CN117050122A - 一种来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物及其制备方法 - Google Patents
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Abstract
本发明涉及天然药物领域，尤其涉及一种来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物及其制备方法，所述柠檬苦素类化合物具有Munropin G、Munropin H、Munropin I、Munropin J、Munropin K、Munropin L的其中一种结构。本发明从矮陀陀中提取的柠檬苦素类化合物对结肠癌细胞显示出特异性的抑制作用，明显优于对其他类型肿瘤细胞的抑制作用，表面矮陀陀中提取的柠檬苦素类化合物有希望开发成新的针对治疗结肠癌。
Description
技术领域
本发明涉及天然药物领域，尤其涉及一种来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物及其制备方法。
背景技术
矮陀陀(Munronia pinnata(Wall.)W.Theob)(synonyms:M.henryi Harms,M.pumila Wight,and M.sinica Diels)属于楝科植物的其中一员，是一种生长在南中国温带区域的多年生草本植物。同时，矮陀陀也是传统中医用于治疗肺结核、咳嗽、胃痛和溃疡。一些研究小组已经从矮陀陀分离出了多种化学物质，如柠檬素、三萜、皂苷、苯丙素、香豆素、木脂素、类黄酮、生物碱和单宁等。其中，柠檬苦素类化合物是矮陀陀的特殊代谢产物，由于其结构和生物活性的多样性而引起了人们的广泛关注。
目前，也未见矮陀陀中柠檬苦素类化合物具有抗癌活性的相关记录。
发明内容
为了解决上述技术问题，本发明提供一种来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物及其制备方法。
本发明提供一种来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物，所述柠檬苦素类化合物具有Munropin G、Munropin H、Munropin I、Munropin J、Munropin K、Munropin L的其中一种结构，所述Munropin G、Munropin H、Munropin I、Munropin J、Munropin K、Munropin L如式(Ⅰ)～式(Ⅳ)所示：
一种制备来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物的方法，所述柠檬苦素类化合物为Munropin G，所述Munropin G的制备方法包括如下步骤：
S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入95％乙醇，在室温(15-35℃)下浸泡浸泡提取3次，每次浸提3天，滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物分别经等体积的石油醚、乙酸乙酯和水依次萃取，取水层经其重量50倍量的大孔树脂柱层析，依次用20％、40％、80％乙醇各2.0～3.0L洗脱，收集80％乙醇洗脱部分再次经其重量100倍量的凝胶柱层析，用100％甲醇继续洗脱1.0～2.0L，得到Fr2；
S2：取Fr2经其重量100倍量的C18柱层析，采用甲醇-水以体积比30:70,40:60,50:50各1.0～1.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr2.1～Fr2.7等7个组分；
S3：取Fr2.2经高速逆流色谱，采用4.5～5.5L的二氯甲烷-甲醇-水以体积比2:2:1为流动相反推制备，每20～25ml流动相收集为1试管，经TLC点板合并相同组分，获得Fr2.2.1～Fr2.2.4等4个组分；
S4：取Fr2.2.2经硅胶柱层析，采用1.0～1.5L的体积比4:1为二氯甲烷-甲醇洗脱，获得Fr2.2.1.1，Fr2.2.1.1经制备高效液相色谱法，使用C18制备柱，采用乙腈-水以体积比20:80为流动相，在保留时间12～18min制备得到Munropin G。
一种制备来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物的方法，所述柠檬苦素类化合物为Munropin H，所述Munropin H的制备方法包括如下步骤：
S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入95％乙醇，在室温(15-35℃)下浸泡浸泡提取3次，每次浸提3天，滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物分别经等体积的石油醚、乙酸乙酯和水依次萃取，取水层经其重量50倍量的大孔树脂柱层析，依次用20％、40％、80％乙醇各2.0～3.0L洗脱，收集40％乙醇部分洗脱液，得到Fr3；
S2：取Fr3经其重量100倍量的硅胶柱层析，采用二氯甲烷-甲醇以体积比80:20，90：10，100:0各1.0～1.5L为流动相进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，Fr3.1～Fr3.20共20个馏分；
S3：取Fr3.2经经制备高效液相色谱法，使用C18制备柱，采用乙腈-水以体积比20:80为流动相，在保留时间18～22min制备得到MunropinH。
一种制备来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物的方法，所述柠檬苦素类化合物为Munropin I，所述Munropin I的制备方法包括如下步骤：
S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入95％乙醇，在室温(15-35℃)下浸泡浸泡提取3次，每次浸提3天，滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物分别经等体积的石油醚、乙酸乙酯和水依次萃取，取水层经其重量50倍量的大孔树脂柱层析，依次用20％、40％、80％乙醇各2.0～3.0L洗脱，收集80％乙醇洗脱部分再次经其重量100倍量的凝胶柱层析，用100％甲醇继续洗脱1.0～2.0L，得到Fr2；
S2：取Fr2经其重量100倍量的C18柱层析，采用甲醇-水以体积比30:70,40:60,50:50各1.0～1.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr2.1～Fr2.7等7个组分；
S3：Fr2.7采用2.0～2.5L的二氯甲烷-甲醇-水以体积比2:2:1为流动相反推制备，每20～25ml流动相收集为1试管，经TLC点板合并相同组分，获得Fr2.7.1～Fr2.7.4等4个组分；
S4：取Fr2.7.3经制备高效液相色谱法，使用C18制备柱，采用乙腈-水以体积比15:85为流动相，在保留时间18～24min纯化制备得到Munropin I。
一种制备来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物的方法，所述柠檬苦素类化合物为Munropin J或K，所述Munropin J或K的制备方法包括如下步骤：
S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入100％甲醇，在室温(15-35℃)下浸泡提取3次，每次浸提3天，提取液滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物依次经等体积的乙酸乙酯和水萃取，乙酸乙酯层经硅胶色谱柱，采用正己烷-乙酸乙酯以体积比90:10；80：20；60:40和25:75各2.0～2.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr1～Fr12等12个组分；
S2：取Fr11经其重量100倍量的MCI树脂柱层析，100％甲醇共3L洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr11.1～Fr11.5等5个组分；
S3：取Fr.11.1经GPC-HPLC法，采用SEC色谱柱为制备柱，以100％甲醇为流动相，共1.0～1.5L洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，分离获得Fr11.1.1～Fr11.1.7等7个组分；
S4：取Fr11.1.5经反相高效液相色谱仪，使用C18色谱柱为制备柱，采用乙腈-水为流动相以体积比35:65洗脱，在保留时间20～25min分别依次制备获得Munropin J和Munropin K。
一种制备来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物的方法，所述柠檬苦素类化合物为Munropin L，所述Munropin L的制备方法包括如下步骤：
S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入100％甲醇，在室温(15-35℃)下浸泡提取3次，每次浸提3天，提取液滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物依次经等体积的乙酸乙酯和水萃取，乙酸乙酯层经硅胶色谱柱，采用正己烷-乙酸乙酯以体积比90:10；80：20；60:40和25:75各2.0～2.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr1～Fr12等12个组分；
S2：取Fr11经其重量100倍量的MCI树脂柱层析，100％甲醇共3L洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr11.1～Fr11.5等5个组分；
S3：取Fr.11.1经GPC-HPLC法，采用SEC色谱柱为制备柱，以100％甲醇为流动相，共1.0～1.5L洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，分离获得Fr11.1.1～Fr11.1.7等7个组分；
S4：取Fr11.1.3经反相高效液相色谱仪，使用C18制备柱为色谱柱，采用乙腈-水为流动相以体积比35:65洗脱，在保留时间20～30min处获得Munropin L。
本发明的甘遂烷型三萜类化合物具有以下特点及优点：
1.本发明从矮陀陀中提取的柠檬苦素类化合物对结肠癌细胞显示出特异性的抑制作用，明显优于对其他类型肿瘤细胞的抑制作用，表面矮陀陀中提取的柠檬苦素类化合物有希望开发成新的针对治疗结肠癌。
2.本发明的制备方法、操作方便，易于大规模生产，且质量稳定；本发明原材料在国内充足，价格适宜，使其规模化生产没有太高的成本限制。
附图说明
图1为Munropin G的2D NMR相关性和平面结构图。
图2为Munropin H的2D NMR相关性和平面结构图。
图3为Munropin I的2D NMR相关性和平面结构图。
图4为Munropin J的2D NMR相关性和平面结构图。
图5为Munropin K的2D NMR相关性和平面结构图。
图6为Munropin L的2D NMR相关性和平面结构图。
具体实施方式
为使本发明实施例的目的、技术方案和优点更加清楚，下面将结合本发明实施例中的附图，对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例是本发明的一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动的前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。
实施例1柠檬苦素类化合物Munropin J～L的制备
矮陀陀植株于2017年6月和2021年7月采自广西靖西市，经李典鹏教授鉴定为楝科地黄连属羽状地黄连Munronia pinnata(Wall.)W.Theob。该试样标本保存在中国科学院广西植物研究所天然产物化学研究中心植物标本室(21-GX-001)以及日本德岛大学药学院植物标本室(17-JG-001)。
S1：取干燥矮陀陀全株(1.64kg)按料液比1kg：10L加入100％甲醇，在室温(15-35℃)下浸泡提取3次，每次浸提3天，提取液滤液合并、过滤、浓缩后获得111.4g提取物；提取物依次经等体积的乙酸乙酯和水萃取，乙酸乙酯层(34.2g)经硅胶H色谱柱，采用正己烷-乙酸乙酯以体积比90:10；80：20；60:40和25:75各2L进行梯度洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr1～Fr12等12个组分(根据流出组分的先后顺序编号1、2、3……，依次类推，下同)。
S2：Fr11(6.5g)经其重量100倍量的MCI树脂柱(gel CHP20P)层析，100％甲醇共3L洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr11.1～Fr11.5等5个组分；
S3：Fr.11.1(190.3mg)经GPC-HPLC法，采用Asahipak GS-310制备柱，以100％甲醇为流动相，共1L洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，分离获得Fr11.1.1～Fr11.1.7等7个组分；
S4：Fr11.1.3(21.5mg)经反相高效液相色谱仪，使用COSMOSIL 5C18-AR-II制备柱色谱柱，采用乙腈-水为流动相以体积比35:65洗脱，在保留时间25分钟处获得Munropin L(6,3.2mg)；
S5：Fr11.1.5(32.7mg)经反相高效液相色谱仪，使用COSMOSIL 5C18-AR-II制备柱，采用乙腈-水为流动相以体积比35:65洗脱，制备获得在保留时间20.2和23.4分钟处分别获得Munropin J(4,2.5mg)和Munropin K(5,2.3mg)。
实施例2柠檬苦素类化合物Munropin G～I的制备
S1：取干燥矮陀陀全株(25kg)按料液比1kg：10L加入95％乙醇，在室温(15-35℃)下浸泡浸泡提取3次，每次浸提3天，滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物分别经等体积的石油醚、乙酸乙酯和水依次萃取，取水层经其重量50倍量的大孔树脂柱层析(D-101)，依次用20％、40％、80％乙醇各2.5L洗脱，收集40％乙醇部分洗脱液，得到Fr3(34g)；收集80％乙醇洗脱部分(86g)再次经其重量100倍量的LH-20凝胶柱层析，用100％甲醇继续洗脱1.5L，得到Fr2(15g)。
S2：取Fr2经其重量100倍量的YMC 50μmC18柱层析，采用甲醇-水以体积比30:70,40:60,50:50各1L进行梯度洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr2.1～Fr2.7等7个组分。
S3：Fr2.2(1.26g)经高速逆流色谱，采用5L的二氯甲烷-甲醇-水以体积比2:2:1为流动相反推制备，每20ml流动相收集为1试管，经TLC点板合并相同组分，获得Fr2.2.1～Fr2.2.4等4个组分。
S4：Fr2.2.2经硅胶H柱层析，采用1L的体积比4:1为二氯甲烷-甲醇洗脱，获得Fr2.2.1.1(305mg)。Fr2.2.1.1经制备高效液相色谱法，使用Agilent ZORBAX SB-C18制备柱，采用乙腈-水以体积比20:80为流动相，制备得到Munropin G(1)(38mg,tR＝15.1min)。
S5：Fr2.7采用2L的二氯甲烷-甲醇-水以体积比2:2:1为流动相反推制备，每20ml流动相收集为1试管，经TLC点板合并相同组分，获得Fr2.7.1～Fr2.7.4等4个组分。Fr2.7.3经制备高效液相色谱法，使用Agilent ZORBAX SB-C18制备柱，采用乙腈-水以体积比15:85为流动相纯化制备得到Munropin I(3)(8.6mg，tR＝20.6min)。
S6：Fr3(30g)经其重量100倍量的硅胶柱层析，采用二氯甲烷-甲醇以体积比80:20，90：10，100:0各1.5L为流动相进行梯度洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，Fr3.1～Fr3.20共20个馏分。Fr3.2(168mg)经经制备高效液相色谱法，使用Agilent ZORBAX SB-C18制备柱，采用乙腈-水以体积比20:80为流动相，制备得到MunropinH(2)(17.8mg，tR＝20.6min)。
柠檬苦素类化合物Munropin G～L的鉴定
Jasco P-2200型旋光计测定旋光度。质谱采用Waters LCT PREMIER 2695或LC/MS-IT-TOF质谱仪检测测定。采用布鲁克AVANCE III-HD 500谱仪和JEOL JNM-ECZL 500R光谱仪记录核磁共振谱，使用MeOH(δH 3.30andδC 49.0)与氯仿(δH 7.26andδC 77.0)的共振作为内参。紫外和ECD光谱分别采用Hitachi U-3900H和JASCO J-1500分光光度计。CCC在TBE-300C系统(Tauto biotechnology,Shanghai,中国)上进行。HPLC分析采用Agilent1260InfinityⅡLC(Agilent Technologies，美国)，使用Agilent Poroshell 120SB-C18(4mm,4.6mm x 150mm,Agilent，美国)，ChromCore 120-C18(5μm,10mm x 250mm,NanoChrom，中国)和Agilent ZORBAX cb-C18(5μm,9.4mm x 250mm,Agilent，美国)。柱层析采用硅胶(200-300目，青岛海洋化工厂，中国)，MCI凝胶(三菱化学公司，日本)，RP-C18柱(Fuji Silysia Chemical Ltd，日本)。
Munropin G(1)：无色无定型固体，分子式为C40H58O19，分子量为865.3465；[α]D 20 -36.35(c 0.10,90％ MeOH aq.)；IR(KBr)νmax 3425,2967,1728,and 1633cm-1；UV(MeOH)λmax209(ε14,153)nm；ECD(MeOH)Δε(nm)+34.6(217)；HRESIMS:m/z865.3422([M+Na]+；核磁共振氢谱和碳谱如表1所示。2D NMR相关性和平面结构图如图1所示。
Munropin H(2)：无色固体；分子式为C38H56O18Na分子量为823.3359；[α]D 2225.85(c0.10,MeOH)；UV(MeOH)λmax(logε)216(5.1)nm；CD(MeOH)Δε(nm)+12.26(218)；HRESIMS:m/z 823.3607[M+Na]+；核磁共振氢谱和碳谱如表1所示。2D NMR相关性和平面结构图如图2所示。
Munropin I(3)：无色固体；分子式为C34H54O12Na,677.3507；[α]D 22-43.67(c 0.10,MeOH)；UV(MeOH)λmax(logε)194(6.4)nm；CD(MeOH)Δε(nm)+8.79(199)and-0.57(212)；HRESIMS:m/z 677.3609[M+Na]+；核磁共振氢谱和碳谱如表1所示。2D NMR相关性和平面结构图如图3所示。
Munropin J(4)：无色固体；分子式为C33H46O14Na,689.2785；[α]D 21+22(c 0.10,MeOH)；UV(MeOH)λmax(logε)210(4.1)nm；CD(MeOH)Δε(nm)+4.13(226)and+4.56(246)；HRESIMS:m/z 689.2756[M+Na]+；核磁共振氢谱和碳谱如表2所示。2D NMR相关性和平面结构图如图4所示。
MunropinK(5)：无色固体；分子式为C36H46O15Na,741.2734；[α]D 21-148(c 0.10,MeOH)；UV(MeOH)λmax(logε)209(4.6)nm；ECD(MeOH)Δε(nm)+10.29(202)and+3.28(252)；HRESIMS:m/z 741.2703[M+Na]+；核磁共振氢谱和碳谱如表2所示。2D NMR相关性和平面结构图如图5所示。
MunropinL(6)：无色固体；分子式为C36H46O15Na,741.2734；[α]D 21-127(c 0.10,MeOH)；UV(MeOH)λmax(logε)210(4.9)nm；ECD(MeOH)Δε(nm)+12.66(208)and+11.84(248)；HRESIMS:m/z 741.2724[M+Na]+；核磁共振氢谱和碳谱如表2所示。2D NMR相关性和平面结构图如图6所示。
柠檬苦素类化合物Munropin G～L的细胞毒性实验
采用CCK-8法检测化合物Munropin G～L对人非小细胞肺癌细胞株A549、人结肠癌细胞株HCT116和小鼠单核巨噬细胞白血病细胞株RAW264.7、肝癌细胞HepG2、三阴性乳腺癌细胞MCF7、人乳腺导管癌细胞MDAMB的细胞毒性，将100μL细胞悬液(2×10^5个细胞/mL)接种于96孔微滴板中，培养24h后加入化合物。在培养皿中加入不同浓度的化合物Munropin G～L(5,10,20,40,80,160μM)，空白组加入等体积的DMSO，每组重复3孔，培养72h，每孔中加入10μL的CCK-8试剂。1h后，用酶标仪测定450nm处吸光度值，计算细胞存活率。
表1核磁共振碳谱及氢谱(1H and 13C NMR data for MunropinsG-I(1-3)inCD3OD)
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表2核磁共振碳谱及氢谱(1H and 13C NMR data for munropinsJ-L(4-6)inCDCl3)
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表3细胞毒性作用(IC50(μM))
| Compounds | HCT116 | A549 | HepG2 | MCF7 | MDAMB |
| Munropin G | 26.0 | >160 | >160 | >160 | >160 |
| Munropin H | 14.6 | >160 | >160 | >160 | >160 |
| Munropin I | >160 | >160 | >160 | >160 | >160 |
| Munropin J | >160 | >160 | >160 | >160 | >160 |
| Munropin K | >160 | >160 | >160 | >160 | >160 |
| Munropin L | >160 | >160 | >160 | >160 | >160 |
最后应说明的是：以上实施例仅用以说明本发明的技术方案，而非对其限制；尽管参照前述实施例对本发明进行了详细的说明，本领域的普通技术人员应当理解：其依然可以对前述各实施例所记载的技术方案进行修改，或者对其中部分技术特征进行等同替换；而这些修改或者替换，并不使相应技术方案的本质脱离本发明各实施例技术方案的精神和范围。
Claims (7)
1.一种来源于矮陀陀的柠檬苦素类化合物，所述柠檬苦素类化合物具有Munropin G、Munropin H、Munropin I、Munropin J、Munropin K、Munropin L的其中一种结构，所述Munropin G、Munropin H、Munropin I、Munropin J、Munropin K、Munropin L如式(Ⅰ)～式(Ⅳ)所示：
2.根据权利要求1所述的柠檬苦素类化合物，其特征在于，所述柠檬苦素类化合物为Munropin G，所述Munropin G的制备方法包括如下步骤：S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入95％乙醇，在室温(15-35℃)下浸泡浸泡提取3次，每次浸提3天，滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物分别经等体积的石油醚、乙酸乙酯和水依次萃取，取水层经其重量50倍量的大孔树脂柱层析，依次用20％、40％、80％乙醇各2.0～3.0L洗脱，收集80％乙醇洗脱部分再次经其重量100倍量的凝胶柱层析，用100％甲醇继续洗脱1.0～2.0L，得到Fr2；
S2：取Fr2经其重量100倍量的C18柱层析，采用甲醇-水以体积比30:70,40:60,50:50各1.0～1.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr2.1～Fr2.7等7个组分；
S3：取Fr2.2经高速逆流色谱，采用4.5～5.5L的二氯甲烷-甲醇-水以体积比2:2:1为流动相反推制备，每20～25ml流动相收集为1试管，经TLC点板合并相同组分，获得Fr2.2.1～Fr2.2.4等4个组分；
S4：取Fr2.2.2经硅胶柱层析，采用1.0～1.5L的体积比4:1为二氯甲烷-甲醇洗脱，获得Fr2.2.1.1，Fr2.2.1.1经制备高效液相色谱法，使用C18制备柱，采用乙腈-水以体积比20:80为流动相，在保留时间12～18min制备得到Munropin G。
3.根据权利要求1所述的柠檬苦素类化合物，其特征在于，所述柠檬苦素类化合物为Munropin H，所述Munropin H的制备方法包括如下步骤：
S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入95％乙醇，在室温(15-35℃)下浸泡浸泡提取3次，每次浸提3天，滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物分别经等体积的石油醚、乙酸乙酯和水依次萃取，取水层经其重量50倍量的大孔树脂柱层析，依次用20％、40％、80％乙醇各2.0～3.0L洗脱，收集40％乙醇部分洗脱液，得到Fr3；
S2：取Fr3经其重量100倍量的硅胶柱层析，采用二氯甲烷-甲醇以体积比80:20，90：10，100:0各1.0～1.5L为流动相进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，Fr3.1～Fr3.20共20个馏分；
S3：取Fr3.2经经制备高效液相色谱法，使用C18制备柱，采用乙腈-水以体积比20:80为流动相，在保留时间18～22min制备得到Munropin H。
4.根据权利要求1所述的柠檬苦素类化合物，其特征在于，所述柠檬苦素类化合物为Munropin I，所述Munropin I的制备方法包括如下步骤：S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入95％乙醇，在室温(15-35℃)下浸泡浸泡提取3次，每次浸提3天，滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物分别经等体积的石油醚、乙酸乙酯和水依次萃取，取水层经其重量50倍量的大孔树脂柱层析，依次用20％、40％、80％乙醇各2.0～3.0L洗脱，收集80％乙醇洗脱部分再次经其重量100倍量的凝胶柱层析，用100％甲醇继续洗脱1.0～2.0L，得到Fr2；
S2：取Fr2经其重量100倍量的C18柱层析，采用甲醇-水以体积比30:70,40:60,50:50各1.0～1.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr2.1～Fr2.7等7个组分；
S3：Fr2.7采用2.0～2.5L的二氯甲烷-甲醇-水以体积比2:2:1为流动相反推制备，每20～25ml流动相收集为1试管，经TLC点板合并相同组分，获得Fr2.7.1～Fr2.7.4等4个组分；
S4：取Fr2.7.3经制备高效液相色谱法，使用C18制备柱，采用乙腈-水以体积比15:85为流动相，在保留时间18～24min纯化制备得到Munropin I。
5.根据权利要求1所述的柠檬苦素类化合物，其特征在于，所述柠檬苦素类化合物为Munropin J或K，所述Munropin J或K的制备方法包括如下步骤：S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入100％甲醇，在室温(15-35℃)下浸泡提取3次，每次浸提3天，提取液滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物依次经等体积的乙酸乙酯和水萃取，乙酸乙酯层经硅胶色谱柱，采用正己烷-乙酸乙酯以体积比90:10；80：20；60:40和25:75各2.0～2.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr1～Fr12等12个组分；
S2：取Fr11经其重量100倍量的MCI树脂柱层析，100％甲醇共3L洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr11.1～Fr11.5等5个组分；
S3：取Fr.11.1经GPC-HPLC法，采用SEC色谱柱为制备柱，以100％甲醇为流动相，共1.0～1.5L洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，分离获得Fr11.1.1～Fr11.1.7等7个组分；
S4：取Fr11.1.5经反相高效液相色谱仪，使用C18色谱柱为制备柱，采用乙腈-水为流动相以体积比35:65洗脱，在保留时间20～25min分别依次制备获得Munropin J和MunropinK。
6.根据权利要求1所述的柠檬苦素类化合物，其特征在于，所述柠檬苦素类化合物为Munropin L，所述Munropin L的制备方法包括如下步骤：S1：取干燥矮陀陀全株按料液比1kg：10～15L加入100％甲醇，在室温(15-35℃)下浸泡提取3次，每次浸提3天，提取液滤液合并、过滤、浓缩后获得提取物，提取物依次经等体积的乙酸乙酯和水萃取，乙酸乙酯层经硅胶色谱柱，采用正己烷-乙酸乙酯以体积比90:10；80：20；60:40和25:75各2.0～2.5L进行梯度洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr1～Fr12等12个组分；
S2：取Fr11经其重量100倍量的MCI树脂柱层析，100％甲醇共3L洗脱，每10ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，获得Fr11.1～Fr11.5等5个组分；
S3：取Fr.11.1经GPC-HPLC法，采用SEC色谱柱为制备柱，以100％甲醇为流动相，共1.0～1.5L洗脱，每10～15ml收集1试管，每试管经TLC点板观测合并含有相同组分洗脱液，分离获得Fr11.1.1～Fr11.1.7等7个组分；
S4：取Fr11.1.3经反相高效液相色谱仪，使用C18制备柱为色谱柱，采用乙腈-水为流动相以体积比35:65洗脱，在保留时间20～30min处获得Munropin L。
7.权利要求1～6任一所述的柠檬苦素类化合物在制备治疗结肠癌药物方面的用途。
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