CN102172406B

CN102172406B - 用作体外和体内dna转染与基因治疗载体的完整微细胞

Info

Publication number: CN102172406B
Application number: CN201110026403XA
Authority: CN
Inventors: H·布拉姆哈特; J·麦克戴尔米德
Original assignee: ENJINIC MOLECULAR TRANSFER Pty Ltd
Current assignee: ENJINIC MOLECULAR TRANSFER Pty Ltd
Priority date: 2001-10-15
Filing date: 2002-10-15
Publication date: 2013-03-13
Anticipated expiration: 2022-10-15
Also published as: DK1446489T3; EP2302063B1; CA2775218A1; CA2775218C; CA2463631A1; US20080188436A1; US20080020441A1; WO2003033519A3; EP1446489A2; CA2463631C; PT2302063T; AU2002347426B2; ES2584305T3; JP2005505296A; EP1446489A4; EP2302063A2; ATE541940T1; ES2380612T3; US20050222057A1; WO2003033519A2

Abstract

本发明涉及用作体外和体内DNA转染与基因治疗载体的完整微细胞。具体而言，本发明公开了一种组合物，其包括(i)重组的完整微细胞以及(ii)为此的一种药学上可接受的载体，其中所说的微细胞含有一种治疗性核酸分子。本发明还公开了一种遗传转化方法，其包括(i)产生可利用的重组完整微细胞，其含有一种由第一核酸片段组成的质粒，以及(ii)将微细胞与具有吞噬能力的哺乳动物细胞接触，使得微细胞被哺乳动物细胞吞噬，其随后产生第一核酸片段的一种表达产物。另外，本发明还公开了用于提纯这种微细胞制剂的方法以及重组完整微细胞在药物的制备过程中的用途。

Description

用作体外和体内DNA转染与基因治疗载体的完整微细胞

本申请是申请号为02824377.3，申请日为2002年10月15日，发明名称为“用作体外和体内DNA转染与基因治疗载体的完整微细胞”的中国专利申请的分案申请。

技术领域

本发明涉及使用完整细菌微细胞将寡核苷酸和多聚核苷酸转运至宿主细胞，尤其但不专属于基因治疗的背景中。本发明还涉及一种药学上兼容的方法，用于提纯完整的细菌微细胞。

背景技术

Salser等人的一项U.S.patent No.4,497,796阐述了在1980年左右可用于转化哺乳动物细胞的各种早期方法。特别的，Salser等人公布使用DNA共沉淀技术和磷酸钙将编码二氢叶酸还原酶的基因(其能够产生甲氨蝶呤耐药性)转染至小鼠的L1210细胞或骨髓细胞中。

Salser等人还提到了“许多其他方法……，用于将遗传物质插入细胞”，除了“病毒载体”外，还包括某些细胞融合技术：“细胞-细胞融合涉及将包裹在核膜中的有限数量的染色体融入细胞中；……微细胞融合；……与含有质粒DNA的细菌原生质体融合；以及与用DNA包裹的红细胞影融合”(第18-30行，第5栏；引用被省略)。这些技术的共同点是使用一种通过单层膜界定的含有DNA的细胞结构，在存在细胞融合促进剂，例如聚乙烯乙二醇(PEG)的条件下，将其与目标哺乳动物细胞接触。哺乳动物细胞与细胞结构融合，形成一种杂交细胞，后者所含有的DNA被释放入前者的细胞质中并传输至杂交细胞的细胞核中，随后该杂交细胞可能表达DNA。

Salser公布的内容提到了“红细胞影”，即缺乏细胞质成分但保持原始形态学的红细胞残余物，以及“细菌原生质”，或者被剥离了外膜(细胞壁)的细菌细胞，其典型的通过水解酶或抑制肽聚糖合成的抗生素产生。Salser等人还间接提到了使用简化细胞结构的第三种类型，即微细胞原生质。

微细胞是大肠杆菌或其他细菌细胞的一种无核形式，其通过在分离DNA的细胞分裂二分体中干扰协调机能产生。原核染色体的复制物被联接至正常的二分体，其涉及细胞中隔的形成。例如，在大肠杆菌中，min基因的突变，比如minCD，可以在细胞分裂过程中解除对细胞极处隔膜形成的抑制作用，导致产生一个正常的子细胞和一个无核微细胞(de Boer等人，1992年；Raskin&de Boer，1999年；Hu&Lutkenhaus，1999年；Harry，2001年)。

除了min操纵子突变外，还可以通过一类影响隔膜形成的其他基因重排或突变，例如在枯草杆菌的divIVB1中产生无核细胞(Reeve和Cornett，1975年；Levin等人，1992年)。还可以在细胞分裂/染色体分离过程中通过在蛋白质的基因表达水平进行干扰形成微细胞。例如，minE的过度表达会导致极性分裂并产生微细胞。类似的，染色体分离的缺陷也可能产生少染色体微细胞，例如枯草杆菌中的smc突变(Britton等人，1998年)，枯草杆菌中的spoOJ缺失(Ireton等人，1994年)，大肠杆菌中的mukB突变(Hiraga等人，1989年)，以及大肠杆菌中的parC突变(Stewart和D’Ari，1992年)。可以提供反式基因产物。例如，当cafA通过一种高拷贝数质粒过度表达时，可以提高细胞分裂的比例和/或在复制后抑制染色体的分离(Okada等人，1994年)，导致连锁细胞和无核微细胞的形成(Wachi等人，1989年；Okada等人，1993年)。

微细胞与在某些情况下同时产生并释放的其他小泡截然不同，后者与微细胞相反，它们不是特殊基因重排或游离基因表达所产生的。这种其他小泡的例子有细菌气泡，它是小膜泡(Dorward等人，1989年)。在例如农杆菌、芽孢杆菌、博尔德氏杆菌、埃希氏菌、奈瑟氏菌、假单胞菌、沙门氏菌和志贺氏菌等数种细菌中已经观察到了气泡。细菌气泡可以通过比如操纵生长环境(Katsui等人，1982年)以及使用外源性膜失稳剂(Matsuzaki等人，1997年)产生。

存在其他亚细菌成分，比如细菌影(Lubitz等人，1999年)，它是当phiX174溶解基因E表达时，在多种革兰氏阴性菌中形成的细菌空壳。细菌影的形成来自一种穿透细菌细胞包膜的跨膜管道结构。由于细胞内的高渗透压，细胞质成分被排出至周围介质中，导致形成细菌细胞空壳。

因为原核细胞内的质粒复制依赖于染色体复制，所以在上述异常细胞分裂过程中，质粒可以分离入正常的子细胞和微细胞中。因此，来自重组min大肠杆菌的微细胞携带大量的质粒拷贝，具有除染色体外的全部细菌细胞成分，并且已经被用作比如体外表达质粒编码基因的研究中。参见Brahmbhatt(1987年)，Harlow等人(1995年)和Kihara等人(1996年)。Brhambhatt(1987年)证明，例如，大肠杆菌微细胞可以携带含有20kb DNA插入物的重组质粒，不含有任何染色体DNA，并且能够同时表达9种或更多种重组蛋白质。

这种无复制性但具有代谢活性的完整微细胞已经被用于分析质粒运载基因所编码的蛋白质。但是，在Salser等人所提到的“微细胞融合”背景中，微细胞被剥离外膜以产生一种类似于细菌原生质的结构，当与PEG或其他细胞融合促进剂一起培养时，其能够与靶细胞融合。同样与细菌原生质相仿，这种微细胞原生质必须保存在等张条件下以防止渗透性溶解，并且它们极易受到酶的攻击。因此，它们不适合用于基因治疗。另外，随着其他更方便的转化方法的出现，Salser等人所说的微细胞技术便陷于无用的境地。

新近，基因治疗的进展已经突出了多种用于介导外源性遗传物质进入受体哺乳动物基因组的方法。参见Romano等人(1998，1999年)，Balicki和Beutler(2002年)以及Wadhwa等人(2002年)的回顾。由于严重的安全性考虑，这些技术的临床应用，比如腺病毒和重组逆转录病毒载体的使用，已经被搁置。目前转化方法学所提出的直观问题是用野生型病毒进行重组、插入和致癌潜力、病毒诱导的免疫抑制、病毒载体携带治疗性DNA大片段的能力有限、减毒病毒的毒性回复、重组病毒的制造和分布困难、稳定性差以及不良反应，例如现有免疫性造成的炎症反应。能够解决这些问题的方法将提供显著的收益，使得基因治疗更加安全并且更加有效。

已经研究了活的减毒细菌载体作为人类基因治疗的基因传输载体，包括沙门氏菌(Darji等人，1997年；Paglia等人，2000年；Urashima等人，2000年)，志贺氏菌(Sizemore等人，1995年；Grillot-Courvalin等人，2002年)，李斯特氏菌(Dietrich等人，1998年)和侵袭性大肠杆菌(Grillot-Courvalin等人，1998年)。但是，细菌载体具有显著的局限性，因为活的细菌尽管被减毒，还必须经过操作以携带吞噬溶酶体结构以使足够数量的重组DNA逸出至哺乳动物细胞液与细胞核中。这种操作对于大量的细胞内细菌病原体而言困难较大并且或许是不可能的。此外，只有少数细菌种类的减毒细菌突变体是已知的，例如沙门氏菌、大肠杆菌以及志贺氏菌的芳香氨基酸生物合成基因突变体。

由于许多细菌种类的减毒突变体仍然未知，细菌基因传输系统就无法使用大组的细菌性细胞内病原体。由于部分染色体DNA可以被转染至接受基因治疗的人或动物宿主体内的其他微生物群落中，故细菌载体提出了有关染色体DNA存在的其他问题。由于可能出现新型的有毒和/或耐药菌，这种细菌物种之间的混杂DNA转染是不符合要求的。

发明内容

为了说明这些和其他需要，本发明根据一方面提供了一种组合物，其含有(i)重组的完整微细胞以及(ii)一种药学上可接受的载体，其中微细胞含有一种治疗性核酸分子，其编码例如白介素-2。在一个优选实施例中，该组合物含有的污染细胞少于1个污染亲代细胞/10⁷、10⁸或10⁹个微细胞。

根据另一方面，本发明为重组完整微细胞在药物制剂中的使用提供了含有治疗性核酸分子的微细胞，用于治疗疾病或通过将该药物给予细胞、组织或器官以改变特性的方法。在此范围内治疗的疾病可以是比如肿瘤，或者一种获得性疾病，比如艾滋病、肺炎、肺气肿，或者由先天性代谢失调产生的疾病，比如囊性纤维化。换句话说，该治疗可以影响特性，比如繁殖能力或者与一种变态反应原或传染剂相关的免疫反应。

根据另一方面，本发明还提供了一种遗传转化方法，其包括(i)提供含有由一种核酸序列，优选编码治疗性表达产物的核酸序列所组成质粒的重组完整微细胞，以及随后(ii)将微细胞与具有噬菌作用或内吞作用的哺乳动物细胞相接触，使得微细胞被哺乳动物细胞吞噬，后者借此产生核酸序列的表达产物。微细胞与哺乳动物细胞的接触可以在体外或体内进行。前面提到的质粒也可以含有功能为调节成分的第二核酸片段，例如促进子、终止物、增强子或一种信号序列，其经过操作连接至第一核酸片段。另外，质粒可以含有一种指示成分，例如一种编码绿色荧光蛋白的核酸片段。

根据本发明的另一方面提供了一种提纯方法，其包括将含有微细胞的样品通过(i)一系列横向流动滤器以及随后(ii)通过终端滤器，借此将微细胞与该样品中的污染物分离以获得纯化的微细胞制剂。此方法选择性的包括用抗生素处理提纯的微细胞制剂。还可以选择一个预备步骤，对含有微细胞的样品进行差速离心。在一个优选实施例中，该系列横向流动滤器包括(A)至少一个或两个孔径大于或等于0.45微米的滤器以及(B)至少一个或两个孔径小于或等于0.2微米的滤器。

附图说明

图1显示了一幅正常细菌细胞分裂以及min基因突变如何导致微细胞形成的示意图。

图2显示了一幅用于产生产微细胞细菌株的质粒制剂示意图。特别的，该图显示了可用于生成一种产伤寒杆菌来源微细胞细菌株的质粒结构。显示了克隆的插入DNA以及环形质粒载体部件的素描。质粒的名称以粗体显示在插入DNA的左侧以及环形载体图的内部。在使用PCR引物产生克隆的地方，引物编号显示在邻近虚线箭头处。

图3显示了一幅可用于产生一种产微细胞细菌株的质粒制剂示意图。特别的，该图显示了一种质粒结构，以产生一种产志贺氏痢疾杆菌2a来源微细胞的细菌株。

图4显示了一幅可用于产生一种产微细胞细菌株的质粒制剂示意图。特别的，该图显示了一种质粒结构，以生成一种产李斯特单胞菌来源微细胞的细菌株。

图5A-图5F显示了经伤寒杆菌来源的微细胞转染的小鼠巨噬细胞的透射电子显微镜像。对于每一幅照片提供了转染后的时间和放大倍数。照片显示了巨噬细胞空泡内的微细胞样电子致密颗粒(箭头)。

图6A-图6C显示了微细胞介导的基因传输至乳腺癌细胞和异种基因表达。照片图6A显示用非重组微细胞转染96小时后的对照乳腺癌细胞系SK-BR-3，标记物为抗HER-2抗体，检测物为与Alexafluor结合的第二抗体。照片图6B显示了用携带pEGFP-C1质粒的重组微细胞转染96小时后，SK-BR-3细胞中GFP的表达(GFP的真核表达)。照片图6C显示了用微细胞/pEGFP-C1转染的SK-BR-3细胞，标记物为抗HER-2抗体，检测物为与Alexafluor结合的第二抗体。图像可以用共焦显微镜观察。

图7显示了腹膜内给予携带pEGFP-C1质粒的重组微细胞和灭活伤寒沙门氏菌14天后的小鼠血清抗GFP反应。在图例以及图8-10的图例中，10*8和10*9分别代表10⁸和10⁹。

图8显示了腹膜内给予携带pEGFP-C1质粒的重组微细胞和灭活伤寒沙门氏菌14天后的小鼠血清抗LPS反应。

图9显示了腹膜内给予携带pEGFP-C1质粒的重组微细胞14天后，小鼠的血清抗GFP反应。

图10显示了腹膜内给予携带pEGFP-C1质粒的重组微细胞14天后，小鼠的血清抗LPS反应。

具体实施方式

本发明者已经测定具有完整细胞壁的微细胞(“完整微细胞”)是用于在体外或体内将寡核苷酸与多聚核苷酸(总的说来，“核酸分子”)传输至宿主细胞(优选人或动物体内的哺乳动物细胞)的有效载体。因此，发明者发现完整的微细胞可以被哺乳动物细胞所吞噬，就像吞噬取得微细胞的细菌细胞(“亲代细菌细胞”)那样。另外还发现，令人惊讶的，完整重组微细胞的成分被宿主细胞吞噬后，经过这种方式的处理，至少有一些来自微细胞的质粒DNA能够逃脱降解并被运输穿过胞浆，直至宿主细胞核，随后宿主细胞可以表达该质粒DNA。

因此，依据本发明，将一种携带需要进行异源性表达之DNA的完整微细胞在体内或体外与一种能够以细胞内细菌致病原的方式吞噬亲代细菌细胞的哺乳动物细胞相接触。出于同样的原因，那种哺乳动物细胞，这里表示为“有吞噬能力的”，能够吞噬微细胞并表达所讨论的DNA。

在完整微细胞被给定类型宿主细胞吞噬的过程中涉及到多种机制，而本发明在这方面不依赖于任何一种特殊机制。例如，噬菌作用是一种经过良好证明的程序，其中巨噬细胞以及其他吞噬细胞，例如嗜中性粒细胞，通过伸展伪足覆盖颗粒表面直至完全包裹颗粒来摄入颗粒。尽管被描述为“非特异性”的噬菌作用，在此过程中仍然显示涉及到特异性受体。见Wright&Jong(1986年)；Speert等人(1988年)。

因此，一种形式的噬菌作用涉及表面配体与伪足膜上配体受体之间的相互作用(Shaw和Griffin，1981年)。这种由特殊受体介导的附着步骤被认为依赖于细菌表面的粘附因子。至于毒性更低的细菌，例如不产肠毒素的大肠杆菌，噬菌作用还可以在缺乏噬菌细胞受体的表面配体的条件下发生。例如，参见Pikaar等人(1995)。因此，本发明包括但不局限于具有或缺乏表面粘附因子的完整微细胞的使用，其保持了它们亲代细菌细胞的特性，并且为噬菌细胞(例如“具备噬菌能力”的宿主细胞)所吞噬，哺乳动物体内的主要噬菌细胞类型是嗜中性粒细胞和巨噬细胞。

另一种吞噬过程是内吞作用，其中细胞内致病原的示例为进入哺乳动物上皮细胞并在那里复制的沙门氏菌、埃希氏菌、志贺氏菌、哈比特属菌、假单胞菌和乳酸杆菌等菌属。在这一点上的两种基本机制是内涵素依赖受体介导的内吞作用，又称作“被膜小窝内吞作用”(Riezman，1993年)以及内涵素非依赖的内吞作用(Sandvig&Deurs，1994年)。根据本发明，当一种具吞噬能力的细胞通过内吞作用(例如，“具内吞能力的”宿主细胞)吞噬完整的重组微细胞并表达微细胞所携带的DNA时，可以涉及一种或两种机制。代表性的具内吞能力的细胞有乳腺上皮细胞、胃肠道内的肠细胞、胃上皮细胞、肺上皮细胞以及尿道和膀胱上皮细胞。

本发明尤其可以用于将核酸分子导入具吞噬能力的细胞，通过转录和/或翻译，用于改善或另外治疗疾病或改变与患者的特殊细胞、组织或器官类型相关的特性。为了进行此项描述，这些分子被划分为“治疗性核酸分子”。

例如，给定治疗性核酸分子的转录或翻译可以用于治疗肿瘤或一种获得性疾病，比如艾滋病、肺炎、肺气肿，或纠正先天性代谢失调，比如囊性纤维化。治疗性核酸的转录和翻译还可能实现绝育性灭菌，包括野生动物的绝育性灭菌。依据本发明，通过给予治疗性核酸分子，在患者体内表达，影响与相应的变态反应原和感染因子相关的免疫反应，还能够抵抗变态反应原介导的炎性疾病以及感染因子介导的炎性疾病。一种治疗性核酸分子还可以具有一种表达产物，或者有一种表达产物的翻译后变体的下游产物，能够减少与移植相关的免疫后遗症或帮助促进组织生长和再生。

换句话说，表达产物或相关的翻译后介质可以是一种蛋白质，其代表为促红细胞生成素，一种生长因子比如TGF-β，一种细胞因子比如IL-2、IL-10、IL-12或其他白介素，一种血清无色蛋白酶抑制剂，或者一种抗体比如CTLA4-Ig，其能够为宿主提供所需的受益。其他类型的该种蛋白包括，没有限制的，α-、β-和γ-球蛋白，胰岛素，粒-巨噬细胞集落刺激因子，巨噬细胞集落刺激因子，促红细胞生成素，肿瘤坏死因子，MGF，腺苷脱氨酶，肿瘤表面相关抗原比如病毒、突变或错误表达的抗原(CDK4，β-连接素，GnT-V，Casp8)，肿瘤特异性抗原比如MAGE、BAGE、GAGE、PRAME和NY-ESO-1，分化抗原比如酪氨酸酶、Melan-A/MART-1、gp100和TRP-1/gp75，以及过度表达的抗原比如Her2/neu和CEA。治疗性核酸分子的进一步分类示例为分别编码囊性纤维化跨膜调解器(CFTR)，VIII因子或其他血液蛋白，低密度脂蛋白受体，β-葡糖脑苷脂酶，α-和β-半乳糖苷酶，胰岛素，甲状旁腺素，α-1-抗胰蛋白酶，fasR以及fasL的DNA。

依据本发明，由宿主细胞进行的治疗性核酸分子的表达能够提供一种所需的化合物，其能够调解靶向免疫反应或干扰病变。例如，一种治疗性核酸分子可以用于反义或核糖酶治疗。在此背景下，反义治疗涉及引介一种依据本发明的多聚核苷酸序列拷贝，使得拷贝的转录产物与多聚核苷酸序列相应的信使RNA(mRNA)转录产物进行原位杂交。这种杂交能够典型的防止转录产物被翻译成蛋白或者开始破坏mRNA的降解途径。

治疗性核酸还可以在哺乳动物细胞中编码短干扰RNA二联体(siRNA’s)。更确切的说，siRNA’s已经显示能够在哺乳动物细胞中抑制目标基因。干扰RNA(RNAi)的这种过程是一种发生于动物、人类以及植物中的，序列特异性的转录后基因静默法，并且由与被静默基因同源的双链(ds)RNA所发动。在多种细胞类型中已经成功的显示了SiRNA的病毒介导传输能够特异的减少目标基因的表达(Haibin等人，2002年)。

对于所有这些以及其他各种治疗性核酸分子的使用，本说明采用的标题为“基因治疗”，它的意思也包含短语“基因转染”、“基因传输”以及“基于基因的疫苗”，涉及用于将治疗性核酸分子在体内和体外转染入宿主细胞的方法学或系统，就像例如U.S.patent No.5,399,346中所描述的。因此，本发明的含微细胞组合物可以用于达到原位治疗效果，以及用于在体外转化细胞然后将其介导入患者体内。依据本发明，适合于体内和体外方法的细胞可以是那些具有吞噬能力的细胞，例如噬菌细胞和上皮细胞。

如上所述，基因治疗可以治疗或防止遗传性或获得性疾病或病症。治疗性核酸分子编码一种产物，比如功能性RNA(例如，反义或siRNA)或一种肽、多肽或蛋白，需要其在体内产生。例如，所关心的遗传物质可以编码一种具有治疗价值的激素、受体、酶或(多)肽。这种方法可以导致非整合的被转染DNA的短暂表达、染色体外复制以及被转染复制子比如游离基因的表达，或者被转染遗传物质整合入宿主细胞的染色体组DNA。

治疗性核酸分子可以是一种基因的正常对应物，其编码的蛋白质功能异常或在疾病状态下以异常水平存在，通常是这样，例如囊性纤维化中的囊性纤维化跨膜传导性调解器(Kerem等人，1989年；Riordan等人，1989年；Rommens等人，1989年)，镰刀状细胞贫血中的β-球蛋白，以及地中海贫血中的任一种α-球蛋白、β-球蛋白和γ-球蛋白。如上所述，治疗性核酸分子可以具有一种反义RNA转录产物或小的干扰RNA。因此，依据本发明，使用一种经过操作含有质粒的完整微细胞，基因治疗可以改善特性为α-球蛋白相对于β-球蛋白过度产生的β-地中海贫血，该质粒整合了一种序列，其具有与α-球蛋白mRNA的目标序列相对的反义RNA转录产物。

在肿瘤的治疗中，依据本发明适合使用的治疗性核酸分子可以具有一种序列，其相应于或来自与肿瘤抑制相关的基因，例如p53基因、视网膜母细胞瘤基因、以及编码肿瘤坏死因子的基因。依据本发明，通过这种方法可以治疗多种实体肿瘤-癌、乳头瘤以及疣。在这一点上的代表肿瘤包括结肠癌、前列腺癌、乳腺癌、肺癌、头部和颈部肿瘤以及淋巴瘤。作为例证的乳头瘤是鳞状细胞乳头瘤、脉络丛乳头瘤以及喉部乳头瘤。疣病的实施例为生殖器疣、足底疣、疣状表皮发育不良以及恶性疣。

用于本发明的一种治疗性核酸分子还可以含有一个DNA片段，其编码将无活性前体药物转化成一种或多种细胞毒性代谢物的酶，使得在体内引入前体药物时，有效的靶细胞被强迫，可能与邻近细胞一起，进行自杀。Spencer(2000年)，Shangra等人(2000年)以及Yazawa等人(2002年)回顾了该种非人类来源和人类来源“自杀基因”的临床前以及临床使用。非人类来源自杀基因的例子包括那些分别编码HSV-胸腺嘧啶脱氧核苷激酶(rk)、胞嘧啶脱氨酶(CDA)+尿嘧啶磷酸核糖转染酶、黄嘌呤-鸟嘌呤磷酸核糖转染酶(GPT)、硝基还原酶(NTR)、嘌呤核苷磷酸化酶(PNP，DeoD)、细胞色素P450(CYP4B1)、羧肽酶G2(CPG2)以及D型氨基酸氧化酶(DAAO)的基因。人类来源自杀基因的例子包括分别编码羧肽酶A1(CPA)、脱氧胞苷激酶(dCK)、细胞色素P450(CYP2B1，6)、LNGFR/FKBP/Fas、FKBP/Caspases以及ER/p53的基因。

依据本发明的自杀基因疗法可以用于治疗艾滋病。该方法已经使用自杀载体进行了测试，一旦经处理的哺乳动物细胞被HIV-1感染，该载体就表达一种毒性基因产物。在被HIV-1感染后，这些载体使用HIV-1调节成分，Tat和/或Rev来诱导毒性基因比如α-白喉毒素、胞嘧啶脱氨酶或干扰素-a2的表达(Curiel等人，1993年；Dinges等人，1995年；Harrison等人，1992a；Harrison等人，1992b；Ragheb等人，1999年)。使用本发明的重组微细胞法，在HIV感染后，细胞可以被这些载体转换并比未转换细胞清除的更快，以细胞死亡为代价防止病毒的复制。

通过本发明的方法引入的一种核酸分子可以包括一种指示成分。指示成分典型的通过编码一种在其他情况下宿主无法产生的多肽，使得它的重组宿主具有易于检测的表型或特性，经过表达后，该多肽可以被组织学或原位分析，比如体内成像技术所检测到。例如，依据本发明的完整微细胞所传输的一种指示成分可以编码一种能够在吞噬性宿主细胞中产生比色分析或荧光分析改变的蛋白，该变化可以通过原位分析检测并且是转录活性的一种定量或半定量函数。这些蛋白的示例包括酯酶、蛋白酶和其他酶，它们的活性能够产生一种可检测的发色团或荧光团。

优选的实施例是大肠杆菌β-半乳糖苷酶，其通过裂解产靛青底物吲哚-β-D-半乳糖苷来导致色彩变化，以及一种荧光素酶，其能够氧化一种长链醛(细菌荧光素酶)或一种杂环羧酸(荧光素)，伴随光的释放。在此范围内同样有用的是一种指示成分，其能够编码水母Aequorea victoria的绿色荧光蛋白(GFP)，正如Prasher等人所述(1995年)。两项已经发布的PCT申请，WO 095/21191(公布了编码一种238个氨基酸的GFP脱辅基蛋白的多聚核苷序列，该脱辅基蛋白含有从氨基酸65至氨基酸67组成的发色团)和WO 095/21191(公布了A.Victoria GFP脱辅基蛋白cDNA的一种变体，其提供了一种肽，具有改变的荧光特性)举例说明了GFP相关技术的领域，并且Heim等人(1994年)报告了一种突变GFP，其特性为激发振幅提高了4至6倍。

其他类型的指示成分涉及一种表达产物，其能够使重组微细胞抵抗毒素。例如，neo基因能够保护宿主抵抗毒性水平的抗生素G418，而一种编码二氢叶酸还原酶的基因能够产生甲氨蝶呤耐药性，并且氯霉素乙酰基转染酶(CAT)基因能够赋予对氯霉素的耐药性。

用作指示成分的其他基因包括那些能够转化宿主微细胞以表达特异细胞表面抗原，例如病毒外壳蛋白比如HIV gp120或疱疹gD的基因，其易于为免疫测定所检测到。

按照本发明方法引介的核酸分子还可以具有操作连接至调节成分，例如启动子、终止子、增强子和/或信号序列的所需编码片段。一种合适的启动子可以是组织特异性或者甚至肿瘤特异性的，如同治疗范围所规定的那样。

当启动子偏向于在特定的组织中激活，并且因此在靶组织中生效，促进操作连接的结构序列表达时，它是“组织特异性”的。组织特异性启动子的范畴包括，例如：白蛋白和a1-抗胰蛋白酶各自的肝细胞特异性启动子；弹性蛋白酶I基因控制区，其在胰腺泡细胞中是具有活性的；胰岛素基因控制区，在胰腺β细胞中具有活性；小鼠乳腺肿瘤病毒控制区，其在睾丸、乳房、淋巴和肥大细胞中具有活性；髓磷脂基础蛋白基因控制区，其在大脑的少突细胞中具有活性；以及促性腺释放激素基因控制区，其在下丘脑细胞中具有活性。参见Frain等人，(1990年)，Ciliberto等人(1985年)，Pinkert等人(1987年)，Kelsey等人(1987年)，Swift等人(1984年)，MacDonald(1987年)，Hanahan(1985年)，Leder等人(1986年)，Readhead等人(1987年)以及Mason等人(1986年)。

还有偏向于在某些肿瘤细胞或本质是肿瘤细胞中表达的启动子，依据本发明其可以用于治疗不同的肿瘤。此类肿瘤细胞特异性启动子的示例有：酪氨酸酶启动子，目标为黑色素瘤；MUC1/Df3启动子，目标为乳腺癌；杂交myoD增强子/SV40启动子，表达目标为横纹肌肉瘤(RMS)；癌胚抗原(CEA)启动子，其为CEA表达细胞比如大肠癌细胞特异性的，以及己糖激酶II型基因启动子，目标为非小细胞肺癌。参见Hart(1996年)，Morton&Potter(1998年)，Kurane等人(1998年)以及Katabi等人(1999年)。

依据本发明，可以使用一种信号序列来实现表达产物的分泌或将一种表达产物定位至特殊的细胞室。因此通过完整微细胞传输的一种治疗性多聚核苷酸分子可以包括一个位于合适的阅读框架中的信号序列，使得所关心的表达产物由吞噬细胞或其子代分泌，从而影响周围的细胞，与所选择的治疗范例相一致。信号序列的示例包括U.S.patent No.5,143,830中描述的溶血素C末端分泌序列，U.S.patentNo.5,037,743中公开的BAR1分泌序列，以及U.S.patent No.6,025,197中描述的zsig32多肽的信号序列部分。

如上所述，本发明的完整重组微细胞保持体内完整性的能力使得它们可以用于基因治疗。完整微细胞不携带重组细菌细胞例如，志贺氏痢疾杆菌、李斯特单胞菌、大肠杆菌或伤寒沙门氏菌中存在的细菌染色体组DNA，而其他细胞已经用其将真核表达质粒转染入宿主细胞。参见Sizemore等人(1995年)；Gentschev等人(2000年)；Catic等人(1999年)；Dietrich等人(1998年)；以及Courvalin等人(1995年)。因此，依照本发明使用完整微细胞的基因治疗不会伴有与使用重组细菌和将一种细菌或耐抗生素标记基因无意识的转染至患者固有微生物菌丛相关的风险。另外，必须通过细胞介导的免疫性从患者体内清除重组细菌，因此重组细菌不适合用于对患有例如肿瘤或艾滋病的免疫受损患者进行基因治疗。

可以从任何革兰氏阳性或革兰氏阴性来源的细菌细胞中制备微细胞。由于本发明使用完整微细胞而不是微细胞原生质，本发明不需要并且优选不涉及对微细胞进行任何抗生素或化学预处理。

可以通过min基因的突变，例如minCDE基因序列的部分缺失来生成产微细胞细菌株，如下面的实施例1和2中所示。为了获得重组的完整微细胞，依据本发明，通过标准技术对所选择产微细胞菌株的细菌细胞进行转化，标准技术包括但不局限于使用电穿孔(Shigekawa&Dower，1988年)，化学方法(Hanahan，1983年)，往复式载体(Marcil&Higgins，1992年)以及结合作用(Firth等人，1996年)或传导(Davis等人，1980年)。为了这种转化，将来自任何真核、原核或合成来源的治疗性核酸分子插入一种合适的市售或终端用户专有的质粒载体中。所选择的DNA可以被操作连接至所需控制成分，用于体内的基因传输和/或DNA在吞噬重组微细胞的细胞中进行表达。

优选在体外对重组微细胞进行分析以确保它们能够将重组质粒或DNA序列传输至靶细胞核，并且在靶细胞中发生重组基因的表达。对表达的检测将取决于异源性基因的特性。可以通过多种方法监测表达，包括免疫学、组织化学或活性检验。荧光标记基因的表达可以通过显微镜观察，并且此特性提供了一种特别方便的检验。例如，处于真核基因表达启动子，例如CMV启动子控制下的编码绿色荧光蛋白的基因，可以在质粒上通过重组微细胞转染至真核靶细胞(参见下面)。另外，使用合适的DNA或RNA探针，northern印迹分析或逆转录酶PCR(RT-PCR)可以用于评价转录。如果可以获得异源性基因所编码多肽的抗体，Western印迹分析、免疫组化或其他免疫学技术均可用于评价多肽的产生。如果异源性基因是一种酶，则也可使用合适的生化检验。例如，如果异源性基因编码抗生素耐药性，那么测定被感染细胞对抗生素的耐药性可以用于评价抗生素耐药基因的表达。

可以通过测定培养物中的DNA传输效率来评价推定宿主(“靶”)细胞的吞噬能力。因此，可以对靶肿瘤进行活检，所产生的组织样品将以传统方式使用，通过培养获得代表肿瘤细胞，以测定其吞噬本发明中携带，例如，一种合适指示成分的重组微细胞的能力。除了测定这种主要细胞培养物外或者另外，依据本发明，可以通过测试治疗方案中关键类型组织的代表细胞系来测量吞噬微细胞的能力。细胞培养技术的文献很多，例如Freshner(1992)。

依据本发明，可以通过数种方法从母细胞中提纯重组微细胞。一种方法使用例如Reeve(1979年)和Clark-Curtiss等人(1983年)所描述的蔗糖梯度法，随后用抗生素，比如庆大霉素进行处理(200微克/毫升，2小时)以杀灭残存的活菌。

使用传统方法所获得的最佳纯度为1个污染母细胞/10⁶-10⁷个微细胞。依据本发明，对于体内使用而言，所需剂量高于10⁶并且可能高达10¹⁰/每剂，按照前述污染比率，将转化为10,000个活母细胞/每剂。这种污染水平会是致命的，尤其是在免疫受损的患者中。

另外，传统方法使用含有梯度形成剂的介质，比如蔗糖、甘油或Percoll·，它们的存在对于体内使用是有害的，正如现在所考虑的。因此，Percoll·的毒性将其限制于“仅用于研究目的”的范围内，而用于产生梯度的蔗糖会产生高渗透压，导致微细胞发生生理学改变。

因此，为了应用于依据本发明之基因治疗，优选将母细胞污染最小化并使用生物兼容性更好的介质。为了达到这些目标，本发明者已经发现将横向流动过滤(供液与膜表面平行)与终端过滤(供液与膜表面垂直)联合使用会有意想不到的好处。通常的，参见Forbes(1987年)。在这种联合前可以选择进行差速离心，在低离心力下除去一部分细菌细胞并从而使微细胞的上清液浓缩。还可以选择在联合后进行抗生素处理以杀灭残存亲代细菌细胞。

横向流动过滤可以依靠滤器的孔径将微细胞从更大的污染物，比如亲代细菌细胞，以及更小的污染物，比如细菌气泡、游离内毒素、核酸细胞碎片以及多余的液体中分离。为了从更大的污染物中分离微细胞，横向流动滤器的标称孔径应当允许微细胞透过滤器，而留下更大的细菌细胞。优选0.45微米的孔径用于此目的，因为微细胞的直径大约为0.4微米，而细菌细胞更大。为了从更小的污染物中分离微细胞，横向流动滤器的标称孔径应当允许更小的污染物透过滤器，而留下微细胞。优选0.2微米的孔径用于此目的，其他更小的污染物都小于0.2微米。

在此条件下有效的使用活性流动滤器典型的需要至少有一个步骤涉及大孔径，大约0.45微米，然后至少有一个步骤涉及小孔径，大约0.2微米。在连续横向流动过滤的步骤之间或之中，可以进行透滤以尽可能多的回收微细胞。

横向流动过滤的使用可以容纳携带大量颗粒物质的悬浊液，例如细菌培养物，其携带的细胞负荷为10¹¹至10¹³个细菌和微细胞群体/升培养物。为了使滤器淤塞与随后的微细胞丢失最小化，可以将细菌/微细胞培养物进行稀释，优选稀释5至10倍。稀释后还能使用适当的低大气压与流率。

为了在横向流动过滤后除去残存的亲代细胞残余物，进行终端过滤。为此，优选使用大约0.45微米的孔径进行至少一次终端过滤。

通常，过滤可以提供适合于转基因研究的微细胞无菌制剂。为了进行体内基因转染，优选进一步用抗生素处理以降低细菌细胞污染的风险。例如，可以用含有亲代细菌株敏感抗生素的生长介质重悬微细胞。事先可以用传统技术测定为此应给予抗生素的合适数量。

连续横向流动过滤/终端过滤排列，正如所述，不但省却了梯度形成剂的使用，还提供了超过10^-7的纯度(也就是少于1个亲代细胞/10⁷个微细胞)。优选纯度超过10^-8，并且更优选近似于10^-9的纯度。连续横向流动过滤/终端过滤还提供了更好的质量控制。另外，无需氨卞青霉素、环丝氨酸或其他抗生素的耐药基因，如Clarke-Curtiss和Curtiss(1983)的技术所需的。此外，与Sancar等人(1979年)描述的方法不通，连续纯化法不使用任何破坏DNA的射线；因此，使用通过连续横向流动过滤/终端过滤排列制备的微细胞所传输的治疗性核酸分子不含有放射线诱导的非特异性突变。

本发明中实质由重组微细胞组成的组合物(更确切的说，一种化合物，其包括该微细胞和其他不对组合物的DNA传输质量产生不当影响的成分)可以使用一种和多种生理学上可接受的载体和赋形剂，通过传统方法制造。用于注射的配方可以以单位剂量的形式，例如在安瓿或小瓶，或在多剂容器中提供，含有或不含辅助额外的防腐剂。配方可以是溶液、悬浊液或在油性或水性媒介中的乳剂，并可以含有配剂，比如悬浮、稳定和/或分散剂。合适的溶液是接受者血液的等张液，其示例有生理盐水、林格氏液以及右旋糖溶液。另外，微细胞可以是冻干粉的形式，用于与合适的媒介，例如无菌、无热源水或生理盐水重新复原。微细胞还可以制成长效制剂。这种长效配方可以通过移植(例如，皮下或肌肉内)或者肌肉内注射给药。

本发明的含有微细胞组合物可以通过各种途径给药至哺乳动物身体的各种部位，以获得所需的局部或全身治疗效果。可以通过例如口服、将制剂用于体腔、吸入或吹入、或经肠道、肌肉内、静脉内、门脉内、肝内、腹膜、皮下、肿瘤内或皮内给药完成传输。

所考虑应用的特性同样影响(或者受影响)用于传输治疗性核酸分子的重组微细胞细菌源的选择。例如，沙门氏菌、埃希氏菌和志贺氏菌属携带的附着因子能够被胃肠道中肠细胞上的内吞作用介导受体所识别，可能适合于口服给药，用于传输对结肠癌细胞有效的治疗性核酸分子。类似的，来自幽门螺旋杆菌的微细胞携带胃上皮细胞特异性的附着因子，适合于目标为胃癌细胞的口服传输。对于来自假单胞菌属的完整微细胞，其携带的附着因子能够为肺上皮细胞所识别，则吸入或吹入可能是理想的给药方法；将编码比如CFTR蛋白的治疗性核酸分子传输至囊性纤维化患者的肺部。来自乳酸杆菌的微细胞携带尿道和膀胱上皮细胞特异的附着因子，非常适合于将治疗性核酸分子从尿道内传输至尿道或膀胱肿瘤。

本发明可以用于传输一列核酸分子，它可以是cDNA和染色体组DNA或RNA，并且其方向可以是顺义或反义。依照本发明，在完整微细胞中存在的核酸分子可以是质粒、表达载体或其他遗传结构的形式，但不能是来自产生微细胞的细菌细胞的染色体组DNA。适合于在本发明中使用的序列包括来自真核、原核或合成来源的任何所需DNA或RNA序列，其能够受控于真核基因表达启动子的翻译和转录控制，或能够使用来自宿主细胞的反激活因子在哺乳动物细胞中表达。

实施例

实施例1：从革兰氏阴性细菌，伤寒沙门氏菌，大肠杆菌和志贺氏痢疾杆菌中产生细菌微细胞

如这里所述(A，B和C)以及图2和3所示，从革兰氏阴性细菌中产生产微细胞细菌株。

常规材料和方法

在下面的例子中所用的细菌株列在并请参考表1。所有的细菌都生长自保存于-80摄氏度的甘油原料。沙门氏菌、大肠杆菌、志贺氏菌以及李斯特菌株都生长在胰酶解酪蛋白大豆肉汤(TSB)(BBL牌，购自Bacto Labs，Liverpool，NSW，Australia)中。根据制造商的说明制备成30克/升，并在121摄氏度高压灭菌15分钟。液体培养物生长于37摄氏度的摇动培育箱内。通过放置于XLD琼脂(木糖-赖氨酸-去氧胆酸盐)盘上分别产生红色和黄色群落来区分志贺氏菌株与大肠杆菌。XLD购自Oxoid(Melbourne，Australia)。根据生产商的说明制备成53克/升，然后煮沸2分钟。在液体和固体媒介中按照下列浓度使用抗生素：氨卞青霉素，100微克/毫升，氯霉素，30微克/毫升，卡那霉素，30微克/毫升。

表1.所用的细菌株

当需要时，将菌株生长于补充1％葡萄糖的M9最小培养基中。根据菌株加入额外的补充成分。对于大肠杆菌株ENIh003，加入1mM维生素B1。对于志贺氏痢疾杆菌株ENSf001，用0.4mM丝氨酸、0.2mM脯氨酸、0.001％苯丙氨酸、0.001％色氨酸、0.001％组氨酸、0.002毫克/毫升缬氨酸、0.0125毫克/毫升烟碱酸、0.001％维生素B1以及0.0225毫克/毫升蛋氨酸补充M9培养基。

使用Qiaprep Spin Miniprep试剂盒(Qiagen Inc.，Victoria，Australia)提纯质粒DNA。使用来自《分子生物学》(第2章，第I节，2.4部分；John Wiley&Sons，Inc.)中现行规程的基本规程制备沙门氏菌、志贺氏菌以及大肠杆菌菌株的染色体组DNA。除了Deep Vent DNA聚合酶购自New England Biolabs(Beverly，MA，USA)外，所用的全部限制和修饰酶均购自Promega(Madison，WI，USA)或Roche(Castle Hill，NSW，Australia)。

通过如上述修改的传统方法(Ausubel等人，Current Protocols in MolecularBiology，John Wiley and Sons Inc.)来提纯李斯特单胞菌(ENLM001)的染色体组DNA。将1.5毫升过夜培养物的样品以13,200rpm离心3分钟，弃去上清液。在含有2.5毫克/毫升溶解酶的1毫升TE缓冲液(10mM Tris pH 8.0；1mM EDTA pH 8.0)中重悬细菌细胞，并在37摄氏度下培养1小时。然后加入RNAse A至终浓度为15毫克/毫升，将溶液在室温下培养1小时。接着加入100微克/毫升蛋白酶K以及0.5％SDS，将混合物在37摄氏度下进一步培养1小时。随后，将200微升5M NaCl彻底混入溶液，再混入160微升CTAB/NaCl溶液(10％CTAB溶于0.7M NaCl)。然后将该混合物在65摄氏度下培养10分钟。用等体积的氯仿/异戊基乙醇提取样品，然后用等体积的苯酚/氯仿/异戊基乙醇进行提取。用0.6体积的异丙醇和1/10体积的5M醋酸钠沉淀染色体组DNA。在用TE缓冲液重悬之前，经乙醇洗涤并空气干燥DNA小球。

PCR引物合成并购自Sigma-Genosys(Castle Hill，NSW，Australia)。所遵循的基本PCR规程如下。用于50微升PCR的反应成分包括1×缓冲液，200微摩尔dNTPs，每种引物各50pmol，1单位Deep Vent DNA聚合酶，50pmol染色体组DNA模板(质粒用25pmol)，用无核酸酶水定容至50微升，PCR发生于0.2ml的试管中，在来自Thermo Hybaid(Ashford，Middlesex，UK)的Gradient PCR ExpressThermalcycler中进行。获取minCDE基因簇的PCR条件如下：94摄氏度下持续4分钟；然后在94摄氏度下持续35秒钟，60摄氏度下持续30秒钟，72摄氏度下持续2.5分钟，进行30个循环；接着进行终循环：94摄氏度下持续35秒钟，60摄氏度下持续35秒钟，72摄氏度下持续5分钟。获取ΔminCDE盒的PCR条件如下：94摄氏度下持续4分钟；然后在94摄氏度下持续35秒钟，60摄氏度下持续30秒钟，72摄氏度下持续2分钟，进行30个循环；接着进行终循环：94摄氏度下持续35秒钟，60摄氏度下持续35秒钟，72摄氏度下持续4分钟。获取ΔminCDE::Cml盒的PCR条件如下：94摄氏度下持续4分钟；然后在94摄氏度下持续35秒钟，60摄氏度下持续30秒钟，72摄氏度下持续3分钟，进行30个循环；接着进行终循环：94摄氏度下持续35秒钟，60摄氏度下持续35秒钟，72摄氏度下持续6分钟。

在Sambrook等人(1989年)和CURRENT PROTOCOLS IN MOLECUULARBIOLOGY(John Wiley&Sons，Inc.，NJ，USA)中描述了所遵循的标准分子生物学规程。

使用能够通过Leica DC照相机和Leica IM照片管理软件进行照片分析的LeicaModel DMLB光学显微镜，经显微镜测定所产生的微细胞。用暗视野显微镜在40×或油浸的100×放大倍数下观察样品。用1.5％琼脂糖封闭玻片上的盖玻片。通过将10％体积放在胰酶解酪蛋白大豆琼脂平板上并在37摄氏度下培养过夜来测定每批微细胞的纯度。该方法能够常规提供非常高的纯度，可达1个污染细胞/10⁹个微细胞。将微细胞悬浊液在含有合适的亲代细菌敏感抗生素的TSB中重悬，并将培养物在37摄氏度下培养并摇动4小时以杀灭所有残存亲代细菌。例如，伤寒沙门氏菌minCDE菌株被测定为对氨卞青霉素敏感，因此将微细胞悬浊液在含有50微克/毫升氨卞青霉素的TSB中培养4小时以确保如果存在任何残余细菌，则它们都会被杀灭。然后通过在10.000g离心30分钟收集微细胞，在1×BSG缓冲液中洗涤4次(以清除培养基)并按所需的体积重悬，用于下游实验。

[A]从伤寒沙门氏菌的两种不同菌株中产生产微细胞菌株

在图2中显示了质粒结构的示意图。在表1、2和3中分别显示了所用的细菌株、质粒和PCR引物。

采用FASTA分析法(Pearson和Lipman，1988年)将大肠杆菌minCDE基因序列，参见Mori(1996年)，用于在Genbank数据库中寻找同源DNA序列。发现来自S.typhi基因组(CT18)的TYPN3contig 101DNA序列与大肠杆菌minCDE序列同源。根据这些数据设计了寡核苷酸引物ENOL001和ENOL002，并用于启动来自伤寒沙门氏菌株ENIh008的完整minCDE基因的合成，作为一种EcoRI-minCDEHindIII片段。

将这种片段克隆入pNEB193的EcoRI/HindIII位点，产生标明为pEN001的一种质粒，其在大肠杆菌株JM109中繁殖产生菌株ENE001。引物ENOL003和ENOL004的设计为从pEN001的minCDE盒中删除总共1081bp的序列，同时插入含有独特Kpnl、SmaI和XbaI限制位点的16个碱基对(bp)作为未来插入一个或更多标记基因的位点。

所缺失的序列包括从minC基因3’末端开始的386个碱基对，minD基因上游的23碱基对插入序列以及从minD基因5’末端开始的672个碱基对。这导致质粒pEN002中的ΔminCDE缺失盒(755个碱基对)隐匿于菌株ENE003中。将来自PHSG415(图2，表2)的氯霉素耐药基因，1330-碱基对HaeII片段/钝尾克隆入pEN002的SmaI位点以获得质粒pEN003，其携带ΔminCDE::Cml^R缺失盒，其中Cml^R基因以顺时针方向克隆。这被指定为菌株ENE006。

表2.本研究中所用的质粒

使用引物ENOL001与ENOL002，通过多聚酶链式反应(PCR)从质粒pEN003中扩充ΔminCDE::Cml^R缺失盒，将其钝化并克隆入自杀质粒pGP704的SmaI位点(图2，表2)。将命名为pEN005的质粒转化入菌株ENIh001(SM10λpir；表1)以产生菌株号ENE007。在结合实验中使用菌株ENE007作为供体菌株，而伤寒沙门氏菌株ENIh007和ENSm083(表1)作为受体。过夜，将供体与受体的静态培养物生长于37摄氏度的TSB中。在一个滤器中混合培养物，以1∶3的供体∶受体比率在TSA板上的HybondN⁺膜上搭配结合，并在37摄氏度培养8小时。回收细胞并在无菌盐水溶液中洗涤两遍。在盐水中重悬细胞小球，并涂在150mm Petri板上。将板在37摄氏度下培养近72小时。

在含有1.5％葡萄糖和30微克/毫升氯霉素的M9最小培养基上选择前接合体。由于额外的营养缺陷要求，在这些条件下逆选择供体菌株，同时由于氯霉素敏感性，受体机制无法生长。因此该实验选择携带质粒编码的氯霉素耐药性的伤寒沙门氏菌前接合体。通过将分离物在含有氨卞青霉素(Amp)或氯霉素(Cml)的M9最小培养基上来在集落中筛查所需的Cml^R和Amp^S显型。从显示Cml^R的ENE007×ENIh007结合的79种分离物中，总共发现18种分离物是Amp^S的。类似的，从ENE007×ENSm083结合的56种分离物中，总共发现19种分离物是Amp^S的。

为了确定分离物是否在染色体中缺失了minCD基因，通过暗视野显微镜在40×放大倍数下观察过夜培养物。在全部27种分离物的混合培养物中都观察到了微细胞。所有分离物都显示微细胞的存在而微细胞中不存在亲代对照菌株。用4-0沙门氏菌体凝聚血清(兔)ZC13(Murex Diagnostics，Norcross，Georgia USA)测定纯化微细胞的凝集作用。

重组细菌株生长于产生重组微细胞的最佳实验室条件下。使用例如那些在Sambrook等人(1989年)中所描述的标准细菌学媒介来完成细菌生长，并使用最佳生长条件，其易于为传统技术所测定。

[B]从志贺氏痢疾杆菌中产生产微细胞菌株。

图3描述了从志贺氏痢疾杆菌血清型2b中遗传构造一种产微细胞菌株的相应步骤。克隆规程类似于构造产微细胞伤寒沙门氏所遵循的规程，上面已经详细的描述过。

为了从志贺氏痢疾杆菌血清型2b(表1)中克隆minCDE基因簇，根据数据库设计了PCR克隆引物来为完整的志贺氏痢疾杆菌血清型2a基因组序列寻找进展中的排序方案。携带EcoRI和HindIII尾的PCR引物ENOL059和ENOL060分别(表3)被用于扩充来自志贺氏痢疾杆菌血清型2b提纯基因组DNA的18008bpminced基因簇。将所扩充片段克隆入质粒pNEB193(表2)的EcoRI和HindIII位点，形成质粒pEN055。插入DNA经过排序，并被证实为来自亲代志贺氏菌的minCDE DNA。

表3.在本研究中所用的寡核苷酸。在相应DNA片段前的括号中显示了限制酶位点和DNA序列特性。(F)和(R)分别代表前向和反向PCR引物。

在反向PCR反应中使用PCR引物ENOL062和ENOL063(表3)和质粒pEN055作为模板DNA获得缺失minCDE基因簇。这导致缺失271bp(minC的3’末端区域)，23bp(minC和minD之间的基因间序列)，和608bp(minD的5’末端区域)。同时，PCR引物序列插入了一个携带KpnI-SmaI-XbaI限制位点的多克隆位点。用SmaI消化PCR产物并转染，产生质粒pEN056。

从质粒pHSG415(表2)中凝胶提纯作为一种1330bp HaeII片段的Cml^R标记物，用T4 DNA聚合酶钝化末端并克隆入质粒pEN056的SmaI位点。新的ΔminCDE::Cml^R质粒命名为pEN057。

通过使用引物ENOL059和ENOL060(表3)并使用质粒pEN057作为模板的PCR获得ΔminCDE::Cml^R盒。将2,272bp片段末端钝化克隆入自杀质粒pGP704的EcoRV位点(表2)。新的自杀质粒被命名为pEN060，而携带它的SM10λpir菌株被命名为ENE105。

使用滤器配对结合将质粒pEN060从ENE105转染至志贺氏痢疾杆菌株ENSf001(表1)，受体∶供体比例为5∶1，将受体和供体的过夜培养物(静态生长)以所计算的比例在TSA板的Hybond N⁺膜上混合，并在37摄氏度培养过夜。回收细胞并洗涤2遍，然后在含有补充成分以及30微克/毫升氯霉素的选择性最小培养基上析出。由于营养缺陷的需要(供体)或抗生素敏感性(受体)，供体和受体不能在这种介质上生长，因此所发现的任何菌落都应当是接合后个体。采集到三十二(32)种分离物并将它们补缀在含有补充物与30微克/毫升氯霉素的新鲜最小培养基板上。

将32种接合后个体在37摄氏度培养过夜后，补缀至含有补充物与100微克/毫升氨卞青霉素的新鲜最小培养基板上，然后在37摄氏度培养24-48小时。所有32种分离物都能在氨卞青霉素上生长，显示整个质粒已经完全整合。在暗视野显微镜(40×)或油浸(100×)下检查每种分离物。发现3种分离物存在微细胞。将分离物在含有30微克/毫升氯霉素的XLD板上划线以证实分离物是志贺氏菌而非大肠杆菌供体。当用志贺氏痢疾杆菌凝集血清(BIODESIGN International，Saco，Maine，USA)测试时，分离物还显示强阳性的凝集反应。质粒纯化以及凝胶电泳分析证实在接合后个体中不存在游离体形式的供体质粒。

[C]从大肠杆菌中产生产微细胞菌株

已知大肠杆菌与志贺氏菌的基因组之间具有98％的遗传同源性，故本研究的目的是测定异源性ΔminCDE基因序列是否可以用于产生产微细胞菌株，尤其是基因组序列关系密切时。因此使用滤器配对接合将质粒pEN060(携带来自志贺氏痢疾杆菌的ΔminCDE::Cml^R；图3)从ENE195(表1)转染至大肠杆菌株ENIh003(JM109；表1)，受体∶供体比例为3∶1。将受体和供体的过夜培养物(静态生长)以所计算的比例在TSA板的Hybond N⁺膜上混合，并在37摄氏度培养过夜。回收细胞并洗涤2遍，然后在含有补充成分以及30微克/毫升氯霉素的选择性最小培养基上析出。由于营养缺陷的需要(供体)或抗生素敏感性(受体)，供体和受体不能在这种介质上生长，因此所发现的任何菌落都应当是接合后个体。采集到106种分离物并将它们补缀在含有补充物与30微克/毫升氯霉素的新鲜最小培养基板上。在37摄氏度培养过夜后，将分离物补缀至含有补充物与100微克/毫升氨卞青霉素的新鲜最小培养基板上，并在37摄氏度培养24-48小时。所有106种分离物都能在氨卞青霉素上生长，提示整个质粒已经完全整合。在暗视野显微镜(40×)和油浸(100×)下观察了二十四(24)种分离物。6种分离物显示存在微细胞。尽管在过去使用了许多不同的常规诱变和定点诱变规程，本发明是第一个显示在本研究中所采用的独特克隆/定点诱变规程是通用的，并且能够可靠的用于从一列革兰氏阴性和革兰氏阳性菌中产生产微细胞菌株(下面显示的例2)。

实施例2：从李斯特单胞菌中产生微细胞

正如所述，在这个例子里，可以从革兰氏阳性菌中产生产微细胞菌株。图4中显示了质粒结构的示意图。细菌株、质粒和PCR引物分别列在表1、表2和表3中。

为了克隆来自李斯特单胞菌的基因组，使用引物ENOL038和ENOL048(表2)并用李斯特单胞菌基因组DNA作为模板进行PCR。使用Platinum·Pfx DNA聚合酶试剂盒(Invitrogen Corporation，Carlsbad，CA，USA)进行体积为50微升的PCR反应。反应物包括1×Pfx缓冲液，2mM硫酸镁，0.2mMdATP，dTTP，dGTP和dCTP，每种引物各50pmol，以及1个单位Pfx聚合酶。循环条件包括：一个94摄氏度下的变性步骤，持续2分钟；接着是35个循环：94摄氏度下持续30秒，55摄氏度下持续30秒以及68摄氏度下持续2分钟；然后在68摄氏度下进行最终扩展步骤，持续5分钟。将每种PCR反应混合物各取2-5微升样品，在用溴化乙锭着色的1％琼脂糖凝胶上进行观察。从琼脂糖凝胶上切下，然后根据生产商的说明，使用422型洗提器(Bio-Rad Laboratories，Hercules，CA，USA)进行电洗提，使扩充的minCD片段纯化。

用SacI和HindII消化minCD片段(1,556bp)，并定向克隆入质粒pNEB193的相应位点(表2；图4)。通过限制酶消化与凝胶电泳分析描述在菌株ENIh003(表1)中转化的重组克隆。将正确的克隆(命名为pEN045的质粒)排序以证实minCD基因的身份。

使用引物ENOL039和ENOL040(表3)在质粒pEN045中的克隆minCD片段上进行PCR删除。引物分别携带限制酶位点XbaI和KpnI，作为ΔminC和ΔminD之间选择标记物的插入位点。用于删除minCD和观察片段的条件如上所述，但另外有一个4分钟的扩展步骤。随后用XbaI和KpnI消化ΔminCD片段，并用422型电洗提器通过电洗提进行纯化，作为与选择标记物绑缚的制剂。

在pEN045中ΔminC与ΔminD基因之间的KpnI和XbaI位点上插入来自革兰氏阳性细菌的两种不同的抗生素选择标记物。使用来自枯草杆菌质粒pMK4(表2)的氯霉素耐药性标记物(Cml^R)和来自血链球菌质粒pVA838(表2)的红霉素耐药性标记物(Em^R)分别构建质粒pEN062和pEN063(图4)。使用表2中所列和图4中所显示的含有XbaI和KpnI位点的寡核苷酸通过PCR扩增每种标记物。使用与如上所述相同的反应体积和反应物浓度进行Cm^R和Em^R的PCR。循环条件包括一个94摄氏度下的变性步骤，持续2分钟；接着是35个循环：94摄氏度下持续30秒，55摄氏度下持续1分钟以及68摄氏度下持续2分钟；然后是一个68摄氏度下的扩展步骤，持续5分钟。按照生产商的说明，使用MinElute试剂盒(Qiagen Inc，Victoria，Australia)对PCR片段进行凝胶提纯。然后用KpnI和XbaI消化Cm^R和Em^R，在MinElute柱上提纯，并连结至pEN045中ΔminC与ΔminD基因之间的相应位点上。通过使用酶EcoRI和DdeI(Cm^R)以及EcoRI和AvaI(Em^R)的限制酶消化来描述JM109重组体，分别得到菌株分离物ENE110和ENE112。

为了李斯特单胞菌和大肠杆菌SM10λpir(ENIh001)之间的接合实验，使用接合质粒pGP704构建了4种新型质粒。改造质粒pGP704使其包含由neo基因编码的卡那霉素耐药标记物(Km^R)，或者用于在革兰氏阳性菌中进行质粒复制的Km^R以及ori。前者的作用是在缺乏革兰氏阳性复制源时作为自杀质粒，而neo基因(Km^R)的作用是作为质粒存在的标志。相比之下，后者的作用是作为接合实验的阳性对照。

使用表3中所列的一组寡核苷酸通过PCR从pRB373中扩充将含有neo基因的DNA片段以及包含革兰氏阳性ori的neo基因。PCR反应体积与反应物浓度如上所述。循环条件包括一个94摄氏度下的变性步骤，持续2分钟；接着是35个循环：94摄氏度下持续30秒，55摄氏度下持续1分钟以及68摄氏度下持续2分半钟；然后是一个68摄氏度下的长扩展步骤，持续5分钟。使用MinElute柱从琼脂糖凝胶中纯化产物。用EcoRI切割含有neo基因以及neo基因加上革兰氏阳性ori的片段，并连接入pGP704的EcoRI位点(图4)。这个过程产生名为pEN064和pEN066的质粒。

然后将来自pEN062和pEN063的ΔminCD::Cml^R或ΔminCD::Em^R分别切割成SacI-HindIII片段，末端钝化并连接入质粒pEN064和pEN066的EcoRV位点，以产生如图4所示的4种不同的质粒pEN069、pEN071、pEN073和pEN075。将4种质粒转化入ENIh001(大肠杆菌SM10λpir)分别产生菌株ENE124、ENE126、ENE128和ENE130。因此ENE124包含具有ΔminCD::Cm^R和neo基因(Km^R)的质粒，而ENE126另外还含有革兰氏阳性ori。类似的，ENE128包含具有ΔminCD::Em^R和neo基因(Km^R)的质粒，而ENE130另外还含有革兰氏阳性ori。

将4种菌株ENE124、ENE126、ENE128和ENE130作为供体菌株用于李斯特单胞菌(ENLM001)的接合实验。接合实质上按照Trieu-Cuot等人(1991年)的描述进行。所有的菌株都生长至中对数期并以2∶1的比例(受体∶供体)混合，定容至1毫升。在BHI中洗涤接合混合物2遍，然后在1ml BHI中重悬。将200微升涂布在BHI板的0.45微米硝化纤维膜滤器(Millipore)上，并在37摄氏度下培养18小时。培养后，将硝化纤维膜切成条状并放在3毫升BHI中。使用剧烈的涡流从滤膜中除去细菌细胞。将300微升样品在含有BHI、萘啶酸(Nal；50微克/豪升)、肠杆菌素(Col；多粘菌素E)(10微克/毫升)以及氯霉素(10微克/毫升)或红霉素(10微克/毫升)的大平板上析出。将平板在37摄氏度下培养48小时，然后收集菌落。

将菌落补缀至含有卡那霉素(15微克/毫升)的BHI/Nal/Col板以及含有氯霉素(10微克/毫升)或红霉素(10微克/毫升)的BHI/Nal/Col板上，用于抗生素敏感性测定。所有的接合后个体都显示一种抗生素特征，提示minCD缺失的染色体整合而没有质粒的整合。也就是说，所有的接合后个体都能生长于含有内标记红霉素或氯霉素的抗生素板上，而接合后个体都不能生长于含有卡那霉素的板上(Km^R由供体质粒上的neo基因编码)。

使用暗视野显微镜(40×)和油浸(100×)检测了超过100种接合后个体的微细胞表型。在显微镜下，与亲代细胞(ENIh001和ENLm001)相比，在李斯特单胞菌亲代杆群体中所有的分离物都显示出不同数量的微细胞结构。这个结果与minCD缺失的整合以及正常旁中心分裂的破坏是一致的。

选择了30种接合后个体进行再次培养以测试微细胞表型的保持情况。在确认保持的情况下，将分离物作为甘油原料储存，用于未来的实验。

实施例3.提纯来自细菌的微细胞

通过下面的独创性方法来提纯微细胞。这个例子详细描述了来自minCDE-伤寒沙门氏菌的微细胞的提纯过程。相同的程序还用于提纯来自附加min突变菌株的微细胞，包括伤寒沙门氏菌的两种突变体，以及大肠杆菌、志贺氏痢疾杆菌以及李斯特单胞菌各自的一种突变体。将此程序优化并重复超过50次以产生纯化的微细胞。这种方法是可靠的，并且从10升细菌培养物中常规能够产生10⁸至10⁹的纯化微细胞。

从50毫升含抗生素氯霉素和卡那霉素(终浓度为50微克/毫升)TSB内的甘油原料中产生一种伤寒沙门氏菌minCDE-/pEGFP-C1培养物。将培养物在37摄氏度下摇动培养过夜。将2.5毫升等分过夜培养物用于接种在1升(装在2升的带挡板锥形瓶中)含有上述抗生素的TSB中，并将5瓶在37摄氏度下摇动培养过夜。

(A)预制备(阶段1)

使用经过一个0.2微米滤器的无菌软管，用1型水(MQ)充满100升的Bioprocess袋。通过蠕动泵将18升无菌程序水转染至两个含有2升10×BSG的20升高压灭菌大玻璃瓶中。一个大玻璃瓶用于稀释微细胞悬浊液，另一个用于透滤。

(B)差速离心和预制备(阶段2)

将细菌培养物在2000g离心10分钟(Sorvall Legend T/RT；TTH 750rotor)。将上清液轻轻倒入装有一个0.2微米通风滤器和一个快速断开装置的5升无菌大玻璃瓶中。移注过程在一个II级生物危害橱中进行。密封大玻璃瓶，将无菌导管连接至5升大玻璃瓶，导管的另一端连接至含有20升如上所述1×BSG的预填充20升大玻璃瓶。携带微细胞的悬浊液从5升大玻璃瓶泵入20升大玻璃瓶，产生1∶5的稀释度。

(C)微细胞连续提纯系统

将来自Sartorius的3个横向流动系统串联在一起。一式两份，将0.45微米Sartocon Slice Cassette滤器装在前两个切片固定器中，并将一个0.2微米SartoconSlice滤器盒装在最后一个固定器中。用转矩扳手将每个滤器元件的转矩固定为20Nm(牛顿·米)。每个部件通过清洁元件连接至一个泵。接上进料、保留物以及透过物的管道。在连接大玻璃瓶之前，用6升1N氢氧化钠以2bar的压力内部洗涤整个系统15分钟。这个步骤可以内部消毒各种软管和滤器。通过反转液体流动的泵方向从系统中排出氢氧化钠，并进行通量率检测以确保适当的滤器清洗。检测根据生产商的说明(Sartorius使用说明书)进行。在进行微细胞过滤前保证可接受的通量率，其对保留物为3000至3600毫升/分，对透过物为800毫升/分。系统仍携带高pH值，因此通过用无菌的1×PBS(pH7.4)冲洗并回流通过每个系统来进行中和，直至PBS池的pH测量值位于7.0至8.0的范围内。然后接上大玻璃瓶(20升)。微细胞悬浊液(25升)装在第一个大玻璃瓶中，其通过一条软管连接至第一个0.45微米滤器盒。为了防止滤器结垢，在进行过滤步骤时稀释微细胞悬浊液(即透滤)。稀释剂(20升1×BSG)装在第二个大玻璃瓶中。因此，在第一个横向流动滤过步骤中，微细胞悬浊液滤过体积为45升。起初关闭渗透阀，微细胞悬浊液以2bar的压力泵至0.45微升滤器表面，持续5分钟。这使滤器得以适应微细胞悬浊液介质。然后打开渗透阀，微细胞悬浊液透过(压力为2bar，600毫升/分钟)0.45微米滤器，并将透过物收集在第三个大玻璃瓶中。随着第一个大玻璃瓶中的体积减少，不滤过固体的数量增加，因此当第一个大玻璃瓶中的体积降至15升时接通透滤。这样可以稀释第一个大玻璃瓶中的固体，防止滤器结垢并使第三个大玻璃瓶中的微细胞回收最大化。一旦第三个大玻璃瓶中的透过物体积达到大约12.5升，调节第二个0.45微米横向流动滤器以适应第三个大玻璃瓶中的微细胞悬浊液。当第三个大玻璃瓶中的体积达到15升的标记，打开渗透阀，允许微细胞悬浊液透过，进入第四个大玻璃瓶。

在这个阶段，微细胞悬浊液中更大的亲代细菌污染物被清除。下一阶段是除去悬浊液中更小的污染物，比如细菌气泡、游离内毒素、核酸、细胞碎片以及过多的液体。这通过经由一个0.2微米横向流动滤器的过滤来完成。微细胞的直径大约为0.4微米，因此不能透过0.2微米的孔径。另一方面，细菌气泡的大小(直径)范围是0.05微米至0.2微米，因此可以滤出。其他污染物也小于0.2微米，因此在此滤过步骤中唯一保留的成分是微细胞以及任何残余的亲代细菌细胞。

当第四个大玻璃瓶中的体积达到大约15升时，调节0.2微米横向流动滤器以适应第四个大玻璃瓶中的微细胞悬浊液。然后打开渗透阀，允许透过物进入第五个大玻璃瓶中的废液，同时保留微细胞并在第四个大玻璃瓶中浓缩。由于加入了透滤系统，微细胞被连续稀释并过滤，保证在程序结束时彻底的清除污染物。因此浓缩步骤将微细胞悬浊液的体积从45升的初始体积减少至大约4升。

(D)微细胞悬浊液的缓冲液交换

通过用1×BSG透滤来清除微细胞悬浊液中残余的盐、介质成分以及低分子量废物。如前所述装配并均衡器械，微细胞悬浊液放在第一个4升大玻璃瓶中，20升无菌1×BSG(透滤介质)装在第二个大玻璃瓶中。横向流动元件装有两个0.1微米滤器盒以确保微细胞不能通过而所有小于0.1微米的污染物都被清除。接通泵并调节速度以提供0.5bar的压力。打开渗透阀，微细胞悬浊液通过进料管流到0.1微米滤器上。微细胞通过保留物管回到第一个大玻璃瓶。废物流过透过物管并被收集在第三个大玻璃瓶中。这减少了微细胞悬浊液的体积，因此接通透滤系统将1×BSG泵入第一个大玻璃瓶。这个步骤持续补充微细胞悬浊液的体积，保持它始终为4升。该程序持续进行，直至第二个大玻璃瓶排空，将微细胞悬浊液的缓冲液替换5遍。

(E)微细胞悬浊液的无菌过滤

在这个阶段，微细胞悬浊液仍然携带某些亲代细菌污染物，因为0.45微米横向流动滤器并非无菌滤器。因此，除去所有残余亲代细菌以获得体外和体内使用的最佳微细胞悬浊液是很重要的。将来自先前步骤的4升微细胞悬浊液在无菌1×BSG中初始稀释至20升。用2升无菌1×BSG预湿装载大表面积(500平方厘米)0.45微米滤器的终端滤器元件，并按照生产商的说明检测完整性。以700毫升/分钟(即慢流率以防止迫使亲代细菌细胞穿过0.45微米滤器)的流率将微细胞悬浊液抽吸通过终端滤器。滤器留下细菌细胞，而微细胞可以通过，经由滤出液管道进入第二个大玻璃瓶。

(F)纯化微细胞的浓缩

将20升悬浊液中的纯化微细胞浓缩至更小的体积。但是，由于体积大并且在实践中无益于离心技术，所以这个步骤不易于通过标准的离心和小球重悬技术完成。

浓缩步骤通过下面4个阶段进行。

阶段1：将微细胞悬浊液以0.5bar的压力泵出第一个大玻璃瓶，通过一个清洁元件泵至一个100kDa横向流动滤器上。微细胞通过保留物管道返回第一个大玻璃瓶，而透过的液体通过渗透废物管收集在第二个大玻璃瓶中。

阶段2：一旦微细胞悬浊液的体积降至4升，则该程序终止，并且悬浊液被转染至第三个无菌4升大玻璃瓶中。与用于处理上述更大体积的12.5毫米软管相比，后者装配有直径6.4毫米的软管。这减少了管道的空隙体积。由于进料和保留物管都是直径12.5毫米的管道系统，设计了一种适配器来将软管装配在瓶盖贴封中。类似的，设计了一种适配器来装配进料和保留物管更大的钻孔管道系统。如同前一阶段那样进行第二个浓缩阶段，直至微细胞进一步减至大约200毫升。

阶段3：将200毫升微细胞悬浊液转染至一个含有用于进料和保留物的内瓶管道系统的改良Schott瓶中。瓶管道系统钻孔穿过Scott瓶的顶盖，并用Marprene管道系统和硅密封。在瓶盖上也携带一个通气滤器(0.2微米)。为了进一步减少空隙体积，用无菌6.4毫米Marprene管道取代先前所用的进料、清洁元件以及保留物管道系统，并用更小的泵取代先前所用的泵。同前进行浓缩步骤(100kDA横向流动滤器)，直至微细胞体积减少至50毫升。

阶段4：将高度纯化的微细胞悬浊液在无菌条件下转染至一支50毫升的Falcon管中。

实施例4.来自革兰氏阴性与革兰氏阳性minCD菌株的微细胞的扫描电子显微镜特性

使用来自伤寒沙门氏菌、大肠杆菌、志贺氏痢疾杆菌、李斯特单胞菌以及相应亲代细胞的微细胞的扫描(SEM)和透射(TEM)电子显微照片测定各种微细胞的形态学和尺寸。简单说来，将携带微细胞的细菌培养物以13,200rpm离心20分钟，然后在含有2.5％戊二醛的PBS中重悬，并在室温下固定40分钟。将样品离心并用蒸馏水洗涤3次。对于TEM，按照下列程序进行。为了替换溶液，将细胞在10,000rpm离心1分钟，吸去上清液，然后使用涡流混合器在新试剂中重悬细胞。加入试剂的次序为：(a)四氧化锇的0.1M二甲胂酸盐(pH7.2)溶液-10分钟，(b)4％醋酸钠的蒸馏水溶液-1分钟，(c)乙酸双氧铀的蒸馏水溶液-5分钟，(d)70％乙醇-5分钟，(e)100％乙醇-5分钟，(f)100％丙酮-5分钟，(g)丙酮与Spurr’s环氧树脂单体的1∶1混合物-30分钟，(h)纯Spurr’s环氧树脂-在60摄氏度下固化48小时。借助金刚石刀具采用Reichert Ultracut E超微切片机从固化的树脂块上切下片段。将片段用乙酸双氧铀染色10分钟，然后用柠檬酸铅染色2分钟。用Hitachi H-7000透射电子显微镜检测片段，所用电子束能量为75千伏(University of New South Wales，NSW，Australia)。用AnalySisMegaView II广视野CCD相机记录数字影像。

对于高分辨率扫描电子显微镜，按照下面的方法进行。为了替换溶液，将细胞以13,200rpm离心20分钟，吸去上清液，然后使用涡流混合器将细胞在新试剂中重悬。目的是从细胞上洗下所有离子和生物材料并让它们悬浮于少量的蒸馏水中。加入试剂的次序为(a)1毫升蒸馏水-重新丸化，(b)1毫升蒸馏水-重悬，(c)将250微升沉积于清洁黄铜试样板上，(d)在30摄氏度下干燥过夜，(e)在用于显微镜观察前，置于Xenosput清洁真空喷射涂布机中涂上2纳米金属铬。用Hitachi S-900场致发射扫描电子显微镜检测涂层后的样本，所用电子束能量为3千伏(University of New South Wales，NSW，Austalia)。用ImageSlave数字转换器记录不同放大倍数的数字影像。

结果显示来自革兰氏阳性菌和革兰氏阴性菌的微细胞直径都是大约400纳米，除了李斯特单胞菌外，SEM看到它们的表面都有皱纹，大概是由于脂多糖细胞表面结构的缘故。所有种类微细胞和亲代细菌的表面超微结构没有明显的差别。TEM结果显示李斯特单胞菌微细胞的细胞壁结构僵硬，预期为革兰氏阳性菌的细胞膜。在显微镜电子束下，沙门氏菌、志贺氏痢疾杆菌以及大肠杆菌的细胞膜更易于萎陷。在全部样品中都观察到微细胞形成事件，即不对称细胞分裂。

实施例5.微细胞被哺乳动物细胞，例如巨噬细胞摄取

为了显示重组微细胞被巨噬细胞摄取，首先需要加入一种示踪剂比如GFP，使得重组微细胞可以被清楚的从哺乳动物细胞中看出来。因此，将质粒pEGFP转化入产伤寒沙门氏菌、大肠杆菌和志贺氏痢疾杆菌minCDE微细胞的菌株，以检测微细胞是否能稳定携带EGFP并发出绿色荧光。

质粒pEGFP(表2)示一种细菌表达质粒，其从lac启动子中表达野生型绿色荧光蛋白(EGFP；最大激发：488纳米；最大发射：507纳米)的红移变体。质粒主干是pUC19、pPD16.43的衍生物(Fire等人，1990)，其能够提供一种高拷贝数的复制源以及一种氨卞青霉素耐药基因，用于在细菌细胞中增殖并筛选。质粒被转染入伤寒沙门氏菌、大肠杆菌和志贺氏痢疾杆菌minCDE菌株，并将重组细菌在脑心灌注肉汤(BHI；Difco Laboratories，Detroit，Michigan USA)中培育，直至OD₆₀₀达到0.6。从混合培养物中分离并提纯微细胞，用荧光显微镜观察(荧光显微镜DMLM，Leica Microsystems)。结果显示所有微细胞都发出亮绿色荧光，而从非重组伤寒沙门氏菌、大肠杆菌和志贺氏痢疾杆菌minCDE菌株(对照)中提纯的微细胞不显示任何绿色荧光。按照30分钟、1小时、6小时、12小时、18小时、24小时、2天、1周以及2周的间隔用荧光显微镜观察保存的微细胞(4摄氏度和室温下)。结果显示微细胞完整无缺，并在整个研究中持续发出亮绿色荧光。因此质粒pEGFP提供了一种示踪剂(发绿色荧光的微细胞)，可以用于追踪重组微细胞被哺乳动物细胞，比如巨噬细胞，以及其他细胞比如肿瘤细胞的摄取。这些结果表明，由于缺少染色体编码的蛋白酶，重组蛋白一经表达或分离入微细胞，就能够在显著的时段内保持稳定(可能直至微细胞的细胞完整性受损)。

将取自美国细胞、菌种库(ATCC)的小鼠巨噬细胞系RAW264.7细胞以10⁵/阱的细胞密度进行体外培养，并用纯化的，携带来自伤寒沙门氏菌、大肠杆菌和志贺氏痢疾杆菌的质粒pEGFP的重组微细胞，按照50∶1和100∶1的微细胞∶巨噬细胞比例进行传染。

在巨噬细胞传染千，通过荧光显微镜观察纯化的微细胞以证实大多数微细胞携带EGFP并因此能够发出亮绿色荧光。作为阳性对照，将携带相同质粒的伤寒沙门氏菌aroA-菌株SL3261(表1)也用于按照相同的细菌：巨噬细胞比例来转染巨噬细胞。同样按照实验传染细胞的相同方法处理阴性对照(非传染的巨噬细胞)。将培养板在37摄氏度下以1000克离心10分钟。对于微细胞转染研究，加入抗生素庆大霉素(100微克/毫升)和氨卞青霉素(200微克/毫升)以杀灭任何残存的活亲代细菌细胞。也用相同的抗生素处理杀灭阳性对照沙门氏菌。将板在5％CO₂中37摄氏度下培养30分钟，然后用PBS洗涤3遍。对于伤寒沙门氏菌来源的微细胞/巨噬细胞实验，将载玻片用4％的甲醛固定40分钟，然后用0.2％的三硝基甲苯X-100透过。用溶于含有5％BSA的磷酸缓冲液的5％正常山羊血清(NGS)非特异性封闭染色后，将盖玻片与抗脂多糖(LPS)抗体(兔4-O沙门氏菌体凝聚血清；1∶200稀释；Murex Biotech，Dartford，England)一起在室温下培养4小时。将细胞在PBS中洗涤3遍并与溶于PBS-BSA的第二抗体(1∶1000)，AlexaFluor594(Molecular Probes，Eugene，OR，USA；山羊抗小鼠IgG结合物，激发：590纳米，发射：617纳米)一起培养。将板与第二抗体在黑暗中培养1小时并用PBS洗涤3遍，每次持续5分钟。用甘油包埋盖玻片并用共焦显微镜观察。

结果显示，伤寒沙门氏菌、大肠杆菌和志贺氏痢疾杆菌来源的微细胞都被培养物中20％至30％的巨噬细胞所吞噬。微细胞发出亮绿色荧光，并与巨噬细胞相关。除了小的非特异性背景荧光外，对照非重组伤寒沙门氏菌、大肠杆菌和志贺氏痢疾杆菌来源的微细胞未发现与巨噬细胞相关性绿色荧光点。对照重组伤寒沙门氏菌aroA-菌株也产生与两种重组微细胞所见类似的结果。

为了证实绿色荧光点位于巨噬细胞内，即为被吞噬的微细胞，而不仅仅是粘附于细胞表面，拍摄了伤寒沙门氏菌来源的微细胞-巨噬细胞相互作用的三维照片(使用矢状和冠状面)。在冠状面和矢状面中，微细胞位于巨噬细胞内，标明微细胞已经被巨噬细胞所吞噬。另外，绿色荧光点的抗-O4LPS标记(加入第二抗体Alexa Flour593后的黄色荧光)显示绿色荧光点实际上是表达EGFP的微细胞而不是人工背景荧光。使用阳性对照沙门氏菌也观察到类似结果，显示在微细胞表面保存了细胞经受体介导被巨噬细胞摄取所需的细菌表面结构。

实施例6.微细胞摄取以及在巨噬细胞吞噬溶酶体中的分解

为了显示微细胞在巨噬细胞中的胞内结局，对经伤寒沙门氏菌来源微细胞传染的小鼠巨噬细胞进行了TEM研究。

简单说来，将小鼠巨噬细胞系RAW246.7在T25烧瓶中的标准培养基内培育至-50％融合。将大约10⁷/100微升的微细胞直接加入烧瓶中的培养基内，并如实施例5中所述进行巨噬细胞传染程序。采用的微细胞∶巨噬细胞近似比例为10∶1。在传染后30分钟、60分钟和2小时的相应时间点收集细胞。还另外包括一个未接受微细胞的烧瓶作为阴性对照。细胞经过胰蛋白酶化&丸化收集，并在4％的戊二醛(500微升)中固定。通过TEM处理并分析样品(University of New South Wales，Sydney，Australia)。

结果显示早至传染后30分钟，在巨噬细胞空泡中就观察到了近似于微细胞大小(400纳米)的电子致密颗粒(照片图5A-图5F)。随着时间的推移(60分钟和2小时)，电子致密颗粒显得完整性更差，表面不规则并且丢失电子密度。

为了证实空泡内电子致密颗粒是微细胞所吞噬的，重复上述实验，但有一点不同，在传染后的各个时间间隔后，在室温下将细胞固定(4％多聚甲醛，0.1％戊二醛)30分钟，用PBS洗涤并通过轻柔的细胞刮擦将其收集在1.5毫升PBS中。处理样品用于免疫金-TEM(EM Unit，ICPMR，Westmead Hospital，Sydney，Australia)。将样品轻柔的形成丸状，并通过冰冻替代法处理。简单说来，将样品用1∶200稀释的第一抗体(抗伤寒沙门氏菌脂多糖[4因子，B组特异性]；AbbottMurex，USA)标记，然后加入结合金(10纳米)的第二抗体。用Philips CM-120BioTWIN电子显微镜在80kV进行观察。捕捉照片至4489型Kodak EM感光乳剂胶片上。

结果显示金标记的抗-O4-LPS抗体能够明确的鉴定微细胞，因此在巨噬细胞空泡中观察到的电子致密颗粒就是伤寒沙门氏菌来源的微细胞。在未用微细胞传染的对照巨噬细胞中未观察到金标记。这个资料还显示，在更晚的时间点上，在空泡中观察到与微细胞无关的金颗粒。在更晚的时间点上，游离于微细胞外的金颗粒数量显著增长，这也与失去细胞壁完整性和细胞电子密度的微细胞的数量增加有关。这些资料显示微细胞遵循通过巨噬细胞展示的抗原摄取与处理的经典途径，其包括将外来颗粒摄入早期吞饮泡，然后经过吞饮泡-溶酶体融合，在酸性吞噬溶酶体中分解抗原。在传染的晚期游离于微细胞外的金颗粒可能显示了从微细胞的处理与消化中释放的LPS。

这些结果显示重组微细胞不但被哺乳动物细胞，比如巨噬细胞所吞噬，并且在胞内空泡，推测是吞噬溶酶体中被降解。

实施例7.经微细胞转染的巨噬细胞表达异源性蛋白

为了检测携带编码EGFP(在细菌细胞或微细胞中不表达)的哺乳动物基因表达质粒的重组微细胞是否能够将质粒传输至哺乳动物细胞核并在哺乳动物细胞中表达EGFP，进行了下面的实验。

如实施例5所述，将小鼠巨噬细胞系RAW-264.7的细胞在体外进行培养，并用携带质粒pEGFP-C1(表2)的纯化重组伤寒沙门氏菌、大肠杆菌与志贺氏痢疾杆菌来源的微细胞进行传染。在转染后48小时，用三维共焦显微镜观察传染的细胞。

结果显示大约20％的巨噬细胞发出绿色荧光，提示重组微细胞在巨噬细胞内，推测为在吞噬溶酶体中被分解，并且至少一部分被释放的质粒DNA在表达绿色荧光蛋白前被细胞核所摄取。对照巨噬细胞，即用非重组微细胞转染的巨噬细胞未发现绿色荧光。EGFP在实验细胞中的表达至少需要48小时。这个结果与用BioRadGenepulser电穿孔转染质粒pEGFP-C1的阳性对照巨噬细胞中所观察到的结果类似。

为了进一步证实EGFP在微细胞转染的巨噬细胞中的表达并非背景荧光，对伤寒沙门氏菌来源的微细胞重复该实验。在此情况下，用甲醛固定后，将盖玻片与抗GFP单克隆抗体(Clontech Laboratories，Palo Alto，CA，USA；1∶300稀释)一起培养，并在4摄氏度下培养过夜。用PBS洗涤盖玻片3遍(每次洗涤5分钟)，并将其与溶于PBS/BSA的2％正常山羊血清一起培养20分钟。用PBS洗涤盖玻片两遍并用溶于PBS(1∶1000稀释)的第二抗体Alexa Fluor594-抗小鼠IgG结合物进行处理。使用红(570纳米)色和绿色(488纳米)荧光显色滤光器通过共焦显微镜观察盖玻片。结果发现在巨噬细胞中观察到的绿色荧光点(在488纳米时激光激发)与红色荧光点(在570纳米时激光激发)完全相同。当使用两种激光时，绿色和红色荧光信号被定位相同，并显示出一种黄色荧光。另外，当使用Leica3D成像软件构建3D像时，发现荧光位于巨噬细胞内。这些结果显示所观察到的绿色荧光点是由于巨噬细胞表达EGFP蛋白造成的，因为抗GFP单克隆抗体(红色荧光)也识别相同的位点。

结果证实重组微细胞的确在宿主哺乳动物细胞，例如巨噬细胞中被分解，释放出质粒DNA，并且此DNA能够在哺乳动物细胞中表达外来蛋白。这表明通过重组的完整微细胞进行体内基因治疗是可行的。

当重组微细胞被引入患者体内后，可以通过针对患者体内基因产物的适当检验来监测或评估异源基因产物的存在，例如对于红细胞特异性表达，可以通过患者的外周血红细胞检验来完成。如上所述，所选择的部分检验是异源性基因产物的功能，并且易于检测。

实施例8.微细胞介导的基因传输至人乳腺癌细胞以及那里的基因表达

采用纯化自携带质粒pEGFP-C1(只表达真核基因；表2)的重组伤寒沙门氏菌minCDE-菌株的微细胞来感染人乳腺癌细胞(SK-BR-3)。在转染后48小时和96小时，通过共焦显微镜观察细胞。作为阴性对照，使用非重组微细胞转染SK-BR-3细胞，并进行类似于实验细胞的观察。

将SK-BR-3乳腺癌细胞(来源ATCC，参考No.HTB-30)在6阱板中的盖玻片上培养，并生长至大约50％融合。向细胞中加入携带真核GFP-表达质粒pEGFP-1的微细胞，并在1000克离心10分钟以使微细胞/SK-BR-3细胞接触。将细胞培养48小时，然后加入G-418(400毫克/毫升)，某些阱中不加G-418。进一步培养48小时后，用4％甲醛将全部盖玻片固定1小时。将盖玻片与PBS-BSA(2％BSA溶于PBS中)一起培养20分钟，并用PBS洗涤一次。将盖玻片与抗Her-2-抗体一起在4摄氏度下培养过夜(Serotec，单克隆小鼠抗人IgG；1∶100稀释)。用PBS洗涤细胞3遍，每次洗涤持续5分钟，并与Alexa Fluor594结合的第二抗体(Molecular Probe，山羊抗小鼠IgG结合物，激发：590纳米，发射：617纳米；在PBS-BSA中1∶1000稀释)一起在黑暗中培养1小时。用PBs洗涤细胞3次，每次洗涤5分钟，并用不变色介质(Molecular Probe)处理盖玻片。通过3维共焦显微镜观察全部盖玻片(用红色滤光器波长：568nm和绿色滤光器波长：488nm进行激发)。

结果显示大约10％的乳腺癌细胞明确表达位于细胞质中的绿色荧光蛋白(见照片图6A-图6C)。这在对照细胞显示的正常背景荧光上清晰可见。用抗Her-2抗体(红色荧光)可以明确的识别细胞。

这个结果显示，重组微细胞能够以导致细胞内异源性表达的方式，将哺乳动物基因表达质粒DNA传输至非噬菌细胞，例如上皮乳腺癌细胞。

实施例9.微细胞介导的基因传输以及在Balb/c小鼠体内的基因表达

为了检测重组微细胞能否将外来基因传输至体内的免疫系统细胞，用携带质粒pEGFP-C1(只表达真核基因；表2)的重组伤寒沙门氏菌minCDE-来源微细胞对小鼠进行腹膜内疫苗接种，并与用携带相同质粒的伤寒沙门氏菌ΔaroA菌株免疫接种的小鼠相比较。

如实施例3中所述纯化重组微细胞。如下制备伤寒沙门氏菌(SL3261ΔaroA菌株，表1)。将TSB中的伤寒沙门氏菌过夜培养物的1∶100接种物接种于五(5)毫升胰解酪蛋白大豆肉汤(TSB，Becton Dickinson，Palo Alto，CA，USA)中，并在37摄氏度下摇动生长，直至在600纳米下测得的光密度(O.D.)达到0.5。然后将细菌与150微升/毫升的庆大霉素(Sigma-Aldrich，Castle Hill，NSW，Australia)和150微升/毫升的氨卞青霉素(Roche)一起在37摄氏度下另外摇动培养2小时。

通过以8000rpm离心将杀死的细菌和微细胞丸化、重悬并在BSG(磷酸缓冲盐水[PBS；1.44克磷酸氢二钠，0.24克磷酸二氢钾，0.2克氯化钾，8.0克氯化钠，溶于1升蒸馏水中，pH7.4]中洗涤3次。

根据表4中的日程表，用100微升重组微细胞和重组灭活伤寒沙门氏菌对数组8只6周大的Balb/c小鼠进行腹膜内接种。一组8只小鼠保持不接种疫苗作为阴性对照。在接种前和初次疫苗接种后第14天通过眼内静脉切开对小鼠进行放血。在第23天，使用腹膜内注射12毫克苯巴比妥钠将动物全部麻醉并在处死小鼠前通过心脏穿刺收集1毫升血液。将血液在微离心机(Eppendorf，Hamburg，Germany)以3000rpm离心10分钟，并收集血清用于EKISA检验。在整个实验过程中，每周对动物进行称重并每日观察毒性体征。

表4.在Balb/c小鼠体内进行基因传输的处理配置

进行ELISA检验以检测是否有针对GFP的抗体产生，是否重组微细胞能够体内传输哺乳动物表达质粒pEGFP-C1。还检测了各组的伤寒沙门氏菌脂多糖(LPS)抗体水平。如下实施间接ELISA法。

用0.5微克/毫升的rEGFP(Clontech，Palo Alto，CA，USA)或LPS抗原(Sigma)涂布九十六(96)阱微量滴定板(Greiner GMBH，，Germany)，50微升/阱。用1％BSA(Sigma)涂板作为阴性对照。将板密封并在4摄氏度培养过夜。将板倒置以除去抗原溶液，并向每个阱加入200微升阻滞缓冲液(0.05％Tween-20[Sigma]，溶于PBS的1％BSA)，然后在室温下培养2小时。除去阻滞缓冲液并用清洗缓冲液(0.05％Tween-20，PBS)将板洗涤2次，每次5分钟。将用于EGFP和LPS的血清样品与阻滞缓冲液分别按1∶80和1∶300稀释。下一步，向每个阱中加入100微升样品，并在室温下摇动培养1小时。然后用清洗缓冲液洗涤板3遍，每次5分钟。将第二抗体，即结合碱性磷酸酶的抗小鼠免疫球蛋白(γ-&轻链；Chemicon，Temicula，CA，USA)或结合AP的抗LPS单克隆抗体(IgG1同型，Biodesign International，Saco，Maine，USA)在阻滞缓冲液中稀释，并向每个阱中加入100微升，随后在室温下摇动培养1小时。用清洗缓冲液洗涤阱3次，然后加入100微升PNPP(p-磷酸硝基苯底物；Zymed，SanFrancisco，CA，USA)。在室温下培养30分钟后，读取在405纳米下的吸光率。通过加入30微升0.5M氢氧化钠来终止反应。通过Student t检验(p)来检测ELISA数据的显著性。

结果显示在图7中。在接种疫苗后第14天，在腹膜内给药10⁸个重组微细胞的小鼠中观察到对EGFP强烈而显著的抗体反应(当与对照相比时p＜0.02)，并且所观察到的抗体反应强于使用最高剂量的灭活伤寒沙门氏菌所获得的反应。只有当携带哺乳动物表达载体pEGFP-C1的重组微细胞不但被腹膜巨噬细胞吞噬，而且在胞内空泡(推测为吞噬溶酶体)中被降解，并且至少有一些质粒DNA拷贝逃离吞噬溶酶体并进入哺乳动物细胞核时，才能观察到EGFP蛋白的抗体。将从细胞核中产生EGFP mRNA，并在细胞质中表达EGFP。在巨噬细胞中，EGFP是一种外来蛋白，因此预期它将被加工并通过MHC呈现肽。这个过程将导致针对EGFP肽的抗体反应。与使用灭活伤寒沙门氏菌的对照相比，使用抗重组微细胞的抗EGFP抗体反应将更高。

还测量了抗LPS反应以确定对基因治疗传输载体，重组微细胞的免疫反应。结果显示抗LPS抗体反应是显著的，并且对于重组微细胞(p＝0.0004)和灭活伤寒沙门氏菌(p＝0.001)而言是相似的。参见图8。这个结果表明微细胞至少保持了在亲代细菌细胞表面发现的LPS结构。到第23天时，抗EGFP抗体反应与未经免疫的对照(重组微细胞和灭活伤寒沙门氏菌两者的对照都)已经没有差别。这并不令人惊奇，因为没有使用增强免疫以保持抗体反应。第23天的抗LPS反应与第14天所见类似。这也没有出乎意料，因为已知LPS是一种潜在免疫原，其能够诱导高而且持久的抗体滴度。

实施例10.在Balb/c小鼠中使用不同给药方法的微细胞介导的体内基因传输与基因表达

如实施例3中所示制备重组微细胞。按照表5中所显示的进度表，用100微升重组微细胞(含有质粒pEGFP-C1；表2)对数组8只6周大的Balb/c小鼠进行腹膜内接种。一组8只小鼠保持不接种疫苗，作为阴性对照。在初次疫苗接种后第14天通过眼内静脉切开对小鼠进行放血，并如实施例9中所述收集血清。

表5.在Balb/c小鼠中使用不同重组微细胞给药方法的体内基因传输处理配置

如前所述进行ELISA检验以确定是否有针对GFP的抗体产生，以及是否更高剂量的重组微细胞或者3次给药使得动物产生比2次给药更大的抗体反应。同时测定了各个组的伤寒沙门氏菌脂多糖(LPS)抗体水平。

结果显示在图9中。在接种疫苗后第14天，在腹膜内给药10⁸个重组微细胞的小鼠中观察到非常显著的抗EGFP抗体反应(与对照相比p＜0.001)。接种10⁹个微细胞的小鼠显示出更大的抗EGFP抗体反应(与对照相比p＝0.0006)，并且此剂量产生的抗体水平显著高于10⁸的低剂量(p＝0.004)。当小鼠被2次或3次给药重组微细胞时，针对EGFP蛋白的抗体反应没有显著差别，提示在这个例子中两次给药可能已经足够达到基因治疗的目的。

同时测量了抗LPS反应，以检测针对重组微细胞的免疫反应。结果显示抗LPS抗体反应具有显著性(p＝0.0004)。参见图10。

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Claims

1.一种组合物，其包括

(a)完整细菌衍生微细胞；以及

(b)为此的药学上可接受的载体，

其中所述微细胞为直径约0.4μm并含有包含编码治疗性肽或多肽的DNA序列的重组质粒，

其中所述组合物不含直径为0.2μm或更小的细菌气泡，

其中所述组合物含有每10⁷个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞，并且

其中通过所述组合物和多个非吞噬性、具内吞能力的哺乳动物细胞间的接触借以使运输所述质粒至非吞噬性、具内吞能力的哺乳动物细胞生效。

2.根据权利要求1所述的组合物，其中所述组合物包括高于10⁶并且高达10¹⁰的所述微细胞。

3.根据权利要求1所述的组合物，其中所述组合物含有每10⁸个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞。

4.根据权利要求1所述的组合物，其中所述组合物含有每10⁹个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞。

5.一种遗传转化方法，其包括

(i)提供组合物，其包括直径为约0.4μm并包含治疗性核酸分子的大于10⁶个重组完整细菌衍生微细胞，

其中所述组合物不含直径为0.2μm或更小的细菌气泡，并且

其中所述组合物含有每10⁷个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞；以及

(ii)体外将所述组合物与非吞噬性的、具内吞能力的哺乳动物细胞接触，

其中所述组合物中的所述微细胞被所述哺乳动物细胞吞噬，并且

其中所述哺乳动物细胞表达所述治疗性核酸分子。

6.根据权利要求5所述的方法，其中治疗性核酸分子包含在重组质粒中。

7.一种提纯方法，其包括将含有(a)完整细菌衍生微细胞和(b)污染物的样品(i)通过一系列横向流动滤器，然后(ii)通过终端滤器，其中从所述样品的所述污染物中分离所述微细胞，以获得纯化的微细胞组合物，所述微细胞组合物不含直径为0.2μm或更小的细菌气泡，并且其中所述组合物含有每10⁷个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞，

其中所述纯化的微细胞组合物中的所述微细胞能被非吞噬性的、具内吞能力的哺乳动物细胞吞噬。

8.根据权利要求7所述的方法，其进一步包括用抗生素处理所述纯化微细胞组合物的步骤。

9.根据权利要求7所述的方法，其进一步包括将上述含有微细胞的所述样品进行差速离心的预备步骤。

10.根据权利要求7所述的方法，其中所述的系列横向流动滤器包括至少1个孔径大于或等于0.45微米的滤器，以及至少一个孔径小于或等于0.2微米的滤器。

11.根据权利要求10所述的方法，其中所述的终端滤器的孔径为大约0.45微米。

12.根据权利要求11所述的方法，其中所述的系列横向流动滤器包括至少2个孔径为大约0.45微米的滤器，以及至少1个孔径为大约0.2微米的滤器。

13.根据权利要求12所述的方法，其进一步包括用抗生素处理所述纯化的微细胞组合物的步骤。

14.根据权利要求7所述的方法，其中所述纯化的微细胞组合物含有每10⁸个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞。

15.根据权利要求7所述的方法，其中所述纯化微细胞组合物含有每10⁹个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞。

16.一种完整细菌衍生微细胞的组合物在制备用于治疗疾病或改变特性的药物中的用途，所述治疗疾病或改变特性通过将该药物给予细胞、组织或器官而实现，

其中所述组合物不含直径为0.2μm或更小的细菌气泡，

17.根据权利要求16所述的用途，其中所述组合物含有每10⁸个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞。

18.根据权利要求16所述的用途，其中所述组合物含有每10⁹个微细胞少于1个的污染性亲代细菌细胞。

19.根据权利要求16-18任一项所述的用途，其中治疗性核酸分子包含在重组质粒中。