CN108889345A - 游动细胞的分析和分选 - Google Patents

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Abstract

用于分选游动细胞的方法，其包括将游动细胞的初始群体引入微流体通道的入口中，游动细胞的初始群体均有第一平均游动性；在所述微流体通道中温育所述游动细胞的群体；以及在所述微流体通道的出口处收集游动细胞的分选群体。游动细胞的分选的群体具有高于第一平均游动性的第二平均游动性。

Description

游动细胞的分析和分选
本发明是基于申请日为2012年5月18日，申请号为“201280035984.6”(国 际申请号为PCT/US2012/038680)，发明名称为“游动细胞的分析和分选”的 专利申请的分案申请。
对相关申请的交叉应用
本申请要求提交于2011年5月20日，美国申请序列号No.61/488,300的权 益。前述的内容通过提述并入本文。
发明领域
本发明涉及用于分析和分选游动细胞，例如，哺乳动物精细胞的系统和 方法。
发明背景
五百三十万生育年龄的美国夫妇(9％)受不育的影响，其中男性因素占 50％的情况。带有或不带有胞浆内精子注射(intra-cytoplasmic sperm injection， ICSI)的体外受精(In vitro fertilization，IVF)已经成为了现代临床实践中克服 男性不育挑战的最常用的辅助生殖技术。IVF和ICSI的一个障碍在于从可能 有低精子数(精子减少(oligozoospermia))和/或低精子游动性 (oligospermaesthenia)的精液样品中鉴定和分离最具游动性和推定最健康的 精子。
发明概述
本发明涉及如下技术方案：
1.一种用于分选游动细胞的方法，其包括：
将游动细胞的初始群体引入微流体通道的入口中，其中所述游动细胞的 初始群体具有第一平均游动性；
在所述微流体通道中温育所述游动细胞的群体；和
在微流体通道的出口处收集游动细胞的分选的群体，其中所述游动细胞 的分选的群体具有高于第一平均游动性的第二平均游动性。
2.项1的方法，进一步包括使所述微流体通道朝向水平或垂直方向。
3.项1的方法，其中温育所述游动细胞的群体包括在没有流动介质的情 况下温育。
4.项1的方法，其中温育所述游动细胞的群体包括以足以允许游动细胞 的初始群体的部分沿微流体通道移动的时间温育所述游动细胞的群体，例 如，温育大约20-60分钟，或大约30分钟。
5.项1的方法，其中所述微流体通道的高度小于大约所述游动细胞的尺 寸的大约20倍，例如，所述游动细胞的尺寸的大约3至10倍。
6.项1的方法，进一步包括确定所述第二平均游动性，其包括：
获得在出口附近的游动细胞的可收集的群体的多张图像，例如，阴影图 像，所述游动细胞的可收集的群体包括游动细胞的分选的群体；和
分析所述多张图像。
7.项1的方法，
其中引入游动细胞的初始群体包括以至少大约103精子/μL的浓度，例 如，以至少大约104精子/μL的浓度在介质中悬浮精子的初始群体，和
其中介质中的游动细胞的分选的群体的浓度小于或等于大约1.6x 103精 子/μL。
8.一种用于分析游动细胞的群体的方法，其包括：
将游动细胞的初始群体引入微流体通道的入口；
在所述微流体通道中温育所述游动细胞的群体；
获得所述微流体通道内的所述游动细胞的群体的至少一部分的多张图 像；和
基于所述多张图像而确定所述游动细胞的群体的至少一部分的特征。
9.项8的方法，其中所述确定的特征包括游动性、平均途径速率(VAP)、 直线速率(VSL)、或直线性的至少一种。
10.项8的方法，其中所测定的特征包括以下的至少一种：
(1)位于所述微流体通道的出口附近的游动细胞的分选的群体的特征， 和
(2)游动细胞的群体沿微流体通道长度的分布。
11.项8的方法，其中确定特征包括将位于微流体通道的出口附近的游动 细胞的分选的群体的特征与以下之一或二者相比较：
(1)游动细胞的初始群体的特征，和
(2)在温育后的位于入口附近的游动细胞的剩余的群体的特征。
12.项8的方法，进一步包括基于确定的特征而确定游动细胞的初始群体 的健康性。
13.项8的方法，其中温育游动细胞的群体包括在没有流动介质的情况下 以足以允许精子的初始群体的部分沿微流体通道移动的时间温育，例如，大 约20-60分钟，或大约30分钟。
14.项8的方法，其中所述微流体通道的高度小于所述游动细胞的尺寸的 大约20倍，例如，所述游动细胞的尺寸的大约3至10倍。
15.用于分选游动细胞的装置，其包含：
微通道，选择微流体通道的高度以使其小于游动细胞的尺寸的大约二十 倍；
入口，其连接至微流体通道的第一端并且经过配置以接受具有第一平均 游动性的游动细胞的初始群体；
出口，其连接至微流体通道的第二端；
其中所述微流体通道经配置以在第二端提供所述游动细胞的分选的群 体而无需微通道中的流体流动，游动细胞的分选的群体具有高于第一平均游 动性的第二平均游动性。
16.项15的装置，其中选择所述微流体通道的高度为游动细胞的尺寸的 大约三至十倍，例如，小于大约200μm，例如，小于大约60μm，例如，大 约3-20μm。
17.项15的装置，其中部分基于游动细胞在通道中的温育时间和游动细 胞的速度的至少之一而选择所述微流体通道的长度，例如，所述长度小于大 约20mm，例如，大约12-15mm。
18.项15的装置，其中所述微流体具有矩形横截面、梯形横截面、三角 形横截面、圆形或椭圆形横截面、沿所述微通道的长度而变化的横截面、或 有脊的横截面。
19.项15的装置，其中所述微流体通道是线性或弯曲的。
20.项15的装置，还包括成像系统，所述成像系统经配置以捕获微流体 通道的至少部分的多张图像，所述成像系统包含：
光源，其经配置以照亮所述微流体通道的至少部分；和
检测器，其经配置以检测微流体通道的被照亮部分中游动细胞的图像， 例如，阴影图像。
21.项20的装置，还包含分析模块，所述分析模块经配置以基于所捕获 的图像而确定微流体通道的成像部分中游动细胞的特征。
如本文中所描述的游动细胞分选和分析系统可以在空间限制的微流体 通道中对游动细胞的群体，如精子，进行原位和实时的成像、追踪、和分选。 所述游动细胞分选和分析系统是不含化学品和不流动的系统，其能够进行迅 速、高通量的细胞分析和分选。可以确定游动细胞的特征，如细胞的量、平 均游动性、和具体细胞的游动性。对这类特征的分析在诊断多种可以影响生 育力的病况，如低精子数(精子减少)和低精子游动性(oligospermaesthenia)中 是重要的。此外，最具游动性的细胞被动地由该分选和分析系统分选而无需 泵或其它外围设备。由高度游动性的精子构成的样品对于例如用在辅助生殖 技术中是合意的。
在一般方面，用于分选游动细胞的方法包括将游动细胞的初始群体引入 微流体通道的入口中，所述游动细胞的初始群体具有第一平均游动性；在所 述微流体通道中温育游动细胞的群体；和在微流体通道的出口处收集游动细 胞的经分选的群体。
实施方案可以包括以下的一种或多种。
游动细胞包括精细胞，例如，动物，例如哺乳动物精细胞。
所述方法还包括使微流体通道水平或垂直朝向。
温育游动细胞的群体包括在没有流动介质的情况下温育。
温育游动细胞的群体包括将微流体通道加热至大约37℃。
温育游动细胞的群体包括以足以允许部分的游动细胞的初始群体沿微 流体通道移动的时间温育所述游动细胞的群体，例如，温育大约20-60分钟， 或大约30分钟。
微流体通道的高度小于游动细胞的尺寸(dimension)的大约20倍，例如， 游动细胞的尺寸的大约3至10倍。
所述方法还包括确定第二平均游动性，其包括获得出口附近的游动细胞 的可收集的群体的多张图像，例如，阴影图像，所述游动细胞的可收集的群 体包括游动细胞的分选的群体；和分析所述多张图像。
所述方法还包括基于游动细胞的初始群体的平均途径速率(average pathvelocity，VAP)、直线速率(straight line velocity，VSL)、或直线性的至少一种 而确定第一平均游动性。
所述方法还包括基于游动细胞的初始群体的平均途径速率(VAP)、直线 速率(VSL)、或直线性的至少一种而确定第二平均游动性。
引入游动细胞的初始群体包括将精子的初始群体以至少大约103精子/μL, 例如，至少大约104精子/μL的浓度在介质中悬浮。介质中的游动细胞的分选 的群体的浓度小于或等于1.6x 103精子/L。
在另一个一般方面，用于分析游动细胞的群体的方法包括将游动细胞的 初始群体引入微流体通道的入口；在微流体通道中温育游动细胞的群体；获 得微流体通道内的至少部分游动细胞的群体的多张图像；以及基于所述多张 图像确定至少部分游动细胞的群体的特征。
实施方案可以包括以下的一种或多种。
游动细胞包含精细胞，例如，动物，例如，哺乳动物精细胞。
获得多张图像包括获得微流体通道内至少部分游动细胞的群体的多张 阴影图像。
所确定的特征包括游动性、平均途径速率(VAP)、直线速率(VSL)、或直 线性的至少一种。
所确定的特征包括以下的至少一种：(1)位于微流体通道的出口附近的 游动细胞的分选的群体的特征，和(2)游动细胞的群体沿微流体通道长度的 分布。
确定特征包括将位于微流体通道的出口附近的游动细胞的分选的群体 的特征与以下的一者或两者比较：(1)游动细胞的初始群体的特征，和(2)在 温育后的位于入口附近的游动细胞的剩余群体的特征。
所述方法还包括基于所述比较的结果确定微流体通道的分选能力。
确定特征包括将温育后位于入口附近的游动细胞的剩余群体的特征与 温育后位于微流体通道的出口附近的游动细胞的分选群体的特征进行比较。
所述方法还包括基于所确定的特征确定游动细胞的初始群体的健康性。
所述方法还包括在微流体通道的出口处收集游动细胞的分选的群体。
温育游动细胞的群体包括在没有流动介质的情况下以足以允许精子的 初始群体沿微流体通道移动的时间温育，例如，大约20-60分钟，或大约30 分钟。
温育游动细胞的群体包括以足以允许部分精子的初始群体沿微流体通 道游动的时间温育精子的群体。
微流体通道的高度小于游动细胞的尺寸的大约20倍，例如，游动细胞的 尺寸的大约3至10倍。
在另一个一般方面，用于分选游动细胞的装置包括微通道。微流体通道 的高度选择为小于游动细胞的尺寸的大约二十倍。所述装置还包括连接至微 流体通道的第一端且经配置以接受具有第一平均游动性的游动细胞的初始 群体的入口，和连接至微流体通道的第二端的出口。微流体通道经配置以在 第二端提供游动细胞的分选的群体而无需微通道中的流体流动。游动细胞的 分选的群体具有高于第一平均游动性的第二平均游动性。
实施方案可以包括以下的一种或多种。
游动细胞包含精细胞，例如，动物，例如，哺乳动物精细胞。所述游动 细胞的尺寸是精细胞的头部的直径。
游动细胞的尺寸是游动细胞的直径。
微流体通道的高度选择为游动细胞的尺寸的大约三倍至十倍，例如，小 于大约200μm，例如小于大约60μm，例如，大约3-20μm。
至少部分基于通道中的游动细胞的温育时间和游动细胞的速度的至少 一种而选择微流体通道的长度，例如，长度小于大约20mm，例如，大约12-15 mm。
至少部分基于游动细胞在通道中的温育时间和游动细胞的速度的至少 一种而选择微通道的长度。
微通道经配置以在温育时间后提供游动细胞的分选的群体。
微流体通道具有矩形横截面、梯形横截面、三角形横截面、圆形或椭圆 形横截面、沿所述微通道的长度而变化的横截面、或有脊的横截面。
微流体通道是线性或弯曲的。
装置还包括经配置以捕获至少部分的微流体通道的多张图像的成像系 统。成像系统包括经配置以照亮至少部分微流体通道的光源；和经配置以检 查微流体通道的照亮的部分中的游动细胞的图像，例如，阴影图像的检测器。
所述装置还包括经配置以基于捕获的图像而确定微流体通道的被成像 部分中的游动细胞的特征的分析模块。
“游动细胞(motile cell)”是能够自发和主动移动，例如，通过鞭毛(flagella)和/或纤毛(cilia)移动的细胞。用于本申请的目的的例示性的游动细胞包括精 细胞，例如，哺乳动物精细胞；嗜中性白细胞；巨噬细胞；白细胞；和某些 细菌。
本文中所描述的系统和方法具有多种优势。例如，所述游动细胞分选和 分析系统促进对具有高游动性的细胞，如精细胞的鉴定和选择。产生了高产 率的游动细胞而不对细胞(甚至具有低细胞数或低细胞游动性的起始样品)有 有害的效果。所述系统简单、紧凑、便宜、且不需要使用复杂的仪器或外围 设备如管或泵。其结果不依赖操作者。所述游动细胞分选和分析系统对于希 望选择高游动性细胞以用在辅助生殖技术中的生育诊所(fertility clinic)和希 望在家庭中检查其生育性的个人可以是有用的。
除非另外定义，本文中所使用的所有技术和科学术语都具有其在本发明 所属的技术领域中普通技术人员所通常理解的相同含意。尽管与本文中所描 述的方法和材料相似或等同的方法和材料可以用于实践或测试本发明，下文 会描述合适的方法和材料。本文中所提到的所有出版物、专利申请、专利、 和其它参考文献通过对其全文提述并入本文中。在矛盾的情况下，以本说明 书，包括定义为准。此外，材料、方法、和实例仅是例示性的，且不意图为 限定性。
本发明的其它特征和优点鉴于以下的详述和根据权利要求是显而易见 的。
附图简述
图1是例示性的游动细胞分选和分析系统的示意图。
图2A是本文中所描述的游动细胞分选和分析系统的例示性微流体芯片 的示意图。
图2B是图2A的例示性微流体芯片的分解图。
图3是例示性微流体通道的几何形状的示意图。
图4是经分选和未经分选的鼠类精子的平均途径速率(VAP)和直线速率 (VSL)的绘图。
图5A和B分别是在水平和垂直朝向微通道中的鼠类精子游动性向量 (vector)的靶心图(bulls-eye plot)。
图6A-6C分别是在水平和垂直朝向微通道中的鼠类精子速度、精子直线 性、和精子加速度的绘图。
图7是在温育1小时后例示性微流体芯片的微通道内的实验性和刺激的 鼠类精子分布的绘图。
图8是实验和模拟的鼠类精子在例示性的微流体芯片的微通道中的分布 作为温育时间的函数的绘图。
图9A-D分别是VAP、VSL和直线性，以及游动鼠类精子的百分数作为通 道长度和温育时间的函数的绘图。
图10是鼠类精子VAP和VSL以及分选的精子的可收集精子百分数作为通 道长度的函数的绘图。
图11A-11D分别是用微流体芯片分选的精子、用向上游动技术(swim-uptechnique)分选的精子、和未分选的精子的鼠类精子VAP、VSL、直线性、和 游动精子的百分数的绘图。
图12是显示精子轨迹的图像。
图13是图12的精子轨迹的平均均方位移(average mean-squared displacement)拟合至持久性随机游走(persistent random walk，PRW)模型的绘 图。
图14是进行持久性随机游走(PRW)的精子的轨迹的示意图。
图15是精子的分布作为通道长度的函数的绘图。
发明详述
参考图1，游动细胞分选和分析系统100在空间限制的微流体通道内原位 和实时成像、追踪和/或分选游动细胞，如精子的群体。游动细胞分选和分析 系统100是能够进行迅速、高通量细胞分析和分选的无化学品和不流动的系 统。可以确定游动细胞的特征，如细胞的量、平均游动性、和具体细胞的游 动性。这类特征的分析在对多种可能影响生育性的病况，如低精子数(精子 减少)和低精子游动性(oligospermasthenia)的诊断中是重要的。此外，多数游 动细胞被动地由所述分选和分析系统分选而无需泵或其它外围设备。主要由 高度游动性的精子构成的样品，对于例如在辅助生殖技术中使用是合意的。
所述例示性分选和分析系统100包含微流体芯片102，其包含一个或多个 微流体通道200。在一些实施方案中，所述微流体芯片102与成像系统106整 合，所述成像系统捕获微流体芯片的一个或多个微流体通道中的精子的图 像。对图像的分析允许确定微流体通道中的精子的特征，如数目、游动性、 速率、加速度、和/或方向性。此外，微流体通道中的精子是在沿通道移动(例 如，通过游泳或其它种类的自我推进运动)的同时受分选的，这样使得可以 在通道的出口处提取高品质游动精子的分选样品。
在以下的描述中，游动细胞分选和分析系统是参照精子而描述的。然而， 应当理解其它游动细胞，如嗜中性白细胞、巨噬细胞、白细胞，和某些细菌， 如细菌大肠杆菌也可以用于该系统。
微流体芯片的结构和制作
参考图2A和2B，微流体芯片102具有一个或多个微流体通道200a,200b, 200c,200d。将精子通过，例如用移液管204注射而引入入口206a,206b,206c, 206d以用于分选和/或分析。在如下文所讨论的充足的温育期之后，将分选的 精子的样品从出口208a,208b,208c,208d提取。
微流体芯片102是由基层210、中间层212、和覆盖层214所形成的多层结 构。通道200在中间层212中形成，入口206和出口208在基层210中形成。各 个通道200的第一端与其对应的入口206对齐，并且各个通道200的第二端与 其对应的出口208对齐，由此产生经由通道200的从入口206至对应的出口208 的流动通道。在一些实施方案中，通道200稍微延伸超出它们对应的入口和 出口206、208。该通道的大小可以接受例如微升或毫升体积的含有待分析和 /或分选的精子的溶液。所述通道可以进一步调整大小和形状以达到如以下所描述的，有效的分选。
所述微流体芯片对于以水平配置(即，通道水平朝向)或垂直配置(即，通 道垂直朝向)的分选和分析而言是可操作的。
基层210向微流体芯片102提供结构支持，且是由足够刚性的材料，如合 适厚度的聚甲基丙烯酸甲酯(poly(methylmethacrylate)，PMMA；McMaster Carr,Atlanta,GA)形成，其中所述厚度如约1.5mm(例如，约1mm至4mm)。 如需要，则使用激光切割器(VersaLaserTM,Scottsdale,AZ)将大块PMMA切割 成为合意大小以供用于微流体芯片(例如，24mm x40mm)，和切割用于入口 206和出口208的孔。在一些实例中，出口208大于入口206以协助收集到达通 道208的出口端的精子。例如，在一些实施方案中，入口206具有约0.375mm 或0.65mm(例如，约0.3mm至1.2mm)的直径且出口具有约0.375mm或约2 mm(例如，约0.3mm至3.4mm)的直径。
中间层212是由粘合至基层210的材料，如双面粘合(double-sided adhesive,DSA)薄膜(iTapestore,Scotch Plains,NJ)所形成的。通道200由在中间层212中 激光切割多边形(laser cutting polygon)，如矩形区域(rectangular section)所形 成，所述中间层自身也激光切割至合意的大小(例如，基层210的大小)。通道 200的高度是由中间层212的厚度所决定的，其在下文非常详细地讨论。通道 200的长度和宽度分别由切割中间层212的多边形的长度和宽度所决定。例 如，和如下文非常详细地描述，所述通道可以是约1-10mm宽(例如，约4mm 宽)和约1-20mm长(例如，约3mm,7mm,10mm,15mm,或20mm长)。在一 些情况中，在中间层中形成了不同长度和/或宽度的多个通道。
在将通道200切割入中间层212后，将中间层粘合至基层210，使得各个 通道200的第一和第二端都与对应的入口和出口206、210对齐或稍微延伸超 出。覆盖层214粘合至中间层的暴露的面上由此封闭通道200，所述覆盖层214 是例如具有与基层210和中间层212相同侧面尺寸的玻璃片。在图2所描绘的 实施方案中，微流体芯片102的朝向使得覆盖层214在底部。在其它的实施方 案中，所述微流体芯片102的朝向可以使得所述覆盖层214在顶部或使得通道 200的顶部敞开。
一般地，本文中描述的微流体芯片102是被动的，即，不偶联至主动流 动系统。也就是说，游动细胞自身在微流体芯片102中沿微通道200移动(例 如，游动)而不被推动或要不然由外来驱动的流体流(即，游动细胞所悬浮于 的介质的流动)所移动。
成像系统的操作
再次参考图1，在一些实施方案中，所述精子分选和分析系统100包含与 任选的成像系统106整合的微流体芯片102，其结构在上文中描述。微流体芯 片102与成像系统106的整合使得能够追踪和分析一个或多个微流体通道200 中的精子的群体或单个精子。在一些实施方案中，所述成像系统106是无透 镜成像系统，其实现对微流体芯片102的一个或多个通道200的自动和宽视场 (wide field-of-view)成像。在其它实施方案中，成像系统104是带有例如10x 物镜的光学显微镜。
成像系统106包含光源108，如发光二极管(LED)或其它光源。所述光源 108照亮微流体芯片102的一个或多个通道200。图像传感器110置于微流体芯 片102相对于光源108的反面。当光射向(incident on)通道200，被照亮的通道 中的精子衍射和传导光。精子衍射的光所生成的阴影由图像传感器110所成 像，生成通道200中的精子的群体的阴影图像(即，通道200中每个精子都作 为阴影而成像的图像)。所述图像传感器可以是任意合适的传感器，如电荷 耦合元件(charge-coupled device，CCD)传感器(Imperx,Boca Raton,FL)或基于 互补型金属氧化物半导体(complementary metal-oxide-semiconductor，CMOS)芯片的传感器。
无透镜成像系统106快速地(例如，约一秒)生成通道中的精子的阴影图 像，且具有宽广的视场(field of view，FOV)。例如，成像系统106的FOV可以 是从几毫米乘以几毫米(例如，4mm x 5.3mm)直至大到几厘米乘以几厘米 (例如，3.725cm x 2.570cm)，或另一种适于对一个或多个通道200的部分或 全部成像的大小(例如，达10条平行通道)。
在一些情况中，成像系统106的FOV可以涵盖几十万个个体精子。此外， 因为成像系统106的宽广的FOV，每个个体精子都可以在成像系统的FOV中 停留相对较长的时间。因此，可以对较大数目的精子整体地或个体地，在较 长时间内追踪和分析精子运动和活性，使得能够获得准确的统计数据。在一 些实施方案中，成像系统106经设计为以足够的对比度和信噪比对FOV内的 待单独检测或计数的精子进行成像，其在一些情况中可以导致牺牲空间分辨 率。
人工和/或自动地使用图像分析软件(例如，ImagePro software,MediaCybernetics,Inc.,MD)处理图像以对所成像的通道中的单独的精子或精子的 群体(例如，游动精子)进行计数、鉴定、追踪、和分析活性。例如，为分析 为了得到特别的通道中的精子分布而获得的图像，进行每张图像中的对精子 的自动计数和鉴定。将计数的结果与衍射理论(diffraction theory)比较，其包 括图像传感器110的活性区域(例如，CCD传感器的活性表面)和成像的微观物 体(例如，精细胞)的位置之间的距离作为关键参数。为了定量地调查细胞阴 影直径对检测的信号强度的影响，将捕获的精细胞的衍射特征(diffractionsignature)拟合至模型。在无透镜成像系统的实例中，系统的操作可以通过求 Rayleigh-Sommerfeld衍射公式的数值解来建模。
大面积的CCD的使用和合适的软件处理-如基于视频的粒子追踪代码-的 组入，使得能够实现高度的可放大性(scalability)，使得例如可以同时监测和 分析数百万精子。
精子分选和分析系统的使用
将悬浮于生物相容性介质(biocompatible medium)，如Human Tubal Fluid(HTF)或磷酸盐缓冲盐水(PBS)中的精子使用例如移液管经由通道的入口206 引入微流体芯片102的微流体通道200中。通道可以已经含有生物相容性介 质。将微流体芯片102在37℃温育足以允许游动精子沿通道朝向通道的出口 208移动的时间。例如，所述温育期间可以是约20-40分钟，例如约30分钟或 小于约1或2小时，或小于会导致在出口处的精子疲劳的时间的量。在温育期 间后，将精子从出口208，例如通过使用剥离器(stripper)或带有例如精细的移 液尖(fine tip)的移液管，或通过向芯片入口泵入介质而提取。因为只有游动精子可以沿通道的长度移动，从出口提取的精子是游动精子；可以优化温育 期以仅获得高游动性精子(例如，通过选择在给定的时间量内到达出口处的 精子)。留在入口附近的精子是较少游动的精子，其不能够沿通道的全长移 动，或非游动精子，其仅经由随机运动(random motion)而移动。因此，微流 体芯片102实现对精子的简单、被动、无流动的分选，并且允许提取高游动 性精子的样品。
除了分选外，精子分选和分析系统100还使得能够进行多种类型的分析， 如对平均精子游动性的分析和对单个精子的途径和游动性的追踪和分析。例 如，可以定量完整精子样品或提取的分选精子样品的速率、加速度、方向性、 或游动性以，例如鉴定高品质精子样品或诊断出精子样品的问题(例如，将 样品诊断为精子减少或oligospermaethenic样品)
精子分选系统100是在水平配置(即，流过通道206为水平的)或在垂直配 置(即，流过通道206为垂直的，且将重力用作分选精子中的额外的辨别因子 (discriminator))都可操作的。为了在体内使卵子受精，由于女性/雌性生殖系 统的解剖学和/或位置，可能需要精子对抗重力向卵子移动。因此，以垂直朝 向进行精子分析和/或分选可以提供比在水平朝向进行分析和/或分选更符合 实际的对精子的表征或选择。
在一些实施方案中，为了降低当使用无透镜CCD成像系统用于精子计数 时的错误，可以基于模型而估计成像系统所能分辨的最大精子浓度(例如， 如在Ozcan和Demirci,Lab Chip,2008,8,98-106中所描述的，通过提述将其内 容并入本文中)。例如，对于4mm x5.3mm的CCD面积，该模型预测最大可 分辨的精子浓度为1.6x 103精子/L。当将精子样品置于用于分选的微流体通 道，尤其是较长的通道时，可以对游动精子所位于的通道的出口端进行精子 监测。在该区域。精子的浓度低于在入口附近的精子的浓度。因此，可以将 高于最大可分辨精子浓度的精子浓度，如高达临床观察到的浓度的精子浓 度，引入通道的入口而不降低成像系统在通道出口处附近的分辨能力。如在 以下实例中所例示的，引入高于最大可分辨精子浓度的精子浓度的能力得到 了实验验证：尽管在入口处引入浓度2x 104精子/μL的精子，在通道的出口附 近并没有观察到分选的精子的重叠的阴影。
影响分选能力的参数
再次参考图2，当经由入口206将精子引入微流体通道200时，游动精子 在微流体通道内移动。微流体通道200代表对精子的空间限制的环境，其导 向游动精子使其沿微流体通道的长度朝出口208移动。作为结果，在充足的 温育期之后，高游动性精子的群体到达出口附近而较少游动或不游动精子的 群体留在其在入口206附近的原本位置或其附近。因此精子在微流体通道中 的空间限制导致根据通道内的精子的游动性的被动分选。
微流体通道的几何性状可以影响通道内精子分选的效率。例如，微流体 通道的尺寸和形状影响通道内的流体阻力。此外，精子运动还受到精子间相 互作用的影响，其部分受通道内可用的空间影响。
为达成对微流体通道内的精子的空间限制，可以基于通道内待分选的精 子的尺寸而选择通道的高度和/或宽度(即，中间层212的厚度和切割进中间层 的多边形的宽度)。例如，参见图3，通道200的高度可以选择为待分选类型 的精子的头302的尺寸d(或者更加一般性地，基于待分选的游动细胞的尺寸， 如直径)的较小的倍数。在一些实例中，高度是精子头部的尺寸的3-10倍，或 小于精子头部的尺寸d的20倍。在其它的实例中，可以基于精子头部的尺寸d 或游动细胞的尺寸而选择通道200的宽度w。如在图3中所示，尺寸d是椭圆形 精子头部302的短直径。在其它实施方案中，尺寸d可以是椭圆形精子头部302 的长直径d’，或精子头部的长和短直径的平均值。
更具体地，对于具有大约2-3μm头部尺寸d的人精子，通道200的高度可 以是，例如，6-30μm,或小于60μm。对于具有大约10μm头部尺寸d的啮齿 类(例如，小鼠)精子，通道200的高度h可以是约30-100μm,或50μm,或小于 200μm。对于具有约4-5μm的头部尺寸d的牛精子，通道200的高度h可以是 约，例如，10-50μm,或小于100μm。对于具有约3-4μm的头部尺寸d的马精 子，通道200的高度h可以是约，例如，10-40μm,或小于80μm。对于具有约4μm 的头部尺寸d的羊精子(ram sperm)，通道200的高度h可以是约，例如，10-40μm, 或小于80μm。对于具有约4-5μm的头部尺寸d的兔精子，通道200的高度h可 以是约，例如，10-50μm,或小于100μm。对于具有约3μm的头部尺寸d的猫 精子，通道200的高度h可以是约，例如，10-30μm,或小于60μm。对于具有 约3-4μm的头部尺寸d的狗精子，通道200的高度h可以是约，例如，10-40μm, 或小于80μm。对于具有约5μm的头部尺寸d的猪精子(boar sperm)，通道200 的高度h可以是约，例如，15-50μm,或小于100μm。对于来自其它物种的精 子，可以相应地调整通道的大小。在一些实施方案中，通道的尺寸是基于无 量纲的量(dimensionlessquantity)，其经由在空间限制的环境中的对精子运动 的模拟而确定，如在下文中更详细地描述。
在一些实施方案中，可以调节微流体通道的形状以实现对通道内的精子 更有效的分选。例如，可以使用不直的通道(例如，弯曲的通道、S形的通道、 正弦曲线形的通道(sinusoidal channel)、正方形通道(square channel)、或成角 度的通道(angledchannel))。微流体通道的宽度从通道的入口端到通道的出口 端可以改变(例如，收缩或发散的通道)。微流体通道的侧壁可以是成角度的， 以产生例如，具有宽的底部和窄的顶部的通道(例如，具有梯形横截面的通 道)，或者具有另一种横截面，如三角形横截面、圆形或椭圆形横截面、或 另一种形状的横截面的通道。横截面还还可以具有脊、如从人字形结构(herringbone structure)形成的脊或从矩形直肋(rectangular fin)形成的脊。通道 的深度可以沿通道的长度而变化。其它形状或具有其它几何特征的通道也可 以使用。
还选择微流体通道200的长度以达成对通道内精子的有效的分选。对于 给定的温育时间，选择通道的长度，使其足够短以使得游动精子能够在温育 时间之内到达通道的出口，但还使其足够长以使得在通道的出口处的游动精 子和在入口处的较少游动和不游动的精子之间有充足的分离。例如，对于30 分钟的温育期和对于具有80-120μm/s的速率的小鼠精子，可以选择12-15mm 的通道长度。对于同样的30分钟温育期但是对于具有约50μm/s的速率的人精 子，可以选择8-12mm的通道长度。
还可以使其它设计参数变化以优化微流体通道的分选能力。例如，可以 使通道中的游动细胞的温育时间变化。可以沿通道施加化学、生物、或温度 梯度。可以改变固定的或动态的介质(medium)和表面参数，如例如营养物和 氧气的扩散转运(diffusivetransport)，其例如经由存在其它细胞，如卵丘细胞 (cumulus cell)而达成。可以改变精子所悬浮于的分选介质的性质，如例如， 介质的密度、表面张力、孔隙率、和/或粘度。还可以改变其它设计参数以影 响微流体通道的分选能力。
在一些情况中，根据微通道中的精子游动性的模型的特定情况 (specificationof a model of sperm motility)而选择微流体芯片102的设计参数 的一些或全部。该模型可以模拟单个精子和/或精子的群体在空间限制的环境 中的行为，包括，例如精子间的相互作用和精子和微通道的表面之间的相互 作用。所述模型可以组入如例如整体水动力学效果(collective hydrodynamic effect)、精子疲劳(sperm exhaustion)、精子聚集或其它相互作用、精子间相互 作用水动力学所导致的协同性、精子和通道壁之间的相互作用所导致的协同 性、和/或来自精子的鞭毛的波动形式的因素。此外，该模型可以组入通道几何参数，包括长度、宽度、高度、和形状。
实施例
本发明由以下实施例进一步描述，其不限制描述于权利要求中的本发明 的范围。
一般地，以下实施例展现了微流体芯片分选游动细胞，如精子的能力。 高度游动性的细胞可以从芯片内的微流体通道的出口回收，而较少游动或不 游动的细胞存留在通道中。微流体芯片的分选能力取决于多个参数，包括通 道尺寸和温育时间。游动细胞的特征，如游动性的多种动力学参数，可以通 过分析微流体通道中的游动细胞的图像而确定。
实施例1：精子样品的制备
从7至12周龄的B6D2F1小鼠获得了精液样品，所述小鼠来自JacksonLaboratories(Bar Harbor,ME)。使小鼠暴露于CO2直至不动，并且然后通过颈 脱位法(cervical dislocation)安乐死。在中央部分(midsection)做小切口(small incision)，使皮肤拨开(reflected back)，并用锐剥离(sharp dissection)进入腹膜 以暴露内脏。将两块脂肪垫(fat pad)都拉下以暴露睾丸和附睾(epididymides)。 将附睾尾和输精管的切片(section of caudaepididymis and vas deferens)切下并 放置于中心孔培养皿(center-well dish)中，其含有补充以10mg mL-1牛血清白 蛋白(BSA)(Sigma,St Louis,MO)的300μL的Human Tubal Fluid(HTF)(Irvine Scientific,Santa Ana,CA)。在解剖显微镜下，在以一对镊子固定附睾，同时 在附睾的远端部分做切口以使得精子流出。通过以胰岛素针(insulin needle) 将器官稳定并以一对镊子从一端至另一端缓慢移动而将精子推出。然后将培 养皿置于培养箱(37℃,5％CO2)中10分钟以允许所有精子游出附睾。将附睾、输精管、和较大的碎片(larger pieces of debris)人工提取并丢弃。
将精子悬液置于0.5mL Eppendorf试管中，并向顶部添加一层薄的无菌 胚胎测试的矿物油(sterile embryo tested mineral oil)(Sigma,St Louis,MO)以 在允许气体迁移(gas transfer)的同时防止蒸发。然后将打开的试管置于37℃ 的培养箱中30分钟以获能(capacitation)。在获能后，温和敲击试管以混合精 子悬液。
将获能精子的10μL样品移液至新的Eppendorf试管中并置于60℃水浴中 以获得用于使用Counting Chamber(Sefi-Medical Instruments,Haifa, 以色列)计数的死亡精子样品。将剩余精子悬液在HTF-BSA介质中调节至小 于5000精子/μL的浓度，并用于下面实施例中所描述的实验。特别地，引入 微流体芯片中的精子的浓度在1500-4000精子/μL的范围间，其如使用ImagePro软件(Media Cybernetics,Inc.,MD)的图像分析所确认。
在下面的一些实施例中，在引入微流体芯片之前，使用向上游动法将精 子预分选。在精子提取之后，将40μL的新鲜HTF/BSA介质添加至0.5mL Eppendorf试管中的精子悬液顶部，并将一层薄的无菌胚胎测试的矿物油置于 介质顶部。将试管放置于37℃的温育箱中1.5小时以允许精子分离。将从 Eppendorf试管顶部收回的精子引入微流体芯片中。
实施例2-高游动性精子的分选
为了展示微流体芯片基于游动性分选精子的能力，将在入口和出口处的 精子游动性与未分选精子的精子游动性比较，所述比较基于使用光学显微镜 获得的系列图像。该分选测试使用了具有以下参数的微流体芯片：通道长度 7mm、通道宽度4mm、通道高度50μm、入口直径0.65mm、和出口直径2mm。 设计较大的出口直径以容易地将精子从通道提取。
将通道装有含10mg mL-1BSA的新鲜HTF介质。将出口通道装有2μL的 HTF/BSA介质且在顶部置有一层薄矿物油以避免蒸发。在获能后移去1μL获 能的精子并添加至入口。将微流体芯片置于37℃的培养箱中30分钟。在温育 期结束时，使用带有10x物镜的显微镜(TE2000；Nikon,日本)以每0.4-1秒一 帧的速率使用Spot软件(Diagnostic Instruments,Inc.,version 4.6,Sterling Heights,MI)在入口和出口二者处的1.2mm x 0.9mm区域摄取20张连续图像。 为了验证，将在多个通道位置处的显微镜分析与通道的CCD分析比较。
基于连续显微镜图像，将在入口和出口处随机选择的精子的精子计数和 游动性彼此比较、与预分选的对照样品比较、和与未分选的精子比较。定量 了定义精子游动性的运动学参数(kinematic parameter)，包括平均途径速率 (VAP)、直线速率(VSL)、和直线性(VSL/VAP)。VAP定义为在观察时间期间 在精子的平均运动方向上沿精子所经过的距离的速率，而VSL定义为沿精子 的轨迹的起始点和终点之间直线距离的速率。仅追踪了显示游动性的精子， 虽然也观察了非游动精子。
参考图4，分选后，在出口处的精子的游动性(即VAP和VSL)比未分选的 精子和在入口处的精子显著更高，(p<0.01；n＝33-66；括弧指示组之间具有 p<0.01的统计学显著性)。
分选测试的结果指示微流体芯片可以成功地分选最具游动性的精子，在 分选过程完成后可以，例如通过剥离器尖端或通过从入口泵入介质，将其在 出口处收集。此外，考虑到甚至在分选之后的较广范围的精子速率，基于单 芯片的处理和监测可以使得能够使用垂直或水平配置而分离最高品质的游 动精子。
实施例3-通道朝向对于精子分选的效果
为了确定通道朝向对精子游动性的效果，记录了水平和垂直通道朝向二 者中的精子运动。通道具有7mm的长度、4mm的宽度、50μm的高度。通道 装有补充以10mg mL-1BSA的新鲜HTF介质。如以上所描述的将1μL精子样 品从向上游动柱的最顶端取出并移液进通道的入口中。使用无透镜的CCD传 感器，以每秒一帧的速率记录了十五张连续的阴影图像。CCD传感器覆盖了 整个通道使得记录了通道中的所有精子。使用Photoshop(Adobe,SanJose, CA)鉴定并追踪了游动精子。
为了对垂直配置的精子成像，将微流体芯片夹在CCD传感器上并将整个 系统旋转90度。当微流体芯片垂直放置后，使用来自相同雄性供体小鼠的精 子重复上述的制备和成像步骤，在成像期间将系统保持垂直朝向。
对随机选自每种配置的十个精子进行了游动性分析。特别地，记录了以 水平和垂直朝向二者的精子运动，并将结果在靶心图中作为游动性向量 (motility vector)显示，如分别在图5A和5B中所显示的。相邻同心圆之间的距 离是100μm。在两种配置中，精子都展示了运动式样和方向上的很大的多样 性。
为了进一步表征水平和垂直朝向的精子运动，追踪了了精子运动途径并 且使用ImagePro软件(Media Cybernetics,Inc.,MD)测量了移动距离。定量了定 义精子游动性的运动学参数，包括平均途径速率(VAP)、直线速率(VSL)、和 直线性(VSL/VAP)。仅追踪了显示了游动的精子，虽然也观察了非游动精子。
参考表1，对于所选的十个水平和垂直精子每一个都定量了VAP、VSL、 和直线性。如可见，精子细胞H2和H9显示了水平配置中最高的游动性，且 精子细胞V1和V2显示了垂直配置中最高的游动性。
表1.所选的精子的精子游动性
参考图6A-6C，统计分析了以水平和垂直配置成像的精子的VAP、VSL (图6A)、直线性(图6B)、和加速度(Fig.6C)。对于监测了较短时间段的较小 批的游动的获能精子，水平和垂直配置的图像没有导致统计学显著的差异 (p>0.05)，因而其展现了微流体芯片基本上可以两种配置互换使用。相对地， 垂直配置的精子加速度的值(-75至90μs-2)比水平配置(-50至30μs-2)跨越了 更宽的范围。
对于本实施例和以下描述的其它实施例，使用了带有设为0.05(p<0.05) 的统计显著性的两样品参数student T检验统计学分析了VAP、VSL、和直线 性的以下组之间的差异的显著性：(1)分选后在入口和出口处的精子；(2)在 30分钟温育时间下通过微流体芯片分选的精子和通过向上游动技术分选的 精子；和(3)在30分钟温育时间下通过微流体芯片分选的精子和未分选的精 子。对于所有测试将统计显著性阈值都设在0.05(p<0.05)，并将数据表示为 平均值±标准误差(SEM)。为了进一步评价微流体芯片的分选潜力，还分析 了未分选情况(n＝33)、入口(n＝59)、和出口(n＝66)测量值的VAP和VSL， 所述测量以带有Tukey事后多重比较检验(Tukey’s post-hoc multiple comparison)的单向方差分析法(One-Way Analysis of Variance，ANOVA)完成， 其具有设为0.01的统计显著性阈值(p<0.01)。以Anderson-Darling检验 (Anderson-Darling test)分析了收集的数据的正态性(normality)。
实施例4-温育时间对精子分选的效果
为了优化使用微流体芯片分选精子的温育时间，对于多个温育时间，成 像并分析了精子沿20mm长、4mm宽、和50μm高的通道的分布。
通道装有含10mg mL-1BSA的新鲜HTF介质。出口装有2μL的HTF/BSA 介质，且顶部置有一层薄的矿物油以避免蒸发。将1μL稀释至1500-4000精子 /μL密度的精子样品从入口引入通道内，并且入口覆盖有一层薄的无菌胚胎 测试的矿物油以避免蒸发。将微流体芯片置于37℃的培养箱中达多个温育时 间，包括5分钟、15分钟、30分钟、和1小时。
在温育后，使用显微镜(Carl Zeiss MicroImaging,LLC,Thornwood,NY) 对通道内精子的分布成像，所述显微镜带有由AxioVision软件(Carl Zeiss MicroImaging)控制的自动载物台(automated stage)。使用了自动和手动分析法 以分析精子分布。对于靠近入口的区域，当精子浓度相对较高时，使用 ImagePro软件将精子自动计数。对于更低精子浓度的区域(例如，靠近出口)， 使用了手动计数。
还通过温育5分钟和1小时后，在通道内放置热杀灭的(heat-killed)(60℃ 20分钟)精子并测量精子分布而进行了对照分布实验。
为了调查精子的疲劳时间对观察到的精子在通道内的分布的效果和死 亡精子的初始百分比对其起的作用，将每个温育时间的实验精子分布与对照 精子分布比较，并与通道内精子游动性的粗粒化模型(coarse-grained model) 预测比较。将精子的主动游动性模型定为持久性随机游走(PRW)，将死亡精 子模型定为仅通过布朗力(Brownian forces)的运动，其模拟为各向同性随机 游走(isotropic random walk)(如上面所讨论)。
图7显示了在温育1小时后，在沿通道的多个点实验精子分布情况。将实 验结果与具有多种参数的PRW模型比较：(1)PRW模型；(2)带有25％初始死 亡精子的PRW；(3)包括30分钟平均温育时间(±15分钟)的PRW；和(4)包括 30分钟温育时间和25％初始死亡精子的PRW。误差棒指代平均值±标准误差。 实验结果与其中精子具有30分钟的平均疲劳时间(温育时间)且其中25％的精 子是初始死亡的PRW模型。这些结果与实验测量相符，所述实验测量指示在 给定的精子样品中20％的精子在即将注射进入口之前是死亡的。
图8显示在5分钟、15分钟、30分钟、和1小时的温育期后通道内的实验 精子分布。将每个温育时间的实验分布与包括相同温育时间和具有25％初始 死亡精子的模型的PRW模型比较。误差棒指代平均数±标准误差。在30分钟 温育期内观察到了精子分布从入口向出口的移位，指示在温育期间部分的精 子从入口向出口游动。该分布移位在30分钟的温育期结束时达到最高。更具 体地，在通道位置7-20mm的精子的百分比在30分钟温育期内提高，然后随 更长的温育时间而降低。对于在通道位置1-3mm的精子分布，观察到了相似 但是相反的趋势。该结果可归因于精子的疲劳。
30分钟温育期(标准偏差±15分钟)的模拟结果显示与实验结果的最好吻 合。
实施例5-通道长度对精子分选的效果
通过比较在多种长度的通道的入口和出口处的精子的特征而确定了通 道长度对精子分选能力的效果。
如上面在实施例4中所描述的制备了精子样品并将通道装满。使用了7 mm，10mm，10mm，和20mm的通道长度。对于每种通道长度，使用了30 分钟和1小时的温育时间。
参考图9A-D和表2，显示了对于每种通道长度的在30分钟和1小时温育时 间后的VAP，VSL，直线性和在入口和出口处的游动精子的百分比。如以下 详细讨论的，调查的所有的通道长度都展现了分选能力，虽然各个通道长度 之间的精子游动性(VAP，VSL，和直线性)和游动精子的百分比有不同。以* 标记通道长度之间的统计学显著性，并以#标记入口和出口之间的统计学显 著性。将数据表示为平均值±标准误差(N＝22-109)。
表2.对于不同通道长度和温育时间的SCMS系统入口和出口之间的精子 平均途径速率(VAP)、直线速率(VSL)、直线性、和游动性百分比的变化倍数
具体参考图9A-9B和表2，对于30分钟的温育期，对于7mm，10mm， 15mm，和20mm长的通道，在出口处的精子的VAP和VSL分别比在入口处 的精子的VAP和VSL高至1.9，2.1，3.0，和2.6倍；以及1.9，2.3，3.8，和2.8 倍。当温育期提高至1小时时，对于7mm，10mm，15mm，和20mm长的通 道，在出口处的精子的VAP和VSL分别下降至比入口处的精子的VAP和VSL 高至1.4，1.7，2.0，和2.1倍；以及1.3，1.8，2.1，和2.1倍。
参考图9C和表2，对于30分钟温育期，对于所有通道长度，观察到了在 入口和出口处的精子的直线性的显著差异。然而，对于1小时温育期，仅对 于15mm的通道长度观察到了在入口和出口处的精子的直线性的显著差异， 而对于7mm,10mm,和20mm的通道观察不到显著差异。这些结果展现了， 当温育时间提高至超过了最优温育时间(在这里为30分钟)，具有较低游动性 和直线性的精子就有更高的机会到达较短通道的出口。在20mm通道的出口的降低的精子直线性可能是由于疲劳。
参考图9D和表2，对于30分钟温育期和1小时温育期二者，对于所有通道 长度都观察到了在入口和出口处的游动精子的百分比的显著差异，其中游动 精子的百分比定义为游动精子相比于总精子计数的比例。对于30分子温育 期，对于7mm，10mm，15mm，和20mm长的通道，出口处的游动精子的 百分比分别比在入口处的游动精子的百分比高至1.3，1.6，1.7，和2.0倍。当 温育时间提高至1小时时，对于7mm，10mm，15mm，和20mm长的通道， 在出口处的游动精子百分比分别比在入口处的游动精子的百分比高至1.6， 3.1，2.2，和2.3倍。对于1小时温育期，在出口处的游动精子的百分比相比于 30分钟温育期的提高可能是由于在更长的温育期期间更多游动精子从入口 移动走。
在本实施例和其它涉及通道长度的效果的实施例中，经由带有Tukey事 后比较(Tukey post-hoc comparisons)的非参数单向方差分析法(non-parametric one-wayanalysis of variance(ANOVA))检验了通道长度、几何形状、和表面 样式对疲劳和精子分选结果的显著性。
实施例6-通道长度对精子分选效率的效果
通过使用多种通道长度比较分选后的精子游动性和游动精子的百分比 调查了通道长度对精子分析效率的效果。
再次参考图9A和9B，对于30分钟温育期，以15mm长的通道分选的精子 显示了比以7mm长的通道分选的精子(VAP:107.9±28.1μm/s；VSL:98.3± 30.3μm/s)和以10mm长的通道分选的精子(VAP:109.8±26.9μm/s；VSL: 100.0±30.3μm/s)显著更高的VAP(130.0±31.1μm/s)和VSL(120.6±31.6 μm/s)。然而，将通道长度提高至20mm相比于以15mm长的通道分选而言没 有进一步改善精子分选(VAP:127.2±41.3μm/s；VSL:113.7±38.0μm/s)。这些 数据说明将通道长度提高至15mm允许游动精子在通道中比低游动性精子或 非游动精子移动更远(因为精子速率的差异)因而导致改进的精子分选。
对于1小时温育期，15mm长的通道(VSL:108.5±27.8μm/s)依然展现了 比7mm长的通道(VSL:67.7±25.2μm/s)或10mm长的通道(VSL:88.6±27.8 μm/s)更好的分选能力。然而，以20mm长的通道分选的精子展示了比以7mm 长的通道(VAP:79.6±23.6μm/s)和以10mm长的通道(VAP:98.4±27.1μm/s)显 著更高的VAP(VAP:127.3±24.1μm/s)。
在30分钟温育期和1小时温育期之间没有观察到精子速率的显著改进。
参考图9C，对于精子直线性，对于30分钟温育时间，没有观察到不同通 道长度之间的显著差异。然而，当温育时间提高至1小时后，对于以较短通 道分选的精子观察到了相比于30分钟温育时间的显著的直线性的降低(7mm； p<0.05)，但是对于以更长通道(10mm,15mm,和20mm)分选的精子则没有 观察到。该结果可能是由于具有更低游动性的精子在给予充足温育时间后到 达了较短通道的出口。
参考图9D，进行了鉴定在每个通道的入口和出口的游动精子的百分比的 统计分析。对于30分钟温育时间，使用不同通道长度分选的精子不显示通道 入口和出口处的游动精子的百分比的统计差异。当将温育时间提高至1小时 时，相比于更长的通道，对于7mm长的通道观察到了在入口和出口处的游动 精子百分比的显著降低。对于有1小时温育期的7mm长的通道，还观察到了 相比于30分钟温育期的同样通道的游动精子的百分比降低。然而，对于更长 的通道，将温育时间提高至1小时对游动精子百分比并不导致显著效果。这些结果可能是由于在给予充足温育时间的情况下具有极低的游动性的精子 到达7mm通道的出口。然而，低游动性精子到达更长通道(例如，15mm或 20mm通道)的出口的几率，哪怕有1小时的温育时间，也是较小的。
此外，将可以从微流体芯片收集的经分选的精子的百分比(称作“可收 集的精子百分比(collectable sperm percentage)”)相对于引入每种通道长度的 通道的总精子做了评估，其中为30分钟温育期。特别地，基于在通道内30分 钟温育期的精子的分布而计算通道中的可收集的精子百分比。除了出口中的 介质(3μL)外，待从7mm，10mm，15mm，和20mm长的通道收集的经分选 的精子的体积分别为0.2μL，0.6μL，1μL，和1μL(等同于通道的最后1mm， 3mm，5mm，和5mm的精子样品的体积)。通过将引入通道的总精子计数除 以可从通道以给出的体积收集的经分选的精子而计算了可收集的精子百分 比。
如在图10中所示，在靠近出口的可收集的范围内的精子的百分比对于7 mm，10mm，15mm，和20mm长的通道分别为25.6％，19.7％，9.4％，和3.3％。 这些结果表明靠近出口的可收集的范围内的精子的数目随通道长度的提高 而降低，该效果可能是由于具有较低游动性的精子与具有较高游动性的精子 一起被从短通道收集而导致。数据表示为平均值±标准误差，其中N＝3。
基于以上结果，可以得出结论，达成有效精子分选的最优通道长度和分 选时间分别为15mm和30分钟。
实施例7-微流体芯片分选与常规向上游动分选的比较
将通过具有15mm长、4mm宽、和50μm高，以及30分钟温育期的微流 体芯片所分选的精子的特征，与通过以30分钟温育期的常规向上游动技术分 选的精子的特征比较，和与未分选的精子的样品比较。
使用15mm长的通道分选的精子是如上面所描述而进行的。
为向上游动分选而制备的精子样品是如下而制备的：温育精子样品30分 钟以允许精子获能，随后将90μL精子样品移液至Eppendorf试管内并将样品 稀释至小于5000精子/μL的浓度。将60μL新鲜HTF-BSA介质添加至精子悬液 顶部以构建无碎片(debris-free)的覆盖层。将一层薄的无菌矿物油添加至 HTF-BSA介质的顶部以防止蒸发。将Eppendorf试管置于37℃的培养箱内并 温育30分钟或1小时。在温育后，从介质的最顶部取出5μL精子样品以用于 游动性分析。
为了分析使用向上游动技术分选的精子，将精子样品置于PMMA载玻片 (24mm x60mm)上以成像，由此消除了基质对向上游动技术和微流体芯片技 术之间的精子移动测量造成的效果。特别地，将5μL精子样品添加至置于 PMMA基质上的HTF-BSA的10μL液滴。将两条DSA薄膜(3mm x 25mm)置 于PMMA上。以玻璃载玻片(25mm x 25mm)覆盖精子-介质液滴；位于玻璃 载玻片和PMMA基质之间DSA薄膜创造了使精子自由移动的空间。
在显微镜下对在PMMA上的精子样品成像，并分析以确定精子游动性和 游动精子的百分数。使用Spot软件(Diagnostic Instruments Inc.,版本4.6)以每 0.6秒一帧的平均速率使用10x物镜获取了25张连续显微镜图像(TE 2000； Nikon,日本)。
这些样品制备和成像技术也用于了制备未分选精子的对照样品。
参考图11A-11D，15mm长的通道导致了比通过向上游动技术分选的精 子和未分选的精子具有显著更高的游动性(VSL，VSL，直线性)和游动精子 百分比的的经分选的精子，展现了微流体芯片是分选高游动性精子的有效的 方式。数据表示为平均值±标准误差，其中N＝4-7。
实施例8-对精子轨迹的理论分析
当追踪到独立精子后，计算了每个精子的均方位移(mean square displacement，MSD)。图12显示了使用带MTrackJ插件的ImageJ软件(Meijering, Dzyubachyk,Smal.Methods for Cell and Particle Tracking.Methods in Enzymology,vol.504,ch.9,February 2012,pp.183-200)所获得的样品精子轨 迹。
仅考虑精子在x-y平面上的运动，MSD由以下所给出：
<d2(t)>＝<(x(t)-x0)2+(y(t)-y0)2>，
其中x(t)和y(t)对应于坐标，并且x0和y0是每个精子轨迹的原点。括号表 示不同精子轨迹的平均值。所得的作为时间的函数而为20组数据平均值的MSD在图13中显示。在较短时间，单独精子的运动是弹道式的(～t2)，而在较 长时间其是扩散式的(～t)。这类游动性由持久性随机游走(PRW)模型所描述。 在PRW中，MSD由以下所给出：
<d2(t)>＝2S2P[t-p(1-e-t/p)]，
其中S表示随机游走的速率，且P对应于持续时间(persistence time)。在短 时间的极限，i＜＜P，PRW中的MSD简化为：
在长时间的极限，即i＞＞P，MSD由以下给出：
与扩散系数相似的随机游动性系数(random motility coefficient)由以下给出：
对于PRW中的MSD，在图13中所示的MSD数据可以成功地拟合至以上 表述以给出对于速率的S≈42μm/s，和对于持续时间的P≈13s。随机游动性 系数由μ≈0.011mm2/s所给出。
实施例9-对精子游动性的模拟
将微通道中的活动小鼠精子的运动如以上所描述座位持久性随机游走 (PRW)建模。将模拟限制在两个维度，保持通道的50μm厚度一致。通道尺 寸为20mm乘4mm，模拟实验设置。精子的初始分布在图12中显示。
在模型中，活动精子在给定的随机方向θ(t)中移动(图14)，其具有速率并移动为P的平均时间，之后转变方向。θ(t)选 自区间(0,2π]上的均匀分布。如果模拟的时间级(time step)表示为Δt(选为 1s)，则精子在每个时间级选择新的θ(t)方向的几率为Δt/P。这意味着精子在 改变朝向之前，以常数θ(t)持续平均P/Δt时间级。
在模拟中，使用了从拟合至实验追踪数据的S和P值(见实施例8)。所得的 精子在位置(x,y)的运动的公式为：
x(t+Δt)＝x(t)+S cosθ(t)Δt
y(t+At)＝y(t)+S s：nθ(t)Δt
当精子不活动时，无论因为其在初始注射入通道后死亡还是因为其疲 劳，其都不进行持久性随机游走。相反，精子进行各向同性随机性游走(RW)。 当持续时间P等于时间级Δt时，其等同于PRW。换句话说，精子在每个时间 级都以固定的距离r0向新的随机方向移动，模拟来自周围介质的布朗力。在 该情况中扩散系数由D＝r0 2/(4Δt)所给出。该扩散系数可以使用 Einstein-Smoluchowski公式[39]，即D＝kBT/ζ来估算，其中kB是Boltzmann常数， T是温度，且ζ是摩擦系数。为了确定ζ，将小鼠精子建模为长度100μm且半 径0.5μm的刚性圆柱体，这与更早的模型和试验观察结果一致。对于自表面 距离h处长度为L的圆柱体，沿长轴的摩擦系数由以下所给出：
其中η是介质的粘度，且r是圆柱体的半径。为了模拟通道内的PBS缓冲液， 我们使用η＝10-3Pa s，并在上面的方程中取h＝25μm，其导致了室温下的 ζ≈1.4×10-7kg/s。使用Einstein–Smoluchowski公式，这导致了精子的 D≈0.03μm2/s的扩散系数。这意指在给定的时间级中，失活的精子在改变其 方向前会移动约0.3μm。
因为通道厚度(50μm)比通道的宽度和长度要小得多，该模型限制在两个 维度。对于通道的壁，使用了反射性边界条件，即，当精子撞击臂时，其停 止并反射向新的随机方向。
在实验中，观察到了在注射后不久，精子占据通道的前5mm。为了在 模拟中模拟该效果，使得精子最初以Fermi样分布而随机分布，其在图15中 显示且由以下所给出：
其中μ代表界面的平均位置，且β是调节初始精子分布前端的锐度的参数，且 NT是通道中精子的总数。可以显示出，∫N(x)dx＝NT。在模拟中，使用了以 下的值：μ＝5mm,β＝10mm-1,NT＝105。
其它实施方案
应该理解，虽然本发明是与其发明详述一起描述的，但是前述的说明书 是意图例示而非限制本发明的范围，本发明的范围是由所附的权利要求的范 围所定义的。其它方面、优势和变化都在权利要求的范围内。

Claims (14)

1.一种用于分选游动细胞的方法，其包括：
将游动细胞的初始群体引入微流体通道的入口中，所述游动细胞的初始群体具有第一平均游动性；
在所述微流体通道中在没有流动介质的情况下温育所述游动细胞的群体；和
在微流体通道的出口处收集游动细胞的分选的群体，其中所述游动细胞的分选的群体具有高于第一平均游动性的第二平均游动性。
2.权利要求1的方法，进一步包括使所述微流体通道朝向水平或垂直方向，和/或其中温育所述游动细胞的群体包括在没有流动介质的情况下温育；和/或
温育所述游动细胞的群体包括以足以允许游动细胞的初始群体的部分沿微流体通道移动的时间温育所述游动细胞的群体。
3.前述任一项权利要求所述的方法，进一步包括确定所述第二平均游动性，其包括：
获得在出口附近的游动细胞的可收集的群体的多张图像，所述游动细胞的可收集的群体包括游动细胞的分选的群体；和
分析所述多张图像。
4.前述任一项权利要求所述的方法，
其中引入游动细胞的初始群体包括以至少103游动细胞/μL的浓度在介质中悬浮游动细胞的初始群体，和
其中介质中的游动细胞的分选的群体的浓度小于或等于1.6x 103游动细胞/μL。
5.一种用于分析游动细胞的群体的方法，其包括：
将游动细胞的初始群体引入微流体通道的入口；
在所述微流体通道中在没有流动介质的情况下温育所述游动细胞的群体；
获得所述微流体通道内的所述游动细胞的群体的至少一部分的多张图像；和
基于所述多张图像而确定所述游动细胞的群体的至少一部分的特征。
6.权利要求5的方法，其中所述确定的特征包括游动性、平均途径速率(VAP)、直线速率(VSL)、或直线性的至少一种；其中所测定的特征包括以下的至少一种：
位于所述微流体通道的出口附近的游动细胞的分选的群体的特征，和
游动细胞的群体沿微流体通道长度的分布。
其中确定特征包括将位于微流体通道的出口附近的游动细胞的分选的群体的特征与以下之一或二者相比较：
游动细胞的初始群体的特征，和
在温育后的位于入口附近的游动细胞的剩余的群体的特征，和/或
进一步包括基于确定的特征而确定游动细胞的初始群体的健康性。
7.权利要求5或6任一项所述的方法，其中温育游动细胞的群体包括以足以允许游动细胞的初始群体的部分沿微流体通道移动的时间温育。
8.权利要求1-2或7中任一项权利要求所述的方法，其中所述细胞群体温育20-60分钟，或30分钟。
9.权利要求1-2，或5-8中任一项所述的方法，其中所述微流体通道的高度小于所述游动细胞的尺寸的20倍或为所述游动细胞的尺寸的3至10倍。
10.用于分选游动细胞的装置，其包含：
微通道，选择微流体通道的高度为所述游动细胞头部尺寸的3至10倍；
入口，其连接至微流体通道的第一端并且经过配置以接受具有第一平均游动性的游动细胞的初始群体；
出口，其连接至微流体通道的第二端；
其中所述微流体通道经配置以在第二端提供所述游动细胞的分选的群体而无需微通道中的流体流动，游动细胞的分选的群体具有高于第一平均游动性的第二平均游动性。
11.权利要求10的装置，其中所述微流体具有矩形横截面、梯形横截面、三角形横截面、圆形或椭圆形横截面、沿所述微通道的长度而变化的横截面、或有脊的横截面，和/或其中所述微流体通道是线性或弯曲的。
12.权利要求10或11的装置，还包括成像系统，所述成像系统经配置以捕获微流体通道的至少部分的多张图像，所述成像系统包含：
光源，其经配置以照亮所述微流体通道的至少部分；和
检测器，其经配置以检测微流体通道的被照亮部分中游动细胞的图像；并且还包括分析模块，所述分析模块经配置以基于所捕获的图像而确定微流体通道的成像部分中游动细胞的特征。
13.权利要求1-9中任一项所述的方法，其中将游动细胞的初始群体引入权利要求10-12任一项所述装置的微流体通道入口。
14.权利要求1所述的方法，其中：
温育游动细胞的起始群体包括温育游动细胞群体使得至少一些游动细胞从微流体通道的入口端到出口端游动；
其中温育后在微流体通道的入口端的第三游动细胞群具有第三平均游动性，和
其中所述第二平均游动性大于第三平均游动性。
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