DE4200349C2 - Verfahren zur Herstellung eines natürlichen, stabilen grünen Farbstoffes auf Basis von Chlorophyll für die Lebensmittel-, Kosmetik- und Pharmaindustrie - Google Patents
Verfahren zur Herstellung eines natürlichen, stabilen grünen Farbstoffes auf Basis von Chlorophyll für die Lebensmittel-, Kosmetik- und PharmaindustrieInfo
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Description
Farben besitzen im menschlichen Leben, sowohl im sozialen
Bereich, als auch in der Ernährung eine große Bedeutung.
Bis zur revolutionären Entwicklung der Farbstoffchemie
Ende des letzten Jahrhunderts wurden Lebensmittel mit
natürlichen Farbstoffen, färbenden Gewürzen wie Safran
oder Paprika, aber auch mit Mineralsalzen gefärbt.
Durch den Einsatz der neu entwickelten Teerfarbstoffe
wurden die natürlichen Pigmente in allen Bereichen
zurückgedrängt.
Entscheidend waren hierfür der Preis der neuen Produkte,
ihre Standardisierbarkeit, ihre Färbekraft und
Stabilität.
In die Diskussion gerieten speziell Azofarbstoffe
erstmals zu Beginn dieses Jahrhunderts, als der für
Lebensmittel erlaubte Farbstoff Buttergelb als Canzerogen
identifiziert wurde.
Da der Konsument oftmals nicht unter der Vielzahl an
Azofarbstoffen mit ihren unterschiedlichen physiologischen
Wirkungen differenziert, ist hierin womöglich noch immer
die Ansicht begründet, Azofarbstoffe wären im allgemeinen
gesundheitsschädlich.
Seit dem Einsetzen der "Biowelle" Anfang der achtziger
Jahre, sinkt die Akzeptanz synthetischer Farbstoffe immer
mehr. "Künstlich" wird dabei mit "schlecht", "natürlich"
mit "gut, gesund" gleichgesetzt. Verstärkt werden nun
Ersatzmöglichkeiten für synthetische Farbstoffe gesucht.
Die über Jahrzehnte zurückgedrängten natürlichen Farbstoffe
erleben eine Renaissance. Für die gelben, orangen und roten
Azofarbstoffe lassen sich dabei hinlänglich stabile
Alternativen in der Natur finden. Beispiele hierfür sind
Carotine, Xanthophylle, Anthocyane, Karmin, Curcumin und
Betain.
Schwieriger ist der Ersatz der künstlichen grünen Farb
stoffe. Der einzige in Frage kommende natürliche grüne
Farbstoff ist der zu den Metalloporphyrinen zählende
Tetrapyrrolfarbstoff Chlorophyll. Schon dessen künstliche
Alternativen, wie Brilliantsäuregrün oder Mischungen aus
Patentblau und gelben Azofarbstoffen stellten keine
befriedigende Lösungen für einen grünen
Lebensmittelfarbstoff dar. Die Triphenylmethanfarbstoffe
zeigen nur eine geringe Lichtechtheit. Auch die
stabileren, von Chlorophyll abgeleiteten Cu-Chlorophylle
und Cu-Chlorophylline werden vom Verbraucher nicht als
natürliche Farbstoffe akzeptiert. Die Hydrophobität des
Chlorophyllmoleküls schränkt seinen Einsatz in
Lebensmitteln ein. Dispergierbarkeit und Dosierung sind so
oftmals erschwert. Neben den wasserlöslichen
Chlorophyllinen wird in der Lebensmittel-, Kosmetik- und
Pharmaindustrie darum nur zum geringeren Teil in Öl
gelöstes Chlorophyll, hauptsächlich in stark fetthaltigen
Kompositionen, eingesetzt. Weiter wird der Einsatz von
natürlichem Chlorophyll in Lebensmitteln durch seine
geringe Stabilität gegenüber Licht, Säure und höheren
Temperaturen stark eingeschränkt (vgl. Abbildung 1 und 2).
Die qualitätsentscheidende Reaktion des Chlorophylls stellt
die Konversion zu Pheophytin dar. Die Farbe ändert sich von
einem leuchtenden Blattgrün zu einem olivbraunen Ton. Eine
Bildung von C-10 Epimeren hat keinen Einfluß auf die
Farbeigenschaften, da die Epimere a′ und b′, sowie die
originären Chlorophylle fast identische visuelle Spektren
aufweisen. Gleiches wird für Pheophytine beobachtet. Bei
stärkerer Erhitzung tritt ein Verlust der C-10 Carboxymeth
oxygruppe auf. Hierdurch entstehen olivbraune
Pyropheophytine.
Unter Verlust des Phytolrestes entstehen die Chloro
phylline. In ihren spektralen Eigenschaften ähneln sie den
Chlorophyllen. Mit der Abspaltung des hydrophoben Restes
werden die Chlorophylline besser wasserlöslich. Analog zur
Entstehung der Pheophytine bilden sich die grünbraunen
Pheophorbide. Ebenso, wie bei Chlorophyllen entstehen bei
Chlorophyllinen, Pyropheophorbide bei hohen Temperaturen.
Die Gruppen des isozyklischen Ringes können mit reaktiven
Komponenten in Lebensmitteln, wie z. B. Diketonen oder
Aminen, weiter reagieren. Dieser weitere Abbau erfolgt über
die Pheophorbide zu Chlorinen und Rhodinen.
Ziel der Erfindung soll ausgehend von der geringen
Chlorophyllstabilität nicht nur deren Verbesserung sein.
Vielmehr soll auch, aufgrund der mangelhaften Löslichkeit
von Chlorophyll in wäßrigen Medien ermittelt werden,
welche Trägerstoffe die Löslichkeit, bzw. Dispergierbarkeit
von Chlorophyll verbessern können. Als Trägerstoffe für
hydrophobe Substanzen werden in der Lebensmittelindustrie
Hydrokolloide, grenzflächenaktive Substanzen,
Polysaccharide und Proteine diskutiert. Chlorophylle
sind in allen photosynthetisch aktiven Organismen an
bestimmte Proteinstrukturen gebunden. Daher scheinen
sich Proteine in diesem Zusammenhang am ehesten als
Trägerstoffe für Chlorophyll zu eignen. Chlorophyll ist
dabei nicht das einzige Metalloporphyrin das Bindungen mit
Proteinen eingeht. Auch das mit Chlorophyll nahe verwandte
Häm bildet mit verschiedenen Proteinen Komplexe. Die
bekanntesten Häm/Proteinkomplexe sind Myoglobine,
Hämoglobine, Peroxidasen, Katalasen und Cytochrome. Seit
Ende der 70iger Jahre sind Untersuchungen bekannt, die
zeigen, daß andere Metallporphyrine als Chlorophyll, z. B.
Zn- und Mg-Pyropheophorbide, durch Apomyo- und Hämoglobin
gebunden werden können. Die Bindungsfähigkeit des
Apoproteins ist also nicht selektiv auf Häm ausgerichtet.
In Hämoglobin sind primär Histidine an der Bindung von Häm
beteiligt. Ähnliche Bindungsmechanismen werden für
Chlorophyll diskutiert und im Falle von photosynthetisch
aktiven Bakterien auch bestätigt. Chlorophyll bildet
allerdings auch mit Proteinen Komplexe, die ursprünglich
nicht zur Bindung von Porphyrinen bestimmt waren. So sind
z. B. Rinderserumalbumin, Eialbumin und Casein in
der Lage, geringe Mengen an Chlorophyll zu binden. Diese
Beispiele zeigen, daß Porphyrin/Proteinkomplexe in der
Natur weit verbreitet sind und auch in vitro hergestellt
werden können.
In bezug auf Bindungsfähigkeit und Löslichkeit
aussichtsreichster Trägerstoff für Chlorophyll, wird somit
erfindungsgemäß das Protein Hämoglobin untersucht.
Hier interessiert welcher Anteil an
Chlorophyll im Molekül gebunden werden kann, welche
Änderungen der Lösungseigenschaften sich durch eine
mögliche Bindung ergeben und schließlich, wie sich die
Licht-, pH- und Temperaturstabilität von Chlorophyll im
Komplex, gegenüber nicht gebundenem Chlorophyll verändert.
Da bei einer Vielzahl von Lebensmitteln Triglyceride die
geeigneten Trägerstoffe für Chlorophyll sind, soll
ermittelt werden, welche Triglyceride sich als
Lösungsmittel für Chlorophyll hinsichtlich seiner
Stabilität besonders eignen.
Gerade unter Lichteinfluß überlagert der photooxidative
Effekt, die pH- und Temperatureffekte des
Chlorophyllabbaus. Zusätzlich wird Chlorophyll durch
Radikale und Peroxide, die während der Autoxidation oder
der enzymatischen Oxidation von Linol- und Linolensäure
entstandenen sind, in hohem Maß abgebaut. Daher soll
im Zusammenhang mit Triglyceriden als Chlorophyllträger
auch ermittelt werden, ob sich eine Erhöhung der
Chlorophyllstabilität durch natürliche antioxidative
Wirkstoffe erreichen läßt.
Im folgenden wurde untersucht, wie sich die Stabilität des
Chlorophyll/Proteinkomplexes unter verschiedenen
Bedingungen gegenüber kolloidal gelöstem Chlorophyll
verhält. Da bisher der Einsatz von konventionellem
Chlorophyll in Lebensmitteln durch dessen mangelhafte
Stabilität stark eingeschränkt war, interessiert die
Chlorophyllstabilität des hier hergestellten Produktes
besonders.
Der nicht hydrolysierte Komplex wurde in wäßriger Lösung
bei verschiedenen Licht-, Temperatur- und pH-Bedingungen
getestet. Um den Vergleich der Ergebnisse mit
Literaturdaten über andere Chlorophyll/Proteinkomplexe zu
ermöglichen, wurde die Stabilität bei 5 und 25°C
untersucht. Zur Belichtung wurden die Proben unter
Tageslichtlampen aufbewahrt. Zur Untersuchung
der pH-Stabilität der Proben wurde der jeweils gewünschte
pH-Wert eingestellt. Eine Pufferung war aufgrund der hohen
Proteinkonzentration nicht notwendig. Zum Vergleich wurde
die Stabilität in gleicher Weise für ein kolloidal in
Wasser gelöstes Chlorophyll überprüft.
Die Bestimmung der Konzentration der Chlorophylle a und b
erfolgte nach deren Auftrennung mittels der zuvor
beschriebenen HPLC Methode.
Beispielhaft für die weiteren Untersuchungen soll die
Chlorophyllstabilität bei pH 7,0, einer Temperatur von 25°C
und unter Lichteinfluß und dunkler Lagerung dargestellt
werden. Es ist festzustellen, daß
Chlorophyll b in belichteten und unbelichteten Proben
weitaus stabiler ist als Chlorophyll a. Im weiteren Verlauf
soll daher nur noch die Stabilität von Chlorophyll a
berücksichtigt werden. Der Einfluß des Lichtes auf die
Stabilität von Chlorophyll wird hier drastisch deutlich.
Die belichteten Proben sind wesentlich instabiler als die
dunkel gelagerten.
In Abbildung 3 wird deutlich, daß der Chlorophyllabbau
einer Reaktion erster Ordnung entspricht. Der Verlauf der
Abbaureaktion kann daher durch folgende Gleichung
beschrieben werden:
ct/co = e-kt II
ct/co = e-kt II
Demnach ergibt sich die Reaktionskonstante zu:
k = - ln(ct/c₀) * t-1 III
wobei:
ct : Chlorophyll Konzentration zum Zeitpunkt t
c₀ : Chlorophyll Konzentration zum Zeitpunkt t = 0
k : Geschwindigkeitskonstante der Reaktion Chl a zu Phe a
ct : Chlorophyll Konzentration zum Zeitpunkt t
c₀ : Chlorophyll Konzentration zum Zeitpunkt t = 0
k : Geschwindigkeitskonstante der Reaktion Chl a zu Phe a
Aus Untersuchungen über die Chlorophyllstabilität in
Gemüsen mit einem relativ hohen Chlorophyllgehalt ist
bekannt, daß deutliche Einbußen an Farbqualität ab einem 50
%igen Chlorophyllabbau auftreten. Daher wird in Folge
neben der Geschwindigkeitskonstante des Chlorophyllabbaus
zur besseren Charakterisierung und Übersicht die
Halbwertszeit der Reaktion angegeben.
Unter der Halbwertszeit, t₁/₂, ist in diesem Fall der
Zeitpunkt zu verstehen, zu welchem die Chlorophyll
konzentration die Hälfte der Ausgangskonzentration beträgt.
Sie ergibt sich damit zu:
t1/2 = -ln(0,5) * k-1 IV
Die Stabilität von Chlorophyll wurde unter den der Tabelle
zu entnehmenden Temperatur- und pH-Bedingungen getestet.
Die einzelnen Abbaukurven folgten wie zuvor den
Charakteristiken einer Reaktion erster Ordnung. Die
Abbauraten werden in Form der Geschwindigkeitskonstanten
und der Halbwertszeit der Reaktion Chlorophyll a zu
Pheophytin a angegeben. Untersucht wurden die folgenden
Proben:
Chl/ApoHb Lösungen mit einer Proteinkonzentration von 1,2 gl-1, gefriergetrocknetes Chl/ApoHb Pulver (Pulver GT), sowie kolloidal gelöstes Chlorophyll.
Chl/ApoHb Lösungen mit einer Proteinkonzentration von 1,2 gl-1, gefriergetrocknetes Chl/ApoHb Pulver (Pulver GT), sowie kolloidal gelöstes Chlorophyll.
Die Daten zeigen eine eindeutige Abhängigkeit der
Chlorophyllstabilität von pH und Temperatur. Obwohl man
schon bei leicht sauren Verhältnissen einen erhöhten
Chlorophyllabbau verzeichnen kann, ist offensichtlich mit
einem verstärkten Abbau von Chlorophyll erst unterhalb
einem pH Wert von 6 zu rechnen. Dies verdeutlicht die
starke pH Abhängigkeit der Umsetzung von Chlorophyll zu
Pheophytin.
Das gefriergetrocknete Produkt ist gegenüber den gelösten
Produkten weitaus stabiler. Die Bindung von Chlorophyll an
Apohämoglobin wirkt sich deutlich positiv auf die
Stabilität aus. Bei pH 7 ist die Stabilität des Chl/ApoHb
etwa doppelt so hoch, bei pH 5 ca. 6 mal so hoch wie bei
kolloidalem Chlorophyll.
Licht beschleunigt, wie aus Tabelle 9 zu entnehmen, den
Chlorophyllabbau sehr stark. Besonders drastisch wirken
sich gleichzeitiger Einfluß von niederem pH und Licht aus.
Dieser Einfluß tritt auch sehr deutlich bei niederen
Lagertemperaturen auf.
Wie die Werte in der Tabelle zeigen, ist kolloidal in
Wasser gelöstes Chlorophyll deutlich instabiler als an
Protein gebundenes. Eine Erhöhung der Chlorophyllstabilität
gegenüber niederem pH-Wert, Licht und Temperatur bei
Bindung von Chlorophyll an Apohämoglobin läßt sich
eindeutig feststellen.
Aufgrund der festgestellten Eigenschaften des Komplexes
läßt sich erkennen, daß Apohämoglobin in bezug auf die
Menge an gebundenem Pigment, der Lösungseigenschaften und
seiner Chlorophyll stabilisierenden Wirkung ein geeigneter
Trägerstoff für diesen Farbstoff sein kann.
Die Stabilität des Farbstoffes im Komplex mit
Apohämoglobin, ist bezüglich pH-, Temperatur- und
Lichteinflüssen gegenüber ungebundenem Chlorophyll
wesentlich verbessert.
Zahlreiche Untersuchungen haben gezeigt, daß Lecithine
Antioxidantien in ihrer Wirkung unterstützen. Mischungen
aus Lecithinen und Antioxidantien zeigen eine größere
Wirkung als diese alleine. Die synergistische Wirkung der
Lecithine beruht in erster Linie darauf, daß sie
katalytisch aktive Metallionen binden können, die Rückbil
dung der Inhibitoren fördern und autokatalytisch wirkende
Nebenprodukte der Autoxidation unschädlich machen können.
Es ist daher zu vermuten, daß Lecithine zusammen mit
Tocopherolen die Stabilität von Chlorophyll gegenüber
oxidativen Einflüssen erhöhen.
Neben Eigenschaften, welche die Chlorophyllstabilität
beeinflussen, interessieren beim Einsatz in Lebensmitteln
auch die Emulgiereigenschaften der Lecithine. Da als
mögliche Einsatzgebiete für Chlorophyll/Triglycerid-
Produkte auch Lebensmittel mit mehr oder weniger hohem
Wasseranteil in Frage kommen, sollte die stabile Bildung
einer Öl in Wasser Emulsion mit berücksichtigt werden.
Das Fettsäurespektrum der zur Verfügung stehenden Soja-
Lecithine entfiel als Auswahlkriterium, da alle ein
annähernd gleiches Spektrum (9-11% Ölsäure, 60-64%
Linolsäure und 6-8% Linolensäure) aufwiesen.
Die Säurezahl der Lecithine als weiterer Gesichtspunkt
entfiel ebenso. Außer bei gereinigten Phosphatidylcholinen
(AU < 95%), lag die Säurezahl meist zwischen 30 und 35 laut
Herstellerangabe. Allerdings ist fraglich, inwieweit sich
die SZ bei den üblichen Konzentrationen von Lecithin im
Endprodukt überhaupt auf die Chlorophyllstabilität
auswirkt.
Die Emulgierfähigkeit der Lecithine wurde
ermittelt. Hierzu wurde ein Verfahren nach Pardun verwendet.
Meßgröße ist hierbei die Halbwertszeit, die vergeht,
bis sich die Hälfte des zur Bereitung der Emulsion
verwendeten Wassers abgesetzt hat.
Emulgierfähigkeit von Lecithinpräparaten (Handelsname, vgl. Tabelle 14) | |
Lecithin | |
Halbwertszeit [h] | |
Emulpur N|5,0 | |
Epikuron 200 | <25 |
Epikuron 145 V | <25 |
Epicholin 60 P | 18,2 |
Emulfluid E | 1,5 |
Topcithine | 0,4 |
Nathin 140 | 19,5 |
Nathin 3K | «0.1 |
Nathin 3KE | «0.1 |
Sterninstant | «0,1 |
Sternmuls M545* | 0,2 |
Sternphil E* | 0,5 |
*) Trotz Teilaufrahmung war noch eine Emulsion vorhanden.
Ein völliger Zusammenbruch der Emulsion wurde in beiden
Fällen nach 2,5 h beobachtet.
Wie zuvor erwähnt kann sich der Zusatz von Lecithinen
gemeinsam mit Antioxidantien positiv auf die Oxidations
beständigkeit von Fetten auswirken. In den
folgenden Versuchen sollte ermittelt werden ob diese Wir
kung auch Chlorophyll schützt. Andererseits könnte der Ge
halt an freien Fettsäuren in Lecithinpräparaten, sowie der
hohe Anteil an Linol- und Linolensäure die Stabilität von
Chlorophyll herabsetzen. Freie Fettsäuren würden dann, wie
zuvor gezeigt, die Bildung von Pheophytin beschleunigen.
Die Lagerversuche wurden mit chromatographisch gereinigtem
Chlorophyll in Kokosfett bei 40°C unter verschiedenen
Lichtbedingungen durchgeführt.
Folgende Tabelle zeigt die hier verwendeten Lecithine und
deren Konzentrationen im Öl. α-Tocopherol wurde in allen
Ansätzen in einer Konzentration von 600 mgkg-1 zugesetzt.
Für die gereinigten Lecithine wird weiter die genaue
Zusammensetzung laut Hersteller angegeben. Im weiteren
Verlauf werden die Lecithine mit der in der Tabelle
angegebenen Identifizierungsnummer, ID, bezeichnet.
Bei Lagerung im Dunklen zeigt sich, daß die Lecithine der
Gruppe 1 (hohe SZ) abhängig von der Konzentration die Pheo
phytinbildung erhöhen. Der stärkere Chlorophyllabbau bei
höherer Lecithinkonzentration kann damit auf den höheren
Gehalt an freien Fettsäuren zurückgeführt werden.
Bei Lecithin 2 lagen keine Informationen über die genaue
Zusammensetzung vor. Dadurch ist ein genauer Vergleich
nicht möglich. Möglicherweise könnte das leicht saure Ver
halten in Wasser für die schlechte Chlorophyllstabilität
von Bedeutung sein. Das Produkt zeigt eine schlechtere
Stabilität als Chl/Kokos ohne Zusatz (vgl.Abbildung 30).
Für die Lecithitte 3, 4 und 5, die in hohem Anteil
Posphatidylcholin enthalten, wurde festgestellt:
Produkt 3 mit dem höchsten Anteil an Phosphatidylcholin besaß die größte Stabilität. Die Produkte 4 und 5 mit geringerem Anteil an Phosphatidylcholin waren weniger stabil als Produkt 3. Lecithin 5 zeigte mit dem geringsten PC-Gehalt dieser drei Lecithine dabei eine geringere Stabilität als Lecithin 4 (vgl. Abbildung 29).
Produkt 3 mit dem höchsten Anteil an Phosphatidylcholin besaß die größte Stabilität. Die Produkte 4 und 5 mit geringerem Anteil an Phosphatidylcholin waren weniger stabil als Produkt 3. Lecithin 5 zeigte mit dem geringsten PC-Gehalt dieser drei Lecithine dabei eine geringere Stabilität als Lecithin 4 (vgl. Abbildung 29).
Für Produkt 6 (vgl. Abbildung 30) konnte aufgrund fehlender
Produktanalysen kein näherer Vergleich, bezüglich des
Gehaltes an Phosphatidylcholin, mit den anderen Produkten
vorgenommen werden. Dieses Lecithin/Kokos-Produkt war in
seiner Chlorophyll-Stabilität ähnlich zu beurteilen, wie
mit chromatographisch gereinigtem Chlorophyll gefärbtes
Kokosfett.
Aus Abbildung 29 und 30 kann man entnehmen, daß sich die
Reaktionsordnung des Chlorophyllabbaus ändert. Während der
Abbau bei chromatographisch gereinigtem Chlorophyll in
Kokosfett durch eine Reaktion erster Ordnung beschrieben
werden kann, ändert sich anscheinend bei Zusatz von
Lecithin und Tocopherol die Reaktionsordnung. Der Chloro
phyllabbau läßt sich nun besser durch eine Reaktion zweiter
Ordnung beschreiben. Diese Änderung der Reaktionsordnung
war zuvor schon bei Tocopherolzusatz zu Chlorophyll
rohextrakt/Kokos beobachtet worden. In wieweit Phosphati
dylcholin zu dieser Änderung beitrug, war nicht zu
ermitteln.
Für Produkt 3 zeigte sich, daß die Chlorophyllstabilität
mit einem Zusatz von über 600 mgkg-1 Lecithin nicht weiter
erhöht wird. Deutlich wird dies im Vergleich der Halb
wertszeiten der Reaktion zweiter Ordnung für die jeweiligen
Konzentrationen (vgl. 3.3). Bei 300 mgkg-1 ergab sich eine
Halbwertszeit von 1370 h, bei 600 mgkg-1 wurde die
Halbwertszeit zu 1685 h berechnet. Eine weitere Erhöhung
der Lecithinkonzentration bewirkte kein Veränderung der
Halbwertszeit. Die Proben sind damit bedeutend stabiler,
als die unter gleichen Bedingungen gelagerten nur
α-Tocopherol enthaltenden Chlorophyll/Kokosfett-Produkte.
Diese entsprachen, wie zuvor erwähnt, in ihrer Chlorophyll-
Stabilität dem mit chromatographisch gereinigten Chloro
phyll angefärbten Kokosfett. Tocopherol alleine zeigte, wie
im vorigen Kapitel ermittelt, bei dunkler Lagerung und
Verwendung von gereinigtem Chlorophyll als Färbemittel
keinen Einfluß auf die Chlorophyllstabilität. Gemeinsam mit
Phosphatidylcholin wurde dagegen die Stabilität verbessert.
Da bei dunkler Lagerung photooxidative Einflüsse naturgemäß
keine Rolle spielen, muß hier ein anderes
stabilitätserhöhendes Prinzip zur Geltung kommen.
Möglicherweise stabilisiert Phosphatidylcholin Magnesium im
Zentrum von Chlorophyll.
Ein Vergleich der Abbaukurven ist in den Abbildungen 29 und
30 gegeben.
Mit dem erfolgsversprechendsten Lecithinprodukt 3 wurde
abschließend noch ein Lagerversuch unter Belichtung
vorgenommen. Abbildung 31 zeigt im Vergleich die
Chlorophyll-Stabilität in den verschiedenen untersuchten
Triglyceriden. Daraus geht hervor, daß Chlorophyll im mit
α-Tocopherol und Phosphatidylcholin stabilisierten Kokos-
Produkt die weitaus höchste Stabilität unter Belichtung
besitzt. Durch Zusatz von Phosphatidylcholin enthält man
ein Chlorophyllprodukt, welches eine hohe Lagerstabilität
im dunkeln und eine stark verbesserte Stabilität unter
Lichteinfluß besitzt. Einem möglichen industriellen Produkt
sollte demnach zur Verbesserung der Chlorophyllstabilität
Phosphatidylcholin und α-Tocopherol zugesetzt werden.
Gemäß der Erfindung wurde mittels zweier
unterschiedlicher Chlorophyll-Trägerstoffe dessen
Stabilität gegenüber pH-, Temperatur- und Lichteinflüssen
verbessert. Als erster Trägerstoff wurde das Apoprotein von
Hämoglobin untersucht. Es konnte gezeigt werden, daß die
mit Häm nahe verwandten hydrophoben Chlorophylle a und b
mit dem Protein Apohämoglobin Komplexe eingehen können.
Apohämoglobin bindet damit auch andere, als die in der
Literatur beschriebenen polareren Tetrapyrrole. Die
Chlorophylle liegen dabei nicht nur in den 4 Häm-
Bindungszentren gebunden vor, sondern sind noch an weitere
Strukturen des Proteins gebunden. Das daraus gewonnene
Produkt enthält 32,5% (w/w) bzw. 24 Mol Chlorophyll pro
Mol Protein. Bezüglich seines pKi entspricht dieses Produkt
Hämoglobin. Der Komplex bildet in Wasser eine trübe stabile
Lösung. Durch enzymatische Hydrolyse mit Endopeptidasen
erhielt man ein Produkt, welches nur noch geringe Trübung
in Wasser und einen nur schwach ausgeprägten pKi-Wert
besaß. Abhängig von der Hydrolysedauer wurde eine
verminderte Chlorophyllbindung beobachtet. Im hydro
lysierten Chlorophyll/Apohämoglobinkomplex wurde im
Durchschnitt 28% (w/w) Chlorophyll gebunden. Das
hydrolysierte Produkt war gegenüber thermischer
Denaturierung stabiler als das nicht veränderte Protein und
stellt damit bei immer noch hohem Chlorophyllanteil eine
Alternative zum nicht veränderten Komplex dar.
Die Stabilität von Chlorophyll im Komplex mit
Apohämoglobin, war gegenüber Temperatur, Licht und pH
deutlich höher als bei nicht gebundenem Chlorophyll. Bei
Dunkellagerung war gebundenes Chlorophyll bei pH 7 und 25
°C mit einer Halbwertszeit von 121 Tagen zweimal stabiler
als ungebundenes Chlorophyll. Bei einem pH-Wert von 5 war
der Komplex mit einer Halbwertszeit von 35 Tagen fünfmal
stabiler als nicht gebundenes Chlorophyll. Unter Belichtung
war Chlorophyll bei 25 °C, pH 7, etwa fünf-, bei pH 5,
dreimal stabiler als das ungebundene Chlorophyll. Die
Stabilität gegenüber Licht betrug mit einer Halbwertszeit
von 37 Tagen bei pH 7 etwa ein Viertel der Stabilität der
unbelichteten Proben.
Man erhält durch die Bindung von Chlorophyll an
Apohämoglobin einen neuen Trägerstoff, welcher sich
bezüglich seinen Lösungseigenschaften, seinem Chlorophyll
gehalt und seiner Stabilität gegenüber herkömmlichen
Trägern für den Einsatz in Lebensmitteln eignet.
Bei der Bindung des Chlorophylls an Hämoglobin wird
dieses Protein in Wasser gelöst, der pH-Wert auf 6,8
bis 7,0 eingestellt und das Chlorophyll in fester oder
in gelöster Form zugegeben.
Die Bindung von Chlorophyll an das Protein wird durch
Einwirkung hoher Scherkräfte im Verfahren hervorgerufen.
Bei Zugabe von gelöstem Chlorophyll geschieht dies
mittels eines Homogenisators (Rührzeit 5 Minuten).
Bei festem Chlorophyll wird die Homogenisierungswirkung
durch Rühren von Glasperlen im Reaktionsgefäß erreicht
(Rührzeit 60 Minuten).
Der Komplex kann durch Fällung bei pH 7,1 gewonnen
werden. Gleichzeitig wird dadurch nicht gebundenes
Chlorophyll vom Produkt abgetrennt.
Da auch in Lipiden gelöstes Chlorophyll für manche
Lebensmittel-Kompositionen geeignet ist, wurden als zweiter
Trägerstoff für Chlorophyll drei Triglyceride untersucht.
Die Stabilität des Chlorophylls hängte dabei in hohem Maß
vom Gehalt der Triglyceride an Linol- und Linolensäure ab.
In Sonnenblumenöl mit einem hohen Anteil dieser Fettsäuren
war die Stabilität geringer, als in Kokosfett und dem
daraus hergestellten Miglyol. In Kokosfett konnte
beobachtet werden, daß zusammen mit Chlorophyll extrahierte
Stoffe die Chlorophyllstabilität herabsetzen. Durch
Abtrennung dieser Stoffe mittels chromatographischer
Methoden oder durch Kälteverfahren konnte die Stabilität
verbessert werden. Eine weitere Erhöhung der
Chlorophyllstabilität in Kokosfett konnte durch Zusatz von
α-Tocopherol und Phosphatidylcholin erreicht werden. Ein
Anstieg der Chlorophyllstabilität wurde bis zu einer
Tocopherolkonzentration von 630 mgkg-1 beobachtet. Eine
weitere Erhöhung der Konzentration hatte nur noch geringen
Einfluß auf die Chlorophyllstabilität. Zusammenfassend läßt
sich für den Zusatz von Lecithinen feststellen, daß die
Chlorophyllstabilität ab einer Konzentration von 360 mgkg-1
für reines Phosphatidylcholin eindeutig höher war als in
nur mit α-Tocopherol versetztem Öl. Eine Steigerung der
Konzentration über 600 mgkg-1 hatte keine weitere
Stabilitätserhöhung zur Folge. Bei 40°C betrug die maximal
erreichte Halbwertszeit 70 Tage. Je höher der
Phosphatidylcholingehalt des verwendeten Lecithins war,
umso größer war in diesen Versuchen die Stabilität von
Chlorophyll. Unter Belichtung unterstützte Phosphatidyl
cholin α-Tocopherol in seiner Schutzwirkung auf Chloro
phyll. Allerdings war die Stabilität des Chlorophylls
gegenüber unbelichteten Proben stark herabgesetzt.
Durch Zugabe von Phosphatidylcholin und dem natürlichen
Antioxidants α-Tocopherol zu einem linol- und linolensäure
armen Triglycerid, erhält man bei Zugabe von gereinigtem
Chlorophyll ein neuartiges Produkt, welches sich bezüglich
seiner Chlorophyllstabilität gegenüber konventionellen
Chlorophyll/Öl-Produkten sehr gut zum Einsatz in
Lebensmitteln eignet.
Bei der Färbung dieses Öl/Fetts mit dem zuvor gereinigten
Chlorophyll wird der Lösungsmittelextrakt von
Grünpflanzen auf -20°C abgekühlt und 4 Stunden bei dieser
Temperatur gehalten.
Die ausgefällten Lipide werden dann durch Zentrifugation
abgetrennt.
Das Lösungsmittel wird unter Vakuum bei einer
Verdampfungstemperatur von 25°C abgetrennt.
Ausgefallenes Chlorophyll wird abzentrifugiert und mit
einem linol- oder linolensäurearmen Fett (Kokos-,
Palmkernfett oder ähnliche), welches 800 mg/kg
α-Tocopherol und Phosphatidylcholin enthält, gelöst.
Die Menge an zugesetztem Fett entspricht der gewünschten
Endkonzentration von Chlorophyll im Produkt.
Der Einsatz dieses Produktes bei Lebensmitteln ist
besonders beispielsweise bei Hart-, Weichkaramel,
Eiskrem, gelartigen Produkten, Marzipan, Kakaobutter
und davon abgeleitete Produkte geeignet.
Sowohl das Protein als auch das Fettprodukt erwiesen
sich unter UHT-Bedingungen und Temperaturen unterhalb
80°C als stabil.
Weniger geeignet ist das Produkt für Lebensmittel, die
längere Zeit höheren Temperaturen (größer 60°C)
ausgesetzt werden.
Als Lösungsmittel wurden falls nicht anders erwähnt Aceton
oder Ethanol verwendet. Die Extraktion wurde wie folgt
durchgeführt:
- - 200 g Pflanzenmaterial in einem Waring Blender, Model 32 BL 80, mit 800 ml LM versetzen,
- - 1 min auf höchster Stufe homogenisieren,
- - Feststoffe über Faltenfilter abtrennen,
- - Filter nachwaschen bis Filter farblos,
- - Filtrat in einem Rotationsverampfer, bei einer Verdampfungstemperatur von 20°C aufkonzentrieren,
- - ausgefallenes Chlorophyll durch Zentrifugation abtrennen Kühlzentrifuge, Drehzahl 10000 min-1, Zeit 10 min, Temperatur 20°C,
- - Rohchlorophyll für weitere Versuche verwenden.
Bei der Gewinnung des Chlorophylls wurde als Lösungsmittel
Ethanol verwendet.
Dafür wurden folgende Apparate verwendet:
- - Kutter,
- - Monopumpe,
- - Siebmantelzentrifuge, Trommeldurchmesser 500 mm
- - Zahnradpumpe,
- - Rotationsverdampfer,
- - Vakuum Controller,
- - Vakuumpumpe,
- - Kühlung Extrakt: Tiefkühlkammer Lebensmitteltechnikum
Kühlung Rotationsverdampfer: Leitungswasser
Chlorophyll/Apohämoglobin
Herstellung des Apoproteins.
- - 1,5 g Haemoglobin Bovine (Sigma) in 50 ml H2O, pH = 3 lösen
- - Aceton mit 5 ml, 1 moll-1 HCl ansäuern
- - auf -20°C kühlen
- - Haemoglobinlösung unter Rühren eintropfen
- - nach Eintropfen, 15 min weiterrühren
- - über Faltenfilter filtrieren
- - 3 mal mit neutralem Aceton nachwaschen
- - Apohaemoglobin trocknen
- - 200 ml Methanol mit 2 g 35% HCl versetzen auf 35°C erwärmen
- - 10 g Haemoglobin unter Rühren zugeben
- - nach 15 min zentrifugieren
- - Verfahren zweimal wiederholen
- - Präzipitat mit 100 ml 0,45 moll-1 Methanol/Natronlauge waschen, zentrifugieren, weiterer Verwendung zuführen
- - die gereinigte Chlorophyll-Lösung in einen Rundkolben geben, ausreichende Menge (10% der Flüssig keitsmenge) an Glasperlen (d = 1 mm) zugeben, im Vakuumrotationsverdampfer bei mittlerer Drehzahl Lösungsmittel abdampfen, so daß Chlorophyll auf die Glasperlen aufgetragen wird
- - Proteinlösung in Rundkolben geben, am Rotationsverdampfer 60 min bei höchster Drehzahl (120 Upm) rühren, Glasperlen und nicht gebundenes Chlorophyll durch Filtration über Faltenfilter abtrennen
- - aus dem Filtrat über Fällung am pKi, oder chromatograph
ische Verfahren Chlorophyll/ApoHb für
weitere Versuche gewinnen.
z. B.: 1 l Acetonextrakt mit 1 g/l Chlorophyll, 100 ml Glasperlen, 3 g Protein in 200 ml Wasser lösen und zugeben, gewonnenes Protein enthält 30% Chlorophyll
- - Konzentration der Protein- und der Chlorophyllösung bestimmen
- - Proteinlösung auf 4°C kühlen
- - mit Hilfe eines Homogenisators (Ultraturrax) Chlorophyll- Lösung zur ApoHb-Lösung zumischen, bis gewünschtes Verhältnis Chlorophyll/ApoHb erreicht ist.
- - Gewinnung des Chlorophyllkomplexes durch Fällung am pKi,
z. B. 1 l Proteinlösung mit 9 g/l Protein, + 100 ml Chlorophyllösung mit 3% Chlorophyllgehalt, 5 min homogenisieren, Produkt enthält 30% Chlorophyll.
Die Überprüfung der Bindung von Chlorophyllen an ApoHb-
Präparate wurde mit Hilfe eines von Stryer
entwickelten Verfahrens durchgeführt. Die einzelnen
Präparate wurden mit 1-Anilino-8-Naphthylsulfonat
bei pH = 6,8 in 0.1 mol/l Phosphatpuffer versetzt. Das
Molverhältnis ApoHb/ANS sollte dabei kleiner 0,25 sein. Das
weitere Verfahren ergibt sich aus den folgenden Ausführungen.
- - 1ml ApoHb/Chlorophyll Präparat mit ANS-Lösung in einen Dialyse-Schlauch, 16000 D, geben,
- - 36 h gegen 2 l bidest. Wasser bei 5°C dialysieren, alle 12 h Wasser austauschen,
- - gleiches Verfahren für Nullprobe aus ApoHb und ANS durchführen,
- - Messung der Extinktion der dialysierten Probe im Absorptionsmaximum von ANS bei 350 nm,
- - parallel dazu Protein- und Chlorophyllkonzentration bestimmen
- - Nullprobe mit reiner ApoHb-Lösung nach gleichem Muster durchführen.
Chromatographische Bedingungen:
- - Trennsäule: Glassäule, 1 = 150 mm, d = 12 mm
- - mobile Phase: 0.01 M Phosphatpuffer, pH = 6,8
- - stationäre Phase: Sephadex® G-25.
Verfahren im einzelnen:
- - Probe/Nullprobe mit ANS Lösung versetzen,
- - 1 ml der Mischung auf die Trennsäule auftragen,
- - eluierte Banden auffangen und Extinktion bei 350 nm messen
- - parallel dazu Protein- und Chlorophyllkonzentration bestimmen.
Dieses Verfahren wurde auch zur Reinigung von
hydrolysiertem ApoHb/Chlorophyll-Präparaten herangezogen,
da diese nicht mehr durch Fällung am pKi von überschüssigem
Chlorophyll zu trennen waren.
Das Chlorophyllkonzentrat wurde säulenchromato
graphisch gereinigt. Dadurch sollte ausgeschlossen werden,
daß mit Chlorophyll extrahierte Lipide die Stabilität von
Chlorophyll in den Lagerversuchen beeinflußt. Auch sollten
eventuell vorhandene Chlorophyllabbauprodukt entfernt
werden. Das genaue Verfahren wurde von Omata und Murata
übernommen. Die Chlorophylle a und b wurden gemeinsam
von der Trennsäule eluiert und der weiteren Verwendung
zugeführt:
- - Lösungsmittel Aceton/Wasser (80/20)
- - Säule: Glassäule, d = 60 mm, h = 250 mm
- - stationäre Phase: Cellulose DEAE-SH, Kapazität 0,85, Fa. Serva
Zur Abtrennung mitextrahierter Lipide wurde in einem
zweiten Verfahren Kälte angewendet.
Die zur Abtrennung der Lipide notwendige Temperatur wurde
ermittelt. Dazu wurde Rohextrakt in
Zentrifugengläser gefüllt, auf die gewünschte Temperatur
abgekühlt, 4 h gehalten und anschließend zentrifugiert. Das
Trennergebnis wurde über die Bestimmung der Säurezahl im
Überstand ermittelt.
Für das Technikumsverfahren wurde das Rohextrakt auf -20°C
abgekühlt, die Temperatur mindestens 4 h gehalten und
die ausgefallenen Lipide durch Zentrifugation entfernt
verwendet. Die Temperatur wurde auf ebenfalls -20°C
festgelegt. Eine vollständige Abtrennung wurde bei einer
Drehzahl von 5000 min-1 nach 5 min erreicht.
Die Triglyceride wurden entsprechend der gewünschten Kon
zentration von Chlorophyll im Endprodukt während der Kon
zentrierung dem Extrakt zugesetzt oder mit dem Chloro
phyllpräzipitat nach der Konzentrierung vermischt. Eventu
ell mitgeschlepptes Wasser konnte durch Zentrifugation und
Dekantieren abgetrennt werden. Daneben wurden zur Verbes
serung der Stabilität die im folgenden Kapitel beschrie
benen Zusätze zugesetzt.
Beispiel: 20 l gereinigter Extrakt mit einem
Chlorophyllgehalt von 400 mg/l bei 25°C
Verdampfungstemperatur in einem Rotationsverdampfer
konzentrieren bis Chlorophyll ausflockt. Chlorophyll aus
den verbleibenden 6 l Flüssigkeit durch Zentrifugation
abtrennen und in mit je 800 mg/kg α-Tocopherol und
Phosphatidylcholin versetztem Kokosfett lösen. Aus der
Konzentrationsstufe wurden 10 g Chlorophyllprodukt
entnommen, welches mit 70 g des Kokosfettes versetzt wurde.
Das Endprodukt enthielt 9,5% Chlorophyll.
Kokosfett wurden zur Verbesserung der Chlorophyllstabilität
folgende Komponenten zugesetzt:
- - α-Tocopherol <98%
- - Lecithine entsprechend folgender Tabelle
Die Chlorophyllpräparate wurden unter den unten
aufgeführten definierten Bedingungen gelagert und in
regelmäßigen Abständen auf ihre Pigmentzusammensetzung
untersucht. Bedingt durch ihre Wasserlöslichkeit konnten
die Chl/ApoHb-Proben zusätzlich zu unterschiedlichen
Temperatur- und Lichtbedingungen, auch bei verschiedenen
pH-Werten auf ihre Stabilität untersucht
werden.
Die Bedingungen waren im einzelnen:
- - belichtet: Hg-HD Lampen, Abstand der Proben: 600 mm, 3000 Lux vor Probe, Temperaturen: 20 und 40°C,
- - unbelichtet: Temperaturen: 20 und 40°C.
Geräte:
- - belichtet: Klimakammern des Lebensmitteltechnikums, TUM Weihenstephan, Luxmeter,
- - unbelichtet: thermostatisierte Wasserbäder,
- - Bestimmung der Chlorophylle und deren Abbauprodukte mittels HPLC.
Claims (4)
1. Verfahren zur Herstellung eines natürlichen, stabilen
grünen Farbstoffes auf Basis von Chlorophyll für die
Lebensmittel-, Kosmetik- und Pharmaindustrie, dadurch
gekennzeichnet, daß Chlorophyll an entfärbtes
Hämoglobin (Apohämoglobin), welches als Komplex
stabilisator fungiert, in wäßriger Lösung gebunden
wird, wobei insbesondere das Protein (Apohämoglobin)
in Wasser gelöst, der pH-Wert auf 6,8-7,0 eingestellt
und das Chlorophyll in fester oder gelöster Form
zugegeben wird.
2. Verfahren nach dem Oberbegriff des Anspruches 1,
dadurch gekennzeichnet, daß einem linol- oder linolen
säurearmen Öl/Fett Lecithine als Komplexstabilisatoren
zugesetzt werden und daß dieses Öl/Fett mit zuvor
gereinigtem Chlorophyll gefärbt wird.
3. Verfahren nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet,
daß dem linol- und linolensäurearmen Öl/Fett
Phosphatidylcholin zugesetzt wird.
4. Verfahren nach Anspruch 2 oder 3, dadurch gekenn
zeichnet, daß einem linol- und linolensäurearmen
Öl/Fett Antioxidantien, insbesondere α-Tocopherol
zugesetzt wird.
Priority Applications (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE4200349A DE4200349C2 (de) | 1992-01-09 | 1992-01-09 | Verfahren zur Herstellung eines natürlichen, stabilen grünen Farbstoffes auf Basis von Chlorophyll für die Lebensmittel-, Kosmetik- und Pharmaindustrie |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
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DE4200349A DE4200349C2 (de) | 1992-01-09 | 1992-01-09 | Verfahren zur Herstellung eines natürlichen, stabilen grünen Farbstoffes auf Basis von Chlorophyll für die Lebensmittel-, Kosmetik- und Pharmaindustrie |
Publications (2)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
DE4200349A1 DE4200349A1 (de) | 1993-07-15 |
DE4200349C2 true DE4200349C2 (de) | 1997-08-28 |
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DE4200349A Expired - Fee Related DE4200349C2 (de) | 1992-01-09 | 1992-01-09 | Verfahren zur Herstellung eines natürlichen, stabilen grünen Farbstoffes auf Basis von Chlorophyll für die Lebensmittel-, Kosmetik- und Pharmaindustrie |
Country Status (1)
Country | Link |
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DE (1) | DE4200349C2 (de) |
Cited By (1)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
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DE20109224U1 (de) * | 2001-06-01 | 2002-10-17 | Marcus Gmbh & Co Kg Dr | Farbstoff-Gemisch für Lebensmittel, Pharmazeutika und Kosmetika |
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CH642990A5 (de) * | 1978-07-24 | 1984-05-15 | Parke Davis & Co | Verfahren zum faerben von gelatine fuer kapseln mit hilfe eines gegen den abbau durch licht oder oxidation stabilisierten natuerlichen farbstoffes. |
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1992
- 1992-01-09 DE DE4200349A patent/DE4200349C2/de not_active Expired - Fee Related
Cited By (1)
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DE20109224U1 (de) * | 2001-06-01 | 2002-10-17 | Marcus Gmbh & Co Kg Dr | Farbstoff-Gemisch für Lebensmittel, Pharmazeutika und Kosmetika |
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DE4200349A1 (de) | 1993-07-15 |
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