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Gebiet der Erfindung
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Diese
Erfindung betrifft ein biochemisches Verfahren zur Detektion von
Proteineigenschaften gemäß der Präambel von
beiliegendem Anspruch 1 und auch ein Gerät zur Detektion von Proteineigenschaften
gemäß der Präambel von
beiliegendem Anspruch 16.
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Hintergrund der Erfindung
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In
den letzten Jahren hat sich ein beträchtliches Interesse an den
Verfahren und damit in Verbindung stehenden Systemen zur Bestimmung
von Proteineigenschaften von zahlreichen Arten von Organismen, z.B.
Hefe, Bakterien und Säugetiere,
sowie Zelllinien ergeben. Derzeit erfordern Tests zur Detektion
von Proteineigenschaften eine große Zahl an Versuchsschritten,
die nacheinander durchgeführt werden.
Die Schritte umfassen zweidimensionale Gel-Elektrophorese (2D-Gele),
Post-Elektrophorese-Extraktion
der Proteine gefolgt von Massenspektrophotometrie. Die Verfahren
zur Proteinanalyse entwickeln sich in Richtung größerer Automatisierung
mit damit in Verbindung stehendem höheren Detektionsdurchsatz.
Solche technologischen Entwicklungen sind z.B. vom Human Genome
Project veranlasst worden. Dieses Projekt hat gezeigt, dass es im
menschlichen Genom tatsächlich
30.000 bis 40.000 Gene gibt. Mit der Entdeckung neuer Geneigenschaften
hat es auch ein erhöhtes
Interesse daran gegeben, zu verstehen, wie/warum verschiedene Proteine
produziert werden und wirken. Mit Millionen Proteineigenschaften
und Tausenden verschiedenen Spezies, die zu analysieren sind, sind
Hochdurchsatzverfahren zur Analyse von Proteineigenschaften für den kontinuierlichen
Fortschritt der Proteinwissenschaft sehr wichtig geworden. Es gibt
z.B. derzeit einen Bedarf für
massive parallele Hochdurchsatztechnologie zur Identifikation und
Charakterisierung von Proteinen (Proteomik) in Verbindung mit Arzneimittelforschung
und -entwicklung.
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Im
Gegensatz zu Genen können
Proteine in vitro amplifiziert werden, und deshalb sind nur geringe
Mengen zur Analyse verfügbar.
Daher ist die Entwicklung von Proteinanalyseverfahren, die bessere Empfindlichkeit
und Durchsatz bereitstellen, von größter Bedeutung für die wirkungsvolle
Verwendung von Proteinsequenzdatenbanken. Trotz dieses Bedarfs an
neuen Hochdurchsatztechnologien sind nur wenige Verfahren zur Bestimmung
von Proteineigenschaften im Handel verfügbar geworden. Derzeitige Verfahren
sind nicht in der Lage, den Durchsatz und die Reaktionsumgebung
zu erreichen, die für
die Detektion von Proteineigenschaften erforderlich sind.
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Die
zur Bestimmung von Proteineigenschaften verwendeten Verfahren umfassen
eine Vielzahl von konstituierenden Versuchen, die individuell markiert
sind; wenn die Versuche beendet worden sind, können sie unter Einsatz der
assoziierten Markierungen zur Identifikation gelesen werden. Die
derzeit verwendeten Markierungen umfassen:
- (a)
die Position jedes Versuchs in einer Mikrotiter-Platte, in einem
Röhrchen,
auf einem 2D-Gel oder in einen Massenspektrophotometer injiziert;
- (b) die Position jedes Versuchs auf der Oberfläche einer
Membran;
- (c) die Position jedes Versuchs auf der Oberfläche eines
integrierten Testschaltkreises, als „Proteinanordnung" bekannt, und
- (d) Fluoreszenzspektrum oder andere Verfahren zur Identifikation
von Teilchen, an welche die Versuche gebunden sind.
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Solche
bekannte Verfahren haben den Nachteil, dass sie Komponenten für ihre Ausführung verwenden,
die schwierig und teuer herzustellen und zu verwenden sind.
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Wie
oben erwähnt
ist der Hauptansatz zur Detektion von Proteineigenschaften zweidimensionale
(2D-)Gele. Dieses Verfahren hat wie zuvor beschrieben den Nachteil
schwieriger Analyse, schlechter Reproduzierbarkeit, Variabilität der Ergebnisse
und eingeschränkten
Probendurchsatz. Die zweidimensionalen Gele sind sehr arbeitsintensiv und
resultieren in der Proteincharakterisierung oft in einer Erfolgsrate
von nur 50 %. Zusätzliche
Nachteile für
2D-Gele sind, dass nur wenige gleichzeitige Versuche durchgeführt werden
können
und zusätzliche Verarbeitung
durch Massenspektrometrie erforderlich ist, bevor Versuchsergebnisse
erreicht werden können.
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Derzeit
besteht eingeschränkte
kommerzielle Verfügbarkeit
von Proteinmikroanordnungen, und die meisten Wissenschafter verwenden
ein „selbstgebrautes" Verfahren zur Analyse
von Proteinen, z.B. Herstellung einer Anordnung durch Anbringen
einer Zahl von Proteinen an einen Objektträger. Es überwiegt vermutlich dieser
Ansatz, kombiniert mit Verfahren, wie z.B. 2D-Gelen und Massenspektrophotometrie,
wenn kein alternatives Verfahren im Handel erhältlich ist.
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Im
US-Patent Nr. US 6.329.209 ,
abgetreten an Zyomyx Inc., ist eine Proteinmikroanordnung beschrieben.
Die Mikroanordnung wird zur simultanen Detektion einer Vielzahl
von Proteinen verwendet, die Expressionsprodukte, oder Fragmente
davon, einer Zelle oder Population von Zellen in einem Organismus
sind. Die Mikroanordnung betrifft ein Substrat, dessen Oberfläche in eine
Vielzahl von beabstandeten Immobilisierungsregionen mit einer Vielzahl von
Proteinfangmitteln darin geteilt ist. Jede Immobilisierungsregion
wird von Grenzen umgeben, die einer nicht-spezifischen Proteinbindung
standhalten. Jede Stelle ist durch ihre räumliche Position auf der Oberfläche des
Substrats wirksam markiert. Der Proteinprofiling-Biochip von Zymomyc
Inc. ist in der Lage, durch parallele Analyse in der Größenordnung von
1200 Proteinen zu analysieren. Während
die Verarbeitungsschritte der Proteinanalyse mit dieser besonderen
Anordnung verglichen mit traditionellen Verfahren modernisiert werden
können,
bietet sie nicht notwendigerweise einen Anstieg des Durchsatzes,
da viele 2D-Gele bis zu Tausend Proteine trennen können.
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Da
die Zahl der getesteten Proben auf derselben Mikroanordnung steigt,
macht die Nachfrage nach damit verbundener Miniaturisierung der
Produktionsanlagen und der Umgang mit spezialisierten Materialen
die Herstellung solcher Mikroanordnungen zunehmend komplex. Die
Proteineigenschaften der Proben, die auf solchen Mikroanordnungen
beobachtet werden, müssen
im Vorhinein bekannt und isoliert sein; ein solches Vorwissen macht
es zu einem komplizierten und teuren Verfahren, um für die Anforderungen
der Kunden für
jeden unterschiedlichen Typ von Organismus oder Spezies, der/die
untersucht werden soll, spezifische Mikroanordnungen herzustellen.
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Weiters
ist das Ausmaß der
Wechselwirkung zwischen einem großen Volumen von Proteinen oder Peptidfragmenten,
die auf derselben Oberfläche
immobilisiert werden, nicht gut verstanden und könnte eine adäquate Bindung
mit der Testprobe verhindern. Dies ist problematisch, da sie deshalb
die Empfindlichkeit und/oder Spezifität des Versuchs verringern kann
sowie möglicherweise
eine erhöhte
Menge von Proteinprobe im Test erfordern kann. Weitere Nachteile,
die mit dieser Technologie in Zusammenhang stehen, sind geringe
Flexibilität,
schlechte Reaktionskinetik, lange Herstellungsdurchlaufzeiten, fortschrittliche
Lesetechnologie, hohe Kosten und geringe Datenqualität.
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Biotests,
die auf Mikroteilchen durchgeführt werden,
stellen eine andere Form von massiver paralleler Anordnungstechnologie
bereit. Verfahren zur gegenseitigen Trennung verschiedener Proben
sind durch Anbringen von Informationsmolekülen an kleine Träger erreicht
worden, sodass viele Tests gleichzeitig durchgeführt werden können. Ein
System, das dazu verwendet wird, die Träger gegenseitig zu unterscheiden,
ist normalerweise Fluoreszenz oder Reflexionsindizes.
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Luminex
Corporation und Upstate Biotechnology stellen ein Verfahren zur
Detektion von Serin/Threoninkinasen unter Verwendung von basischem
Myelinprotein (MBP) bereit, das an eine Reihe von Fluoreszenzträgern gebunden
ist. Die festen Träger
sind Mikroteilchen und verwenden optische Markierungen, um mit dem
MBP zu reagieren, um eine assoziierte Reaktion anzuzeigen. Ein fortschrittliches Sortiergerät wird dann
verwendet, um Träger
auszusortieren, die reagiert haben, wobei eine solche Sortierung
durch unterschiedliche optische Signalintensität erreicht wird, die mit den
verschiedenen Trägern in
Verbindung steht; wobei die optischen Markierungen lichtemittierend
sind und die Mikroteilchenträger abhängig von
der Intensität
des davon emittierten Lichts sortiert werden. Ein solches Sortierungsverfahren
ermöglicht
größere Flexibilität als Mikroanordnungen
bei der Detektion von Proteineigenschaften durch die Verwendung
von unterschiedlich beladenden Mikroteilchen. Jedoch bestehen immer
noch Probleme hinsichtlich der Komplexität der Ausstattung mit Instrumenten,
die zur Bestimmung der unterschiedlichen Intensitätsausmaße von Licht
erforderlich sind, das von den aktivierten Mikroteilchen emittiert
wird. Der Durchsatz dieser Technologie ist derzeit auch auf 100
Proben beschränkt,
was nicht das Ausmaß von
Multiplexing bereitstellt, das für
Versuche mit hohen Volumen erforderlich ist.
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In
der veröffentlichten
internationalen PTC-Anmeldung Nr.
WO
00/16893 ist ein Verfahren betreffend der Verwendung von
festen Trägern
in einem Biotest und ein Verfahren zur Herstellung solcher Träger beschrieben.
Die Träger
werden aus einem anodisierten Metall, vorzugsweise Aluminium, hergestellt.
Die Träger
weisen zum Beispiel daran angeheftete Antikörper zur Bindung an Antigene
auf.
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WO-A-97/14028 und
US-A-5.981.180 offenbart
ein Verfahren zur diagnostischen und genetischen Multiplexanalyse
von Enzymen, DNA-Fragmenten, Antikörpern und anderen Biomolekülen. Durchflusszytometrie
wird zur Klassifizierung von markierten Kügelchen innerhalb einer Kügelchenreihe
verwendet.
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WO-A-00/55363 offenbart
ein Verfahren zur Detektion und Analyse von Unterschieden zwischen Nucleinsäuren aus
zwei Quellen, worin Targetkügelchen
mit zwei Nucleinsäuren
gemischt werden und durch Durchflusszytometrie gemischt werden.
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EP-A-0126450 offenbart ein
Verfahren zur Detektion von Antigenen oder Antikörpern in einem Fluid, worin
Populationen von Teilchen voneinander mithilfe einer fluoreszierenden
Substanz, der Menge dieser Substanz und der Partikelgröße unterschieden
werden können.
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US-A-5.206.143 offenbart
ein Verfahren zur Unterscheidung von multiplen Subpopulationen von biologischen
Teilchen in einer Probe basierend auf Unterschieden der Fluoreszenzintensität, die auf
ein oder zwei Fluorochrome zurückzuführen sind,
mit welchen die biologischen Teilchen markiert sind.
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DE-A-10031028 offenbart
ein Verfahren zur Selektion von Teilchen mit einer vorbestimmten
Eigenschaft aus einer Population, die eine große Zahl von unterschiedlichen
Teilchen umfasst.
WO-A-95/32425 offenbart
ein Verfahren zum Kodieren von kombinatorischen Bibliotheken unter
Einsatz von mit Fluorophor markierten Kügelchen, und
US-A-6.096.496 offenbart ein Kügelchen
kombinatorischer Chemie, das einen Emittenten von elektromagnetischem
Spektrum als einzigartigen Identifikator umfasst.
US-A-4.568.630 offenbart ein Verfahren
zur Herstellung einer anodisierten Aluminiumdruckplatte.
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US-A-5.519200 offenbart
ein Identifikationsgerät,
das einen magnetisch-optischen Streifen und einen optischen Barcode
umfasst, worin der magnetisch-optische Streifen an einem bekannten
Ort relativ zum optischen Barcode positioniert ist, sodass bei visueller
Identifikation des Barcodes der Ort des magnetisch-optischen Streifens
zu finden ist.
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Eine
andere bekannte Anwendung zur Charakterisierung und Identifikation
von Proteinen ist die Analyse von Analyten, die mit der Erkrankung
in Verbindung stehen. Die Analyse von Analyten wird derzeit unter
Einsatz einer Vielzahl von Verfahren durchgeführt, die ELISA (enzymgekoppelte
Immunadsorptionsbestimmung), RIA (Radioimmunoassay), chromogene
Tests, HPLC (Hochleistungsflüssigkeitschromatographie),
GCMS (Gaschromatographie-Massenspektroskopie), DC (Dünnschichtchromatographie),
NIR (Nah-Infrarotanalyse) umfassen. Diese Verfahren haben den Nachteil,
dass die Zahl von Analyten eingeschränkt ist, die zu einem beliebigen
Zeitpunkt getestet werden kann, dass sie zeitraubend sind und teure
Ausrüstung
erfordern.
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Ein
anderes Problem, das bei heutiger Proteincharakterisierungstechnologie
auftritt, ist der Bedarf an gut ausgebildetem Personal, das verschiedene
Systemanordnungen versteht, die erforderlich sind, wenn steigende
Zahlen von Versuchen zur Bestimmung von Proteineigenschaften durchgeführt werden.
Diese Personalerfordernisse führen
zu relativ großen
anfänglichen
Investitionen in die Ausbildung von Personal. Es ist oft notwendig,
wegen Validierungserfordernissen und zur Steigerung der Verlässlichkeit
der Analyseergebnisse wiederholt Versuche durchzuführen, die
eine Kontrolle durch Wissenschafter erfordern, was die Verfügbarkeit
dieser Wissenschafter für
andere Aktivitäten
reduziert. Weiters gibt es in vielen Industrien, wie z.B. Arz neimittelforschung
und -entwicklung, große
Bereiche von Technologien, die im gesamten Verfahren verwendet worden
sind, die alle validiert sein müssen,
was zu beträchtlichen
zeitlichen Erfordernissen und Kosten führt.
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Zusammenfassung der Erfindung
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Ein
erstes Ziel der Erfindung ist es, ein verbessertes Verfahren zur
Detektion von Proteineigenschaften bereitzustellen.
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Ein
zweites Ziel der Erfindung ist es, ein kostengünstiges Hochdurchsatzverfahren
zur Durchführung
von Versuchen zur Detektion von Proteineigenschaften bereitzustellen.
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Ein
weiteres Ziel der Erfindung ist es, ein verbessertes Gerät zur Detektion
von Proteineigenschaften bereitzustellen.
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Gemäß dem ersten
Aspekt der Erfindung wird, um eines oder mehrere der zuvor genannten Ziele
der Erfindung und andere Ziele zu erreichen, die sich aus der folgenden
Beschreibung ergeben, ein wie im beiliegenden Anspruch 1 definiertes
Verfahren bereitgestellt.
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Weiters
wird gemäß dem zweiten
Aspekt der vorliegenden Erfindung zur Erreichung eines oder mehrerer
der zuvor genannten Ziele der Erfindung und anderer Ziele, die sich
aus der folgenden Beschreibung ergeben, ein Gerät wie in beiliegendem Anspruch
16 definiert bereitgestellt.
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Das
Verfahren und Gerät
sind von Vorteil insofern, als dass sie in der Lage sind, die zuvor
genannten Ziele der Erfindung zu erreichen.
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Daher
betrifft der erste Aspekt der vorliegenden Erfindung ein Verfahren
zur Detektion von Proteineigenschaften, wo Träger mit spezifischen Barcodes
ein Informationsmolekül
aufweisen, das an die Hauptoberfläche davon angebracht ist. Das
An bringen der Moleküle
an die Träger
und das Suspendieren dieser in einem Fluid ermöglicht eine sehr gute Reaktionskinetik,
wodurch die Empfindlichkeit verbessert wird sowie das Reaktionsvolumen
und die Zeit reduziert werden. Die Probe, die möglicherweise eine Proteineigenschaft
aufweist, die detektiert wird, wird zum Fluid zugegeben. Ein Multiplexversuch
von Hunderttausenden Tests in einem ist möglich, da eine große Zahl
von Trägern
mit unterschiedlichen Barcodes und angebrachten Informationsmolekülen gleichzeitig
im Biotest vorliegen können.
Die Verwendung solcher Moleküle
in Kombination mit Trägern verringert
den Bedarf, gesammelte oder wiederholte Versuche durchzuführen. Verschiedene
Formen von Signalen werden dazu verwendet, die Barcodes der Träger und
das Wechselwirkungssignal anzuzeigen, das eine Wechselwirkung mit
einer oder mehreren Proteineigenschaften angibt. Ein solcher Ansatz
resultiert in weniger fortschrittlichen Lese- und Detektoreneinheiten,
die zur Durchführung
von Testmessungen erforderlich sind, wodurch möglicherweise Kosten reduziert
werden.
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In
einer bevorzugten Ausführungsform
der Erfindung werden die Träger
vor der Anheftung von Informationsmolekülen daran oxidiert. Eine solche Anbringung
ermöglicht
der Oberfläche
der Träger, über verbesserte
mechanische und chemische Anheftungseigenschaften zu verfügen. Alternativ
oder zusätzlich
dazu sind die Träger
mit einem oder mehreren molekularen Bindungsmitteln umhüllt, um
die Anbringung des Informationsmoleküls daran zu verstärken.
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In
einer weiteren bevorzugten Ausführungsform
der Erfindung führt
eine Messeinheit die Detektion von signalemittierenden Markierungen
und das Lesen der Barcodes im Wesentlichen simultan durch. Diese
gleichzeitige Messung verringert das Risiko von falschem Lesen und
erhöht
den Durchsatz, da fortschrittliche Software nicht zum Nachverfolgen
der Träger
verwendet wird.
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In
einer weiteren Ausführungsform
der Erfindung umfasst das Lesen des Barcodes das Orten einer oder
mehrerer Eigenschaften, die anzeigen sollen, wie die gesammelte
Information zu interpretieren ist. Dies macht es möglich, die
Träger
unabhängig von
ihrer Position oder Durchflussrichtung durch z.B. ein Durchflusszytometerlesesystem
zu identifizieren.
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Eine
weitere Ausführungsform
der Erfindung verfügt über ein
Fluid, das geladene Träger
umfasst, die auf ein Substrat platziert sind und in der Folge an ein
Substrat angebracht sind. Diese ermöglicht einen mehrfachen Anstieg
der Durchsatzkapazität
der Standard-Planarleseverfahren, während sie nur geringfügige Anpassungen
an bestehende Ausrüstungsanordnungen
erfordert.
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Gemäß einem
speziellen Ansatz der Erfindung umfasst das Lesen der Messeinheit
das Fortbewegen des Substrats mit seinen assozierten Trägern entlang
eines vorgegebenen Wegs. Eine solche Bewegung entlang des Wegs wird
bevorzugt durch Bewegung des Substrat mit sich darauf befindenden Trägern erreicht,
während
die Messeinheit stationär ist.
Es ist offensichtlich, dass, alternativ dazu, die Messeinheit bewegt
werden könnte,
während
das Substrat mit Trägern
stationär
ist. Solche Ansätze sind
in der Lage, dazu zu führen,
dass im Wesentlichen alle Träger
im Fluid analysiert werden. Die entsprechenden Positionen dieser
Träger,
die sich nur teilweise im Fokusbereich der Messeinheit entlang des
Messwegs befinden, sind registriert, sodass sie nur einmal analysiert
werden.
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In
anderen bevorzugten Ausführungsformen der
Erfindung dienen die detektierten Proteineigenschaften dem Arzneimitteltargeting,
der Proteomik oder Analyse von Analyten. Diese Ausführungsformen
der Erfindung umfassen ein System zur Durchführung von massiv parallelen
multiplen Biotests zum Arzneimitteltargeting, zur Proteomik und/oder
Analyse von Analyten in einer kostengünstigen, schnellen und geeigneten
Art und Weise. Ein solches Schema erreicht einen höheren Durchsatz
durch die Herstellung einer Suspension, umfassend viele Tausende verschiedene
Arten von z.B. mikrobearbeiteter kodierter Träger, die auch Markierungen
oder Mikromarkierungen genannt werden. Jeder dieser Träger trägt z.B.
Nucleinsäure,
Peptidnucleinsäure
(PNA), Enzym und/oder Proteininformationsmoleküle. Die Träger mit angehefteten Informationsmolekülen werden
mit der Probe gemischt, die potenziell die getestete Proteineigenschaft
gemeinsam mit einer signalemittierenden Markie rung umfasst, nämlich ein
Reportersystem, wie z.B. Fluoreszenz. Nur Träger mit Nucleinsäuren, PNAs,
Enzymen und/oder Proteinsonden, die sich an die untersuchten Proteineigenschaften
binden, binden an die signalemittierende Markierung, die dann ein
Signal, z.B. Fluoreszenz, emittiert.
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Im
zweiten Aspekt der Erfindung wird ein Gerät zur Detektion von Proteineigenschaften
bereitgestellt, das Detektionsmittel und Identifikationsmittel aufweist,
die zwei verschiedene Signaltypen registrieren sollen, wobei das
erste Signal mit der Detektion von aktivierten signalemittierenden
Markierungen assoziiert ist und das zweite Signal mit dem Lesen von
Barcodes von Trägern
assoziiert ist. Eine solche Vielfalt von verschiedenen Signaltypen
verringert den potenziellen Bedarf, fortschrittliche und teure Bildverarbeitungsausrüstung zu
verwenden.
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Eine
Ausführungsform
eines festen Trägers, der
in geeigneter Weise mit dem Gerät
in einem biochemischen Arzneimitteltargeting-, Proteomik- oder Analytenanalyse-Test verwendet wird,
hat eine im Wesentlichen lineare oder planare Form und eine anodisierte
metallische Oberflächenschicht.
Die größte Dimension
des Trägers
ist bevorzugt geringer als etwa 250 µm, noch bevorzugter geringer
als 150 µm und
am bevorzugtesten geringer als etwa 100 µm lang, wodurch eine wässrige Suspension
aus einer Vielzahl von Trägern
formbar ist. Dies ermöglicht
die Verwendung derselben Form von Biotest für mehrere verschiedene Versuchstypen.
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In
weiteren Ausführungsformen
weist die Oberflächenschicht
des Trägers
eine Anodisationsschicht mit einer Zellstruktur mit der Wachstumsrichtung
der Zellen der Anodisationsschicht lotrecht zur Ebene der Oberflächenschicht
auf. In geeigneter Weise weist der Träger eine Nucleinsäure, PNA,
Enzym und/oder Proteininformationsmoleküle (Sonde) auf, die an die
Oberflächenschicht
gebunden ist/sind. Die Oberflächenschicht
des Trägers
kann aus Aluminium bestehen und auch porös sein. Weiters wird die Porengröße der Oberflächenschicht
geeignet in etwa an die Größe der zu
bindenden Nucleinsäure-,
PNA-, Enzym- und/oder Proteinmoleküle gebunden.
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Dies
stellt den Träger
mit exzellenten mechanischen und chemischen Bindungseigenschaften
zur Anheftung von Informationsmolekülen bereit.
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Der
in den Träger
aufgenommene Barcode ist ein räumlich
variierendes Muster für
Identifikationszwecke. In geeigneter Weise wurde die Messeinheit,
z.B. ein optisches Lesegerät,
zum Lesen der Muster und Identifizieren der Träger verwendet.
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Es
versteht sich, dass Eigenschaften der Erfindung, die im Vorangegangenen
beschrieben wurden, in einer beliebigen Kombination kombiniert werden
können,
ohne vom Schutzumfang der Erfindung abzuweichen.
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Beschreibung der Zeichnungen
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Ausführungsformen
der Erfindung sind nun durch Beispiele unter Verweis auf die begleitenden Zeichnungen
beschrieben, worin:
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1 ein
Grundriss und eine Seitenansicht eines einzelnen Trägers ist,
der einen Barcode umfasst;
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2 eine
schematische Darstellung eines Biotests ist, der Träger, Informationsmoleküle und signalemittierende
Markierungen umfasst;
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3 eine
Querschnittsansicht in der Durchflussrichtung eines auf Durchfluss
basierenden Lesegeräts
ist;
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4 ein
schematisches Flussdiagramm des Inkubations- und Leseverfahrens
eines planarbasierten Lesegeräts
ist;
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5 eine
schematische Darstellung ist, die ein planarbasiertes Lesegerät zum Abfragen
von Trägern
auf einem Planarsubstrat darstellt; und
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6a, 6b schematische
Grundrisse eines Planarsubstrats sind, die Beispiele für den von planarbasierten
Lesegeräten
eingeschlagenen Messweg veranschaulichen.
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Beschreibung von Ausführungsformen
der Erfindung
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In 1 ist
eine Darstellung eines bevorzugten einzelnen Trägers 1 bereitgestellt.
Ein solcher Träger
wird in der folgenden Beschreibung auch als „Mikromarkierung" bezeichnet. Der
Träger 1 kann aus
einer großen
Reihe von Materialien, die von Polymeren, Glas bis zu Metalllegierungen
reichen, hergestellt werden, wird aber bevorzugt aus einem Metall
und am bevorzugtesten aus Aluminium hergestellt. Träger 1 inkorporiert
einen Barcode 2, der in Form von zumindest einer Rille,
Kerbe, Vertiefung, Ausstülpung,
Fortsatz (oder einer Kombination davon) und am bevorzugtesten Loch
sein kann. Barcode 2 ist in geeigneter Weise ein optischer
Transmissionsbarcode. Barcode 2 wird als räumlich sequenzielle
Reihe von Löchern
eingeführt,
die sich durch den Träger 1 erstrecken.
Solche Löcher
können
verschiedener Form und Größe sein.
Sie sind auch in der Lage, einen guten optischen Kontrast bereitzustellen,
da feste Bereiche von Träger 1 Licht
im Wesentlichen nicht übertragen,
während
Löcher
von Barcode 2 Licht höchst
wirkungsvoll übertragen,
das daran empfangen wird.
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Träger 1 kann
verschiedenster Form sein, hat aber bevorzugt eine im Wesentlichen
planare Form mit zumindest einer Hauptoberfläche 11. Jeder Träger 1 dieser
Form hat eine größte Dimension 3 von
weniger als etwa 250 µm,
noch bevorzugter weniger als 150 µm und am bevorzugtesten weniger
als etwa 100 µm
Länge.
Träger 1 weist
in geeigneter Weise ein Verhältnis
von Breite 4 zu Länge 3 in
einem Bereich von etwa 1:2 bis etwa 1:20 auf, obwohl ein Verhältnisbereich
von etwa 1:5 bis etwa 1:15 besonders bevorzugt ist. Weiters hat
Träger 1 eine
Dicke 5, die bevorzugt geringer ist als etwa 3 µm und noch
bevorzugter geringer als etwa 1 µm. Es hat sich erwiesen, dass
die Dicke von weniger als etwa 1 µm ausreichend mechanische
Trägerstärke bereitstellt,
um Träger 1 in
Biotests nutzbar zu machen. Eine bevorzugte Ausführungsform der Erfindung betrifft
Träger 1 mit
einer Länge 3 von
etwa 100 µm, einer
Breite 4 von etwa 10 µm
und eine Dicke 5 von etwa 1 µm; solche Träger sind
in der Lage, bis zu 100.000 verschiedene Identifikationssequenzbarcodes 2 zu
speichern. Es sind Versuchsdemonstrationen von bis zu 100.000 verschiedenen
Varianten der Träger 1 zur Verwendung
in Biotests für
Proteincharakterisierungsversuche unternommen worden. Träger 1 verschiedener
Länge 3 in
einem Bereich von 40 bis 100 µm,
die zwischen zwei und fünf
Dezimalziffern von Daten im Barcode 2 tragen, sind zur
Verwendung in verschiedenen Versuchen zur Detektion von Proteineigenschaften
hergestellt worden.
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Etwa
zehn Millionen solcher Träger 1,
nämlich
Mikro-Markierungen, können
auf einem einzigen Substrat mit einem Durchmesser von 6 Zoll hergestellt
werden, zum Beispiel ein Siliciumwafer, unter Einsatz derzeitiger
Herstellungsverfahren. Herkömmliche
Photolithographie und Trockenätzverfahren
sind Beispiele für
solche Herstellungsverfahren, die zur Herstellung und Mustergebung
einer anodisierten Aluminiumschicht verwendet werden, um separate
feste Träger 1 zu
ergeben.
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Ein
Verfahren zur Herstellung einer Vielzahl von Trägern, die Träger 1 ähnlich sind,
umfasst die folgenden Schritte:
- (1) Abscheiden
einer löslichen
Trennschicht auf ein planares Substrat;
- (2) Abscheiden einer Schicht eines Aluminiummaterials auf der
Trennschicht fern vom Substrat;
- (3) Definieren der Trägereigenschaften
in der Aluminiummaterialschicht durch photolithographische Verfahren
und Ätzverfahren;
- (4) optionale Anodisation der Aluminiummaterialschicht und
- (5) Entfernen der Freisetzungsschicht unter Einsatz eines geeigneten
Lösungsmittels,
um die Träger
zu ergeben, die aus dem Planarsubstrat freigesetzt werden.
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Es
versteht sich, dass Schritte (3) und (4) in beiden Reihenfolgen
durchgeführt
werden können. Weiters
kann, wenn erforderlich, Schritt (4) ausgelassen werden. Gegebenenfalls
kann Gasanodisation des Aluminiummaterials in Schritt (2) verwendet werden;
eine solche Gasanodisation ist in der Lage, den Trägern 1 Anodisationsregionen
zu verleihen, die sich tief in Träger 1 erstrecken.
Die Trennschicht ist bevorzugt Polymethylmethacrylat (PMMA) oder
ein anderer geeigneter Typ von Material, zum Beispiel ein optischer
Widerstand, wie er in herkömmlichen Halbleitermikrofabrikation
verwendet wird; die Trennschicht wird so ausgewählt, dass sie Eigenschaften zeigt,
die der Aluminiummaterialschicht ermöglichen, hinsichtlich des planaren
Substrats in den Schritten (3) und (4) an Ort und Stelle gehalten
zu werden. Wenn PMMA verwendet wird, umfasst ein geeignetes Lösungsmittel
Aceton und/oder Methylisobutylketon (MIBK).
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In 2 ist
ein Verfahren zur Detektion von Proteineigenschaften in Form eines
Biotests dargestellt, der im Allgemeinen durch 6 angezeigt
wird. Biotest 6 umfasst zwei Bindungsereignisversuche,
die von den gegenseitigen unterschiedlich exponierten molekularen
Gruppierungen wie angegeben angezeigt werden. Test 6 umfasst
eine Vielzahl von Trägern,
wobei jeder Träger
Träger 1 ähnlich ist.
Weiters wird Test 6 durch Zusammenmischen von Suspensionen
von gewählten
Reihen aktiver Träger 1 erzeugt. Jeder
aktive Träger 1 mit
einem entsprechenden spezifischen Barcode 2 hat damit ein
einzigartiges Informationsmolekül 7 assoziiert,
zum Beispiel eine Nucleinsäure
oder PNA-Sonde, die damit assoziiert sind, welches sich an eine
spezifische Form von Probenmolekül 8 bindet
und/oder damit wechselwirkt, das während nachfolgender Proteincharakterisierungsanalyse
detektiert wird. Informationsmoleküle 7 werden in einer
generischen Bedeutung verwendet anstatt auf die Bedeutung eines
Moleküls
in seiner physikalischen oder chemischen Bedeutung beschränkt zu sein.
Die Informationsmoleküle 7 können an
Träger 1 angeheftet
werden, entweder bevor oder nachdem die Träger 1 aus dem entsprechenden
planaren Substrat freigesetzt werden, das in ihrer Herstellung verwendet
wird. Vermehrte Beschichtung der Informationsmoleküle 7 auf
den Träger 1 wird
durch Anheftung der Moleküle 7 an
die Träger 1 nach
deren Freisetzung aus dem assoziierten planaren Herstellungssubstrat
erreicht. Signalemittierende Markierungen, zum Beispiel eine Markierung 9,
sind bevorzugt Fluoreszenzmarkierungen. Nur Träger mit Informationsmolekülen 7,
die an das detektierte Proteineigenschaftsprobenmolekül 8 gebunden
haben, werden fluoreszieren. Die Fluoreszenzmarkierung 9,
die an das detektierte Probenmolekül 8 ge bunden ist,
und indirekt das Informationsmolekül 7 verursacht diese Fluoreszenz,
die mit 10 bezeichnet wird. Das Probenmolekül 8 umfasst
vorzugsweise Materie zur Detektion von Proteineigenschaften. Das
Probenmolekül 8 ist
vorzugsweise mit den signalemittierenden Markierungen 9 markiert,
bevor es in Biotest 6 eingeführt wird, nämlich ein Fluid, vorzugsweise
eine flüssige Lösung und
am bevorzugtesten eine flüssige
Lösung,
die Wasser umfasst. Alternativ dazu können die signalemittierenden
Markierungen 9 in die flüssige Lösung eingeführt werden, bevor sie zur Probe zugegeben
werden, die hinsichtlich der Proteine charakterisiert wird. Das
Testergebnis wurde durch den Fluoreszenzgrad verschiedener Typen
von Trägern 1 gemessen.
Die Fluoreszenzintensität
der signalemittierenden Markierung 9 quantifiziert das
Ausmaß der detektierten
Probenmoleküle 8 mit
den im Biotest 6 gegenwärtigen
Proteineigenschaften. Versuche, wo eine binäre ja/nein-Reaktionsabfrage
bevorzugt ist, erfordern nur die Bestimmung, ob die Träger 1 im
Biotest 6 fluoreszierend sind oder nicht.
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Die
Informationsmoleküle 7,
die an Träger 1 angeheftet
sind, werden bevorzugt in Versuchen zur Detektion von Probenmolekülen mit
spezifischen Proteineigenschaften in verschiedenen Ausführungsformen
der Erfindung verwendet, z.B. können
die Moleküle 7 Folgende
sein:
- (a) Enzym-, Protein- und/oder PNA-Moleküle zur Analyse
von Analyten;
- (b) Nucleinsäure-,
Protein- und/oder PNA-Moleküle
zum Arzneimitteltargeting oder
- (c) Nucleinsäure-,
Protein- und/oder PNA-Moleküle
für Proteomik.
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Es
versteht sich, dass die Informationsmoleküle 7 nicht auf die
obigen (a) bis (c) beschränkt
sind und eine große
Reihe von Verbindungen umfassen können, die in der Lage sind,
einzigartig unterschieden und identifiziert werden zu können. Ein
Beispiel für
eine geeignete Verbindung ist ein Peptidfragment, das so geschaffen
ist, dass es sich an ein spezifisches Target bindet. Alle Moleküle in diesem
großen Bereich
und/oder Sonden können
an Träger,
die durch die Schritte (1) bis (5) oben hergestellt sind, entweder
vor oder nach Durchführung
von photolithographischen Operationen oder Freisetzung der Träger 1 aus
dem planaren Substrat angeheftet werden. Die In formationsmoleküle 7 werden
vorzugsweise an nur eine Seite des Trägers 1 angeheftet;
alternativ dazu bedecken die Moleküle 7 vorzugsweise Träger 1 im
Ganzen oder teilweise.
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Die
Moleküle 7 können so
angeordnet werden, dass sie sich nur schwach an Träger 1 binden; eine
solche schwache Bindung wird durch eine Anordnung erreicht, sodass
die Aluminiumoberfläche 11 in
einem unbehandelten Zustand ist, wenn sie in einer flüssigen Lösung, z.B.
einer wässrigen
Lösung, inkubiert
wird. Durch Modifikation der Oberfläche 11 der Träger 1 oder
der Informationsmoleküle 7 kann eine
solche Bindung selektiv verstärkt
werden. Anodisation der Anheftungsoberfläche 11 der Träger 1 ist ein
Weg, um eine solche Verstärkung
bereitzustellen. Es sind Verfahren zur Züchtung poröser Oberflächen auf Aluminium fachbekannt.
Es sind ebenfalls Verfahren zur Versiegelung solcher porösen Oberflächen bekannt.
Der Patentanmelder hat dieses Wissen genutzt, um ein relativ einfaches
Verfahren zur Züchtung
einer absorbierenden Oberfläche
mit genau kontrollierter Porosität
und Tiefe zu entwickeln. Solche porösen Oberflächen sind in der Lage, sich gut
an die bevorzugte Nucleinsäure,
PNA, Enzym oder Proteinmoleküle
zu binden. Der Einsatz eines Avidin-Biotin-Systems ist ein anderer Ansatz zur Verbesserung
der Bindung zwischen den Trägern
und ihren assoziierten Informationsmolekülen 7. Die Oberfläche 11 von
Träger 1 kann
auch mit einem Polymermaterial, wie z.B. Silan und/oder Biotin,
behandelt werden, um die Anheftungseigenschaften weiter zu verstärken. Die
Träger 1 haben
vorzugsweise Silan auf ihren Oberflächen 11 gebrannt.
Die Anheftung von Bindungsmolekülen,
z.B. Avidin-Biotin-Sandwichsystem, an die Informationsmoleküle 7 verstärken weiter
ihre chemischen und molekularen Anheftungseigenschaften.
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Eine
solche verstärkte
Anheftung ist wichtig, weil sie den Sondenmolekülen 7 ermöglicht,
bei der Herstellung stark an die Trägeroberfläche 11 gebunden zu
sein, während
schwache nicht-spezifische Bindung von Fluoreszenztargetmolekülen 8 während der
Tests beibehalten werden. Weiters wird eine solche verstärkte Anheftung
vorzugsweise dadurch erreicht, dass kovalente Bindungen zwischen
Anheftungsoberfläche 11 von
Träger 1 und
dem Informationsmolekül 7 verfügbar sind.
Die kovalenten Bindungen verhindern, dass die Informationsmoleküle 7 von den
Trägern 1 abgelöst werden
und bei der Analyse störendes
Hintergrundrauschen im Biotest 6 verursachen. Es ist festgestellt
worden, dass es wichtig ist, die aktiven Träger 1, wobei diese
Träger über daran geheftete
Informationsmoleküle 7 verfügen, nach
Anheftung zu waschen, um jegliche überschüssige Informationsmoleküle 7 zu
entfernen, die andererseits das Rauschen im Biotest 6 während der
Analyse erhöhen
könnten.
Die Unterscheidung der Tests wird dadurch durch ein besseres Signal-zu-Rausch-Verhältnis verstärkt.
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Wie
im Vorangegangenen beschrieben ist jeder andere Barcode 2,
der auf den Trägern 1 hergestellt
wird, mit einem einzigartigen entsprechenden Informationsmolekül 7 verbunden.
Der Barcode 2 ist vorzugsweise auf den Trägern 1 als
Reihe von Löchern
gespeichert, unter Einsatz kodierender Schemen, die jenen ähnlich sind,
die auf den herkömmlichen
Barcodesystemen zu finden sind, z.B. wie sie zur Markierung von
Ware im Einzelhandel verwendet wird. Ein solcher Code ermöglicht die
Verwendung von bestehender Lesetechnologie zur Identifikation von
Barcodes 2 der Träger 1,
wodurch die anfängliche
Investition bei der Einführung
der Technologie gemäß der Erfindung
verringert wird.
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Es
sind nun Lesesysteme zur Verwendung mit dem Biotest 6 und
assoziierten Trägern
beschrieben.
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Der
Patentanmelder hat zwei Klassen von Lesesystemen entwickelt. Diese
basieren auf Durchflusszellen zur Handhabung der Träger 1 und
auf Planarbildgebung von ausplattierten Trägern 1.
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Ein
durchflussbasiertes Lesesystem, das in der Konstruktion einem Durchflusszytometer ähnelt, kann
verwendet werden, um Tausende von Trägern 1 pro Sekunde
durchzuziehen, wodurch gleichzeitig Barcode 2 jedes Trägers 1 und
die Ergebnisse des assoziierten Testergebnisses gelesen werden.
Das Testergebnis wird als binäres
ja/nein-Ergebnis oder durch den Grad der Fluoreszenz 10 gemessen.
Alternativ dazu kann ein planares Lesesystem verwendet werden, worin:
- (a) die Träger 1 auf
ein planares Substrat ausplattiert werden und dann
- (b) Fluoreszenzmikroskopie und assoziierte Bildgebungsverarbeitung
verwendet werden, um die Barcodes der Träger und die Ergebnisse ihrer
assoziierten Tests zu lesen.
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Ausführungsformen
des durchflussbasierten Lesesystems und des Planarlesesystems werden nun
unter Verweis auf die 3, 4, 5 und 6 detaillierter beschrieben.
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Unter
Verweis auf 3 ist ein Durchflusszellenlesegerät, das im
Allgemeinen durch 30 bezeichnet wird, dargestellt. Das
Lesegerät 30 umfasst ein
Durchflussröhrchen 31 mit
einem Stromauf-Ende und einem Stromab-Ende. Am Stromauf-Ende gibt es
innerhalb des Röhrchens 31 eine
Injektionsdüse 33 in
Fluidverbindung mit einer assoziierten Fokussierungszone 32,
wobei die Zone 32 sich außerhalb des Röhrchens 31 befindet.
Zone 32 läuft
spitz zusammen, wo sie sich mit Düse 33 überschneidet. Weiters
umfasst Düse 33 an
ihrem fernen Ende innerhalb von Röhrchen 31 eine Austrittsöffnung 43.
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Am
Stromab-Ende umfasst das Lesegerät 30 eine
Messeinheit, die durch 35 angegeben ist, zum Lesen der
Träger 1,
die in Betrieb im Fluiddurchfluss von Düse 33 am Stromauf-Ende
an das Messgerät 35 am
Stromab-Ende abgegeben werden. Das Gerät 35 umfasst eine
Lesezone 34, eine Leseeinheit 37, eine Lichtquelle 38,
eine Detektoreneinheit 40, eine signalemittierende Einheit 39 und
eine Verarbeitungseinheit 36. Die signalemittierende Einheit 39 ist bevorzugt
eine Fluoreszenzquelle.
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Der
Betrieb des Lesegeräts 30 ist
anfänglich im Überblick
beschrieben.
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Ein
Biotest 6, z.B. eine Flüssigkeit,
die eine Vielzahl von Trägern 1 umfasst,
die darin dispergiert sind, wird in die Fokussierungszone 32 eingeführt. Weiters
wird ein Durchfluss von Fluid 45, Z.B. filtriertes Wasser,
entlang Röhrchen 31 in
eine Richtung vom Stromauf-Ende in Richtung Stromab-Ende erzeugt.
Die Träger 1 in
der Fokussierungszone 32 werden durch das verjüngte Profil
von Zone 32 gestärkt,
um es wie veranschaulicht in einer reihenähnlichen Formation anzuordnen.
Die Träger 1 wer den aus
der Austrittsöffnung 43 ausgeworfen
und in Durchfluss 45 entlang Röhrchen 31 in die Lesezone 34 und
letztlich darüber
hinaus geleitet. Wenn einer oder mehrere Träger 1 in die Lesezone 34 eintreten, beleuchtet
Licht von Quelle 38 einen oder mehrere Träger 1,
sodass sie als Umriss an der Leseeinheit 37 erscheinen.
Die Leseeinheit 37 erzeugt ein entsprechendes Umrisssignal,
das mit der Verarbeitungseinheit 36 für nachfolgende Bildverarbeitung
verbunden ist, um den Barcode 2 der Träger 1 zu bestimmen. Die
signalemittierende Einheit 39 beleuchtet auch Zone 34 mit
Strahlen mit einer Wellenlänge,
die ausgewählt
ist, um Fluoreszenz in einem oder mehreren aktiven Trägern 1 zu
induzieren. Die Detektoreneinheit 39 detektiert eine beliebige
Fluoreszenz, die in Zone 34 auftritt, und erzeugt ein entsprechendes
Fluoreszenzsignal, das in der Folge von der Verarbeitungseinheit 36 erhalten
wird. Für
jeden Träger 1,
der durch die Zone 34 transportiert wird, wird die Verarbeitungseinheit 36 so
programmiert, dass sie den Barcode 2 von Träger 1 mit
der entsprechenden Fluoreszenzgröße bestimmt.
Weiters ist die Verarbeitungseinheit 36 auch mit einer
assoziierten Datenbank verbunden, die Barcode 2 mit einem
Test verbindet, der durch seine assoziierten Informationsmoleküle 7 bereitgestellt
ist.
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Vorzugsweise
ist Fluid 45, das im Betrieb entlang Röhrchen 31 fließt, eine
Flüssigkeit.
Alternativ dazu kann Fluid 45 ein Gas bei reduziertem Druck in
Verbindung mit Düse 33 sein,
sodass eine Flüssigkeit,
die Träger 1 zur
Austrittsöffnung 43 transportiert, an Öffnung 43 verdampft
wird, wodurch dazu beigetragen wird, Träger 1 in das Röhrchen 31 zu
lancieren. Während
es einfacher ist, einen laminaren Durchflussplan innerhalb von Röhrchen 31 zu
schaffen, wenn Fluid, das dadurch fließt, eine Flüssigkeit ist, bietet der Gasdurchfluss
durch Röhrchen 31 potenziell
einen extrem schnellen Träger-1-Durchsatz und
assoziiertes Abfragen in der Zone 34.
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Das
Design und der Betrieb des Lesegeräts 30 sind nun detaillierter
beschrieben.
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Das
Lesegerät 30 ist
so entworfen, dass es auslöst,
dass Träger 1,
nämlich
Mikromarkierungen, entlang einer Hauptregion eines Röhrchens 31 durch die
definierte Abfragezone 34 fließen. Durch die Verwendung einer
beschleunigten Hüllenfluid-41-Konfiguration und
der Injektionsdüse 33 werden
die Träger 1,
die in die Hauptregion des Röhrchens 31 injiziert werden,
einer hydrodynamischen Fokussierungswirkung 42 unterworfen,
die verursacht, dass alle Träger 1 der
Länge nach,
nämlich
axial, angeordnet sind und durch einen gut definierten Fokussierungspunkt 44 in der
Abfragezone 34 stromab einer Austrittsöffnung 43 durchgeleitet
werden. In Röhrchen 31 gibt
es einen laminaren Fluss eines Lesefluids 45, das sich
mit der Biotestlösung 6 vermischt,
die in Röhrchen 31 durch
Injektionsdüse 33 eintritt.
Der Abstand zwischen der Austrittsöffnung 43 und der
Abfragezone 34 muss ausreichend lang sein, um jede beliebige Turbulenz
abzuleiten, die durch Injektionsdüse 33 verursacht wird.
Diese ausreichende Länge
ermöglicht
einen im Wesentlichen laminaren Fluss des Lesefluids 45 und
stellt daher Träger 1 mit
einer nicht-oszillierenden Bewegung über den Brennpunkt 44 bereit.
Wenn erforderlich kann Düse 33 mit
einer radial symmetrischen Anordnung von Zufuhrröhrchen aus der Fokussierungszone 32 bereitgestellt werden,
um ein symmetrischeres Geschwindigkeitsprofil innerhalb von Röhrchen 31 zu
erhalten. Ein Geschwindigkeitsprofil 61, das in 3 dargestellt ist,
stellt eine Abbildung der Geschwindigkeit des im Wesentlichen laminaren
Fluiddurchflusses in Röhrchen 31 bereit;
die Fluidgeschwindigkeit steigt von einer Hauptregion von Röhrchen 31 zu
einer internen peripheren Oberfläche
von Röhrchen 31.
In einer Schnittoberflächenregion
nahe den peripheren Oberflächen
von Röhrchen 31 wird
die Fluidgeschwindigkeit an der inneren Oberfläche von Röhrchen 31 progressiv
auf im Wesentlichen null reduziert.
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Vor
Eintritt in Röhrchen 31 durchfließen die Träger 1 durch
die Fokussierungszone 32, die dazu dient, die Träger 1 zur
Injektion in Röhrchen 31 anzuordnen.
Die Träger 1 werden
durch Röhrchen 31 an Abfragezone 34 transportiert,
wo sie von der Messeinheit 35 abgefragt werden, wenn sie
sich am Brennpunkt 44 befinden. Vorzugsweise haben die Träger 1,
die im durchflussbasierten Lesesystem 30 verwendet werden,
Informationsmoleküle 7,
die an zumindest zwei gegenüberliegende
Hauptoberflächen 11 der
Träger 1 angeheftet
sind.
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Die
Lichtquelle 38 emittiert Licht, das durch die Lesezone 34 hindurchtritt
und Träger
1 am Brennpunkt 44 beleuchtet. Vorzugsweise emittiert Lichtquelle 38 Licht
in einer Ebene A-A, die im Wesentlichen lotrecht zur Richtung des
Biotest-Durchflusses 45 ist und aus zwei unterschiedlichen
radialen Richtungen kommt, wobei die radialen Richtungen vorzugsweise über einen
gegenseitigen Winkelabstand verfügen,
z.B. mit einem gegenseitigen Winkelabstand von etwa 45° Abstand.
Eine solche Anordnung von Träger-1-Beleuchtung
im Brennpunkt 44 ermöglicht
den Trägern 1,
unabhängig
von ihrer Rotationsposition entlang ihrer Längsachse identifiziert zu werden.
Die Leseeinheit 37, die sich im Wesentlichen auf der gegenüber liegenden
Seite der Abfragezone 34 im Vergleich zur Lichtquelle 38 befindet,
liest das Licht, das durch einen oder mehrere Träger 1 am Brennpunkt 44 hindurchtritt.
Die Leseeinheit 37 steht in optischer Verbindung mit den
Trägern 1,
wenn sie durch die Abfragezone 34 hindurchtreten. Eine
Eigenschaft in Form einer Markierung an einem Ende jedes Trägers 1 wird
dazu verwendet, der Leseeinheit 37 anzuzeigen, wie die
gelesene Information zu interpretieren ist. Dies ermöglicht Träger 1,
von jeder Richtung entlang ihrer Längsachse gelesen zu werden.
Die Markierung ist auch dafür
empfindlich, zur Erhöhung
der Zahl möglicher
Barcodes auf einem Träger 1 zu
weit über
100.000 verwendet zu werden. Zum Beispiel ist die Verwendung vier
verschiedener Markierungen auf separaten Reihen von Trägern 1 in der
Lage, die Zahl von Identifikationskombinationen von Trägern auf
etwa 400.000 zu erhöhen.
Eine alternative Eigenschaft, um anzugeben, wie die Informationscodes
gelesen werden, ist es, jeden Block mit 0 zu beginnen und die Enden
der Blöcke
mit 1 zu beginnen oder umgekehrt. Weitere Alternativen für diese
Eigenschaften sind bevorzugt Fehlerüberprüfungsdaten, für Paritätsbitüberprüfungen und/oder Durchlassfehlerkorrektur,
wodurch die Verlässlichkeit des
Tests verbessert wird.
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Im
Betrieb emittiert die signalemittierende Einheit 39 Strahlung,
z.B. Fluoreszenzlicht, das verursacht, dass die Träger 1,
die mit den Probenmolekülen 8 und
der signalemittierenden Markierung 9 reagiert haben, die
entsprechende Fluoreszenzstrahlung 10 abgeben. Die Detektoreneinheit 40 misst
das Ausmaß der
Intensität
der Fluoreszenzstrahlung 10, die durch die aktivierten
Signalmarkierungen 9 auf den Trägern 1 abgegeben werden.
Diese Intensität gibt
den Grad der Reaktion an, der extrapoliert werden kann, um die Menge
des reagierenden Probenmoleküls 8,
das in der Probe des Proteineigenschaftsbiotests 6 gegenwärtig ist,
zu bestimmen. Die Verarbeitungseinheit 36 beurteilt dann
die Information vom detektierten Barcode 2 der Träger 1,
die von der Leseeinheit 37 gemessen wird, und in welchem Grad
diese Träger 1 ein
Signal 10 abgegeben haben, das von der Detektoreneinheit 40 detektiert
wurde. Die Information wird dann mit der entsprechenden Information
in einer Datenbank verifiziert, die vorgegebene Information umfasst,
die den spezifischen Barcode 2 mit spezifischen Informationsmolekülen 7 verbindet.
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Sobald
eine ausreichende Zahl von Trägern 1 gelesen
worden ist, berechnet die Verarbeitungseinheit 36 der Messeinheit 35 die
Ergebnisse der Tests, die mit den Trägern 1 assoziiert
sind. Diese ausreichende Zahl liegt vorzugsweise zwischen 10 und
100 Kopien jeder Form von Trägern 1;
diese Zahl dient vorzugsweise dazu, eine statistische Analyse zu
ermöglichen,
die an den Testergebnissen durchgeführt werden kann. Zum Beispiel
kann eine statistische Analyse wie z.B. eine Berechnung des Mittelwerts
und der Standardabweichung für
Fluoreszenz 10 ausgeführt
werden, die mit jeder Form von gegenwärtigem Informationsmolekül 8 assoziiert
ist. Die Verarbeitungseinheit 36 kontrolliert auch das
Lesegerät
und die Detektoreneinheiten 37, 40, sodass jeder
einzelne Träger 1 nur
einmal analysiert wird. Es kann auch möglich sein, nur Fluoreszenz-10-Träger zu analysieren,
die durch das Durchflusslesegerät 30 hindurchtreten,
um die Menge der verarbeiteten Information zu verringern.
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In 4 ist
ein Inkubationsverfahren 46 dargestellt, das folgende Schritte
umfasst:
- (a) Positionieren der Träger 1 auf
einem planaren Substrat 49, z.B. einem Chip, einem Glasobjektträger oder
einer Mikroanordnung, um ein entsprechendes trägerbeladenes Substrat 48 bereitzustellen,
und
- (b) Abfragen des trägerbeladenen
Substrats 48 unter Einsatz einer wie in 3 dargestellten
und im Vorangegangenen beschriebenen planaren Messeinheit 35.
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Das
Inkubationsverfahren 46 umfasst die Mischung der Träger 1,
die angeheftete Informationsmoleküle 7 tragen, mit einer
Probe, die Proteineigenschaftenmoleküle 8 umfassen, in
einer flüssigen
Biotestlösung 6.
Die Träger 1 werden
dann auf dem planaren Substrat 49 abgeschieden und können in
der Folge getrocknet werden, um das trägerbeladene Substrat 48 zu
erzeugen. Als Nächstes
misst die Messeinheit 35 das Ausmaß der Fluoreszenz 10 und auch
den Barcode 2 der verschiedenen Träger 1 des trägerbeladenen
Substrats 48. Normalerweise werden alle Träger 1 auf
dem beladenen Substrat 48 analysiert, um die Gesamtqualität des Versuches
zu verifizieren. In Fällen,
wo ein Interesse bestehen könnte,
Zeit und/oder Verarbeitungskapazität zu sparen, kann die Software
der Verarbeitungseinheit 36 vorzugsweise konfiguriert werden,
um nur die Träger 1 zu
analysieren, die ein Signal 10 abgeben, z.B. durch eine
Fluoreszenzsignalmarkierung 9, was angibt, dass eine Wechselwirkung
mit den Proteineigenschaftsmolekülen 8 aufgetreten
ist. Die Analyse des beladenen Substrats 48 unter Einsatz
der planaren Messeinheit 35 ist ein sehr kosteneffizienter,
einfach durchzuführender
und geeigneter Weg zur Vermehrung der Analysekapazität für niedrige
bis mittlere Probenzahlen im Bereich von z.B. einstelligen bis zu
ein paar wenigen Tausenden Trägern
auf jedem Substrat 48.
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In 5 ist
ein planares Lesesystem dargestellt und im Allgemeinen mit 62 bezeichnet.
Im Lesegerät 62 sind
die Träger 1 auf
das planare lichtübertragende
Substrat 49 ausplattiert, nämlich unbeweglich oder in einer
Flüssigkeit
abgelagert. Vorzugsweise wird das planare Substrat 49 aus
einem Polymer, Glas oder einem auf Silicium basierenden Material hergestellt,
z.B. ein Objektträger,
und am bevorzugtesten liegt es in Form einer Mikroanordnung vor.
Danach wird die Messeinheit 35, die so arrangiert ist, dass
sie herkömmliche
Fluoreszenzmikroskopie durchführt,
verwendet, um systematisch das trägerplattierte Substrat 49 zu
analysieren. Bevorzugte Wege 60 zum systematischen Abfragen
des Substrats 49 sind in 6a und 6b dargestellt. 6a ist
eine mäanderförmige Darstellung
eines Abfrageplans, während 6b eine
Darstellung eines spiralförmigen
Abfrageplans ist. Es gibt natürlich
viele andere mögliche
Wege 60, die Fachleuten bekannt sind, z.B. die Bewegung
des Substrats 49 in eine entgegengesetzte Richtung zum
Weg 60 oder Bewegung des Substrats in einem gewundenen
diagonalen Weg. Jedoch sind die Pläne der 6a, 6b wirkungsvoll,
um eine erhöhte
Träger-1-Lesegeschwindigkeit
zu erreichen. Vorzugsweise wird eine durch einen Schrittmotor betätigte Grundplatte 50, die
das Substrat 49 trägt
und aufweist, dazu verwendet, Substrat 49 zu bewegen, während die
Messeinheit 35 stationär
gehalten wird. Die Positionen der Träger 1 werden so festgestellt,
dass sie nur einmal analysiert werden.
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Die
Leseeinheit 37 der planaren Messeinheit 35 zur
Bildverarbeitung wird dazu verwendet, digitale Bilder jedes Bereichs
von Substrat 49 einzufangen, an welche Träger 1 angeheftet
worden sind. So erhaltene digitale Bilder entsprechen Licht, das
durch das Substrat 49 und Grundplatte 50 und dann
durch Träger 1 übertragen
wird, wobei die Träger 1 im
Umriss dargestellt sind; wobei solche Umrisse der Träger 1 durch
Leseeinheit 37 in Kombination mit einer Verarbeitungseinheit 55 analysiert
werden. Der Barcode 2, der mit jedem Träger 1 assoziiert ist,
wird daher aus seinem übertragenen
Lichtprofil durch Leseeinheit 37 identifiziert. Die signalemittierende
Einheit 39 erzeugt ein Fluoreszenzsignal, wobei das Signal
die Markierungen 9 auf den Trägern 1, die mit den
Proteineigenschaftmolekülen 8 wechselgewirkt
haben, zum Fluoreszieren 10 bringt. Eine Detektoreneinheit 40 detektiert
die Größe von Fluoreszenz 10 aus
aktivierten Trägern 1,
um den Reaktionsgrad zu identifizieren. Das Fluoreszenzsignal 10,
das über
die Oberfläche 11 der
aktivierten Träger 1 integriert
worden ist, wird in Verbindung mit dem Identifikationsbarcode 2 aufgezeichnet,
um Datenreihen zu schaffen, die für statistische Analyse zugänglich sind.
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Die
Verarbeitungseinheit 55 ist mit der Lichtquelle 38,
der Signaleinheit 39, der Leseeinheit 37 und der
Detektoreneinheit 40 und einem Display 56 verbunden.
Weiters umfasst die Verarbeitungseinheit 55 ein Kontrollsystem
zur Kontrolle von Lichtquelle 38 und der Signaleinheit 39.
Der Umriss und Fluoreszenzsignale 10 der Träger 1 treten über eine
optische Anordnung 51, z.B. eine Anordnung, die eine oder mehrere
Linsen und/oder eine oder mehrere Spiegel umfasst, in Richtung Detektoreneinheit 40 und
Leseeinheit 37 hindurch. Ein Spiegel 52 wird dazu
verwendet, die optischen Signale in zwei Wege zu trennen, und optische
Filter 53, 54 werden dazu verwendet, ungewollte
optische Signale basierend auf ihrer Wellenlänge auszufiltern. Alternativ
dazu können
die Lichtquelle 38 und Signaleinheit 39 in Intervallen
auf- und abgedreht werden, z.B. gegenseitig abwechselnd. Signale
werden von der Leseeinheit 37 und Detektoreinheit 40 erhalten,
die verarbeitet werden, und entsprechende statistische Analyseergebnisse werden
auf einem Display 56 dargestellt. Es sind ähnliche
Zahlen jeder Form von Trägern 1 erforderlich,
um eine optimale statistische Analyse von Versuchen zu ergeben.
Eine solche statistische Analyse ist fachbekannt.
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Die
bevorzugte Ausführungsform
des biochemischen Verfahrens zur Detektion einer oder mehrerer Proteineigenschaften
verwendet Träger 1 mit
Barcodes 2, die zuvor beschrieben sind. Das Verfahren umfasst
mehrere Schritte, die in mehreren verschiedenen Reihenfolgen verwendet
werden können,
und ist nun im Detail beschrieben.
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Informationsmoleküle 7 sind
an zumindest eine Hauptoberfläche 11 der
Träger 1 angeheftet,
um die Detektion von potenzieller Proteineigenschaftsmaterie 8 in
einer Probe zu ermöglichen.
Träger 1 mit zumindest
einer Form von Barcode 2 werden dann in einem Fluid 6 suspendiert,
um eine dreidimensionale Anordnung zu ermöglichen, wo die Träger 1 in
Fluid 6 eingetaucht sind. Die dreidimensionale Anordnung ermöglicht eine
sehr gute Reaktionskinetik. Die Anzahl der verschiedenen Formen
von Trägern 1,
die im Fluid 6 suspendiert sind, hängt vom Testdurchsatz ab, der
erforderlich ist, könnte
aber in der Höhe
von Hunderten, Tausenden oder sogar Millionen sein. Die Zahl derselben
Formen von Trägern 1,
die im Fluid 6 suspendiert sind, ist unter anderem von
der Qualität der
statistischen Analyse und der leichten Durchführbarkeit der Analyse abhängig.
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Die
Probe, die potenzielle Proteineigenschaftsmaterie 8 enthält und analysiert
werden soll, wird zum Fluid 6 zugegeben, bevor oder nachdem die
Träger 1 im
Fluid suspendiert worden sind. Signalemittierende Markierungen 9 werden
ebenfalls zum Fluid 6 zugegeben. Diese signalemittierenden
Markierungen 9 werden dazu verwendet, eine Wechselwirkung
anzuzeigen, z.B. Bindung zwischen den Informationsmolekülen 7 auf
den Trägern 1 und
der Proteineigenschaftsmaterie 8, die in der analysierten Probe
gesucht wird. Es gibt viele verschiedene Wege für die Zugabe der signalemittierenden
Markierung 9 zum Fluid 6. Sie können z.B.
separat zum Fluid 6 zugegeben werden, an die zu analysierende
Proteineigenschaftsmaterie 8 angeheftet werden, bevor die Probe
zum Fluid 6 hinzugefügt
wird, oder an das Informationsmolekül 7 gebunden werden,
vor oder nach ihrer Anheftung an die Träger 1. Es gibt ebenfalls
verschiedene Wege, wie die signalemittierenden Markierungen 9 angeben, dass
Wechselwirkung zwischen den Informationsmolekülen 7 und der Proteineigenschaftsmaterie 8 in
der analysierten Probe besteht.
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Ein
solcher Weg für
ein Signal, wie z.B. Fluoreszenz oder Licht einer anderen Wellenlänge (Farbe),
ist es, von der signalemittierenden Markierung 9 aktiviert
zu werden, wenn eine Wechselwirkung zwischen einem Informationsmolekül 7,
einer übereinstimmenden
Proteineigenschaftsmaterie 8 und der signalemittierenden
Markierung 9 besteht. Alternativ dazu werden die signalemittierenden
Markierungen 9 vor jeglicher Wechselwirkung mit der Proteineigenschaftsmaterie 8 aktiviert.
Wenn eine Wechselwirkung zwischen dem Informationsmolekül 7 und
der Proteineigenschaftsmaterie 8 besteht, wird die aktive signalemittierende
Markierung 9 von anderen Molekülen freigesetzt, die ihr Signal
deaktivieren. Dies würde
zur einer Detektion führen,
die den zuvor erwähnten
entgegengesetzt ist, d.h. das Fehlen eines Signals gibt an, dass
eine Reaktion auf einem Träger aufgetreten
ist, in z.B. einem ja/nein-Versuch. Auf ähnliche Art und Weise kann
ein Rückgang
des Fluoreszenzsignals 10 ein Indikator für die Menge
der Proteineigenschaftsmaterie 8 sein, die in der analysierten
Probe gegenwärtig
ist, die in das Fluid 6 eingeführt worden ist.
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Das
Fluid 6, das Träger 1 mit
Informationsmolekülen 7,
die zu analysierende Probe 8 und die signalemittierenden
Markierungen 9 enthält,
wird unter Einsatz einer Detektionseinheit 40 und einer
Leseeinheit 37 analysiert. Die Leseeinheit 37 liest
den Barcode 2 von zumindest jenen Trägern 1 mit Informationsmolekülen 7,
die mit der Proteineigenschaftsmaterie 8 in der analysierten
Probe reagiert haben. Es kann auch bevorzugt sein, die Barcodes 2 aller
Träger 1 als
Qualitätskontrolle
der Multiplexversuche abzulesen. Die Detektionseinheit 40 detektiert
das Fehlen oder die Gegenwart von Wechselwirkungssignalen 10 der
signalemittierenden Markierungen 9. In einer alternativen
Form eines biochemischen Testverfahrens kann mehr als ein Signal
auf jedem Träger verwendet
werden, was die Gegenwart von zwei oder mehreren Proteineigenschaften 8 in
der analysierten Probe angibt. Dies bedeutet, dass zwei oder mehrere verschiedene
Informationsmoleküle 7 an
denselben Träger 1 angeheftet
sind. In einem solchen Fall würden
die signalemittierenden Markierungen 9 ein anderes Signal 10 abhängig von
der Proteineigenschaftsmaterie 8 abgeben, die an die In formationsmoleküle 7 bindet.
Ein anderes bevorzugtes Verfahren, das zur Detektion von Proteineigenschaften
verwendet wird, ist es, das kombinierte Signal aus zwei oder mehreren
Trägern 1 mit
unterschiedlichen Barcodes 2 zu verwenden, um die Gegenwart
der Proteineigenschaft anzugeben. Die Signalkombinationen können z.B.
ein aktiver Träger
A und passiver Träger B,
aktive Träger
A und B oder ein passiver Träger
B und aktiver Träger
A sein, wobei jede andere Kombination von Trägern anzeigt, welche Form von
Proteineigenschaften im Fluid detektiert wird.
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Die
beabsichtigte Verwendung des biochemischen Tests zur Detektion einer
oder mehrerer Proteineigenschaften umfasst Arzneimitteltargeting, Proteomik
oder Analyse von Analyten. Diese Verwendung der Biotestverfahren
ist auch zur Verwendung im Bereich des Screenings und der Diagnostik geeignet.
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Es
versteht sich, dass Modifikationen an den Ausführungsformen der Erfindung
vorgenommen werden können,
die im Vorangegangenen beschrieben sind, ohne vom Schutzumfang der
Erfindung wie in den beiliegenden Ansprüchen definiert abzuweichen.