WO2023136266A1 - 食用魚の生産方法及び食用魚 - Google Patents

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breeding water
edible fish
edible
producing
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壮一 渡邊
いづみ 岩本
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Kakishima Trout Farm Co Ltd
University of Tokyo NUC
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Kakishima Trout Farm Co Ltd
University of Tokyo NUC
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    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A01—AGRICULTURE; FORESTRY; ANIMAL HUSBANDRY; HUNTING; TRAPPING; FISHING
    • A01K—ANIMAL HUSBANDRY; AVICULTURE; APICULTURE; PISCICULTURE; FISHING; REARING OR BREEDING ANIMALS, NOT OTHERWISE PROVIDED FOR; NEW BREEDS OF ANIMALS
    • A01K61/00—Culture of aquatic animals
    • A01K61/10—Culture of aquatic animals of fish
    • A—HUMAN NECESSITIES
    • A23—FOODS OR FOODSTUFFS; TREATMENT THEREOF, NOT COVERED BY OTHER CLASSES
    • A23L—FOODS, FOODSTUFFS OR NON-ALCOHOLIC BEVERAGES, NOT OTHERWISE PROVIDED FOR; PREPARATION OR TREATMENT THEREOF
    • A23L17/00—Food-from-the-sea products; Fish products; Fish meal; Fish-egg substitutes; Preparation or treatment thereof
    • Y—GENERAL TAGGING OF NEW TECHNOLOGICAL DEVELOPMENTS; GENERAL TAGGING OF CROSS-SECTIONAL TECHNOLOGIES SPANNING OVER SEVERAL SECTIONS OF THE IPC; TECHNICAL SUBJECTS COVERED BY FORMER USPC CROSS-REFERENCE ART COLLECTIONS [XRACs] AND DIGESTS
    • Y02—TECHNOLOGIES OR APPLICATIONS FOR MITIGATION OR ADAPTATION AGAINST CLIMATE CHANGE
    • Y02A—TECHNOLOGIES FOR ADAPTATION TO CLIMATE CHANGE
    • Y02A40/00—Adaptation technologies in agriculture, forestry, livestock or agroalimentary production
    • Y02A40/80—Adaptation technologies in agriculture, forestry, livestock or agroalimentary production in fisheries management
    • Y02A40/81—Aquaculture, e.g. of fish

Definitions

  • the present invention relates to a method for producing food fish and food fish.
  • Patent Document 1 describes a method of cultivating rainbow trout and coho salmon in freshwater and seawater and shipping them.
  • Patent Document 2 describes an invention in which yellowtail, red sea bream, goldfish, prawns, and short-necked clams are immersed in an aqueous solution containing various amino acids including alanine and valine to increase the concentration of amino acids in muscles.
  • Non-Patent Document 1 is a technique of exposing cultured fish to high-salinity water just before shipment to temporarily increase the amino acid content in the fish meat and improve the taste.
  • non-patent document 1 describes an invention in which various amino acids in muscles are increased by transferring tiger puffer from an environment with a salinity of 0.9% to seawater with a salinity of 3.5%.
  • the present invention increases the resistance to osmotic stress load by alleviating the stress load due to deterioration of water quality, maximizes the effect of improving taste and reduces the risk of mortality, and produces edible fish with higher umami than before.
  • the task is to produce efficiently without dying.
  • a first aspect includes a first step of stopping the supply of food to the food fish raised in the first breeding water, and after stopping the food supply to the food fish, the food fish breeding water is supplied to the food fish in the first step. a second step of transferring the first breeding water to a second breeding water having a higher salt concentration than the first breeding water; and a third step of landing the edible fish from the second breeding water after transferring to the second breeding water.
  • a second aspect is the method of producing an edible fish according to the first aspect, wherein the fasting period during which the supply of food is stopped prior to landing does not exceed 4 days.
  • a third aspect is the method for producing edible fish according to the first or second aspect, wherein the period of high-salinity treatment in which the fish are reared in the second breeding water prior to landing does not exceed 3 days.
  • the blood osmotic pressure of the food fish within a period not exceeding two days after the transfer from the first breeding water to the second breeding water is This is the method for producing edible fish, wherein the blood osmotic pressure is increased by 20% or more relative to the blood osmotic pressure during breeding in the first breeding water.
  • the concentration of alanine in the muscle of the edible fish at the time of landing is the same as the concentration of alanine when shifting from the first breeding water to the second breeding water.
  • This is a method for producing food fish, which increases the concentration of alanine in the muscle of the food fish by 1.5 times or more.
  • a sixth aspect is the method for producing food fish according to any one of the first to fifth aspects, wherein the first breeding water is fresh water or low-salinity breeding water having an osmotic pressure of 250 mOsm/kg or less. be.
  • a seventh aspect is the method for producing an edible fish according to the sixth aspect, wherein the edible fish is a fish species capable of growing in freshwater and seawater.
  • An eighth aspect is the method for producing an edible fish according to the seventh aspect, wherein the edible fish is a fish belonging to the Salmonidae family.
  • a ninth aspect is the method for producing an edible fish according to the eighth aspect, wherein the edible fish is rainbow trout.
  • a tenth aspect is any one of the sixth to ninth aspects, wherein the second breeding water is high-salinity breeding water with a salt concentration of 27 ⁇ or more or an osmotic pressure of 800 mOsm/kg or more. production method.
  • An eleventh aspect is the method for producing an edible fish according to any one of the first to fifth aspects, wherein the edible fish is a fish species that cannot grow in seawater.
  • a twelfth aspect is the method for producing food fish according to the eleventh aspect, wherein the second breeding water is breeding water with a high salinity concentration that does not exceed a salinity concentration of 14 ⁇ or an osmotic pressure that does not exceed 400 mOsm/kg. be.
  • a thirteenth aspect is the method for producing food fish according to any one of the first to tenth aspects, wherein the food fish, including rainbow trout, has a blood osmotic pressure of 382 mOsm/kg or more.
  • a fourteenth aspect is a method for producing food fish according to any one of the first to tenth and thirteenth aspects, wherein the concentration of alanine in the muscle is 7.1 mM or more, including rainbow trout. .
  • a fifteenth aspect is an edible fish, including rainbow trout, landed after a fasting period and having a blood osmotic pressure of 382 mOsm/kg or more.
  • a sixteenth aspect is an edible fish, including rainbow trout, landed after a fasting period and having a muscle alanine concentration of 7.1 mM or higher.
  • the gene expression level of ALT (alanine aminotransferase) involved in alanine biosynthesis in muscle, which is landed after a fasting period, is significantly increased compared to the food fish of the same species. , are edible fish, including rainbow trout.
  • the process of exposing to high-salinity water is started after the start of fasting, the stress load caused by the deterioration of water quality is alleviated and the resistance to the osmotic stress load is enhanced.
  • the effect of enhancing the taste is maximized and the risk of death is reduced, and it is possible to efficiently produce food fish with higher umami taste than before without causing death.
  • FIG. 1 is a flow chart explaining each step of the method for producing food fish according to the first and second embodiments.
  • FIGS. 2(A) and 2(B) are timing charts illustrating the methods of producing food fish according to the first embodiment and the second embodiment, respectively.
  • FIG. 3 is a graph showing the measurement results of the example, showing changes in the concentration of alanine in the muscles of rainbow trout.
  • FIG. 4 is a graph showing the measurement results of the example, showing changes in the concentration of glutamic acid in the muscles of rainbow trout.
  • FIG. 5 is a graph showing the measurement results of the example, showing changes in the concentration of anserine in the muscles of rainbow trout.
  • FIG. 3 is a graph showing the measurement results of the example, showing changes in the concentration of alanine in the muscles of rainbow trout.
  • FIG. 4 is a graph showing the measurement results of the example, showing changes in the concentration of glutamic acid in the muscles of rainbow trout.
  • FIG. 5 is a graph showing the measurement results of the
  • FIG. 6A is a graph showing the gene expression levels of ALT involved in alanine biosynthesis in muscle of food fish produced by the method for producing food fish of the first embodiment, in comparison with comparative examples.
  • FIG. 6B is a graph showing the gene expression level of ALT of another species involved in alanine biosynthesis in the muscle of the food fish produced by the method for producing food fish of the first embodiment, in comparison with a comparative example.
  • FIG. 7 is a graph showing the plasma osmotic pressure of food fish produced by the method for producing food fish of the first embodiment, in comparison with a comparative example.
  • FIG. 1 is a flow chart showing each step of the method for producing food fish according to the first embodiment.
  • Figures 2(A) and (B) show a timing chart of the method for producing food fish according to the first embodiment.
  • the edible fish targeted in the first embodiment is rainbow trout.
  • Rainbow trout is a fish species belonging to the Salmonidae family, and is a fish species that can grow in both freshwater and seawater.
  • the first water tank stores the first breeding water.
  • the first breeding water is fresh water, for example.
  • a predetermined population of rainbow trout is housed in the first water tank. Feed the rainbow trout regularly.
  • the first breeding water does not necessarily have to be fresh water, and may be breeding water with a low salinity concentration that differs from the second breeding water in salinity concentration.
  • the first breeding water is preferably breeding water with a low salt concentration of 250 mOsm/kg or less.
  • a feeding stop start date and time T1 is set at a predetermined date and time before the rainbow trout is landed, and the first breeding water is used during a predetermined fasting period (T1 to Te1) from the feeding stop start date and time T1 to the fasting end date and time Te1. Stop feeding the captive rainbow trout.
  • the fasting period (T1-Te1) should preferably not exceed 4 days before landing the rainbow trout. If the fasting period (T1-Te1) is longer than 4 days, the concentration of free amino acids in the body of the rainbow trout will decrease, and the lipid content will decrease, which may reduce the quality of the fish as an edible fish. be.
  • the fasting end date and time Te1 may be any of the beginning T2, the middle, and the end Te2 of the high-salinity treatment period (T2 to Te2) described later.
  • the fasting end date and time Te1 is desirably a point in time when water quality does not significantly deteriorate due to excretion or vomiting.
  • the fasting end date and time Te1 may be a time when the risk of death can be reduced and the effect of improving taste can be enhanced (first step S1).
  • the rainbow trout is transferred from the first tank to the second tank at a second rearing water transfer date T2 after the feeding stop start date T1 when the supply of food to the rainbow trout is stopped.
  • a second breeding water is stored in the second water tank.
  • the second breeding water is, for example, 80% diluted seawater. 80% diluted seawater corresponds to high salinity breeding water with a salinity of 27 ⁇ or an osmotic pressure of 800 mOsm/kg.
  • the second breeding water is not necessarily limited to seawater diluted with tap water or distilled water, and may be breeding water with a higher salt concentration than the first breeding water.
  • the second breeding water is desirably high salt concentration breeding water with a salt concentration of 27 ⁇ or more or an osmotic pressure of 800 mOsm/kg or more.
  • transition from the first breeding water to the second breeding water does not necessarily have to be accompanied by a shift from the first tank to the second tank. good.
  • the high-salinity treatment period (T2-Te2) is set from the second breeding water transfer date and time T2 to the high-salinity treatment end date and time Te2, and the rainbow trout is exposed to high-salinity water during this high-salinity treatment period (T2-Te2). do.
  • the high-salinity treatment period (T2-Te2) should preferably not exceed 3 days before landing the rainbow trout. This is because if the high-salinity treatment period (T2 to Te2) exceeds 3 days before landing the rainbow trout, the risk of mortality may increase (second step S2).
  • the rainbow trout are landed from the second breeding water on the landing date and time T3 after the second breeding water transfer time and date T2 when the breeding water for the rainbow trout is transferred from the first breeding water to the second breeding water.
  • the landing date and time T3 may be the same date and time as the high-salinity treatment end date and time Te2, or may be a date and time after the high-salinity treatment end date and time Te2.
  • landing is used as a concept including immediate killing. Almost at the same time as landing, ikijime or nerve-jime is performed. For example, after landing rainbow trout, katsujime or nerve-jime is performed on the spot without transportation.
  • the fasting period (T1 to Te1) is set to 3 days, and the two consecutive days of the fasting period (T1 to Te1) are set to the high salt treatment period (T2 to Te2). Landing can be done at the same time as the end.
  • the end Te1 of the fasting period (T1-Te1) and the beginning T2 of the high-salinity treatment period (T2-Te2) coincide, the end Te2 of the high-salinity treatment period (T2-Te2) and the landing date T3 coincide, Landing is performed in 5 days from the start of fasting (third step S3).
  • the process of exposure to high-salinity water is started. Therefore, the stress load caused by deterioration of water quality is alleviated. Then, the stress capacity of the rainbow trout can be distributed to the osmotic pressure stress that is effective in enhancing the taste of the rainbow trout. This enhances the resistance to osmotic stress loads, maximizing the effect of enhancing the taste and reducing the risk of mortality. For this reason, it is possible to efficiently produce edible fish with high umami flavor compared with the conventional method without killing them.
  • the blood osmotic pressure of the rainbow trout should be increased by 20% or more compared to the blood osmotic pressure during breeding in the first breeding water within a period not exceeding two days after the transition from the first breeding water to the second breeding water. It is desirable to set each parameter to In addition, the concentration of alanine in the muscle of the rainbow trout at the time of landing is increased by 1.5 times or more as compared to the concentration of alanine in the muscle of the rainbow trout when shifting from the first breeding water to the second breeding water. It is desirable to set each parameter as follows.
  • Fresh water was used as the first breeding water, and 80% diluted seawater (salinity: 27 ⁇ or osmotic pressure: 800 mOsm/kg) was used as the second breeding water.
  • the fasting period (T1-Te1) was set to 3 days, and the two days following the fasting period (T1-Te1) were set to the high-salinity treatment period (T2-Te2).
  • the blood osmotic pressure of the rainbow trout increased by 21.2% compared to the blood osmotic pressure (315 mOsm/kg) during breeding in the first breeding water after one day from the start of high salt treatment T2. Furthermore, the blood osmotic pressure of the rainbow trout increased by 30.7% compared to the blood osmotic pressure (315 mOsm/kg) when the rainbow trout were reared in the first breeding water two days after the start of the high-salt treatment T2.
  • the blood osmotic pressure of the rainbow trout within a period not exceeding two days after the transfer from the first breeding water to the second breeding water was higher than the blood osmotic pressure during breeding in the first breeding water. An increase of 20% or more was confirmed.
  • FIG. 3 shows changes in the concentration of alanine in muscle.
  • the horizontal axis is before the transition (T1 at the start of fasting), the first day after the transition (one day after the start of the high-salt treatment T2), and the second day after the transition (two days after the start of the high-salt treatment T2), and the vertical axis. indicates the concentration (mM) of alanine in muscle.
  • the dashed line in the figure indicates a taste threshold of 7.1 mM.
  • Alanine is a representative substance of sweetness among tastes.
  • FIG. 4 shows changes in the concentration of glutamate in muscle.
  • the horizontal axis is before the transition (T1 at the start of fasting), the first day after the transition (one day after the start of the high-salt treatment T2), and the second day after the transition (two days after the start of the high-salt treatment T2), and the vertical axis. indicates the concentration (mM) of glutamate in muscle.
  • Glutamic acid is a representative substance of umami among tastes.
  • FIG. 5 shows changes in the concentration of anserine in muscle.
  • the horizontal axis is before the transition (T1 at the start of fasting), the first day after the transition (one day after the start of the high-salt treatment T2), and the second day after the transition (two days after the start of the high-salt treatment T2), and the vertical axis. indicates the concentration (mM) of anserine in muscle.
  • Anserine is a component that is abundantly contained in the muscles of salmonid fish and the like, and is reported to have functions such as lowering blood pressure, lowering uric acid levels, high inflammation, anti-fatigue, and scavenging active oxygen.
  • the concentration of alanine in the muscles of the rainbow trout at the start of fasting T1 was 3.5 (mM)
  • the concentration of alanine in the muscles of the rainbow trout on the second day after transition (T2 at the start of high salt treatment) was 3.5 (mM).
  • the concentration was 10 (mM).
  • the concentration of alanine in the muscles of the rainbow trout at the time of landing is 1.5 times or more the concentration of alanine in the muscles of the rainbow trout when shifting from the first breeding water to the second breeding water. was confirmed.
  • the concentration (mM) of alanine in the muscles of the rainbow trout exceeded the taste threshold of 7.1 mM after the first day from the start of the high-salt treatment T2, and it was evaluated that the taste was enhanced. .
  • the concentration (mM) of alanine in the muscle of the rainbow trout continued to rise from T2 at the start of the salt treatment until the second day.
  • the high salt treatment period (T2 to Te2) should be set to two days, two days plus a predetermined period, or two days minus a predetermined period to improve the taste of the rainbow trout. desirable to obtain.
  • the concentration of glutamic acid in the muscle increases from the start to the end of the high-salt treatment, and it is considered that amino acid biosynthesis related to glycolysis and the citric acid cycle is enhanced. bottom. There was no decrease in muscle concentrations of the antioxidant anserine from the beginning to the end of high-salt treatment.
  • the rainbow trout produced by the production method of the first embodiment is landed after a fasting period, and is characterized by having a blood osmotic pressure of 382 mOsm/kg or more.
  • the rainbow trout produced by the production method of the first embodiment is landed after a fasting period, and is characterized by having a concentration of alanine in the muscle of 7.1 mM or higher.
  • the production method is the production method of the food fish of the first embodiment.
  • the method for producing rainbow trout as food fish and the rainbow trout produced by this production method have been described.
  • the first embodiment can be applied to fish species belonging to the Salmonidae family other than rainbow trout, such as chum salmon, Atlantic salmon (Atlantic salmon), sockeye salmon, coho salmon, and king salmon.
  • the first embodiment can be applied to fish species that can grow in freshwater and seawater, such as eel.
  • the first embodiment can be applied to seawater fish that cannot grow in freshwater, such as tuna, bonito, horse mackerel, sardine, pufferfish, and other fish species belonging to the genus Tuna, Bonito, Soma, Tiger puffer, and the like.
  • the first embodiment can also be applied to fish species that cannot grow in seawater, such as loach, carp, and crucian carp.
  • the edible fish targeted in the second embodiment are fish species that cannot grow in seawater.
  • the first water tank stores the first breeding water.
  • the first breeding water is fresh water, for example.
  • a first water tank contains a predetermined population of edible fish that cannot grow in seawater. Raise food fish while feeding them on a regular basis.
  • the first breeding water does not necessarily have to be fresh water, and may be breeding water with a low salinity concentration that differs from the second breeding water in salinity concentration.
  • the first breeding water is preferably breeding water with a low salt concentration of 250 mOsm/kg or less.
  • the first breeding water is used during a predetermined fasting period (T1-Te1) from the start date and time T1 of stopping feeding to the end date and time Te1 of fasting. stop feeding food fish kept in
  • the fasting period (T1-Te1) should preferably not exceed 4 days before landing the fish for food.
  • the fasting end date and time Te1 may be any of the beginning T2, the middle, and the end Te2 of the high-salinity treatment period (T2 to Te2) described later.
  • the fasting end date and time Te1 is desirably a point in time when water quality does not significantly deteriorate due to excretion or vomiting.
  • the fasting end date and time Te1 may be a time when the risk of death can be reduced and the effect of improving taste can be enhanced (first step S1).
  • the edible fish are transferred from the first tank to the second tank at a second breeding water transfer date T2 after the feeding stop start date T1 at which the supply of food to the edible fish is stopped.
  • a second breeding water is stored in the second water tank.
  • the second breeding water may have a salt concentration higher than that of the first breeding water.
  • the second breeding water is, for example, breeding water with a salt concentration of 14 ⁇ or an osmotic pressure of 400 mOsm/kg.
  • the second breeding water is desirably high-salinity breeding water with a salinity not exceeding 14 ⁇ or an osmotic pressure not exceeding 400 mOsm/kg.
  • the blood osmotic pressure may be higher than the osmotic pressure of the second breeding water, and the fish may not be able to survive when the salinity exceeds 14 ⁇ or the osmotic pressure exceeds 400 mOsm/kg.
  • transition from the first breeding water to the second breeding water does not necessarily have to be accompanied by a shift from the first tank to the second tank. good.
  • the high-salinity treatment period (T2-Te2) is set from the second breeding water transfer date and time T2 to the high-salinity treatment end date and time Te2, and the process of exposing the edible fish to high-salinity water during this high-salinity treatment period (T2-Te2). Execute.
  • the high-salinity treatment period (T2 to Te2) is desirably a period not exceeding 3 days before the fish for food is landed (second step S2).
  • the edible fish are landed from the second breeding water on the landing date and time T3 after the second breeding water transfer date and time T2 when the breeding water for the edible fish is shifted from the first breeding water to the second breeding water.
  • the landing date and time T3 may be the same date and time as the high-salinity treatment end date and time Te2, or may be a date and time after the high-salinity treatment end date and time Te2.
  • ikijime or nerve-jime is performed.
  • tightening or nerve tightening is performed on the spot without transportation.
  • the fasting period (T1 to Te1) is set to 3 days, and the two consecutive days of the fasting period (T1 to Te1) are set to the high salt treatment period (T2 to Te2). Landing can be done at the same time as the end.
  • the end Te1 of the fasting period (T1-Te1) and the beginning T2 of the high-salinity treatment period (T2-Te2) coincide, the end Te2 of the high-salinity treatment period (T2-Te2) and the landing date T3 coincide, Landing is performed in 5 days from the start of fasting (third step S3).
  • the stress load due to the deterioration of water quality is alleviated and the resistance to the osmotic stress load is enhanced.
  • the effect of raising the taste is maximized and the risk of death is reduced, and it is possible to efficiently produce edible fish with higher umami than before without causing death. .
  • 6A and 6B show the gene expression levels of two ALTs (alanine aminotransferases) involved in alanine biosynthesis in the muscle of food fish produced by the method for producing food fish of the first embodiment, compared with a comparative example. It is a graph shown by
  • FIG. 6A shows a group of food fish (hereinafter referred to as seawater transfer group) G11 produced by the method for producing food fish of the first embodiment for one of the two types of ALT, and G11 of the food fish of the first comparative example.
  • Group G21 hereinafter referred to as pre-transition control group
  • group G22 of food fish of the second comparative example hereinafter referred to as post-transition control group
  • FIG. 6B shows the ALT of the other of the two types of ALT, the group of food fish (hereinafter referred to as the seawater transition group) G12 produced by the method for producing food fish of the first embodiment, and the food fish of the third comparative example.
  • Group G23 (hereinafter referred to as pre-transition control group) and group G24 of the fourth comparative example of food fish hereinafter referred to as post-transition control group) are shown for comparison.
  • the seawater migration groups G11 and G12 are groups of rainbow trout that have been transferred from a freshwater rearing environment to a seawater rearing environment and landed after a fasting period, for example, a group of six rainbow trout samples.
  • the pre-transition control groups G21 and G23 are groups of rainbow trout landed in a freshwater breeding environment, for example, a group of rainbow trout with 6 samples.
  • Post-transfer control groups G22 and G24 are rainbow trout that were transferred from the freshwater breeding environment to the freshwater breeding environment in another tank, and landed after a fasting period.
  • the vertical axis in FIGS. 6A and 6B indicates the expression level of ALT mRNA/ef1 ⁇ ( ⁇ 10 3 ). Note that "10 ⁇ 3" is defined as “10 to the third power”. ef1 ⁇ is an internal standard gene, and is used here for standardization when quantifying the expression level of ALT mRNA. In the embodiment, the ALT gene expression level is evaluated as the ALT mRNA expression level.
  • the vertical axes in FIGS. 6A and 6B indicate average values measured for six rainbow trout samples.
  • Tukey's HSD Test was used to compare seawater transfer groups G11 and G12 with pre-transfer control groups G21 and G23 and post-transfer control groups G22 and G24 of comparative examples.
  • the significance level was 0.05 (5%), and significance was determined when the significance probability P value was smaller than the significance level of 0.05 (P ⁇ 0.05). The test was repeated for six rainbow trout samples.
  • the gene expression level of the ALT of the other species in the seawater migration group G12 is the control group G23 before migration of Comparative Example 3 and the ALT gene of the other species in the control group G24 after migration of Comparative Example 4.
  • the increase relative to the expression level was statistically significant (not an accidental increase), and was attributed to the transition from the freshwater breeding environment to the seawater breeding environment and going through a fasting period. became clear.
  • the gene expression level of ALT, an enzyme involved in alanine biosynthesis, in the alanine metabolic pathway in an individual of an edible fish, for example, a rainbow trout decreased to that of a comparative example. increases significantly compared to From this result, it is considered that the biosynthesis of alanine is promoted with the transition of the seawater environment through the fasting period, and the amount of alanine accumulated in the muscles of the rainbow trout significantly increases compared to the comparative example.
  • the ALT gene expression level was involved in the increase in alanine accumulation.
  • Alanine a free amino acid, is deeply involved in the taste (sweetness) of rainbow trout. Therefore, the group of rainbow trout exhibiting a significant increase in the ALT gene expression level compared to the comparative example is the rainbow trout with enhanced taste (sweetness) produced by the method for producing food fish of the first embodiment. It can be specified as a group.
  • FIG. 7 is a graph showing the plasma osmotic pressure of food fish produced by the method for producing food fish of the first embodiment, in comparison with a comparative example.
  • seawater transition group G13 produced by the food fish production method of the first embodiment, pre-transfer control group G25 of the fifth comparative example, and post-transfer control of the sixth comparative example Group G26 is shown in contrast.
  • the vertical axis in FIG. 7 indicates plasma osmotic pressure (mOsm/kg).
  • the seawater migration group G13 is the same population as the seawater migration groups G11 and G12 shown in FIGS. 6A and 6B.
  • the seawater migration group G13 is the same population as the seawater migration groups G11 and G12 shown in FIGS. 6A and 6B.
  • the pre-migration control group G25 is the same group of individuals as the pre-migration control groups G21 and G23 shown in FIGS. 6A and 6B.
  • the post-migration control group G26 is the same group of individuals as the post-migration control groups G22 and G24 shown in FIGS. 6A and 6B.
  • FIG. 7 shows that the average plasma osmotic pressure of the seawater migration group G13 was 383 mOsm/kg, the average plasma osmotic pressure of the control group G25 before migration of the fifth comparative example was 303 mOsm/kg, and the migration of the sixth comparative example was 303 mOsm/kg. It shows an increase compared to the mean plasma osmolarity of 308 mOsm/kg in the post-control group G26.
  • the increase in plasma osmotic pressure in the seawater transfer group G13 shown in FIG. It shows an increase in alanine as an amino acid.
  • the group of rainbow trout is a group of rainbow trout in which alanine biosynthesis is performed by ALT in the alanine metabolic pathway in the rainbow trout individual, thereby increasing alanine in the muscle, and the production of the first embodiment It can be identified as a group of rainbow trout with enhanced palatability (sweetness) produced by the method.

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Abstract

水質悪化によるストレス負荷を緩和することで浸透圧ストレス負荷に対する耐性を高めて、味上げの効果の最大化と斃死リスクの低減を図り、従来と比較して高い旨味の食用魚を斃死させることなく効率よく生産する。第１の飼育水で飼育される食用魚に対する餌の供給を停止する第１工程と、前記食用魚に対する餌の供給を停止した後に、前記食用魚の飼育水を、前記第１の飼育水から当該第１の飼育水の塩分濃度よりも高い塩分濃度の第２の飼育水に移行させる第２工程と、前記食用魚の飼育水を、前記第１の飼育水から前記第２の飼育水に移行させた後に、前記食用魚を前記第２の飼育水から水揚げする第３工程と、を含む食用魚の生産方法である。

Description

食用魚の生産方法及び食用魚
本発明は、食用魚の生産方法及び食用魚に関する。
　下記特許文献１には、ニジマスやギンザケを淡水と海水で養殖して出荷する方法が記載されている。
下記特許文献２には、ハマチ、マダイ、金魚、車海老、アサリを、アラニン、バリンを含む各種アミノ酸含有の水溶液に浸漬させて、筋肉中のアミノ酸濃度を増大させるという発明が記載されている。
また、魚の浸透圧調節機構を利用した「味上げ」の技術は下記非特許文献１に見られように既に知られている。「味上げ」とは、養殖した出荷直前の魚を高塩分水に晒すことで、魚肉中のアミノ酸含量を一過的に上昇させて味を向上させる技術のことである。
下記非特許文献１には、トラフグを塩分濃度０．９％の環境から塩分濃度３．５％の海水に移して筋肉中の各種アミノ酸を上昇させるという発明が記載されている。
特許６６２６６０８号公報 特開２０１９-１８７３０４号公報
野口勝明著、「温泉水を用いた閉鎖循環型トラフグ養殖システムの開発」、日本水産学会誌、公益社団法人　日本水産学会、２０１７年、第８３巻、第５号、ｐ．７５０-ｐ．７５３
　本発明は、水質悪化によるストレス負荷を緩和することで浸透圧ストレス負荷に対する耐性を高めて、味上げの効果の最大化と斃死リスクの低減を図り、従来と比較して高い旨味の食用魚を斃死させることなく効率よく生産することを課題とする。
第１の態様は、第１の飼育水で飼育される食用魚に対する餌の供給を停止する第１工程と、前記食用魚に対する餌の供給を停止した後に、前記食用魚の飼育水を、前記第１の飼育水から当該第１の飼育水の塩分濃度よりも高い塩分濃度の第２の飼育水に移行させる第２工程と、前記食用魚の飼育水を、前記第１の飼育水から前記第２の飼育水に移行させた後に、前記食用魚を前記第２の飼育水から水揚げする第３工程と、を含む食用魚の生産方法である。
第２の態様は、第１の態様において、水揚げ前に餌の供給が停止されている絶食期間が４日を超えない期間である、食用魚の生産方法である。
第３の態様は、第１又は第２の態様において、水揚げ前に前記第２の飼育水で飼育されている高塩分処理期間が３日を超えない期間である、食用魚の生産方法である。
第４の態様は、第１から第３の態様のいずれかにおいて、前記第１の飼育水から前記第２の飼育水に移行後２日を超えない期間内に前記食用魚の血液浸透圧が、前記第１の飼育水における飼育時の血液浸透圧に対して２０％以上上昇する、食用魚の生産方法である。
第５の態様は、第１から第４の態様のいずれかにおいて、水揚げ時の前記食用魚の筋肉中のアラニンの濃度が、前記第１の飼育水から前記第２の飼育水に移行する際の前記食用魚の筋肉中のアラニンの濃度に対して１．５倍以上に上昇する、食用魚の生産方法である。
第６の態様は、第１から第５の態様のいずれかにおいて、前記第１の飼育水は、淡水又は浸透圧が２５０ｍＯｓｍ／ｋｇ以下の低塩分濃度の飼育水である、食用魚の生産方法である。
第７の態様は、第６の態様において、前記食用魚は、淡水及び海水で生育可能な魚種である、食用魚の生産方法である。
第８の態様は、第７の態様において、前記食用魚は、サケ科に属する魚種である、食用魚の生産方法である。
第９の態様は、第８の態様において、前記食用魚は、ニジマスである、食用魚の生産方法である。
第１０の態様は、第６から第９の態様のいずれかにおいて、前記第２の飼育水は、塩分濃度２７‰以上又は浸透圧８００ｍＯｓｍ／ｋｇ以上の高塩分濃度の飼育水である、食用魚の生産方法である。
第１１の態様は、第１から第５の態様のいずれかにおいて、前記食用魚は、海水で生育不可能な魚種である、食用魚の生産方法である。
第１２の態様は、第１１の態様において、前記第２の飼育水は、塩分濃度１４‰を超えない又は浸透圧４００ｍＯｓｍ／ｋｇを超えない高塩分濃度の飼育水である、食用魚の生産方法である。
第１３の態様は、第１から第１０の態様のいずれかにおいて、血液の浸透圧が３８２ｍＯｓｍ／ｋｇ以上である、ニジマスを含む食用魚を生産する、食用魚の生産方法である。
第１４の態様は、第１から第１０及び第１３の態様のいずれかにおいて、筋肉中のアラニンの濃度が７．１ｍＭ以上である、ニジマスを含む食用魚を生産する、食用魚の生産方法である。
第１５の態様は、絶食期間を経て水揚げされ、血液の浸透圧が３８２ｍＯｓｍ／ｋｇ以上になっている、ニジマスを含む食用魚である。
第１６の態様は、絶食期間を経て水揚げされ、筋肉中のアラニンの濃度が７．１ｍＭ以上になっている、ニジマスを含む食用魚である。
第１７の態様は、絶食期間を経て水揚げされ、筋肉中のアラニン生合成に関与するＡＬＴ（アラニンアミノトランスフェラーゼ）の遺伝子発現量が、同種の食用魚と比較して、有意な増加を呈している、ニジマスを含む食用魚である。
本発明によれば、絶食開始を経て高塩分水に晒す処理に移行するようにしたので、水質悪化によるストレス負荷が緩和され浸透圧ストレス負荷に対する耐性が高められる。これにより味上げの効果の最大化と斃死リスクの低減が図られ、従来と比較して高い旨味の食用魚を斃死させることなく効率よく生産することができる。
図１は、第１実施形態及び第２実施形態の食用魚の生産方法の各工程を説明するフローチャートである。 図２(Ａ)、(Ｂ)はそれぞれ、第１実施形態及び第２実施形態の食用魚の生産方法を例示するタイミングチャートである。 図３は、実施例の測定結果を示すグラフで、ニジマスの筋肉中のアラニンの濃度の変化を示すグラフである。 図４は、実施例の測定結果を示すグラフで、ニジマスの筋肉中のグルタミン酸の濃度の変化を示すグラフである。 図５は、実施例の測定結果を示すグラフで、ニジマスの筋肉中のアンセリンの濃度の変化を示すグラフである。 図６Ａは、第１実施形態の食用魚の生産方法によって生産された食用魚の筋肉中のアラニン生合成に関与するＡＬＴの遺伝子発現量を、比較例と比較して示すグラフである。 図６Ｂは、第１実施形態の食用魚の生産方法によって生産された食用魚の筋肉中のアラニン生合成に関与する別の種のＡＬＴの遺伝子発現量を、比較例と比較して示すグラフである。 図７は、第１実施形態の食用魚の生産方法によって生産された食用魚の血漿浸透圧を、比較例と比較して示すグラフである。
以下、図面を参照して本発明に係る食用魚の生産方法及び食用魚の第１実施形態について説明する。
（第１実施形態）
　図１は第１実施形態の食用魚の生産方法の各工程をフローチャートで示す。
　図２(Ａ)、(Ｂ)は第１実施形態の食用魚の生産方法をタイミングチャートで示す。
第１実施形態で対象としている食用魚はニジマスである。ニジマスはサケ科に属する魚種であり、淡水及び海水で生育可能な魚種である。
（第１工程）
第１の水槽には、第１の飼育水が貯留されている。第１の飼育水は、例えば淡水である。
第１の水槽に、所定個体数のニジマスを収容する。定期的にニジマスに餌を供給しながら飼育する。第１の飼育水は、必ずしも淡水である必要はなく、第２の飼育水と比較して塩分濃度差がある低塩分濃度の飼育水であればよい。第１の飼育水は、２５０ｍＯｓｍ／ｋｇ以下の低塩分濃度の飼育水であることが望ましい。
ニジマスを水揚げする前の所定の日時に給餌停止開始日時Ｔ1を定めて、その給餌停止開始日時Ｔ1から絶食終了日時Ｔe1までの所定の絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）の間、第１の飼育水で飼育されるニジマスに対する餌の供給を停止する。
ニジマスに対する餌の供給を停止することで、アンモニア濃度上昇等の水質悪化が抑制される。このため水質悪化によるニジマスのストレス負荷が緩和される。
絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）は、ニジマスを水揚げする前の４日を超えない期間であることが望ましい。絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）が４日を超えて長いと、ニジマスの体内の遊離アミノ酸濃度が減少したり、脂質含有量が低下してしまい、食用魚としての品質が低下するおそれがあるからである。
絶食終了日時Ｔe1は、後述の高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の始期Ｔ2、途中、終期Ｔe2のいずれでもよい。絶食終了日時Ｔe1は、排泄や吐き出しによる顕著な水質悪化が生じない時点であることが望ましい。絶食終了日時Ｔe1は、斃死リスクを低減でき味上げ効果を高めることができる時期であればよい（第１工程Ｓ１）。
（第２工程）
ニジマスに対する餌の供給を停止した給餌停止開始日時Ｔ1よりも後の第２の飼育水移行日時Ｔ2にニジマスを第１の水槽から第２の水槽に移行させる。第２の水槽には、第２の飼育水が貯留されている。第２の飼育水は、例えば８０％希釈海水である。８０％希釈海水は、塩分濃度２７‰又は浸透圧８００ｍＯｓｍ／ｋｇの高塩分濃度の飼育水に相当する。なお、第２の飼育水は、必ずしも海水を水道水や蒸留水で希釈したものに限定されるわけではなく、第１の飼育水の塩分濃度よりも高い塩分濃度の飼育水であればよい。第２の飼育水は、塩分濃度２７‰以上又は浸透圧８００ｍＯｓｍ／ｋｇ以上の高塩分濃度の飼育水であることが望ましい。
なお、第１の飼育水から第２の飼育水への移行は、必ずしも第１の水槽から第２の水槽への移行を伴う必要はなく、同じ水槽のまま水槽中の飼育水を入れ替える実施でもよい。
第２の飼育水移行日時Ｔ2から高塩分処理終了日時Ｔe2までを高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）とし、この高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の間ニジマスを高塩分水に晒す処理を実行する。
淡水飼育されていたニジマスが希釈海水等の高塩分水飼育環境に移行すると、高塩分水に対応した浸透圧調節能力が要求され、ニジマスに浸透圧ストレスがかかることが予測される。しかし、第１実施形態では、給餌停止開始日時Ｔ1に絶食開始をしてからその後の第２の飼育水移行日時Ｔ2に高塩分水飼育環境に移行しているため、水質悪化によるストレス負荷が緩和された状態で高塩分水に晒される。このため浸透圧ストレスに対する耐性が高められた状態で浸透圧調節を行うことができる。
高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）は、ニジマスを水揚げする前の３日を超えない期間であることが望ましい。高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）が、ニジマスを水揚げする前の３日を超えると、斃死リスクが高まるおそれがあるからである（第２工程Ｓ２）。
（第３工程）
ニジマスの飼育水を、第１の飼育水から第２の飼育水に移行させた第２の飼育水移行日時Ｔ2よりも後の水揚げ日時Ｔ3に、ニジマスを第２の飼育水から水揚げする。水揚げ日時Ｔ3は、高塩分処理終了日時Ｔe2と同日時であってもよく、高塩分処理終了日時Ｔe2よりも後の日時であってもよい。
本明細書において水揚げは即殺を含む概念で使用する。水揚げとほぼ同時に、活締めもしくは神経締めが行われる。例えばニジマスの水揚げ後、運搬することなくその場で活締めもしくは神経締めが行われる。
例えば図２(Ｂ)に示すように、絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）を３日間とし、絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）に連続する２日間を高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）とし、高塩分処理終了と同時に水揚げを行うことができる。この場合絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）の終期Ｔe1と、高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の始期Ｔ2は一致し、高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の終期Ｔe2と水揚げ日時Ｔ3は一致し、絶食開始から５日間で水揚げが行われる（第３工程Ｓ３）。
第１実施形態によれば、絶食開始を経て高塩分水に晒す処理に移行するようにした。このため水質悪化によるストレス負荷が緩和される。そしてストレス負荷が緩和された分だけニジマスが持つストレスのキャパシティを、味上げに効果的な浸透圧ストレスに振り分けることができる。これにより浸透圧ストレス負荷に対する耐性が高められ、味上げの効果の最大化と斃死リスクの低減が図られる。このため従来と比較して高い旨味の食用魚を斃死させることなく効率よく生産することができる。
第１の飼育水の低塩分濃度、第２の飼育水の高塩分濃度、第１の飼育水と第２の飼育水の塩分濃度差、絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）、高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）といった各パラメータは、味上げの効果の最大化と斃死リスクの低減を考慮して設定することができる。
第１の飼育水から第２の飼育水に移行後２日を超えない期間内にニジマスの血液浸透圧が、第１の飼育水における飼育時の血液浸透圧に対して２０％以上上昇するように各パラメータを設定することが望ましい。また、水揚げ時のニジマスの筋肉中のアラニンの濃度が、第１の飼育水から第２の飼育水に移行する際のニジマスの筋肉中のアラニンの濃度に対して１．５倍以上に上昇するように各パラメータを設定することが望ましい。
（実施例）
　第１実施形態を適用した実施例について説明する。第１実施形態に従い試験を行い、ニジマスの血液浸透圧及び筋肉中遊離アミノ酸類を測定した。
第１の飼育水は淡水を使用し、第２の飼育水は、８０％希釈海水（塩分濃度２７‰又は浸透圧８００ｍＯｓｍ／ｋｇ）を使用した。
絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）を３日間とし、絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）に連続する２日間を高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）とし、高塩分処理終了と同時に水揚げを行った。絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）の終期Ｔe1と、高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の始期Ｔ2を一致させ、高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の終期Ｔe2と水揚げ日時Ｔ3を一致させ、絶食開始から５日間で水揚げを行った。
（血液浸透圧変化）
　ニジマスの血液浸透圧を測定したところ下記の結果が得られた。
移行前（絶食開始時Ｔ1）：３１５ｍＯｓｍ／ｋｇ
高塩分処理開始時Ｔ2から１日後：３８２ｍＯｓｍ／ｋｇ
高塩分処理開始時Ｔ2から２日後：４１２ｍＯｓｍ／ｋｇ
ニジマスの血液浸透圧は、高塩分処理開始時Ｔ2から１日経過後に、第１の飼育水における飼育時の血液浸透圧（３１５ｍＯｓｍ／ｋｇ）に対して２１．２％上昇した。さらにニジマスの血液浸透圧は、高塩分処理開始時Ｔ2から２日経過後に、第１の飼育水における飼育時の血液浸透圧（３１５ｍＯｓｍ／ｋｇ）に対して３０．７％上昇した。
実施例によれば、第１の飼育水から第２の飼育水に移行後２日を超えない期間内にニジマスの血液浸透圧が、第１の飼育水における飼育時の血液浸透圧に対して２０％以上上昇したことが確認された。
淡水から８０％希釈海水（塩分濃度２７‰又は浸透圧８００ｍＯｓｍ／ｋｇ）への移行でニジマスの血液浸透圧の上昇を十分に誘起できることが確認された。
（筋肉中遊離アミノ酸濃度変化）
ニジマスの筋肉中遊離アミノ酸濃度を測定したところ図３、図４、図５に示す結果が得られた。
図３は、筋肉中のアラニンの濃度の変化を示す。横軸は移行前（絶食開始時Ｔ1）、移行１日目（高塩分処理開始時Ｔ2から１日経過後）、移行２日目（高塩分処理開始時Ｔ2から２日経過後）であり、縦軸は、筋肉中のアラニンの濃度（ｍＭ）を示す。図中破線は、呈味閾値７．１ｍＭを示す。アラニンは、味覚のうち甘味の代表物質である。
図４は、筋肉中のグルタミン酸の濃度の変化を示す。横軸は移行前（絶食開始時Ｔ1）、移行１日目（高塩分処理開始時Ｔ2から１日経過後）、移行２日目（高塩分処理開始時Ｔ2から２日経過後）であり、縦軸は、筋肉中のグルタミン酸の濃度（ｍＭ）を示す。グルタミン酸は、味覚のうち旨味の代表物質である。
図５は、筋肉中のアンセリンの濃度の変化を示す。横軸は移行前（絶食開始時Ｔ1）、移行１日目（高塩分処理開始時Ｔ2から１日経過後）、移行２日目（高塩分処理開始時Ｔ2から２日経過後）であり、縦軸は、筋肉中のアンセリンの濃度（ｍＭ）を示す。アンセリンは、サケ科魚類等の筋肉に豊富に含まれる成分であり、血圧降下・尿酸値降下・高炎症・抗疲労・活性酸素除去などの機能性が報告されている。
実施例によれば、絶食開始時Ｔ1のニジマスの筋肉中のアラニンの濃度は、３．５（ｍＭ）であり、移行２日目（高塩分処理開始時Ｔ2）のニジマスの筋肉中のアラニンの濃度は、１０（ｍＭ）であった。水揚げ時のニジマスの筋肉中のアラニンの濃度は、第１の飼育水から第２の飼育水に移行する際のニジマスの筋肉中のアラニンの濃度に対して１．５倍以上に上昇していることが確認された。
また実施例によれば、高塩分処理開始時Ｔ2から１日目以降に、ニジマスの筋肉中のアラニンの濃度（ｍＭ）が呈味閾値７．１ｍＭを上回り、呈味が増強されたと評価された。
また実施例によれば、ニジマスの筋肉中のアラニンの濃度（ｍＭ）は、塩分処理開始時Ｔ2から２日目まで継続して上昇したことが確認された。このため高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）は、２日間あるいは２日に所定の期間を付加した期間又は２日から所定の期間を減じた期間に設定することが、ニジマスの味上げの効果を得る上で望ましい。
また高塩分処理開始から終了に至るまで筋肉中のアラニン濃度に加え筋肉中のグルタミン酸の濃度が上昇しており、解糖系及びクエン酸回路に関連したアミノ酸生合成が亢進しているものと考察した。高塩分処理開始から終了に至るまで筋肉中の抗酸化物質アンセリン濃度に減少はみられなかった。
第１実施形態の生産方法によって生産されたニジマスは、絶食期間を経て水揚げされ、血液の浸透圧が３８２ｍＯｓｍ／ｋｇ以上になっているという特徴を備えている。
また、第１実施形態の生産方法によって生産されたニジマスは、絶食期間を経て水揚げされ、筋肉中のアラニンの濃度が７．１ｍＭ以上になっているという特徴を備えている。
また、このような特徴を有するニジマスから、その生産方法は、第１実施形態の食用魚の生産方法であると推定することができる。
第１実施形態では、ニジマスを食用魚として生産する方法及びこの生産方法に生産されるニジマスについて説明した。しかし、第１実施形態は、ニジマス以外のシロザケ、タイセイヨウサケ（アトランティックサーモン）、ベニザケ、ギンザケ、キングサーモンなどのサケ科に属する魚種に適用することができる。また、第１実施形態は、ウナギなどの淡水及び海水で生育可能な魚種に適用することができる。
また第１実施形態は、淡水で生育不可能な海水魚、例えばマグロ、カツオ、アジ、イワシ、フグなどマグロ属、カツオ属、スマ属、トラフグ属などに属する魚種に適用することができる。
また第１実施形態は海水で生育不可能な魚種、例えばドジョウ、コイ、フナなどの魚種に適用することができる。
（第２実施形態）
　第２実施形態で対象としている食用魚は、海水で生育不可能な魚種である。
　第１実施形態の説明で用いた図１、図２（Ａ）、（Ｂ）を参照して説明する。
（第１工程）
第１の水槽には、第１の飼育水が貯留されている。第１の飼育水は、例えば淡水である。
第１の水槽に、所定個体数の海水で生育不可能な食用魚を収容する。定期的に食用魚に餌を供給しながら飼育する。第１の飼育水は、必ずしも淡水である必要はなく、第２の飼育水と比較して塩分濃度差がある低塩分濃度の飼育水であればよい。第１の飼育水は、２５０ｍＯｓｍ／ｋｇ以下の低塩分濃度の飼育水であることが望ましい。
食用魚を水揚げする前の所定の日時に給餌停止開始日時Ｔ1を定めて、その給餌停止開始日時Ｔ1から絶食終了日時Ｔe1までの所定の絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）の間、第１の飼育水で飼育される食用魚に対する餌の供給を停止する。
絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）は、食用魚を水揚げする前の４日を超えない期間であることが望ましい。
絶食終了日時Ｔe1は、後述の高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の始期Ｔ2、途中、終期Ｔe2のいずれでもよい。絶食終了日時Ｔe1は、排泄や吐き出しによる顕著な水質悪化が生じない時点であることが望ましい。絶食終了日時Ｔe1は、斃死リスクを低減でき味上げ効果を高めることができる時期であればよい（第１工程Ｓ１）。
（第２工程）
食用魚に対する餌の供給を停止した給餌停止開始日時Ｔ1よりも後の第２の飼育水移行日時Ｔ2に食用魚を第１の水槽から第２の水槽に移行させる。第２の水槽には、第２の飼育水が貯留されている。第２の飼育水は、第１の飼育水の塩分濃度よりも高い塩分濃度の飼育水であればよい。第２の飼育水は、例えば塩分濃度１４‰又は浸透圧４００ｍＯｓｍ／ｋｇの飼育水である。第２の飼育水は、塩分濃度１４‰を超えない又は浸透圧４００ｍＯｓｍ／ｋｇを超えない高塩分濃度の飼育水であることが望ましい。魚種によっては、第２の飼育水の浸透圧よりも血液浸透圧が高くなり、塩分濃度１４‰又は浸透圧４００ｍＯｓｍ／ｋｇを超えたあたりで生存できなくなくおそれがあるからである。
なお、第１の飼育水から第２の飼育水への移行は、必ずしも第１の水槽から第２の水槽への移行を伴う必要はなく、同じ水槽のまま水槽中の飼育水を入れ替える実施でもよい。
第２の飼育水移行日時Ｔ2から高塩分処理終了日時Ｔe2までを高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）とし、この高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の間食用魚を高塩分水に晒す処理を実行する。
高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）は、食用魚を水揚げする前の３日を超えない期間であることが望ましい（第２工程Ｓ２）。
（第３工程）
食用魚の飼育水を、第１の飼育水から第２の飼育水に移行させた第２の飼育水移行日時Ｔ2よりも後の水揚げ日時Ｔ3に、食用魚を第２の飼育水から水揚げする。水揚げ日時Ｔ3は、高塩分処理終了日時Ｔe2と同日時であってもよく、高塩分処理終了日時Ｔe2よりも後の日時であってもよい。
水揚げとほぼ同時に、活締めもしくは神経締めが行われる。例えば食用魚の水揚げ後、運搬することなくその場で締めもしくは神経締めが行われる。
例えば図２(Ｂ)に示すように、絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）を３日間とし、絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）に連続する２日間を高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）とし、高塩分処理終了と同時に水揚げを行うことができる。この場合絶食期間（Ｔ1～Ｔe1）の終期Ｔe1と、高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の始期Ｔ2は一致し、高塩分処理期間（Ｔ2～Ｔe2）の終期Ｔe2と水揚げ日時Ｔ3は一致し、絶食開始から５日間で水揚げが行われる（第３工程Ｓ３）。
第２実施形態によれば、絶食開始を経て高塩分水に晒す処理に移行するようにしたので、水質悪化によるストレス負荷が緩和され浸透圧ストレス負荷に対する耐性が高められる。これにより海水で生育不可能な食用魚についても味上げの効果の最大化と斃死リスクの低減が図られ、従来と比較して高い旨味の食用魚を斃死させることなく効率よく生産することができる。
図６Ａ、図６Ｂは、第１実施形態の食用魚の生産方法によって生産された食用魚の筋肉中のアラニン生合成に関与する２種のＡＬＴ（アラニンアミノトランスフェラーゼ）の遺伝子発現量を、比較例と比較して示すグラフである。
図６Ａは、２種のＡＬＴのうち一方の種のＡＬＴについて、第１実施形態の食用魚の生産方法で生産された食用魚の群（以下、海水移行群という）Ｇ１１、第１比較例の食用魚の群（以下、移行前対照群という）Ｇ２１及び第２比較例の食用魚の群（以下、移行後対照群という）Ｇ２２を対比して示す。図６Ｂは、２種のＡＬＴのうち他方の種のＡＬＴについて、第１実施形態の食用魚の生産方法で生産された食用魚の群（以下、海水移行群という）Ｇ１２、第３比較例の食用魚の群（以下、移行前対照群という）Ｇ２３及び第４比較例の食用魚の群（以下、移行後対照群という）Ｇ２４を対比して示す。
ここで海水移行群Ｇ１１、Ｇ１２は、淡水飼育環境から海水飼育環境に移行され、絶食期間を経て水揚げされたニジマスの群であり、例えばサンプル数が６匹のニジマスの群である。移行前対照群Ｇ２１、Ｇ２３は、淡水飼育環境の状態で水揚げされたニジマスの群であり、例えばサンプル数が６匹のニジマスの群である。移行後対照群Ｇ２２、Ｇ２４は、淡水飼育環境から別水槽の淡水飼育環境に移行され、絶食期間を経て水揚げされたニジマスであり、例えばサンプル数が６匹のニジマスの群である。
図６Ａ、図６Ｂの縦軸は、ＡＬＴのｍＲＮＡ発現量／ｅｆ１α（×１０^3）を示す。なお「１０^3」は「１０の３乗」と定義する。ｅｆ１αは、内部標準遺伝子であり、ここではＡＬＴのｍＲＮＡの発現量を定量する際の標準化に使われている。実施形態では、ＡＬＴの遺伝子発現量を、ＡＬＴのｍＲＮＡ発現量として評価している。図６Ａ、図６Ｂの縦軸は、サンプル数６匹のニジマスについて計測した値の平均値を示す。
海水移行群Ｇ１１、Ｇ１２と、比較例の移行前対照群Ｇ２１、Ｇ２３及び移行後対照群Ｇ２２、Ｇ２４との比較の検定は、Tukey’s HSD Test により行った。有意水準は０．０５（５％）とし、有意確率Ｐ値が有意水準０．０５よりも小さい（Ｐ＜０．０５）ことをもって、有意であると判定した。サンプル数６匹のニジマスについて検定を繰り返し行った。
海水移行群Ｇ１１、Ｇ１２と、比較例の移行前対照群Ｇ２１、Ｇ２３及び移行後対照群Ｇ２２、Ｇ２４のＡＬＴのｍＲＮＡ発現量／ｅｆ１α（×１０^3）を検定したところ、有意確率Ｐ値が有意水準０．０５よりも小さくなり（Ｐ＜０．０５）、有意であるという判定結果が得られた。
このため、図６Ａにおける海水移行群Ｇ１１における一方の種のＡＬＴの遺伝子発現量が比較例１の移行前対照群Ｇ２１、比較例２の移行後対照群Ｇ２２における一方の種のＡＬＴの遺伝子発現量に対して増加しているのは、統計的に有意（偶発的な増加ではない）であり、淡水飼育環境から海水飼育環境に移行され、絶食期間を経ていることに起因していることが明らかになった。
図６Ｂについても同様であり、海水移行群Ｇ１２における他方の種のＡＬＴの遺伝子発現量が比較例３の移行前対照群Ｇ２３、比較例４の移行後対照群Ｇ２４における他方の種のＡＬＴの遺伝子発現量に対して増加しているのは、統計的に有意（偶発的な増加ではない）であり、淡水飼育環境から海水飼育環境に移行され、絶食期間を経ていることに起因していることが明らかになった。
淡水飼育環境から海水飼育環境に移行され、絶食期間を経ることにより、食用魚、例えばニジマスの個体内におけるアラニン代謝経路では，アラニンの生合成に関わる酵素であるＡＬＴの遺伝子発現量が、比較例に比べて有意に上昇する。この結果から、絶食期間を経て海水環境の移行に伴ってアラニンの生合成が促進され、ニジマスの筋肉中のアラニン蓄積量が、比較例に比べて有意に増加するものと考えられる。
以上の結果から、アラニン蓄積量の増加に関与しているのはＡＬＴ遺伝子発現量であることが示唆された。 遊離アミノ酸であるアラニンは、ニジマスの食味（甘味）に深く関わっている。このため、ＡＬＴの遺伝子発現量が比較例と比較して有意な増加を呈しているニジマスの群は、第１実施形態の食用魚の生産方法によって生産された食味（甘味）が増進されたニジマスの群であると特定することができる。
図７は、第１実施形態の食用魚の生産方法によって生産された食用魚の血漿浸透圧を、比較例と比較して示すグラフである。
図７は、図６Ａ、図６Ｂと同様に、第１施形態の食用魚の生産方法で生産された海水移行群Ｇ１３、第５比較例の移行前対照群Ｇ２５及び第６比較例の移行後対照群Ｇ２６を対比して示す。
図７の縦軸は、血漿浸透圧（ｍＯｓｍ／ｋｇ）を示す。
海水移行群Ｇ１３は、図６Ａ、図６Ｂに示す海水移行群Ｇ１１、Ｇ１２と同一の個体群である。海水移行群Ｇ１３は、図６Ａ、図６Ｂに示す海水移行群Ｇ１１、Ｇ１２と同一の個体群である。移行前対照群Ｇ２５は、図６Ａ、図６Ｂに示す移行前対照群Ｇ２１、Ｇ２３と同一の個体群である。移行後対照群Ｇ２６は、図６Ａ、図６Ｂに示す移行後対照群Ｇ２２、Ｇ２４と同一の個体群である。
図７は、海水移行群Ｇ１３の血漿浸透圧の平均値は、３８３ｍＯｓｍ／ｋｇであり、第５比較例の移行前対照群Ｇ２５の血漿浸透圧の平均値３０３ｍＯｓｍ／ｋｇ及び第６比較例の移行後対照群Ｇ２６の血漿浸透圧の平均値３０８ｍＯｓｍ／ｋｇと比較して増加していることを示している。
図７に示される海水移行群Ｇ１３の血漿浸透圧の上昇は、高塩分水に晒されることに起因し、血漿と細胞内との間に生じる浸透圧の差を縮小させるために筋肉中の遊離アミノ酸としてのアラニンが増加していることを示している。
このため図６Ａ、図６Ｂに示すように、ＡＬＴの遺伝子発現量が比較例と比較して増加を示しており、かつ図７に示すように、血漿浸透圧が比較例と比較して増加しているニジマスの群は、ニジマスの個体内におけるアラニン代謝経路で、ＡＬＴによりアラニンの生合成が行われ、それによって筋肉中でアラニンが増加しているニジマスの群であり、第１実施形態の生産方法によって生産された食味（甘味）が増進されたニジマスの群であると特定することができる。
２０２２年１月１１日に出願された日本国特許出願２０２２－００２４５８の開示は、その全体が参照により本明細書に取り込まれる。

Claims (17)

  1. 第１の飼育水で飼育される食用魚に対する餌の供給を停止する第１工程と、
    前記食用魚に対する餌の供給を停止した後に、前記食用魚の飼育水を、前記第１の飼育水から当該第１の飼育水の塩分濃度よりも高い塩分濃度の第２の飼育水に移行させる第２工程と、
    前記食用魚の飼育水を、前記第１の飼育水から前記第２の飼育水に移行させた後に、前記食用魚を前記第２の飼育水から水揚げする第３工程と、
    を含む食用魚の生産方法。
  2. 水揚げ前に餌の供給が停止されている絶食期間が４日を超えない期間である、
    請求項１に記載の食用魚の生産方法。
  3. 水揚げ前に前記第２の飼育水で飼育されている高塩分処理期間が３日を超えない期間である、
    請求項１又は２に記載の食用魚の生産方法。
  4. 前記第１の飼育水から前記第２の飼育水に移行後２日を超えない期間内に前記食用魚の血液浸透圧が、前記第１の飼育水における飼育時の血液浸透圧に対して２０％以上上昇する、
    請求項１から３のいずれか一項に記載の食用魚の生産方法。
  5. 　水揚げ時の前記食用魚の筋肉中のアラニンの濃度が、前記第１の飼育水から前記第２の飼育水に移行する際の前記食用魚の筋肉中のアラニンの濃度に対して１．５倍以上に上昇する、
    請求項１から４のいずれか一項に記載の食用魚の生産方法。
  6. 前記第１の飼育水は、淡水又は浸透圧が２５０ｍＯｓｍ／ｋｇ以下の低塩分濃度の飼育水である、
    請求項１から５のいずれか一項に記載の食用魚の生産方法。
  7. 　前記食用魚は、淡水及び海水で生育可能な魚種である、
    請求項６に記載の食用魚の生産方法。
  8. 　前記食用魚は、サケ科に属する魚種である、
    請求項７に記載の食用魚の生産方法。
  9. 前記食用魚は、ニジマスである、
    請求項８に記載の食用魚の生産方法。
  10. 前記第２の飼育水は、塩分濃度２７‰以上又は浸透圧８００ｍＯｓｍ／ｋｇ以上の高塩分濃度の飼育水である、
    請求項６から９のいずれか一項に記載の食用魚の生産方法。
  11. 前記食用魚は、海水で生育不可能な魚種である、
    請求項１から５のいずれか一項に記載の食用魚の生産方法。
  12. 前記第２の飼育水は、塩分濃度１４‰を超えない又は浸透圧４００ｍＯｓｍ／ｋｇを超えない高塩分濃度の飼育水である、
    請求項１１に記載の食用魚の生産方法。
  13. 血液の浸透圧が３８２ｍＯｓｍ／ｋｇ以上である、ニジマスを含む食用魚を生産する、請求項１から１０のいずれか一項に記載の食用魚の生産方法。
  14. 筋肉中のアラニンの濃度が７．１ｍＭ以上である、ニジマスを含む食用魚を生産する、請求項１から１０及び１３のいずれか一項に記載の食用魚の生産方法。
  15. 絶食期間を経て水揚げされ、血液の浸透圧が３８２ｍＯｓｍ／ｋｇ以上になっている、ニジマスを含む食用魚。
  16. 絶食期間を経て水揚げされ、筋肉中のアラニンの濃度が７．１ｍＭ以上になっている、ニジマスを含む食用魚。
  17. 絶食期間を経て水揚げされ、筋肉中のアラニン生合成に関与するＡＬＴ（アラニンアミノトランスフェラーゼ）の遺伝子発現量が、同種の食用魚と比較して、有意な増加を呈している、ニジマスを含む食用魚。
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