CN107058220A - 组织模型的构建方法及应用 - Google Patents

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杨习锋
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Guangzhou Sun Shing Biotech Co ltd
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Abstract

本发明公开了一种组织模型的构建方法及应用，该方法包括将天然软组织去细胞基质与动物细胞体外共培养得到所述组织模型。本发明中的天然软组织去细胞基质作为细胞培养支架，含有微脉管系统和生物因子等微环境；本发明方法中的组织模型与其他共培养模型相比更接近人体组织。

Description

组织模型的构建方法及应用
技术领域
本发明涉及组织工程生物技术领域，尤其是涉及一种组织模型的构建方法及应用。
背景技术
现行去细胞基质的制备方法容易导致基质成分和三维结构容易被破坏，而且试剂残留严重，植入组织中可能引起严重的免疫排异反应。
现行组织去细胞基质制备工艺，如CN201310376619.8所述的方法需要耗费大量的时间才能让化学去垢剂渗透至组织内部，作用于细胞，除去组织中的细胞成分。
与此同时,现行新药研发流程中大量的时间和费用都花费于药物的检测和筛选中,构建体外组织模型对于药物的检测和筛选,以及药物的作用机理和治疗效果的研究具有重要意义。
现行共培养组织模型，如CN201310008125.4中介绍的二维培养模型，不能准确模拟体内三维环境，限制了模型在药物检测和筛选中的应用。
现行三维共培养组织模型，如CN201610830529.5中介绍的模型不包含天然生物组织的微脉管系统和生物因子等微环境，限制了模型在药物检测筛选中的应用。
发明内容
本发明的目的在于提供一种组织模型的构建方法，该方法中用于与动物细胞体外共培养的天然软组织去细胞基质中含有微脉管系统和生物因子等微环境，使得本发明方法得到的组织模型与其他共培养模型相比更接近人体组织。
本发明的另一个目的在于，提供通过本发明方法得到的组织模型的应用。
为实现上述目的，本发明采用如下技术方案：
一种组织模型的构建方法，包括将天然软组织去细胞基质与动物细胞体外共培养得到所述组织模型。
优选地，所述天然软组织去细胞基质通过预处理，消毒，脱脂，酶处理，去细胞，漂洗和灭菌步骤制得；制得的天然软组织去细胞基质含有微脉管系统和生物因子微环境；
所述脱脂步骤为将所述天然软组织置于脱脂剂中2-12h；所述脱脂剂选自三氯甲烷，二氯甲烷，丙酮、二氯乙烷和乙醇中的一种或多种；所述脱脂剂的用量为所述组织体积的1-30倍；
所述酶处理步骤为将所述天然软组织置于含有生物酶的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中；所述天然软组织置于含有生物酶的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中的时间为1-48h；所述生物酶选自胰蛋白酶、胃蛋白酶或磷脂酶；所述生物酶的浓度为0.1-10wt％；
所述去细胞步骤为将所述天然软组织置于含有化学去垢剂的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中。
优选地，所述天然软组织包括小肠组织，血管组织，肌肉组织，心脏组织，瓣膜组织，肺组织，脾脏组织，肾脏组织，肝脏组织，胃组织，胆囊组织，脂肪组织，软骨组织，气管组织，食道组织，膀胱组织，输尿管组织，输卵管组织或子宫组织；所述动物细胞包括全能干细胞，多能干细胞，专能干细胞，免疫细胞，软骨细胞，骨来源细胞，平滑肌细胞，骨骼肌细胞，心肌细胞，肝细胞，肝来源的干细胞或祖细胞，肝巨噬细胞，星状细胞，上皮细胞，肿瘤细胞，神经细胞，血管细胞，内皮细胞或成纤维细胞。
优选地，该方法具体包括：
a.取灭菌后的天然软组织去细胞基质置于培养皿中；
b.将含有动物细胞的培养基悬浊液注入培养皿中；
c.将培养皿放置于培养箱中3-6小时后，继续添加培养基；
d.将动物细胞与天然软组织去细胞基质共培养3-30天得到所述细胞组织模型，培养期间每48小时将培养基完全更换一次。
优选地，步骤a中所述培养皿为24孔板；所述培养皿中预先涂覆纤维连接蛋白；所述天然软组织去细胞基质的厚度为0.05-2mm。
优选地，所述步骤b中，所述动物细胞的培养基悬浊液中动物细胞的浓度为20000-500000个/mL；注入培养皿中的所述动物细胞的培养基悬浊液的液面高度不小于所述天然软组织去细胞基质的厚度。
优选地，注入培养皿中的所述动物细胞的培养基悬浊液的液面高度等于所述天然软组织去细胞基质的厚度。
优选地，步骤c中继续添加的培养基的体积为步骤b中所述动物细胞的培养基悬浊液体积的1-10倍。
上述的模型构建方法构建的组织模型为天然软组织去细胞基质与动物细胞的体外共培养模型。
将上述的组织模型应用在检测药物的转运，吸收，和代谢中或检测药物功效和筛选药物中。
本发明的有益效果如下：
1.本发明中的天然软组织去细胞基质作为细胞培养支架，含有微脉管系统和生物因子等微环境,有助于细胞培养支架在再细胞化过程中细胞获取氧气和营养物质，以及细胞的增殖、迁移和分化。
2.本发明方法中的细胞体外共培养模型与其他共培养模型相比，在组织微观结构、细胞空间分布、特定细胞表型等方面更接近人体组织，因而可用于检测药物的转运，吸收，和代谢或应用在检测药物功效和筛选药物中。
附图说明
图1为实施例1中的去细胞心肌组织扫描电镜图；
图2为实施例5中的共培养细胞扫电镜图；
图3为实施例7中的间充质干细胞与去细胞猪小肠黏膜组织共培养模型的组织染色图。
具体实施方式
下面将结合附图对本发明的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。
本发明的发明人发现了一种对天然软组织去细胞制备去细胞基质的方法，该方法制备出的去细胞基质可以保持去细胞基质的三维结构，而且通过该方法制备的去细胞基质中的试剂残留小，残留少，避免了植入组织中可能引起的免疫排异反应，而且，本方法制备去细胞基质的时间短，效率高。
将本发明人制备出的天然软组织去细胞基质与动物细胞进行体外共培养构建出细胞体外共培养模型，在组织微观结构、细胞空间分布、特定细胞表型等方面更接近人体组织。
将利用本发明方法构建的细胞体外共培养模型用于检测药物的转运，吸收，和代谢或应用在检测药物功效和筛选药物中，可得到更具代表性和可信度的试验结果。
本发明的天然软组织去细胞基质的制备方法，该方法包括：取材，预处理，消毒，脱脂，酶处理，去细胞，漂洗和灭菌步骤。
在一个优选的实施方式中，取材，预处理步骤为将准备脱细胞的天然软组织用生理盐水或磷酸盐缓冲溶液进行清洗，待用。
在一个优选的实施方式中，消毒步骤为用过氧乙酸溶液、乙醇溶液、或新洁尔灭溶液中的一种或几种溶液的混合液进行浸泡，再用生理盐水或磷酸盐缓冲溶液漂洗。
在一个优选的实施方式中，过氧乙酸溶液的浓度为0.01-0.3wt％；
在一个优选的实施方式中，乙醇溶液的浓度为1-10％；
在一个优选的实施方式中，新洁尔灭溶液的浓度为0.05-1wt％，
在一个优选的实施方式中，浸泡时间为0.5-3h；
在一个优选的实施方式中，生理盐水的浓度为0.9wt％；
在一个优选的实施方式中，磷酸盐缓冲溶液pH值为7.2-7.8，浓度为0.01M。
在一个优选的实施方式中，脱脂步骤为将选择的天然软组织置于脱脂剂中2-12h；
本发明中，作为典型但非限制性的天然软组织在脱脂剂中的放置时间为：2，2.5，3，3.5，4，4.5，5，5.5，6，6.5，7，7.5，8，8.5，9，9.5，10，10.5，11，11.5，12h。
在一个优选的实施方式中，脱脂剂选自三氯甲烷，二氯甲烷，丙酮、二氯乙烷和乙醇中的一种或多种；
在一个优选的实施方式中，脱脂剂的用量为选择的天然软组织体积的1-30倍；
本发明中，作为典型但非限制性的脱脂剂的用量为选择的天然软组织体积的1，2，3，4，5，6，7，8，9，10，11，12，13，14，15，16，17，18，19，20，21，22，23，24，25，26，27，28，29，30倍。
在一个优选的实施方式中，酶处理步骤为将脱脂后的天然软组织置于含有生物酶的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中。
在一个优选的实施方式中，天然软组织置于含有生物酶的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中的时间为1-48h；
本发明中，作为典型但非限制性的天然软组织置于含有生物酶的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中的时间可以为，1，2，3，4，5，6，7，8，9，10，11，12，13，14，15，16，17，18，19，20，21，22，23，24，25，26，27，28，29，30，31，32，33，34，35，36，37，38，39，40h。
在一个优选的实施方式中，生物酶选自胰蛋白酶、胃蛋白酶或磷脂酶；
在一个优选的实施方式中，生物酶的浓度为0.1-10wt％，
本发明中，作为典型但非限制性的生物酶的浓度，还可以为0.1，0.2，0.3，0.4，0.5，0.6，0.7，0.8，0.9，1，2，3，4，5，6，7，8，9，10wt％。
在一个优选的实施方式中，去细胞为将天然软组织置于含有化学去垢剂的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中。
在一个优选的实施方式中，化学去垢剂选自TritonX-100、TritonX-200、Tween-20、Tween-40、Tween-60、脱氧胆酸钠和十二烷基磺酸钠中的一种或多种；化学去垢剂的浓度优选为0.1-5wt％。
本发明的天然软组织包括小肠组织，血管组织，肌肉组织，心脏组织，瓣膜组织，肺组织，脾脏组织，肾脏组织，肝脏组织，胃组织，胆囊组织，脂肪组织，软骨组织，气管组织，食道组织，膀胱组织，输尿管组织，输卵管组织或子宫组织。
本发明将天然软组织去细胞基质与动物细胞体外共培养得到所述组织模型的构建方法包括如下步骤：
a.取灭菌后的天然软组织去细胞基质置于培养皿中；
在一个优选的实施方式中，上述步骤中的培养皿为24孔板；培养皿中预先涂覆纤维连接蛋白再放置天然软组织去细胞基质；放置于培养皿中的天然软组织去细胞基质的厚度优选为0.05-2mm；
b.将含有动物细胞的培养基悬浊液注入培养皿中；
在一个优选的实施方式中，上述步骤中的动物细胞的培养基悬浊液中动物细胞的浓度为20000-500000个/mL；注入培养皿中的动物细胞的培养基悬浊液的液面高度不小于所述天然软组织去细胞基质的厚度
在一个优选的实施方式中，上述步骤中注入培养皿中的动物细胞的培养基悬浊液的液面高度等于天然软组织去细胞基质的厚度。
c.将培养皿放置于培养箱中3-6小时后，继续添加培养基；
在一个优选的实施方式中，上述步骤中的继续添加的培养基的体积为步骤b中的最初注入培养皿中的动物细胞的培养基悬浊液体积的1-10倍；
d.将动物细胞与天然软组织去细胞基质共培养3-30天得到本发明的组织模型，优选在共培养期间每48小时将培养基完全更换一次。
本发明的动物细胞包括全能干细胞，多能干细胞，专能干细胞，免疫细胞，软骨细胞，骨来源细胞，平滑肌细胞，骨骼肌细胞，心肌细胞，肝细胞，肝来源的干细胞或祖细胞，肝巨噬细胞，星状细胞，上皮细胞，肿瘤细胞，神经细胞，血管细胞，内皮细胞或成纤维细胞。
实施例1
对天然软组织进行去细胞处理得到去细胞基质，以小鼠心肌组织为例，包括如下步骤：
取材，预处理：取小鼠心肌组织，用浓度为0.9wt％的生理盐水清洗干净；
消毒：用含有0.02wt％过氧乙酸和5％乙醇的溶液浸泡清洗后的小鼠心肌组织1h，用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗；
脱脂：将消毒后的小鼠心肌组织置于脱脂试剂中2h，脱脂试剂选用三氯甲烷，二者的体积比为(1:2)，脱脂试剂总体积为小鼠心肌组织体积的30倍；
酶处理：将脱脂后的小鼠心肌组织置于含有胰蛋白酶的生理盐水中12h，溶液浓度为0.25wt％，用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗；
去细胞：将酶处理后的小鼠心肌组织置于含有化学去垢剂十二烷基磺酸钠的生理盐水中24h，其中十二烷基磺酸钠浓度为0.3wt％，用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗；
漂洗：用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗经过上述各步骤处理后得到的去细胞小鼠心肌组织48h；
灭菌：将漂洗干净后的去细胞小鼠心肌组织用γ射线进行辐照，辐照剂量为25kGy。
所得到的去细胞小鼠心肌组织扫描电镜显微结构图如图1所示，从图1可见组织中的血管结构得到了保留，此特征有助于去细胞心肌组织在再细胞化过程中细胞获取氧气和营养物质；亦有助于内皮细胞的附着生长或干细胞在血管处分化为内皮细胞，即实现血管的再内皮化。
将实施例1中的脱脂，酶处理，去细胞三个步骤中的酶处理步骤的时间及试剂进行优化，如下表1-3所示：
与实施例1的步骤和条件相同，不同的是脱脂步骤的时间，酶处理步骤的时间，去细胞步骤的时间和化学去垢剂浓度，具体情况如表1所示，
表1
与实施例1的步骤和条件相同，不同的是，脱脂步骤的时间，酶处理步骤的胰蛋白酶浓度和时间，去细胞步骤的时间，具体情况如表2所示，
表2
与实施例1的步骤和条件相同，不同的是，脱脂步骤的时间，酶处理步骤的时间，去细胞步骤的时间，化学去垢剂的选择，具体情况如表3所示，
表3
实施例5
使用实施例1中的细胞小鼠心肌组织，构建去细胞小鼠心肌组织与心脏干细胞体外共培养模型
包括如下步骤：
a.取灭菌后的去细胞小鼠心肌组织置于预先在内壁涂覆纤维连接蛋白的24孔板中；置于24孔板的去细胞小鼠心肌组织的厚度为0.5mm；
b.将含有心脏干细胞，浓度为50000个/mL的培养基悬浊液注入24孔板中；注入24孔板中的心脏干细胞的培养基悬浊液体积为200μL，即悬浊液的液面高度等于1mm；
c.将24孔板放置于培养箱中4小时后，继续添加培养基，新增加的培养基的量为最初注入24孔板中的含有心脏干细胞的培养基悬浊液体积的4倍，为800μL；
d.将心脏干细胞与去细胞小鼠心肌组织共培养7天得到本发明的组织模型，在共培养期间每48小时将培养基完全更换一次。
本实施例构建的心脏干细胞与去细胞小鼠心肌组织体外共培养模型的扫面电镜显微细胞图如图2所示，从图2可见细胞呈扁平状生长，为收缩性表型(contractilephenotype)，体现了在共培养模型中被诱导分化的趋势。
实施例6
对天然软组织进行去细胞处理得到去细胞基质，以猪小肠黏膜组织为例，包括如下步骤：
取材，预处理：取猪小肠黏膜组织，用浓度为0.9wt％的生理盐水清洗干净；
消毒：用含有0.02wt％过氧乙酸和5％乙醇的溶液浸泡清洗后的猪小肠黏膜组织1h，用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗；
脱脂：将消毒后的猪小肠黏膜组织置于脱脂试剂中12h，脱脂试剂选用三氯甲烷和乙醇的混合物，二者的体积比为(1:2)，脱脂试剂总体积为猪小肠黏膜组织体积的30倍；
酶处理：将脱脂后的猪小肠黏膜组织置于含有胃蛋白酶的生理盐水中8h，溶液浓度为0.1wt％，用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗；
去细胞：将酶处理后的猪小肠黏膜组织置于含有化学去垢剂TritonX-100和十二烷基磺酸钠的生理盐水中24h，其中TritonX-100浓度为2wt％，十二烷基磺酸钠浓度为0.5wt％，用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗；
漂洗：用浓度为0.9wt％生理盐水漂洗经过上述各步骤处理后得到的去细胞猪小肠黏膜组织48h；
灭菌：将漂洗干净后的去细胞猪小肠黏膜组织用γ射线进行辐照，辐照剂量为25kGy。
实施例7
使用实施例6中的去细胞猪小肠黏膜组织，构建间充质干细胞与去细胞猪小肠黏膜组织共培养模型
包括如下步骤：
a.取灭菌后的去细胞猪小肠黏膜组织置于预先在内壁涂覆纤维连接蛋白的24孔板中；置于24孔板中的去细胞猪小肠黏膜组织的厚度为0.2mm；
b.将含有间充质干细胞，浓度为300000个/mL的培养基悬浊液注入24孔板中；注入24孔板中的间充质干细胞的培养基体积为50μL，即悬浊液的液面高度等于0.25mm；
c.将24孔板放置于培养箱中4小时后，继续添加培养基，新增加的培养基的量为最初注入24孔板中的含有间充质干细胞的培养基悬浊液体积的10倍，为500μL；
d.将间充质干细胞与去细胞猪小肠黏膜组织共培养7天得到本实施例的细胞培养模型，在培养期间每48小时将培养基完全更换一次。
本实施例构建的间充质干细胞与去细胞猪小肠黏膜组织体外共培养模型如图3所示，从图3可见细胞向去细胞组织内部的迁移，体现去细胞组织再细胞化进展良好。
最后应说明的是：以上各实施例仅用以说明本发明的技术方案，而非对其限制；尽管参照前述各实施例对本发明进行了详细的说明，本领域的普通技术人员应当理解：其依然可以对前述各实施例所记载的技术方案进行修改，或者对其中部分或者全部技术特征进行等同替换；而这些修改或者替换，并不使相应技术方案的本质脱离本发明各实施例技术方案的范围。

Claims (10)

1.一种组织模型的构建方法，其特征在于，该方法包括将天然软组织去细胞基质与动物细胞体外共培养得到所述组织模型。
2.根据权利要求1所述的构建方法，其特征在于，所述天然软组织去细胞基质通过预处理，消毒，脱脂，酶处理，去细胞，漂洗和灭菌步骤制得；制得的天然软组织去细胞基质含有微脉管系统和生物因子微环境；
所述脱脂步骤为将所述天然软组织置于脱脂剂中2-12h；所述脱脂剂选自三氯甲烷，二氯甲烷，丙酮、二氯乙烷和乙醇中的一种或多种；所述脱脂剂的用量为所述天然软组织体积的1-30倍；
所述酶处理步骤为将所述天然软组织置于含有生物酶的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中；所述天然软组织置于含有生物酶的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中的时间为1-48h；所述生物酶选自胰蛋白酶、胃蛋白酶或磷脂酶；所述生物酶的浓度为0.1-10wt％；
所述去细胞步骤为将所述天然软组织置于含有化学去垢剂的生理盐水或磷酸盐缓冲溶液中。
3.根据权利要求1或2所述的构建方法，其特征在于，所述天然软组织包括小肠组织，血管组织，肌肉组织，心脏组织，瓣膜组织，肺组织，脾脏组织，肾脏组织，肝脏组织，胃组织，胆囊组织，脂肪组织，软骨组织，气管组织，食道组织，膀胱组织，输尿管组织，输卵管组织或子宫组织；所述动物细胞包括全能干细胞，多能干细胞，专能干细胞，免疫细胞，软骨细胞，骨来源细胞，平滑肌细胞，骨骼肌细胞，心肌细胞，肝细胞，肝来源的干细胞或祖细胞，肝巨噬细胞，星状细胞，上皮细胞，肿瘤细胞，神经细胞，血管细胞，内皮细胞或成纤维细胞。
4.根据权利要求3所述的构建方法，其特征在于，该方法具体包括：
a.取灭菌后的天然软组织去细胞基质置于培养皿中；
b.将含有动物细胞的培养基悬浊液注入培养皿中；
c.将培养皿放置于培养箱中3-6小时后，继续添加培养基；
d.将动物细胞与天然软组织去细胞基质共培养3-30天得到所述组织模型，共培养期间每48小时将培养基完全更换一次。
5.根据权利要求4所述的构建方法，其特征在于，步骤a中所述培养皿为24孔板；所述培养皿中预先涂覆纤维连接蛋白；所述天然软组织去细胞基质的厚度为0.05-2mm。
6.根据权利要求4所述的构建方法，其特征在于，所述步骤b中，所述动物细胞的培养基悬浊液中动物细胞的浓度为20000-500000个/mL；注入培养皿中的所述动物细胞的培养基悬浊液的液面高度不小于所述天然软组织去细胞基质的厚度。
7.根据权利要求6所述的构建方法，其特征在于，注入培养皿中的所述动物细胞的培养基悬浊液的液面高度等于所述天然软组织去细胞基质的厚度。
8.根据权利要求4所述的构建方法，其特征在于，步骤c中继续添加的培养基的体积为步骤b中所述动物细胞的培养基悬浊液体积的1-10倍。
9.一种如权利要求1至8任一项所述的构建方法构建的组织模型，其特征在于，所述组织模型为天然软组织去细胞基质与动物细胞的体外共培养模型。
10.如权利要求9所述的组织模型在检测药物的转运，吸收，和代谢中的应用或在检测药物功效和筛选药物中的应用。
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