CN109529045B - 利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐的应用 - Google Patents

利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐的应用 Download PDF

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Abstract

本发明提供一种I所示的利福霉素‑喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐，在制备治疗或预防甲氧西林耐药、喹诺酮耐药以及甲氧西林和喹诺酮多耐药的金黄色葡萄球菌感染的药物中的应用。
Figure DDA0001939207520000011
本发明提供的利福霉素‑喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐，能够有效治疗或预防甲氧西林耐药、喹诺酮耐药以及甲氧西林和喹诺酮多耐药金黄色葡萄球菌引起的细菌感染和疾病，并同利福霉素和喹诺酮的药物组合相比降低自发耐药频率。

Description

利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐的应用
技术领域
本发明涉及一种利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐的应用，属于医药技术领域。
背景技术
甲氧西林耐药金黄色葡萄球菌(Methicillin-resistant staphylococcusaureus，MRSA)感染是一个目前严重的临床治疗疾病和公共健康问题。MRSA自上世纪60年代首次发现以来，其分离率逐年增加，成为医院内感染的重要致病菌并出现向社区扩散的趋势，同时多重耐药现象越来越严重，已经出现对万古霉素不同程度耐药的金黄色葡萄球菌，大部分MRSA同时对喹诺酮和大环内脂类抗生素产生耐药。而在人体组织和植入性医疗器械表面细菌生物膜的的形成是降低抗生素的活性和形成耐药菌的重要条件。因此治疗甲氧西林和喹诺酮耐药金黄色葡萄球菌引起的感染，特别是与生物膜相关的感染，是目前临床上的一个重大未满足的需求。
发明内容
鉴于上述现有技术存在的缺陷，本发明的目的是提供一种利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐的应用，该利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐能够有效治疗和预防甲氧西林耐药和/或喹诺酮耐药金黄色葡萄球菌引起的细菌感染。
本发明的目的是通过如下方案实现的：
一种I所示的利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐，在制备治疗或预防耐药金黄色葡萄球菌感染引起的疾病的药物的应用。
Figure BDA0001939207500000011
上述的应用中，优选的，所述耐药金黄色葡萄球菌包括甲氧西林和喹诺酮多耐药金黄色葡萄球菌、甲氧西林耐药金黄色葡萄球菌或喹诺酮耐药金黄色葡萄球菌。
上述的应用中，优选的，所述耐药金黄色葡萄球菌感染包括急性细菌感染和/或生物膜细菌感染。
上述的应用中，优选的，所述急性细菌感染包括皮肤和皮肤组织感染、呼吸道感染或菌血症。
上述的应用中，优选的，所述生物膜感染包括心脏瓣膜感染、人工关节感染、导管相关血液感染中的一种或几种的组合。
本发明的突出效果为：
本发明提供的利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐，能够有效治疗或预防甲氧西林耐药、喹诺酮耐药以及甲氧西林和喹诺酮多耐药金黄色葡萄球菌引起的细菌感染和疾病，并降低自发耐药频率。
附图说明
图1a是利福霉素-喹嗪酮偶联分子I对金黄色葡萄球菌等基因喹诺酮耐药菌株感染小鼠的14天治疗效果图；
图1b是利福霉素-喹嗪酮偶联分子I对金黄色葡萄球菌等基因喹诺酮耐药菌株感染小鼠的反弹治疗方案效果图；
图2a是利福平+左氧氟沙星组合对金黄色葡萄球菌等基因喹诺酮耐药菌株感染小鼠的14天治疗效果图；
图2b是利福平+左氧氟沙星组合对金黄色葡萄球菌等基因喹诺酮耐药菌株感染小鼠的反弹治疗方案效果图。
具体实施方式
为了对本发明的技术特征、目的和有益效果有更加清楚的理解，现对本发明的技术方案进行以下详细说明，但不能理解为对本发明的可实施范围的限定。下述实施例中所述实验方法，如无特殊说明，均为常规方法；所述试剂和材料，如无特殊说明，均可从商业途径获得。
下述实施例中，为了方便在图表中进行含义表示，将利福霉素-喹嗪酮偶联分子定义为I。
实施例1
本实施例提供一种利福霉素-喹嗪酮偶联分子(I)及其药学上可接受的盐在制备治疗和预防甲氧西林金黄色葡萄球菌药物中的应用；
在本实施例中，I的药学上所有可接受的盐(例如单钠盐、二钠盐、钾盐等)在体内都会会转变为I(式I所示)的药物原型，故实验测试以I为基础；I由丹诺医药有限公司提供。
Figure BDA0001939207500000021
本实施例的应用中，对喹诺酮类药物敏感和不同程度耐药性背景下，甲氧西林耐药金黄色葡萄球菌对I的敏感性和产生耐药的自发突变频率分析，及其与利福平、左氧氟沙星以及利福平和左氧氟沙星联合用药的对比，具体方法如下：
受试药物：利福霉素-喹嗪酮偶联分子I，由丹诺医药提供，并在-20℃下储存。对比化合物由商业途径采购得到。受试化合物相关信息如下表1所示：
表1
Figure BDA0001939207500000031
在进行自发突变分析和琼脂最小抑菌浓度(Minimal Inhibit Concentration，MIC)分析时，上述化合物均在相应溶剂中制备成浓度为最大终浓度100倍的储备液(100X)并在当日使用。使用前，用DMSO进一步稀释I；苯唑西林、利福平和左氧氟沙星则用水作进一步稀释。在对化合物做琼脂稀释法MIC分析或自发突变分析的过程中，DMSO浓度均不超过1％(v/v)。
细菌分离株：金黄色葡萄球菌(Staphylococcus aureus)分离株取自Micromyx菌种保藏中心的-80℃保藏室，解冻后接种至胰蛋白胨大豆琼脂+5％羊血(Remel；Lenexa，KS)平板培养基，然后在35℃下有氧培养过夜。测试过程中，加入了金黄色葡萄球菌ATCC 29213(MRSA；菌株编号100)菌株用于质控。
测试用培养基：琼脂稀释法MIC分析和自发突变分析中均采用Mueller-Hinton琼脂培养基(MHA；BD/BBL)。将各菌株的接种物悬浮于Mueller-Hinton阳离子调节液体培养基(CAMHB；BD/BBL)。测试苯唑西林时，按2％的终浓度向CAMHB中加入氯化钠(Sigma-Aldrich)。稀释细菌悬液用于菌落计数时，使用的也是CAMHB。
琼脂稀释法测定MIC：根据CLSI(Clinical and Laboratory StandardsInstitute)推荐，采用琼脂稀释法进行MIC值测定。对所有受试试剂从100倍最终测试浓度开始，进行两倍梯度系列稀释(I从0.5到0.0005μg/mL，苯唑西林从8到0.06μg/mL，利福平从l到0.001μg/mL，左氧氟沙星从64到0.015μg/mL)。按0.2mL 100X受试试剂+19.8mL琼脂培养基的比例将各受试试剂与预热的MHA琼脂培养基(50-55℃)一起加入无菌试管中，轻轻摇匀，然后倒入无菌培养皿(BD Falcon)。培养皿置于室温下凝固。制备0.5麦氏浊度标准菌悬液并用CAMHB按1∶10稀释，然后用不锈钢多点接种器接种104CFU/点至含药平板上。待琼脂培养基表面的接种物干燥后，将平板倒置并在35℃的有氧条件下培养20至24小时，检查其生长情况。MIC为受试试剂明显抑制培养基表面细菌生长所需的最小浓度。
自发突变频率测定：根据琼脂稀释法MIC测定结果，在0.5、2和8μg/mL的浓度下，测试I和利福平耐药性突变在金黄色葡萄球菌3265、3270、3278和6312菌株中产生的频率。利福平/左氧氟沙星联合用药的受试浓度为0.5/0.5、2/2和8/8μg/mL。每种受试试剂储备液均按自发突变频率分析用琼脂板所需最终目标测试浓度的100倍进行配制。
将0.5mL的100X I、利福平或利福平/左氧氟沙星混合药与49.50mL(联合用药组为49mL)的50-55℃的高压冷却MHA混合，用于培养各受试菌株。将药物/琼脂混合物分装至150x 15mm无菌平板(BD Falcon)，每个平板50mL。每个自发突变分析平板的目标接种量至少为109CFU。将培养皿置于室温下凝固。
自发突变频率分析接种物的制备方法是：使用无菌棉拭子刮起新长出的菌株，然后用6mL CAMHB制成高浓度细胞悬液(浊度约1.70)。悬液活菌计数采用MHA十倍连续稀释法，然后多次计数取平均值。分析时，将0.25mL接种物涂布于150x 15mm平板表面，每种受试药物浓度两个平板，待干燥后将平板倒扣并在35℃下培养48小时，然后进行活菌落计数。自发突变频率的计算公式如下：
自发突变频率＝各组选择培养基的平均菌落数/各平板上所培养细胞的总数
如果各选择培养基上均没有菌落，则报告为突变频率小于等于菌落数为l时的突变频率(例如，1/平板所培养细胞的总数)。此外，如果菌落计数的平均值为小数(例如16.5)，则该数字将向上取整(例如16.5记为17)。
平行实验中，还制备了配制麦氏浊度为0.5的标准菌悬液，作为标准琼脂稀释分析的接种物(104CFU/点)。用CAMHB按1∶10稀释悬液，然后移取2μL接种物至各个I或利福平浓度为2X和4XMIC(琼脂稀释法)的琼脂培养基上(即自发突变分析使用的培养基)，每种培养基接种两个平板。该步骤采用了自发突变分析中使用的培养基和药物，用于确证药物储备液的浓度能够抑制标准接种物的生长。左氧氟沙星储备液的质控采用标准接种物和8至0.008μg/mL的左氧氟沙星，进行单独的琼脂稀释法分析。该方法是左氧氟沙星储备液的最佳质控方案，因为自发突变频率分析中的大部分金黄色葡萄球菌菌株均对左氧氟沙星耐药。将上述平板放在35℃条件下孵育20至24小时，然后进行观察。
确认自发突变鉴定结果：将自发突变体转移至新制的琼脂培养基上培养过夜，然后使用Bruker Biotyper MALDI仪器进行鉴定。
针对耐药菌的用药结果：对左氧氟沙星耐药而对利福平敏感的MRSA分离株来评估细菌对I的耐药突变。表2为琼脂稀释法测定的23株MRSA分离株对I、利福平、苯唑西林和左氧氟沙星的敏感性。所有菌株均对苯唑西林耐药，这表明它们确实具有MRSA表型。
表2
Figure BDA0001939207500000041
Figure BDA0001939207500000051
注：表中上标的含义：1基于有效断点的表型分类，2CLSI的质控范围，3终点不明确；粗体字为选择用于自发突变分析的菌株。
I对MRSA有极强的抑制活性，并且对各受试菌株的MIC均为0.015μg/mL，与利福平相似。全部23株菌株均对利福平敏感(MIC≤1μg/mL，属于敏感)，但左氧氟沙星的MIC值范围为0.25-64μg/mL。本实施例选择了LEVRRIFS分离株3265、3270和6312以及LEVSRIFS分离株3278作为自发突变频率分析的测定菌株。
表3为使用含I或利福平(浓度为0.5、2或8ug/mL)的培养基对4种MRSA分离株进行自发突变频率分析所得到的结果。此外，还制备了含等量利福平和左氧氟沙星混合物(各0.5、2或8μg/mL)的平板。每板接种量为3.8至5.4×109CFU。I平板上未能回收到任何自发突变体，因此其自发突变频率范围为＜1.85-2.56×10-10。相比之下，尽管选择培养基中利福平的浓度为MIC的63-1000倍，但各受试菌株仍得到了大量自发突变体。
利福平/左氧氟沙星混合培养基上未能筛选出LEVS RIFS菌株3278的自发突变体，可能是因为两种药物的含量均远高于其MIC。但除6312以及含利福平/左氧氟沙星各8μg/mL(左氧氟沙星浓度高于MIC)的平板外，其余LEVR RIFS菌株对各浓度的利福平/左氧氟沙星混合用药均产生了耐药。该结果表明，利福平和左氧氟沙星混合使用且左氧氟沙星浓度高于MIC时，可抑制自发突变体产生，而当左氧氟沙星浓度低于MIC时，混合用药也无法抑制耐药突变体的生成。
培养基和药物储备液的质控测试，如表4所示，结果表明MIC值在已确定的质控范围内，因此本实验方法有效。在I和利福平浓度为2倍和4倍MIC的选择培养基上按标准接种量接种后无菌生长，确证了琼脂中的药物浓度对受试菌株确实具有很强的抑制作用。
表3
Figure BDA0001939207500000052
Figure BDA0001939207500000061
注：表中如果自发突变分析培养基未长出菌落，则按菌落数l计算自发突变平率。上标2表示含利福平和左氧氟沙星各0.5、2或8μg/mL的培养基，上标3表示左氧氟沙星的MIC。
表4
Figure BDA0001939207500000062
注：表中的上标1表示CLSI质控范围。
综上所述，在I浓度为0.5、2和8μg/mL的条件下，4种受试MRSA菌株均未产生耐药性。
利福平单药测试时的自发突变频率高，这一点与预期相符。利福平/左氧氟沙星联用仅在左氧氟沙星浓度高于其MIC时能够阻止耐药性突变(包括所有浓度条件下的LEVSRIFS菌株，以及对≤8μg/mL左氧氟沙星耐药的LEVR RIFS菌株)。
实施例2
本实施例提供一种利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐在制备治疗和预防甲氧西林金黄色葡萄球菌药物中的应用。其药用组分包括利福霉素-喹嗪酮偶联分子(I)及抗菌药物；其用量可以任意调整。
同时本实施例对上述药物制剂进行抗生物膜感染疗效测试。式I利福霉素-喹嗪酮偶联分子与利福平、左氧氟沙星和加替沙星(单独和联合使用)在应用等基因耐药金黄色葡萄球菌菌株的小鼠生物膜植入模型中的体内疗效。
受试药物：利福霉素-喹嗪酮偶联分子I，由丹诺医药提供，并在-20℃下储存。其他测试化合物及试剂由商业途径采购得到。在本实施例中，利福霉素-喹嗪酮偶联分子I的药学上所有可接受的盐(例如单钠盐、二钠盐、钾盐等)在体内都会转变为I(式I所示)的药物原型，故实验测试以I为基础。MIC测试中I的配制溶液中会添加0.002％的吐温80。试验用制剂用10％乙醇/5％碳酸氢钠/6％聚氧乙烯蓖麻油EL配制(体积比)得到。另外的制剂使用无菌水，5％碳酸氢钠或0.9％生理盐水加入式1分子化合物配制得到。式I利福霉素-喹嗪酮偶联分子制剂以30mg/kg剂量给药。利福平和左氧氟沙星混合治疗以20mg/kg+25mg/kg剂量进行使用以模拟达到临床最大暴露量Cmax。
细菌：用于生物膜形成的金黄色葡萄球菌为：野生型CB1406和它的等基因氟喹啉耐药的衍生物CB1823(parCS80F)、CB1840(norAup)和CB1857(parCS80F+norAup)。最小抑菌浓度(MIC)测试采用CLSI推荐的肉汤微量稀释法进行操作。
试验动物：本实施例使用雌性5-6周龄的Balb/c小鼠。在本试验期间小鼠可以自由进食和饮水。涉及到动物管理和使用的试验方案及变更或操作，在开始前均已通过动物管理和使用委员会(IACUC)的审核与批准。
体外定植种植体的准备：将特氟龙静脉导管(14-Guage AbboCath-T#271-1000或Braun Introcan#425 2594)切成1cm的片段，通过在70％乙醇中浸泡15分钟进行灭菌，在UV光下干燥20分钟，然后放置在无菌的1.5mL聚丙烯管中加热至37℃。通过过夜肉汤培养来制备细菌接种物，将其在加入了0.25％葡萄糖的胰蛋白酶大豆肉汤(TSBG)中进行1∶10稀释，并在37℃下以250rpm振荡孵育l小时。将培养物在37℃ TSBG中稀释至1.0E+06CFU/mL，向每个导管中加入1mL，在37℃下不振荡培养2.5小时，然后冷却至18℃以减缓生长直至植入物外科手术完成。
皮下植入物感染的形成和治疗：用异氟醚蒸气(4L/min)麻醉小鼠，剃光两个侧面，用乙醇/聚维酮碘消毒，并做两个3毫米切口。形成皮下腔，然后将预先定植有粘附的细菌的导管段插入腔内，用手术钉缝合。这些小鼠被送回笼子，并定期监测不良反应。于术后一周(细菌定植和生物膜形成)开始治疗，每日两次腹腔注射(IP)，治疗组包括：7天治疗，7天治疗+7天无治疗反弹期，7天治疗+7天反弹+7天再治疗，每个治疗组或取样组各5只小鼠(共10个植入物)。在植入手术过程中和感染后的28天内每隔一段时间，通过取样植入导管段来监测种植体相关细菌。
受感染植入物的取样：用二氧化碳吸入对感染小鼠实施安乐死，用70％乙醇对两侧进行灭菌，将感染导管段切除移至1ml的磷酸盐缓冲盐水pH 7.2(1×PBS)。粘附到被取出的植入导管段内表面的细菌通过将200μL 1×PBS加入导管内反复抽吸，随后高速震荡5分钟。移植样本在干冰/乙醇中被临时冻结，并储存在-80℃直至测定CFU计数。
CFU计数测定：导管在37℃水浴中被迅速解冻，震荡2分钟，系列稀释后点8μL在琼脂平板上，观察斑点。在无药木炭或MH II琼脂板上培养后，确定活菌数。同时将稀释后的导管细菌样本平行分别加在含有1μg/mL药物(利福平，左氧氟沙星，I)的MH II琼脂培养基，对耐药菌的存活和出现进行了评估。所有CFU测定的检出低限为小于或等于2.09log10CFU/植入体。
数据分析：CFU/导管的测定是用稀释法计数菌落，结果为5-50个菌落/斑点。计数用连续稀释因子相乘。得到的原始值被转换为log10CFU来计算平均值和标准偏差。治疗组的log减少量由对照治疗小鼠的平均log10CFU值减去药物治疗小鼠的平均log10CFU值。
结果：图1a、1b为利福霉素-喹嗪酮偶联分子I对金黄色葡萄球菌等基因菌株感染小鼠的治疗效果；溶媒对照治疗的使用抗生素治疗小鼠的平均log10 CFU/导管。根据以下方案，通过IP注射每天两次治疗；1-1)14天治疗：从感染后一周开始给药14天；1-2)复发治疗：在感染后1周开始治疗7天，包括7个未治疗日的复发期和另外7个再治疗日。在开始治疗(第7天)，第14天(给药7天后)，第21天(治疗14天后或7天复发)和第28天(7天再治疗)后测定Log10 CFU计数。检测限为2.09log10 CFU/种植体。
图2a、图2b为利福平+左氧氟沙星组合对金黄色葡萄球菌等基因菌株感染小鼠的治疗效果；溶媒对照处理的小鼠和使用抗生素治疗的小鼠的平均logl0 CFU/导管。根据以下方案，通过IP注射每天两次治疗；2-1)14天治疗：从感染后一周开始给药14天；2-2)复发治疗处理：在感染后1周开始治疗7天，包括7个未治疗日的反弹期和另外7个治疗日。在开始治疗(第7天)，第14天(给药7天后)，第2l天(治疗14天后或7天复发)和第28天(7天再治疗)后测定Log10 CFU计数。检测限为2.09log10 CFU/种植体。
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I和利福平+左氧氟沙星对金黄色葡萄球菌CB1406(野生型)的治疗结果如表5-1、5-2和图1a、1b、2a、2b所示。
表5-1 14天治疗方案(平均Log10 CFU/导管)
治疗组别 第7天(治疗前) 第21天
溶媒对照 6.82 7.20
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I 6.82 2.20
利福平+左氧氟沙星 6.82 2.10
表5-2治疗复发治疗方案(平均Log10 CFU/导管)
Figure BDA0001939207500000081
连续14天以30mg/kg/每天两次的腹腔注射给药，I导致野生型金黄色葡萄球菌感染导管部位的细菌菌落计数(CFU)减少4.6log。在同一治疗方案中，利福平+左氧氟沙星(20+25mg/kg)的联合使用显示了类似的计数减少(4.7log)。在任何I或利福平+左氧氟沙星处理的动物中，都没有观察到利福平或I的耐药产生，这一点可以从含有抗生素板上的导管中回收的菌株的生长中得到证明。
在复发治疗方案中，首先治疗7天、然后停药7天，最后追加治疗7天，I分别导致2.1、4.6和4.7logl0CFU菌数的减少。利福平+左氧氟沙星的疗效略低于利福霉素-喹嗪酮偶联分子I，同一时间分别显示1.5、3.8和4.0logl0CFU菌数的降低。I处理的动物在所有采样点都没有观察到对利福平或自身的耐药。相比之下，在7天再处理期后，25％的利福平+左氧氟沙星处理的动物的导管表现出对利福平的耐药性。
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I和利福平+左氧氟沙星药物组合对喹诺酮耐药金黄色葡萄球菌CB1823(parCS80F)的治疗结果如表6-1、表6-2和图1a、1b、2a、2b所示。
表6-1 14天治疗方案(平均Log10 CFU/导管)
治疗组别 第7天 第21天
溶媒对照 7.03 7.20
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I 7.03 2.70
利福平+左氧氟沙星 7.03 2.80
表6-2治疗复发治疗方案(平均Logl0 CFU/导管)
治疗组别 第7天 第14天 第21天 第28天
溶媒对照 7.03 6.96 7.31 7.41
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I 7.03 4.61 2.61 2.70
利福平+左氧氟沙星 7.03 4.75 3.87 3.34
连续14天以30mg/kg的剂量给药，I导致金黄色葡萄球菌CBl823(parCS80F)感染导管部位的细菌计数减少4.3log。在同一治疗方案中，利福平+左氧氟沙星(20+25mg/kg)的联合使用显示了类似的计数减少(4.2log)。在任何I治疗的动物中，都没有观察到利福平或I产生耐药，这一点可以从含有抗生素板上的导管中回收的菌株的生长中得到证明。相比之下，25％的利福平+左氧氟沙星治疗组表现出对利福平的耐药性。
在复发治疗方案中，治疗7天、停药7天和再治疗7天后，利福霉素-喹嗪酮偶联分子I分别产生2.4、4.4和4.5log10 CFU菌数的降低。利福平+左氧氟沙星的疗效略低于利福霉素-喹嗪酮偶联分子I，其在同一时间内分别显示2.2、3.1和3.6log10 CFU菌数的降低，并观察到利福平+左氧氟沙星处理的动物对利福平产生耐药。治疗7天、停药7天和再治疗7天后的耐药百分比分别为0％、30％和30％。
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I和利福平+左氧氟沙星组合对外排泵激活导致喹诺酮耐药的金黄色葡萄球菌CB1840(norAup)的治疗结果如表7-1、表7-2和图1a、1b、2a、2b所示。
表7-1 14天治疗方案(平均Log10CFU/导管)
治疗组别 第7天 第21天
溶媒对照 7.01 7.20
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I 7.01 2.10
利福平+左氧氟沙星 7.01 2.10
表7-2复发治疗方案(平均Logl0CFU/导管)
治疗组别 第7天 第14天 第21天 第28天
溶媒对照 7.01 7.27 7.25 7.17
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I 7.01 4.61 2.10 2.10
利福平+左氧氟沙星 7.01 5.10 2.50 2.30
连续14天以30mg/kg的剂量治疗，利福霉素-喹嗪酮偶联分子I导致金黄色葡萄球菌CB1840(norAup)感染导管的细菌计数减少4.9log10 CFU。在同一治疗方案中，利福平+左氧氟沙星(20+25mg/kg)组合显示了类似的计数减少(4.9log10 CFU)。在利福霉素-喹嗪酮偶联分子I或利福平+左氧氟沙星治疗的动物中，均没有观察到利福平或利福霉素-喹嗪酮偶联分子I的耐药产生，这一点可以从含有抗生素板上的导管中回收的菌株的生长中得到证明。
在复发治疗方案中，治疗7天、停药7天和再治疗7天后，利福霉素-喹嗪酮偶联分子I分别产生2.4、4.9和4.9log10CFU菌数的降低。利福平+左氧氟沙星的疗效略低于利福霉素-喹嗪酮偶联分子I，同一时间段内分别显示2.0、4.5和4.7log10 CFU菌数的降低。利福霉素-喹嗪酮偶联分子I处理的动物在所有采样点都没有观察到对利福平或自身的耐药。相比之下，在7天再治疗后，11％的利福平+左氧氟沙星治疗的动物的导管表现出对利福平的耐药性。
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I和利福平+左氧氟沙星组合对含喹诺酮双重耐药机制的金黄色葡萄球菌CB1857(parCS80F+norAup)的治疗结果如表8-1、8-2和图1a、1b、2a、2b所示。
表8-1 14天治疗方案(平均Log10 CFU/导管)
治疗组别 第7天 第21天
溶媒对照 6.81 7.20
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I 6.81 2.30
利福平+左氧氟沙星 6.81 2.50
表8-2复发治疗方案(平均Log10CFU/导管)
治疗组别 第7天 第14天 第21天 第28天
溶媒对照 6.81 7.28 7.10 7.20
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I 6.81 4.26 2.40 2.45
利福平+左氧氟沙星 6.81 4.94 3.10 2.70
通过连续14天以30mg/kg的剂量治疗，利福霉素-喹嗪酮偶联分子I导致金黄色葡萄球菌CB1857(parCS80F+norAup)感染导管的细菌计数减少4.5log10CFU。在同一处理方案中，利福平+左氧氟沙星(20+25mg/kg)组合显示了类似的计数减少(4.3log10 CFU)。在利福霉素-喹嗪酮偶联分子I处理的动物中，没有观察到利福平或利福霉素-喹嗪酮偶联分子I的耐药产生，这一点可以从含有抗生素板上的导管中回收的菌株的生长中得到证明。相比之下，10％的利福平+左氧氟沙星治疗的小鼠表现出对利福平的耐药性。
在复发治疗方案中，治疗7天、停药7天和再治疗7天后，利福霉素-喹嗪酮偶联分子1分别产生2.5、4.4和4.4log10 CFU菌数的降低。利福平+左氧氟沙星的疗效略低于利福霉素-喹嗪酮偶联分子I，其在同一时间分别显示1.8、3.7和4.1log10 CFU菌数降低。在取样时间点，观察到利福平+左氧氟沙星处理的动物对利福平耐药。治疗7天、停药7天和再治疗7天后的导管耐药百分比分别为22％、20％和22％。在7天再治疗期后，11％的利福平+左氧氟沙星处理的动物的导管表现出对利福平+左氧氟沙星的双耐药性。
本实施例通过小鼠皮下植入导管感染模型，评估抗菌药物对医疗器械相关的细菌感染的体内药效。所使用的细菌是能够产生生物膜的等基因耐药金黄色葡萄球菌。由野生型生物膜菌株CB1406开始，产生具有等基因变异的抗氟喹诺酮衍生物CB1823(parCS80F)、CB1840(norAup)和CB1857(parCS80F+norAup)。
这四种菌株在小鼠体内表现出相似的生长动力学，在感染后第7天至28天之间，特氟龙植入体上细菌平均计数为6.8-7.3log10 CFU/植入体。
通过测定导管菌落数的log10 CFU的降低，对14天治疗的小鼠进行微生物检测，利福霉素-喹嗪酮偶联分子I(30mg/kg)和利福平+左氧氟沙星(总剂量20+25mg/kg或45mg/kg)的组合显示了类似的疗效，log10CFU降低幅度均为4.3-4.9。在利福平+左氧氟沙星处理的动物中，含有parCS80F突变的生物(CB1823和CB1857)的感染中观察到利福平耐药性的出现率略高。
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I在复发治疗方案中表现出比混合物更好的治疗效果。利福霉素-喹嗪酮偶联分子I和利福平+左氧氟沙星在治疗7天、停药(复发)7天和再治疗7天的平均log10 CFU降低分别为2.4、4.6和4.6、以及1.9、3.8和4.1，而利福平+左氧氟沙星再治疗7天后，所有生物样本均对利福平产生耐药。
利福霉素-喹嗪酮偶联分子I的有效性在小鼠生物膜感染模型中得到验证，该模型使用表达单一或混合的氟喹诺酮耐药表型的菌株。利福霉素-喹嗪酮偶联分子I的药效优于或相似于利福平+左氧氟沙星对每种金黄色葡萄球菌菌株感染的疗效。与联合用药相比，利福霉素-喹嗪酮偶联分子I的剂量更低。在使用利福霉素-喹嗪酮偶联分子I治疗的小鼠中没有观察大对利福平的耐药，也没有对利福霉素-喹嗪酮偶联分子I本身的耐药。
由上可见，本发明提供的利福霉素-喹嗪酮偶联分子I及其药学上可接受的盐，可以有效治疗或预防甲氧西林耐药、喹诺酮耐药以及甲氧西林和喹诺酮多耐药金黄色葡萄球菌引起的细菌感染和疾病，并同利福霉素和喹诺酮的药物组合相比降低自发耐药频率。

Claims (3)

1.一种Ⅰ所示的利福霉素-喹嗪酮偶联分子及其药学上可接受的盐在制备治疗或预防对利福平敏感的喹诺酮耐药金黄色葡萄球菌感染的药物中的应用；
Figure FDA0002926612720000011
其中，所述对利福平敏感的喹诺酮耐药金黄色葡萄球菌感染包括急性细菌感染和/或生物膜相关细菌感染。
2.根据权利要求1所述的应用，所述急性细菌感染包括皮肤和皮肤组织感染、呼吸道感染或菌血症。
3.根据权利要求1所述的应用，所述生物膜相关感染包括心脏瓣膜感染、人工关节感染、导管相关血液感染。
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