WO2018124160A1 - ウナギ目魚類の飼育水及びウナギ目魚類の育成方法 - Google Patents

ウナギ目魚類の飼育水及びウナギ目魚類の育成方法 Download PDF

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永田　良一
優 川上
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    • Y02A40/818—Alternative feeds for fish, e.g. in aquacultures

Definitions

  • the present invention relates to breeding water for eel fishes containing hormones related to metamorphosis and to a method for breeding eels using the breeding water.
  • Eel larvae are called Leptocephalus larvae, but they are also called leaf-shaped larvae because they are shaped like leaves (see Non-Patent Document 1).
  • Anguilla japonica Japanese eels (Anguilla japonica)
  • larvae of Leptocefalus have been successfully bred using a feed based on shark eggs.
  • Patent Document 1 Japanese eels (Anguilla japonica)
  • fortified fortified feeds with low molecular weight soybean peptides, krill extract, vitamins, etc. have been developed based on shark eggs.
  • chicken eggs can also be used as an alternative to shark eggs (see Patent Document 2).
  • feed based on shark eggs is said to be the best in terms of growth.
  • Paste diets based on shark eggs such as the black shark have been developed in accordance with the palatability and digestibility of Japanese eel leptocephalus larvae (see Non-Patent Document 2). It has become possible to artificially produce glass eels. In nature, it takes about 160-180 days for the glass eels to hatch after hatching (see Non-Patent Document 3), and the total length of glass eels collected in nature is about 60 mm. It is considered that the maximum extension period, that is, the body size that can be transformed is 60 mm or more in total length. On the other hand, the artificially produced Leptocephalus larvae have a transformable size of 50-60 mm in total length.
  • Non-Patent Document 5 To grow to that size, shark egg feed is usually used for long-term breeding for more than 200 days. There are some individuals that require more than 400 days (see Non-Patent Document 5). There is concern that such a prolonged seedling production period has led to a decrease in survival rate and an increase in production costs. Furthermore, even when the body size that can be transformed is reached, the timing for starting transformation varies greatly depending on the individual (see Non-Patent Document 6). For seedling production, it is essential to produce individuals with the same size and the same growth stage. If there are large individual differences among seedlings, there will be greater concerns about growth differences and cannibalism after ponding. Therefore, it is very difficult to produce glass eel as a seedling by the current method. Therefore, in order to embody artificial seedling production, it is necessary to shorten the production period of glass eels and to produce a uniform number of glass eels of the same size.
  • the present invention has been made in order to meet the demands in the art in view of the above-mentioned conventional problems, and the object of the present invention is to appropriately apply hormones involved in metamorphosis to Leptocephalus larvae.
  • the purpose is to artificially control, for example, transformation into glass eel by using it, resulting in shortening the production period and producing glass eel with the same size and shape.
  • the breeding water for eel fishes of the present invention contains thyroid hormone.
  • An example of a thyroid hormone is thyroxine. That is, the breeding water of the present invention preferably contains thyroxine.
  • the breeding water of the present invention may further contain vitamins.
  • the breeding water for eel fishes of the present invention can be used as breeding water for eel larvae.
  • a feed to which thyroid hormone is added can be preferably used.
  • the method for breeding eel fishes of the present invention includes a step of administering thyroid hormone to eel larvae.
  • the method of breeding eelfishes is particularly effective when raising eelfish larvae.
  • This method is preferably such that the dose of thyroid hormone in the peak metamorphosis (stage 2) is less than the dose of thyroid hormone in the metamorphosis initiation stage (stage 1).
  • the dose of thyroid hormone in the late metamorphosis (stage 3) is preferably smaller than the dose of thyroid hormone in the metamorphosis (stage 2).
  • the dose of thyroid hormone in the metamorphosis period (stage 2) is 0.05 to 0.5, assuming that the dose of thyroid hormone in the metamorphosis start stage (stage 1) is 1.
  • the dose of thyroid hormone in the late metamorphosis (stage 3) is 0.001 to 0.05.
  • An example of the process of administering thyroid hormone is: Mixing thyroid hormone with food and administering thyroid hormone to eel larvae, Mixing thyroid hormone in the breeding water and administering thyroid hormone to eel larvae, and administering thyroid hormone directly to eel larvae, Any one or two or more.
  • the breeding method developed in the present invention can shorten the breeding period and stabilize glass eel production as a seedling by controlling the growth of target fish, particularly Japanese eel larvae.
  • FIG. 1 is a photograph replacing a drawing showing the breeding status of eel larvae in the examples.
  • thyroid hormone such as thyroid hormone
  • the transformation is started, and the administration concentration is changed in several stages at an appropriate developmental stage in the transformation process, thereby causing the presence of eels such as white eels.
  • eels such as white eels.
  • Breeding water means water that raises eels (especially larvae of eels), and eels are raised in the breeding water.
  • thyroid hormones examples include thyroxine (T4), triiodothyronine (T3), reverse triiodothyronine (rT3), and diiodothyronine (T2).
  • T4 thyroxine
  • T3 triiodothyronine
  • rT3 reverse triiodothyronine
  • T2 diiodothyronine
  • T4 thyroxine
  • T3 triiodothyronine
  • rT3 reverse triiodothyronine
  • T2 diiodothyronine
  • Thyroid hormone is preferably used in the range of 100 ⁇ M to 1 pM in the breeding water.
  • These hormones may be used in the range of 10 nM to 100 pM in the breeding water.
  • the breeding water of the present invention can be administered to a subject by such a method that it is added as a part of food or administered by injection if the target species is in a state where it can absorb hormones in the body.
  • vitamins and derivatives thereof may be added simultaneously with thyroid hormone.
  • vitamins are vitamin A, retinoic acid and vitamin C.
  • retinoic acid is effective because it forms a heterodimer with thyroid hormone.
  • the method of the present invention can be performed in a still water condition or under flowing water. It is desirable to use the water temperature in the range of 20 ° C to 28 ° C. Furthermore, it is desirable to use in the range of 22 ° C to 26 ° C. During induction, it is desirable to keep the animals while aeration of oxygen.
  • the water contained in the breeding water used in the method of the present invention is not particularly limited. Tap water, ground water, hot spring water, natural sea water, distilled water, deionized water, or the like may be used, or commercially available artificial sea water based on the above water may be used. Further, the salt concentration is not limited, but 0-40 ⁇ is desirable. Furthermore, the range of 20-35 ⁇ is desirable.
  • the water tank for storing the target fish is not particularly limited.
  • the method of the present invention can be used from a 100 mL capacity small water tank to a several hundred ton class large water tank.
  • the target species using the method of the present invention is not particularly limited, but is preferably a larvae of Leptocephalus larvae. Further, it is preferably a eel genus Leptocephalus larva such as Japanese eel (Anguilla japonica). Examples of eelfish are eels, eels, sea cucumbers and morays. Of these, eel is preferred. In addition, since eel fishes grow through Leptocephalus larvae, the following explanation will focus on eels, but other eel fishes can be bred in the same manner.
  • the body size of Leptocephalus larvae is not particularly limited as a target size using the method of the present invention, but in the case of Japanese eel Leptocephalus larvae, the total length is preferably 36 mm or more. Furthermore, it is desirable that the total length is 40 mm or more.
  • Stage 1 Transformation start phase. The rostral tip is rounded and the intestinal tract begins to retract.
  • Stage 2 The peak of transformation. Intestinal retraction becomes prominent. In the second half, the anus reaches near the final vertical blood vessel (VBVlast).
  • Stage 3 Late metamorphosis. Anterior anal length (PAL) is equal to or shorter than final vertical vessel length (VBVlast Length) (PAL ⁇ VBVlast Length). The height is clearly low.
  • Stage 4 Pre-sea eel season. Although it is almost in the form of an eel, it is still tall. The body surface and endogenous melanophores are not yet found. Crocodile period: fry period. You can confirm feeding.
  • Thyroid hormone eg, thyroxine (T4)
  • T4 Thyroid hormone
  • a known solvent water, alcohol
  • ethanol ethanol
  • ethanol is diluted 500 times, 5000 times, and 50000 times with ethanol as a solvent, and adjusted to 10 ⁇ M, 1 ⁇ M, and 100 nM, respectively. In this way, the feed can be adjusted.
  • Breeding water is exchanged once every two days and half of it is replaced with breeding water of the same concentration.
  • concentration for example, when changing from 10 nM to 2 nM, 80% of the breeding water is removed and new unadjusted artificial seawater is added to adjust to 1L.
  • Leptocephalus larva preparation and rearing method A Leptocephalus larvae that is considered to have reached a total length of 40 mm (or 30 mm to 50 mm, 35 mm to 45 mm, 35 mm or more, 40 mm or more, or 45 mm or more) by visual inspection is selected. After anesthesia with 2-phenoxyethanol, take a picture and measure the total length of each larvae using an image analyzer.
  • nM-T4 breeding water After housing in 10 nM-T4 breeding water, house in an incubator set at 23 ° C. and start breeding. For the first week, follow up every two days and replace half of the 10nM-T4 breeding water each time.
  • Examples of the average amount of thyroid hormone in the breeding water of stage 1 are 1 nM to 100 nM, 3 nM to 30 nM, or 5 nM to 20 nM.
  • Larvae that are judged to have reached the second half of Stage 2 by visual inspection will change the concentration of the breeding water.
  • the breeding water is diluted 5 times or 10 times, adjusted to 2 nM or 1 nM-T4, and then reared.
  • the average amount of thyroid hormone in the breeding water of stage 2 may be 2 to 20 times diluted compared to that of stage 1 or 3 to 15 times as above. It may be diluted up to 10 times. Examples of the average amount of thyroid hormone in the breeding water of stage 2 are 0.1 nM to 20 nM, 0.5 nM to 10 nM, 1 nM to 5 nM, or 1 nM to 2 nM.
  • the larvae that have reached stage 3 are promptly changed to 0.2 nM-T4 breeding water obtained by diluting 1 nM-T4 breeding water 5 times, and then changed to 0.1 nM-T4 breeding water the next day. It may be reduced directly to 0.1 nM-T4 concentration. Even in the larvae whose anal position has not reached the final vertical vascular spine, if it is determined that it is immediately before stage 3, the concentration is changed to the above-described concentration.
  • the average amount of thyroid hormone in the breeding water of stage 3 may be diluted 2 to 50 times compared to that of stage 2 or 4 to 6 times even if diluted 3 to 15 times Even those diluted to 5 may be diluted 5 times as described above.
  • Examples of the average amount of thyroid hormone in the breeding water of stage 3 are 0.01 nM to 2 nM, 0.05 nM to 1 nM, 0.1 nM to 0.5 nM, 0.1 nM to 0.2 nM Good. As described above, when the larva reaches stage 3, the concentration of thyroid hormone in the breeding water may be gradually reduced. In other words, the concentration of thyroid hormone in the breeding water may not be detected during the stage 3.
  • Stage 3 is continuously raised with 0.1 nM-T4 breeding water.
  • Larvae whose body height gradually decreases and is considered to have reached stage 4 and have reached the body shape of glass eel are taken up from T4 breeding water and then reared in fresh water or under sea water. From stage 4 onwards, hormone treatment is not required.
  • the breeding method may be any form such as pouring or water stopping. If melanophores are gradually deposited on the surface of the body and the upper part of the notochord, give frozen red caterpillars or live earthworms as appropriate, and observe whether they can be fed. If feeding can be observed, it is judged that the internal form has completely shifted to the eel type, that is, it has reached crocodile (fry), and seedling production is completed. Since natural seedlings are generally white eels that are in the middle of transformation and stage 4 and later are used as seedlings, seedling production may be completed when stage 4 is reached for convenience.
  • Treatment in a dark room is preferred to avoid hormone degradation during treatment.
  • the evaluation of the transformation stage may be judged by visual observation, but in order to obtain a stable result, the body side is photographed after being accommodated in a transparent acrylic container that can accommodate a fish body, for example, an internal volume, width 10 cm ⁇ length 5 cm ⁇ width 1 cm. It is preferable to take a picture and determine the position of the anterior anal length using image analysis software such as ImageJ (NIH).
  • image analysis software such as ImageJ (NIH).
  • suitable for the initial sample for example, live earthworms and frozen Akamushi are given. It is better to give foods that match the caliber, such as mince, to small individuals.
  • the food remaining on the bottom surface was washed away at a flow rate of 0.5 to 0.6 L per minute.
  • the above operation was repeated 5 times every 2 hours.
  • the feeding time was 9 o'clock, 11 o'clock, 13 o'clock, 15 o'clock, and 17 o'clock.
  • the Japanese eel Leptocepsus larvae were transferred to the same type of aquarium.
  • water was continuously poured at a flow rate of 0.5 to 0.6 L per minute.
  • Example results The results of the examples are shown in Table 1. Succeeded in producing fry derived from Leptocefalcus larvae with a total length of 36.1 mm or more. However, Leptocefal's larvae with a total length of 34.5 mm reached stage 4 but did not achieve feeding ability. By using the present invention, it was found that metamorphosis can be induced simultaneously, and as a result, the seedling production period can be shortened. Table 1 shows Japanese eel transformation induction by T4 treatment under 23 ° C. breeding water.
  • Example results The results of the examples are shown in Table 2 and FIG. We succeeded in producing juvenile fish from Leptocefallus larvae with a total length of 36.6 mm or more. However, although there were cases where Leptocephalus larvae with a total length of 36.4 mm or less reached stage 4, the metamorphosis did not progress smoothly and died during induction or did not achieve feeding ability. . Based on the above, it is considered that the threshold for Leptocephars larvae capable of seedling production is around 36 mm in total length. Was found to be possible. In addition, it was found that whether or not to produce seedlings using the present invention depends on the body size, not the age of the Leptocephar larvae.
  • L L No characteristics of metamorphosis during survival.
  • D death.
  • Y Transformation complete (seedling production completed).
  • Nd death.
  • Nf ⁇ feeding unconfirmed.
  • Ng no white eel.
  • FIG. 1 is a photograph replacing a drawing showing the breeding status of eel larvae in the examples.
  • A is T4 treatment start time (Exp6-2, total length 38.1 mm)
  • A-2 is 10 days after treatment start
  • A-3: is 27 days later
  • A-4 is 46 days later.
  • B shows the time when T4 treatment is started (Exp6-4, total length 36.6 mm)
  • B2 shows 10 days after the start of treatment
  • B-3 shows 37 days
  • B-4 shows 63 days.
  • the scale bar is 10 mm.
  • the present invention can be utilized in the fishery industry.

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Abstract

【課題】　人為的に例えばシラスウナギ等への変態を制御し，産期間の短縮化および同一サイズ，形態のまとまったシラスウナギ等を生産するためのウナギ目魚類の飼育水やそのような飼育水を用いたウナギ目魚類の育成方法を提供する。 【解決手段】　サイロキシンといった甲状腺ホルモンを含むウナギ目魚類の飼育水，及びサイロキシンといった甲状腺ホルモンを投与する工程を含むウナギ目魚類の育成方法であって，ウナギ目魚類仔魚が，変態始動期（ステージ１）から変態最盛期（ステージ２）と変化するにつれて前記甲状腺ホルモンの投与量を変化させ，変態最盛期（ステージ２）における前記甲状腺ホルモンの投与量は，変態始動期（ステージ１）における前記甲状腺ホルモンの投与量より少ない方法。

Description

ウナギ目魚類の飼育水及びウナギ目魚類の育成方法
　本発明は，変態に関連するホルモン類を含むウナギ目魚類の飼育水や，その飼育水を用いたウナギの飼育方法に関する。
　ウナギ目魚類の仔魚は，レプトケファルス幼生と呼ばれているが，その特徴として葉の様な形をしていることから，葉形仔魚とも呼ばれている（非特許文献１参照）。ニホンウナギ（Ａｎｇｕｉｌｌａ ｊａｐｏｎｉｃａ）においては，これまでサメ卵を基本とする飼料を用いて，レプトケファルス幼生の育成に成功している。（特許文献１参照）。そこで，サメ卵を基本として，低分子化させた大豆ペプチド，オキアミエキス，ビタミン類などを加えた栄養強化飼料が開発されている。さらにサメ卵の代替として鶏卵も利用できるとされている（特許文献２参照）。しかし，現在でもサメ卵を基本とした飼料が成長の面で最も優れているとされる。
　アブラツノザメ（Ｓｑｕａｌｕｓ ａｃａｎｔｈｉａｓ）などのサメ卵をベースとしたペースト飼料は，ニホンウナギレプトケファルス幼生の嗜好性や消化吸収能に併せて開発された飼料であり（非特許文献２参照），本飼料を用いることで人工的にシラスウナギを生産することが可能となった。自然界では，孵化してからシラスウナギまでに要する日数は，１６０－１８０日程度と考えられており（非特許文献３参照），天然で採捕されるシラスウナギの全長は６０ｍｍ程度であることから（非特許文献４参照），最大伸長期に達する，つまり変態可能な体サイズは全長６０ｍｍ以上と考えられる。一方，人工的に生産されたレプトケファルス幼生においては，変態可能なサイズは全長５０－６０ｍｍとされ，その体サイズにまで成長させるには，サメ卵飼料を用いて通常２００日以上もの長期飼育が必要であり，４００日以上要する個体もある（非特許文献５参照）。そうした種苗生産期間の長期化は生残率の低下や生産コストの上昇につながっていると懸念されている。さらに，変態可能とされる体サイズにまで達しても変態を開始するタイミングは個体によって大きくばらつく（非特許文献６参照）。種苗生産とは同じサイズ，同じ成長段階のまとまった個体を生産することが必須であり，各種苗の個体差が大きければ，池入れ後の成長差や共食いの懸念が大きくなる。そのため，現法ではシラスウナギを種苗として生産することは非常に困難である。よって，人工種苗生産を具現化するためには，シラスウナギの生産期間を短期化すると共に，同一サイズで且つ，まとまった数のシラスウナギを生産できる手法が必要である。
　このように，現在の飼育法では，安定的かつまとまったシラスウナギを生産することが困難であるため，シラスウナギの生産期間を短期化させ，さらに，変態の制御が可能な技術開発が望まれている。
特開平１１－２５３１１１号公報 特開２００５－１３１１６号公報
福井篤，渡辺哲理，魚谷逸朗，2005. 駿河湾で採集されたマアナゴ葉形仔魚の変態にともなう行動の変化. Nippon Suisan Gakkaishi 71(3), 378-380. 増田賢嗣, 今泉均, 橋本博, 小田憲太朗, 古板博文, 松成宏之, 照屋和久,薄浩則, 2011. イタチザメ卵とアイザメ卵を主体とした飼料によるウナギ初期飼育の可能性. Journal of Fisheries Technology 4 (1), 7-13. Yutaka Kawakami, Noritaka Mochioka, Ryo Kimura, Akinobu Nakazono, 1999. Seasonal changes of the RNA/DNA ratio, size and lipid contents and immigration adaptability of Japanese glass-eels, Anguilla japonica, collected in northern Kyushu, Japan. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 238, 1-19. Yutaka Kawakami, Noritaka Mochioka, Akinobu Nakazono, 1999. Immigration patterns of glass-eels Anguilla japonica entering river in Northern Kyushu. Bulletin of Marine Science 64 (2), 315-327. 田中秀樹, 野村和晴, 山本剛史, 奥宏海, 2006. ウナギ仔魚用飼料・飼育システムの開発－世界で初めてシラスウナギの人工生産に成功－ 水産総合研究センター研究報告 63-69. Yoshiaki Yamada, Akihiro Okamura, Naomi Mikawa, Tomoko Utoh, Noriyauki Horie, Satoru Tanaka, Micheael J. Miller, Katsumi Tsukamoto, 2009. Ontogenetic changes in phototactic behavior during metamorpohosis of artificially reared Japanese eel Anguilla japonica larvae. Marine Ecology Progress Series 379, 241-251.
　本発明は，上記した従来の問題点に鑑み，当業界における要望に応えるためになされたものであって，その目的とするところは，レプトケファルス幼生に対して，変態に関与するホルモンを適正に使用することによって，人為的に例えばシラスウナギへと変態を制御し，結果，生産期間の短縮化および同一サイズ，形態のまとまったシラスウナギ等を生産することを目的とする。
　本発明のウナギ目魚類の飼育水は，甲状腺ホルモンを含む。甲状腺ホルモンの例は，サイロキシンである。すなわち，本発明の飼育水は，サイロキシンを含むことが好ましい。本発明の飼育水は，さらにビタミン類を含んでもよい。本発明のウナギ目魚類の飼育水は，ウナギ目魚類仔魚の飼育水として使用することができる。甲状腺ホルモンを加えた飼料は好ましく用いることができる。
　本発明のウナギ目魚類の育成方法（例えば，ウナギ又はシラスウナギの製造方法）は，ウナギ目魚類仔魚に甲状腺ホルモンを投与する工程を含む。ウナギ目魚類の育成方法は，特にウナギ目魚類仔魚を育成する際に有効である。この方法は，変態最盛期（ステージ２）における甲状腺ホルモンの投与量が，変態始動期（ステージ１）における甲状腺ホルモンの投与量より少ないものが好ましい。
　また，この方法は，変態後期（ステージ３）における甲状腺ホルモンの投与量は，変態最盛期（ステージ２）における甲状腺ホルモンの投与量より少ないものが好ましい。
　具体的な投与量は，変態始動期（ステージ１）における甲状腺ホルモンの投与量を１とした場合に，変態最盛期（ステージ２）における甲状腺ホルモンの投与量が０．０５～０．５であり，変態後期（ステージ３）における甲状腺ホルモンの投与量が０．００１～０．０５である。
　甲状腺ホルモンを投与する工程の例は，
　甲状腺ホルモンを餌に混ぜて，甲状腺ホルモンをウナギ目魚類仔魚に投与する工程，
　飼育水に甲状腺ホルモンを混ぜて，甲状腺ホルモンをウナギ目魚類仔魚に投与する工程，及び
　甲状腺ホルモンを直接ウナギ目魚類仔魚に投与する工程，
　のいずれか１つ又は２つ以上である。
以上説明した通り，本発明で開発した飼育法は，対象魚，特に，ニホンウナギ仔魚の成長を制御することで，飼育期間を短縮化させ，種苗としてのシラスウナギ生産を安定化させることができる。
図１は，実施例におけるウナギ目魚類仔魚の育成状況を示す図面に替る写真である。
　以下，図面を用いて本発明を実施するための形態について説明する。本発明は，以下に説明する形態に限定されるものではなく，以下の形態から当業者が自明な範囲で適宜修正したものも含む。
　本発明の飼育法は，変態制御ホルモンである例えば甲状腺ホルモンを飼育水に添加し，変態を始動させ，さらに変態過程において適切な発育段階で投与濃度を数段階変化させることによって，シラスウナギなどウナギ目魚類の生産を人為的に制御できることを特徴とする。飼育水とは，ウナギ目魚類（特にウナギ目魚類の仔魚）を育てる水を意味し，ウナギ目魚類は飼育水内で飼育される。
　甲状腺ホルモンの例は，サイロキシン（Ｔ４），トリヨードサイロニン（Ｔ３），リバーストリヨードサイロニン（ｒＴ３），及びジヨードサイロニン（Ｔ２）である。さらに，レボチロキシンナトリウム水和物の様な水和化合物を用いても良く，これらホルモンを単独もしくは複数用いても良い。これらホルモンを単独もしくは複数用いても良い。これら中では，Ｔ４を使用することが好ましい。甲状腺ホルモンは，飼育水中で１００μＭから1ｐＭとなる範囲で使用することが望ましい。これらのホルモンは，飼育水中で１０ｎＭから１００ｐＭの範囲で使用してもよい。上記の濃度範囲において，変態を誘導してから例えばシラスウナギへと変態するまでの間の形態変化に応じて，濃度を徐々に低くするといった濃度勾配を与えながら変態を制御することが望ましい。本発明の飼育水は，対象種が体内にホルモンを吸収できる状態であれば，餌の一部として加える，インジェクションで投与するといった方法で対象に投与されうる。
　本発明の飼育水は，甲状腺ホルモンと併せて，ビタミン類やその誘導体を同時に加えても良い。ビタミン類の例，ビタミンＡ，レチノイン酸及びビタミンＣである。特にレチノイン酸は甲状腺ホルモンとヘテロ２量体を形成するので有効である。
　本発明の方法は，止水状態や流水下環境で行うことができる。水温は２０℃から２８℃の範囲で使用することが望ましい。さらに，２２℃から２６℃の範囲で使用することが望ましい。誘導中は，酸素などエアレーションを施しながら飼育をすることが望ましい。
　本発明の方法に用いる飼育水に含まれる水は，特に限定されない。水道水や地下水，温泉水，天然海水や，蒸留水や脱イオン水などを用いても良いし，上記水を基にした市販の人工海水を使用しても良い。さらに塩分濃度に対しても限定しないが，０－４０‰が望ましい。さらに２０－３５‰の範囲が望ましい。
　本発明の方法において，対象魚を収容する水槽は特に限定しない。例えば，本発明の方法は，１００ｍＬ容積の小型水槽から，数１００トンクラスの大型化水槽まで使用できる。
　本発明の方法を用いる対象種は特に限定しないが，ウナギ目魚類のレプトケファルス幼生であることが好ましい。さらにニホンウナギ（Anguilla japonica）などのウナギ属レプトケファルス幼生であることが好ましい。ウナギ目魚類の例は，ウナギ，アナゴ，ハモ及びウツボである。これらの中ではウナギが好ましい。なお，ウナギ目魚類は，レプトケファルス幼生を経て成長するため，以下ではウナギを中心に説明するものの，他のウナギ目魚類についても同様に育成させることができる。
　本発明の方法を用いる対象サイズとして，レプトケファルス幼生の体サイズは特に限定しないが，ニホンウナギレプトケファルス幼生の場合は，全長が３６ｍｍ以上であることが望ましい。さらに，全長４０ｍｍ以上であることが望ましい。
　以下変態期ステージについて説明する。
　ステージ１：変態始動期。吻端が丸まり，腸管の退縮が始まる。
　ステージ２：変態最盛期。腸管の退縮が顕著になる。後半期では肛門が最終垂直血管（VBVlast）付近まで到達する。
　ステージ３：変態後期。前肛門長(PAL)が最終垂直血管長(VBVlast Length)と同じもしくは，さらに短くなる（PAL≦VBVlast Length）。体高は明らかに低い。
　ステージ４：前シラスウナギ期。ほぼウナギの形態になるが，まだ体高が残っている。体表や内在性の黒色素胞はまだ認められない。
　クロコ期：稚魚期。摂餌を確認できる。
　（甲状腺ホルモンを用いた変態誘導飼育水の作製）
　甲状腺ホルモン（例えば，サイロキシン（Ｔ４））を１－２ｍＬ容量のメスフラスコで　５０－１００ｍＭに調整する。溶媒として公知の溶媒（水，アルコール）を用いることができる。溶媒にはエタノールを用いることが好ましい。
　例えば５０ｍＭに調整した，Ｔ４に対して，エタノールを溶媒として５００倍，５０００倍，５００００倍にそれぞれ希釈し，１０μＭ，１μＭ，１００ｎＭに調整する。このようにして飼料を調整できる。
　飼育容器に人工海水を加え，１０μＭのＴ４を１０００分の1量加えて，１０ｎＭ－Ｔ４飼育水を調整する。
　飼育水は２日に１度の頻度で，半量を同じ濃度の飼育水と交換する。濃度を変更する場合は，例えば，１０ｎＭから２ｎＭに変更する場合は，８０％の飼育水を取り除き，新たな無調整人工海水を加えて，１Ｌに調整する。
　（レプトケファルス幼生の準備と飼育方法）
　目視によって全長４０ｍｍ（又は３０ｍｍ～５０ｍｍでもよいし，３５ｍｍ～４５ｍｍでもよいし，３５ｍｍ以上でも４０ｍｍ以上でも４５ｍｍ以上でもよい）に達していると考えられるレプトケファルス幼生を選抜する。２－フェノキシエタノールで麻酔をかけた後，写真を撮り，画像解析装置を用いて各幼生の全長を測定する。
　１０ｎＭ-Ｔ４飼育水に収容した後，２３℃に設定したインキュベータに収容し飼育を開始する。最初の１週間は，２日おきに経過観察を行い，その都度，半量の１０ｎＭ－Ｔ４飼育水を交換する。ステージ１の飼育水における甲状腺ホルモンの平均量の例は，１ｎＭ～１００ｎＭであり，３ｎＭ～３０ｎＭでもよく，５ｎＭ～２０ｎＭでもよい。
　目視によってステージ２の後半期に到達したと判断される幼生は，飼育水の濃度を変更する。飼育水は５倍もしくは１０倍に希釈し，２ｎＭもしくは１ｎＭ-Ｔ４に調整し，引き続き飼育を行う。ステージ２の飼育水における甲状腺ホルモンの平均量は，ステージ１のものに比べて２倍～２０倍に希釈したものであってもよいし，３～１５倍に希釈したものでも，上記のとおり５～１０倍に希釈したものでよい。ステージ２の飼育水における甲状腺ホルモンの平均量の例は，０．１ｎＭ～２０ｎＭであり，０．５ｎＭ～１０ｎＭでもよく，１ｎＭ～５ｎＭでもよいし，１ｎＭ～２ｎＭでもよい。
　目視によって，ステージ３に達した幼生は速やかに，１ｎＭ－Ｔ４飼育水を５倍希釈した０．２ｎＭ－Ｔ４飼育水に変更し，翌日さらに０．１ｎＭ－Ｔ４飼育水に変更する。直接，０．１ｎＭ－Ｔ４濃度まで下げても良い。肛門位置が最終垂直血管棘に到達していない幼生においても，ステージ３直前であると判定すれば，上記の濃度に変更する。ステージ３の飼育水における甲状腺ホルモンの平均量は，ステージ２のものに比べて２倍～５０倍に希釈したものであってもよいし，３～１５倍に希釈したものでも，４～６倍に希釈したものでも，上記のとおり５倍に希釈したものでよい。ステージ３の飼育水における甲状腺ホルモンの平均量の例は，０．０１ｎＭ～２ｎＭであり，０．０５ｎＭ～１ｎＭでもよく，０．１ｎＭ～０．５ｎＭでもよいし，０．１ｎＭ～０．２ｎＭでもよい。前述したとおり，幼生がステージ３に達した場合，飼育水中の甲状腺ホルモンの濃度を次第に小さくしてもよい。つまり，ステージ３の途中で，飼育水中の甲状腺ホルモンの濃度が検出されない程度とされてもよい。
　ステージ３の段階は継続的に０．１ｎＭ－Ｔ４飼育水で飼育を行う。体高が徐々に低くなり，ステージ４とされる，ほぼシラスウナギの体型に到達したと判定された幼生においては，Ｔ４飼育水から取り上げた後，淡水もしくは海水下で飼育する。ステージ４以降は，ホルモン処理は行わなくてもよい。
　淡水もしくは海水下で継続飼育を行う。飼育方法はかけ流しや止水などどのような形態でも良い。徐々に体表や脊索上部に黒色素胞の沈着が認められたら，適宜，冷凍赤虫もしくは活イトミミズを与え，摂餌の可否を観察する。摂餌を観察できれば内部形態がウナギ型へと完全移行した，つまり，クロコ（稚魚）に達したと判断し，種苗生産完了とする。天然種苗は一般的に変態途中であるシラスウナギ，ステージ４以降を種苗とするため，便宜上ステージ４に到達した時点で種苗生産完了としても良い。
　小型容器で甲状腺ホルモンによる処理を行う場合，水温変動による変態進行が大きく変動する恐れがあるため，調温が出来るような，インキュベーターやウォーターバスなどを用いて管理するのが好ましい。大型容器においても調温装置を取り付けるなど水温が一定になるように操作することが好ましい。
　処置中におけるホルモンの分解を避けるため，暗室による処理が好ましい。
　変態ステージの評価は目視による判断でも良いが，安定した結果を得るためには，魚体が収容可能な，例えば，内容量，横１０ｃｍｘ縦５ｃｍｘ幅１ｃｍの透明アクリル容器へ収容した後，体側の写真撮影を行い，画像解析ソフト，例えば，ＩｍａｇｅＪ（ＮＩＨ） などを用いて，前肛門長の位置を判断することが好ましい。
　甲状腺ホルモン処置に使用する飼育水は，処理中は同じ飼育水を使用することが好ましい。しかし，シラスウナギへと変態した後は，それまで例えば，人工海水を用いた場合は，淡水など塩分濃度が低いもしくは無い飼育水へ変更することによって，その後の，稚魚への発達を促進することが出来る。
　シラスウナギ以降の摂餌を確認するためには，初期試料に適している，例えば，活イトミミズや冷凍アカムシなどを与える。サイズが小さい個体にはミンチ状にするなど口径に併せた餌を与えると良い。　　　
　以下にニホンウナギレプトケファルス幼生を用いた本発明の実施例を挙げる。本発明はこれらの実施例によって何ら限定されるものではない。
　（レプトケファルス幼生の準備１）
人為催熟によって得られた受精卵から孵化し，従来のアブラツノザメ卵を基本とした飼料（非特許文献１参照）を用いて成育したニホンウナギレプトケファルス幼生を用いた。１０Ｌ円形アクリル水槽を用意した。水槽内に海水を注水し，容積を５リットルとした。水槽内に収容するウナギレプトケファルス幼生は２００尾程度とした。ニホンウナギレプトケファルス幼生を水槽に馴致させた後，３ｍＬ相当の飼料をピペットで水槽底面に投与し給餌を開始した。給餌期間中は１５分間止水し給餌させた。１５分経過後，１分間に０．５から０．６Ｌの流量で底面に残った餌を洗い流した。上記の作業を２時間おきに計５回繰り返した。給餌時間は，９時，１１時，１３時，１５時，１７時とした。５回給餌後は，同型の水槽にニホンウナギレプトケファルス幼生を移し替えた。給餌以外の時間帯は，１分間に０．５から０．６Ｌの流量で注水し続けた。給餌期間中はすべて２５℃の濾過海水を掛け流しでおこなった。
　（レプトケファルス幼生の準備２）
１７５日齢に達したレプトケファルス幼生から，全長３８．５ｍｍから４３．５ｍｍの幼生を選抜し，本発明操作を実施した。さらに１７４日齢の全長３６．１ｍｍと３４．５ｍｍの幼生を用いた。
　（種苗評価）
ステージ４に到達した幼生をさらに淡水下で継続飼育を行い，摂餌が認められた個体を稚魚とし種苗個体として利用可能と判断した。
　２．実施例結果：
　実施例の結果を表１に示す。全長３６．１ｍｍ以上のレプトケファルス幼生由来の稚魚生産に成功した。しかし，全長３４．５ｍｍレプトケファルス幼生はステージ４に到達したが，摂餌能を獲得するには至らなかった。本発明を用いれば，変態を同時に誘導させることが可能であり，結果，種苗生産期間を短縮化できることが分かった。
　表１は，２３℃飼育水下におけるＴ４処理による日本ウナギ変態誘導を示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000001
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000002
　L:生存中，変態の特徴は認められず. Ｙ:変態完了（種苗生産完了）. Ｎｄ： 死亡. 変態ステージ
　（レプトケファルス幼生の準備）
１２９日齢に達したレプトケファルス幼生から，全長２９．８ｍｍから４０．６ｍｍの幼生を選択し，本発明を実施した。
　実施例結果：
　実施例の結果を表２及び図１に示す。全長３６．６ｍｍ以上のレプトケファルス幼生から稚魚の生産に成功した。しかし，全長３６．４ｍｍ以下のレプトケファルス幼生はステージ４に到達した例もあったが，変態進行がスムーズに進まず，誘導途中で死亡するもしくは，摂餌能を獲得するには至らなかった。以上より，種苗生産可能なレプトケファルス幼生の閾値は全長３６ｍｍ前後にあるものと考えられ，全長３７ｍｍ以上に到達したレプトケファルス幼生を準備し，本発明を実施すれば，ニホンウナギ種苗の生産が可能であることが分かった。また，本発明を用いた種苗生産の可否は，レプトケファルス幼生の日齢ではなく，体サイズに依存している事が分かった。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000003
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000004
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000005
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000006
　L:生存中，変態の特徴は認められず. Ｄ： 死亡. Ｙ：変態完了（種苗生産完了）. Ｎｄ： 死亡. Ｎｆ： 摂餌未確認. Ng: シラスウナギまで変態せず.
　図１は，実施例におけるウナギ目魚類仔魚の育成状況を示す図面に替る写真である。
Ａは，Ｔ４処理開始時,（Ｅｘｐ６－２, 全長３８．１ｍｍ）， Ａ－２は， 処理開始10日後, Ａ－３:は，２７日後, Ａ－４は: ４６日後を示す。 Ｂは，Ｔ４処理開始時（Ｅｘｐ６－４, 全長３６．６ｍｍ）, Ｂ２は，処理開始１０日後, Ｂ－３は ３７日後, Ｂ－４は ６３日後を示す。 スケールバーは１０ｍｍである。
　本発明は水産業において利用されうる。

 

Claims (9)

  1. 　甲状腺ホルモンを含むウナギ目魚類の飼育水。
  2. 　請求項１に記載のウナギ目魚類の飼育水であって，前記甲状腺ホルモンは，サイロキシンを含む，ウナギ目魚類の飼育水。
  3. 　請求項１又は２に記載のウナギ目魚類の飼育水であって，さらにビタミン類を含む，ウナギ目魚類の飼育水。
  4. 　請求項１に記載のウナギ目魚類の飼育水であって，ウナギ目魚類仔魚の飼育水である，ウナギ目魚類の飼育水。
  5. 　甲状腺ホルモンを投与する工程を含むウナギ目魚類の育成方法。
  6. 　請求項５に記載の育成方法であって，
    　ウナギ目魚類仔魚が，変態始動期（ステージ１）から変態最盛期（ステージ２）と変化するにつれて前記甲状腺ホルモンの投与量を変化させ，
    　変態最盛期（ステージ２）における前記甲状腺ホルモンの投与量は，変態始動期（ステージ１）における前記甲状腺ホルモンの投与量より少ない，方法。
  7. 　請求項６に記載の育成方法であって，
    　ウナギ目魚類仔魚が，変態最盛期（ステージ２）から変態後期（ステージ３）と変化するにつれて前記甲状腺ホルモンの投与量を変化させ，
    　変態後期（ステージ３）における前記甲状腺ホルモンの投与量は，変態最盛期（ステージ２）における前記甲状腺ホルモンの投与量より少ない，方法。
  8. 　請求項７に記載の育成方法であって，
    　変態始動期（ステージ１）における前記甲状腺ホルモンの投与量を１とした場合に，
    　変態最盛期（ステージ２）における前記甲状腺ホルモンの投与量が０．０５～０．５であり，
    　変態後期（ステージ３）における前記甲状腺ホルモンの投与量が０．００１～０．０５である，
    　方法。
  9. 　請求項５に記載の育成方法であって，
    　前記甲状腺ホルモンを投与する工程は，
    　甲状腺ホルモンを餌に混ぜて，甲状腺ホルモンをウナギ目魚類仔魚に投与する工程，
    　飼育水に甲状腺ホルモンを混ぜて，甲状腺ホルモンをウナギ目魚類仔魚に投与する工程，及び
    　甲状腺ホルモンを直接ウナギ目魚類仔魚に投与する工程，
    　のいずれか１つ又は２つ以上を含む，
    　方法。
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