DE102013015969B4

DE102013015969B4 - Labor-Photobioreaktor

Info

Publication number: DE102013015969B4
Application number: DE102013015969.5A
Authority: DE
Inventors: Prof. Dr. Ehwald Rudolf; Lars Bähr; Arne Wüstenberg
Original assignee: Celldeg Gbr(vertretungsberechtigter Gesellschafter Prof Dr Rudolf Ehwald 10115 Berlin; CELLDEG GBR(VERTRETUNGSBERECHTIGTER GESELLSCHAFTER PROFDR RUDOLF EHWALD 10115 BERLIN
Current assignee: CELLDEG GMBH, DE
Priority date: 2013-09-25
Filing date: 2013-09-25
Publication date: 2016-11-10
Anticipated expiration: 2033-09-26
Also published as: US20150087049A1; DE102013015969A1

Abstract

Labor-Photobioreaktor zur Gewährleistung des photoautotrophen Wachstums von Cyanobakterien und Mikroalgen unter axenischen Bedingungen bei extrem hohen flächenbezogen Photosyntheseleistungen mit geringen CO2- und Wasserverlusten an die Atmosphäre, mit: – einer gegen die Atmosphäre abschließbaren und auf einem Schütteltisch zu befestigenden horizontal ausgedehnten Basiskammer 1 zum Einbringen einer wässrigen Flüssigphase und einer mit dieser im Austausch stehenden Gasphase mit einer CO2-Konzentration über 1 Volumenprozent oder einer reinen Gasphase mit der genannten CO2-Konzentration, – mindestens einer an der oberen Wand der Basiskammer angebrachten horizontal ausgedehnten Reaktionskammer 2 zur Aufnahme der Zellsuspension, deren Rauminhalt ausschließlich über eine horizontal orientierte planare, mikroporöse und hydrophobe gasdurchlässige erste Membran 3 im Gasaustausch mit dem Inhalt der Basiskammer steht, wobei der Infiltrationsdruck dieser Membran für Wasser im luftgesättigten Zustand über 100 kPa und ihre Permeabilität für Luft bei Atmosphärendruck über 10 mm3 cm–2 s–1 kPa–1 betragen und ihre Fläche 30% der Basisfläche der Reaktionskammer übersteigt, – einer porösen hydrophoben gaspermeablen zweiten Membran 4 mit einem Infiltrationsdruck der luftgesättigten Membran für Wasser von über 100 kPa und einer Permeabilität für Luft bei Atmosphärendruck von mehr als 10 mm3 cm–2 s–1 kPa–1, welche den Reaktionsraum 5 von einem Gasaustauschraum 6 trennt, sowie – mindestens einem Kanal 7 mit einer Weite von mindestens 0,01 cm, welcher den Gasaustauschraum mit der äußeren Atmosphäre verbindet, wobei der gemeinsame Gasdiffusionswiderstand aller Kanäle denjenigen der zweiten gaspermeablen Membran um ein Vielfaches übertrifft und die belichtete Oberfläche der Reaktionskammer A sowie die Länge/n Ln und die Querschnittsfläche/n Qn des/der Kanäle so gewählt sind, dass der Geometriefaktor F = A/Σ(QnLn –1) einen Wert zwischen 20 und 1000 cm annimmt.

Description

Cyanobakterien und Mikroalgen zeigen bei geringen Biomassekonzentrationen hohe spezifische Raten des photoautotrophen Wachstums (über 3 d^–1) und besitzen ein hohes Potenzial für die Bioprozesstechnik zur Erzeugung von Biomasse oder organischen Stoffen (Nahrungs- oder Futtermitteln, Arzneimitteln, Biofuels etc.) durch Photosynthese. Die axenische Laborkultur von photoautotrophen Mikroorganismen (PMO) erfolgt überwiegend in geschüttelten belichteten Kulturgefäßen oder im aufsteigenden Blasenstrom der mit CO₂ angereicherten Luft in belichteten Gefäßen (z. B. WO 2011/154886A1 ), wobei das Eindringen von Fremdorganismen durch Bakterienfilter verhindert wird.
Zur Standardisierung und Optimierung der Bedingungen für das photoautotrophe Wachstum wurden Photobioreaktoren für den Laborbetrieb (Labor-PBR) entwickelt. Es ist jedoch unabhängig vom Volumen der Reaktionsgefäße schwierig, die Versorgung von PMO mit Nährstoffen, CO₂ und Licht so zu gewährleisten, dass hohe Biomassekonzentrationen erreicht werden und intensives Wachstum bei hohen Biomassekonzentrationen möglich ist (z. B. Wang et al. 2012). Eine Konzentration der wasserfreien Biomasse (Trockenmasse) über 5 g l^–1 ist bei der Kultur von PMO als extrem hoch zu bezeichnen. Für eine effiziente Bioprozesstechnik sind aber bei zahlreichen Anwendungen hohe Biomassekonzentrationen erforderlich. Wegen der meist begrenzten Biomassekonzentration bei der Kultur von Algen und Cyanobakterien werden zum Erreichen einer höheren Konzentration dieser Organismen Verfahren zu ihrer Konzentrierung bei der Ernte eingesetzt. Ein Beispiel für eine solche Vorrichtung ist in WO 2012/150390 A1 offenbart. Das Verfahren beruht auf der passiven Filtration in sequentialle angeordneten Konzentrator-Tanks. Eine hohe flächen- und volumenbezogene Geschwindigkeit der Biomasseproduktion bei sehr hohen Konzentrationen der wasserfreien Biomasse erfordert neben der Aufrecherhaltung sättigender Konzentrationen von anorganischem Kohlenstoff oder anderen mineralischen Nährstoffen im Kulturmedium die Vermeidung von oxidativem Stress und die Versorgung aller Zellen mit Lichtquanten. Extrem hohe Trockenmassekonzentrationen (TMK) können nach dem gegenwärtigen Stand der Technik durch photoautotrophes Wachstum in kurzer Zeit erreicht werden, wenn die Zellsuspension bei Photonenflussdichten (PFD) über 1 mmol m^–2s^–1 bei einer relativ geringen Schichtdicke (unter 20 mm) in eine intensive turbulente Strömung versetzt wird. Die Oberflächenschicht, in welcher die PFD über dem Lichtkompensationspunkt liegt (photische Zone) wird bei hohen TMK auf weniger als 0,1 cm reduziert, selbst wenn an der belichteten Oberfläche hohe PFD (mehrere mmol m^–2 s^–1) realisiert werden. Zur Erzielung einer hohen Quantenausbeute kommt es darauf an, dass die Zellen zwischen der photischen Zone und der nicht vermeidbaren aphotischen Zone mit hoher Frequenz zirkulieren. Hierdurch wird die mittlere Dauer der Dunkelphasen und der Starklichtphasen reduziert; gleichzeitig werden hohe PFD an der belichteten Oberfläche effizient von allen Zellen ausgenutzt. Sind die Dunkelphasen sehr kurz (im Millisekundenbereich), kann das in den Thylakoiden für sehr kurze Zeit gespeicherte chemiosmotische Potenzial zur Kohlenstoffreduktion genutzt werden. Die ständige Unterbrechung der Starklichtphasen vermeidet außerdem stressverursachenden Elektronenstau (Qiang et al. 1998). In turbulent bewegten Suspensionen des Cyanobakteriums Spirulina platensis konnten bei einem Lichtweg von 7 mm im Starklicht kurzzeitig (5 h) flächenbezogene Photosyntheseleistungen von fast 200 g m^–2 d^–1 nachgewiesen werden (Quiang et al. 1998). Durch Verwendung eines geeigneten Mediums wurde die Limitation des Wachstums durch chemische Faktoren (anorg. C u. weitere gelöste Nährelemente) vermieden. In den wenigen Arbeiten (Qiang et al. 1998, Doucha and Livansky 2006), die bisher über intensives photoautotrophes Wachstum (Zunahme der TMK > 4 g l^–1 d^–1) bei extrem hohen Zelldichten (TMK > 5 g l^–1) berichteten, wurde die turbulente Durchmischung der Zellsuspension in offenen (nicht axenischen) Systemen im intensiven Gasblasenstrom (Quiang et al. 1998) oder durch eine hohe Strömungsgeschwindigkeit auf einer geneigten Fläche ( US 5981271A , Doucha und Livansky 2006) erreicht. Bei der Verwendung von geschlossenen Labor-PBR, die für eine axenische Kultur der PMO geeignet sind, wurden deutlich geringere flächenbezogene Photosyntheseleistungen erzielt. Hier wurde die turbulente Strömung mit Hilfe eines Rotors oder durch Schütteln verursacht; es kam jedoch zu einer starken Erhöhung des O₂-Partialdruckes in der abgeschlossenen Reaktionskammer (Tsoglin et al. 1996). Der Ersatz des verbrauchten anorganischen C erfolgte in Form von CO₂ aus der Gasphase der Reaktionskammer über die bewegte Gas-Flüssig-Grenzfläche (Tsoglin et al. 1996, Quiang et al. 1998) oder durch Auflösung von CO₂ unter Druck an der für den Kreislauf der Suspension verwendeten Pumpe (Doucha und Livansky 2006).
In den offenen Systemen, bei denen ein intensiver Gasaustausch mit der äußeren Gasatmosphäre stattfand (Quiang et al. 1998, Doucha und Livansky 2006), konnte eine Anreicherung von O₂ in der Zellsuspension verhindert werden; es mussten aber starke verdunstungsbedingte Wasserverluste ausgeglichen werden. Ein großer Teil des eingesetzten CO₂ ging bei dem Gasaustausch mit der Luft verloren. Neben den bereits genannten Möglichkeiten der Versorgung der PMO mit anorganischem C über den direkten Austausch an der turbulent bewegten Gas-Flüssig-Grenzfläche oder die Einleitung von CO₂ unter Druck sind die Einleitung von carbonisiertem Wasser, die Speicherung von HCO₃ ^–-Ionen in einem Kohlenstoff-Vorratsmedium ( DE 10 2011 055 448 A1 ) oder der Einsatz von gasdurchlässigen hydrophoben Wänden oder Membranen bekannt (z. B. US 6 815 204 B2 , US 0305389 A1 , US 0130704 A1 , DE 10 2008 029 169 , DE 10 2010 021 154 A1 , US2010190241 A1 , WO 2011/154886 A1 ). In der Patentschrift DE 10 2008 029 169 wird ein Labor-Kultursystem für PMO beschrieben, bei dem ein aus dünner transparenter Polyethylenfolie gefertigter und mit konzentriertem KHCO₃-haltigem Puffer gefüllter Beutel in das geschüttelte Kulturgefäß eingebracht wird. Der Ersatz des verbrauchten C_i erfolgte durch Diffusion des gasförmigen CO₂ durch eine lichtdurchlässige dünne Folie aus Polyethylen. Es wurden deutlich höhere Wachstumsgeschwindigkeiten erzielt als beim Schütteln an der Atmosphärenluft (Poers et al. 2010). Allerdings ist dieses Kultursystem zur Erzielung extrem hoher Zelldichten (TMK > 5 g 1^–1) in kurzer Zeit nicht geeignet. Die CO₂-Permeabilität der verwendeten homogenen (transparenten) Folien aus Polyolefinen für CO₂ ist nicht ausreichend, um eine hohe volumenbezogene Geschwindigkeit der Photosynthese zu gewährleisten.
Die Aufgabe der Erfindung besteht in der Bereitstellung eines geschlossenen zur axenischen Kultur von PMO geeigneten Labor-PBR, mit dessen Hilfe durch Photosynthese im Starklicht bei TMK über 10 g l^–1 flächenbezogene tägliche Zunahmen der TM über 50% bei geringen CO₂- und Wasserdampfverlusten an die Atmosphäre erreicht werden können, ohne dass die Konzentration des photosynthetisch gebildeten Sauerstoffs in der Zellsuspension wachstumshemmende Werte erreicht. Diese Aufgabe wird durch Bereitstellung eines Labor-PBR nach Anspruch 1 gelöst. Die Unteransprüche beziehen sich auf Ausführungsformen des erfindungsgemäßen Labor-PBR, die für die Lösung der genannten Aufgabe oder zusätzlich für die Messung der Photosyntheserate oder Laboruntersuchungen des Wachstums der PMO in Parallelansätzen vorteilhaft sind. Erfindungsgemäß besitzt der Labor-PBR folgende Merkmale (1):

– eine gegen die Atmosphäre abschließbare und auf einem Schütteltisch zu befestigende horizontal ausgedehnte Basiskammer 1, in der eine CO₂-Konzentration über 1 Volumenprozent aufrecht erhalten werden kann,
– mindestens eine an der oberen Wand der Basiskammer angebrachte horizontal ausgedehnte Reaktionskammer 2 zur Aufnahme der Zellsuspension, deren Rauminhalt ausschließlich über eine horizontal orientierte planare, mikroporöse und hydrophobe gasdurchlässige erste Membran 3 im Gasaustausch mit dem Inhalt der Basiskammer steht, wobei der Infiltrationsdruck dieser Membran für Wasser im luftgesättigten Zustand über 100 kPa und ihre Permeabilität für Luft bei Atmosphärendruck über 10 mm³ cm^–2 s^–1 kPa^–1 betragen und ihre Fläche 30% der Basisfläche der Reaktionskammer übersteigt,
– eine poröse hydrophobe gaspermeable zweite Membran 4 mit einem Infiltrationsdruck der luftgesättigten Membran für Wasser von über 100 kPa und einer Permeabilität für Luft bei Atmosphärendruck von mehr als 10 mm³ cm^–2 s^–1 kPa^–1, welche den Reaktionsraum 5 von einem Gasaustauschraum 6 trennt, sowie
– mindestens einen Kanal 7 mit einer Weite von mindestens 0,01 cm, welcher den Gasaustauschraum mit der äußeren Atmosphäre verbindet, wobei der gemeinsame Gasdiffusionswiderstand aller Kanäle denjenigen der zweiten gaspermeablen Membran um ein Vielfaches übertrifft und die belichtete Oberfläche der Reaktionskammer A sowie die Länge/n L_n und die Querschnittsfläche/n Q_n des/der Kanäle so gewählt sind, dass der Geometriefaktor F = A/Σ(Q_nL_n ^–1) einen Wert zwischen 20 und 1000 cm annimmt.

Der erfindungsgemäße Labor-PBR besitzt eine Basiskammer, in deren Gasraum eine gegenüber Atmosphärenluft ausreichend erhöhte CO₂-Konzentration, beispielsweise mit Hilfe eines geeigneten HCO₃-Puffers, aufrechterhalten wird, und eine derselben aufliegende Reaktionskammer, die den Reaktionsraum für die Photosynthese einschließt. Der Raum der Basiskammer kann fluidisch von der Atmosphäre abgeschlossen werden. Die erste Membran ist gasgesättigt und für wässrige Lösungen bzw. Flüssigphasen auf wässriger Basis nur nach Infiltration mit hohem Druck durchlässig; ihre Permeabilität für Gase übersteigt die mögliche grenzflächenbezogene Auflösungsgeschwindigkeit des CO₂ und anderer Gase in Wasser um ein Vielfaches, vorzugsweise um mehrere Größenordnungen, so dass die Gasphase in der Membran eine CO₂-Konzentration besitzt, die mit derjenigen in der Basiskammer annähernd im Gleichgewicht steht. Eine extrem hohe Permeabilität für Gase besitzen beispielsweise sehr dünne hochporöse Membranen aus hydrophoben Materialien wie Polypropylen mit Porengrößen im Submikrometerbereich. Derartige Membranen werden beispielweise für die Herstellung von Doppelschicht-Kondensatoren industriell hergestellt. Sehr geeignet für den membranvermittelten CO₂-Eintrag im erfindungsgemäßen Labor-PBR sind z. B. die bidirektional gestreckten Polypropylen-Membranen vom Typ Treopore PDA der Treofan GmbH (Raunheim, Deutschland) oder die unidirektional gestreckten Polypropylen-Membranen des Typs Celgard-Monolayer der Firma Celgard (Charlotte, U.S.A). Solche Membranen sind kommerziell verfügbar und besitzen eine hohe Reißfestigkeit in Verbindung mit einem sehr hohen Volumenanteil von Poren im Submikrometerbereich sowie einen hohen Infiltrationsdruck für Wasser. Geeignet für den Einsatz in dem erfindungsgemäßen Labor-PBR sind außerdem zahlreiche andere nanostrukturierte Membranen aus hydrophoben Materialien mit Poren einer Weite unter 0,5 μm und einer Permeabilität für Luftgase bei Atmosphärendruck von mehr als 10 mm³ cm^–2 s^–1 kPa^–1, welche die grenzflächenbezogene Geschwindigkeit der Gasabsorption in eine entgaste wässrige Lösung um mehrere Größenordnungen übersteigt. Eine reaktionskammerseitig an die Flüssigphase der Zellsuspension grenzende Gasphase, die in den Poren der Membran fixiert ist, besitzt bei allen möglichen Raten des CO₂-Verbrauchs annähernd den gleichen CO₂-Partialdruck wie die Gasphase in der Basiskammer. Bekanntlich ist die Auflösung von Gasen in Flüssigkeiten sehr stark von der grenzflächennahen Turbulenz in der Flüssigphase abhängig (Dankwerts, P. V. 1965). Für die Erzielung einer hohen flächenbezogenen Geschwindigkeit des CO₂-Eintrages in die CO₂-verbrauchende Zellsuspension ist es daher günstig, dass die im Porenraum der ersten Membran adhäsiv an die Festphase gebundene Gasphase sich nicht mit der strömenden Flüssigphase mitbewegen kann. Hierdurch treten beim Schütteln der Zellsuspension auf der Membranfläche hohe Schergeschwindigkeiten in der Flüssigkeit des membrannahen Raumes auf. Dies begünstigt die turbulente Strömung der Zellsuspension nahe der Gas-Flüssig-Phasengrenze und reduziert die Dicke der hier auftretenden laminar strömender Schichten, welche den Stoffaustausch zwischen der Phasengrenze und der voll durchmischten Flüssigphase begrenzt. Außerdem kommt es zur Beschleunigung des Austausches der in der Phasengrenze zeitweilig fixierten Flüssigkeit gegen die frei bewegliche Flüssigkeit. Der CO₂-Eintrag über die gasdurchlässige Membran an der Grundfläche der geschüttelten Reaktionskammer besitzt daher gegenüber dem Gasaustausch zwischen der bewegten Flüssigkeit und der mitbewegten Gasphase einen kinetischen Vorteil. Bei der für den CO₂-Eintrag üblicherweise eingesetzten Bewegung von Gasblasen durch die Flüssigphase oder beim Schütteln einer Flüssigkeit in einem gashaltigen Raum wird die Phasengrenze in der strömenden Flüssigkeit mitbewegt, wodurch die Schergeschwindigkeit nahe der Phasengrenze begrenzt wird. Die laminar strömenden Flüssigkeitsschichten nahe der Gasphase behindern die Diffusion in der Flüssigphase sowie die ständige Erneuerung der Flüssigkeit an der Phasengrenze. Hierdurch wird eine annähernde Sättigung der Flüssigphase an der Phasengrenze mit dem gelösten Gas erreicht und die Absorption verzögert. Der dargestellte kinetische Vorteil des Gaseintrages in eine turbulent bewegte Flüssigphase über eine gasgesättigte Membranfläche erklärt den überraschenden Befund (Ausführungsbeispiel 4), dass der beim Schütteln erreichbare membranvermittelte CO₂-Eintrag in eine alkalische Pufferlösung, bezogen auf die Fläche der ersten Membran, weit schneller erfolgt als der CO₂-Eintrag über die geschüttelte freie Gas-Flüssig-Grenzfläche, bezogen auf die Grundfläche der Reaktionskammer. Auf einen zusätzlichen CO₂-Eintrag in den Reaktionsraum über die freie geschüttelte Gas-Flüssig-Phasengrenze kann daher verzichtet werden. Hierdurch wird es möglich, den Gasaustausch über die freie Gas-Flüssig-Phasengrenze über der Zellsuspension allein für den Massentransfer des O₂ aus der Zellsuspension in die äußere Atmosphäre zu nutzen. Die in dem erfindungsgemäßen Labor-PBR gewählte besondere Form der Anordnung der ersten hydrophoben porösen Membran zwischen dem Gasraum der Basiskammer und der Flüssigphase in der Reaktionskammer ermöglicht so eine Abtrennung des durch die photosynthetische Sauerstoffbildung notwendigen Entgasungsweges von dem Weg für den CO₂-Eintrag. Durch die turbulente Bewegung der Zellen zwischen photischen und aphotischen Schichten der Zellsuspension wird außerdem eine effiziente Nutzung des Photonenflusses möglich. Hierdurch können, wie die Ausführungsbeispiele 2 und 3 zeigen, in einem geschüttelten Labor-PBR mit den Merkmalen der Erfindung bei extrem hohen Zelldichten im Starklicht hohe flächen- und volumenbezogene Geschwindigkeiten der Photosynthese erreicht werden.
Eines der wesentlichen Merkmale des erfindungsgemäßen Labor-PBR besteht in der Abtrennung eines Gasaustauschraumes vom Reaktionsraum in der Reaktionskammer. Der Reaktionsraum, der teilweise mit der Zellsuspension gefüllt werden kann, ist durch mindestens eine hydrophobe poröse gasdurchlässige zweite Membran von dem zellfreien Gasaustauschraum getrennt, dessen Gasatmosphäre auf Grund der hohen Gasdurchlässigkeit dieser Membran annähernd die gleiche Zusammensetzung besitzt wie der Reaktionsraum. Der Gasaustauschraum steht über mindestens einen diffusionsbegrenzenden makroskopischen Kanal mit einer Weite von mindestens 0,01 cm der Atmosphäre in Verbindung.
Der Kanal bzw. die Kanäle ermöglichen den Druckausgleich und gleichzeitig den diffusiven Gasaustausch zwischen dem Reaktionsraum und der äußeren Gasatmosphäre. Der Gasaustausch zwischen dem Reaktionsraum und der äußeren Atmosphäre wird durch den/die Kanäle begrenzt, weil der kanalbedingte Gas-Diffusionswiderstand den Diffusionswiderstand der zweiten Membran weit übersteigt. Von den Kanal-Längen L_n und Kanal-Querschnittsflächen Q_n sowie der lichtdurchlässigen Oberfläche des Labor-PBR A hängen daher sowohl die unerwünschten diffusiven Verluste von CO₂ und Wasserdampf als auch der reaktionsbedingte Anstieg des O₂-Partialdruckes in der Reaktionskammer ab. Bei dem erfindungsgemäßen Labor-PBR nimmt der geometrische Widerstandsfaktor F für die Gasdiffusion durch alle Kanäle F = A/Σ(Q_nL_n ^–1) einen Wert zwischen 20 und 1000 cm an. Selbst an der genannten Obergrenze des F-Wertes ist der Strömungswiderstand des Kanals bzw. der Kanäle für Luft so gering, dass der Druckunterschied zwischen dem Reaktionsraum und der Atmosphäre, unabhängig von der möglichen Geschwindigkeit der photosynthetischen O₂-Produktion, technisch vernachlässigbar bleibt. Während der Vorteil von niedrigen Werten für F in einem intensiven Diffusionsaustausch des Sauerstoffs zwischen der äußeren Atmosphäre und dem Reaktionsraum besteht, sind hohe Werte für F durch eine stärkere Begrenzung von Wasserdampf- und CO₂-Verlusten an die Atmosphäre vorteilhaft. Labor-PBR mit Kanaldimensionen, bei denen F nahe der angegebenen Obergrenze (1000 cm) liegt, eignen sich wegen der begrenzten Permeabilität für den O₂/N₂-Austausch nur für Kulturen, bei denen die maximale flächenbezogene TM-Produktion unter 20 g m^–2 d^–1 liegt. Bei derartig hohen Werten für F sind die Wasserdampfverluste vernachlässigbar klein. Technisch bedeutsame Verluste an Wasserdampf und CO₂ sind erst dann zu erwarten, wenn die in Anspruch 1 angegebene Untergrenze für den geometrischen Widerstandsfaktor F (20 cm) unterschritten wird. Diese Zusammenhänge werden in Ausführungsbeispiel 1 näher erläutert. Der erfindungsgemäße Labor-PBR kann so gefertigt werden, dass der F-Wert einstellbar ist. Dies ist beispielsweise beim Vorliegen mehrerer Kanäle durch das Verschließen eines Teils der Kanäle möglich. Bei Vorliegen eines schlitzförmigen Kanals kann der F-Wert durch Verschieben eines Verschlusskörpers im Schlitz verändert werden.
Es ist für eine hohe Rate des CO₂-Eintrages bei einer gegebenen CO₂-Konzentration im Gasraum der Basiskammer vorteilhaft, wenn die erste Membran eine möglichst große Fläche besitzt und so am Grund der Reaktionskammer angeordnet wird, dass die durch Schütteln erzeugte Schergeschwindigkeit der Zellsuspension im membrannahen Raum möglichst groß ist. Für eine ausreichend hohe Rate des CO₂-Eintrittes in die Zellsuspension ist es notwendig, dass die permeable Membranfläche mindestens 30% der Grundfläche der Reaktionskammer besitzt, und es ist vorteilhaft, wenn diese Fläche sich nicht unter sondern über den Perforationen in der Grundplatte der Reaktionskammer befindet. Vorteilhaft ist eine Anordnung der Membran über der perforierten Grundplatte der Reaktionskammer, bei der sie einer in allen Richtungen gasdurchlässigen porösen Stützschicht aufliegt. Als gasdurchlässige Stützschicht wird jede feste Stützschicht bezeichnet, die in vertikaler und horizontaler Richtung eine hohe Gasdurchlässigkeit besitzt. Bei Anwendung einer solchen Stützschicht kann die gasdurchlässige Fläche der ersten Membran auch bei einer relativ kleinen Querschnittsfläche der Perforationen mehr als 90% der Grundfläche der Reaktionskammer betragen. Daher kann die mit der Gasphase der Basiskammer gesättigte Fläche der ersten Membran die Größe der belichteten Oberfläche der Reaktionskammer annähernd erreichen.
Die Basiskammer kann beispielsweise in einem überwiegend gas- bzw. luftgefüllten Raum CO₂ mit einem Partialdruck über 1 kPa enthalten. Die Wasserdampfsättigung der Atmosphäre in der Basiskammer kann dadurch erreicht werden, dass sie etwas flüssiges Wasser enthält. Mit Hilfe eines Reduzierventils kann das Gasvolumen über einen engen Gaseinlass (15, 2) mit einer Quelle für reines CO₂ verbunden werden, wobei der Solldruck am Reduzierventil so eingestellt wird, dass er etwa dem Atmosphärendruck entspricht. Durch Auflösung von CO₂ in der Flüssigphase der Reaktionskammer wird der Gasdruck unter den Solldruck abgesenkt, was einen Fluss durch das Reduzierventil in die Basiskammer verursacht. Hierdurch wird gewährleistet, dass der Partialdruck des CO₂ im Bereich des Sollwertes aufrechterhalten wird. Das gleiche Ergebnis kann auch ohne Gasvolumenfluss von außen in den Labor-PBR erreicht werden, wenn der CO₂-Partialdruck in der Basiskammer durch einen schwach alkalischen Puffer eingestellt wird, in dem sich HCO₃ ^– in hoher Konzentration befindet. Derartige Puffer sind seit langem als Quelle zur Versorgung von PMO mit CO₂ in Versuchsgefäßen bekannt (Warburg O und Krippahl G 1960). Befindet sich in der Basiskammer beispielsweise eine Pufferlösung bestehend aus 3 M KHCO₃ und 3 M K₂CO₃, kann in der Gasphase der Basiskammer in Abhängigkeit vom pH-Wert des Puffers eine CO₂-Konzentration zwischen 1 und 10% (Partialdruck 1 bis 10 kPa) für mehrere Tage bei hohen volumen- und flächenbezogenen Photosyntheseraten aufrechterhalten werden. Bei dem bekannten Höchstwert für den flächenbezogenen bekannten C-Umsatz (Quiang et al. 1998) würde der Basiskammer in einem Labor-PBR mit einer belichteten Oberfläche von 1 dm² eine CO₂-Menge von etwa 60 mmol pro Tag entzogen. Aus einem Volumen von 300 ml eines 3 M KHCO₃-Puffers, das sich in der Basiskammer befindet, kann ein Vielfaches dieser Menge nachgeliefert werden, ohne dass der CO₂-Partialdruck signifikant absinkt. Der im genannten Puffer gespeicherte Kohlenstoff kann vollständiger ausgenutzt werden, wenn der pH-Wert des Puffers durch eine geeignete Regulationsvorrichtung durch kontrollierte Säurezugabe konstant gehalten wird.
Wird in der Zellsuspension durch die Stoffwechselaktivität der Zellen oder durch einen geeigneten Puffer ein schwach alkalisches Milieu (pH 8,5–10,5) aufrechterhalten, das für das Wachstum zahlreicher PMO günstig ist, liegt der größte Teil des in der Zellsuspension gelösten anorganischen C in Form von HCO₃ ^– vor. Hierdurch kann ein Gradient der CO₂-Konzentration in der membrannahen Flüssigkeit auch dann aufrechterhalten werden, wenn die Absorptionsgeschwindigkeit des CO₂ in der Flüssigphase des Reaktionsraumes den aktuellen CO₂-Verbrauch durch die Zellen übersteigt.
Eine vorteilhafte Eigenschaft des erfindungsgemäßen Labor-PBR besteht darin, dass beim blasenfreien CO₂-Eintrag über die erste Membran die stoffwechselbedingte O₂-Produktion die einzige signifikante Ursache für eine stationäre Gasströmung aus dem Reaktionsraum in die äußere Atmosphäre ist. Erfindungsgemäß kann daher in einem Labor-PBR mit den offenbarten Merkmalen der Volumenfluss aus dem Gasaustauschraum in die Atmosphäre als Maß für die aktuelle photosynthetische Umsatzgeschwindigkeit erfasst werden. Wird beispielsweise an einen einzigen offenen Kanal eine Kapillare angeschlossen, kann der Volumenfluss durch diese Kapillare als Maß der aktuellen Photosynthese gemessen werden. Eine einfache Möglichkeit hierzu wird im Ausführungsbeispiel 2 erläutert.
Werden konzentrierte HCO₃ ^–-haltige Puffer mit einer Konzentration der Alkaliionen über 3 M zur Aufrechterhaltung der CO₂-Konzentration in der Basiskammer eingesetzt, ist der Wasserdampfpartialdruck dieser Lösungen bei gleicher Temperatur deutlich geringer als derjenige der Zellsuspension, so dass unter isothermen Verhältnissen ein Transport von Wasserdampf aus der Zellsuspension über die erste Membran in die Pufferlösung unvermeidlich ist. Hieraus ergeben sich bei 30°C Wasserverluste der Zellsuspension von einigen Prozent am Tag. Für eine genaue Messung der Biomasseproduktion ist daher neben der Messung der TMK eine Messung des Wasserverlustes erforderlich. Die durch isotherme Destillation des Wassers ausgelöste Volumenänderung kann vermieden bzw. stark reduziert werden, wenn zwischen der Temperatur der Pufferlösung in der Basiskammer und der Temperatur der Zellsuspension im Reaktionsraum eine Temperaturdifferenz aufrechterhalten wird. Wird der absolute Wasserdampfpartialdruck in der Basiskammer dem in der Zellsuspension auf diese Weise angeglichen, kann der osmotisch bewirkte Wasserdampf-Destillationsprozess reduziert bzw. verhindert werden. Für die Erzeugung einer Temperaturdifferenz zwischen der Pufferlösung und der Zellsuspension ist eine elektrische Heizung der Pufferlösung geeignet. Eine weitere Möglichkeit für die Erzeugung einer solchen Temperaturdifferenz besteht darin, dass die zur Ableitung der Strahlungswärme erforderliche Kühlung der Reaktionskammer gegenüber der Kühlung der Basiskammer verstärkt wird. Dies wird im Ausführungsbeispiel 2 erläutert.
Während es wegen der limitierenden Rolle der Gasabsorption an der Gas-Flüssig-Grenzfläche vorteilhaft ist, wenn die erste Membran einen möglichst großen Anteil an der Grundfläche der Reaktionskammer besitzt, kann bei der Gestaltung der zweiten Membran auf eine große Fläche verzichtet werden, wenn dieselbe nicht mit der Suspension benetzt ist, sondern sich in einem Gasraum über der geschüttelten Suspension befindet. Hierzu ist allerdings erforderlich, dass sie eine sehr hohe Gasdurchlässigkeit besitzt, wie es beispielsweise bei den schon erwähnten Membranen des Typs Celgard oder Treopore der Fall ist. Ein Vorteil einer kleinen Fläche der zweiten Membran besteht darin, dass der Lichtstrom auf die Suspension nur geringfügig geschwächt wird. Ist die zweite Membran nicht mit Flüssigkeit benetzt, ist die hohe Gaspermeabilität der Membran für den Ausgleich zwischen Reaktionsraum und Austauschraum ausschlaggebend. Eine starke Anreicherung des O₂ in der Suspension gegenüber der Gasphase im Reaktionsraum kann nicht auftreten, weil eine große freie geschüttelte Oberfläche zur Verfügung steht. Wäre die zweite Membran von einem Flüssigkeitsfilm bedeckt, würde bei einer kleinen Membranfläche wegen der vergleichweise geringen Geschwindigkeit der Gasabsorption und -desorption eine starke Behinderung des Gasaustausches stattfinden. Obwohl die Benetzung einer hydrophoben Membran durch den Spritzkontakt mit der wässrigen Suspension nicht erwartet wurde, zeigte die Erfahrung bei der Kultur von PMO, dass es bei hohen Zelldichten vorteilhaft ist, die zweite Membran in ein Kompartiment des Reaktionsraumes zu bringen, in dem sie vor Benetzung mit der Zellsuspension geschützt wird (3 und 4).
Der Labor-PBR oder die Reaktionskammer können aus porösen und hydrophoben Membranen mit den erfindungsgemäßen Merkmalen, beispielsweise aus den oben genannten kommerziell verfügbaren Membranen, und lichtdurchlässigen Kunststoffen wie Polystyrol oder Polycarbonat als Einwegprodukt gefertigt werden. Eine vorteilhafte Ausführungsform des erfindungsgemäßen Labor-PBR besteht in der Verbindung einer größeren Anzahl von austauschbaren Reaktionskammern mit einer großen Basiskammer. Dies hat für die Untersuchung von Parallelansätzen den Vorteil, dass alle untersuchten Zellsuspensionen der gleichen Photonenflussdichte, der gleichen Intensität der Flüssigkeitsbewegung und dem gleichen CO₂-Eintrag ausgesetzt werden können. Die austauschbaren Reaktionskammern werden so an die Basiskammer angeschlossen, dass die erste Membran die einzige fluidische Verbindung zwischen dem Innenraum der Basiskammer und dem Reaktionsraum ist. Für eine Reduktion der CO₂-Verluste an die Atmosphäre ist es günstig, wenn die Basiskammer keine direkte fluidische Verbindung mit der Atmosphäre besitzt.
Ausführungsbeispiel 1
Die Vorteile der Einhaltung der erfindungsgemäßen Ober- und Untergrenzen für den Geometriefaktor F = A/Σ(Q_nL_n ^–1), der sich aus der belichteten Oberfläche A der Reaktionskammer und dem Querschnitt Q sowie der Länge L jedes Kanals ergibt, sollen an einem Labor-PBR mit dem in 2 schematisch dargestellten Aufbau erläutert werden. Die belichtete Oberfläche A dieses Labor-PBR beträgt 1 dm². Er besitzt 2 Kanäle mit Querschnitten von je 0,2 cm². Der erste Kanal ist verschließbar und 0,1 cm lang, während der zweite eine Länge von 1 cm besitzt. Die gemeinsame Durchlässigkeit G der beiden Kanäle für den Diffusionsaustausch von O₂ in Luft bei Atmosphärendruck ist G = D(Q₁L₁ ^–1 + Q₂L₂ ^–1), worin D für den Diffusionskoeffizienten der Luft für O₂ steht. Durch Einsetzen der betrachteten Werte für Q und L ergibt sich für G ein Wert von etwa 0,44 cm s^–. Der auf die belichtete Oberfläche bezogene Geometriefaktor F = A/Σ(Q_nL_n ^–1) für den Gasdiffusionswiderstand nimmt für den beschriebenen Labor-PBR den Wert 45,5 cm an. Der Widerstand für die viskose Luftströmung aus dem Reaktionsraum in die äußere Atmosphäre in dem längeren der beiden Kanäle (L = 1 cm) kann durch das Gesetz von Hagen/Poiseuille unter Berücksichtigung der Viskosität von Luft (17,1 μPa s bei 20°C) abgeschätzt werden und beträgt bei einer kreisrunden Querschnittsfläche etwa 0,684 mPa s cm^–1.
Da der Labor-PBR entsprechend der Aufgabe der Erfindung für hohe flächenbezogene photosynthetische Umsatzraten geeignet sein soll, werden die Kanaldimensionen so gewählt, dass eine flächenbezogene Zunahme der TM von 200 g m^–2 d^–1, die den höchsten bisher bekannten Wert leicht überschreitet, ohne starke Erhöhung der O₂-Konzentration im Reaktionsraum möglich ist. Der C-Masseanteil in der wasserfreien Biomasse entspricht ungefähr derjenigen des C in CH₂O; daher beträgt im Normaltemperaturbereich (20–30°C) die mit dem Wachstum verbundene auf die belichtete Fläche bezogene O₂-Bildungsrate J bei einer TMK – Zunahme von 200 g m² d^–1 etwa 6,67 mol m^–2 d^–1, was bei Atmosphärendruck etwa 167 l m^–2 bzw. 0,000193 cm^–3 cm^–2 s^–1 entspricht. In einem Labor-PBR mit einer belichteten Fläche von 1 dm² beträgt die kammerbezogene Sauerstoffbildungsrate in diesem Fall 0,0193 cm³ s^–1 bzw. 1,67 l am Tag. Um das an einem Tag bei einer belichteten Fläche von 1 dm² maximal gebildete O₂ Volumen von 1,67 l in der geschlossenen Basiskammer wirksam zu verdünnen, müsste die Basiskammer einen Gasraum von mindestens 5 l umfassen.
Der hierdurch gegebene konstruktive Nachteil wird bei den erfindungsgemäßen Kanaldimensionen dadurch vermieden, dass N₂ im Austausch gegen O₂ diffusiv eintreten kann. Die im Fließgleichgewicht auftretende Konzentrationsdifferenz zwischen dem Reaktionsraum und der Atmosphäre ΔC ist mit dem Geometriefaktor F, dem Diffusionskoeffizienten von O₂ in Luft D und der flächenbezogenen O₂-Bildungsrate J durch die Beziehung ΔC = JFD^–1 verbunden. Setzt man einen für physiologische Temperaturen bei Atmosphärendruck repräsentativen Wert für D (etwa 0,2 cm² s^–1) sowie den oben genannten Maximalwert für J (0,000193 cm s^–1) und den oben genannten Geometriefaktor F (45,5 cm) in die oben stehende Gleichung ein, ergibt sich im Fließgleichgewicht, als Molenbruch ausgedrückt, eine O₂-Konzentrationsdifferenz von 0,044. Dies entspricht einem Anstieg der O₂-Konzentration im Reaktionsraum von 4,4%. Bei den gewählten Kanaldimensionen (L₁ = 0,1 cm, Q₁ = 0,2 cm² und Q₂ = 0,2 cm², L₂ = 1 cm) erfolgt dementsprechend bei einer belichteten Fläche von 1 dm² bei der extrem hohen flächenbezogenen TMK-Zunahme von 200 g m^–2 d^–1 keine physiologisch relevante Anreicherung des Sauerstoffs im Reaktionsraum.
Wegen der unterschiedlichen Länge der Kanäle tritt in dem kürzeren ersten Kanal auf Grund der O₂-Bildung von 0,0193 cm³ s^–1 bei dem genannten Wert für J eine Volumenströmung von 0,0175 cm³ s^–1 und in dem längeren zweiten Kanal eine Volumenströmung von 0,00175 cm³ s^–1 auf. Dies entspricht bei der Querschnittsfläche Q von je 0,2 cm² einer Strömungsgeschwindigkeit von etwa 0,035 cm s^–1 im kürzeren der beiden Kanäle. Die diffusive O₂-Permeabilität D/L der 0,1 cm dicken Luftschicht in diesem Kanal bei Atmosphärendruck beträgt etwa 2 cm s^–1. Sie übersteigt daher die Strömungsgeschwindigkeit der Luft durch den Kanal um etwa das 57-Fache, so dass der Einfluss der Strömung auf die Diffusion vernachlässigt werden kann.
Wegen des oben erwähnten niedrigen Wertes für den Gasströmungswiderstand im längeren der beiden Kanäle (L = 1 cm) käme es bei einem kreisrunden Querschnitt selbst bei geschlossenem ersten Kanal zu einem nahezu idealen Druckausgleich zwischen dem Austauschraum und der Atmosphäre, wenn die kammerbezogene O₂-Bildungsrate den extrem hohen Wert von 0,0193 cm³ s^–1 annimmt. Der strömungsbedingte Druckabfall würde in diesem Fall nur etwa 0,32 mPa betragen.
In einem Labor-PBR mit der belichteten Oberfläche von 1 dm² und einem einzigen Kanal mit einer Querschnittfläche Q von 0,05 cm² und einer Länge L von 1 cm (F = 2000 cm), würde die Gasströmungsgeschwindigkeit durch den Kanal bei der oben genannten extrem hohen Rate der kammerbezogenen O₂-Bildung (0,0193 cm³ s^–1) 0,386 cm s^–1 betragen. In diesem Fall würde die Strömungsgeschwindigkeit die Permeabilität einer 1 cm langen Luftschicht für den diffusiven Austausch von N₂ gegen O₂ (0,2 cm s^–1) übersteigen. Dementsprechend würde das anfänglich im Reaktionsraum vorhandene N₂ der Luft vollständig durch die Volumenströmung aus dem Reaktionsraum ausgespült.
Die maximal bei 30°C auftretende Wasserdampfkonzentrationsdifferenz zwischen dem Reaktionsraum und der Atmosphäre kann wegen der begrenzten Sättigungskonzentration des Wasserdampfes in Luft mit etwa 30 mg l^–1 bzw. 4,2 Volumenprozent angegeben werden. Der mit der Sauerstoffabgabe an die Atmosphäre verbundene mögliche Wasserdampfverlust beträgt bei der angegebenen Untergrenze für den Geometriefaktor F (20 cm) nur etwa 1,2 g d^–1 dm^–2. Die Abschätzung der Verluste an CO₂ führt zu noch deutlich niedrigeren Werten. Dies erklärt sich daraus, dass die CO₂-Konzentration in der Basiskammer so eingestellt werden kann, dass der CO₂-Partialdruck im Reaktionsraum weit unter demjenigen des Wasserdampfes liegt. Wenn ein gepuffertes, schwach alkalisches Nährmedium verwendet wird, in dem das in der Flüssigphase absorbierte CO₂ vor dem Verbrauch durch die PMO in Form von HCO₃ ^– gespeichert werden kann, bleibt der CO₂-Partialdruck der Zellsuspension, unabhängig von der Photosyntheserate, sehr niedrig. In diesem Fall sind die CO₂-Verluste an die Atmosphäre technisch nicht relevant.
Ausführungsbeispiel 2
Zur Kultur des Cyanobakteriums Synechococcus sp. PCC 7002 wurden Labor-PBR entsprechend 3 eingesetzt. Zur Herstellung der Basiskammer sowie der Reaktionskammer wurden zwei 50 ml-Kulturflaschen aus Polystyrol genutzt. Die lichtdurchlässige Oberfläche A betrug 25 cm², der Kanalquerschnitt Q betrug 0,063 cm², und es wurde eine Kanallänge L von 0,2 cm festgelegt. (F = 79,4 cm). Als gasdurchlässige Stützschicht diente ein Polypropylengeflecht, als gasdurchlässige Membran eine 40 μm starke Treopore-Membran (Typ PDA). Die Dichtung der Membran auf der Grundplatte der Reaktionskammer, die Verbindung der beiden Kammern und weitere Modifikationen der Kulturflasche erfolgten durch Verkleben mit transparentem Silikon. Die Sterilisation der Reaktionskammer erfolgte durch Einfüllen einer 11%igen wässrigen H₂O₂-Lösung (20 ml). Nach kurzem Schwenken und längerer Inkubation (ca. 6 h) wurde der größte Teil des Oxidationsmittels abgegossen und nach Verschluss mit dem Silikonstopfen die restliche Flüssigkeit (1–2 ml) bei 60°C über die gasdurchlässigen Membranen verdunstet.
Es wurde ein Kulturmedium verwendet, welches alle Makronährstoffe in einer Konzentration enthielt, die für eine volumenbezogene TM-Bildung von 30 g l^–1 ausreichend war. Das für den genannten Organismus geeignete Medium enthielt 150 mM NO₃ ^–, 100 mM K⁺, 10 mM HPO₄ ^2–, 10 mM SO₄ ^2–, 10 mM Cl^–, 10 mM Mg²⁺, 10 mM Ca²⁺, 0,5 mM Fe²⁺, 0,5 mM EDTA, 0,5 μM Vitamin B₁₂, 2 mM H₃BO₄, 100 μM Mn²⁺, 10 μM Zn²⁺, 6 μM MoO₄, 0,2 μM Co²⁺, 0,05 μM Cu²⁺ und war mit 100 mM NaHCO₃ gepuffert. Das Kulturmedium wurde unter der Sterilbox durch Mischen einer autoklavierten 1 M CaCl₂-Lösung und der autoklavierten Lösung aller übrigen Bestandteile in der Reaktionskammer im Verhältnis 1/100 hergestellt. In der Reaktionskammer befanden sich 20 ml des Kulturmediums und in der Basiskammer 30 ml eines Puffers, der durch Mischen von 1 Teil einer 3 M K₂CO₃-Lösung mit 3 Teilen einer 3 M KHCO₃-Lösung hergestellt wurde.
Der Labor-PBR wurde auf einer 5 mm starken schwarz lackierten Aluminiumplatte auf dem Schütteltisch befestigt. In diese Platte wurden passende Vertiefungen eingearbeitet, in welche die Labor-PBR eingesetzt werden konnten. Der Schütteltisch wurde von oben mit Hilfe von zwei 400 W-Gewächshauslampen belichtet. Unter den Metalldampflampen befand sich eine 7 mm starke Glasplatte. Die Glasplatte und der Schütteltisch wurden von der Seite durch einen Luftstrom gekühlt. Durch Verstellen des Abstandes zwischen den Labor-PBR und den Lampen mit Hilfe einer in der Höhe verstellbaren Plattform, auf welcher der Schütteltisch befestigt war, konnten PFD zwischen 200 und 1200 μmol m^–2 s^–1 eingestellt werden. Die Apparatur befand sich in einem Raum bei geringer relativer Luftfeuchte (< 40%), in welchem die Lufttemperatur mit Hilfe einer Klimaanlage eingestellt wurde. Die Raumtemperatur betrug 28°C. Auf Grund der starken Luftströmung zwischen der Glasplatte und dem Schüttelgerät mit den Labor-PBR lag die Temperatur der Reaktionsgefäße auch bei hohen PFD (> 500 μmol m^–2s^–1) nur wenig (< 2°C) über der Raumtemperatur, während die Temperatur der Aluminiumplatte, in welche die Basiskammer eingesenkt wurde, 3 bis 4°C über dieser Temperatur lag. Diese Temperaturdifferenz reichte aus, einen signifikanten osmotisch bedingten Wasserverlust der Reaktionskammer zu verhindern.
Die Labor-PBR wurden im repeated batch-Verfahren eingesetzt. Dabei wurden sie mit 10 oder 20 ml des Kulturmediums auf einem Rundschüttelgerät bei 200 bis 400 rpm geschüttelt. Die tägliche Zunahme der TMK wurde durch die Messung der Lichtattenuation bei einer Wellenlänge von 750 nm an einem Spektralphotometer bei starker Verdünnung (1/100 bis 1/20) mit Hilfe einer Eichkurve bestimmt. Hierzu wurde nach einem Kulturtag eine kleine Menge der geschüttelten Suspension (0,3 ml) über einen abflammbaren und verschließbaren Port aus Edelstahl und Silikon eine kleine Probe der geschüttelten Suspension entnommen, während die Probenahme zu Beginn und am Ende jedes Zyklus im Zusammenhang mit der Verdünnung unter der Sterilbox durchgeführt wurde. Nach der Inokulation (Start-TMK etwa 0,3 g l^–1) wurde bei einer PFD von 400 μmol m^–2 s^–1 bereits nach einem Tag eine TMK von 2 bis 3 g l^–1 festgestellt. Anschließend war der Zuwachs nahezu linear von der PFD im Bereich von 400 bis 1200 μmol m² s^–1 abhängig. Für die repeated batch-Kultur wurden die Zellsuspensionen im Rhythmus von 2 Tagen mit frischer Nährlösung verdünnt. Die Verdünnungsrate wurde nach erfolgter Bestimmung der TMK so festgelegt, dass die anfängliche TMK nach jeder Verdünnung annähernd 2 g l^–1 betrug. Bei der PFD von 850 μmol m² s^–1 stieg die TMK im Laufe von 2 Tagen von etwa 2 g l^–1 auf 25 bis 27 g l^–1 an. Das entspricht einer Zunahme der wasserfreien Biomasse um etwas mehr als 0,1 g pro Reaktionskammer bzw. einer flächenbezogenen Zunahme der TMK von über 40 g m^–2d^–1. Die kammerbezogene tägliche Zunahme der der wasserfreien Biomasse war weitgehend unabhängig von der Schichtdicke der Zellsuspension (4 oder 8 mm), woraus abgeleitet werden kann, dass bei PFD von mehreren mmol m^–2 s^–1, wie sie von Quiang et al. (1998) eingesetzt wurden, noch weit höhere flächenbezogene photosynthetische Umsatzraten in dem eingesetzten Labor-PBR erreichbar sind. Betrug das Volumen der Zellsuspension 20 ml (Schichtdicke der ruhenden Suspension 8 mm), lag die volumenbezogene TMK nach dem zweiten Tag bei 12 bis 15 g l^–1. Wurde der Organismus bei einer Schichtdicke von 4 mm im beschriebenen 2 Tage-Rhythmus bei der gleichen PFD kultiviert, betrug die volumenbezogene tägliche Zunahme der TMK 12 bis 13 g l^–1.
Mit Hilfe der in 3 dargestellten Messvorrichtung konnte der Gasvolumenfluss aus der Reaktionskammer in die Atmosphäre erfasst werden, der bei annähernd konstanten Werten für die Temperatur und den Druck im Reaktionsgefäß allein durch die photosynthetische Gasbildung zustande kommt. Hierzu wurde eine 40 μl Kapillare mit etwas gefärbtem Netzmittelschaum an den Kanal angeschlossen, wobei das Schütteln für etwa eine Sekunde unterbrochen wurde. Anschließend wurde die Zeit gemessen, die für den Fluss des Schaumpfropfens durch ein 20 mm³-Segment der Kapillare erforderlich ist. Es wurde eine enge Korrelation zwischen der gemessenen Strömungsgeschwindigkeit und der im Verlauf des Vortages bei unterschiedlichen Lichtintensitäten gemessenen Zunahme der TMK festgestellt. Die gemessenen Volumenflussgeschwindigkeiten erreichten bei hoher PFD (850 μmol m^–2 s^–1) Werte von 1–2 mm³ s^–1, während ohne Belichtung kein messbarer Gasvolumenfluss stattfand. Das eingesetzte Seifenschaum-Flowmeter bewirkt keinen signifikanten Anstieg des Gasdruckes im Reaktionsraum und ist daher geeignet, die aktuelle Geschwindigkeit der O₂-Freisetzung zu erfassen. Unter der Annahme der C-Assimilationsform von CH₂O wurde die aktuelle Trockensubstanzzunahme stöchiometrisch aus dem gemessenen Volumenfluss berechnet. Die im Verlauf von 24 h direkt gemessene Zunahme der TMK betrug etwa 80% des so ermittelten Wertes.
Ausführungsbeispiel 3
Zwei Labor-PBR entsprechend 4 wurden eingesetzt, um den Einfluss der Kanaldimensionen auf die photosynthetische Umsatzrate von Synechococcus sp. PCC 7002 zu demonstrieren. Das Suspensionsvolumen betrug 20 ml (Schichtdicke 8 mm). Bei dem rechts dargestellten Labor-PBR war der Kanal enger und länger als bei dem links dargestellten. Der Verdünnungszyklus im repeated batch-Betrieb betrug 2 d. In der links dargestellten Kammer mit dem kleineren oberflächenbezogenen Gasdiffusionswiderstand (F = 80 cm) war die Zunahme der TMK am zweiten Tag etwas größer als diejenige des ersten Tages und betrug über 40 g m^–2 d^–1. Bei der rechts dargestellten Variante mit dem größeren Widerstand für den diffusiven Gasaustausch (F = 790 cm) unterschied sich die Zunahme der TM am ersten Kulturtag nicht signifikant von derjenigen des Parallelansatzes. Am zweiten Kulturtag war sie jedoch deutlich kleiner und erreichte nur noch Werte von 25 bis 35 g m^–2 d^–1. Dieses Ergebnis wurde in 5 aufeinanderfolgenden Zyklen ausnahmslos festgestellt. Wurde anschließend in dem links dargestellten Labor-PBR durch Kürzung der Länge des Kanals auf 0,1 cm der F-Wert von 794 auf 79,4 cm reduziert, war in den folgenden Zyklen die flächenbezogene Zunahme der TM beider Labor-PBR nicht signifikant verschieden und übertraf wie im Parallelansatz leicht diejenige, die am ersten Tag gemessen wurde. Aus der Gleichung ΔC = FJD^–1 (Ausführungsbeispiel 1) geht hervor, dass bei dem F-Wert von 79,4 cm und der flächenbezogenen Trockenmassebildung von 40 g m² d^–1 (J = 38,6·0^–4 cm³ cm^–2 s^–1) die O₂-Konzentration im Reaktionsraum nur wenig (1,5%) über den Wert in der äußeren Atmosphäre ansteigt. Die Gleichung zeigt auch, dass sich bei einem F-Wert von 794 cm bei der gleichen flächenbezogenen Zunahme der TM (40 g m^–2 d^–1) im Fließgleichgewicht ein deutlich erhöhter O₂-Partiladruck (ca. 35 Volumenprozent) einstellen muss. Da bei jeder Verdünnung der Zellsuspension im 2-Tage-Rhythmus in dem relativ großen Gasvolumen der Labor-PBR ein Ausgleich der Gaszusammensetzung mit der Atmosphäre erfolgte, wurde der umsatzbedingte Anstieg des O₂ in der Reaktionskammer erst am zweiten Tag zu einem wachstumshemmenden Faktor.
Ausführungsbeispiel 4

Zum Vergleich der Geschwindigkeit der Absorption von CO₂ in einem schwach alkalischen Puffer an der Oberfläche der ersten gasdurchlässigen Membran (Treopore-PDA der Firma Treofan) mit der Geschwindigkeit der CO₂-Absorption über die freie Oberfläche wurde eine Versuchsapparatur entsprechend 5 eingesetzt. Im Unterschied zum normalen Betrieb des Labor-PBR war die Reaktionskammer gegen die äußere Atmosphäre abgeschlossen. Die Basiskammer wurde mit Hilfe einer 550 ml Kulturflasche hergestellt. Sie wurde mit 200 ml eines Puffers gefüllt, der durch Mischen einer 3 M KHCO₃-Löusung mit einer 3 M K₂CO₃-Lösung im Verhältnis 4/1 hergestellt wurde. Der CO₂-Partialdruck in der Gasphase dieses Puffers bei Atmosphärendruck wird mit 3,2 kPa (3,2 Volumenprozent) angegeben. Die beiden über der Basiskammer angebrachten Kammern wurden aus 50 ml-Kulturflaschen gefertigt. In diese Kammern wurden 19 ml entionisierten Wassers eingefüllt. Die Versuchsanordnung wurde 1 h lang geschüttelt, um eine Sättigung der Gasräume und des Wassers mit CO₂ zu erreichen. Anschließend wurde in beide Kammern gleichzeitig mit Hilfe einer Kanüle durch eine enge verschließbare Öffnung (in der Figur nicht dargestellt) je 1 ml des CO₂ absorbierenden Puffers sowie 10 μl einer 1%igen ethanolischen Phenolphtalein-Lösung eingeführt. Der Reaktionsraum wurde verschlossen und die Zeit bis zur Entfärbung des Indikators gemessen. Diese Zeit entspricht der Zeit, die zur Absorption von 500 μmol CO₂ benötigt wird, weil bei der Entfärbung des Indikators (pH 8,5–9) die CO₃ ^2– Ionen vollständig in HCO₃ ^– umgewandelt wurden. Die so bestimmte mittlere Absorptionsgeschwindigkeit des CO₂ in dem geschüttelten schwach alkalischen Puffer (Anfangs-pH-Wert 10,5) der linken Kammer wurde auf die gasdurchlässige Membranfläche bezogen, diejenige in dem Puffer der rechten Kammer wurde auf die gesamte Oberfläche der ruhenden Flüssigkeit bezogen, weil die wahre Größe der geschüttelten Oberfläche nicht ermittelt werden konnte. Aus den Ergebnissen (Tabelle) geht hervor, dass die mittlere Geschwindigkeit des membranvermittelten CO₂-Eintrages bei den eingesetzten Schüttelfrequenzen (100, 200 und 400 rpm) deutlich höher lag als die Geschwindigkeit des CO₂-Eintrages über die freie geschüttelte Oberfläche des Puffers. Beim Vergleich ist zu berücksichtigen, dass die Werte für den CO₂-Eintrag über die freie Gas-Flüssig-Grenzfläche auf die ruhende Oberfläche des Tabelle: Flächenbezogene Geschwindigkeiten der CO₂-Absorption

Schüttelfrequenz (rpm)	A: CO₂-Absorption über die erste Membran (μmol cm^–2 h^–1)	B: CO₂-Absorption über die freie Gas/Flüssig-Phasengrenze (μmol cm^–2 h^–1)*	A/B
100	19,0	15,6	1,22
100	18,6	16,1	1,15
200	32,2	20,7	1,56
200	34,0	21,0	1,61
200	32,9	21,0	1,57
400	34,3	21,4	1,60
400	38,2	24,1	1,58

* Bezugnahme auf die ruhende Gas-Flüssig-Grenzfläche

Puffers bezogen wurden und daher weit größer sind als sie beim Bezug auf die größere, aber nicht messbare, bewegte Oberfläche wären. Durch Erhöhung der Schüttelfrequenz von 200 rpm auf 400 rpm wurde die CO₂-Absorption nur noch wenig gesteigert. Die Steigerung der Schüttelfrequenz von 100 auf 200 rpm wirkte sich jedoch stark fördernd aus. Die Geschwindigkeit der CO₂-Absorption betrug bei den beiden höheren Schüttelgeschwindigkeiten 34,2 μmol cm^–2 h^–1. Dies ermöglicht, auf die Membranfläche bezogen, eine tägliche flächenbezogene Photosyntheseleistung von 8,2 mol m^–2 bzw. von 246 g CH₂O m^–2, die über der höchsten bisher bekannten flächenbezogenen Photosyntheseleistungen durch PMO liegt. Wurde anstelle der Pufferlösung eine 1 M KOH-Lösung in der Versuchsanordnung geschüttelt, wurden noch weit höhere flächenbezogene Absorptionsgeschwindigkeiten gemessen. Dies war zu erwarten, weil bei hohen Konzentrationen der OH^– Ionen an der Gas-Flüssig-Grenzfläche die Reaktion des gelösten CO₂ zu HCO₃ ^– sehr schnell erfolgt und die Sättigung der Phasengrenze mit gelöstem CO₂ erschwert wird (Edsall 1969).
Es zeigen (schematisch, nicht maßstabsgetreu):
1 einen Querschnitt durch einen Labor-PBR mit den wesentlichen Merkmalen der Erfindung,
2 einen Querschnitt durch einen Labor-PBR mit einer Zellsuspension von PMO, bei dem die CO₂-Konzentration in der Gasphase der Basiskammer durch Einleitung von reinem CO₂ über ein Reduzierventil aufrechterhalten werden kann.
3 einen Querschnitt durch einen Labor-PBR mit einer Zellsuspension von PMO, bei dem die CO₂-Konzentration in der Gasphase der Basiskammer durch einen Puffer mit hoher Konzentration an HCO₃-Ionen aufrechterhalten wird und die aktuelle Photosyntheserate mit Hilfe eines Seifenschaum-Flowmeters gemessen werden kann. Die zweite Membran ist in einem Kompartiment des Reaktionsraums lokalisiert, in welchem sie beim Schütteln vor Benetzung mit der Zellsuspension geschützt ist.
4 einen Querschnitt durch zwei Labor-PBR, deren Reaktionskammern wie in
3 aufgebaut sind. Einfüllöffnungen und Silikonstopfen sind nicht dargestellt. Die belichtete Oberfläche A beträgt 25 cm². Der Kanal des links dargestellten Labor-PBR besitzt eine Länge L von 2 mm und eine Querschnittfläche Q von 6,3 mm² (F = 79,4 cm) der Kanal des rechts dargestellten PBR besitzt eine Querschnittsfläche Q von 3,14 mm² und eine Länge L von 10 mm (F = 794 cm).
5 einen Querschnitt der Messapparatur mit zwei Kammern über einer Basiskammer für den Vergleich der CO₂-Absorptionsgeschwindigkeit in der geschüttelten Flüssigphase beim membranvermittelten Gaseintritt und beim Gaseintritt über die freie geschüttelte Gas-Flüssig-Phasengrenze. Einfüllöffnungen und Silikonstopfen sind nicht dargestellt. In der links dargestellten Kammer erfolgt der Gaseintrag in die Absorptionsflüssigkeit wie in dem erfindungsgemäßen Labor-PBR. In der rechts dargestellten Kammer erfolgt der Gaseintrag in die Absorptionsflüssigkeit nach dem von Warburg und Krippahl (1960) beschriebenen Prinzip über die geschüttelte Gas-Flüssig-Grenzfläche.
Bezugszeichenliste

1: Basiskammer,
2: Reaktionskammer,
3: erste Membran,
4: zweite Membran,
5: Reaktionsraum,
6: Gasaustauschraum,
7: Kanal,
8: Seifenschaum-Flowmeter
9: geeichte Kapillare
10: gasdurchlässige Stützschicht
11: Zellsuspension
12: Pufferlösung bestehend aus 3 M KHCO₃ und 3 M K₂CO₃
13: Silikonstopfen
14: wassergesättigte Matrix
15: CO₂-Einlass
16: Vergleichskammer
17: Verbindungsrohr
18: 20 ml of 25 mM K₂CO₃ und 25 mM KHCO₃ mit Phenolphthalein

Bei der Darstellung des Standes der Technik berücksichtigte Druckschriften:

WO 2011/154886A1 ; WO 2012/150390 A1 ; US 5981271 A ; US 2010/0190241 A1 ; US 6815204 B2 ; US 2009/0305389 A1 ; US 2009/0130704 A1 ; DE 10 2008 029 169 A1 ; DE 10 2010 021 154 A1 ; DE 10 2011 055 448 A1 .
Dankwerts, P. V. 1965: The absorption of gases in liquids. Pure and applied Chemistry 10, 625–642
Doucha J, Livansky K 2006: Productivity, CO₂/O₂ exchange and hydraulics in outdoor open high density microalgal (Chlorella sp.) photobioreactors operated in a Middle and Southern European climate. Journal of Applied Phycology, 18(6), 811–826;
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Warburg O und Krippahl G (1960): Weiterentwicklung der manometrischen Methoden (Cabonatgemische). Z. Naturforschg. 15b, 364–67

Claims

Labor-Photobioreaktor zur Gewährleistung des photoautotrophen Wachstums von Cyanobakterien und Mikroalgen unter axenischen Bedingungen bei extrem hohen flächenbezogen Photosyntheseleistungen mit geringen CO₂- und Wasserverlusten an die Atmosphäre, mit: – einer gegen die Atmosphäre abschließbaren und auf einem Schütteltisch zu befestigenden horizontal ausgedehnten Basiskammer 1 zum Einbringen einer wässrigen Flüssigphase und einer mit dieser im Austausch stehenden Gasphase mit einer CO₂-Konzentration über 1 Volumenprozent oder einer reinen Gasphase mit der genannten CO₂-Konzentration, – mindestens einer an der oberen Wand der Basiskammer angebrachten horizontal ausgedehnten Reaktionskammer 2 zur Aufnahme der Zellsuspension, deren Rauminhalt ausschließlich über eine horizontal orientierte planare, mikroporöse und hydrophobe gasdurchlässige erste Membran 3 im Gasaustausch mit dem Inhalt der Basiskammer steht, wobei der Infiltrationsdruck dieser Membran für Wasser im luftgesättigten Zustand über 100 kPa und ihre Permeabilität für Luft bei Atmosphärendruck über 10 mm³ cm^–2 s^–1 kPa^–1 betragen und ihre Fläche 30% der Basisfläche der Reaktionskammer übersteigt, – einer porösen hydrophoben gaspermeablen zweiten Membran 4 mit einem Infiltrationsdruck der luftgesättigten Membran für Wasser von über 100 kPa und einer Permeabilität für Luft bei Atmosphärendruck von mehr als 10 mm³ cm^–2 s^–1 kPa^–1, welche den Reaktionsraum 5 von einem Gasaustauschraum 6 trennt, sowie – mindestens einem Kanal 7 mit einer Weite von mindestens 0,01 cm, welcher den Gasaustauschraum mit der äußeren Atmosphäre verbindet, wobei der gemeinsame Gasdiffusionswiderstand aller Kanäle denjenigen der zweiten gaspermeablen Membran um ein Vielfaches übertrifft und die belichtete Oberfläche der Reaktionskammer A sowie die Länge/n L_n und die Querschnittsfläche/n Q_n des/der Kanäle so gewählt sind, dass der Geometriefaktor F = A/Σ(Q_nL_n ^–1) einen Wert zwischen 20 und 1000 cm annimmt.
Labor-Photobioreaktor nach Anspruch 1 mit einer Vorrichtung zur Messung des Gasvolumenflusses vom Gasaustauschraum in die Atmosphäre.
Labor-Photobioreaktor nach Anspruch 2, bei dem die Vorrichtung zur Messung des Gasvolumenflusses ein an einen Kanal abschließbares Seifenschaum-Flowmeter 8 ist.
Labor-Photobioreaktor nach einem der vorstehenden Ansprüche, mit einer gasdurchlässigen Stützstruktur 10, die sich zwischen der perforierten Grundplatte der Reaktionskammer und der ersten Membran befindet, wobei die gasdurchlässige Membranfläche der ersten Membran mehr als 90% der Grundfläche der Reaktionskammer einnimmt.
Labor-Photobioreaktor nach einem der vorstehenden Ansprüche, wobei die zweite Membran an ein vor dauernder Benetzung mit der Zellsuspension geschütztes Kompartiment des Reaktionsraumes grenzt.
Labor-Photobioreaktor nach einem der vorstehenden Ansprüche, mit einer Vorrichtung zur Aufrechterhaltung einer Temperaturdifferenz zwischen der Flüssigphase in der Basiskammer und der Zellsuspension, welche die Wasserdampfkondensation in der Flüssigphase der Basiskammer reduziert.
Labor-Photobioreaktor nach einem der vorstehenden Ansprüche, mit mehreren austauschbaren Reaktionskammern, die an einer gemeinsamen Basiskammer über vorzugsweise eine oder mehrere verschließbare Öffnung bzw. Öffnungen ihrer Deckplatte befestigt werden können.