II a ainsi été montré que la souche CYL770 produisait dans le surnageant une quantité de rPS T8 environ 80 fois supérieure à celle produite par la souche parente Becker. Ce gain de productivité reste stable après des passages successifs en milieu de culture Les Inventeurs ont par ailleurs montré que la souche CYL1892 produisait environ 50 fois plus de rPS T5, soit 200 μg/ml en moyenne, que la souche sauvage parente. Ce gain de productivité a été essentiellement observé dans le surnageant de culture et reste stable après des passages successifs en milieu de culture. Par ailleurs, la souche CYL1892 produit 7 fois plus de polysaccharide T5 au niveau du culot cellulaire que la souche parente sauvage.
Une partie du rPS T5 restant liée à la paroi bactérienne, l'étape de récupération du rPS T5 peut également comprendre une étape supplémentaire d'extraction du rPS T5 à partir des cellules. Différentes techniques d'extraction ont été décrites dans la littérature pour ce faire et peuvent être utilisées dans le cadre de la présente invention. On peut se référer par exemple aux articles de Lee J.C. Infect. Immun. 1993 ; 67:1853-1858 ; Dassy B. et al. Gen. Microbiol. 1991 ; 137:1155-1162 pour un descriptif détaillé de ces techniques.
Le procédé de production de PS selon l'invention peut donc être utilisé avantageusement pour produire du rPS T5, de préférence à partir d'une souche CYL1892, directement à partir du surnageant d'extraction du PS à partir du culot cellulaire. Le procédé selon l'invention permet donc de simplifier les étapes lourdes d'élimination des nombreux contaminants cellulaires que sont par exemple : DNA, RNA, acide teichoïque.
Selon un mode de réalisation, l'invention a aussi pour objet un polysaccharide capsulaire rPS, en particulier un rPS T5 de la souche de S. aureus CYL1892. Ledit polysaccharide est avantageusement sous forme isolé ou purifié.
Les rPS T5 et T8 selon l'invention peuvent être fractionnés ou dépolymérisés par exemple selon le procédé décrit dans le brevet US 6,045,805, auquel on peut se référer pour un descriptif complet des conditions opératoires. Dans le cadre de la présente invention, on utilise indifféremment les termes « fractionner » et « dépolymériser». Ces rPS fractionnés sont nommés ci-après rPSf. Les rPS T5 et T8 selon l'invention sont avantageusement fractionnés ou dépolymérisés jusqu'à l'obtention d'un rPSf présentant un poids moléculaire moyen avantageusement compris dans une gamme allant de 10 à 120 kDa, en particulier dans une gamme allant de 30 à 70 kDa tel qu'un rPSf de PM moyen de 5OkDa.
Selon un mode de réalisation, l'invention a donc également pour objet un polysaccharide capsulaire rPSf , en particulier un rPSf T5, avantageusement un rPSf T5 de la souche de S. aureus CYL1892. Ledit polysaccharide rPSf est avantageusement sous forme isolé ou purifié. L'invention concerne également l'utilisation des polysaccharides capsulaires rPS T5 et T8 produits par les souches de S. aureus surproductrices, avantageusement les souches CYL1892 et CYL770, pour produire des compositions immunogènes et des vaccins pour le traitement ou la prévention des infections par les souches de S. aureus T5 et/ou T8. Les polysaccharides capsulaires rPS induisent la production d'anticorps pouvant médier la destruction des bactéries qui les portent, par des phagocytes en présence de complément.
Selon un mode de réalisation, l'invention concerne donc une composition immunogène ou vaccinale comprenant un rPS T8 et/ou T5 d'une souche de S. aureus surproductrice, avantageusement d'une souche CYL770 ou CYL1892.
L'invention concerne également l'utilisation d'un rPS T8 et/ou T5 d'une souche de S. aureus surproductrice, avantageusement d'une souche CYL770 ou CYL1892 pour la fabrication d'une composition immunogène ou pour la fabrication d'une composition vaccinale destinée à la prévention et/ou au traitement d'une infection par S. aureus. En particulier, ladite composition immunogène ou vaccinale permet d'induire une réponse humorale contre les souches de S. aureus T8 et/ou T5 chez le sujet auquel elle est administrée.
Selon un mode de réalisation particulier, ladite composition comprend les rPS T8 et T5. Une telle composition immunogène ou vaccinale est particulièrement avantageuse puisqu'elle permet d'induire, chez le sujet auquel elle est administrée, une réponse immunitaire contre les souches S. aureus T5 et T8 qui représentent la très grande majorité des souches S. aureus infectieuses. La composition immunogène ou vaccinale selon l'invention peut être utilisée pour combattre les infections chez des sujets infectés ou la prévenir chez des sujets à risques tels que les personnes hospitalisées ou devant subir une intervention chirurgicale. Lorsque la composition immunogène ou vaccinale selon l'invention est destinée à un enfant de moins de 2 ans ou à un sujet présentant une défense immunitaire affaiblie, telle qu'une personne âgée (>60 ans). Le rPS selon l'invention est de préférence utilisé sous une forme conjuguée.
Selon un autre mode de réalisation, la présente invention concerne donc un conjugué rPS-protéine porteuse.
Par « protéine porteuse » on entend une protéine qui permet la collaboration cellulaire entre cellules T et B dans l'induction de la réponse immune contre le polysaccharide capsulaire et améliore ainsi l'immunogénicité que ce soit pour une immunisation active ou pour une immunisation passive utilisant des antisérums de titre élevé préparés sur des volontaires. Les protéines porteuses sont préférentiellement des protéines non toxiques et non réactogènes. Des exemples non limitatifs de protéines porteuses susceptibles d'être utilisées incluent des toxines bactériennes recombinantes ou inactivées telles que l'exotoxine A de Pseudomonas aeruginosa, les anatoxines tétanique, diphtérique ou coquelucheuse, des anatoxines ou exotoxines de Staphylocoques, ou encore la toxine thermolabile (LT) ou les Shiga-toxines (ST) de E. coli. Des protéines de la membrane externe de bactéries peuvent également être utilisées, comme par exemple le complexe c de la membrane externe (OMPc), des porines, protéines de liaison de transferrine, la protéine A de surface des pneumocoques (PsaA). D'autres protéines encore telles que l'albumine de sérum bovin (BSA), l'hémocyanine de patelle ou la tuberculine dérivée de protéine purifiée (PPD) peuvent être employées en tant que protéine porteuse.
Du fait de leur haut poids moléculaire, les polysaccharides rPS T5 et T8 sont de préférence « fractionnés » ou « dépolymérisés » avant conjugaison à la molécule porteuse, par exemple selon le procédé décrit dans le brevet US 6,045,805 auquel on peut se reporter pour un descriptif des conditions opératoires à utiliser. Les rPS non fractionnés peuvent conduire à un rendement cumulé de conjugaison et de purification plus faible et à des conjugués dont la filtration stérilisante peut être plus difficile à mettre en œuvre du fait de leur taille plus importante. Les rPS dépolymérisés ou fractionnés sont nommés dans la suite de la demande rPSf. Les rPS selon l'invention peuvent être dépolymérisés ou fractionnés jusqu'à l'obtention du rPSf présentant un poids moléculaire moyen de 10 à 120 KDa, en particulier de 30 à 70 KDa, tel que 50 kDa. A titre illustratif le rPS T5 de la souche CYL1892 est dépolymérisé ou fractionné jusqu'à l'obtention d'un rPSf possédant un poids moléculaire moyen avantageusement compris dans une gamme allant de 30 à 70 kDa, par exemple 5OkDa et le rPS T8 de la souche CYL770 est dépolymérisé ou fractionné jusqu'à l'obtention d'un rPSf possédant un poids moléculaire moyen avantageusement compris dans une gamme allant de 30 à 70 kDa, par exemple 5OkDa.
Le polysaccharide est ensuite fonctionnalisé avant d'être conjugué à la protéine porteuse par liaison covalente. La fonctionnalisation peut être effectuée selon différentes méthodes. Par exemple, des groupes carboxylates activés du polysaccharide peuvent être fonctionnalisés avec le dihydrazide d'acide adipique (ADH) ou la cystamine, puis le polysaccharide peut être conjugué à la protéine porteuse par une réaction médiée par un carbodiimide du polysaccharide partiellement amidé avec un groupe carboxylate de la protéine porteuse. Des groupes hydroxyle du polysaccharide peuvent aussi être activés à l'aide de bromure de cyanogène ou 1-cyano-4-diméthylamino-pyridium tétrafluoroborate, puis le polysaccharide peut être fonctionnalisé avec l'ADH conformément au procédé décrit par Kohn et al. (1993 FEBS Lett. 154: 209:210). Le polysaccharide fonctionnalisé est ensuite lié à la protéine porteuse, par exemple à l'exoprotéine A recombinante de Pseudomonas aeruginosa dans laquelle le résidu GLU 553 a été délété, à laquelle il est fait référence dans la présente demande sous le terme de rEPA, en présence d'éthyldiméthylaminopropyl-carbodiimide (EDAC). Une chromatographie d'exclusion de taille peut ensuite être utilisée pour séparer les conjugués des polysaccharides n'ayant pas réagi. Les étapes d'activation de fonctionnalisation et de conjugaison n'altèrent pas la structure chimique des unités répétitives du polysaccharide. Selon un aspect, l'invention concerne donc un conjugué comprenant du PSf T8 et/ou T5, avantageusement de la souche CYL770 et CYL1892 respectivement, conjugué à une protéine porteuse, de préférence l'ExoA détoxifiée rEPA. Selon un autre aspect, l'invention concerne aussi un conjugué comprenant du rPSf T8 et/ou T5, avantageusement de la souche CYL770 et CYL1892 respectivement, conjugué à une protéine porteuse, de préférence l'ExoA détoxifiée rEPA.
Selon un mode de réalisation particulier l'invention concerne un mélange comprenant les conjugués tels que définis ci-dessus, en particulier, les conjugués PSf T8 et T5 ou les conjugués rPSTδ et T5, dans lequel les PS sont conjugués à une protéine porteuse identique ou différente, avantageusement identique et correspondant à l'ExoA détoxifiée.
Les conjugués selon l'invention peuvent être utilisés pour la fabrication d'une composition immunogène ou vaccinale, en particulier une composition vaccinale destinée à la prévention et/ou au traitement d'une infection par S. aureus. L'invention porte donc également sur une composition immunogène ou vaccinale comprenant lesdits conjugués ou leur mélange tels que définis ci- dessus. Les compositions selon l'invention sont utiles pour induire une réponse humorale in vivo, notamment pour produire des anticorps ou des anti-sérums contre une souche S. aureus T5 ou T8, ou pour combattre l'infection chez des sujets infectés ou la prévenir chez des sujets à risque tels que des personnes hospitalisées ou devant subir une intervention chirurgicale. La présente invention a donc également pour objet la préparation desdits anticorps et antisérums qui peut être mise en oeuvre par les techniques classiques d'obtention d'antisérums et d'anticorps polyclonaux et monoclonaux bien connues de l'homme de l'art ainsi que les anticorps et antisérums dirigés ainsi produits. Les compositions immunogènes ou vaccinales selon l'invention peuvent être préparées par toute méthode usuelle connue de l'homme du métier. Habituellement, les antigènes selon l'invention sont mélangés avec un excipient pharmaceutiquement acceptable. Par « excipient pharmaceutiquement acceptable » on entend tout excipient, charge, diluant, véhicule, conservateur etc, qui est classiquement utilisé dans la préparation des compositions administrables à l'homme. En général, ces produits sont sélectionnés en fonction de la forme galénique choisie et de la voie d'administration et selon les pratiques pharmaceutiques standards. On peut se référer par exemple au Remington's Pharmaceutical Sciences, qui constitue un manuel de référence dans le domaine.
Les compositions selon l'invention peuvent en outre contenir un adjuvant. Tout adjuvant ou mélange d'adjuvants pharmaceutiquement acceptable classiquement utilisé dans le domaine des vaccins peut être utilisé à cette fin. On peut citer à titre d'exemple d'adjuvant approprié les sels d'aluminium tels que l'hydroxyde d'aluminium ou le phosphate d'aluminium, le DC-Chol et les agonistes de ToII.
Selon un autre aspect encore, l'invention a trait à une méthode d'immunisation d'un sujet contre une infection par S. aυreus comprenant l'administration audit sujet d'une quantité immunoefficace d'une composition immunogène ou vaccinale selon l'invention telle que définie dans la description ci-dessus.
Par « sujet » on entend tout sujet à risque vis-à-vis d'une infection par S. aureus, tel que par exemple une personne hospitalisée ou devant subir une intervention chirurgicale.
Les compositions selon l'invention peuvent être administrées par toute voie classique, habituellement utilisée dans le domaine des vaccins, telle que la voie parentérale (intraveineuse, intramusculaire, sous-cutanée, etc.). On utilisera de préférence dans le cadre de la présente invention pour les compositions injectables et une administration intramusculaire. Une telle administration peut être réalisée avantageusement au niveau des muscles de la cuisse ou du bras. Les compositions selon la présente invention peuvent également être administrées par voie orale. Une administration via la muqueuse nasale, vaginale ou rectale peut être également recommandée dans le cadre de la présente invention. L'administration peut être réalisée par l'administration d'une dose unique ou de doses répétées. Une dose vaccinale peut être préparée sous un volume de 0,1 ml à 2 ml, de façon préférée sous un volume de 0,5 ml. Une quantité immunoefficace est une quantité capable d'induire, chez un sujet vacciné, une réponse humorale comprenant des anticorps capables d'opsoniser une souche de S. aureus et de faciliter son élimination par les phagocytes de l'individu infecté. La composition peut être avantageusement administrée au moins 10 à 14 jours avant le début de la période à risque accru d'infection par S. aureus
Les figures et exemples ci-dessous illustrent l'invention sans en limiter sa portée.
FIGURES
La Figure 1 représente la quantité de polysaccharide capsulaire de type 5 (PS5) mesurée dans le culot ou le surnageant de culture pour la souche Reynolds ou la souche recombinante CYL1892. La Figure 2 représente les titres en IgM anti-PS8 induits chez des souris immunisées avec les conjugués PS T8-rEPA préparés à partir de la souche CYL770 ou de la souche Becker. La valeur des titres (histogramme) est représentée par le Log de la moyenne des inverses de dilution. Pour chacun des groupes, le titre individuel de chaque sérum (n=10) est représenté par un symbole. La réponse non spécifique mesurée chez les animaux préimmuns (J- 1 ) est également représentée.
La Figure 3 représente les titres en IgG totales anti-PS8 induits chez des souris immunisées avec les conjugués PS T8-rEPA préparés à partir de la souche CYL770 ou de la souche Becker. La valeur des titres (histogramme) est représentée par le Log de la moyenne des inverses de dilution. Pour chacun des groupes, le titre individuel de chaque sérum (n=10) est représenté par un symbole. La réponse non spécifique mesurée chez les animaux préimmuns (J- 1 ) est également représentée.
La Figure 4 représente les titres des sous-classes IgGI , lgG2a et lgG3 anti-PS8, mesurés à J35 chez des souris immunisées avec les conjugués PS T8-rEPA préparé à partir de la souche CYL770 ou de la souche Becker. La valeur des titres (histogramme) est représentée par le Log de la moyenne des inverses de dilution. Pour chacun des groupes, le titre individuel de chaque sérum (n=10) est représenté par un symbole. La réponse non spécifique mesurée chez les animaux préimmuns (J-1 ) est également représentée.
Les Figures 5(a) et (b) représentent respectivement les spectres obtenus par analyse par RMN du proton à une dimension et à 500 MHz du polysaccharide rPS8 purifié à partir d'un surnageant de la souche CYL770 et du sPS8 purifié à partir du culot cellulaire d'une culture de la souche Becker. Ces analyses par RMN ont été réalisées en utilisant un spectromètre Bruker DRX 500 et une sonde: BB-1 H-D XYZ GRD 5mm. Les échantillons ont été repris en D2O à une concentration de 1.2mg/ml. L'analyse a été mise en œuvre dans les conditions suivantes : température d'analyse : 343°K (7O0C) ; temps de relaxation: 2s ; nombre de balayage = 512. Pour chaque PS8, les spectres ont été réalisés sur la forme native (O-acétylée) et sur la forme dé-O-acétylée obtenue par traitement alcalin tel que décrit par C. Jones (C. Jones. Carbohydr. Res. 2005, 340, 1097-1106). Les Figures 6(a) et (b) représentent respectivement les spectres obtenus par analyse par RMN du proton à une dimension et à 500 MHz du polysaccharide rPS5 purifié à partir du surnageant de culture de la souche CYL1892 et du sPS5 purifié à partir du culot cellulaire d'une culture de la souche Reynolds. Ces analyses par RMN ont été réalisées en utilisant un spectromètre Bruker DRX 500 et une sonde: BB-1H-D XYZ GRD 5mm. Les échantillons ont été repris en D2O à une concentration de 1.2mg/ml. L'analyse a été mise en œuvre dans les conditions suivantes : température d'analyse : 343°K (700C) ; temps de relaxation: 2s ; nombre de balayage = 512.
Les figures 7(a) et 7(b) représentent respectivement l'évaluation et la comparaison des réponses IgM et IgG anti-PS5 induites chez la souris par les conjugués PS5-rEPA et rPS5-rEPA.
EXEMPLES
La composition des milieux de culture utilisés dans les exemples suivants est telle que définie dans le tableau 1 ci-dessous. Lesdits milieux ont été préparés par mélange des constituants dans l'ordre indiqué dans le tableau. «
Exemple 1 : Caractérisation de la souche CYL1892 de type 5
Un congelât de la souche CYL1892 a été fourni par le Dr. Chia Y. Lee (Centre Médical de l'Université de l'Arkansas, Etats-Unis). Il s'agit du congelât d'origine. Préparation des congelats
Deux types de congelats ont été préparés. Le congelât (A) est issu directement du congelât d'origine par amplification sur milieu columbia et contient comme lui des matières d'origine animale. Un second congelât (B) a été dérivé du congelât d'origine par clonage et passages répétés sur milieu dépourvu de matières d'origine animale.
Une pré-culture en milieu TSB (bouillon trypticase soja) est ensemencée à partir de 100 μl de congelât initial et placée sous agitation 18 heures à 370C. Une culture de 400 ml est ensuite ensemencée à partir de la pré-culture. Au bout de 5 heures sous agitation à 370C, 200 ml de culture sont ajoutés à 50 ml de glycérol filtré sur 0,22 μm. La répartition des congelats et réalisée sous 100 tubes de 100 μl et 100 tubes de 1 ml puis stockage à -800C.
Préparation des congelats des lots de semence A et B Préparation des pré-congelats
Des étapes de clonage sont réalisées sur milieu MO non inducteur. A partir d'un aliquot de 100 μl de la souche CYL1892 d'origine, un isolement est réalisé sur milieu MO non inducteur. A partir de cet isolement, deux colonies sont piquées, reprises par 50 μl d'H2O sans nucléase puis ensemencées à nouveau en colonies isolées. Au bout de trois passages, une colonie par boîte est reprise puis ensemencée en nappe (un volume de reprise de colonie est prélevé en parallèle pour réaliser un contrôle par PCR). La nappe ainsi obtenue est ensuite utilisée pour l'ensemencement d'une culture de 5 heures de milieu MO liquide inducteur (50 ml). A l'issue de la culture, la densité optique à 680 nm est mesurée, puis 40 ml de culture sont ajoutés à 10 ml de glycérol codifié et filtré 0,22 μm. La répartition est réalisée sous 45 x1 ml et stockage à -800C. Culture et congélation du congelât B Des dilutions en séries sont réalisées dans le but d'éliminer tous les composants d'origine animale éventuellement présents dans le congelât d'origine. Le milieu MO non inducteur est utilisé lors des passages.
Une dilution au 100eme est réalisée sur le pré-congelat B de départ avant le premier passage sur milieu gélose. Des dilutions en séries (10"5) sont ensuite réalisées entre chaque passage (passages 2 à 4). Au total, quatre passages sur milieu gélose ont été effectués, avec un facteur de dilution total de 10'17. La nappe correspondant à la dernière dilution effectuée est utilisée pour l'ensemencement d'une culture de 400 ml de milieu MO liquide inducteur. La culture est stoppée en fin de phase exponentielle après 5 heures de culture à 37°C sous agitation. Des mesures de DO680nm sont réalisées tout au long de la cinétique de croissance. La culture est ensuite supplémentée de glycérol à 20 % final puis répartie en 6 flacons Schott maintenus dans la glace jusqu'à la répartition finale en tubes. La répartition est effectuée sous 1 ml en tubes Nunc et également sous 5 ml en tube Falcon 15 ml. Les ampoules sont ensuite placées à -800C.
Contrôles réalisés Viabilité
Des numérotations sur chaque flacon de répartition sont réalisées au moment de la répartition des congelats B avant congélation selon le protocole :
- dilution en PBS des congelats en séries de 10 en 10 jusqu'à la dilution 10~9,
- dépôt de 6 gouttes de 25 μl des dilutions 10'3 à 10"9 sur des boîtes 24x24 Nunc de gélose Columbia 2 % NaCI, - incubation à 370C pendant 18 heures,
- comptage des colonies dans la gamme de dilution la plus lisible et calcul de moyenne sur les flacons de répartition.
Des contrôles de viabilité ont ensuite été réalisés suivant la même technique de numération sur plusieurs congelats correspondant à chaque flacon de répartition suivant le planning : J+11 jours, J+1 mois, J+3 mois, J+6 mois, J+1an. Identité
L'identité est contrôlée à partir d'un congelât à l'aide des tests biochimiques de la galerie ApiStaph® et d'un test de résistance à la lysostaphine. Ces tests ont été réalisés à partir d'une culture de 18 heures à 37°C sur gélose Columbia 2 % NaCI et selon les indications données par le fabricant.
D'autre part, un typage capsulaire par amplification PCR multiplex T5/T8 est réalisé à partir d'un isolement sur gélose Columbia 2 % NaCI. Les souches Reynolds et Becker sont utilisées comme témoins pour les amplifications T5 et T8.
Un test PCR de stabilité génétique cap1 utilisant les oligonucléotides Ppai Ncol et Ppair (décrit par Luong et al dans Infect. Immun. 2002 ; 70(7) :3389-95) est également réalisé : un isolement est réalisé sur gélose Columbia 2 % NaCI et incubé pendant 24 heures à 370C. Une colonie est ensuite récupérée pour effectuer un second passage sur gélose Columbia 2 % NaCI. Quatre passages successifs sont ainsi réalisés. L1ADN des colonies est extrait pour vérifier par PCR la présence du promoteur capl La souche CYL770 est utilisée comme témoin pour l'amplification du promoteur capl .
Un contrôle d'identité des polysaccharides capsulaires des souches de T5 et T8 est réalisé par test d'agglutination sur lame à l'aide d'anticorps monoclonaux spécifiques anti-PS5 (IgM) clone J1 et anti-PS8 (IgGI ) clone K8-
24 obtenus à partir d'hybridomes fournis par l'Institut pasteur qui ont été produits par des procédés classiques bien connus de l'homme de l'art. Les réactions d'agglutination sur lame sont réalisées à partir de 50 μl de suspension bactérienne ajustée à DO680nm=5.
Evaluation de la productivité par ELISA Test de productivité
Une pré-culture en milieu MO liquide inducteur est ensemencée à partir des congelats à tester. Une culture de 400 ml en milieu inducteur M1 est ensuite ensemencée et placée sous agitation à 37°C pendant 72 heures. En fin de culture, un volume de 50 ml de culture est prélevé et centrifugé 30 minutes à 3500 rpm à +4°C. Les polysaccharides capsulaires sont ensuite extraits puis dosés par ELISA.
Test de stabilité
Des cultures successives en milieu M1 sont réalisées de façon à générer un nombre de générations proche de ce qui pourrait être obtenu dans un fermenteur de 1 000 litres. Pour cela, on ensemence 10 ml de M1 avec une ampoule d'un congelât B puis, après 16h de culture à 37°C, on réalise 8 cultures successives en ensemençant 10 ml de milieu M1 à DO=0,2 et en cultivant respectivement pendant 4h, 4h, 16h, 4h, 4h, 16h, 4h et 4h à 370C. A partir de la dernière culture on ensemence 150 μl sur un milieu MO gélose inducteur pour réaliser une préculture à 370C pendant 16h, puis on ensemence 400 ml de M1 à DO=0,2 et on cultive pendant 72h à 370C. A la suite du dernier passage sur milieu M1 , une mesure de productivité est réalisée comme précédemment et comparée à la productivité obtenue pour un congelât de référence dans les mêmes conditions de culture.
Extraction autoclave et préparation des échantillons
En fin de culture, les suspensions sont centrifugées 30 minutes à 3500 rpm à +4°C, les surnageants de culture sont séparés et stockés à +40C. Les culots sont extraits grâce à deux cycles d'autoclave successifs. Chaque cycle se compose d'une reprise des culots dans 5 ml de PBS suivi d'un cycle d'autoclave 60 minutes à 1210C. Un test de mortalité sur les culots autoclaves est réalisé par ensemencement sur gélose Columbia 2% NaCI. Les culots autoclaves sont ensuite centrifugés 30 minutes 25 000 x g à +40C et l'extrait (surnageant) récupéré puis stocké à +4°C. Le culot est ensuite à nouveau repris dans 5 ml de PBS et un second cycle d'autoclave est engagé. En fin de deuxième cycle, les deux extraits sont regroupés. Les extraits et surnageants de culture sont traités à la protéinase K (50 μg/ml) pendant 1 heure à 370C puis la protéinase K est inactivée par incubation 30 minutes à 80°C. Un test de mortalité est ensuite réalisé sur les surnageants de culture traités. Dosage ELISA PS5
Les échantillons traités à la protéinase K (extraits obtenus après autoclave et/ou surnageants de culture traités) sont dosés en ELISA sandwich. Un double titrage permet de s'assurer de la fiabilité des données. Le principe consiste à capturer l'antigène (PS5) entre deux anticorps pour le quantifier. Afin d'éviter toute interférence et obtenir la mesure la plus précise possible, l'un des deux anticorps doit être parfaitement spécifique (anticorps monoclonal anti-PS5 utilisé en adsorption). Un sérum polyclonal de lapin adsorbé est ensuite utilisé en temps qu'anticorps de détection. Un anticorps secondaire conjugué à la peroxydase permettra la révélation. Lors de l'ELISA, une courbe standard est effectuée avec du PS5 purifié, utilisé à différentes concentration pour quantifier l'antigène. Un contrôle est également introduit, il s'agit de PS5 purifié dont la concentration est connue et établie par mesure physicochimique à 78 μg/ml. Dans l'étape finale, un substrat chromogène le tétraméthyl benzidine (TMB) est ajouté. Celui-ci est dégradé par la peroxydase en un produit coloré bleu. Un acide est ajouté après 15 minutes d'incubation à 2O0C et à l'obscurité, ce qui provoque l'arrêt de la réaction et transforme le produit coloré bleu en jaune. La densité optique est mesurée à 450 nm, elle est proportionnelle à la quantité d'anticorps fixé.
Résultats
Congelats A CYL1892
Après 11 jours de congélation, les résultats de numération de CYL1892 sont stables. Quatre passages successifs ont été réalisés. Au total, 16 colonies distinctes ont été extraites et analysées en PCR. Toutes les colonies testées à chaque passage possèdent bien le locus cap de type 5 et la présence du promoteur capl a été démontrée pour toutes les colonies également.
Congelats B CYU 892 Après 11 jours de congélation, les résultats de numération de CYL1892 sont stables (2,3x109 CFU/ml en moyenne).
Galerie Api
Une identification correcte de S. aureυs est obtenue suivant l'analyse des caractères biochimiques selon les indications du fabricant. Profil PCR La stabilité génétique du pré-congelat a été suivie lors des différentes étapes de clonage. On note la présence d'une amplification spécifique de capδ à environ 500 pb et du promoteur cap1 à 200 pb. Les dix colonies testées sont issues du pré-congelat B ayant servi à l'ensemencement de la culture pour la réalisation du congelât B. On observe la stabilité génétique des loci capδ et promoteur cap1.
Vingt colonies isolées provenant du congelât B CYL1892 ont été testées. Les amplifications à environ 500 pb et 200 pb illustrent la stabilité génétique des loci capδ et promoteur cap1. Test d'agglutination
Seule une agglutination avec l'anticorps monoclonal anti-PS5 est observée.
Productivité des congelais A et B CYL1892 (Figure 1)
Des mesures de productivité ont été réalisées plusieurs fois en parallèle avec des références de congelats et des congelats de la souche sauvage. Comme pour les souches recombinantes, deux types de congelats ont été préparés pour les souches sauvages. Un congelât Reynolds A a été obtenu à partir de la souche d'origine par un faible nombre de passages au laboratoire en bouillon columbia 2% NaCI. Ce congelât A renferme des matières d'origine animale. Un second congelât (congelât Reynolds B), dépourvu de matière d'origine animale a été obtenu par passages successifs de la souche d'origine sur milieux MO. Les congelats Reynolds B ont été préparés en milieu MO liquide inducteur après avoir subi des passages en milieu MO non inducteur.
On observe que la souche recombinante CYL1892 produit en moyenne 3,5 fois plus de PS5 dans le surnageant que dans le culot. La quantité totale ainsi produite représente environ 10 fois plus de PS5 par rapport à la souche sauvage Reynolds (300 μg/ml et 30 μg/ml, respectivement) après culture en milieu inducteur liquide M1. La différence est très significative dans les surnageants. On observe une production de PS5 environ 50 fois plus importante pour la souche CYL1892 par rapport à la souche sauvage Reynolds. La différence est beaucoup moins importante en ce qui concerne les culots. En effet, on observe une différence de productivité PS5 d'un facteur 2 pour la souche CYL1982 par rapport à la souche Reynolds. On constate que le congelât CYL1892 B produit une quantité équivalente de PS5 par rapport au congelât A.
Stabilité des congelats A et B CYL1892 (Figure 1) Des mesures de productivité ont été réalisées après un test de stabilité sur milieu M1 (environ 40 générations effectuées). La productivité observée dans les culots et surnageants après plusieurs passages en milieu M1 est équivalente à celle obtenue sans passage pour le congelât B CYL1892 comme pour le congelât A. Une baisse de productivité de 20 à 50 % est observée pour les congelats B de la souche sauvage Reynolds.
La caractérisation de la souche recombinante S. aureus de type 5 CYL1892 a permis de constater qu'un gain de productivité en polysaccharides capsulaires est obtenu par rapport à l'utilisation de la souche sauvage Reynolds. De façon surprenante, la différence de productivité a été essentiellement observée dans le surnageant de culture (environ 50x, soit 200 μg/ml en moyenne) et reste stable après passages successifs en milieu inducteur. Ces résultats montrent que la construction utilisée pour la réalisation de cette souche recombinante est stable. Les congelats A et B ont donc été réalisés à partir de populations homogènes.
Exemple 2 : Caractérisation du polysaccharide capsuiaire de type 5 produit par la souche CYL1892, et du polysaccharide capsuiaire de type 8 produit par la souche CYL770
Les rPS T8 et T5 isolés et purifiés à partir des souches CYL770 et CYL1892 respectivement ont été caractérisés par les analyses décrites ci- dessous.
Une analyse par résonance magnétique du proton à une dimension de rPS5 et rPS8 purifiés a montré que ces polysaccharides ont la même structure primaire que celle déjà publiée (C Jones. Carbohydr. Res. 2005, 340, 1097- 1106). Cette analyse permet de plus de montrer directement que le rPS5 possède un taux de N- et O- acétylation supérieur à 70 %. Pour le polysaccharide de type 8, la même analyse, effectuée après dé-O-acétylation de l'antigène à l'aide de NaOD rajouté directement dans le tube RMN, a montré que le degré de N- et O- acétylation est supérieur à 70%. Pour le rPS5 et le rPS8, aucune éventuelle impureté de nature glycosidique non-identifiée ou identifiée (comme du peptidoglycane, de l'acide téichoïque, de l'acide lipotéichoïque, et l'antigène 336), susceptible de provenir de S. aureus, n'a été détectée par analyse RMN. Les spectres RMN des rPS8 et rPS5 purifiés à partir des souches CYL770 et CYL1892 respectivement sont donnés aux figures 5 et 6.
Une chromatographie haute performance d'exclusion stérique a été effectuée en utilisant comme détecteurs en ligne un détecteur à diffusion de lumière, un viscosimètre et un réfractomètre. Cette analyse a permis d'évaluer les poids moléculaires moyens des rPS8 et rPS5 à 250 kDa et 150 kDa, respectivement. Ces valeurs de poids moléculaire sont plus élevées que celles des polysaccharides capsulaires purifiés à partir de la souche S. aureus Becker (type 8) ou Reynolds (type 5) cultivée avec le même milieu et dans les mêmes conditions de culture et purifiées à partir du culot cellulaire (poids moléculaire moyen estimé à 150 kDa et 50 kDa, respectivement).
Exemple 3 Préparation d'un sérum polyclonal anti-CYL770 adsorbé sur germes chimiquement acapsulés et évaluation de sa réactivité croisée sur différentes souches de S. aureus de type 8
Une culture de la souche recombinante de type 8 CYL770 a été réalisée en milieu inducteur M1. Les germes issus de cette culture ont été formulés pour servir à un protocole d'immunisation chez le lapin selon le principe décrit dans la littérature (Karakawa et al., 1985 J Clin Microbiol 22: 445-447). Le sérum hyperimmun obtenu contient des anticorps spécifiques des polysaccharides capsulaires de type 8, mais également des anticorps dirigés contre d'autres épitopes pouvant être communs entre les différentes souches. Ce sérum a donc été adsorbé plusieurs fois sur des culots à 1011 CFU de la souche autologue rendue acapsulée chimiquement de façon à éliminer les anticorps non spécifiques du polysaccharide capsulaire de type 8. Le réactif ainsi obtenu a été ensuite évalué par technique d'agglutination sur germes entiers tryspsinés afin de s'affranchir de la fixation non spécifique des anticorps via la protéine A, sur les germes issus de cultures de la souche recombinante CYL770 en milieu inducteur M1. Puis le sérum anti-CYL770 a été testé dans les mêmes conditions sur des germes entiers trypsinés des souches sauvages de type 8 (Becker et Wright) issus de cultures solides et liquides de différents niveaux d'induction de polysaccharides capsulaires.
Préparation des germes CYL770 pour immunisation Une pré-culture est réalisée en erlenmeyer en ensemençant une ampoule (1 ml) de congelât A de CYL770 dans 9ml de milieu MO liquide inducteur. Les pré-cultures sont placées sous agitation x100 à 37°C pendant 18h à 2Oh. La souche CYL770 est ensuite cultivée en erlenmeyer dans 100 ml M1 en ensemençant à DO680nm=0.2 à partir de la pré-culture réalisée en MO liquide inducteur. L'erlenmeyer est alors placé sous agitation x100 à 37°C pendant 48h. La culture est ensuite centrifugée, le culot est repris par 20ml de PBS (solution mère) et la DOβsonm est mesurée. Un volume de solution mère est prélevé afin de réaliser la numération avant formulation. A partir du prélèvement de solution mère CYL770, des dilutions de raison 10 sont réalisées en plaque 24 puits de 10'1 à 10'9. Six gouttes de 25μl de chaque dilution sont ensemencées sur gélose Columbia 2% NaCI et incubées pendant 18 à 2Oh à 37°C. Les CFU sont dénombrées aux dilutions où cela est possible et le nombre de CFU/mL (X) est déterminé selon la formule : X = (moyenne des CFU par goutte x 40) / dilution de lecture. La détermination de l'équivalence DO/CFU (Y) est effectuée comme suit : pour DO680nm = 1 , Y = (X / DOβδonm solution mère).
La fixation au formol est réalisée pendant 15h en diluant un volume de solution mère CYL770 dans du PBS-3% formol de manière à obtenir 80ml de suspension à Dθ680nm=1.2, selon le protocole décrit par (Karakawa et al., 1985 J Clin Microbiol 22: 445-447). Après 15h de traitement, un test de mortalité est effectué par amplification d'1 mL de suspension formolée ensemencée dans 9mL de TSB et placé sous agitation x100 à 37°C pendant 18 à 2Oh, puis ensemencement d'un test de mortalité sur gélose Columbia 2% NaCI par étalement de 150 μl de la culture amplifiée en nappe et incubation pendant 18 à 2Oh à 370C. Les germes traités au formol subissent ensuite trois lavages successifs avec du tampon phosphate (PBS) 1X concentré pH 7 afin d'éliminer le formol centrifugation 30min à 3500rpm +40C (2x 4OmL)1 lavage 2x 4OmL, centrifugation 30min à 3500rpm +4°C, lavage 2x 30ml, centrifugation 30min à 3500rpm +4°C, lavage 2x 20ml (pool), centrifugation 30min à 3500rpm +4°C, et reprise des germes en PBS. La suspension de germes ainsi traitée peut être stockée à + 40C.
Les germes formulés sont ajustés et aliquotés sous 4ml en flacons de 5mL stériles. L'ajustement des suspensions de germes formulés est réalisé par rapport aux DO680nm équivalentes aux concentrations de germes requises :
2x 4ml à 6x107 CFU/ml (injections J2 + U)
4x 4ml à 1 ,2x108 CFU/ml (injections J0 + J7 + jg + Ji 1 )
3x 4ml à 1 ,8x108 CFU/ml (injections ju + jiβ + jiβ)
3x 4ml à 2,4x108 CFU/ml (injections J21 + J23 + J25) Les bouchons sont placés stérilement puis les flacons sont sertis à l'aide d'une pince. Les suspensions sont stockées à +40C une semaine.
Préparation des germes chimiquement acapsulés pour adsorption
A partir d'une ampoule du congelât A (1ml) de la souche CYL770, une préculture de 50ml de milieu Columbia est ensemencée et incubée à 37°C sous agitation pendant 18h. A partir de la préculture, une culture de 400ml de milieu Columbia est ensemencée à DOβsonm initiale de 0,2 et incubée à 37°C sous agitation pendant 24h. La culture est ensuite centrifugée à 3500rpm pendant 30min à +4°C et le surnageant est éliminé. Le culot est ensuite repris par 8ml de PBS et une mesure de DO est réalisée : DO680nm=178.
Le traitement chimique à appliquer aux germes afin d'éliminer les polysaccharides capsulaires a été décrit par Karakawa et al. (1985 Karakawa et al., 1985 J Clin Microbiol 22: 445-447). Le traitement suivant est réalisé en double : 4ml de suspension bactérienne à DO=178 sont transférés dans un flacon Schott en verre de 250ml, 30ml de glycine 0,2M HCI 0,14M pH 2 sont ajoutés et le mélange est incubé 20min exactement à 1000C (bain-marie). La suspension est transférée en tubes Falcon 50ml, centrifugée à 3500 rpm pendant 30min à +40C et le surnageant éliminé. Les culots sont lavés 3 fois avec 40ml de PBS. Les culots sont ensuite repris et poolés avec 30ml de PBS et une mesure de DO est réalisée pour déterminer le volume de répartition par tube de façon à avoir un total de 1011 CFU. Après centrifugation à 3500 rpm pendant 30min à +40C et élimination du surnageant, les culots secs sont stockés à -200C jusqu'à utilisation.
Adsorption du sérum sur germes chimiquement acapsulés Deux ml de sérum polyclonal anti-CYL770 ont été utilisés pour le protocole d'adsorption. Un culot bactérien de 1011 CFU permet de réaliser un cycle d'adsorption pour 2ml de sérum. Au total, 5 cycles d'adsorption ont été réalisés, chaque cycle se composant de la façon suivante : déposer 2ml de sérum décomplémenté anti-CYL770 sur un culot de germes chimiquement acapsulés, resuspendre doucement, placer sur un rotateur pour tubes à +4°C sur la journée ou sur la nuit, centrifuger à 3500rpm pendant 30min à +4°C, récupérer le sérum adsorbé, déposer le sérum sur un nouveau culot de germes chimiquement acapsulés et reprendre le protocole. Après le cinquième cycle, le sérum adsorbé est récupéré et filtré sur membrane Millipore 0,22μm puis stocké à +4°C jusqu'à son évaluation par test d'agglutination sur lame. Test du sérum adsorbé en agglutination Le test d'agglutination sur lame du sérum polyclonal anti-CYL770 adsorbé sur germes chimiquement acapsulés a été réalisé sur des germes trypsinés issus de cultures sur différents milieux solides et liquides des souches de S. aureus de type 8 (Becker, Wright et CYL770). Une culture en milieu solide non inducteur de PS de la souche de S. aureus de type 5 Reynolds a également été testée en tant que témoin. Pour préparer les germes trypsinés, des cultures en milieu solide MO gélose inducteur (pour les souches de type 8) et Columbia 2% NaCI (pour la souche Reynolds) ont été réalisées de la façon suivante : 900μl de PBS sont ajoutés à 100μl de congelât des souches Becker, Wright et Reynolds et 150μl de suspension bactérienne sont étalés en nappe sur une boîte de pétri et incubés à 370C pendant 18h (370C + 5% CO2 pour la souche Becker). Les nappes sont ensuite reprises en PBS et les suspensions sont ajustées à
Dθ680nm=5. Pour les souches de type 8 Becker et Wright, des cultures liquides de 50ml en milieu TSB et en milieu M1 ont été réalisées à partir de précultures solides en milieu TSB et MO gélose inducteur respectivement. Les cultures solides ont été ensemencées directement à partir d'un congelât comme décrit précédemment. Les nappes des cultures solides ont été resuspendues en PBS et ont servi à ensemencer les cultures liquides à DOβsonm initiale de 0,2.
Pour la souche recombinante CYL770, une culture liquide de 50ml en milieu M1 a été réalisée. Une préculture de 10ml en milieu MO liquide inducteur a été directement ensemencée à partir d'un congelât de 1ml. Après 18h d'incubation à 37°C sous agitation, la culture en milieu M1 a été ensemencée à DO680nm initiale de 0,2 à partir de la préculture liquide. Les cultures liquides ont été incubées pendant 24h à 37°C sous agitation. Après 24h de culture, la DO680nm a été mesurée et les cultures ont été centrifugées à 3500 rpm pendant 30min à +4°C. Les culots ont été repris dans un volume de PBS nécessaire afin d'ajuster les suspensions à DOeβonm = 5.
Les suspensions bactériennes issues des cultures solides et liquides et ajustées à DOeβonm = 5 sont traitées à la trypsine de façon à éliminer toute trace gênante de protéine A. Pour cela, à partir d'une aliquote de suspension bactérienne de 5ml, 100μl de trypsine à 50mg/ml ont été ajoutés et le mélange incubé 1 h à 37°C sur rotateur puis centrifugé à 3500rpm pendant 30min à +40C. Les culots ont été lavés 3 fois avec 5ml de PBS et repris avec le volume nécessaire de PBS afin d'ajuster les suspensions à DOβsonm = 5. Les suspensions sont stockées à +40C jusqu'à utilisation.
Les tests d'agglutination ont été réalisés avec 50μl de germes frais trypsinés à DO680nm = 5. Les germes ont été étalés sur la lame de manière à recouvrir totalement le cercle de verre délimité destiné à l'agglutination sans déborder vers l'extérieur. Un témoin germe a tout d'abord été réalisé avec 50μl de suspension de germes sur lesquels 5μl de PBS ont été déposés. Le témoin est validé en l'absence d'agglutination après 5 minutes de mise en contact. Un volume de 5μl de sérum polyclonal anti-CYL770 adsorbé sur germes chimiquement décapsulés a été utilisé pour les tests d'agglutination. Après dépôt du sérum sur la lame dans les trois puits, la lame a été agitée manuellement d'un mouvement circulaire au-dessus d'un miroir de Kahn (miroir concave). Cette étape a été chronométrée à partir de l'ajout du sérum dans le premier puits.
Résultats
La souche CYL770 est cultivée en milieu M1 pendant 48h, elle est ensuite fixée au formol. La mortalité directe ainsi que la mortalité après amplification est vérifiée. La suspension est alors ajustée aux concentrations requises (Tableau 2) et répartie en flacons stériles. Les flacons sont ensuite sertis et utilisés pour l'immunisation selon le protocole décrit dans la littérature (Karakawa et al., 1985 J Clin Microbiol 22: 445-447).
Tableau 2 : Concentration des germes CYL770 formolés pour immunisation
Une fois produit, le sérum est adsorbé sur germes autologues chimiquement acapsulés puis évalué contre les souches de type 8 en agglutination sur lame (Tableau 3).
Tableau 3 : Evaluation du sérum anti-CYL770 adsorbé en agglutination sur lame
Becker CYL770 Wright Reynolds
MO M1 TSB M1 MO M1 TSB Agar gélose gélose Columbia inducteur inducteur
PBS - - - - - - - -
Sérum +++ +++ +++ ++ +++ ++ _ anti-
CYL770 adsorbé
Mab-PS8 ++(+) +++ - ++++ ++++ ++++ ++ -
La lecture du test d'agglutination a été réalisée de la façon suivante : ++++ agglutination totale observée en 0 à 30 sec +++ agglutination totale observée en 30 sec à 1 min ++ agglutination totale observée en 1 à 3 min
+ agglutination totale observée en 3 à 5 min
+/- agglutination très lente et totale observée en 10 min aucune agglutination observée
On observe une agglutination des souches Becker (excepté en milieu TSB), Wright et CYL770 avec le sérum anti-CYL770 adsorbé. Par ailleurs, ce sérum ne permet pas l'agglutination des germes témoins Reynolds (type 5) cultivés en milieu de référence gélose Columbia 2% NaCI, ni des germes Becker cultivés en milieu TSB non inducteur de PS8 démontrant ainsi sa spécificité.
Le sérum anti-CYL770 adsorbé agglutine d'autant plus rapidement les germes lorsque ceux-ci sont porteurs de capsule de type 8. On observe le même profil d'agglutination avec l'anticorps monoclonal anti-PS8 (Mab-PS8).
Le sérum anti-CYL770 adsorbé n'a donc montré aucune différence de reconnaissance sur les trois souches testées lorsque celles-ci sont placées dans des conditions inductrices de capsule. L'agglutination étant liée à la présence d'antigènes capsulaires, aucune différence entre les polysaccharides capsulaires de type 8 produits par ces différentes souches n'est donc à noter.
Il apparaît donc que le sérum anti-CYL770 adsorbé ainsi produit permet une réactivité croisée sur les germes sauvages présentant une capsule de type 8. Exemple 4 : Génération d'anticorps polyclonaux anti-PS8 chez le lapin à partir de la souche CYL770
Pour caractériser la nature du PS8 produit par la souche CYL770, des anticorps polyclonaux anti-PS8 ont été générés par l'immunisation de lapins avec des germes entiers inactivés de la souche CYL770 cultivés en milieu M1 , en s'inspirant du protocole précédemment décrit par Karakawa et collaborateurs
(Karakawa et al., 1985 ; J. Clin. Microbiol., 22 : 445-447).
Protocole d'immunisation Injections : Trois lapins femelles New Zealand White (ESD - Charles River
Laboratories, St Germain-sur-1'Arbresle, France) de 2,5 kg sont injectés 3 fois par semaine pendant 4 semaines avec différentes concentrations de germes entiers inactivés de la souche CYL770 cultivés en milieu M1 et dialyses contre du PBS. La première injection (JO) est effectuée par voie sous-cutanée dans la ceinture scapulaire pour éviter les chocs septiques. Toutes les injections suivantes sont réalisées par voie intraveineuse dans la veine marginale de l'oreille. Les concentrations et les volumes utilisés pour chacune des injections sont décrits ci-dessous.
Tableau 4 : Description des groupes
Groupes Antigène Tampon Injection de dilution Route Volume
A . poo 1 v SC pour la première injection
1 lapin PBS H 7 2 IV pour toutes les autres 1 ml
^ P ' injections
CYL770 en PBS 1X, SC pour la première injection
2 : milieu M1 pH 7,2 IV pour toutes les autres 1 , 2 lapins 0,6 à 2,4x108 injections CFU/lapin Composition du PBS 1X pH 7,2 : 136 mM NaCI; 2,7 mM KCI; 8 mM
Na2HPO4; 7,5 mM KH2PO4
Prélèvement de sang sur les animaux pré-immuns : Cinq à 10 ml de sang sont collectés dans des tubes Vacutainer™ avant la première immunisation (J-1 ) pour chaque lapin, localement anesthésiés à la Xylocaïne, dans l'artère médiane de l'oreille. Les échantillons sont laissés à exsuder pendant 3h à 4h à température ambiante (20-220C) puis centrifugés à 4°C pendant 20 min à 1500 g
Prélèvement de sang par exsanguination : Tous les animaux sont prélevés par ponction cardiaque sous anesthésie générale, 28 jours après la première injection. Entre 50ml et 80 ml de sang sont prélevés par animal et collectés dans des tubes Falcon™ 50 ml stériles.
Tous les sérums sont conservés à -200C jusqu'à utilisation
Tableau 5 : Schéma d'immunisation
Analyses des réponses anticorps anti-PS8
Les sérums polyclonaux de lapins sont évalués pour leur spécificité vis à vis du PS8 par un test ELISA. Des plaques ELISA de 96 puits (flat-bottom microplates; Immunosorp Microwell; Nunc; Roskilde, Danemark) sont incubées pendant une nuit à température ambiante (20-22X) en présence de 1 μg PS8 purifié par ml dans du PBS 1X pH 7.2 (100 μl / puits). Les plaques sont lavées 4 fois avec 300 μl / puits de PBS / 0.05 % Tween 20 (PBS-Tween) à l'aide du laveur de plaques automatiques Titertek M96V Washer puis saturées pendant 1 h à 37°C avec 250 μl / puits de PBS-Tween / 1 % BSA. Les plaques sont ensuite lavées 4 fois selon la méthode décrite précédemment. 100 μl par puits de chacun des sérums à tester à différentes concentrations sont déposés dans la plaque, les dilutions successives de raison trois sont réalisées au sein même de la plaque (dilution en colonne) à l'aide d'une pipette multicanaux dans du PBS-Tween 1 % BSA. Les plaques sont incubées pendant 1 h30 à 37°C puis lavées 4 fois avec du PBS-Tween. Un conjugué anti-lgG de lapin conjugué à la HRP (Southern Biochemicals
Inc. Birmingham) est dilué au 1/12000 dans du PBS-Tween / 1 % BSA et 100 μl de la solution de conjugué sont ajoutés par puits. Les plaques sont incubées pendant 1h30à 37°C puis lavées 4 fois avec du PBS-Tween. Pour la révélation, 100 μl de la solution de substrat TMB (TEBU Bio-laboratories) prête à l'emploi sont ajoutés par puits et les plaques sont incubées pendant 15 min à température ambiante (20-220C) et à l'obscurité. La réaction enzymatique due à la peroxydase est stoppée par l'ajout de 100 μl de H3PO4 1 M par puits. La densité optique (DO) de chacun des puits est mesurée à 450 nm à l'aide d'un lecteur de plaque automatique (Versamax). Le bruit de fond (valeur moyenne sur 4 puits blancs) est soustrait aux valeurs de DO mesurées.
Les titres spécifiques anti-PS8 des anticorps polyclonaux correspondent à l'inverse de la moyenne arithmétique des dilutions observées pour deux puits à 450 nm, par rapport à un sérum de référence.
Tableau 6 : Titres IgG anti-PS8
Sérums
Becker M1 CYL770 M1 CYL770 M1 Contrôle positif
Titres IgG anti-PS8 30 000 8 500 5 000 Exemple 5 : Production de conjugués
5.1- Production de conjugués de type 8 (STAPH8-rEPA)
Dépolymérisation du polysaccharide de type 8 purifié à partir de la souche CYL770 Avant sa conjugaison, l'antigène rPS8 purifié à partir de la souche CYL770 est dépolymérisé selon le principe décrit dans le brevet US 6,045,805. L'antigène rPS8 est préparé à 2 mg/ml. A 20 ml de cette solution à température ambiante, sont ajoutés 110 μl d'acide ascorbique 200 mM, 11 μl de CuSO4 20 mM et 11 μl de FeSO4 20 mM. La réaction est poursuivie sous agitation pendant 80 min à température ambiante. La réaction de dépolymérisation est stoppée par ajout de 2 ml d'une solution de TRIS 2 M à pH 7,0. Les réactifs de dépolymérisation sont éliminés par dialyse contre de l'eau puis le rPS8 dépolymérisé est lyophilisé. La masse moléculaire moyenne du rPS8 dépolymérisé a été estimée proche de 50 kDa par analyse HPSEC/LS/RI/Visc.
Activation de l'antigène
40 mg d'antigène (dépolymérisé pour le polysaccharide purifié à partir de la souche CYL770) ont été dissous dans 8 ml de NaCI 200 mM et d'acide adipique dihydrazide (ADH) 125 mM. Le pH est ajusté à 4,9 et de l'éthyldiméthylaminopropylcarbodϋmide (EDAC) est ajouté à une concentration finale de 25 mM. Pendant le déroulement de l'activation qui a duré 90 min à température ambiante, le pH est constamment ajusté à une valeur de 4,9 par ajout d'une solution diluée de HCI. La réaction est stoppée par neutralisation du pH. L'antigène activé est ensuite dialyse contre NaCI 500 Mm puis contre l'eau. L'antigène activé et dialyse est alors lyophilisé. Le pourcentage de fonctionnalisation a été estimé à 3,7 et 4,3 (p/p) pour le polysaccharide purifié à partir de la souche Becker et pour le polysaccharide purifié et dépolymérisé à partir de la souche CYL770, respectivement. Conjugaison de l'antigène Une solution de 10 ml contenant 20 mg de l'antigène activé (et dépolymérisé pour l'antigène purifié à partir de la souche CYL770) et 10 ou 20 mg de la protéine porteuse (exoprotéine A recombinante Δ553 i.e. rEPA) dans NaCI 100 mM et EDAC 50 mM a été préparée. Pendant le déroulement de la conjugaison qui a duré 90 min à 4°C, le pH est constamment ajusté à une valeur de 5,6 par ajout d'une solution diluée de HCI. A la fin de la réaction, le pH est neutralisé. L'antigène conjugué est ensuite dialyse contre NaCI 200 mM puis purifié par chromatographie d'exclusion de taille sur colonne sépharose CI-4B équilibrée avec NaCI 200 mM dans un tampon phosphate 10 mM pH 7,2. Les fractions qui contenaient des conjugués (comme détecté par absorption optique à 210 nm et 280 nm) et qui sont principalement éluées avec le volume mort de la colonne, ont été rassemblées.
Caractérisation de l'antigène conjugué
Après purification, les quantités de polysaccharide et protéine conjugués ont été estimés en tant que rapport de poids entre le polysaccharide (déterminé par quantification de O-acétyl selon la méthode de Hestrin (Hestrin S. 1949.J.Biol. Chem.180 :249-261) et la protéine (déterminé par la quantification de protéine selon la méthode de Bradford (Anal. Biochem. 1976 72,248-254)). Le niveau d'antigène non-conjugué et de protéine porteuse libre a été déterminé par électrophorèse capillaire. La taille du conjugué a été estimée par HPSEC/LS/RI/Visc.
5.2- Production de conjugués de type 5 (STAPH5-rEPA)
Dépolymérisation du polysaccharide de type 5 purifié à partir de la souche CYL1892
Avant sa conjugaison, l'antigène rPS5 purifié à partir de la souche CYL1892 est dépolymérisé selon le principe décrit dans le brevet US 6,045,805.
L'antigène rPS5 est préparé à 2 mg/ml. A 20 ml de cette solution à température ambiante, sont ajoutés 55 μl d'acide ascorbique 200 mM, 5,5 μl de CuSO4 20 mM et 5,5 μl de FeSO4 20 mM. La réaction est poursuivie sous agitation pendant 80 min à température ambiante. La réaction de dépolymérisation est stoppée par ajout de 2 ml d'une solution de TRIS 2 M à pH 7,0. Les réactifs de dépolymérisation sont éliminés par dialyse contre de l'eau puis le rPS5 dépolymérisé est lyophilisé. La masse moléculaire moyenne du rPS5 dépolymérisé a été estimée proche de 50 kDa par analyse HPSEC/LS/RI/Visc. Activation de l'antigène
40 mg d'antigène (dépolymérisé pour le polysaccharide purifié à partir de la souche CYL1892) ont été dissous dans 8 ml de NaCI 200 mM et d'acide adipique dihydrazide (ADH) 50 mM. Le pH est ajusté à 4,9 et de l'éthyldiméthylaminopropylcarbodϋmide (EDAC) est ajouté à une concentration finale de 10 mM. Pendant le déroulement de l'activation qui a duré 45 min à température ambiante, le pH est constamment ajusté à une valeur de 4,9 par ajout d'une solution diluée de HCI. La réaction est stoppée par neutralisation du pH. L'antigène activé est ensuite dialyse contre NaCI 500 Mm puis contre l'eau. L'antigène activé et dialyse est alors lyophilisé. Le pourcentage de fonctionnalisation a été estimé à 1 ,25 et 0,9 (p/p) pour le polysaccharide purifié à partir de la souche Reynolds et pour le polysaccharide purifié et dépolymérisé à partir de la souche CYL1892, respectivement. Conjugaison de l'antigène
Une solution de 10 ml contenant 20 mg de l'antigène activé (et dépolymérisé pour l'antigène purifié de CYL1892) et 40 mg de la protéine porteuse (exoprotéine A recombinante, rEPA) dans NaCI 100 mM et EDAC 50 mM a été préparée. Pendant le déroulement de la conjugaison qui a duré 90 min à 4°C, le pH est constamment ajusté à une valeur de 5,6 par ajout d'une solution diluée de HCI. A la fin de la réaction, le pH est neutralisé. L'antigène conjugué est ensuite dialyse contre NaCI 200 mM puis purifié par chromatographie d'exclusion de taille sur colonne sépharose CI-4B équilibrée avec NaCI 200 mM dans un tampon phosphate 10 mM pH 7,2. Les fractions qui contenaient des conjugués (comme détecté par absorption optique à 210 nm et 280 nm) et qui sont principalement éluées avec le volume mort de la colonne, ont été rassemblées.
Caractéhsation de l'antigène conjugué Après purification, les quantités de polysaccharide et protéine conjugués ont été estimés en tant que rapport de poids entre le polysaccharide (déterminé par quantification de O-acétyl selon la méthode de Hestrin (Hestrin S. 1949J.Biol. Chem.180 :249-261 ) et la protéine (déterminé par la quantification de protéine selon la méthode de Bradford (Anal. Biochem. 1976 72,248-254)).
Le niveau d'antigène non-conjugué et de protéine porteuse libre a été déterminé par électrophorèse capillaire. La taille du conjugué a été estimée par
HPSEC/LS/RIA/isc. Exemple 6 : Evaluation de l'immunogénicité des conjugués de type 8
(PS T8-rEPA) chez la souris
Différents lots de conjugués PS T8-rEPA en utilisant du PS8 purifié à partir de la souche de type 8 Becker ont été générés par les auteurs.
L'immunogénicité de ces conjugués de type 8 a pu être mise en évidence dans différentes lignées de souris, consanguines ou non consanguines, par l'analyse
ELISA de la réponse humorale anti-PS8 (IgM, IgG et sous-classes d'IgG). Des études de dose-effets ont également été réalisées sur ce type de modèle animal.
Pour mettre en évidence, l'immunogénicité induite par des conjugués rPSfT8-rEPA générés en utilisant le PS8 purifié à partir de la souche recombinante CYL770, des tests animaux et des analyses immunologiques du même type que celles mises au point pour les conjugués de type 8 ayant une origine Becker (souche sauvage), ont été développés et mis en place.
Protocole d'immunisation
Injections : Des souris femelles OF1 (non consanguines) (ESD - Charles River Laboratories, St Germain-sur-l'ArbresIe, France) de 20-22 g sont injectées par voie sous-cutanée dans la ceinture scapulaire, à JO (sensibilisation) puis 3 semaines après la première injection (J21 ) avec différentes concentrations de conjugués PS T8-rEPA générés avec du PS8 issu de la souche CYL770 cultivée en milieu M1. Les concentrations et les volumes utilisés pour chacune des injections sont décrits ci-dessous.
Tableau 7 : Descriptif des groupes nécessaires (4 lots de conjugués) pour une étude de comparaison de l'immunogénicité induite par des conjugués de type 8 provenant de la souche Becker sauvage ou de la souche CYL770.
Prot/PS représente le rapport final après purification. Il indique la proportion de protéine recombinante par rapport à la proportion de polysaccharide PS8 purifié en poids/poids.
Prélèvements de sang intermédiaires : Environ 500 μl de sang sont prélevés au sinus retroorbitaire et collectés dans des tubes Vacutainer™ chez les animaux pré-immuns, avant la sensibilisation (« prime ») (JO) puis à J21 , avant l'amplification (« boost ») pour chacune des souris. Pour les prélèvements intermédiaires, les souris sont anesthésiées par injection intrapéritonéale de 0,2 ml / souris d'un mélange 8 mg/ml de Ketamine et 1 ,6 mg/ml de Xylazine.
Prélèvement final de sang par exsang ui nation : Tous les animaux sont exsanguinés sous anesthésie générale à J35, 15 jours après l'amplification. Entre 1 ml et 1.5 ml de sang sont prélevés par animal et collectés dans des tubes Vacutainer™.
Les échantillons de sang sont laissés à coaguler et à exuder pendant 3H à température ambiante (20-220C) puis centrifugés à 4°C pendant 3 min à 6000 g puis transférer dans des tubes coniques de 1 ml Nunc et les sérums sont conservés à -200C jusqu'à utilisation. Analyses des réponses anticorps
La réponse humorale anti-PS8 (titres IgG et IgM anti-PS8 à JO, J21 et J35, et titres IgGI , lgG2a et lgG3 anti-PS8 à JO et J35 pour la dose d'immunisation déterminée au sein de l'essai) est évaluée par un test ELISA utilisant du PS8 caractérisé, purifié à partir de la souche T8 Becker comme antigène pour l'adsorption (« coating ») à une concentration de 1 ,5 μg/ml.
Le PS8 purifié à partir de la souche Becker, et non celui purifié à partir de la souche recombinante CYL770, a été choisi pour l'adsorption afin d'évaluer la réponse anticorps générée par les conjugués rPSfT8-rEPA (origine CYL770) contre un sPS8 purifié à partir d'une souche dite sauvage. Tous les sérums spécifiques du PS8 sont analysés par test ELISA robotisé (Zymark robot) selon la procédure suivante.
Des plaques ELISA de 96 puits (M129B Dynex) sont incubées pendant une nuit à température ambiante (20-220C) en présence de 1 μg/ml de PS8 purifié à partir de la souche Becker dans du PBS 1X pH 7.2 (100 μl / puits). Les plaques sont lavées 4 fois avec 300 μl / puits de PBS / 0.05 % Tween 20 (PBS-Tween) à l'aide du laveur de plaques automatiques Titertek M96V Washer puis saturées pendant 1 h à 37°C avec 250 μl / puits de PBS-Tween / 1 % BSA. Les plaques sont lavées 4 fois selon la méthode décrite précédemment. 100-μl par puits de chacun des sérums à tester à différentes concentrations sont déposés dans la plaque. Les dilutions successives de raison 2 sont réalisées au sein même de la plaque (dilution en ligne) dans du PBS-Tween 1 % BSA. Les plaques sont incubées pendant 1h à 37°C puis lavées 4 fois avec du PBS-Tween 100 μl / puits de conjugué anti-lg de souris, dilué à la concentration appropriée en fonction de la classe d'Ig dans du PBS-Tween / 1% BSA, sont ajoutés et les plaques sont incubées pendant 1 h à 370C puis lavées 4 fois avec du PBS-Tween. Pour la révélation, 100 μl de la solution de TMB sont ajoutés par puits et les plaques sont incubées pendant 20 min à température ambiante (20-220C) et à l'obscurité. La réaction enzymatique due à la peroxydase est stoppée par l'ajout de 100 μl de HCI 1N par puits. La densité optique (DO) de chacun des puits est mesurée de 450 nm à 630 nm l'aide d'un lecteur de plaque automatique (Labsystem). Le bruit de fond (valeur moyenne sur 4 puits blancs) est soustrait aux valeurs de DO mesurées.
Les titres anti-PS8 sont calculés à l'aide du logiciel CodUnit, pour des DO dont les valeurs varient entre 0.2 et 3, par rapport à la courbe de référence donné par le sérum standard qui est présent sur chacune des plaques. Le titre Ig de ce standard, exprimé en unité ELISA arbitraire, a été préalablement déterminé sur un cumul de plusieurs mesures et correspond à la moyenne arithmétique des inverses de dilution pour une DO450 nm = 1 - Le seuil de détection de cet ELISA est évalué à 10 unités ELISA (1log-ι0). Les titres de chaque sérum sont exprimés en log-ι0.
Résultats
Titre des IgM anti-PS8
Les résultats représentés sur la Figure 2 montrent qu'une réponse significative mais non spécifique anti-PS8 est observée chez tous les animaux préimmuns (titre supérieur à 2 Log). Après la sensibilisation (J21 ), une augmentation marquée de la réponse spécifique IgM anti-PS8 est observée pour les 4 groupes de conjugués (~ + 2 Log) et aucune différence n'est observée entre ces 4 groupes. Pour les groupes ayant reçu du PS8 non conjugué, on observe une augmentation marquée des titres IgM anti-PS8 pour le groupe A (PS8 de Becker + rEPA non conjugué) d'environ 1 Log et pour le groupe G (PS8 natif de CYL770 + rEPA, non conjugués) d'environ 1.5 Log. Aucune augmentation des titres IgM anti-PS8 n'est observée pour le groupe B (PS8 fractionné de CYL770 + rEPA non conjugué). A J35, il n'y a pas d'effet d'amplification significative de la réponse IgM quel que soit le groupe considéré. Titre des IgG totales anti-PS8
Les résultats représentés sur la Figure 3 montrent que pas ou très peu de réponse IgG non spécifique anti-PS8 est observée chez les animaux préimmuns (<1.3 Log). Après la sensibilisation (J21), une très forte réponse spécifique IgG anti- PS8 est observée pour les 4 groupes de conjugués (> + 2.3 Log), avec les moyennes de réponses comprises entre 3.5 Log et 4.1 Log. Aucune différence n'est observée entre les 4 groupes de conjugués après la sensibilisation. Cette réponse anti-PS8 est nettement supérieure à celle obtenue dans les groupes injectés avec les PS non conjugués. Cependant, on peut noter une augmentation des titres IgG anti-PS8 à J21 , d'environ 1 Log, pour les groupes A (PS8 de Becker + rEPA non conjugué) et G (PS8 natif de CYL770 + rEPA non conjugué). Aucune augmentation des titres IgG anti-PS8 n'est observée pour le groupe B (PS8 fractionné de CYL770 + rEPA non conjugué).
A J35, un effet amplificateur significatif est observé uniquement pour les 4 groupes de conjugués quel que soit le groupe considéré (> + O.ΘLog). Les moyennes de réponses anti-PS8 sont comprises entre 4.1 Log et 4.9Log. En considérant les moyennes de réponses, il n'y a pas de différence significative entre les conjugués issus de Becker et les conjugués issus de CYL770. Cependant, il semble que la réponse anti-PS8 obtenue avec les conjugués issus de la souche CYL770 évaluée sur PS8 purifié à partir de la souche sauvage Becker, soit plus homogène au sein d'un même groupe.
Titres des sous-classes IgGI, lgG2a et Ig3 anti-PS8, mesurés à J35 La Figure 4 montre qu'aucune réponse non spécifique anti-PS8 n'est observée chez les animaux préimmuns (<1.2 Log).
Pour les IgGI , une très forte réponse spécifique anti-PS8 est observée pour les 4 groupes de conjugués (> 4 Log) tandis qu'aucune réponse n'est détectée pour les 3 groupes ayant reçu les différents types de polysaccharides non conjugués. Il n'y a pas de différence significative dans les moyennes des réponses antre les conjugués Becker et les conjugués CYL770, mais il semble néanmoins que la réponse obtenue avec les 2 conjugués CYL770 soit plus homogène au sein d'un même groupe.
Pour les lgG2a, la réponse est peu élevée pour les 4 groupes de conjugués (entre 2.5 Log et 2.8 Log) mais cependant significative en comparaison des réponses obtenues avec les groupes immunisés avec les PS non conjugués. Pour les lgG3, une réponse lgG3 plus marquée est observée pour les 4 lots de conjugués en comparaison avec la réponse lgG2a. Aucune différence significative n'est observée entre les différents conjugués. Les groupes ayant reçu les PS non conjugués ne présentent pas de réponse lgG3 anti-PS8
Ces résultats montrent que les conjugués PS8-rEPA, générés à partir de PS8 purifié, issu de la souche dite sauvage Becker ou de la souche recombinante CYL770, induisent de fortes réponses anticorps spécifiques anti- PS8 dans le modèle souris OF1 , comparés aux polysaccharides purifiés injectés seuls. Un effet amplificateur significatif est également observé pour ces quatre lots de conjugués. Cette réponse étant évaluée sur du PS8 purifié à partir de la souche dite sauvage Becker. Du point de vue des moyennes des réponses anticorps, aucune différence significative n'est observée entre les différents lots de conjugués, quelle que soit l'origine du PS8. Cependant, il semble que les réponses IgG totales et IgGI anti-PS8, obtenues avec les conjugués issus de CYL770 soient plus homogènes au sein d'un même groupe. Exemple 7 : Evaluation de l'immunogénicité des conjugués de type 5 (PS T5-rEPA chez la souris
Différents lots de conjugués PS T5-rEPA ont été générés en utilisant du PS5 purifié à partir de la souche de type 5 Reynolds ou du rPS5 purifié à partir de la souche recombinante CYL1892 de Staphylococcus aureus.
L'immunogénicité de ces conjugués de type 5 a pu être mise en évidence chez la souris, par une analyse en ELISA de la réponse anticorps anti-PS5 (IgM et IgG totales). Pour comparer les réponses anticorps spécifiques induites, chacun des conjugués a été injecté à une dose optimale d'immunisation (préalablement définie dans des études d'effet-dose) de 2.5 μg / souris/ injection)..
Protocole d'immunisation
Injections : Des souris femelles OF1 (non consanguines) (ESD-Charles River Laboratories, St Germain-sur-PArbresIe, France) d'un poids de 20-22g sont injectées par voie sous cutanée dans la ceinture scapulaire à JO (sensibilisation) puis de nouveau à J21 , 3 semaines après cette première injection avec 2.5 μg / souris/ injection de conjugués PS T5-rEPA générés à partir de PS5 purifié issu de la souche Reynolds cultivée en milieu M1 ou à partir de rPS5f purifié issu de la souche CYL1892.
Table 8: Caractéristiques des conjugués testés
Table 9: Descriptifs des groupes nécessaires à la comparaison de l'immunogénicité induite par des conjugués de type 5 dont les PS proviennent de la souche sauvage Reynolds ou de la souche recombinante CYL1892
Prélèvements intermédiaires de sang : Environ 200μl de sang sont prélevés au sinus rétroorbitaire et collectés dans des tubes Vacutainer™. Ces prélèvements sont effectués à JO sur les animaux préimmuns avant la sensibilisation, à J21 avant l'amplification (« boost ») pour chacune des souris individuellement. Pour les prélèvements intermédiaires, les souris sont anesthésiées par injection intrapéritonéale de 0,2 ml / souris d'un mélange de 8 mg / ml de Ketamine (Imalgene) et de 1,6 mg /ml de Xylazine (Roumpun).
Prélèvement final de sang par exsanguination : Tous les animaux sont exsanguinés par section carotidienne sous anesthésie générale à J35, 15 jours après le jour de l'amplification. Entre 1ml et 1.5 ml de sang sont prélevés par animal et collectés dans des tubes Vacutainer™.
Les échantillons de sang sont laissés à coaguler et à exsuder pendant 3H à 20°C-22°C, centrifugés pendant 3 min à 6000 g puis transférés dans des tubes coniques Nunc de 1 ml. Les sérums sont conservés à -2O0C jusqu'à leur utilisation.
Analyse de la réponse anticorps
La réponse humorale anti-PS5 (titres IgM et IgG anti-PS5 à JO, J21 et J35) est évaluée par un test ELISA robotisé utilisant le sPS5 purifié à partir de la souche de type 5 Reynolds comme antigène pour l'adsorption (« coating ») à une concentration de 1 μg / ml.
Le sPS5 purifié à partir de la souche Reynoldsa été choisi pour l'adsorption afin d'évaluer si les conjugués rPS5fT5-rEPA (origine CYL1892) sont capables d'induire une réponse anticorps capable de reconnaître spécifiquement du sPS5 purifié à partir d'une souche sauvage de Staphylococcus aureυs. Tous les sérums spécifiques du PS5 sont analysés par un test ELISA robotisé (Zymark robot) selon la procédure décrite ci-dessous.
Des plaques ELISA de 96 puits (M129B Dynex) sont incubées pendant une nuit à température ambiante (20-220C) en présence de 1 μg/ml de sPS5 purifié à partir de la souche Reynolds dans du PBS 1X pH 7.2 (100 μl / puits). Les plaques sont lavées 4 fois avec 300 μl / puits de PBS / 0,05 % Tween 20 (PBS- Tween) à l'aide du laveur automatique de plaques (Titertek M96V Washer) puis saturées pendant 1h à 370C avec 250 μl / puits de PBS-Tween / 1 % BSA. Les plaques sont lavées 4 fois selon la méthode décrite précédemment. 100-μl par puits de chacun des sérums sont déposés dans la plaque. Les dilutions successives de raison 2 des sérums sont réalisées au sein même de la plaque (dilution en ligne) dans du PBS-Tween 1 % BSA. Les plaques sont incubées pendant 1h à 37°C puis lavées 4 fois avec du PBS-Tween 100 μl / puits de conjugué anti-lg de souris, dilué à la concentration appropriée en fonction de la classe d'Ig dans du PBS-Tween / 1% BSA, sont ajoutés et les plaques sont incubées pendant 1 h à 37°C puis lavées 4 fois avec du PBS-Tween. Pour la révélation, 100 μl de la solution de TMB sont ajoutés par puits et les plaques sont incubées pendant 20 min à température ambiante (20-220C) et à l'obscurité. La réaction enzymatique due à la peroxydase est stoppée par l'ajout de 100 μl de HCI 1N par puits. La densité optique (DO) de chacun des puits est mesurée de 450 nm à 630 nm l'aide d'un lecteur de plaque automatique (Labsystem). Le bruit de fond (valeur moyenne sur 4 puits blancs) est soustrait aux valeurs de DO mesurées. Les titres anti-PS5 sont calculés à l'aide du logiciel CodUnit, pour des DO dont les valeurs varient entre 0,2 et 3, par rapport à la courbe de référence donné par le sérum standard qui est présent sur chacune des plaques. Le titre Ig de ce standard, exprimé en unité ELISA arbitraire, a été préalablement déterminé sur un cumul de plusieurs mesures et correspond à la moyenne arithmétique des inverses de dilution pour une DO450 nm = 1. Le seuil de détection de cet ELISA est évalué à 10 unités ELISA (1log-ιo). Les titres de chaque sérum sont exprimés en log-io.
RésultatsTitres des IgM anti-PS5
Les résultats représentés sur la Figure 7(a) montrent qu'une réponse significative mais non spécifique anti-PS5 est observée chez tous les animaux préimmuns (valeur moyenne des titres ~ 1.8 Log ± 0,2 Log). Les souris ayant été injectées avec du PS5 ou du rPS5 purifié non conjugué à la rEPA, présentent une réponse IgM anti-PS5 plus faible à J21 (-0,7 Log) et à J35 (- 1 ,2 Log) que les souris ayant été injectées avec des conjugués.
Une réponse spécifique et significative est observée pour les 4 conjugués à J21 et à J35, avec une valeur moyenne des titres obtenue autour de 3,2 Log ± 0,2 Log et de 4 Log± 0,2 Log, respectivement.
Aucune différence significative n'a été mise en évidence entre les différents conjugués en termes de réponse IgM anti-PS5 à J21 et J35, ils présentent donc une immunogénicité similaire à celle des conjugués PS5-rEPA. De plus les IgM induites par les conjugués rPS5-rEPA sont capables de reconnaître de façon spécifique le PS5 purifié à partir d'une souche sauvage de type 5 telle que la souche Reynolds.
Titres des IgG anti-PS5
Les résultats présentés sur la Figure 7(b) montrent qu'aucune réponse IgG anti- PS5 n'est observée chez les animaux préimmuns (valeur moyenne des titres < 1 ,3 Log : seuil de détection).
Une réponse IgG anti-PS5 significative est observée à J21 , pour les groupes de souris ayant été injectées avec l'un ou l'autre des conjugués, avec une valeur moyenne des titres évaluée au alentour de 3,2 Log ± 0,2 Log. Un très fort effet « boost » est observé à J35 pour tous les groupes de souris ayant été injectés avec l'un ou l'autre des conjugués, avec une valeur moyenne des titres évaluée au alentour de 5 Log ± 0,2 Log.
De plus, aucune différence significative n'a été mise en évidence à J21 comme à J35 entre les 4 conjugués donc les conjugués rPS5-rEPA présentent une immunogénicité similaire à celle des conjugués PS5-rEPA. De plus les IgG induites par les conjugués rPS5-rEPA sont capables de reconnaître de façon spécifique le PS5 purifié à partir d'une souche sauvage de type 5 telle que la souche Reynolds, de la même façon que les IgG spécifiques induites par les conjugués PS5-rEPA. Les réponses IgM et IgG anti-PS5 induites chez la souris avec les conjugués rPS5-rEPA (batch 14 et 15) sont très similaires à celles induites par les conjugués PS5-rEPA (batch 11 et 7) après le prime et après le boost. De plus, ces études ont également permis de démontrer que les conjugués rPS5-rEPA sont capables d'induire des taux élevés d'anticorps anti-PS5 reconnaissant fortement le PS5 purifié à partir d'une souche sauvage telle que la souche Reynolds de S. aureus et ayant une affinité pour cet antigène similaire à celle observée pour les anticorps anti-PS5 induits par les conjugués PS5-rEPA .

Claims

Revendications
1. Composition immunogène comprenant un polysaccharide capsuiaire de type 8 et ou de type 5 d'une souche de S. aureus suproductrice T8 et/ou T5 respectivement.
2. Composition immunogène selon la revendication 1 comprenant un polysaccharide capsuiaire de type 5 d'une souche de S. aureus CYL1892.
3. Composition immunogène selon la revendication 1 ou 2 comprenant un polysaccharide capsuiaire de type 8 d'une souche de S. aureus CYL770.
4. Composition immunogène comprenant un conjugué comprenant un polysaccharide capsuiaire T8 et/ou T5 d'une souche surproductrice de S. aureus lié à une protéine porteuse.
5. Composition immunogène selon la revendication 4, dans laquelle le conjugué comprend un polysaccharide capsuiaire T8 de la souche CYL770.
6. Composition immunogène selon la revendication 4, dans laquelle le conjugué comprend un polysaccharide capsuiaire T5 de la souche CYL1892.
7. Composition immunogène selon la revendication 4, comprenant un conjugué comprenant un polysaccharide capsuiaire T8 de la souche CYL770 et un conjugué comprenant un polysaccharide capsuiaire T5 de la souche CYL1892.
8. Composition immunogène selon l'une quelconque des revendications 4 à 7, dans laquelle la molécule porteuse est l'exotoxine A de Pseudomonas aeruginosa.
9. Composition immunogène selon l'une quelconque des revendications 4 à 8, dans laquelle le polysaccharide capsulaire T5 et/ou T8 est fractionné.
10. Conjugué comprenant un polysaccharide capsulaire T5 ou T8 d'une souche surproductrice de S. aureus lié à une protéine porteuse.
11. Conjugué selon la revendication 10 dans lequel le polysaccharide capsulaire est un PS T5 de la souche de S. aureus CYL1892.
12. Conjugué selon la revendication 10 dans lequel le polysaccharide est un PS T8 de la souche de S. aureus CYL770.
13. Conjugué selon l'une quelconque des revendications 10 à 12, dans lequel la molécule porteuse est l'exotoxine A de Pseudomonas aeruginosa.
14. Conjugué selon l'une quelconque des revendications 10 à 12 dans lequel le PS est fractionné.
15. Polysaccharide capsulaire T5 isolé ou purifié à partir de la souche de S. aureus CYU 892.
16. Utilisation d'un conjugué selon l'une quelconque des revendications 10 à 14 pour la fabrication d'une composition immunogène pour l'immunisation contre une infection par S. aureus.
17. Procédé de production de polysaccharide capsulaire T5 comprenant les étapes de : a) culture d'une souche surproductrice de S. aureus, b) inactivation de la culture ainsi produite, et c) récupération du polysaccharide capsulaire T5 à partir du surnageant.
18. Procédé selon la revendication 17, dans lequel la souche surproductrice est la souche CYL1892.
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