DE102011118030A1

DE102011118030A1 - Herstellung und Verwendung eines Peptids mit einer N-terminalen 11C-markierten Acetylgruppe

Info

Publication number: DE102011118030A1
Application number: DE102011118030A
Authority: DE
Inventors: Julian Kretz; Vivien Schubert; Ursus Krüger; Oliver Lade; Ines Neundorf; Arno Steckenborn; Roderich Süssmuth
Original assignee: Technische Universitaet Berlin; Siemens AG
Current assignee: Technische Universitaet Berlin; Siemens AG
Priority date: 2011-06-08
Filing date: 2011-06-08
Publication date: 2012-12-13
Also published as: WO2012168196A1

Abstract

Es wird ein N-terminal acetyliertes Peptid, das ein 11C-Kohlenstoffatom aufweist beschrieben, bei dem das 11C-Kohlenstoffatom ein Kohlenstoffatom der Acetylgruppe ist. Es wird auch ein Verfahren zur Herstellung eines solchen Peptids und Verwendungen desselben zur Positronen-Emissions-Tomographie wiedergegeben. Des Weiteren wird ein Radiopharmakon beschrieben.

Description

Die Erfindung betrifft ein N-terminal acetyliertes Peptid, ein Verfahren zu dessen Herstellung und die Verwendung des Peptids zur Herstellung eines Agens zur Detektion eines krankhaften Gewebes. Sie betrifft ferner ein Radiopharmakon, das ein solches Peptid umfasst, zur Lokalisation eines Tumors.
In der modernen Diagnostik wird zunehmend versucht, physiologische Zustände, sowohl im gesunden als auch im kranken Organismus unmittelbar am Körper zu beobachten. Dazu werden unter anderem die Stoffwechselraten verschiedener Gewebe untersucht, indem Probanden radioaktiv markierte Zuckermoleküle verabreicht werden und die Verteilung der Moleküle im Körper, etwa mittels Szintigraphie oder Positronen-Emmisions-Tomographie, erfasst wird. Eine hohe Anreicherung der Zuckermoleküle zeigt dabei hohe Stoffwechselraten an, wie sie auch in Tumorgeweben vorkommen. Derartige diagnostische Verfahren werden daher auch zur Krebsdiagnostik verwendet. In einem anderen Ansatz wird versucht, die Verteilung von Molekülen zu beobachten, die mit bestimmten Zellen oder Organen spezifisch interagieren. Dazu werden dem Probanden beispielsweise Antikörper verabreicht, die an Tumorzellen binden, sodass sich die Antikörper an der Oberfläche oder im Inneren der Tumorzellen anreichern. Die Moleküle werden dabei möglichst so gewählt, dass sie mit Zelloberflächenmolekülen, die nur oder in besonders hohem Maße von den Tumorzellen exprimiert werden, interagieren. Bei solchen Zelloberflächenmolekülen handelt es sich häufig um Transmembranrezeptoren, wie Rezeptoren epidermaler Wachstumsfaktoren, Rezeptoren von Wachstumshormonen oder Rezeptoren von Melanocortin-1-Rezeptoren (MC1R). Wenn die Moleküle, die an die Oberflächenrezeptoren binden, mit einem Radionuklid markiert sind, ist ein biochemischer Nachweis der Tumorzellen in vivo möglich.
Herkömmlicherweise werden Radionuklide, beispielsweise ⁶⁸Ga oder ⁶⁴Cu, unter Verwendung großer Chelatormoleküle, beispielsweise Ethylendiamintetraacetat (EDTA) an die Nachweismoleküle gekoppelt. Die Herstellung solcher radioaktiv markierter Moleküle ist sehr aufwändig, da insgesamt drei Komponenten, Ligand, Chelator und Radionuklid, bereitgestellt und verbunden werden müssen. Darüber hinaus verursachen chelatorgebundene Detektionsmoleküle häufig Nebenwirkungen, wie Unwohlsein und Allergien.
Alternativ dazu kann ein Radionuklid aber auch direkt in das Detektionsmolekül integriert werden, beispielsweise in Form einer ¹¹C-markierten Aminosäure. Die Herstellung derartiger Aminosäuren wird in den Patentanmeldungen DE 10 2009 035 648.7 und DE 10 2009 035 645.2 beschrieben. Aufgrund der geringen Halbwertszeit des ¹¹C-Kohlenstoffisotops muss die Zeitspanne zwischen der Generierung des Isotops und der Verwendung des markierten Moleküls als Positronen-Emissions-Tomographie (PET) Marker jedoch so gering wie möglich gehalten werden.
Der Erfindung liegt daher die Aufgabe zugrunde, ein als PET-Marker geeignetes Agens bereitzustellen, dessen radioaktive Isotopmarkierung in sehr kurzer Zeit erfolgen kann. Die Aufgabe wird durch die Bereitstellung eines N-terminal acetylierten Peptids, das ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist, gelöst. Indem das ¹¹C-Kohlenstoffatom ein Kohlenstoffatom der Acetylgruppe ist, wird das Radionuklid mit der Acetylgruppe, das heißt erst nachdem die Peptidsynthese bereits abgeschlossen ist, angebracht. Nach der Acetylierung steht das radioaktiv markierte Peptid unmittelbar als PET-Marker zur Verfügung. Außerdem ist ein mit ¹¹C-Kohlenstoffatom markiertes Peptid im Vergleich zu Molekülen, die mit herkömmlichen Radionukliden markiert sind, kostengünstig herzustellen und gut verstoffwechselbar.
Der Begriff ”Peptid” bezeichnet eine organische Verbindung aus mindestens zwei, über eine Peptidbindung verknüpften, Aminosäuren. Er umfasst dabei sowohl Oligopeptide aus bis zu ca. 10 Aminosäuren, als auch Polypeptide aus bis zu ca. 30 Aminosäuren, unabhängig von deren Primär-, Sekundär- oder Tertiärstruktur. Dabei sind sowohl natürlich vorkommende als auch biotechnologisch oder synthetisch hergestellte Verbindungen umfasst. Das erfindungsgemäße Peptid ist aus Aminosäuren, das heißt aus körpereigenen bzw. körperähnlichen Molekülen aufgebaut und daher für Patienten besonders gut verträglich. Es ist nicht toxisch und kann natürlich verstoffwechselt, abgebaut und ausgeschieden werden.
Der Begriff ”Acetylierung” bezeichnet die Einführung einer Acetylgruppe (CH₃CO) in eine organische Verbindung, vorzugsweise in ein Peptid. Dabei wird eine Acetylgruppe in der Regel an eine freie Hydroxy-(OH-) oder eine freie Amino-(NH₂-)Gruppe gebunden. Acetylierungen von Peptiden und Proteinen kommen natürlicherweise an der primären Aminogruppe, das heißt α-Aminogruppe, der N-terminalen Aminosäure, als auch an Aminogruppen der Seitenreste, vor allem an Lysin, vor. In Eukaryoten sind posttranslationale Modifizierungen von Proteinen in Form von Acetylierungen sehr häufig, wobei N-terminale Acetylierungen überwiegen (Polevoda B und Sherman F, 2002). Die Acetylierung ist dabei in aller Regel irreversibel und kann die Eigenschaften des modifizierten Proteins beispielsweise hinsichtlich Enzymaktivität, Bindungsspezifität oder Peptidrezeptorinteraktion beeinflussen. Häufig trägt die N-terminale Acetylierung auch zu einer erhöhten Proteinstabilität bei, da der proteolytische Abbau von Enzymen über die N-terminale Aminogruppe vermittelt wird. Beispielsweise wurde festgestellt, dass die Acetylierung des α-Melanozyten stimulierenden Hormons (α-MSH) dessen Interaktion mit dem MC1-Rezeptor erhöht und zu einer gesteigerten Aktivität des Rezeptors führt. Darüber hinaus zeigt das acetylierte α-MSH eine bis zu dreimal höhere Halbwertszeit als das nicht modifizierte Peptid. Im Fall von β-Endorphin wurde hingegen festgestellt, dass die N-terminale Acetylierung zu einer Reduktion der Opiataktivität des Moleküls gegenüber der nicht acetylierten Variante führt, sodass das modifizierte Molekül eine geringere Abhängigkeitsgefährdung verursacht (Polevoda B und Sherman F, 2002). Die Acetylierung des Peptids kann daher auch verwendet werden, um Eigenschaften des Peptids, die für seine Funktion als PET-Marker bedeutend sind, wie beispielsweise Stabilität, Reaktionsspezifität und Nebenwirkungen, zu optimieren.
Die Detektion des Peptids erfolgt über ein in der Acetylgruppe integriertes ¹¹C-Kohlenstoffatom. Beim Zerfall des ¹¹C-Kohlenstoffisotops werden Positronen, die auch als β⁺-Strahlung bezeichnet werden, gebildet. Stoßen die Positronen auf ein Elektron, bilden sie zwei Photonen, die sich in einem Winkel von 180°, also genau in entgegen gesetzter Richtung, voneinander entfernen. Die Photonen können detektiert und daraus die Position der Positronenemission, bzw. des ¹¹C-Kohlenstoffatoms, berechnet werden. Dadurch kann sowohl die Position des Peptids als auch eine Quantifizierung der an einer Position angesammelten Peptide innerhalb eines Körpers festgestellt werden. Die Integration eines ¹¹C-Kohlenstoffatoms in das Peptid, ermöglicht es zudem, die Verwendung chemischer, körperfremder Stoffe zu vermeiden. Durch den direkten Einbau des ¹¹C-Kohlenstoffatoms in die Acetylgruppe des Peptids ist die radioaktive Markierung ohne Komplexbildner, wie Diethyltriaminpentaacetat (DTPA), 1,4,7,10-Tetraazacyclododecan-1,4,7,10-tetraessigsäure (DOTA) oder Ethylendiamintetraacetat (EDTA) möglich. Außerdem kann vermieden werden, dass ein radioaktiver Fremdstoff, wie beispielsweise ¹⁸Fluor, ¹³³Xenon oder ⁶⁸Gallium, in den Organismus eingebracht werden muss.
Durch die Integration des ¹¹C-Kohlenstoffatoms in die Acetylgruppe kann außerdem die radioaktive Markierung unabhängig von der Peptidsynthese durchgeführt werden. Das bereits fertig gestellte Peptid wird durch die Acetylierung radioaktiv markiert und steht anschließend als PET-Marker zur Verfügung. Dies ist insbesondere vorteilhaft, weil die Halbwertszeit des ¹¹C-Kohlenstoffisotops nur ca. 20 Minuten beträgt, sodass die ursprünglich eingesetzte Strahlendosis desto höher gewählt werden muss, je mehr Zeit zwischen der Isotopmarkierung des Peptids und seiner Verwendung liegt. Wird die ¹¹C-Markierung mit der Acetylgruppe, das heißt nach Abschluss der eigentlichen Synthese des Peptids, angebracht, kann das Peptid unmittelbar anschließend verwendet werden. Auf diese Weise wird die Zeitspanne zwischen der Verarbeitung des ¹¹C-Kohlenstoffs und dem Einsatz des Peptids reduziert und der Strahlungsverlust während der Herstellung minimiert. Um eine bestimmte Strahlungsstärke des Produkts zu gewährleisten kann die ursprünglich eingesetzte Strahlendosis daher entsprechend geringer gewählt werden. Dadurch wird die Herstellung sowohl kostengünstiger als auch die Strahlenbelastung für das technische Personal, welches das Peptid herstellt, geringer.
In einer vorteilhaften Weiterbildung ist das ¹¹C-Kohlenstoffatom das primäre Kohlenstoffatom der Acetylgruppe. Um das ¹¹C-Kohlenstoffisotop in die Acetylgruppe einzubringen, muss es in Form eines Vorläufermoleküls bereitgestellt werden. Dabei ist die Verwendung von ¹¹CO₂ besonders geeignet, weil es in Routineverfahren mittels eines Zyklotrons hergestellt werden kann. Es stehen Zyklotrone sowohl für die Herstellung großer als auch kleiner Mengen von Radionukliden zur Verfügung. Insbesondere in Kliniken werden Zyklotrone mit kleinen Umsatzmengen verwendet, um Radionuklide für PET-Verfahren vor Ort herzustellen. Wird ¹¹CO₂ als Ausgangsstoff für die ¹¹C-markierte Acetylgruppe verwendet, ist das ¹¹C-Kohlenstoffatom das primäre Kohlenstoffatom der Acetylgruppe, da es, zusammen mit dem Sauerstoffatom, die Carbonylgruppe des Acetyls bildet.
In einer vorteilhaften Weiterbildung der Erfindung weist das Peptid mindestens eine D-Aminosäure auf. Mit Ausnahme des Glycins, besitzen Aminosäuren an ihrem alpha-C-Kohlenstoffatom ein chirales Zentrum und können daher als Konigurationsisomere, nämlich als D- oder L-Aminosäure, vorliegen. Körpereigene Peptide und Proteine sind weitgehend aus Aminosäuren in L-Konfiguration aufgebaut. Zudem arbeiten die meisten natürlichen Proteasen und Peptidasen stereoselektiv und verstoffwechseln hauptsächlich L-Aminosäuren. Daher dauert der Abbau von D-Aminosäuren durch körpereigene Enzyme länger als der von L-Aminosäuren. Dieser Umstand kann verwendet werden, um die Halbwertszeit eines Proteins oder Peptids zu verlängern, indem neben L-Aminosäuren auch D-Aminosäuren verwendet werden (Neundorf I et al., 2008). Dadurch kann die pharmakologische Clearance, also die Zeit bis das Peptid aus dem Organismus ausgeschieden wird, positiv beeinflusst werden. Bei dem Austausch einzelner L-Aminosäuren gegen ihre D-Konfiguration ist jedoch darauf zu achten, dass die Bindungsspezifität des Peptids nicht verringert wird. Eine weitere Möglichkeit, die pharmakologische Clearance des Peptids zu beeinflussen, besteht darin einzelne der Aminosäuren des Peptids durch nicht natürliche bzw. proteinogene Aminosäuren mit ähnlichen chemischen Eigenschaften zu ersetzen. Die nicht natürlichen Aminosäuren werden langsamer verstoffwechselt, weil die körpereigenen proteolytischen Enzyme speziell an den Abbau natürlicher Aminosäuren angepasst sind. Bei der Modifizierung des Peptids sollten die nicht natürlichen Aminosäuren jedoch so gewählt werden, dass die Bindungsaffinität des Peptids nicht verringert wird.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung eines N-terminal acetylierten Peptids, das ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist, umfassend die Schritte Bereitstellen eines Peptids, Bereitstellen eines Acetylgruppen übertragenden Moleküls, Umsetzen des Peptids mit dem Molekül, wodurch eine Acetylgruppe des Moleküls auf die N-terminale Aminogruppe des Peptids übertragen wird, und Aufreinigen des acetylierten Peptids. Indem die Acetylgruppe, die von dem Molekül auf das Peptid übertragen wird, ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist, ist die Isotopmarkierung des Peptids von der Peptidsynthese unabhängig. Die Zeit, die für die Verarbeitung des ¹¹C-Kohlenstoffisotops benötigt wird und die aufgrund der geringen Halbwertszeit kritisch ist, ist daher unabhängig von dem zeitlichen Aufwand der Peptidsynthese. Diese ist nämlich bereits abgeschlossen bevor die Acetylgruppe übertragen wird. Die Markierung mittels ¹¹C-markierter Acetylgruppe ist daher für beliebige Peptide möglich. Es können beispielsweise auch weitere Modifikationen des Peptids, wie Formylierungen, Phosphorylierungen, Hydroxylierungen oder Glykosylierungen durchgeführt werden, bevor das ¹¹C-Kohlenstoffatom eingebracht wird. Sobald das Peptid fertig synthetisiert ist, wird die Acetylgruppe auf die alpha N-terminale Aminogruppe des Peptids übertragen. Die Übertragung des ¹¹C-Kohlenstoffatoms in Form einer Acetylgruppe kann in einem einzigen Reaktionsansatz (”One-Pot-Reaction”) durchgeführt werden. Anschließend wird das Peptid mit geeigneten Reagenzien gewaschen und beispielsweise mittels Filtration aufgereinigt.
In einer vorteilhaften Weiterbildung der Erfindung wird das Peptid mittels Festphasensynthese bereitgestellt. Die Festphasensynthese erlaubt es, Peptide definierter Sequenz, einschließlich Polypeptiden und Proteinen, chemisch herzustellen. Dabei wird eine Aminosäure, die den Ausgangspunkt der Synthese bildet, C-terminal an eine feste Phase, beispielsweise ein Harz, gebunden. Anschließend wird sie schrittweise mit aktivierten Aminosäuren umgesetzt, sodass eine Aminosäurekette von C- nach N-terminal aufgebaut wird. Die Aminosäuresequenz wird dadurch bestimmt, dass in jedem Reaktionsschritt nur eine bestimmte aktivierte Aminosäure im Reaktionsgemisch vorhanden ist. Durch die Bindung der wachsenden Aminosäurekette an die Festphase, das heißt an eine unlösliche Matrix, etwa aus Polystyrolkugeln, kann die Aminosäurekette nach jedem Reaktionsschritt gewaschen werden. Auf diese Weise können überschüssige Reagenzien, insbesondere aktivierte Aminosäuren aus dem letzten Reaktionsschritt entfernt werden. Darüber hinaus sind die Kopplungszeiten bei der Festphasensynthese im Vergleich zur Flüssigphasensynthese kürzer, wodurch die Gesamtreaktionszeit zur Herstellung eines bestimmten Peptids verringert wird. Ein weiterer Vorteil der Festphasensynthese ist, dass sie einfach automatisiert und somit kosteneffizient betrieben werden kann. Nachdem die Synthese abgeschlossen ist, wird das Peptid, das nach wie vor an die Festphase gekoppelt ist, acetyliert. Anschließend wird es nochmals gewaschen und von der Festphase abgespalten. Das so erhaltene acetylierte Peptid kann anschließend unmittelbar zur PET eingesetzt werden.
Alternativ zur Festphasensynthese, kann das Peptid auch mittels Flüssigphasensynthese hergestellt werden. Die Flüssigphasensynthese bietet sich vor allem an um große Mengen eines spezifischen Peptids auf Vorrat zu produzieren. Das so synthetisierte Peptid wird dann, wiederum in einer Flüssigphasenreaktion, acetyliert, wobei der C-Terminus des Peptids vor der Acetylierung mit einer geeigneten Schutzgruppe bedeckt wird.
Neben der reinen Festphasen- bzw. Flüssigphasensynthese können beide Verfahren auch zu sogenannten kombinatorischen Systemen (Han et al. 1995) verbunden werden. Dabei kann das Peptid in großem Maßstab mittels Flüssigphasensynthese hergestellt werden und anschließend an eine Festphase gekoppelt zur Verfügung gestellt werden. Die Acetylierung wird dann an dem, an die Festphase gebundenen Peptid durchgeführt.
In einer vorteilhaften Weiterbildung ist das Acetylgruppen übertragende Molekül Acetylchlorid. In eukaryotischen Zellsystemen werden Proteine in der Regel durch spezifische Enzyme, sogenannte Acetylasen, durch Übertragung einer Acetylgruppe von Co-Enzym A acetyliert. Bei der chemischen Acetylierung von Molekülen dienen dagegen vor allem Acetylchlorid (AcCl), Acetylbromid oder Essigsäureanyhdrid als Donor von Acetylgruppen.
In einer bevorzugten Weiterbildung ist das Acetylgruppen übertragende Molekül Acetylchlorid und wird durch Umsetzung von R-CO-O-MgCl oder R-CO-O-Li mit Phtalsäuredichlorid bereitgestellt. Acetylchlorid kann mittels CO₂ hergestellt werden, und ist daher für die Bereitstellung von ¹¹C-Kohlenstoffhaltigen Acetylgruppen besonders geeignet. Das ¹¹CO₂ wird hierbei in Zyklotronen generiert und mittels Grignard-Reagenz (MeMgBr) und Phthalsäuredichlorid in einem einzigen Reaktionsansatz in Acetylchlorid umgewandelt. Das so generierte ¹¹AcCl trägt ein ¹¹C-Kohlenstoffisotop als Carbonylkohlenstoffatom bzw. primäres Kohlenstoffatom. Das reine ¹¹AcCl wird anschließend durch fraktionierte Destillation erhalten. In einer besonders bevorzugten Weiterbildung wird die Destillation mittels Mikroverfahrenstechnik durchgeführt. Mikroverfahrenstechnische-Apparaturen sind geeignet, besonders geringe Stoffmengen zu prozessieren, wobei chemische oder physikalische Reaktionen in sogenannten Mikrokanälen stattfinden. Außerdem arbeiten Mikroverfahrenstechnische-Apparaturen im Durchflussverfahren, so dass je nach Bedarf auch sehr geringe Mengen besonders hoher Stoffkonzentrationen verarbeitet werden können. Die Herstellung im Rahmen eines Durchflussverfahrens ermöglicht es so in kurzer Zeit ausreichende Mengen reinen ¹¹AcCl bereitzustellen, das sofort weiterverarbeitet werden kann.
In einer besonders bevorzugten Weiterbildung wird das Peptid mit Acetylchlorid in Gegenwart von Diisopropylethylamin (DIPEA) und Dichlormethan (DCM) umgesetzt. Herkömmlicherweise werden Peptide im Rahmen einer Festphasensynthese mit Essigsäureanhydrid acetyliert, wohingegen die Acetylierung mit AcCl vorzugsweise in Flüssigphase angewandt wird. Überraschend konnte jedoch festgestellt werden, dass auch AcCl unter spezifischen Bedingungen geeignet ist, Peptide, die an eine Festphase gebunden sind, effektiv zu acetylieren. Insbesondere sind dabei quantitative Umsetzungen der Edukte möglich. Geeignete Reaktionsbedingungen einschließlich der zu verwendenden Reagenzien sind in Tabelle 1 aufgeführt. Dabei sind solche Bedingungen besonders vorteilhaft, in denen geringe Mengen der Edukte eingesetzt werden müssen. Des Weiteren sind Reaktionen bevorzugt, die bei Raumtemperatur stattfinden, weil dadurch keine zusätzlichen Kosten für die Erhöhung oder Erniedrigung der Reaktionstemperatur aufgewandt werden müssen. Aufgrund der geringen Halbwertszeit des ¹¹C-Kohlenstoffisotops sind zudem Reaktionen bevorzugt, die besonders schnell ablaufen, bevorzugt innerhalb von weniger als 6 Minuten, weiter bevorzugt in 1 bis 5 oder 3 bis 5 Minuten.
Alternativ zu AcCl kann die N-terminale Acetylierung des Peptids, sowohl in der Flüssigphase als auch in der Festphase mittels Essigsäureanhydrid durchgeführt werden. Essigsäureanhydrid wird traditionell zur Acetylierung von organischen Substanzen (beispielsweise Cellulose) verwendet. Zur Herstellung von Essigsäureanhydrid stehen etablierte Verfahren zur Verfügung, die auch unter Verwendung von Molekülen, die ¹¹C-Kohlenstoffatome tragen, durchgeführt werden können. Aufgrund der kurzen Halbwertszeit des ¹¹C-Kohlenstoffatoms sind dabei schnelle und einfach durchzuführende Verfahren vorzuziehen. Unter anderem kann Essigsäureanhydrid beispielsweise durch die Reaktion zweier AcCl-Moleküle erreicht werden, die wiederum unter Verwendung von ¹¹CO₂ erzeugt werden (Lewer P und MacMillan J, 1983).
In einer bevorzugten Weiterbildung werden freie Hydroxy-(OH)-Gruppen des Peptids während der Peptidsynthese und während der Acetylierung, durch Triphenylmethyl(trityl)ether geschützt. Freie Hydroxy-(OH)-Gruppen sind besonders reaktiv und können sowohl während der Peptidsynthese als auch während der Acetylierung zu unerwünschten Nebenreaktionen führen. Sie müssen daher durch chemische Gruppen wie beispielsweise tert-Butylether geschützt werden. Nach Beendigung der Synthese/Acetylierung müssen diese Schutzgruppen jedoch wieder entfernt werden, wobei die chemische Abspaltung der Schutzgruppen wegen der geringen Halbwertszeit des Kohlenstoffisotops möglichst wenig Zeit in Anspruch nehmen sollte. Die Abspaltung von Tritylether ist dabei besonders bevorzugt, weil die chemische Reaktion schnell abläuft. Sind neben freien Hydroxylgruppen auch freie Aminogruppen(NH₂-) im Peptid vorhanden, so müssen auch diese vor ektopischen Reaktionen geschützt werden. Dabei bietet es sich an, die Schutzgruppen für Hydroxylgruppen und Aminogruppen so zu wählen, dass sie in derselben chemischen Reaktion wieder abgespalten werden können. In einer besonders bevorzugten Weiterbildung der Erfindung werden daher die Hydroxylgruppen mit Triethylether und die Aminogruppen mit tert-Butylcarbamat (BOC) geschützt.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist die Verwendung eines N-terminal acetylierten Peptids zur Herstellung eines Agens zur Detektion eines krankhaften Gewebes. Indem ein Peptid verwendet wird, das an das krankhafte Gewebe bindet und in seiner Acetylgruppe ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist, kann das Agens kostengünstig hergestellt und in dem Organismus, in dem das krankhafte Gewebe nachgewiesen wird, gut verstoffwechselt werden.
Der Begriff ”krankhaftes Gewebe” bezeichnet Zellen, Teile von Organen oder ganze Organe, die ihre physiologische Funktion nicht oder nicht in vollem Umfang erfüllen. Dazu zählen beispielsweise mit Viren oder Bakterien infizierte Zellen, hypertrophes Gewebe, entzündetes Gewebe und Organe, hyperplastisches und neoplastisches Gewebe, etwa Geschwüre, Tumore und Karzinome. Krankhafte Zellen bilden häufig Proteine, deren Expression für eine bestimmte Erkrankung typisch ist. Diese Proteine befinden sich bevorzugt an der Oberfläche der Zellen. Der Begriff ”Tumor” bezeichnet im Besonderen eine örtliche Zunahme des Volumens eines Gewebes, etwa durch entzündliche Anschwellung oder eine spontane, ungehemmte Neubildung von Zellen. Auch Tumorzellen exprimieren häufig bestimmte Oberflächenmoleküle, wie beispielsweise Rezeptormoleküle, die auf der Zelloberfläche sitzen bzw. in der Zellmembran verankert sind und von geeigneten Liganden gebunden werden. Indem ein Peptid gewählt wird, das mit einem Oberflächenmolekül interagiert, das spezifisch oder in besonders hohen Mengen von krankhaften Zellen oder Tumorzellen exprimiert wird, kann es verwendet werden, um diese Zellen im Organismus zu detektieren. Das Peptid bindet an die Oberfläche der krankhaften Zellen oder sammelt sich innerhalb der Zellen des krankhaften Gewebes. Dort kann es über die Positronenemission des ¹¹C-Kohlenstoffisotops seiner Acetylgruppe detektiert werden. ”Interagieren” bezeichnet dabei jede Art chemischer Bindung zwischen zwei Atomen oder Molekülen, insbesondere ionische Bindung, Elektrovalenz, kovalente Bindung, van-der-Waals-Bindung, metallische Bindung, elektrostatische Interaktion und Wasserstoffbrückenbindung. Das Peptid ist bevorzugt ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Rezeptorliganden, Antikörpern und Teilen davon, Aptameren, T-Zell-Rezeptorfragmenten und Peptidtransporter bindenden Peptiden. Insbesondere bevorzugt sind Peptide, die aufgrund ihrer Acetylierung eine besonders starke Bindung mit dem Oberflächenmolekül (beispielsweise einem Rezeptor) des krankhaften Gewebes eingehen. Dadurch wird die Spezifität des Peptids erhöht, so dass das Peptid spezifisch an das Oberflächenmolekül des krankhaften Gewebes bindet, ohne mit anderen Molekülen zu interagieren. Die nicht gebundenen Peptide werden dagegen von endogenen Proteasen verstoffwechselt und ausgeschieden, so dass ein verbessertes Signal/Hintergrundverhältnis bei der PET erreicht wird.
In einer vorteilhaften Weiterbildung der Erfindung ist das Agens ein Radiopharmakon. Der Begriff ”Radiopharmaka” bezeichnet Arzneimittel, die Radionuklide enthalten, deren Strahlung zur Diagnostik und Therapie verwendet wird. Die wichtigsten Anwendungsgebiete sind dabei die Onkologie, Kardiologie und Neurologie, aber auch die Arzneimittelforschung. Als Radionuklide werden Gamma- bzw. Beta-Strahlen emittierende Nuklide, zum Beispiel ¹³³Xenon, ^99mTechnetium, ⁶⁸Gallium, und ¹⁸Fluor, verwendet. Sie werden üblicherweise über Komplexbildner wie DOTA, DTPA oder EDTA an Mono- oder Polysaccharide gebunden. Die Nuklide werden, je nach der Art ihrer Strahlung, mittels Szintigraphie, Single Photon Emission Computed Tomography (SPECT) oder Positronen-Emissions-Tomographie (PET) detektiert. Aufgrund ihrer unphysiologischen Bestandteile können herkömmliche Radiopharmaka jedoch Nebenwirkungen, wie anaphylaktische oder allergische Reaktionen, im Körper eines Patienten verursachen. Die Verwendung eines Peptids aus körpereigenen bzw. diesen ähnlichen Aminosäuren reduziert diese Gefahr deutlich, weil weder das Peptid selbst, noch seine Abbauprodukte toxisch sind. Zudem ist Kohlenstoff, im Gegensatz zu Technetium oder Xenon, ein im Körper vorkommendes Element, das natürlich verstoffwechselt werden kann.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Radiopharmakon zur Lokalisation eines Tumors, das ein N-terminal acetyliertes Peptid umfasst. Indem ein Peptid verwendet wird, das an den Tumor bindet und dessen Acetylgruppe ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist, ist das Radiopharmakon für den Patienten gut verträglich und kann kostengünstig produziert werden.
Das erfindungsgemäße Radiopharmakon bietet daher ein wirtschaftlich und medizinisch vorteilhaftes Agens um die Position eines Tumors in vivo zu bestimmen. Nachdem das Radiopharmakon einem Patienten verabreicht wurde, verteilen sich die darin enthaltenen Peptide in dessen Körper und sammeln sich an den Zellen des Tumors, wo sie durch das radioaktive Signal des ¹¹C-Kohlenstoffatoms nachgewiesen werden. Auf diese Weise wird die Position des Tumors im Körper des Patienten bestimmt.
In einer bevorzugten Ausführungsform ist das Radiopharmakon ein PET Biomarker. Die PET ist ein etabliertes Verfahren um die Strahlung radioaktiver Elemente zu erfassen und ihre Position zu bestimmen (Massoud TF, Gambhir SS, 2003). Mit Hilfe von ringförmig um den Patienten angeordneten Detektorgeräten werden Schnittbilder erstellt, auf denen die Zerfallsereignisse in ihrer räumlichen Verteilung im Körperinneren dargestellt werden. Im Gegensatz zu den bisher üblichen Szintigraphie-Verfahren, ist durch die ringförmige Anordnung der PET-Detektoren eine exaktere räumliche Lokalisation der Positronenemission und damit eine wesentlich genauere und detaillierter Abbildung des Tumors möglich. Die PET ermöglicht es auch, die Menge an markierten Molekülen in einem Gewebe quantitativ zu bestimmen.
Außerdem wird ein Verfahren zur Lokalisation eines krankhaften Gewebes in einem Organismus offenbart, umfassend die Schritte a) Bereitstellen eines N-terminal acetylierten Peptids, das mit einem Oberflächenmolekül einer Zelle des krankhaften Gewebes interagiert, b) Verabreichen des Peptids an den Organismus und c) Detektieren des Peptids in dem Organismus mittels Positronen-Emissions-Tomographie (PET). Dabei bindet das Peptid an das Oberflächenmolekül und weist ein ¹¹C-Kohlenstoffatom in seiner Acetylgruppe auf.
Mit dem erfindungsgemäßen N-terminal acetylierten Peptid wird ein krankhaftes Gewebe im Inneren eines Organismus detektiert und lokalisiert, sodass die Verteilung des krankhaften Gewebes im Körper eines Patienten beobachtet werden kann. Auf diese Weise kann beispielsweise die Größe oder Ausdehnung einer Infektion oder eines Tumors bestimmt werden. Das erfindungsgemäße Peptid ist daher auch zur Beobachtung von Verlauf und Erfolg einer Behandlung, zur sogenannten Therapieverlaufskontrolle, geeignet.
Im Folgenden werden bevorzugte Ausführungsformen der Erfindung anhand der beigefügten schematischen Zeichnungen erläutert.
1 zeigt schematisch die Herstellung von C-Acetylchorid (AcCl), wobei CO₂ vorzugsweise ¹¹CO₂ und das gebildete Acetylchlorid ¹¹C-Acetylchlorid ist.
CO₂ wurde unter Verwendung von MeMgBr und Phthalsäuredichlorid zu AcCl umgesetzt. Hierzu wurden 0,2 ml MeMgBr in Dietyhlether (1 eq, 3 M) in einen runden Flaschenkolben eingebracht und CO₂ mittels eines Stickstoffstroms (25%, 10 ml/Minute, 2 Minuten) hinzugefügt. 0,15 ml Phthaloyldichlorid (1,8 eq) wurde hinzugegeben und die Quenchreaktion auf 80°C erhitzt, um überschüssige Lösungsmittel unter Verwendung eines Stickstoffstroms zu entfernen. Nachdem die Temperatur von 80°C erreicht war, wurde sie weiter auf 100°C erhöht um das gebildete Acetylchlorid mit dem Stickstoffstrom auszuführen.
2 zeigt schematisch die Herstellung von N-terminal acetyliertem Peptid 1 mittels Festphasensynthese und unter Verwendung von AcCl, wobei das AcCl vorzugsweise ¹¹AcCl ist.
Koppeln der ersten Aminosäure 2 an Trityl-Harz: 1 g Trityl-Harz wurde in einen 10 ml Syringe Reaktor eingeführt und Fmoc-Glycin-OH (1,2 mmol) sowie Diisopropylethylamin (DIPEA, 3,6 mmol, in 4 ml Dichlormethan (DCM)) hinzugefügt. Um Glycin an das Harz zu binden, wurde die Mischung für 30 Minuten geschüttelt. Das Lösungsmittel wurde anschließend durch Saugfiltration entfernt. Das Harz wurde mit Dimethylformamid (DMF, 2 × 5 ml), MeOH (1 × 5 ml) und DCM (3 × 5 ml) gewaschen.
Schützen (Capping) des Harzes: Das mit Glycin beladene Harz wurde in einen 10 ml Syringe Reaktor gegeben und, nach Hinzufügen von 5 ml einer Mischung aus DCM, MeOH, DIPEA (80/15/5), für 15 Minuten geschüttelt. Die Lösungsmittel wurden anschließend durch Saugfiltration entfernt und das Capping-Verfahren wiederholt.
Fmoc-Entschützung (Fmoc-deprotection): Um die Fmoc-Schutzgruppe vom Glycin abzuspalten, wurde das beladene Harz in einen 10 ml Syringe Reaktor platziert und 5 ml Piperidin in DCM (20%) hinzugefügt. Die Mischung wurde für 1 × 2 Minuten und 1 × 15 Minuten geschüttelt und die Lösungsmittel durch Saugfiltration entfernt.
Koppeln der zweiten Aminosäure 2: Das entschützte, mit Glycin beladene, Harz wurde in einen 10 ml Syringe Reaktor eingeführt und Fmoc-Glycin-OH (4 eq entsprechend der harzgebundenen Aminosäure 2), O-(Benzotriazol-1-yl)-N,N,N',N'-tetramethyluronium-tetrafluoroborat (TBTU, 3,9 eq entsprechend der harzgebundenen Aminosäure 2) und DIPEA (3 eq entsprechend der Fmoc geschützten Aminosäure 2, in DMF) hinzugefügt. Die Mischung wurde für 16 Stunden geschüttelt und die Lösungsmittel anschließend durch Saugfiltration entfernt. Das Harz wurde mit DMF (2 × 5 ml), MeOH (1 × 5 ml) und DCM (3 × 5 ml) gewaschen.
Die Arbeitsschritte Schützen, Fmoc-Entschützung und Koppeln wurden wiederholt um dem an das Harz gebundenen Peptid eine weitere Aminosäure, nämlich Tyrosin, hinzuzufügen.
Acetylierung: Das mit Peptiden beladene Harz wurde in einen 10 ml Syringe Reaktor platziert und Acetylchlorid (AcCl, 50 eq), DIPEA (50 eq) in DCM hinzugefügt. Die Reaktionsmischung wurde 30 Minuten lang geschüttelt, wobei das AcCl mit der freien Aminogruppe des Tyrosins reagierte und die Acetylgruppe an diese abgabt. Anschließend wurden die Lösungsmittel durch Saugfiltration entfernt. Das Harz wurde mit DMF (2 × 5 ml), MeOH (1 × 5 ml) und DCM (3 × 5 ml) gewaschen.
Unterschiedliche Basen, unter anderem Triethylamin (NEt₃), N-Methylmorpholin-N-oxid (NMO), Collidin und Diisopropylethylamin (DIPEA) wurden verwendet, um das an das Trityl-Harz gebundene Dipeptid zu acetylieren. Die verwendeten Lösungsmittel und Reaktionsbedingungen sind in Tabelle 1 zusammengefasst.

Eine quantitative Umsetzung der Edukte in ein acetyliertes Peptid bestehend aus den Aminosäuren Glycin und Tyrosin konnte unter anderem unter Verwendung von 2,5 eq Acetylchlorid, 50 eq DIPEA bei einer Reaktionszeit von nur 1 Minute erreicht werden. Tabelle 1: Reaktionsbedingungen

	Reagenzien	Reaktionsdauer	Reaktionstemperatur	Ertrag
1	Peptid AcCl (5 eq) Collidine (50 eq) DMF	10 Min.	Raumtemperatur	quantitative Umsetzung
2	Peptid DIPEA (50 eq) AcCl (5 eq) DMF	5 Min.	Raumtemperatur	50% Produkt
3	Peptid DIPEA (50 eq) AcCl (1 eq) DCM	5 Min.	Raumtemperatur	50% Produkt
4	Peptid DIPEA (50 eq) AcCl (2,5 eq) DCM	5 Min.	Raumtemperatur	quantitative Umsetzung
5	Peptid DIPEA (50 eq) AcCl (2,5 eq) DCM	1 Min.	Raumtemperatur	quantitative Umsetzung
6	Peptid DIPEA (50 eq) AcCl (1 eq) DCM	1 Min.	Raumtemperatur	50% Produkt
7	Peptid DIPEA (50 eq) AcCl (50 eq) DCM	10 Min.	Raumtemperatur	quantitative Umsetzung
8	Peptid NMO (50 eq) AcCl (50 eq) DCM	10 Min.	Raumtemperatur	quantitative Umsetzung

Abspaltung: Um das acetylierte Peptid vom Harz abzuspalten, wurden 50 mg des mit den Peptiden geladenen Harzes in einen 2 ml Syringe Reaktor platziert und 1 ml Trifluoressigsäure (TFA)/DCM (1%) hinzugefügt. Die Mischung wurde 1 Minute lang geschüttelt, das Harz, nach einer Filtration, mit 1 ml TFA/DCM (1%) gewaschen und das Lösungsmittel durch Saugfiltration entfernt.
Die Acetylierung wurde mit Acetylchlorid in Gegenwart von DIPEA als Base und DCM als Lösungsmittel bis zur quantitativen Umsetzung des nicht acetylierten Peptids 1 acetyliert, wobei die Reaktionszeit bei Raumtemperatur lediglich 1 Minute betrug. Der gesamte Produktionsprozess einschließlich der Synthese von Acetylchlorid aus CO₂, der Destillation des Acetylchlorids, Acetylierung eines Dipeptids auf Festphase und Abspaltung des geschützten acetylierten Peptids 1 umfasste etwa 45 Minuten (Tabelle 2). Tabelle 2: Übersicht über die Schritte der Synthese eines acetylierten Peptids 1

Synthese des Acetylchlorids 2 Minuten

Destillation des Acetylchlorids 30 Minuten

Acetylierung des Dipeptids auf Harz 1 Minute

Waschen des Harzes 10 Minuten

Abspaltung 1 Minute
3 zeigt schematisch die Bindung zwischen einem N-terminal acetylierten Peptid 1 und einem Melanocortin-1-Rezeptor (MC1R) 4.
Das Peptid 1 umfasst 13 Aminosäuren 2, von denen die N-terminale Aminosäure eine Acetylgruppe 3 mit einem ¹¹C-Kohlenstoffatom trägt. Die radioaktive Markierung ist durch einen Stern (*) dargestellt. Ein Teil des Peptids 1 ist an den schematisch dargestellten MC1R 4 gebunden, der sich auf der Oberfläche eines Tumors 18 befindet bzw. in dessen Membran verankert ist.
Das ¹¹C-markierte Peptid 1 bindet spezifisch an den MC1R 4, nicht aber an andere Moleküle. Die beim Zerfall des ¹¹C-Kohlenstoffatoms abgegebenen Positronen werden mittels Positronen-Emissions-Tomographie (PET) nachgewiesen. Der Ort der Positronenemission entspricht dem Ort des Peptids 1 und des daran gebundenen MC1R 4. Das Peptid 1 kann daher zur Bestimmung der Position eines Tumors 18 verwendet werden, der den MC1R 4 bildet.
Zur Lokalisation eines Tumors 18 im Rahmen einer Krebsdiagnose wird einem Patienten ein Radiopharmakon verabreicht, welches das ¹¹C-markierte Peptid 1 enthält. Das Peptid 1 bindet spezifisch an den MC1R 4 und reichert sich so am Tumor 18 an, dessen Zellen den MC1R 4 bilden. Diese Konzentrierung von Peptiden wird durch PET abgebildet und die Verteilung des MC1R 4 bzw. die Lokalisation des Tumors 18 im Körper des Patienten bestimmt. Auf diese Weise lassen sich auch neu gebildete Metastasen, die den MC1R 4 tragen, mittels PET identifizieren. Insbesondere MC1R 4 bindende Moleküle, wie beispielsweise α-MSH-Analoge können verwendet werden um frühe Stadien von Melanomen und Melanommetastasen zu detektieren (McQuade P et al., 2005). Außerdem kann die Medikation eines Tumortherapeutikums, zum Beispiel Wirkstoffmenge und Verabreichungsplan, entsprechend der Position, Größe und Verteilung des Tumors 18 angepasst werden.
4 zeigt eine schematische Darstellung eines Peptids mit der Sequenz SEQ ID NR.: 1 mittels chemischer Formel.
Das Peptid der SEQ ID NR.: 1 umfasst 13 Aminosäuren 2 der folgenden Sequenz: Serin-Tyrosin-Serin-Methionin-Glutamin-Histidin-Phenylalanin-Arginin-Tryptophan-Glycin-Lysin-Prolin-Valin. Das Peptid trägt an der α-Aminogruppe eine Acetylgruppe 3.
Die N-terminale Aminosäure 2, Serin, ist mittels Strukturformel dargestellt, die folgenden Aminosäuren 2 durch ihren jeweiligen 3-Buchstabencode. Die Sequenz des Peptids ist auch in SEQ ID NR.: 1 angegeben. Das primäre Kohlenstoffatom der Acetylgruppe 3 am N-Terminus des Peptids ist ein ¹¹C-Kohlenstoffatom, dargestellt durch die Ziffer 11 oberhalb des primären Kohlenstoffatoms.
Das Peptid 1 wird mittels Festphasensynthese hergestellt und anschließend unter Verwendung von ¹¹C-markiertem Acetylchlorid acetyliert. Das Peptid 1 kann nach Abspaltung von der Festphase verwendet werden.
Die SEQ ID NR.: 1 entspricht der Aminosäuresequenz des α-Melanozyten stimulierenden Hormons (α-MSH), das zu den Melanotropinen gehört. Melanotropine sind Neuropeptide, die natürlicherweise im Hypophysenzwischenlappen produziert werden und die Melaninsynthese in den Melanozyten steuern. Es bindet an den MC1R 4, der spezifisch von Melanozyten gebildet und in krankhaften Melanozyten regelmäßig überexprimiert wird (McQuade P et al., 2005). Das Peptid der Sequenz SEQ ID NR.: 1 bindet daher spezifisch an MC1R exprimierende Melanomtumorzellen und deren Metastasen und kann verwendet werden, um solche Tumorzellen zu lokalisieren. Eine Markierung mittels einer ¹¹C-Acetylgruppe 3 ist dabei besonders geeignet, weil sie die Bindung des Peptids 1 an MC1R 4 gegenüber einem nicht acetylierten Peptid 1 verstärkt und so das Signalhintergrundverhältnis positiv beeinflusst. Gleichzeitig wird die Stabilität des Peptids 1 durch die Acetylierung gesteigert, wodurch die Gesamtmenge des radioaktiv markierten Peptids 1, die dem Patienten verabreicht werden muss, reduziert werden kann. Dies, ebenso wie der Umstand, dass das Peptid 1 aus körperähnlichen Molekülen besteht, tragen wesentlich zur Verträglichkeit des Peptids 1 und daraus hergestellter Radiopharmaka bei.
5 zeigt eine schematische Darstellung (stark vereinfacht nach Faller A., Schänke M., Der Körper des Menschen, Thieme 2008) eines Blutkreislaufsystems 10 eines Organismus und die Verteilung des Peptids 1 darin.
Der Blutkreislauf 10 umfasst verschiedene schematisch dargestellte Organe, wie Lunge 12, Herz 13, Leber 14, Darm 15 und Niere 16 und die Hauptadern 11, welche diese Organe verbinden. Das Peptid 1 ist durch Dreiecke entlang der Adern 11 dargestellt. Die Abbauprodukte 17 des Peptids 1 sind durch einzelne Striche innerhalb der Umrisse der Niere 16 dargestellt. Links der Mitte des Blutkreislaufsystems 10 ist zusätzlich ein Tumor 18 dargestellt, der vermehrt MC1R 4 trägt, an die Peptide 1 angelagert sind.
Die Verteilung des Peptids 1 im Blutkreislaufsystem 10 umfasst vier Phasen, die entlang der Darstellung von oben nach unten aufgeführt sind.
Phase I: Das Peptid 1 wird in das Blutkreislaufsystem 10 des Organismus injiziert.
Phase II: Über das Blutkreislaufsystem 10 wird das Peptid 1 in die Organe 12, 13, 14, 15 und 16 des Organismus transportiert.
Phase III: Das zirkulierende Peptid 1 bindet spezifisch an MC1R 4 und sammelt sich an dem Tumor 18, weil dieser den MC1R 4 produziert.
Phase IV: Nicht gebundenes Peptid 1 wird schnell verstoffwechselt und enzymatisch abgebaut. Der Organismus unterscheidet nicht zwischen eigenen Peptiden und dem Peptid 1, weil es aus Aminosäuren 2 aufgebaut ist, die den körpereigenen Molekülen entsprechen. Die Abbauprodukte 17 des Peptids 1 und der Aminosäuren 2 sammeln sich vorwiegend in der Niere 16, von wo aus sie über die Blase und Harnleiter ausgeschieden werden.
Referenzen

Faller A, Schänke M; Der Körper des Menschen; Thieme-Verlag; 2008.
Han H, Wolfe MM, Brenner S, Janda KD; Liquid-phase combinatorial synthesis; Proc Natl Acad Sci U S A. 1995 Jul 3; 92 (14): 6419–23.
Lewer P and Mac Millan; Reinvestigation of a Synthesis of (R, S)-Mevalonolactone; J. Chem. Soc. Perkin Trans; 1983; 1417.
Massoud TF, Gambhir SS; Molecular imaging in living subjects: seeing fundamental biological processes in a new light; Genes Dev. 2003 Mar 1; 17 (5): 545–80.
Neundorf I, Rennert R, Franke J, Közle I, Bergmann R; Detailed analysis concerning the biodistribution and metabolism of human calcitonin-derived cell-penetrating peptides; Bioconjug Chem. 2008 Aug; 19 (8): 1596–603.
Polevoda B, Sherman F; The diversity of acetylated proteins; Genome Biol. 2002; 3 (5): reviews 0006. Epub 2002 Apr 30.
McQuade F, Miao Y, Yoo J, Quinn TP, Welch MJ, Lewis JS; Imaging of melanoma using 64Cu- and 86Y-DOTA-ReCCMSH (Arg11), a cyclized peptide analogue of alpha-MSH; J Med Chem. 2005 Apr 21; 48 (8): 2985–92.
DE 10 2009 035 648.7
DE 10 2009 035 645.2

Es folgt ein Sequenzprotokoll nach WIPO St. 25. Dieses kann von der amtlichen Veröffentlichungsplattform des DPMA heruntergeladen werden.

ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Zitierte Patentliteratur

DE 102009035648 [0004]
DE 102009035645 [0004]

Zitierte Nicht-Patentliteratur

Polevoda B und Sherman F, 2002 [0007]
Neundorf I et al., 2008 [0011]
Han et al. 1995 [0015]
Lewer P und MacMillan J, 1983 [0019]
Massoud TF, Gambhir SS, 2003 [0026]
McQuade P et al., 2005 [0046]
McQuade P et al., 2005 [0051]
Faller A., Schänke M., Der Körper des Menschen, Thieme 2008 [0052]

Claims

N-terminal acetyliertes Peptid (1), das ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist, dadurch gekennzeichnet, dass das ¹¹C-Kohlenstoffatom ein Kohlenstoffatom der Acetylgruppe (3) ist.
Peptid (1) nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass das ¹¹C-Kohlenstoffatom das primäre Kohlenstoffatom der Acetylgruppe (3) ist.
Verfahren zur Herstellung eines N-terminal acetylierten Peptids (1), das ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist, umfassend die Schritte: a) Bereitstellen eines Peptids b) Bereitstellen eines Acetylgruppen (3) übertragenden Moleküls c) Umsetzen des Peptids (1) mit dem Molekül, wodurch eine Acetylgruppe (3) des Moleküls auf die N-terminale Aminogruppe des Peptids übertragen wird, und d) Aufreinigen des acetylierten Peptids (1), dadurch gekennzeichnet, dass die Acetylgruppe (3), die von dem Molekül auf das Peptid (1) übertragen wird, ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist.
Verfahren nach Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, dass das Peptid (1) in Schritt a) mittels Festphasensynthese bereitgestellt wird.
Verfahren nach Anspruch 3 oder 4, dadurch gekennzeichnet, dass das Acetylgruppen (3) übertragende Molekül Acetylchlorid ist.
Verfahren nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass in Schritt c) das Peptid (1) mit Acetylchlorid in Gegenwart von Diisopropylethylamin (DIPEA) und Dichlormethan (DCM) umgesetzt wird.
Verwendung eines N-terminal acetylierten Peptids (1) zur Herstellung eines Agens zur Detektion eines krankhaften Gewebes (18), dadurch gekennzeichnet, dass das Peptid (1) an das krankhafte Gewebe (18) bindet und die Acetylgruppe (3) des Peptids (1) ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist.
Verwendung nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass das Peptid (1) mit einem Oberflächenmolekül (4) einer Zelle des krankhaften Gewebes (18) interagiert, bevorzugt an ein Oberflächenmolekül (4) einer Zelle des krankhaften Gewebes (18) bindet.
Radiopharmakon zur Lokalisation eines Tumors (18), umfassend ein N-terminal acetyliertes Peptid (1), dadurch gekennzeichnet, dass das Peptid (1) an den Tumor (18) bindet und die Acetylgruppe (3) des Peptids (1) ein ¹¹C-Kohlenstoffatom aufweist.
Radiopharmakon nach Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet, dass es ein Positronen-Emissions-Tomographie (PET) Biomarker ist.