CN109609564A - 一种提高l-亮氨酸发酵产量的方法 - Google Patents
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Abstract
本发明属于氨基酸生产技术领域,公开了一种提高L‑亮氨酸发酵产量的方法,其包括如下步骤:将黄色短杆菌接入到含有生物素的发酵罐培养基中进行发酵。本发明通过对L‑亮氨酸代谢途径进行分析,优化了发酵培养基以及发酵步骤,提高了发酵产酸量。
Description
技术领域
本发明属于氨基酸生产技术领域,具体涉及一种提高L-亮氨酸发酵产量的方法。
背景技术
L-亮氨酸((2R)-2-amino-3,3-dimethylbutanoic acid)化学名称为L-2-氨-4-甲基戊酸,白色结晶或结晶性粉末;无臭,味微苦。在甲酸中易溶,在水中略溶,在乙醇或乙醚中极微溶解。密度为1.038g/cm3,熔点大于300℃。
常见的20种氨基酸中,L-亮氨酸(L-Leu)与L-异亮氨酸、L-缬氨酸称为分支链氨基酸[1]。分支链氨基酸是人体必需的氨基酸,是合成蛋白质的素材,可以作为生物体能源,也可以作为生物体成分的前体。三种分支链氨基酸的生物合成途径,部分共享相同的前体物质和酶。有文献报道L-Leu在刺激肌肉蛋白合成和维持葡萄糖稳态中具有重要作用。L-Leu也被用作一种调味剂和片剂生产的润滑剂。L-Leu前体物质2-酮基异己酸可以用于生产生物燃料3-甲基-1-丁醇。L-Leu在医药、动物饲料、食品、化妆品上有广泛应用。L-Leu的生产方法有提取法、化学合成法、酶法、微生物发酵法等。与其他大部分L-氨基酸的生产相似,微生物发酵法是当前工业生产L-Leu的主要方法。
维生素是酶重要的辅助因子,并参与信号传导、调节、电子转移、氧化保护和自由基清除等许多其他重要的生物功能。生物素存在于许多食物中,且只需要微量,因此这种维生素的获得性缺乏在生物体中极为罕见。羧化酶是参与羧基化和脱羧反应的一类酶,在蛋白质、脂质、碳水化合物代谢途径中起着关键作用,而生物素是其重要的辅因子。在细菌和植物中,生物素的合成途径已经被解析,从庚二酰辅酶A生成生物素需要四步反应。此外,生物素是所有生物体都需要的水溶性维生素,因为它在糖异生、脂肪酸合成、氨基酸分解代谢等代谢途径中的羧化反应中扮演着不可或缺的角色。有报道称在长时间的发酵过程,菌体细胞内积累大量导致细胞老化或者死亡的活性氧化物质,而体外添加生物素通过参与过氧化氢酶的合成,使菌体增强对氧化胁迫的抗性。在谷氨酸发酵生产生物素缺乏,抑制细胞的生长,但过量的生物素影响谷氨酸的分泌,除非添加某些表面活性剂如Tween 60,β-内酰胺类抗生素如青霉素,细胞壁抑制剂如乙胺丁醇等,控制细胞膜(壁)的合成,完成谷氨酸非积累型细胞向谷氨酸积累型细胞转变。生物素对谷氨酸棒杆菌生长状态及产谷氨酸影响机制已被报道。生物素对黄色短杆菌产L-Leu 的影响未见报道。
申请人对L-Leu进行了较为充分的研究,之前的专利技术“一种利用顺序式模拟移动床色谱连续提取亮氨酸的方法”,公开了发酵亮氨酸的工艺,包括将谷氨酸棒杆菌种子液与枯草芽孢杆菌种子液按照一定的体积比混合,得到混合种子液,然后转入发酵培养基中培养,温度30℃,PH值7.2,培养时间60小时,得到亮氨酸发酵液;该方法较单一发酵方式相比,提高了发酵产亮氨酸的效率,但是存在混合发酵工艺繁琐,发酵参数难以精确控制等缺陷;中国发明专利“CN104404495A”公开了一种发酵生产L-亮氨酸的方法,该方法通过优化发酵培养基以及发酵参数等,发酵液中亮氨酸产量可达到38g/L,然而,该方法是小型发酵罐中试工艺,扩大发酵培养的效果存在较多不确定性,而且发酵产酸量仍然有待提升。综上所述,L-Leu的发酵工艺以及发酵培养基组成仍然存在较大的优化和改进空间。
发明内容
为了解决现有技术存在的技术问题,进一步提高L-亮氨酸的发酵产量,本发明提供了一种提高L-亮氨酸发酵产量的方法。
本发明是通过如下技术方案来实现的:
一种提高L-亮氨酸发酵产量的方法,其包括如下步骤:将黄色短杆菌接入到含有生物素的发酵罐培养基中进行发酵。
进一步地,所述方法包括如下步骤:
按10%-15%接种量将黄色短杆菌种子液接入装有发酵罐培养基的发酵罐中进行发酵培养;整个发酵过程中,通气量为1-2L/min,搅拌转速500-800r/min,通过自动流加氨水控制pH在7.0-7.2,培养温度33-36℃,以泡敌消泡;
当发酵至20h时,将营养液流加进罐内,维持罐内糖浓度为1-2g/L,发酵结束前6小时停止流加;发酵总时间为44h。
进一步地,所述方法包括如下步骤:
按10%-15%接种量将黄色短杆菌种子液接入装有发酵罐培养基的发酵罐中进行发酵培养;整个发酵过程中,通气量为1-2 L/min,搅拌转速500-800r/min,通过自动流加氨水控制pH在7.0-7.2,培养温度33-36℃,以泡敌消泡;
当发酵至20h时,将营养液流加进罐内,维持罐内糖浓度为1-2g/L;
发酵至36h时,将发酵罐中的发酵液经由陶瓷膜分离得到滤液和浓缩菌体,将滤液排出,把浓缩菌体打回发酵罐,同时向发酵罐中补加发酵罐培养基,继续发酵20h,完成发酵。
进一步地,所述发酵罐培养基中生物素的浓度为50μg/L。
进一步地,所述发酵罐培养基的组分:葡萄糖50g/L,(NH4)2SO4 10g/L,玉米浆10g/L, KH2PO4 4g/L,MgSO4·7H2O 1.5g/L,柠檬酸0.5g/L,MnSO4·H2O 10mg/L,FeSO4·7H2O0.1g/L,VB1 5mg/L,生物素50μg/L。
进一步地,所述营养液的组分:葡萄糖100g/L,甘油5g/L,甜菜碱1g/L。
优选地,所述陶瓷膜的截留分子量为5000-10000Da。
优选地,所述黄色短杆菌为黄色短杆菌(Brevibacterium flavum)TK0303。
优选地,所述黄色短杆菌种子液的制备方法为:吸取适量无菌生理盐水于5支活化斜面中,将菌悬液接入5 L种子罐中,通气量为1L/min,搅拌转速300-700 r/min,通过自动流加氨水控制pH在7.2,培养温度35℃,以泡敌消泡,培养16h,得到种子液。
优选地,所述种子罐培养基的组分:葡萄糖30g/L,酵母粉5g/L,KH2PO4 2g/L,MgSO4·7H2O 1g/L,柠檬酸0.5g/L,MnSO4·H2O 10mg/L,FeSO4·7H2O 0.1g/L,VB1 5mg/L。
与现有技术相比,本发明取得的有益效果主要包括但是并不限于以下几个方面:
本发明通过对L-亮氨酸代谢途径进行分析,优化了发酵培养步骤;以黄色短杆菌为研究对象,分析了不同生物素的浓度L-Leu发酵生产的影响;结果表明,高浓度的生物素,菌体生长较快,耗糖速率也快;生物素浓度过高或过低,均不利于L-Leu的生成。当生物素浓度升高,副产物L-Ala的浓度也随之略微升高。当生物素添加量为50 μg/L时,L-Leu的产量为60g/L,糖酸转化率为22%。采用膜偶联间歇透析发酵,有效降低了副产物L-Ala浓度,糖酸转化率为25%;通过在发酵中期补充含有甘油和甜菜碱的营养液,能够促进发酵液中L-亮氨酸产量和糖酸转化率,菌株发酵进行中期后,处于产L-亮氨酸的旺盛期,补充营养液(包括葡萄糖+甘油+甜菜碱)能够促进提高菌株的合成L-亮氨酸的效率;甜菜碱含有三个活性甲基,在L-亮氨酸合成方面有促进作用;甘油提供碳骨架,能够促进L-亮氨酸的合成,还对细胞通透性有一定的改善作用。本发明为工业化高产L-Leu发酵提高理论依据。
附图说明
图1:不同生物素浓度对L-Leu生产菌的菌体生长、耗糖及产量的影响;
图2:添加不同浓度生物素,对糖酸转化率、副产物L-Ala生成的影响;
图3:改进发酵工艺前后比较。
具体实施例
为了使本技术领域的人员更好地理解本申请中的技术方案,下面将结合本申请具体实施例,对本发明进行更加清楚、完整地描述,显然,所描述的实施例仅仅是本申请一部分实施例,而不是全部的实施例。基于本申请中的实施例,本领域普通技术人员在没有作出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例,都应当属于本发明保护的范围。
实施例1
试验菌株:黄色短杆菌(Brevibacterium flavum)TK0303(Met-+IleL+2-TAr+α-ABr+β-HLr+Rifr+SGr),天津科技大学代谢工程研究室保藏。
主要仪器
发酵罐(5 L、30 L全自动发酵罐,上海保兴生物设备工程公司);生物传感仪(SBA-40C,山东科学院生物研究所);pH电极(METTLER TOLEDO);溶氧电极(METTLER TOLEDO);高效液相色谱仪(LC20AT,Shimadzu);TU 1810紫外可见分光光度计(北京普析通用仪器);电子天平(FA2204B,上海精密科学仪器有限公司)。
培养方法
1、种子培养
吸取适量无菌生理盐水于5支活化斜面中,将菌悬液接入5 L种子罐中,初始通气量1L/min;搅拌转速300r/min;通过自动流加氨水控制pH在7.2;培养温度35℃;以泡敌消泡;培养16 h后,按10%接种量接入发酵培养基中。种子罐培养基的组分:葡萄糖30g/L,酵母粉5g/L,KH2PO4 2g/L,MgSO4·7H2O 1g/L,柠檬酸0.5g/L,MnSO4·H2O 10mg/L,FeSO4·7H2O 0.1g/L,VB1 5mg/L。
2、30L发酵罐分批发酵
按10%接种量将种子液接入装有24L发酵罐培养基的30L发酵罐中;通气量为2L/min;搅拌转速500r/min;通过自动流加氨水控制pH在7.0;培养温度33℃;以泡敌消泡;当发酵至20h时,将营养液流加进罐内,维持罐内糖浓度为1g/L,发酵结束前6小时停止流加;发酵周期44h。
发酵罐培养基的组分:葡萄糖50g/L,(NH4)2SO4 10g/L,玉米浆10g/L, KH2PO4 4g/L,MgSO4·7H2O 1.5g/L,柠檬酸0.5g/L,MnSO4·H2O 10mg/L,FeSO4·7H2O 0.1g/L,VB1 5mg/L,生物素50 μg/L。
营养液的组分:葡萄糖100g/L,甘油5g/L,甜菜碱1g/L。
实施例2
按10%接种量将种子液接入装有24L发酵罐培养基的30 L发酵罐中;通气量为2 L/min;搅拌转速500r/min;通过自动流加氨水控制pH在7.0;培养温度33℃;以泡敌消泡;当发酵至20h时,将营养液流加进罐内,维持罐内糖浓度为1-2g/L;将发酵罐与陶瓷膜相偶联,发酵至36h时,将发酵罐中的发酵液经由陶瓷膜分离,将透析滤液排出,把浓缩菌体打回发酵罐,同时向发酵罐中补加发酵罐培养基,使与未经陶瓷膜分离之前的发酵液体积相同,继续发酵20h,完成发酵。
发酵罐培养基的组分:葡萄糖50g/L,(NH4)2SO4 10g/L,玉米浆10g/L, KH2PO4 4g/L,MgSO4·7H2O 1.5g/L,柠檬酸0.5g/L,MnSO4·H2O 10mg/L,FeSO4·7H2O 0.1g/L,VB1 5mg/L,生物素50 μg/L。营养液的组分:葡萄糖100g/L,甘油5g/L,甜菜碱1g/L。
实施例3
分析方法
1、菌体浓度测定
每隔4 h取适量发酵液,灭菌生理盐水适当稀释,通过分光光度计测定600 nm波长下吸收度。
2、溶氧及pH测定
在线测定。
3、葡萄糖浓度
取适量发酵液,12000 r/min离心5 min,取上清液稀释适当倍数,用生物传感仪测定。
4、L-Leu及L-Ala浓度
发酵液中L-Leu/L-Ala浓度用高效液相色谱法分析测定[20]。采用Agilent C18(15 mm×4.6 mm,3.5 μm)色谱柱,衍生剂为2,4-二硝基氟苯,柱前衍生,流动相为50%的乙腈、4.1 g/L的醋酸钠溶液,柱温33 ℃,流速1 mL/min,检测波长360 nm。
5、实验结果
1)不同生物素浓度对L-Leu生产菌的菌体生长、耗糖及产量的影响
生物素作为酶的组成成分,参与机体的三大营养物质——糖、脂肪和蛋白质的代谢,是生物体不可缺乏的重要营养物质之一。在L-Leu发酵中,生物素主要影响菌体的代谢途径,同时也影响菌体细胞膜的L-Leu通透性。在发酵培养基中添加20、50、80、120 μg/L 生物素,每隔4 h测定菌体浓度、糖浓度、L-Leu浓度,每个生物素浓度设置三个平行试验,结果如图1,其中,A:菌体浓度;B:糖消耗量;C:L-Leu的生产量。
由图1可知,当生物素浓度提高,L-Leu生产菌能快速繁殖,较快进入生长稳定期。随着生物素浓度升高,菌体浓度也高。添加20、50、80、120 μg/L 生物素,发酵液稀释20倍,菌体浓度OD600分别能达到1.59、1.67、1.71、1.74。高浓度生物素使得糖代谢速率加快,加入120 μg/L 生物素,16 h后发酵液残糖浓度即低于10 g/L,加入20、50、80 μg/L 生物素,发酵液残糖低于10 g/L的时间相对滞后。生物素浓度为20、50、80、120 μg/L,发酵终点L-Leu的含量分别为36、60、51、45 g/L。生物素浓度对菌体生长和L-Leu的积累都有影响。当生物素浓度过高,L-Leu生产菌大量繁殖,糖消耗速率加快,丙酮酸氧化加强,CO2固定反应减弱,经乙醛酸循环完全氧化,导致L-Leu产量较低。而当生物素浓度不足,菌体生长不好,L-Leu产量也较低。另一方面生物素是乙酰CoA羧化酶的辅因子,影响细胞膜的通透性。当生物素亚适量时,发酵初期,菌体正常生长。发酵中后期,由于生物素缺乏,乙酰CoA羧化酶参与的脂肪酸合成减少,磷脂的合成减少,细胞膜通透性增大,产物L-Leu能向细胞外渗透,减少L-Leu代谢途径的反馈抑制和反馈阻遏,从而达到L-Leu高产。
2)不同生物素浓度对L-Leu生产菌转化率、副产物L-Ala的影响
通过高效液相色谱测定了不同生物素浓度下,不同时间点的L-Leu及副产物L-Ala的浓度,计算L-Leu的糖酸转化率,结果如图2所示(A:糖酸转化率;B:L-Ala的生成量)。发酵液中生物素浓度为20、50、80、120 μg/L,转化率分别为19%、22%、18%、15%,副产物L-Ala的浓度分别为7、8、11、15 g/L。添加入高浓度的生物素,副产物L-Ala随之增加。当生物素浓度为50 μg/L时,糖酸转化率最高。添加较低浓度的生物素,副产物L-Ala浓度也低,可能是低浓度的生物素使得丙酮酸生成丙氨酸的反应减弱。
3)膜偶联间歇透析发酵研究
降低L-Leu后续处理难度,提高产品纯度,采用膜偶联间歇透析发酵工艺,不同时间点,L-Leu与L-Ala产量及对比结果,如图3(A:发酵工艺优化前,L-Leu与L-Ala的产量;B采用膜偶联间歇透析发酵后,L-Leu与L-Ala的产量;C:改进发酵工艺糖酸转化率及副产物L-Ala的生成比对)。
普通发酵工艺,发酵终点L-Leu的产量为60 g/L,L-Ala的产量为8 g/L,且发酵36h后L-Ala的生成速率增大。采用膜偶联间歇透析发酵工艺,发酵36 h,L-Leu的产量为40 g/L,L-Ala的产量为1.8 g/L,膜过滤透析,补加透析培养基继续发酵20 h,发酵终点L-Leu的产量为36 g/L,L-Ala的产量为2.3 g/L。采用膜偶联间歇透析发酵工艺,能降低发酵液L-Leu浓度,减轻其对L-Leu合成途径关键酶的反馈抑制和反馈阻遏,同时也去除了有害代谢产物,L-Leu糖酸转化率为25%,相比普通发酵工艺约提高13.6%。通过透析处理也降低了副产物L-Ala的浓度,降低后续分离提纯L-Leu的难度。
4)营养液中甘油和甜菜碱对发酵液中L-亮氨酸产量和糖酸转化率的影响,发酵方式参照实施例1,具体结果见表1:
表1
组别 | L-亮氨酸产量g/L | 糖酸转化率% |
甘油+甜菜碱 | 60.7±2.3 | 22.3±1.7 |
甘油 | 54.3±1.8 | 21.1±1.5 |
甜菜碱 | 51.1±1.9 | 20.6±1.4 |
不添加甘油和甜菜碱 | 48.4±1.5 | 19.2±0.8 |
结论:通过表1可知,通过在发酵中期补充含有甘油和甜菜碱的营养液,能够促进发酵液中L-亮氨酸产量和糖酸转化率,菌株发酵进行中期后,处于产L-亮氨酸的旺盛期,此时,补充营养液(包括葡萄糖+甘油+甜菜碱)能够促进提高菌株的合成L-亮氨酸的效率;甜菜碱含有三个活性甲基,在L-亮氨酸合成方面有促进作用;甘油提供碳骨架,能够促进L-亮氨酸的合成,还对细胞通透性有一定的改善作用。
以上列举的仅是本发明的最佳具体实施例。显然,本发明不限于以上实施例,还可以有许多变形。本领域的普通技术人员能从本发明公开的内容直接导出或联想到的所有变形,均应认为是本发明的保护范围。
Claims (10)
1.一种提高L-亮氨酸发酵产量的方法,其包括如下步骤:将黄色短杆菌接入到含有生物素的发酵罐培养基中进行发酵。
2.根据权利要求1所述的方法,其特征在于,所述方法包括如下步骤:
按10-15%接种量将黄色短杆菌种子液接入装有发酵罐培养基的发酵罐中进行发酵培养;整个发酵过程中,通气量为1-2L/min,搅拌转速500-800r/min,通过自动流加氨水控制pH在7.0-7.2,培养温度33-36℃,以泡敌消泡;
当发酵至20h时,将营养液流加进罐内,维持罐内糖浓度为1-2g/L,发酵结束前6小时停止流加;发酵总时间为44h。
3.根据权利要求1所述的方法,其特征在于,所述方法包括如下步骤:
按10-15%接种量将黄色短杆菌种子液接入装有发酵罐培养基的发酵罐中进行发酵培养;整个发酵过程中,通气量为1-2 L/min,搅拌转速500-800r/min,通过自动流加氨水控制pH在7.0-7.2,培养温度33-36℃,以泡敌消泡;
当发酵至20h时,将营养液流加进罐内,维持罐内糖浓度为1-2g/L;
发酵至36h时,将发酵罐中的发酵液经由陶瓷膜分离得到滤液和浓缩菌体,将滤液排出,把浓缩菌体打回发酵罐,同时向发酵罐中补加发酵罐培养基,继续发酵20h,完成发酵。
4.根据权利要求1-3任其一所述的方法,其特征在于,所述发酵罐培养基中生物素的浓度为50μg/L。
5.根据权利要求1-4任其一所述的方法,其特征在于,所述发酵罐培养基的组分:葡萄糖50g/L,(NH4)2SO4 10g/L,玉米浆10g/L, KH2PO4 4g/L,MgSO4·7H2O 1.5g/L,柠檬酸0.5g/L,MnSO4·H2O 10mg/L,FeSO4·7H2O 0.1g/L,VB1 5mg/L,生物素50μg/L。
6.根据权利要求1-4任其一所述的方法,其特征在于,所述营养液的组分:葡萄糖100g/L,甘油5g/L,甜菜碱1g/L。
7.根据权利要求2-3任其一所述的方法,其特征在于,所述陶瓷膜的截留分子量为5000-10000Da。
8.根据权利要求1-4任其一所述的方法,其特征在于,所述黄色短杆菌为黄色短杆菌(Brevibacterium flavum)TK0303。
9.根据权利要求2-3任其一所述的方法,其特征在于,所述黄色短杆菌种子液的制备方法为:吸取适量无菌生理盐水于5支活化斜面中,将菌悬液接入5 L种子罐中,通气量为1L/min,搅拌转速300-700 r/min,通过自动流加氨水控制pH在7.2,培养温度35℃,以泡敌消泡,培养16h,得到种子液。
10.根据权利要求9所述的方法,其特征在于,所述种子罐培养基的组分:葡萄糖30g/L,酵母粉5g/L,KH2PO4 2g/L,MgSO4·7H2O 1g/L,柠檬酸0.5g/L,MnSO4·H2O 10mg/L,FeSO4·7H2O 0.1g/L,VB1 5mg/L。
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