DE69836126T2

DE69836126T2 - Verfahren zur einbringung einer funktionalität

Info

Publication number: DE69836126T2
Application number: DE69836126T
Authority: DE
Inventors: Jan Bergström; Rolf Berglund; Lennart SÖDERBERG
Original assignee: GE Healthcare Bio Sciences AB
Current assignee: Cytiva Sweden AB
Priority date: 1997-03-04
Filing date: 1998-03-04
Publication date: 2007-08-16
Anticipated expiration: 2018-03-05
Also published as: AU6644198A; WO1998039364A1; DE69836126D1; EP0966488A1; SE9700768D0; ES2273407T3; US6426315B1; JP4368424B2; EP0966488B1; JP2001516376A; ATE342284T1

Description

Technisches Gebiet und Verwendung der Erfindung.
Die Erfindung bezieht sich auf ein Verfahren zum Herstellen multifunktioneller poröser Matrizen. Gegenwärtig ist die Hauptverwendung der erfindungsgemäßen Matrizen die Trennung von einer oder mehreren Komponenten von einer Mischung von Komponenten, die in einer Flüssigkeit aufgelöst oder dispergiert sind. Die Matrizen können auch als feste Phasen verwendet werden für: a) die Synthese von Oligopeptiden und Oligonukleotiden, b) die Analyse- und Bestimmungsverfahren, die Affinitätsreaktionen nutzen, etc. Es gibt auch andere Verwendungen.
Gegenwärtige Trennungen beinhalten, dass eine Flüssigkeit, die die Komponente(n) enthält, mit einer Matrix in Kontakt gebracht wird, wobei die zu trennende(n) Komponente(n) auf die Matrix aufgeteilt wird/werden und dadurch von den verbleibenden Komponenten entfernt wird/werden, welche unterschiedlich auf die Matrix aufgeteilt werden, einschließlich, dass sie überhaupt nicht aufgeteilt werden.
Mit dem Ausdruck „aufgeteilt auf die Matrix" ist gemeint, dass eine Komponente gebunden ist oder auf andere Weise adsorbiert ist auf/in der Matrix.
Mit Komponenten sind gemeint individuelle Substanzen/komplexe Strukturen, einschließlich ganze Zellen und Teile davon.
Technischer Hintergrund – Synthese von Trennmatrizen und damit verbundene Probleme.
Um Komponenten mit einer ausreichend hohen Reinheit zu erhalten, müssen oft mehrere Trennmatrizen mit unterschiedlicher Funktion in getrennten Schritten ver wendet werden. Dies hat zu Überlegungen geführt, multifunktionelle Matrizen zu erzeugen, die eine Reduktion in der Anzahl von Trennschritten ergeben würde. Siehe z.B. unsere Patentanmeldung „Matrices for separation and separation method exploiting said matrices", die gleichzeitig mit dieser Anmeldung eingereicht worden ist. Wir beschreiben darin Matrizen, die zwei oder mehr verschiedene Schichten beinhalten, die unterschiedlich sind im Hinblick auf Trenneigenschaften.
Die Synthese von Matrizen mit gegebenen Trenneigenschaften beinhaltete oft das Umsetzen einer Basismatrix, die funktionelle Gruppen A aufweist, mit einem Reagenz I, was über eine Reaktion mit den Gruppen A der Matrix eine neue Funktionalität gibt. A war oft Hydroxy, Amino (primäres, sekundäres und tertiäres), Thiol, Carboxy (COOH/-COO^–), Alkenyl wie in Allyl, Halogen etc. und entsprechend aktivierte (reaktive) Formen. Da die Gruppen A üblicherweise über die ganze Matrix lokalisiert sind, beinhalteten frühere bekannte Techniken, dass die eingeführten Funktionalitäten eine ähnliche Lokalisierung über die gesamten Matrizen hatten. Mit einer eingeführten Funktionalität ist gemeint entweder eine reaktive Gruppe oder eine Gruppe, die zu den Trenneigenschaften der Matrix beiträgt. Eingeführte reaktive Gruppen wurden dann zum Erzeugen von Gruppen genutzt, die zu den Trenneigenschaften der Matrix oder anderen Eigenschaften beitragen, die man in einer Matrixgebundenen Form zu nutzen wünscht.
US-A-3,959,251 bezieht sich auf ein chemisch vernetztes Agar- oder Agarose-Kügelchen, das die Erfordernisse von Molekularsieben besser als die zuvor bekannten Produkte erfüllt. Das Vernetzen wird erreicht z.B. durch Kontakt mit einem Epoxid in einer Sauerstoff-freien Umgebung und umfasst eine Reduktion während des Vernetzens. Die erhaltene Vernetzung wird gleichmässig innerhalb des Gels verteilt sein.
EP-A-0203049 bezieht sich auf starre Polysaccharidgels und spezieller auf ein Verfahren zum kontrollierten Aufbau der Länge der Vernetzung. Dies wird erreicht durch Verwenden eines monofunktionellen Reagenz, enthaltend eine maskierte Gruppe in einem Verfahren des Vernetzens, wobei das Reagenz in einem zuerst als ein Monomer reagieren wird und nicht als ein Vernetzer bis nach der Aktivierung. Wie oben wird die erhaltene Vernetzung gleichmäßig verteilt sein.
Gemäß früheren Techniken war es nicht möglich, geschichtete Funktionalitäten in poröse Matrizen einzuführen. Es gibt einen Bedarf für neue Verfahren.
Aufgabe der Erfindung.
Die Hauptaufgabe der Erfindung ist es, die Herstellung von porösen Matrizen zu ermöglichen, die in ihrem inneren Teil Schichten mit unterschiedlichen Funktionen zeigen, für Trennmatrizen, üblicherweise Schichten mit unterschiedlichen Trennfunktionen (Trennschichten).
Die Erfindung
Die Erfindung ist ein Verfahren zum Einführen einer Funktionalität in eine poröse Matrix gemäß der Methodik, die im technischen Hintergrund erwähnt ist. Die Erfindung führt eine erwünschte Funktionalität in einer oder mehreren gut definierten Schichten in die Matrix ein. Die Erfindung ist gekennzeichnet dadurch,

a) dass die Menge des Reagenz I, mit der die Matrix in Kontakt gebracht wird, unzureichend ist, im Vergleich zu den Gruppen A, die vor der Reaktion mit dem Reagenz I vorhanden sind, und
b) dass das Reagenz I und die Reaktionsbedingungen derart ausgewählt sind, dass die Reaktion zwischen dem Reagenz I und der Gruppe A schnell ist im Vergleich zum Transport des Reagenz I in der Matrix (die Reaktion mit der Gruppe A ist schnell, im Vergleich zur Diffusion des Reagenz I in der Matrix).

Mit Unzureichendsein ist gemeint, dass die Menge des Reagenz I nicht ausreicht für eine Reaktion mit allen A-Gruppen in der Matrix. Eine innere Schicht der Matrix wird unreagiert bleiben zur gleichen Zeit, in der eine Schicht mit einer neuen Funktionalität durch das Reagenz I eingeführt wird. Wenn das Unzureichendsein berechnet wird, sollten Betrachtungen durchgeführt werden, dass das Reagenz I in Seitenreaktionen, über Verdampfen etc. erschöpft werden kann.
Mit einer schnellen Reaktion zwischen der Gruppe A und dem Reagenz I wird auch verstanden, dass das Reagenz I lokal auf einer Gruppe A adsorbiert wird in einer schnellen physiko-chemischen Reaktion. In diesem Fall kann das Reagenz I an die Matrix stabilisiert werden durch Zugabe von einem oder mehreren zusätzlichen Reaktanten, die das lokale Binden an die Matrix fördern.
Die Gruppe A gemäß der Erfindung ist ausgewählt aus Hydroxy, Amino, Carboxy (-COOH/-COO^–), Mercapto und Kohlenstoff-Kohlenstoff-Doppelbindung.
Reagenz I kann eine beliebige Verbindung sein, die schneller an die Matrix bindet, als sie durch die Matrix diffundiert, vorausgesetzt, dass sie die beabsichtigte Funktion einführt. Das Verhältnis zwischen der Diffusionsgeschwindigkeit und der Reaktionsgeschwindigkeit mit A kann optimiert werden durch genaue Auswahl des Reagenz I, unter Berücksichtigung, dass eine Schichtfunktionalisierung gefördert wird durch Vergrößern der Reaktivität des Reagenz I für die Gruppe A, und auch durch Vergrößern der Größe des Reagenz I. Die Reaktivität wird oft beeinflusst durch das Lösungsmittel, den pH, die Temperatur. Geeignete Bedingungen werden ausgewählt gemäß einer herkömmlichen Praxis für jedes Reagenz und dem Typ der Reaktion, die ausgeführt werden soll. Nicht polare und polare organische Lösungsmittel, wie auch organische Lösungsmittel einer mittleren Polarität und Mischungen davon miteinander, und wo es geeignet ist auch mit Wasser, können oft besser geeignet sein für das Verfahren der Erfindung, als reines Wasser.
Das Reagenz I kann eine Verbindung sein, die die erwünschte Funktionalität einführt, vorausgesetzt, dass die Bedingungen, die geeignet sind, damit dies erfolgt, getroffen sind (schnelle Reaktion mit den Gruppen im Vergleich zum Transport in der Matrix).
Für die Synthese von Trennmatrizen führt in diesem Fall die Reaktion des Reagenz I mit A die trennenden Eigenschaften in eine vorbestimmte Schicht ein.
Reagenz I kann auch ein sogenanntes Aktivierungsreagenz sein. Diese werden üblicherweise genutzt zum Einführen reaktiver Gruppen, die für weitere Funktionalisierung und Verwendung der Matrix gemäß des einleitenden Teils nötig sind. Aktivierungsreagenzien können elektrophil, nukleophil, auf reinen Radikalen basierend sein etc.
Am Datum der Priorität haben wir meistens mit Reagenz I in der Form von elektrophilen Reagenzien gearbeitet. Beispiele sind X₂ oder XOH (wobei X ein Halogen ist, wie Chlor, Brom, Iod) oder ein beliebiges anderes Halogenierungsmittel, das leicht ein positives oder ungeladenes Halogen abgibt. Die meisten Halogenierungsmittel, insbesondere X₂ oder XOH ergeben eine sofortige Reaktion mit Kohlenstoff-Kohlenstoff-Doppelbindungen. Kohlenstoff-Kohlenstoff-Doppelbindungen können zu vicinalen Dihalogeniden oder Halohydrinen als reaktive Gruppen führen, die leicht in reaktive Epoxygruppen umgewandelt werden.
Üblicherweise tragen reaktive Gruppen als solche nicht zu beliebigen nützlichen Trenneigenschaften bei. Deshalb werden sie oft weiter umgesetzt mit einer Verbindung B, die die erwünschte Trenneigenschaft in die Schicht einführt, die gemäß der Erfindung aktiviert worden ist. Besondere Trenneigenschaften, die durch Verwendung einer Verbindung B eingeführt werden können, sind unten unter der Überschrift „Eingeführte Trenneigenschaft" angegeben. Die Verbindung B kann ausgewählt werden, um reaktive Gruppen einzuführen, die wiederum genutzt werden können zum Einführen von Trenneigenschaften über eine Reaktion mit einer Verbindung C. Theoretisch kann es möglich sein, längere Reaktionssequenzen zu verwenden. Vorausgesetzt, dass es so arrangiert werden kann, dass die Verbindungen B, C etc. langsamer diffundieren als sie mit zuvor eingeführten Gruppen reagieren, kann die Erfindung auch angewandt werden auf jede der Reaktionen zwischen der Verbindung B, C etc. und zuvor eingeführten reaktiven Gruppen.
Falls erforderlich, kann es geeignet sein, Schutzgruppen einzuführen, die später entfernt werden können. Zum Beispiel, falls ein Reagenz (Reagenz I, Verbindung B, C etc.) durch eine Schicht transportiert werden soll, in der es Gruppen gibt, die das Reagenz zerstören.
Der Grad der Vernetzung, der Dichte oder Porosität der Matrix ist eine spezielle Art der Funktionalität. Sie kann schichtweise geändert werden ohne Zugabe einer Verbindung B. Für die Kombination Kohlenstoff-Kohlenstoff-Doppelbindung als Gruppe A und X₂ oder XOH als Reagenz I kann eine Vernetzung erreicht werden in der Schicht, die gemäß der Erfindung aktiviert ist, durch eine einfache Änderung des pH nach der Aktivierung (tatsächlich eine Zugabe von OH^– (= Verbindung B)). Alternativ kann in einigen Fällen eine Aktivierung erreicht werden bei einem pH, der die Vernetzung ermöglicht.
Eine hydrophile Oberflächenschicht wird üblicherweise erhalten, falls die Verbindung B Wasser, OH^– oder ein etwas anderes hydrophiles niedrigmolekulares Nukleophil ist, das mit einer eingeführten reaktiven Gruppe reagieren kann. Falls erwünscht, können dann verbleibende Gruppen A im inneren Teil der Matrix für eine Funktionalisierung genutzt werden, z.B. gemäß der Erfindung.
Nachdem eine Trenneigenschaft in eine Schicht eingeführt worden ist, können Schichten mit anderen Trenneigenschaften eingeführt werden. Zum Beispiel durch eine erneute Aktivierung der Matrix gefolgt von einer Reaktion mit einer Verbindung B', die andere Trenneigenschaften einführt als jene, die mit der Verbindung B erhalten werden. Zusätzliche Schichten müssen nicht notwendigerweise gemäß des Verfahrens der Erfindung eingeführt werden. Auch in diesem Fall kann es eine Notwendigkeit zum Einführen von Schutzgruppen geben.
Basismatrizen, die im Verfahren der Erfindung verwendet werden können.
Geeignete Basismatrizen liegen oft in der Form von Teilchen vor. Sie sollten unslöslich, aber benetzbar sein und oft auch quellbar im flüssigen Medium, in dem sie verwendet werden sollen. Ihre inneren und äußeren Oberflächen können beliebig von hydrophil zu hydrophob sein. Hydrophile Eigenschaften werden erreicht, falls die Matrizen auf ihrer inneren und äußeren Oberfläche hydrophile Gruppen aufweisen, wie Hydroxy (-OH), Amino (-NH₂), Carboxy (-COOH/-COO^–), Amido (-CONH₂), Wiederholungsgruppen -OCH₂CH₂- und -OCH₂CH₂CH₂-, -OCH₂CH₂(CH₃)-. Hydrophobe Eigenschaften können erreicht werden, falls hydrophobe Gruppen entsprechend vorhanden sind, z.B. Kohlenwasserstoffgruppen, die zwei oder mehr Kohlenstoffatome enthalten. Für eine mittlere Hydrophilizität/Hydrophobizität weist die Oberfläche der Matrix oft Gruppen beider Typen auf.
Die Matrizen werden typischerweise aufgebaut aus organischen oder anorganischen Polymeren, die synthetischen oder biologischen Ursprungs sein können. Speziell können sogenannte Biopolymere erwähnt werden.
Gut bekannte hydrophile organische Matrizen sind Polymere, die eine Anzahl von hydrophilen Gruppen der oben erwähnten Typen aufweisen. Bekannte hydrophile Polymere sind sogenannte Polyhydroxypolymere und Polyamide, hauptsächlich Polymere, die in wässrigen Medien unlöslich sind und z.B. basieren auf Polyvinylalkohol, Poly(hydroxalkylmethacrylaten) und entsprechenden Acrylaten, Polyacryl- und Polymethacrylamiden (z.B. Trisacrylamide und Trismethacrylamide (tris = (HOCH₂CH₂)₃CNH₃), Polysacchariden, wie Agarose, Dextran, Stärke, Pullulan und Zellulose, gegebenenfalls vernetzt, um sie als Trennmatrizen geeignet zu machen.
Gut bekannte hydrophobe organische Matrizen sind poröse Formen von Styroldivinylbenzolpolymeren, Poly(alkylmethacrylaten), Polymeren von perfluorierten Kohlenwasserstoffen (PFC).
Anorganische Varianten von Trennmatrizen können auf porösen Formen von Glas, Zeolithen, Silicagel, Verbundmaterial, Zirkonoxid basieren.
Hydrophilen Matrizen, hydrophoben Matrizen, anorganischen Matrizen kann die erwünschte Hydrophilizität/Hydrophobizität über Hydrophilisierung/Hydrophobisierung vermittelt werden.
Die am meisten bevorzugten Matrizen am Datum der Priorität basierten auf

a) Agarose in der Form von Kügelchen, die gegebenenfalls vernetzt und gegebenenfalls auch derivatisiert sind mit Dextran in den Poren, z.B. Reinheitsgrade, die unter den Namen von Sepharose^® bzw. Superdex^® vermarktet werden,
b) vernetztes Dextran in der Form von Kügelchen, z.B. Reinheitsgrade, vermarket unter dem Namen Sephadex^®,
c) Zellulose, z.B. Reinheitsgrade, vermarktet unter dem Namen Sephacel^®,
d) vernetzte poröse Teilchen aus Polyacrylamid, derivatisiert mit Dextran in den Poren, z.B. Sephacryl^®, und
e) monodispergierte und polydispergierte poröse Teilchen, inter alia aus im wesentlichen hydrophobem Material, z.B. Styrol-Divinylbenzol-Polymer, die hydrophilisiert worden sind, z.B. Reinheitsgrade, vermarktet unter den Namen von MonoBeads^® und Source^®.

Diese Marken entsprechen Produkten von Amersham Pharmacia Biotech AB, Uppsala, Schweden.
Die Dichte der Matrizen kann höher, niedriger oder dieselbe sein wie das flüssige Medium, in dem sie verwendet werden werden (Dichte für eine Matrix gesättigt mit dem flüssigen Medium). Matrizen in der Form von Teilchen können Füllstoffmittel enthalten, die ihre Dichte bestimmen. Siehe z.B. WO-A-9200799 (Kem-En-Tek/Upfront Chromatography) und WO 9118237 (Parmacia Biotech AB).
Die Erfordernisse in Bezug auf die Porosität (Ausschlussgrenze) der Trennmatrizen werden hauptsächlich bestimmt durch das Molgewicht und die Form der Verbindungen, die getrennt werden sollen. Für die Erfindung ist es auch wichtig, dass die Poro sität einen Transport innerhalb der Matrix des Reagenz I und oft auch der Verbindung B ermöglicht.
Interessante Ausschlussgrenzen liegen allgemein im Intervall von 0,3 bis 10⁵ nm (3 bis 10⁶ A). Innerhalb des technischen Gebiets des Anmelders und des zukünftigen Patentinhabers können Ausschlussgrenzen speziell vorteilhaft sein, die mindestens 1 nm (10 A) betragen.
Eingeführte Trenneigenschaft
Die Trenneigenschaften der Matrix werden oft bestimmt durch die Gruppen, die sie trägt. Allgemeine Gruppen in diesem Kontext sind:

1. Ionenaustauschgruppen
2. Bioaffinitätsgruppen
3. hydrophobe Gruppen
4. Gruppen, die für eine kovalente Chromatographie genutzt werden können
5. Schwefel-enthaltende Gruppen, z.B. für eine sogenannte thiophile Wechselwirkung
6. Chelat- oder Chelatbildnergruppen,
7. Gruppen mit aromatischen Systemen, die Anlass geben zur sogenannten π-π-Wechselwirkung mit verschiedenen Bindungen
8. Gruppen, die Wasserstoffbrückenbindungen ergeben
9. Vernetzungsgruppen
10. hydrophile Gruppen
11. polymere Gruppen

Im Kontext der Erfindung wird es oft derart arrangiert, dass die Verbindung B oder B' oder die entsprechenden Gesamtheiten in nachfolgenden Reaktionen eine beliebige der Gruppen 1–11 aufweisen. Diese Gruppen können auch erzeugt werden als eine Folge der Reaktion zwischen der Verbindung B und den Gruppen, die in eine Schicht gemäß der Erfindung eingeführt werden in einem früheren Schritt. Das Letztere gilt speziell für kleinere Gruppen des Typs 1 oder eines beliebigen der Typen 3–9. In einigen Fällen können die Gruppen auch direkt mit dem Reagenz I eingeführt werden.
Ionenaustauschgruppen können Anionen-austauschend sein, wie primäre, sekundäre, tertiäre, quaternäre Ammoniumgruppen, Sulfoniumgruppen etc. oder Kationen austauschende, wie Carboxylat (-COO^–), Phosphonat oder Phosphat (-PO₃ ^2– bzw. -OPO₃ ^2–), Sulfonat oder Sulfat (-SO₃ ^– bzw. -OSO₃ ^– ) etc. sein. In den Gruppen -COO^–, -PO₃ ^2–, -OPO₃ ^2–, -SO₃ ^– und -OSO₃ ^– binden die freien Valenzen direkt an ein Kohlenstoffatom.
Gut bekannte Bioaffinitätsgruppen sind einzelne Elemente der Paare a) Antigen/Hapten und Antikörper (einschließlich Antigen- oder Hapten-bindendes Fragment davon), b) Nukleinsäure und ihr komplementäres Gegenstück, c) Lecithin und Kohlenwasserstoffstruktur, d) IgG-bindendes Protein und Protein, das den Teil des IgG aufweist, der an ein derartiges Protein bindet, e) Sinn- und Antisinn-basierende Affinitätssysteme etc. Bioaffinitätsgruppen umfassen auch Gruppen, die von synthetisch hergestellen organischen Molekülen stammen und die die Affinität in Bezug auf eine natürlich auftretende biospezifische Affinität „nachahmen", sogenannte „Mimetika".
Hydrophobe Gruppen sind oft Kohlenwasserstoffgruppen, die ein paar oder keine Sauerstoff-, Stickstoff- oder Schwefelatome enthalten. Typische Beispiele von hydrophoben Gruppen sind geradkettige, verzweigte und cyclische gesättigte, ungesättigte oder aromatische Kohlenwasserstoffgruppen.
Unter Gruppen, die für eine kovalente Chromatographie genutzt werden können, können erwähnt werden Disulfidgruppen, hauptsächlich reaktive Disulfidgruppen (-S-S-R¹) und freie Thiolgruppen (-SH). Ein Beispiel von R¹ ist 2-Pyridyl. Für weitere Beispiele von R¹ siehe z.B. US 4,647,655 (Pharmacia AB).
Unter Schwefel-enthaltenden Gruppen, die für eine thiophile Wechselwirkung genutzt werden können, können erwähnt werden Gruppen, die im wesentlichen hydrophob sind, aber in denen es eine oder mehrere Thioetherstrukturen gibt. Siehe z.B. Oskarson & Porath WO-A-9533557; Porath EP-A-165912; und Porath EP-A-168363.
Wasserstoffbrückenbindungsgruppen wurden zuvor genutzt (Belew, Berglund, Bergström, Söderberg, SE 9600590-5 (=WO 97 29825)). Dieser Typ von Gruppen weist oft eine schwache Anionen austauschende Ammoniumgruppe (primär, sekundär oder tertiär) mit einer Hydroxygruppe in einer Entfernung von 2 oder 3 Kohlenstoffatomen vom Ammoniumstickstoff auf.
Vernetzungsgruppen können eingeführt werden direkt durch Verwendung des Reagenz I. Siehe oben. Alternativ kann eine Verbindung B genutzt werden, die fähig ist zum Binden von 2 oder mehr reaktiven Gruppen gleichzeitig.
Hydrophile Gruppen gemäß der Erfindung sind hauptsächlich einzelnes Hydroxy und niederes Hydroxyalkyl mit einer oder mehreren Hydroxylgruppen oder Gruppen, die Wiederholungsgruppen -CH₂CH₂O- enthalten. Die Gruppen sind oft niedrigmolekular, z.B. von weniger als 25 Kohlenstoffatomen.
Polymere Gruppen mit oder ohne Liganden können Gelfiltrationseigenschaften ergeben. Diese Polymere können vernetzt sein.
Geeignete Gruppen sind typischerweise an die Matrix über eine Brücke gekoppelt, die von einer variierenden Struktur ist, gemäß bekannter Techniken. Die Brückenstruktur kann polymer sein, z.B. ein hydrophiles oder ein hydrophobes Polymer, mit einer oder mehreren der Gruppen 1–11 gemäß des oben angegebenen an jeder Brücke. Übliche Brückennamen waren Tentakeln, „Extender", Fluff, „Linker", „Spacer" etc. Hydrophobe Brücken sind hauptsächlich geeignet für hydrophobe flüssige Medien und besitzen oft eine bessere Verfügbarkeit und Kapazität für eingeführte Gruppen 1–11. Das entsprechende gilt für hydrophile Brücken in Kombination mit hydrophilen flüssigen Medien. Beispiele von hydrophilen Polymerbrücken sind Polysaccharide wie Dextran und andere wasserlösliche Polyhydroxypolymere.
Weitere Aspekte der Erfindung
Ein Aspekt der Erfindung sind Matrizen, die gemäß der Erfindung hergestellt werden können. Diese Matrizen enthalten eine oder mehrere Schichten mit verschiedener Funktionalität. Der Substitutionsgrad für mindestens einen Liganden von den Gruppen 1–11 in einer Schicht ist auch verschieden von dem Substitutionsgrad für denselben Liganden in einer anderen Schicht. In vielen Ausführungsformen der Matrizen der Erfindung beträgt der Substitutionsgrad eines Liganden in der Oberflächenschicht Null oder nahe Nulle, während zur selben Zeit derselbe Ligand vorhanden ist in einer inneren Schicht. Auch das Umgekehrte kann gelten.
Ein weiterer Aspekt der Erfindung ist die Verwendung der Matrizen zur Trennung gemäß des einleitenden Teils.
Eine Trennung, abhängig von der Wahl der Matrix und der eingeführten Gruppen (siehe oben) kann entworfen sein als Affinitätschromatographie oder als Chromatographie basierend auf der Größe und Form der Verbindungen, die getrennt werden sollen (Gelfiltration) oder als entsprechende diskontinuierliche Prozeduren. Ein gepacktes Bett, wie auch ein stabilisiertes, fluidisiertes/gestrecktes Bett kann genutzt werden. Beispiele einer Affinitätschromatographie sind Ionenaustauschchromatographie (Anionenaustausch, Kationenaustausch), Bioaffinitätschromatographie, hydrophobe Wechselwirkungschromatographie (HIC), kovalente Chromatographie, thiophile Chromatographie, auf Chelat basierende auf Chromatographie, Chromatographie basierend auf π-π-Wechselwirkung. Im Prinzip werden die Bedingungen und Protokolle gemäß einer vorherigen Kenntnis für den entsprechenden Typ der Trennprozedur gewählt.
Die Trennung kann ausgeführt werden aus Mischungen, die ähnliche oder sehr verschiedene Verbindungen enthalten, alles von einzelnen kleinen Molekülen bis zu individuellen Komponenten, die komplex aneinander gebunden sind, wie insbesondere Aggregate, Bioaffinitätskomplexe, Tier- und Pflanzenzellen und Teile davon, Mikroorganismen und Teile davon. Interessierende Substanzen sind inter alia, Nukleinsäuren, einschließlich Oligonukleotide, Proteine, einschließlich Peptide, Lipide und andere organische und anorganische Verbindungen.
Eine Trennung kann beinhalten, dass die Komponente von Interesse: a) auf die Matrix aufgeteilt wird, während unerwünschte Substanzen in dem flüssigen Medium bleiben oder b) in dem flüssigen Medium bleibt, während unerwünschte Substanzen auf die Matrix aufgeteilt werden.
Die Erfindung wird nun präsentiert mit einer Anzahl von nicht beschränkenden Beispielen. Die Erfindung ist definiert in den beigefügten Patentansprüchen, die einen Teil der Beschreibung darstellen.
Experimenteller Teil
Beispiel 1. Herstellung von Q-Sepharose 4 Fast Flow-Ionenaustauscher mit einem Verschluss in der äußeren Schicht des Kügelchens.

A. Herstellung von vernetzter allylierter Agarose in Teilchenform (Allylierte Sepharose 4 Fast Flow). Sepharose 4 Fast Flow stammte von Amersham Pharmacia Biotech AB, Uppsala, Schweden. Die Matrix besteht aus vernetzter Agarose, durchschnittliche Teilchengröße 90 μm, hergestellt durch eine Reaktion zwischen Epichlorhydrin und Agarose bei Vorhandensein von NaOH gemäß Porath et al. (J. Chromatog. 60 (1971) 167–77 und US-A 3,959,251). Eine Allylierung wird erreicht durch Umsetzen des fertigen Teilchens mit Allylglycidylether mit NaOH als eine Base auf einem Allylgehalt (CH₂=CHCH₂OCH₂CHOHCH₂-) von 0,26 mmol/ml Gel.
B. Auflösen von Dextran mit einem gewichteten durchschnittlichen Molekulargewicht von 500.000. Dextran T500 ist kommerziell erhältlich von Amersham Pharmacia Biotech AB und besteht aus hydrolisiertem und fraktioniertem rohen Dextran von Leconostoc mesenteroides. 12,8 g Dextran T500 wird in 39,0 ml destilliertem Wasser in einem 250 ml-Dreihalskolben mit langsamem Rühren aufgelöst.
C. Teilbromierung vernetzter allylierter Agarose. 30 ml abgetropfter allylierter Agarose, hergestellt gemäß Schritt A, 30 ml destilliertes Wasser und 0,64 g wasserfreies NaOAc werden in ein 100 ml-Reaktionsgefäß gegeben. Nachfolgend wird eine Bromierung erreicht durch Laden von 0,25 ml Brom mit kräftigem Rühren. Bei der Berechnung der Menge von Brom wurde berücksichtigt, dass ein Teil des flüchtigen Broms verdampfen wird. Die Reaktion wird fortgesetzt für ein paar Minuten, bis die Mischung rein weiß ist. Nach der Bromierung wird das Gel auf einem Glasfilter mit destilliertem Wasser gewaschen.
D. Koppeln von Dextran T500. Das Gel aus Schritt C wird trockengesaugt und übertragen in das Reaktionsgefäß, das das aufgelöste Dextran T500 aus Schritt B enthält, mit sorgfältigem Rühren. Man ermöglicht der Mischung, eine Stunde lang ins Gleichgewicht zu kommen. Nachfolgend wird die Reaktion gestartet durch Zugabe von 2,98 g NaOH und 0,12 g NaBH₄, aufgelöst in 27,2 ml destilliertem N₂O. Die Temperatur wird auf 35°C gesetzt und man erlaubt der Reaktion, sich über Nacht (z.B. 16 h) fortzusetzen mit sorgfältigem Rühren. Das Rühren wird beendet und die Reaktionsmischung wird auf einem Glasfilter filtriert. Nachdem das meiste des Dextran T500 weggewaschen wurde mit destilliertem Wasser, wird eine Neutralisation mit ein paar ml konzentriertem HOAc direkt in den Filtertrichter auf pH < 7, bevorzugt 5–6, ausgeführt, und dann wird das Gel wieder gewaschen mit destilliertem Wasser. Nach dem Koppeln betrug der verbleibende Allylgehalt 0,19 mmol/ml.
E. Bromierung von verbleibenden Allylgruppen. 20 ml abgesaugte allylierte Agarose, modifiziert mit einer Schicht aus Dextran T500 in dem äußeren Teil der Kügelchen, hergestellt gemäß Schritt D, 4,53 destilliertes Wasser und 0,8 g wasserfreies NAOAc und 0,4 ml Brom werden mit kräftigem Rühren in einen 100 ml Dreihalskolben gegeben. Das Rühren wird fortgesetzt, bis die gelbe Färbung/der Überschuss von Brom eliminiert ist.
F. Einführung von Ionenaustauschgruppen über verbleibende Allylgruppen. Die Einführung von Anionen austauschenden quaternären Amingruppen (CH₃)₃N⁺CH₂CHOHCH₂- wird direkt im selben Dreihalskolben wie in E fortgesetzt. 9,9 g 65%-iges Trimethylammoniumchlorid (TMAC) wird in den Kolben geladen. Rühren für 10 min und dann Laden von 3,0 g NaOH, aufgelöst in 3,0 g destilliertem Wasser. Beim Laden dieser 50%-igen NaOH-Lösung wird die Mischung blassgelb. Unmittelbar danach wird 0,06 g NaBH₄ dazugeladen. Die Temperatur wird auf 24°C gesetzt und das Rühren wird begonnen. Die Reaktion wird fortgesetzt über Nacht (z.B. 16 h). Die Reaktion wird gestoppt durch Neutralisation direkt in dem Kolben auf pH < 7 mit ein paar ml konzentrierter HOAc, bevorzugt auf pH 5–6 und dann wird das Gel wiederholt durch destilliertes Wasser und mit ein paar Gelvolumina 1,0 M NaCl gewaschen. Schließlich wird das Gel wieder wiederholt mit destilliertem Wasser gewaschen. Die Kapazität des Ionenaustauschs wurde bestimmt durch Silberchloridtitration auf 0,132 mmol/ml.
G. Mikroskopische Bewertung des Q-Sepharose 4 Fast Flow Ionenaustauschers mit einem Verschluss in der äußeren Schicht des Kügelchens. Alle mikroskopischen Bewertungen wurden ausgeführt in einem Mikroskop mit einer variablen Einstellung des Phasenkontrastes bei einer Vergrößerung von 200. Die Ausgangsmatrix Sepharose 4 Fast Flow des Beispiels 1 und der fertige Q-Sepharose 4-Fast-Flow Ionenaustauscher mit einem Verschluss des Beispiels 1 werden mit Hämatoxylin zum Vergleich gefärbt. Im letzteren Fall konnte der Verschluss klar in der Schicht der äußeren Kügelchen im aufgenommenen mikroskopischen Foto gesehen werden. Um fähig zu sein, optisch zu beobachten, dass die Verschlusskügelchen arbeiten, wurde fertige Q-Sepharose 4 Fast Flow-Verschlussionenaustauscher für ein paar Minuten mit Rinder-CO-Hämoglobin bei einem pH 8,2; 0,020 M Tris-HCl-Puffer inkubiert. Der Überschuss von CO-Hämoglobin wurde weggewaschen mit demselben Puffer. Die Kügelchen wurden dann in einem Mikroskop beobachtet, ohne ein vorheriges zusätzliches Färben. Auf dem mikroskopischen Foto konnte das rote CO-Hämoglobin im inneren Teil der Kügelchen gesehen werden, aber nichts von dem CO-Hämoglobin konnte in der Dextran T500-Verschlussschicht der Kügelchen gesehen werden.

Beispiel 2: Herstellung von Q-Sepharose 6-Fast Flow-Ionenaustauscher mit einem Verschluss in der äußeren Schicht des Kügelchens.

A. Herstellung von vernetzter allylierter Agarose in teilchenförmiger Form (allylierter Agarose 6-Fast-Flow). Sepharose 6-Fast-Flow stammte von Amersham Pharmacia Biotech AB, Uppsala, Schweden. Die Matrix besteht aus vernetzter Agarose, durchschnittliche Teilchengröße 90 μm, hergestellt durch Reaktion von Epichlorhydrin und Agarose bei Vorhandensein von NaOH gemäß Porath et al. (J. Chromatog. 60 (1971) 167–77 und US-A-3,959,251). Eine Allylierung wird auf eine derartige Weise ausgeführt, daß das fertige Teilchen mit Allylglycidylether umgesetzt wird mit NaOH als eine Base auf einem Allylgehalt (CH₂=CHCH₂OCH₂CHOHCH₂-) von 0,27 mmol/ml Gel.
B. Auflösen von Dextran mit einem gewichteten durchschnittlichen Molekulargewicht von 500.000. Dextran T500 ist kommerziell erhältlich von Amersham Pharmacia Biotech AB, und besteht aus hydrolysiertem und fraktioniertem rohen Dextran von Leuconostoc mesenteroides. 57,7 g Dextran T500 wird in 157 ml destilliertem Wasser in einem 500 ml-Dreihalskolben mit langsamem Rühren aufgelöst.
C. Teilbromierung von vernetzter allylierter Agarose. 90 ml abgesaugte allylierte Agarose, hergestellt gemäß Schritt A, 90 ml destilliertes Wasser und 1,92 g wasserfreies NaOAc werden in einen 500 ml-Dreihalskolben gegeben. Nachfolgend wird eine Bromierung erreicht durch Laden von 0,69 ml Brom mit kräftigem Rühren. Bei der Berechnung der Menge des Broms wurde berücksichtigt, dass ein Teil des flüchtigen Broms verdampft werden wird. Die Reaktion wird fortgesetzt für ein paar Minuten, bis die Mischung rein weiß ist. Nach der Bromierung wird das Gel auf einem Glasfilter mit destilliertem Wasser gewaschen.
D. Koppeln von Dextran T500. Das Gel aus Schritt C wird trockengesaugt und übertragen in das Reaktionsgefäß mit aufgelöstem Dextran T500 aus Schritt B mit vorsichtigem Rühren. Man lässt die Mischung 1 h lang ins Gleichgewicht kommen. Nachfolgend wird die Reaktion gestartet durch Zugabe von 10,39 g NaOH und 0,36 g NaBH₄, aufgelöst in 41,6 ml destilliertem N₂O. Die Temperatur wird auf 35°C gesetzt und man ermöglicht, dass sich die Reaktion über Nacht, (z.B. 16 h) mit vorsichtigem Rühren, fortsetzt. Das Rühren wird beendet und die Reaktionsmischung wird auf einem Glasfilter filtriert. Nach dem Wegwaschen des meisten Dextran T500 mit destilliertem Wasser wird eine Neutralisation mit ein paar ml konzentriertem HOAc direkt in dem Filtertrichter auf pH < 7, bevorzugt 5–6, ausgeführt, und dann wird das Gel wieder gewaschen mit destilliertem Wasser. Nach dem Koppeln betrug der verbleibende Allylgehalt 0,18 mmol/ml.
E. Bromierung von verbleibenden Allylgruppen. 40 ml abgesaugte allylierte Agarose mit einer Schicht von Dextran T500 im äußeren Teil der Kügelchen, hergestellt gemäß Schritt D, 9,06 ml destilliertes Wasser und 1,6 g wasserfreies NaOAc und 1,0 ml Brom werden mit kräftigem Rühren in einen 250 ml-Dreihalskolben gegeben. Das Rühren wird fortgesetzt, bis die gelbe Färbung/der Überschuss von Brom eliminiert ist.
F. Einführung von Ionenaustauschgruppen über verbleibende Allylgruppen. Die Einführung von Ionen austauschenden quaternären Amingruppen (CH₃)₃N⁺CH₂CHOHCH₂- wird direkt im selben Dreihalskolben wie in E. fortgesetzt. 19,9 g 65%-iges Trimethylammoniumchlorid (TMAC) wird in den Kolben geladen. Rühren für 10 min und dann Laden von 6,0 g NaOH, aufgelöst in 6,0 g destilliertem Wasser. Beim Laden dieser 50%-igen NaOH-Lösung wird die Mischung blassgelb. Unmittelbar danach wird 0,12 g NaBH₄ geladen. Die Temperatur wird auf 24°C gesetzt und die Rührgeschwindigkeit auf 130 UPM, und die Reaktion wird über Nacht fortgesetzt (z.B. 16 h). Die Reaktion wird beendet durch Neutralisation direkt in dem Kolben auf pH < 7 mit ein paar ml konzentrierter HOAc, bevorzugt auf pH 5–6, und dann wird das Gel wiederholt durch destilliertes Wasser und mit ein paar Gelvolumina 1,0 M NaCl gewaschen. Schließlich wird das Gel wieder wiederholt mit destilliertem Wasser gewaschen. Die Kapazität des Ionenaustauschs wurde bestimmt mit Silberchloridtitration auf 0,142 mmol/ml.
G. Chromatographische Bewertung von Dextran T500 Q-Sepharose 6FF. Der Effekt der äußeren Dextranschicht wurde getestet durch Chromatographie unter Nutzen von Gradientendurchläufen auf HR5/5-Säulen (Amersham Pharmacia Biotech AB), die mit ungefähr 1 ml Ionenaustauscher gepackt waren. Ein großes Protein Thyroglobulin 660 kD und ein kleines α-Lactalbumin 14,4 kD wurden als Proben bei einem pH von 8,2 verwendet, bei dem beide negativ geladen sind. 1 zeigt die Trennung beider Proteine in einem Gradienten, der auf einem herkömmlichen starken Anionenaustauscher, Q-Sepharose HP, lief, ohne eine auf der Größe basierenden Beschränkung der Verfügbarkeit für die positiv geladenen Q-Liganden. Hier eluiert α-Lactalbumin (Peak 1) vor Thyroglobulin (Peak 2). 2 zeigt das Ergebnis von einem Gradienten, der mit Thyroglobulin auf Dextran T500 Q-Sepharose 6FF-Ionenaustauscher gemäß dieses Beispiels lief. Dieses große Protein wandert direkt durch die Säule, ohne adsorbiert zu werden. Das kleinere α-Lactalbumin, das auf eine ähnliche Weise durchlief, wird adsorbiert und eluiert im Gradienten (Peak 2). Siehe 3.

Beispiel 3. Synthese eines Kat-Anionenaustauschers durch Verwendung von Schichtaktivierung.

A. Synthese. 5 ml allylierte Sepharose HP mit einem Allylgehalt von ungefähr 0,2 mmol/ml, hergestellt analog zur Prozedur in Beispielen 1 und 2 durch Umsetzen von Sepharose HP mit Allylglycidylether in Wasser mit Natriumhydroxid als eine Base wurde in 20 ml destilliertem Wasser in einem Glasreaktionsgefäß suspendiert und bromiert mit kräftigem Rühren mit 0,3 mmol elementarem Brom. Das teilweise bro mierte Gel wurde dann mit 25 ml 0,1 M Natriumhydroxidlösung, gesättigt mit Natriumsulfit, umgesetzt. Reaktion bei 40°C über Nacht. Die Reaktion wurde beendet durch Neutralisation mit Essigsäure und nachfolgendem Waschen in einem Glasfiltertrichter mit ungefähr 100 ml destilliertem Wasser. Verbleibende Allylgruppen auf der teilweise funktionalisierten Matrix wurden in 20 ml destilliertem Wasser mit einem Überschuss von Brom durch tropfenweise Beladen von elementarem Brom bromiert, bis eine verbleibende gelbe Färbung der Gelsuspension erhalten wurde. Die bromierte teilweise funktionalisierte Matrix wurde dann auf einem Glasfiltertrichter mit destilliertem Wasser gewaschen und in 25 ml einer 50%-igen Lösung von Bis(-3-aminopropyl)amin geladen. Reaktion bei Raumtemperatur mit Rühren über Nacht. Die Reaktion wurde beendet durch Neutralisation mit 50%-iger Salzsäure und nachfolgendem Waschen in einem Glasfiltertrichter mit 100 ml destilliertem Wasser.
B. Chromatographische Bewertung eines geschichteten Kat-Anionenaustauschers. Ungefähr 1 ml Kat-Anionenaustauscher, hergestellt gemäß der oben angegebenen Spezifikation, wurde gepackt in eine HR5/5-Säule (Amersham Pharmacia Biotech AB), wurde verbunden mit einem FPLC-System und ins Gleichgewicht gebracht mit einem pH 6,0-Puffer. Die Proteinproben wurden adsorbiert und eluiert durch Verwendung eines Salzgradienten, auch bei pH 6,0. Probe A. Lysozym, ein Protein, das positiv geladen ist bei pH 6,0, ließ man gemäß dem obigen durchlaufen. Siehe Chromatogramm in 4, das zeigt, dass Lysozym an die negativen Sulfonatliganden der Matrix gebunden und dann eluiert werden können. Probe B. Transferrin, Ovalbumin und β-Lactoglobulin, Proteine, die bei einem pH von 6,0 negativ geladen sind, ließ man gemäß dem obigen durchlaufen. Siehe Chromatogramm in 5, das zeigt, dass Transferrin, Ovalbumin und β-Lactoglobulin an die positiv geladenen Aminliganden der Matrix gebunden und dann eluiert werden können.

Das Ergebnis der Chromatographietests A und B zeigt, dass es Bereiche/Schichten in den Teilchen gibt, die nur positiv geladene Gruppen enthalten, und Bereiche/Schichten mit nur negativ geladenen Gruppen gibt.
Figuren
1. Chromatogramm von der 50 μl-Probenmischung, die durchgelaufen ist, enthaltend 0,5 mg/ml α-Lactalbumin (Peak 1) und 0,5 mg/ml Thyroglobulin (Peak 2) auf einer HR5/5-Säule (Amersham Pharmacia Biotech), enthaltend Q-Sepharose HP, Bettenhöhe 5,9 cm.
Puffer A: 20 mM Tris-HCl pH 8,2
Puffer B: 20 mM Tris-HCl + 0,5 M NaCl
Fließgeschwindigkeit: 1 ml/min
2. Chromatogramm von der 200 μl-Probe, die durchgelaufen war, enthaltend 0,25 mg/ml α-Lactalbumin auf einer HR5/5-Säule (Amersham Pharmacia Biotech), enthaltend Dextran T500 Q-Sepharose 6FF, gemäß Beispiel 2, Bettenhöhe 6,5 cm.
Puffer A: 20 mM Tris-HCl, 50 mM NaCl pH 8,2
Puffer B: 20 mM Tris-HCl + 1 NaCl
Fließgeschwindigkeit: 0,2 ml/min
3. Chromatogramm von der 200 μl-Probe, die durchgelaufen ist, enthaltend 1 mg/ml Thyroglobulin auf einer HR5/5-Säule (Amersham Pharmacia Biotech), enthaltend Dextran T500 Q-Sepharose 6FF, gemäß Beispiel 2, Bettenhöhe 6,5 cm.
Puffer A: 20 mM Tris-HCl, 50 mM NaCl pH 8,2
Puffer B: 20 mM Tris-HCl + 1 NaCl
Fließgeschwindigkeit: 0,2 ml/min
4. Chromatogramm von einer 50 μl-Probe, durchgelaufen enthaltend 1 mg/ml Lysozym auf einer HR5/5-Säule (Amersham Pharmacia Biotech), enthaltend Kat-Anionenaustauscher gemäß Beispiel 3, Bettenhöhe 4,2 cm.
Puffer A: 20 mM Piperazin-HCl pH 6,0
Puffer B: 20 mM Piperazin-HCl + 1 NaCl
Fließgeschwindigkeit: 0,5 ml/min
5. Chromatogramm von einer 50 μl-Probe, durchgelaufen enthaltend 0,1 mg/ml Transferrin (Peak 1), 0,2 mg/ml Ovalbumin (Peaks 2 und 3) und 0,2 mg/ml β-Lactoglobulin (Peak 4) Kat-Anionenaustauscher gemäß Beispiel 3, Bettenhöhe 4,2 cm.
Puffer A: 20 mM Piperazin-HCl pH 6,0
Puffer B: 20 mM Piperazin-HCl + 1 NaCl
Fließgeschwindigkeit: 0,5 ml/min

Claims

Verfahren zum Herstellen poröser Matrizen durch Einführen einer Funktionalität in eine poröse Matrix, die Gruppen A aufweist, wobei die Funktionalität durch Reaktion des Reagens I mit den Gruppen A eingeführt wird, dadurch gekennzeichnet, dass die Matrix mit dem Reagens I in einer Menge in Kontakt gebracht wird, die im Vergleich zu den Gruppen A unzureichend ist, um Matrizen zu erzeugen, die in ihrem Inneren eine oder mehrere Schichten mit unterschiedlichen Funktionen aufweisen, wobei die Gruppen A ausgewählt sind aus der Gruppe, die besteht aus Hydroxy, Amino, Carboxy (-COOH/-COO^–), Mercapto und Kohlenstoff-Kohlenstoff-Doppelbindungen, und wobei das Reagens I eine beliebige Verbindung ist, die schneller an die Matrix binden kann als sie durch die Matrix diffundiert.
Verfahren nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass A eine Kohlenstoff-Kohlenstoff-Doppelbindung ist, und dass das Reagens I ein Halogenierreagens ist.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 2, dadurch gekennzeichnet, dass das Reagens I X₂ oder XOH ist, wobei X ein Halogen, ausgewählt aus Chlor, Brom und Jod ist.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Funktionalität, die eingeführt wird, eine reaktive Gruppe ist, die in einem nachfolgenden Schritt mit einer Verbindung B umgesetzt wird, die eine erwünschte Trenncharakteristik in die Matrix einführt.
Verfahren nach Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, dass die Verbindung B eine oder mehrere Trenncharakteristika basierend auf Affinitäts- und/oder Gelfiltration einführt.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 5. dadurch gekennzeichnet, dass die Matrix hydrophil ist und hydrophile Gruppen auf ihren inneren und äußeren Oberflächen aufweist.
Verfahren nach Anspruch 6, dadurch gekennzeichnet, dass die Matrix Hydroxylgruppen auf ihren inneren und äußeren Oberflächen aufweist.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass die Matrix aus einem Polyhydroxypolymer gebildet ist.
Verfahren nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, dass die Matrix aus einem Polysaccharid gebildet ist.
Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass die Reaktion der Gruppen A und des Reagens I in einem wässrigen Medium ausgeführt wird.
Verwendung einer Matrix, hergestellt nach einem der Ansprüche 1 bis 10 zum Einfangen einer Komponente aus einer Mischung von Komponenten.
Verwendung nach Anspruch 11, dadurch gekennzeichnet, dass die Trennung eine Chromatographie beinhaltet.