MXPA05002255A - Vacunas para infecciones del sistema respiratorio y reproductor en ganado. - Google Patents

Vacunas para infecciones del sistema respiratorio y reproductor en ganado.

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Abstract

La presente invencion se refiere a vacunas de combinacion y metodos para tratar o prevenir enfermedades o trastornos en un animal, provocados por la infeccion con el Virus de la diarrea Virica bovina (BVDV) de los Tipos 1 y 2, el virus de Herpes Bovino Tipo-1 (BHV-1), Virus Sincitial Respiratorio bovino (BRSV)=, Virus de la Parainfluenza (PI3), Campylobactes fettus, Leptospira cancola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira herdjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagiae, Leptospira hardjo-bovis y Leptospira pomona, administrando al animal una cantidad efectiva de una vacuna de combinacion., la vacuna de combinacion puede ser un preparado inactivado o modificado vivo de celulas enteras o parciales.

Description

VACUNAS PARA INFECCIONES DEL SISTEMA RESPIRATORIO Y REPRODUCTOR EN GANADO CAMPO DE LA INVENCION La presente invención se refiere a vacunas de combinación y métodos para tratar o prevenir enfermedades o trastornos en un animal, provocados por la infección con el Virus de la Diarrea Vírica Bovina (BVDV: Bovine Viral Diarrhea Virus) de los Tipos 1 y 2, el virus del Herpes Bovino Tipo-1 (BHV-1 ), Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV: Bovine Respiratory Syncytial Virus), Virus de la Parainfluenza (Pl3), Campylobacter fetus, Leptospira canteóla, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagiae, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira interrogans pomona, administrando al animal una cantidad efectiva de una vacuna de combinación. La vacuna de combinación puede ser un preparado inactivado o modificado vivo de células enteras o parciales.
ANTECEDENTES DE LA INVENCION Cinco agentes víricos asociados con el complejo de la enfermedad respiratoria bovina (BRD: Bovine Respiratory Disease)- Virus del Herpes Bovino Tipo-1 (BHV-1 ), también conocido como virus de la rinotraqueitis bovina infecciosa (IBR: Infectious Bovine Rhinotracheitis), virus de la Diarrea Vírica Bovina (BVDV) de los tipos 1 y 2, Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV) y Virus de la Parainfluenza (PI3), provocan infecciones del sistema respiratorio y reproductor de gran importancia económica en el ámbito de la ganadería de vacuno y de las industrias lácteas. La BRD provoca una amplia serie de síndromes clínicos entre los que se incluyen la enfermedad respiratoria aguda y el aborto. La forma respiratoria de la BRD se caracteriza por la inflamación, hinchazón, hemorragia y necrosis de las membranas mucosas de las vías respiratorias, y puede venir acompañada por fiebre elevada, anorexia, depresión, rinorrea, respiración fatigosa e inflamación del hocico. Los abortos inducidos por los virus IBR y BVDV pueden ocurrir en los tres trimestres, pero sobre todo durante la segunda mitad de la gestación, y con frecuencia sin evidencia de otros signos clínicos (Ellís et al. (1996) JAVMA 208: 393-400; Ells-worth et al. (1994) en Proceedings, 74th . Conference of Research Workers in Animal Disease: 34). El Virus del Herpes Bovino Tipo-1 (BHV-1 ) es un miembro de la subfamilia de los virus alfaherpes, y produce una diversidad de formas clínicas de enfermedad en el ganado, incluyendo infecciones respiratorias y genitales, conjuntivitis, encefalitis y abortos. Intentos anteriores de controlar la infección por BHV-1 han utilizado vacunas que comprenden virus vivos atenuados (Gerber, J. D. et al., 1978, Am. J. Vet. Res. 39: 753-760; Mitchell, D., 1974, Can. Vet. Jour. 15.: 148-151), virus inactivados (Frerichs, G.N. et al., 1982, Vet. Rec. 1 11 : 116-122) y subunidades víricas tales como, p. ej. una de las tres principales glicoproteínas del BVH-1 , que han sido designadas en la técnica como gl, glíl y glV (Babiuk, L. A. et al., 1987, Virology 159: 57-66; van Drunen, S. et al., 1993, Vaccine 1 1 : 25-35). Además, se ha demostrado la capacidad de una versión recombinante truncada de la glicoproteína glV del BHV-1 (designada en la técnica como BHV-1 tglV) para inducir la inmunidad mucosal frente al BHV-1 (van Drunen, S. et al., 1994, Vaccine, 12: 1295-1302). Sin embargo, las vacunas BHV-1 reconocidas en la técnica están contraindicadas para ser usadas en ganado preñado, seropositivo o seronegativo, y también contraindicadas para ser usadas en vacas preñadas que están alimentando terneros. Los Tipos y 2 de BVDV han sido implicados en una diversidad de síndromes clínicos. Se han realizado estudios que demuestran que el virus provoca enfermedad respiratoria primaria grave, que el ganado infectado persistentemente (P1 : Persistently Infected) es una fuente principal de infección para terneros susceptibles, y que el BVDV infecta reservónos de leucocitos causando déficits profundos y de amplia base en el sistema inmunitario. Ellis et al. (1996) JAVMA 208: 393-400; Baum et al. (1993) The Compendium Collection: Infectious Disease in Food Animal Practice. Trenton, NJ Veterinary Learning Systems 1 13-121 ; Meyling et al. (1987) Agrie. Pestivirus Infect. Rumin. 225-231. Pueden resultar aborto o momificación cuando se infecta el ganado preñado, especialmente durante el primer trimestre. Bolin et al. (1989) Am. J. Vet. Res. 52: 1033-1037. La enfermedad mucosal, otra manifestación frecuentemente fatal de la diarrea viral bovina (BVD) es el resultado de la infección fetal temprana con un biotipo de BVDV no citopático, el desarrollo de inmunotolerancia al virus, el nacimiento de un ternero persistentemente infectado (Pl), y subsiguiente superinfección con un biotipo de BVDV citopático. Bolín et al. (1989) Am. J. Vet. Res. 52: 1033-1037. El BVDV Tipo 2, una vez reconocido principalmente como BVDV hemorrágico aislado sobre todo en rebaños lecheros, se ha convertido en la cepa predominante aislada en la mayoría de las regiones de los Estados Unidos, de casos tanto de abortos como respiratorios relacionados con la BVD. Van Oirschot et al. (1999) Vet. Micro. 64:169-183. El BVDV está clasificado en el género de pestivirus y la familia de Flaviviridae. Está estrechamente relacionado con virus que provocan la enfermedad de la frontera en ovejas y la fiebre porcina clásica. El ganado infectado muestra "enfermedad mucosal" que se caracteriza por la temperatura elevada, diarrea, tos y ulceraciones de la mucosa alimentaría (Olafson et al., Cornell Vet. 36: 205-213 (1946): Ramsey et al., North Am. Vet. 34: 629-633 (1953». El virus de la BVD es capaz de atravesar la placenta del ganado preñado y puede provocar el nacimiento de terneros Pl (Malmquist, J. Am. Vet. Med. Assoc. 152: 763-768 (1968); Ross et al., J. Am. Vet. Med. Assoc. 188: 618-619 (1986». Estos terneros son inmunotolerantes frente al virus y persistentemente virémicos para el resto de su vida. Proporcionan una fuente de brotes de enfermedad mucosal (Liess et al., Dtsch. Tieraerztl. Wschr. 81 : 481-487 (1974) y están altamente predispuestos para la infección con microorganismos que producen enfermedades tales como neumonía o enfermedad intestinal (Barber et al., Vet. Rec. 1 17: 459-464 ( 985). De acuerdo con estudios del crecimiento del virus BVDV en células cultivadas, se han clasificado dos biotipos víricos: virus que inducen un efecto citopático (cp) y virus que no inducen un efecto citopático (ncp) en células infectadas (Lee et al., Am. J. Vet. Res. 18: 952-953; Gillespie et al., Cornell Vet. 50: 73-79, 1960). Las variantes cp pueden surgir de los animales Pl preinfectados con virus ncp (Howard et al., Vet. Microbiol. 13: 361-369, 1987; Corapi et al., J. Virol. 62: 2823-2827, 1988). Basándose en la diversidad genética de la región no traducida 5' (NTR) y las diferencias antigénicas en la glicoproteína de la superficie del virión E2 de virus BVD, se han propuesto dos genotipos principales: el tipo I y el II. El BVDV del tipo 1 representa las cepas del virus clásico o tradicional que normalmente producen solamente una diarrea suave en animales inmunocompetentes, mientras que el BVDV del tipo 2 son virus emergentes con alta virulencia, que pueden producir trombocitopenia, hemorragias y enfermedad aguda fatal (Corapi et al., J. Virol. 63: 3934-3943; Bolín et al., Am. J. Vet. Res. 53: 2157-2163; Pellerin et al., Virology 203: 260-268, 1994; Ridpath et al., Virology 205: 66-74, 1994; Carman et al., J. Vet. Diagn. Invest. 10: 27-35, 1998). Los virus BVDV del tipo I y II tienen distinta antigenicidad determinada mediante un panel de anticuerpos monoclonales (Mabs) y por neutralización cruzada usando antisueros específicos del virus producidos en animales (Corapi et al., Am. J.
Vet. Res. 51 : 1388-1394, 1990). Los virus de cualquiera de los genotipos pueden existir como uno de los dos biotipos, virus cp o ncp. Los estudios de animales infectados con virus de BVD sugieren que los virus de la BVID inducen respuestas tanto de las células B como de las células T en animales (Donis et al., Virology 158: 168-173, 1987; Larsson et al., Vet. Microbiol. 31 : 31 7-325, 1992; Howard et al., Vet. Immunol. Immunopathol. 32: 303-314, 1992; Lambot et al., J. Gen. Viral. 78: 1041-1047, 1997; Beer et al., Vet. Microbiology, 58; 9-22, 1997). Se han desarrollado varias vacunas para el BVDV usando aislados víricos BVD inactivados químicamente (Fernelius et al., Am. J. Vet. Res. 33: 1421-1431 , 1972; Kolar et al., Am. J. Vet. Res. 33: 1415-1420, 1972; McCIurkin et al., Arch. Virol. 58: 1 19, 1978). Se requieren múltiples dosis para que las vacunas virales inactivadas consigan la inmunización primaria. Algunas vacunas de BVDV inactivados proporcionan protección contra la infección del tipo I de BVDV solamente (Beer et al., Vet. Microbiology, 77: 195-208, 2000). No se ha logrado la protección fetal con vacunas de BVDV inactivado debido a la escasa duración de la inmunidad y a una ineficaz protección de tipo cruzado (Bolín, Vet. Clin. North Am. Food. Anim. Pract. 11 : 615-625, 1995). Por otra parte, las vacunas de virus vivos modificados (MLV: Modified-Live Virus) ofrecen un mayor nivel de protección. Actualmente se producen vacunas de BVDV MLV con licencia, usando virus atenuados obtenidos por pasaje repetido en células bovinas o porcinas (Coggings et al., Cornell Vet. 51 : 539-, 1961 ; Phillips et al., Am. J. Vet. Res. 36: 135-, 1975) o usando virus modificados químicamente que muestran un fenotipo sensible a la temperatura (Lobmann et al., Am. J. Vet. Res. 45: 2498-, 1984; 47: 557-561 , 1986). Una dosis única de vacuna MLV es suficiente para la inmunización, y la inmunidad puede durar años en el ganado vacunado. Sin embargo, como estas vacunas han sido desarrolladas usando cepas de virus BVDV del tipo I, la protección es solamente frente al virus del tipo I. Además, las vacunas de BVDV disponibles no están indicadas para ser usadas en ganado preñado ni en vacas preñadas que están alimentando terneros. El virus Pl3 produce típicamente solamente una enfermedad suave cuando actúa solo; sin embargo, el virus predispone a las vías respiratorias para una infección secundaria con más organismos patógenos, incluyendo virus de IBR, BRSV y BVDV, que tienen por resultado el clásico síndrome de la fiebre del embarque. De los varios virus de los que se sabe que producen enfermedad respiratoria en el ganado, el virus de la Pl3 es el más extendido. Ellis et al. (1996) JAVMA 208: 393-400. El BRSV tiene preferencia por las vías respiratorias bajas, y la gravedad de la infección viene determinada principalmente por la respuesta del sistema inmunitario a proteínas virales clave. Bolin et al. (1990) Am. J. Vet. Res. 51 : 703. El ganado afectado muestra generalmente signos no específicos entre los que se incluyen exudación serosa nasal y ocular, una fiebre ligera, frecuentemente bifásica, y una tos seca. El ganado afectado más grave-mente desarrolla una tos violenta, muestra una respiración fatigosa por la boca abierta, y saliva espumosa alrededor de la boca, y puede dejar de comer y de beber. Ellis et al. (1996) JAVMA 208: 393-400. La leptospirosis, provocada por espiroquetas del género Leptospira, es una infección zoonótica del ganado de importancia económica. Leptospira borgpetersenii serovar hardjo (L. hardjo) y L interrogans serovar pomona (L. pomona) son las dos serovariantes más comúnmente asociadas con la leptospirosis del ganado en todo el mundo. En una inspección del ganado de los EE.UU., el 29% reaccionó serológicamente con L. hardjo y el 23% con L. pomona. Las leptospiras invaden el organismo a través de las membranas mucosas o la piel lesionada, y se diseminan a través de la sangre. Muestran tropismos para el riñon y el tracto genital, y menos frecuentemente el humor vitreo del ojo y el sistema nervioso central. El medio de infección más común es por contacto directo o indirecto con orina, leche o líquidos placentarios infectados, pero también se conoce la transmisión venérea y trans-ovárica. La infección leptospírica del ganado puede tener por resultado fiebre aguda, agalactia, aborto o nacimiento de terneros infectados prematuros y débiles, y puede contribuir a fallos de cría y bajas tasas de concepción. Las infecciones pueden ser tratadas con antibióticos, pero pueden no aparecer en ganado que no es lactante ni preñado. En tal ganado, establecen infección aguda o crónica de los ríñones, dando por resultado la diseminación urinaria de organismos virulentos que a su vez pueden infectar a otros animales o a las personas que los manejan. La inmunidad contra Leptospira es específica de la serovariante, y aunque se ha dispuesto de vacunas durante muchos años, la mayoría inducen solamente una inmunidad escasa y de poca duración. Por consiguiente, existe la necesidad de desarrollar vacunas de combinación que proporcionen protección frente a una amplia variedad de antígenos, que sean seguras para vacas preñadas y lactantes y su descendencia, y que cubran las necesidades del mercado de leche y ganado para carne. La presente invención proporciona vacunas para el tratamiento y la prevención de las principales causas infecciosas de enfermedades respiratorias y reproductoras en animales tales como vacas y terneros. La presente invención proporciona además composiciones inmunogénicas y métodos para tratar o prevenir enfermedades o trastornos en animales.
BREVE DESCRIPCION DE LA INVENCION La presente invención proporciona un método para tratar o prevenir una enfermedad o trastorno en un animal, provocado por la infección con al menos uno entre BVDV del Tipo 1 o del Tipo 2, BHV-1 , Pl3, BRSV, Campylobacter fetus, Leptosplra canteóla, Leptospira grippotyphosa, Leptospíra borgpetersenii hardjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagiae, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis y Leptospíra interrogans pomona, que comprende administrar al animal una cantidad efectiva de una vacuna de combinación.
El presente método proporciona protección a animales tales como el ganado vacuno, en particular ganado lechero, contra enfermedades de infección respiratoria y reproductoras. El presente método proporciona protección a animales tales como vacas preñadas contra el aborto provocado por IBR, y contra infecciones fetales persistentes provocadas por el BVDV, Tipos 1 y 2. El presente método proporciona también protección a animales tales como vacas lactantes y vacas preñadas que están alimentando terneros, frente a infecciones persistentes causadas por el BVDV, Tipos 1 y 2. Así, el presente método proporciona protección a animales en época de cría, animales preñados y animales lactantes. La vacuna de combinación empleada en los presentes métodos puede ser un preparado de células completas o parciales (p. ej. preparado vivo modificado). La vacuna de combinación administrada de acuerdo con la presente invención puede incluir componentes adicionales tales como un coadyuvante y opcionalmente un segundo antígeno, o más. Un segundo antígeno se elige entre los siguientes, incluyendo, pero sin limitarse a ellos, contra el herpesvirus bovino tipo 1 (BHV-1 ), virus de la diarrea vírica bovina (BVDV tipo 1 ó 2), virus sincitial respiratorio bovino (BRSV), virus de la parainfluenza (Pl3), Leptospira canicola, Leptospira gríppotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica y Pasturella multocida.
DESCRIPCION DETALLADA DE LA INVENCION La presente invención proporciona un método para tratar o prevenir una enfermedad o trastorno en un animal, provocado por la infección con IBR, BVDV, Pl3, BRSV, Campylobacter fetus y/o Leptospirae, administrando al animal una cantidad efectiva de una vacuna de combinación. En ciertas modalidades, las vacunas usadas en el método de la presente invención comprenden una vacuna viva modificada y un vehículo aceptable farmacéuticamente, o una vacuna viva modificada y un coadyuvante. Para una mayor claridad de la descripción, y no a título de limitación, la descripción detallada de la invención se divide en las siguientes subsecciones, que describen o ¡lustran ciertas características, modalidades o aplicaciones de la invención.
Definiciones y abreviaturas La expresión "tratar o prevenir", con relación a una enfermedad o trastorno, como se usa en el presente texto, significa reducir o eliminar el riesgo de infección por un virus virulento BVDV, tipos 1 y 2, IBR, PI3, BRSV, Campylobacteria, y/o antígenos Leptospira, mejorando o aliviando los síntomas de una infección, o acelerando la recuperación de una infección. El tratamiento se considera terapéutico si hay una reducción de la carga vírica o bacteriana, una disminución de las infecciones pulmonares, temperaturas rectales reducidas, y/o un aumento en la toma de alimento y/o del crecimiento. El tratamiento se considera también terapéutico si hay una reducción en la infección fetal y en la descarga urinaria debida a la infección con Leptospira sero-variantes hardjo y pomona, por ejemplo. El método de la presente invención, por ejemplo, es efectivo para prevenir o reducir abortos causados por la IBR e infecciones causadas por el BVDV Tipos 1 y 2, y reducir las temperaturas rectales. Por consiguiente se considera que la presente invención proporciona protección fetal contra la IBR e infecciones causadas por el BVDV Tipos 1 y 2, así como protección fetal contra el herpes del ganado y los pestivirus del ganado. También se considera que la presente invención proporciona protección contra la infección fetal persistente, tal como la infección persistente con BVDV. Por "infección fetal persistente" se entiende la infección que tiene lugar durante el desarrollo fetal temprano (p. ej. 45 a 125 días de gestación) que conduce al nacimiento de animales que son ¡nmunotolerantes para el BVDV y mantienen replicación y multiplicación de BVDV activa que frecuentemente ocurre a una tasa elevada durante meses o años, sirviendo como fuente permanente de BVDV en el rebaño. Estos animales infectados persistente mente están también en riesgo de desarrollar una enfermedad mucosal fatal si se sobreinfectan con un biotipo de virus citopático.
La expresión "vacuna de combinación" significa una combinación bivalente o polivalente de antígenos, incluyendo antígenos vivos modificados y/o antígenos inactivados. De acuerdo con la presente invención, una vacuna de combinación puede comprender IBR, PI3, BRSV infecciosos vivos modificados y BVDV Tipos 1 y 2 inactivado, uno o más antígenos tales como, pero sin limitarse a ellos, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica y Pasturella multocida, un vehículo aceptable en veterinaria y un coadyuvante. En una modalidad preferida, el componente IBR vivo modificado es IBR sensible a la temperatura. En otra modalidad preferida, el componente BVDV Tipo 2 es citopático (cpBVD-2 cepa 53637-ATCC No. PTA-4859) y el componente BVDV Tipo 1 es 5960 citopático (cpBDV-1 cepa 5960-National Animal Disease Center, United States Department of Agricultura, Ames, lowa). La presente invención con-templa también cepas de BVDV Tipo 1 y Tipo 2 no-citopáticas. En otra modalidad preferida, los antígenos vivos modificados son desecados, liofilizados o vitrificados. De acuerdo con la presente invención, una vacuna de combinación puede comprender BVDV Tipos 1 y 2 inactivado, uno o más antígenos tales como, pero sin limitarse a ellos, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenü hardjo-bovis, Leptospira bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica y Pasturella multocida, un vehículo aceptable en veterinaria y un coadyuvante. La expresión "vacuna de combinación", como se usa en el presente texto, se refiere también, a una composición multicomponente que contiene al menos un antígeno vivo modificado, al menos un segundo antígeno y un coadyuvante que previene o reduce el riesgo de infección y/o que mejora los síntomas de la infección. En una modalidad preferida, el segundo antígeno es inactivado. En una modalidad preferida, la fuente de la vacuna de combinación es PregSure® 5 (Pfizer, Inc.), PregSure® S-1-5 (Pfizer, Inc.) y PregSure® 5-VL5 (Pfizer, Inc.). Una fuente de vacuna de combinación particularmente preferida es PregSure® 5-VL5. Los efectos protectores de una composición de vacuna de combinación contra un patógeno se consiguen normalmente induciendo en el sujeto una respuesta inmunitaria, bien sea una respuesta inmunitaria mediada por células o bien humoral, o una combinación de ambas. Dicho de un modo general, la abolición o reducción de incidencias de infección por BVDV, IBR y/o P13, la mejora de los síntomas o la eliminación acelerada de los virus de los sujetos infectados, son indicativas de los efectos protectores de una composición de vacuna de combinación. Las composiciones de vacuna de la presente invención proporcionan protección contra infecciones causadas por los virus BVD bien sea del tipo 1 , del tipo 2, o de ambos, así como los abortos causa-dos por BHV-1 (IBR) e infecciones respiratorias causadas por PI3 y BRSV. El presente método para tratar o prevenir una enfermedad o trastorno en un animal, causada por una infección con IBR, BVDV, PI3, BRSV, Campylobacter fetus y/o Leptospirae, administrando una vacuna de combinación, se denomina también en el presente texto "método de vacunación". La expresión "vacuna de combinación" que puede usarse en el, presente método puede incluir, por ejemplo, un preparado celular completo o parcial inactivado de C. fetus y/o Leptospira, BVDV inactivado tipos 1 y 2, y/o uno o más antígenos vivos modificados tales como BHV-1 , PI3 y/o BRSV. En una modalidad, las composiciones de vacuna de la presente invención incluyen una cantidad efectiva de uno o más de los virus BVDV anteriormente descritos, preferentemente cpBVD-2 cepa 53537 (ATCC PTA-4859); cpBVD-1 cepa 5960 (cpBDV-1 cepa 5960-National Animal Disease Center, United States Department of Agriculture, Ames, lowa); IBR cepa muíante ts RBL 106 (National Institute of Veterinary Research, Bruselas, Bélgica); Pl3 cepa muíante ts RBL 103 (RIT, Rixensart, Bélgica); BRSV cepa 375 (Veterinary Medical Research Institute, Ames, lowa). Los virus BVDV purificados pueden usarse directameníe en una composición de vacuna, o, preferente-mente, los virus de la BVD pueden ser más atenuados por medio de inactivación química o pasajes en serie in viíro. Típicamente, una vacuna contiene entre aproximadamente 1 X 103 y aproximadamente 1 x 1010 unidades de virus formadores de placas o colonias, con un vehículo aceptable en veterinaria y un coadyuvante, en un volumen de entre 0.5 y 5 mi y preferentemente aproximadamente 2 mi. La cantidad precisa de un virus en una composición de vacuna efectiva para proporcionar un efecto protector puede ser determinada por un veterinario experto. Los vehículos aceptables en veterinaria adecuados para ser usados en composiciones de vacuna pueden ser cualquiera de los descritos más adelante. La vía de administración típica puede ser por inyección intramuscular o subcutánea de entre aproximadamente 0.1 y aproximadamente 5 mi de vacuna. Las composiciones de vacuna de la presente invención pueden incluir también ingredientes activos adicionales tales como otras composiciones de vacuna contra el BVDV, p. ej. las descritas en los documentos WO 9512682, WO 9955366, patente de EE.UU. n° 6,060,457, patente de EE.UU. n° 6,015,795, patente de EE.UU. n° 6,001 ,613 y patente de EE.UU. n° 5,593,873. La vacunación puede realizarse mediante una única inoculación o por inoculaciones múltiples. Si se desea, pueden recogerse los sueros de los animales inoculados y ser ensayados en cuanto a la presencia de anticuerpos contra el virus de la BVID. En otra modalidad de la presente invención, las composiciones de vacuna se usan para tratar infecciones por BVDV. En consecuencia, la presente invención proporciona métodos para tratar infecciones en sujetos animales provocadas por virus de la BDV del tipo 1 o del tipo 2, o una combinación del tipo 1 y el tipo 2, administrando a un animal una cantidad terapéuticamente efectiva de un virus de la BVD de la presente invención. En otra modalidad, las composiciones de vacuna de la presente invención son efectivas para la mejora de la fertilidad del rebaño y para la reducción del riesgo de transmisión de enfermedades del ganado a las personas que lo manipulan. Por "sujeto animal" se entiende que se incluye cualquier animal que es susceptible a las infecciones por BVDV, BHV, Pl3, BRSV o Leptospira, por ejemplo, tal como el ganado vacuno, ovino y de cerda. En la práctica de los presentes métodos, una composición de vacuna de la presente invención es administrada al ganado preferentemente por vías intramuscular o subcutánea, aunque también pueden usarse otras vías de administración, tales como, p. ej., administración oral, intranasal (p. ej. aerosol u otra administración sin agujas), intra-ganglio linfático, intradérmica, intraperitoneal, rectal o vaginal, o mediante una combinación de vías. Pueden requerirse regímenes de refuerzo, y puede ajustarse el régimen de dosificación para proporcionar una inmunización óptima. Por "inmunogénico" se entiende la capacidad de un virus de la BVD para provocar una respuesta inmunitaria en un animal frente a los virus de la BVD del tipo 1 o del tipo 2, o frente a los virus de la BVD de ambos tipos 1 y 2. La respuesta inmunitaria puede ser una respuesta inmunitaria celular mediada principalmente por células T citotóxicas, o una respuesta inmunitaria humoral mediada principalmente por células T colaboradoras, que a su vez activa a las células B, conduciendo a la producción de anticuerpos. De acuerdo con la presente invención, los virus se atenúan preferentemente por inactivación química o por pasajes en serie en cultivo de células antes de usarlos en una composición inmunogénica. Los métodos de atenuación son bien conocidos por los expertos en la técnica. Un virus preferido para ser incluido en una composición inmunogénica de la presente invención es BVDV cp53637 (ATCC n° PTA-4859). Otro virus preferido para ser incluido en una composición inmunogénica de la presente invención es BVDV 5960. Otro virus más, preferido para ser incluido en una composición inmunogénica de la presente invención, es el mutante ts de la cepa IBR cepa RBL 106. Otro virus preferido para ser incluido en una composición inmunogénica de la presente invención es el mutante ts Pl3 cepa RBL 103. Otro virus preferido para ser incluido en una composición inmunogénica de la presente invención es BRSV cepa 375. Las composiciones inmunogénicas de la presente invención pueden incluir también ingredientes activos adicionales tales como otras composiciones inmunogénicas contra el BVDV, p. ej. las descritas en la solicitud pendiente en común con la presente, serie n° 08/107.908, los documentos WO 9512682 y WO 9955366, la patente de EE.UU. número 6,060,457, la patente de EE.UU. número 6,015,795, la patente de EE.UU. número 6,001 ,613 y la patente de EE.UU. número 5,593,873.
Además, las composiciones inmunogénicas y de vacuna de la presente invención pueden incluir uno o más vehículos aceptables en veterinaria. Como se usa en el presente texto, "un vehículo aceptable en veterinaria" incluye cualquier disolvente, medió de dispersión, recubrimiento, coadyuvante, agente de estabilización, diluyente, conservante, agente antibacteriano y fungicida, agente isotónico, agente de retardo de la adsorción, y similares. Los diluyentes pueden incluir agua, solución salina, dextrosa, etanol, glicerol, y similares. Los agentes isotónicos pueden incluir cloruro sódico, dextrosa, manitol, sorbitol y lactosa, entre otros. Los agentes de estabilización incluyen albúmina, entre otros. Los coadyuvantes incluyen, pero sin limitarse a ellos, el sistema coadyuvante RIBI (Ribi Inc.), alumbre, gel de hidróxido de aluminio, colesterol, emulsiones aceite-en-agua, emulsiones agua-en-aceite tales como, p. ej., coadyuvantes completo e incompleto de Freund, copolímero de bloques (CytRx, Atlanta GA), SAF-M (Chiron, Emeryville CA), coadyuvante AMP-HIGENS, saponina, QuilA, QS-21 (Cambridge Biotech Inc., Cambridge MA), GPI-0100 (Galénica Pharmaceuticals, Inc., Birmingham, AL) u otras fracciones de saponina, monofosforil lípido A, coadyuvante de lípido-amina Avridina, enterotoxina termolábil de E. coli (recombinante u otra), toxina del cólera, o dipéptido muramilo, entre otros muchos. Las composiciones inmunogénicas pueden incluir también uno o más de otros agentes inmunomoduladores tales como, p. ej., ¡nterleucinas, interferonas u otras citocinas. Las composiciones inmunogénicas pueden incluir también Gentamicina y Mertiolato. Aunque las cantidades y concentraciones de coadyuvantes y aditivos útiles en el contexto de la presente invención pueden ser determinadas fácilmente por un profesional experto, la presente invención contempla composiciones que comprenden de aproximadamente 50 pg a aproximadamente 2000 pg de coadyuvante, y preferentemente aproximadamente 500 pg por cada dosis de 2 mi de la composición de vacuna. En otra modalidad preferida, la presente invención con-templa composiciones de vacuna que comprenden de aproximadamente 1 pg/ml a aproximadamente 60 pg/ml de antibiótico, y más preferentemente menos de aproximadamente 30 pg/ml de antibiótico. Las composiciones inmunogénicas de la presente invención pueden prepararse en varias formas, dependiendo de la vía de administración. Por ejemplo, las composiciones inmunogénicas pueden prepararse en forma de soluciones o dispersiones acuosas estériles adecuadas para su uso en inyectables, o en formas liofilizadas usando técnicas de liofilización. Las composiciones inmunogénicas liofilizadas se mantienen típicamente a aproximadamente 4°C, y pueden ser reconstituidas en una solución de estabilización, p. ej. solución salina y/o HEPES, con o sin coadyuvante. Las composiciones inmunogénicas de la presente invención pueden ser administradas a sujetos animales para inducir una respuesta inmunitaria frente a los virus de la BVD tipo 1 o tipo 2, o frente a los dos tipos de virus de la BVD. En consecuencia, otra modalidad de la presente invención proporciona métodos para estimular una respuesta inmunitaria frente a los virus de la BVD del tipo 1 o del tipo 2, o frente a una combinación de los virus de la BVD del tipo 1 y del tipo 2, administrando a un sujeto animal una cantidad efectiva de una composición inmunogénica de la presente invención descrita anteriormente. Se entiende que la expresión "sujeto animal" incluye cualquier animal que sea susceptible a infecciones por BVDV, tal como el ganado vacuno, ovino y de cerda. De acuerdo con los métodos de la presente invención, una composición inmunogénica preferida para su administración a un sujeto animal incluye el virus BVDV cp53637 y/o el virus BVDV cp5960. Una composición inmunogénica que contiene un virus BVDV, preferentemente atenuado por inactivación química o pasajes en serie en cultivo, es administrada a una res, preferentemente por vía intramuscular o subcutánea, aunque también pueden usarse otras vías de administración tales como, p. ej., administración oral, intranasal, intra-glaglio linfático, intradérmica, intraperitoneal, rectal o vaginal, o mediante una* combinación de vías. Los protocolos de inmunización pueden optimizarse usando procedimientos bien conocidos en la técnica. Puede administrarse a los animales una dosis única o, alternativamente, pueden tener lugar dos o más inoculaciones con intervalos de dos a diez semanas. Dependiendo de la edad del animal, la composición inmunogénica o de vacuna puede ser readministrada. Por ejemplo, la presente invención contempla la vacunación ejemplo, la presente invención contempla la vacunación de ganado sano antes de los seis meses de edad, y la revacunación a los seis meses de edad. En otro ejemplo, la presente invención contempla la vacunación de ganado pre-inseminación a aproximadamente 5 semanas antes de la inseminación, y de nuevo a aproximadamente 2 semanas antes de la inseminación, para proteger al feto contra la infección provocada por el BVDV de los tipos 1 y 2. También se contempla la revacunación semianual con una dosis única de la vacuna de combinación, para prevenir la infección fetal por el BVDV. La cuantía y la naturaleza de las respuestas ¡nmunitarias inducidas en el ganado pueden evaluarse usando diversas técnicas. Por ejemplo, pueden recogerse los sueros de los animales inoculados y ensayarlos en cuanto a la presencia de anticuerpos específicos para los virus BVDV, p. ej. en un ensayo de neutralización de virus convencional. El término "ganado", como se usa en el presente texto, se refiere a animales vacunos incluyendo, pero sin limitarse a ellos, novillos, toros, vacas y terneros. El ganado, como se usa en el presente texto, se refiere a animales vacunos preñados y lactantes. Preferentemente, el método de la presente invención es aplicado a un animal que es un mamífero no humano; preferentemente una vaca lactante o preñada y su feto. La expresión "cantidad terapéuticamente efectiva" o "cantidad efectiva" se refiere a una cantidad de vacuna de combinación suficiente para desencadenar una respuesta inmunitaria en el animal al que es administrada. La respuesta inmunitaria puede comprender, sin limitación, la inducción de inmunidad celular y/o humoral. La cantidad de una vacuna que es terapéuticamente efectiva puede variar dependiendo del virus particular usado, la condición del ganado y/o el grado de infección, y puede ser determinada por un veterinario.
Vacunas vivas inactivadas (células parciales o enteras) y modificadas Las vacunas vivas inactivadas o modificadas para ser usadas en el método de la presente invención pueden ser preparadas usando una diversidad de métodos que son conocidos en la técnica. Por ejemplo, pueden obtenerse aislados de BVDV directamente de úteros de vacas infectadas, usando técnicas conocidas. Pueden ¡nactivarse aislados de BVDV usando una diversidad de métodos conocidos, p. ej. tratando el aislado bacteriano con etilenimina binaria (BEI) como se describe en la patente de EE.UU. n° 5,565,205, o inactivación con formalina, glutaraldehído, calor, radiación, BPL u otros agentes de inactivación conocidos en la técnica. Además de los aislados víricos ¡nactívados, un producto de vacuna puede incluir también una cantidad apropiada de uno o más coadyuvantes usados habitualmente. Los coadyuvantes adecuados pueden incluir, pero sin limitarse a ellos: geles minerales, p. ej. hidróxido de aluminio; sustancias tensioactivas tales como lisolecitina; glicósidos, p. ej. derivados de saponina tales como Quil A o GP1-0100; polioles plurónicos; polianiones; polímeros de bloques no iónicos, p. ej. Pluronic F-127 (B.A.S.F., EE.UU.); péptidos; aceites minerales, p. ej. ontanide ISA-50 (Seppic, Paris, Francia), carbopol, Amphigen, Amphigen ark 11 (Hydronics, USA), Alhydrogel, emulsiones oleosas, p. ej. una emulsión de aceite mineral tal como BayolF/Arlacel A y agua, o una emulsión de aceite vegetal, agua y un emulsionante tal como lecitina; alumbre; citocinas bovinas; colesterol; y combinaciones de coadyuvantes. En una modalidad preferida, la emulsión de aceite-en-agua que contiene saponina es microfluidizada convencionalmente. Una fuente de BVDV tipo 1 particularmente preferida, para ser usada en la vacuna y el método de la presente invención, es PregSure® (PFIZER INC.), que contiene BVDV cepa 5960 (adquirido del National Animal Disease Center (NADC), USIDA, Ames, IA). Una fuente de BVDV tipo 2 particularmente preferida, para ser usada en la vacuna y el método de la presente invención, es PregSure® (PFIZER INC.), que contiene BVDV cepa 53637 (ATCC PTA-4859) adquirido de la Universidad de Guelph, Guelph, Ontario. Preferentemente, las. cepas,5960 y 53637 son inactivadas con BEI y coadyuvadas con un coadyuvante disponible comercialmente, preferentemente Quil A-colesterol-Amphigen (Hydronics, EE.UU.). Una dosis preferida de las composiciones inmunogénicas y de vacuna de la presente invención es aproximadamente 2.0 mi. Pueden incluirse conservantes en los métodos y composiciones de la presente invención. Los conservantes contemplados por la presente invención incluyen gentamicina y mertiolato. También puede añadirse un vehículo, preferentemente PBS. La preparación de vacunas vivas modificadas, tal como mediante atenuación de cepas virulentas por pasaje en cultivo, es conocida en la técnica. Los aislados de BVDV inactivado pueden combinarse también con las bacterias y virus siguientes, incluyendo, pero sin limitarse a ellos, herpesvirus bovino del tipo 1 (BHV-1 ), virus sincitial respiratorio bovino (BRSV), virus de la parainfluenza (P13), Campyiobacter fetus, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardjo-prajitno, Leptospíra icterohaemmorrhagiae, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis y Leptospira interrogans pomona.
Dosificación v modos de administración De acuerdo con la presente invención, una cantidad efectiva de una vacuna de combinación administrada al ganado, incluyendo vacas, preñadas y vacas preñadas que están alimentando a terneros, proporciona una inmunidad efectiva frente a enfermedades e infecciones fetales asociadas con el virus de la diarrea vírica bovina (Tipo 1 y 2). En una modalidad, la vacuna de combinación es administrada a terneros en dos dosis en un intervalo de aproximadamente 3 a 4 semanas. Por ejemplo, la primera administración se realiza cuando el animal tiene una edad de aproximadamente 1 a aproximadamente 3 meses. La segunda administración se realiza de aproximadamente 1 a aproximadamente 4 semanas después de la primera administración de la vacuna de combinación.
En una modalidad preferida, la primera administración se realiza aproximadamente 5 semanas antes de la inseminación del animal. La segunda administración se realiza aproximadamente 2 semanas antes de la inseminación del animal. La administración de las subsiguientes dosis de vacuna se hace preferentemente sobre una base anual. En otra modalidad preferida, los animales vacunados antes de la edad de aproximadamente 6 meses deben ser revacunados después de los 6 meses de edad. La administración de dosis de vacuna subsiguientes se hace preferentemente sobre una base anual. La cantidad de vacuna dé combinación que es efectiva depende de los ingredientes de la vacuna y del programa de administración. Típicamente, cuando se usa en una vacuna un preparado de Virus de la Diarrea Viral Bovina inactivado, una cantidad de vacuna que contiene de aproximadamente 103 a aproximadamente 1010 unidades formadoras de colonias por dosis de BVDV, y preferentemente de aproximadamente 105 a aproximadamente 108 unidades formadoras de colonias por dosis de BVDV (Tipo 1 y 2), es efectiva cuando se administra dos veces al animal durante un periodo de aproximadamente 3 a 4 semanas. Preferentemente, una vacuna de combinación que proporciona una inmunidad efectiva contiene aproximadamente 105 a 108 unidades formadoras de colonias por dosis de BVDV (Tipo- 1 y 2) y más preferentemente aproximadamente 106 unidades formadoras de colonias/dosis, cuando se administran dos veces al animal durante un periodo de aproximadamente 3 a 4 semanas. La primera administración se realiza aproximada-mente 5 semanas antes de la inseminación del animal. La segunda administración se realiza aproximadamente 2 semanas antes de la inseminación del animal. La administración de las subsiguientes dosis de vacuna se hace preferentemente sobre una base anual. Los animales vacunados antes de la edad de aproximadamente 6 meses deben ser revacunados después de los 6 meses de edad. La administración de las subsiguientes dosis de vacuna se hace preferentemente sobre una base anual. De acuerdo con la presente invención, cuando se administra el producto preferido, PregSure® 5 (Pfizer, Inc.), el PregSure® 5 se administra preferentemente dos veces, cada una de ellas en una cantidad de aproximadamente 0.5 mi a aproximadamente 5.0 mi, preferentemente de aproximada-mente 1.5 mi a aproximadamente 2.5 mi, y más preferentemente aproximadamente 2 mi. Cuando se administra el producto preferido PregSure® 5-L5 o PregSure® 5-VL5, el PregSure® 5-L5 o PregSure® 5-VL5 se administra preferentemente dos veces, cada una de ellas en una cantidad de aproximada-mente 0.5 mi a aproximadamente 10 mi, preferentemente de aproximadamente 3 mi a aproximadamente 7 mi, y más preferentemente aproximadamente 5 mi. La primera administración se realiza aproximadamente 5 semanas antes de la inseminación del animal. La segunda administración se realiza aproximadamente 2 semanas antes de la inseminación del animal. La administración de las subsiguientes dosis de vacuna se hace preferentemente sobre una base anual. Los animales vacunados antes de la edad de aproximadamente 6 meses deben ser revacunados después de los 6 meses de edad. La administración de las subsiguientes dosis de vacuna se hace preferentemente sobre una base anual. De acuerdo con la presente invención, la administración puede realizarse por vías conocidas, incluyendo la vía oral, intranasal, tópica, trans-dérmica y parenteral (p. ej. intravenosa, intraperitoneal, intradérmica, subcutánea o intramuscular). Una vía de administración preferida es la administración subcutánea o intramuscular. La presente invención contempla también una dosis primaria única seguida por una revacunación anual, que elimina la necesidad de administrar dosis adicionales a terneras antes de la revacunación anual con el fin de generar y/o mantener inmunidad frente a la infección. La vacuna de combinación administrada de acuerdo con la presente invención puede incluir componentes adicionales, tales como un coadyuvante (p. ej. geles minerales, como el hidróxido de aluminio; sustancias tensioactivas tales como Colesterol, lisolecitina; glicósidos, p. ej. derivados de saponina tales como Quil A, QS-21 o GP1-0100; polioles plurónicos; polianiones; polímeros de bloques no iónicos, p. ej. Pluronic F-127; péptidos; aceites minerales, p. ej. Montanide ISA-50, carbopol, Amphigen, Alhydrogel, emulsiones oleosas, p. ej. una emulsión de aceite mineral tal como BayolF/Arlacel A y agua, o una emulsión de aceite vegetal, agua y un emulsionante tal como lecitina; alumbre; citocinas bovinas; y combinaciones de coadyuvantes). De acuerdo con la presente invención, la administración de una cantidad efectiva de una vacuna de combinación administrada al ganado a aproximadamente los 3 meses de edad, proporciona una inmunidad efectiva frente a infecciones respiratorias y enfermedades de la reproducción, y reduce los abortos. La presente invención proporciona también un método para inmunizar al ganado, incluyendo, pero sin limitarse a ellos, vacas, terneros y terneras preinseminación, frente a la infección causada por el BVDV (tipos 1 y 2), y enfermedades respiratorias atribuidas a IBR, BVDV (Tipos 1 y 2), PI3, BRSV, campilobacteriosis y leptospiriosis, que comprende administrar al animal al menos una dosis, y preferentemente dos dosis, de la vacuna de combinación, con el fin de inmunizar al animal frente a la infección provocada por BVID (tipos 1 y 2), IBR, PI3, BRSV, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava y Campylobacter fetus. En una modalidad preferida, la vacuna se administra por vía subcutánea. En otra modalidad preferida, la vacuna se administra por vía intramuscular. Además, se prefiere que la dosis de vacuna comprenda de aproximadamente 2 mi a aproximadamente 7 mi, y preferentemente aproximadamente 5 mi, conteniendo cada mi de aproximadamente 103 a aproximadamente 10 unidades formadoras de colonias por dosis de virus. En otra modalidad preferida, la vacuna comprende aproximadamente 2 mi, conteniendo cada mi aproximadamente 103 a 1010 unidades formadoras de colonias por dosis de virus. Deseablemente la vacuna de combinación se administra dos veces al animal; una vez entre aproximadamente 1 y aproximadamente 3 meses de edad, y una vez aproximadamente entre 1 y 4 semanas más tarde. La presente invención contempla también revacunaciones semianuales con una dosis única y la revacunación antes de la inseminación. La presente invención proporciona también un método para proteger fetos bovinos frente a la infección fetal y la infección fetal persistente, que comprende administrar al animal al menos una dosis, y preferentemente dos dosis, de la vacuna de combinación, con el fin de inmunizar al feto frente a la infección provocada por BVD (tipos 1 y 2), IBR, P13, BRSV, Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava y Campyiobacter fetus. Deseablemente la vacuna de combinación se administra dos veces al animal, una vez aproximadamente cinco semanas antes de la inseminación y una vez aproximadamente dos semanas antes de la inseminación. La presente invención contempla también la administración de una cantidad efectiva de una vacuna de combinación administrada a animales, y preferentemente ganado, para tratar o prevenir trastornos entre los que se incluyen infecciones fetales persistentes y trastornos de la reproducción, tales como abortos, en tales animales. La presente invención se ilustra con más detalle mediante los ejemplos que siguen, pero no se ve limitada por dichos ejemplos.
EJEMPLO 1 Materiales y métodos Animales. Se obtuvieron de diversas fuentes cincuenta y seis vacas seronegativas para el BVDV (es decir, que tienen títulos de neutralización de suero [SN] < 1 :2), adecuadas para inseminación, y se mantuvieron en instalaciones de aislamiento para investigación durante la duración del estudio. Cada animal fue identificado con etiquetas en las orejas por duplicado, una en cada oreja. En aquellos casos en los que un animal perdía la etiqueta de una de sus orejas, se ponía una nueva etiqueta. Antes del estudio, los animales de ensayo fueron inoculados con vacunas comerciales para leptospirosis, campylobacteriosis (vibriosis) e infecciones clostridianas. Los animales de ensayo se mantuvieron bajo la supervisión de un veterinario, que los controló clínica-mente sobre una base diaria. Vacuna de ensayo. La vacuna de ensayo fue una vacuna polivalente de la rinotraqueitis bovina infecciosa (IBR) viva modificada-parainfluenza 3 (PI3)-virus sincitial respiratorio (RSV) en forma desecada, re-hidratada con una vacuna de BVDV líquida inactivada combinada con un coadyuvante (Pfizer Inc., Nueva York, NY). El componente BVDV contenía las dosis mínimas inmunizantes de BVDV-1 y 2, combinadas con un coadyuvante estéril. La potencia de los antígenos inmunizantes BVDV se estableció calculando el título media geométrica (GMT) para 8 titulaciones por duplicado del fluido global usado para la preparación de la vacuna. Después de la rehídratación, la vacuna IBR-PI3-BRSV-BVDV fue administrada en dosis de 2 na I BR-P 13-B RS V-B VDV fue administrada en dosis de 2 mL mediante inyección intramuscular (IM) o bien subcutánea (SC). La vacuna desecada IBR-PI3-RSV, reconstituida con agua estéril, fue usada como placebo, y se administró mediante Inyección IM.
Virus de sensibilización Un aislado en campo de BVDV no citopático tipo 2 (cepa 9413-5359, obtenida de la Dra. Hana Van Campen, Wyoming State Veterinary Laboratory, Universidad de Wyoming) fue usado como agente de sensibilización. La identidad del virus fue confirmada mediante el ensayo SN y reacción en cadena de polimerasa por transcriptasa inversa (RT-PCR). El análisis de RT-PCR fue positivo para secuencias de nucleótidos del BDVV tipo 2 para la proteína p 25 y la región no traducida 5, y negativo para BVDV tipo 1 gp53 y secuencias conservadas p80. La potencia del virus de sensibilización fue establecida en un GMT de 103 2 TCID50/mL mediante 2 titulaciones por duplicado hechas inmediatamente antes y después de la sensibilización. El inoculo de sensibilización se administró de forma ¡ntranasal en una dosis dividida de 4 ml_, 2 ml_ por cada ventana nasal.
Ensayos serológicos Los títulos de neutralización del suero para BVDV tipos 1 y 2 se determinaron mediante un ensayo de virus constante, suero decreciente en cultivo de células bovinas. Diluciones en serie de suero fueron combinadas con 50-300 TCID50 de BVDV citopático tipo 1 cepa 5960, o bien una cantidad similar de BVDV citopático tipo 2 cepa 125c.
Aislamiento del virus El aislamiento post-sensibilización (PC: Post-Challenge) del BVDV en cultivo de células bovinas fue intentado a partir de sangre periférica de vaca, líquido amniótico, sangre fetal y tejidos fetales. Un cultivo de células positivas para BVDV fue determinado por inmunofluorescencia indirecta usando anticuerpos policionales anti-BVDV de cabra. El aislamiento del BVDV a partir de tejidos fetales fue también intentado usando métodos inmunohistoquímicos descritos con anterioridad (Haines DM, Clark EG, y Dubovi EJ, Vet. Pathol. 1992; 29: 27-32). La sangre completa de vacas se extrajo de la vena yugular en muestras de 5-10 mL y se pusieron en tubos con heparina para la preparación de células de la capa leucocítica para intentos de aislamiento del virus. El líquido amniótico se recogió bajo anestesia local mediante laparotomía del flanco izquierdo y aspiración de una muestra de 3-5 ml_ desde el útero. Después de la cesárea o del aborto espontáneo, se recogieron asépticamente de cada feto los ojos, bazo, timo y 3 secciones del cerebro (tronco encefálico/mesencéfalo, cerebro y -cerebelo). El sobrenadante de los tejidos fetales homogeneizados fue usado para intentos de aislamiento del virus en cultivo de células. Para los propósitos de evaluación inmunohistoquímica, los tejidos fetales fueron embutidos en parafina y ensayados por duplicado usando diluciones de ascitis 1 :800 y 1 :600 que contienen anticuerpos monoclonales anti-BVDV. Análisis de los datos biométricos. Para demostrar la protección después de la sensibilización, había que demostrar una reducción estadísticamente significativa en la incidencia de infección materna y fetal por BVDV tipo 2, en grupos vacunados (T2 y T3) frente al grupo testigo de placebo (T1 ). Se usó un ensayo exacto de Fischer para comparar la incidencia de (1) vire-mía de las vacas durante los 14 primeros días después de la sensibilización, (2) aislamiento de BVDV del líquido amniótico, (3) aislamiento del BVDV del tejido fetal y sangre fetal después del aborto espontáneo o cesárea, y (4) inmunohistoquímica de tejido fetal positiva para BVDV. Los títulos de neutralización de suero fueron analizados usando un modelo lineal mixto con medidas repetidas. Las medias de mínimos cuadrados del análisis de varianza se usaron para calcular un título media geométrica (GMT) que excluyó los datos de SN para vacas que no fueron sensibilizadas. Se usó un valor de probabilidad de P 0,05 para determinar la significación estadística.
Estudio de la protección fetal Las 56 vacas de ensayo fueron asignadas aleatoriamente a uno de tres grupos de ensayo, un grupo de placebo IM (T1), un grupo de vacunación IM (T2) y un grupo de vacunación SC (T3) como se indica en el Cuadro 1. Las vacas fueron inoculadas con vacuna o con placebo en el Día 0 y el Día 21 del estudio. En todos los casos, la inoculación del día 0 fue administrada en el lado izquierdo del cuello, y la inoculación del día 21 fue administrada en el lado derecho del cuello. El Día , se administró a las vacas pienso tratado en superficie con acetato de melengestrol durante 14 días. El día 32, todas las vacas recibieron una inyección IM de prostaglandina (Lutalyse, Pharmacia and Upjohn, Kalamazoo, MI) para sincronizar el celo. Las vacas que mostraron celo fueron inseminadas mediante inseminación artificial con semen BVDV-negativo certificado. El día 100, a aproximadamente 65 días de gestación, el estado de preñez de las vacas fue determinado por palpación rectal. El día 105, 23 vacas con preñez confirmada fueron seleccionadas aleatoriamente de cada grupo de ensayo (7 testigos, 8 vacunadas IM, y 8 vacunadas SC), realojadas en una instalación de aislamiento próxima (Midwest Veterinary Services, Oakland, NE) y mezcladas. El día 119, las 23 vacas de ensayo fueron sensibilizadas por inoculación intranasal de BVDV virulento. Se recogieron muestras de sangre el día de la sensibilización y a 8 intervalos PC (Post-Challenge: post-sensibilización) en los Días 119, 121 , 123, 125, 127, 129, 133, 140 y 147 (días 0, 2, 4, 6, 8, 10, 14, 21 y 28 PC) con el propósito de aislamiento del BVDV y ensayo serológico. El día 147 (28 días después de la sensibilización) se realizaron laparotomías del flanco izquierdo y se extrajo líquido amniótico de cada vaca. El día 297, aproximadamente 7-14 días antes del parto anticipado, las vacas de ensayo fueron transportadas a instalaciones de la Universidad de Nebraska, Department of Veterinary and Biomedical Services, para una operación cesárea. Inmediatamente antes de la cirugía, se recogió una muestra de sangre de cada vaca para el ensayo de SN. Después del parto por cesárea (en los Días 300-301 ) se recogió una muestra de sangre de cada feto. Los fetos fueron después sometidos a eutanasia y los tejidos se recogieron aséptica-mente con el propósito de aislamiento del BVDV. En algunos casos en los que ocurrieron abortos espontáneos, se tomaron muestras de sangre de la madre cuando se detectó el aborto y dos semanas más tarde. Las muestras, de sangre emparejadas fueron enviadas para su análisis serológico (University of Nebraska Veterinary Diagnostic Center, Lincoln, NE) y los fetos abortados fueron evaluados para el aislamiento del BVDV (Pfizer Central Research, Lincoln, NE) y para la evaluación histopatológica de los tejidos fetales (Saskaíoon Veterinary Biodiagnostics, Saskaíoon, SK, Canadá).
Resultados No se observaron casos adversos durante ni inmediatamente después de la administración de las 2 dosis de vacuna. Todas las vacas eran seronegativas para B DV tipos 1 y 2 antes de la vacunación (Día 0), confirmando que los animales de ensayo eran inmunológicamente inéditos para BVDV al iniciarse el estudio. Los valores de GTM para el BVDV tipo 1 se muestran en el Cuadro 2. Quince de 16 vacunados se seroconvirtiron después de 2 dosis de vacuna. La vaca número 61 (grupo T3) tenia títulos SN de BVDB tipo 1 de <1 :2 en el Día 0, 1 :19 en el Día 21 y <1 :2 en el Día 33 y el Día 1 19. Los valores de GMT para BVDV tipo 2 se muestran en el Cuadro 3. Todos los vacunados, incluyendo la vaca 61 , se seroconvirtieron después de la segunda dosis (la vaca 61 tenía títulos SN de BVDV tipo 2 de <2 en el Día 0, 1 :19 en el Día 21 y <1 :2.048 en el Día 33 y 1 :431 el Día 1 19). Al tener lugar la inseminación (Días 32-41 ), la vacas vacunadas (excluyendo la vaca 61) tenían títulos SN de BVDV tipo 1 que se encuentran entre 1 :64 y 1 :13.777. Las vacas vacunadas tenían títulos de BVDV tipo 2 que se encuentran entre 1 :64 y 1 :6.889 a la inseminación. Después de la vacunación, la diferencia en los valores de GMT para los grupos IM (T2) frente a los grupos SC (T3) no era estadísticamente significativa a cualquiera de los 2 intervalos de presensibilización o después de la sensibilización. Todas las vacas del grupo del placebo (T1 ) siguieron seronegativas para BVDV de ambos tipos 1 y 2, hasta el momento de la sensibilización (Día 19), indicando que el estudio no estaba comprometido por exposiciones adventicias. Todas las vacas del placebo respondieron serológicamente a la sensibilización, verificando que en cada animal tenía lugar una sensibilización viable. El grupo de placebo tenía un PC-GMT para el BVDV del tipo 1 que era significativamente más bajo que las respuestas anamnésicas conseguidas por cualquiera de los grupos de vacuna (Cuadro 2, Día 147). Las vacas del placebo tenían también un PC-GMT más bajo para BVDV tipo 2 en comparación con cualquiera de los grupos de vacuna, pero la diferencia fue estadísticamente significativa solamente frente a los vacunados IM (T2). Veintitrés vacas en los 3 grupos de ensayo fueron confirmadas como preñadas, sensibilizadas y sometidas a amniocentesis (Cuadro 1 ). Entre el momento de la amniocentesis (Día 147) y la cesárea (Día 300-301 ), abortaron 7 vacas, 4 del grupo T2 y 3 del grupo T3. Además, se encontró que 3 vacas inseminadas (1 vaca placebo T1 y 2 vacas del grupo T3) no estaban pre-nadas en el momento de la cesárea. Estas 3 vacas habían sido confirmadas como preñadas por palpación rectal el Día 100, aproximadamente 65 días después de la inseminación, indicando que había ocurrido un subsiguiente aborto no detectado o resorción fetal. Como los tejidos fetales de las 3 vacas con preñez fallida no eran disponibles para evaluación, estos animales fueron retirados del estudio. En el Día 259, murió la vaca número 67 del grupo placebo T1 , y su feto fue extraído con la finalidad de aislamiento del BVDV. Así, al concluir el estudio, 12 de las 23 vacas que habían sido sensibilizadas fueron sometidas a cesárea. Los 12 fetos derivados de la cesárea más los 7 fetos abortados y el feto de la vaca muerta (20 en total) fueron evaluados para el aislamiento del BVDV. La vaca 38 del grupo T2 abortó su feto el Día 156 (a los 123 días de gestación, y 37 días después de la sensibilización). Las muestras de suero emparejadas no fueron evaluadas, pero la vaca 38 era negativa para el aislamiento post-sensibilización del BVDV, de la sangre periférica y el líquido amniótico. El feto estaba severamente autolisado. La evaluación histopatológica y bacteriológica del feto reveló inflamación purulenta de los tejidos conjuntivos coriónico y subcoriónico. Se aisló Staphylococcus hyicus del pulmón, hígado y líquido torácico. Se obtuvieron resultados de inmunohistoquímica y aislamiento de BVDV negativos, indicando que el feto no estaba infectado como resultado de sensibilización. Tres vacas T3 (números 21 , 27 y 40) abortaron en los Días 58 o 159 (a los 125-127 días de gestación, y 39 o 40 días después de la sensibilización). Los abortos no fueron observados, por lo que los fetos recuperados no pudieron atribuirse a vacas específicas. Se denominaron fetos desconocidos 1 , 2 ó 3. El feto desconocido 1 estaba momificado, con lesiones histológicamente típicas de neosporosis. El feto desconocido 2 estaba autolisado, con placentitis muitifocal purulenta y necrotizante y gran número de cocos bacterianos mezclados con exudado inflamatorio. Se aisló Staphylococcus hyicus del pulmón, riñon, hígado, contenido estomacal y tejido placentario. El feto desconocido 3 estaba macerado y autolisado. El Staphylococcus sp fue aislado del pulmón, hígado, riñon y contenido estomacal. Se obtuvieron resultados negativos de aislamiento de BVDV e inmunoquímica para todos los tejidos de los 3 fetos desconocidos. Las 3 madres fueron negativas para el aislamiento de BVDV post-sensibilización a partir de sangre periférica. Las vacas 21 y 40 fueron asimismo negativas para el aislamiento de BVDV del líquido amniótico, pero la vaca 27 tenía una muestra de líquido amniótico BVDV-positiva. No se evaluaron muestras emparejadas de suero de las madres. La vaca 45 del grupo T2 abortó su feto en el Día 160 (a los 128 días de gestación y 41 días después de la sensibilización). Era evidente la intensa autolisis fetal. Se aisló Staphylococcus sp del pulmón, hígado, riñon, contenido estomacal y placenta. Estaba presente una placentitis con trombosis multifocal y vascultisis supurante. Los ensayos serológicos del líquido torácico fueron negativos para IBR, diarrea vírica bovina (BVD) y leptospirosis. Se obtuvieron resultados negativos para el aislamiento de BVDV e inmunohistoquímica, para todos los tejidos fetales. La vaca 66 del grupo T2 abortó su feto el Día 195 (a los 160 días de gestación, y 76 días después de la sensibilización). Se observó una acusada inflamación supurante de la lámina propia placentaria, extendiéndose desde la superficie fetal. Se cultivaron E. coli y Proteus vulgaris a partir del contenido estomacal y la placenta. Las muestras de suero emparejadas y ios resultados de serología del líquido torácico no apoyaron IBR, BVD ni leptospirosis como etiología. Se obtuvieron resultados negativos para el aislamiento de BVDV e inmunohistoquímica para todos los tejidos fetales.
La vaca 31 del grupo T2 abortó su feto el Día 295 (a los 262 días de gestación, y 176 días después de la sensibilización). El examen histopatológico reveló placentitis necropurulenta difusa, necrosis del epitelio coriónico e intensa inflamación neutrofílica. Se cultivaron bacilos y cocobacilos gram-negativos a partir de los focos inflamatorios. Los resultados serológicos emparejados no apoyaron IBR, BVD ni leptospirosis como etiología. Se obtuvieron resultados negativos para el aislamiento de BVDV e ¡nmunohistoquímica para todos los tejidos fetales. Se obtuvo aislamiento de BVDV positivo a partir de muestras de sangre periférica PC y líquido amniótico obtenido de la vaca 67 de placebo T1 , que murió antes de la conclusión del estudio. Todos los tejidos fetales de esta vaca fueron positivos para el aislamiento de BVDV e ¡nmunohistoquímica. Las muestras de sangre recogidas de los 12 fetos derivados de cesárea fueron ensayadas en relación con los títulos de SN para BVDV tipo 1 y 2. Ninguno de los fetos derivados de cesárea de las 5 vacas de placebo o 7 vacunadas fue seropositivo para ninguno de los tipos 1 o 2 de BVDV. Los resultados del aislamiento post-sensibilización del virus se muestran en el Cuadro 4. Las 7 vacas de placebo T1 experimentaron viremia por BVDV, corroborando resultados serológicos que indican que ocurrió una sensibilización viable en cada uno de los animales no vacunados. Las muestras de sangre de las 16 vacas vacunadas T2 y T3 fueron negativas para virema de BVDV en cada una de las 8 muestras post-sensibilización. La diferencia en la tasa de viremia PC en vacunados T2 y T3 frente a los testigos fue estadísticamente significativa (P 0.0001 ). El líquido amniótico de 2 de 16 vacunados (12.5 por ciento) fue BVDV positivo, frente a los resultados positivos de 7 de 7 (100 por ciento) vacas de placebo T1 , una diferencia estadísticamente significativa (P 0.0001 ). Las muestras de líquido amniótico de los vacunados T3 27 y 60 fueron positivas. El feto de la vaca 27 fue BVDV-negativo por aislamiento de virus y métodos de inmunohistoquímica Los tejidos fetales de 1 de 14 vacunados (7.1 por ciento), la vaca 60 de T3, fueron positivos para el aislamiento de BVDV. Esto, comparado con el aislamiento de BVDV en 6 de 6 fetos (100 por ciento) de vacas placebo T1 , da una diferencia estadísticamente significativa (P 0.0001 ). Los resultados del aislamiento de BVDV fueron o todos positivos o todos negativos para los tejidos fetales evaluados a partir de cada feto. Los resultados de inmunohistoquímica fueron BVDV positivos para tejidos fetales de 1 de 14 vacunados (7.1 por ciento) T2 y T3 (vaca 60 T3). Todos los tejidos fetales de 6 de 6 (10 por ciento) vacas placebo T1 fueron BVDV positivos inmunohistoquímicamente, una incidencia significativamente más alta (P 0.0001 ) frente a los vacunados. Los resultados de inmunohistoquímica de BVDV fueron o todos positivos o todos negativos para los tejidos evaluados a partir de cada feto. El Cuadro 5 indica la fuente de aislamiento del virus y los títulos SN pre-sensibilización de las 2 vacas vacunadas con resultados de aislamiento de BVDV positivos. Los datos serológicos indican que los dos vacunados T3 27 y 60 respondieron inmunológicamente a la vacunación. La vaca 27 tenía un título SN de BVDV tipo 2 en la sensibilización que era menor que la GMT para el grupo T3, pero la diferencia no era significativa. La vacunación intramuscular y SC proporcionó colectivamente 92.9 por ciento de eficacia frente a la infección fetal por BVDV-2, presentándose resultados negativos de aislamiento del BVDV en los tejidos fetales de 13 de las 14 vacas vacunadas (Cuadro 4). Esto se compara con una tasa de protección de 88.9 por ciento (16 de 18 vacunados fueron negativos para el aislamiento de BVDV) en un ensayo anterior de la misma vacuna frente a la sensibilización fetal con BVDV-1 (véase el Ejemplo 2). En estos dos estudios, se presentó un 100 por ciento de infección fetal en vacas de placebo no vacunadas, afirmando que los vacunados fueron expuestos a una sensibilización severa de inmunidad. El virus de sensibilización fue aislado del líquido amniótico de 2 vacunados, vacas 27 y 60 (Cuadro 5). Como resultado, estas dos vacas fueron consideradas positivas para la infección por BVDV, incluso aunque eran negativas para viremia en cada uno de los 8 intervalos PC. El aislamiento del virus, así como métodos inmunohistoquímicos de gran especificidad y sensibilidad, no detectaron BVDV en el feto abortado de la vaca 27, por lo que fue necesariamente referida como BVDV-negativa. Era posible el aborto de este feto debido a un proceso infeccioso de BVDV en la madre.
Para corroborar los resultados, se usaron dos métodos para evaluar la protección en vacas (viremia y aislamiento del virus a partir del líquido amniótico) y sus fetos (inmunohistoquímica y aislamiento del virus en cultivo de tejidos). El resultado más conservador fue usado para determinar la tasa de protección. Así, se consideró que la tasa de protección en vacas vacunadas era 87.5 por ciento (14 de 16), el porcentaje de vacas negativas para el aislamiento del virus a partir del líquido amniótico, en vez del 100 por ciento, el porcentaje de vacas viremia-negativas. Ningún estudio publicado de sensibilización con BVDV de inmunidad ha dado el 100 por ciento de protección fetal en vacunados frente a la sensibilización que produjo el 100 por ciento de infección fetal en testigos no vacunados. Incluso una vacuna de virus vivo modificado (MLV), no evaluada comúnmente en vacas preñadas, proporcionó no más del 83 por ciento de protección frente a la infección fetal por BVDV-1 en un estudio (Córtese V.S., Grooms, D.L, Ellis, J. et al. (1998) Am. J. Vet. Res. 59: 1409-1413).
CUADRO 1 Grupos de ensayo y estado de preñez final de vacas en el estudio de sensibilización fetal con el virus de la diarrea vírica bovina (13VDV) tipo 2 IM = vacunación intramuscular; SC = vacunación subcutánea aMuerte materna ocurrida para la vaca 61 T1 (Día 259) bAbortos ocurridos en las vacas T2 38 (Día 156), 45 (Día 160), 66 (Día 195), 31 (Día 295) y en las vacas T3 21 , 27 y 40 (Días 158 o 159). ^odas las vacas con preñez fallida fueron confirmadas como preñadas el día 100, aproximadamente 65 días después de la inseminación.
CUADRO 2 Respuesta serológica al virus de la diarrea vírica bovina (BVDV) tipo 1 en vacas sensibilizadas con BVDV tipo 2. ainverso de titulo SN 8. bDiferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0.0002 °D¡ferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0.0001 dLa vaca 67 murió el Día 259. eOcurrieron abortos para las vacas 38 (Día 156), 45 (Día 160), 66 (Día 195), y 31 (Día 295); no se recogió sangre de estas vacas el Día 300-301. Ocurrieron abortos para las vacas 21 , 27 y 40 en los Días 158 y el Día 159; no se recogió sangre de estas vacas el Día 300-301.
CUADRO 3 Respuesta serolóqica al virus de la diarrea vírica bovina (13VDV) tipo 2 en vacas sensibilizadas con BVDV tipo 2 a¡nverso de título SN 8. bDiferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0.0064 °Diferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0.0005 dDiferencia estadística mente significativa frente al grupo de placebo (T1), P 0.0001 eDiferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0.0128 ^Diferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1), P 0.023 sLa vaca 67 murió el Día 259. ^Ocurrieron abortos para las vacas 38 (Día 156), 45 (Día 160), 66 (Día 195), y 31 (Día 295); no se recogió san-gre de estas vacas el Día 300-301. 'Ocurrieron abortos para las vacas 21 , 27 y 40 en los Días 158 y el Día 159; no se recogió sangre de estas vacas el Día 300-301.
CUADRO 4 Sumario de los resultados del aislamiento del virus de la diarrea vírica bovina (13VDV) en vacas postsensibilización y fetal aEI aislamiento del virus se intentó a partir de preparados de células de la capa leucocitaria a partir de muestras recogidas en 9 intervalos desde el Día 119 (sensibilización) hasta el Día 147 (amniocentesis). Una vaca se consideró virémica si cualquier muestra de sangre era BVDV positiva. bSe recogieron los tejidos fetales después del aborto o la cesárea. Un feto se consideró BVDV positivo si cualquier tejido era BVDV positivo. cUna vaca T1 y dos vacas T3 fueron eliminadas del estudio porque no estaban preñadas en el momento de la cesárea y no se observaron abortos, d Diferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0.0001.
CUADRO 5 Títulos de neutralización de suero (SN) materno y resultados de la sensibilización en casos en los que el virus de la diarrea vírica bovina (BVDV) fue aislado de vacas vacunadas o de sus fetos o AF = líquido amniótico; FT = tejido fetal; MC = inmunohistoquímica del tejido fetal; GMT = titulo media geométrica; NA: no aplicable.
EJEMPLO 2 Materiales y métodos Animales Se obtuvieron de múltiples fuentes cincuenta y nueve vacas y terneras de edad para fertilización, evaluadas reproductivamente, seronegativas para el BVDV (es decir, que tienen títulos de neutralización de suero [SN] < 1 :2) y se mantuvieron en instalaciones de aislamiento para investigación en Nebraska durante la duración del estudio. Cada animal fue identificado con etiquetas en las orejas por duplicado, una en cada oreja. En aquellos casos en los que un animal perdía la etiqueta de una de sus orejas, se ponía una nueva etiqueta. Antes del estudio, los animales de ensayo fueron inoculados con vacunas comerciales para leptospirosis, campylobacteriosis (vibriosis) e infecciones clostridianas. Los animales de ensayo se mantuvieron bajo la supervisión de un veterinario, que los controló clínicamente sobre una base diaria. Vacuna de ensayo. La vacuna de ensayo fue una vacuna polivalente modificada viva de la rinotraqueitis bovina infecciosa (IBR)-parainfluenza 3 (P13)-virus sincitial respiratorio (RSV) en forma desecada, rehidratada con una vacuna de BVDV líquida inactivada (Cattle Master/PregSure 5, Pfizer Inc. Nueva York, NY). El componente BVDV fue combinado con un coadyuvante estéril. La potencia del antígeno inmunizante BVDV se estableció calculando el título media geométrica (G T) para 8 titulaciones por duplicado del fluido global usado para la preparación de la vacuna. Después de la rehidratación, la vacuna IBR-PI3-BRSV-BVDV fue administrada en dosis de 2 mL mediante inyección intramuscular (IM) o bien subcutánea (SC). La vacuna desecada IBR-PI3-RSV, reconstituida con agua estéril, fue usada como placebo.
Virus de sensibilización Un aislado de campo de BVDV tipo 1 no citopático (cepa 816317, obtenida del Dr. E.J. Dubovi, New York State College of Veterinary Medicine, Cornell University) fue usado como agente de sensibilización. La identidad del virus fue confirmada mediante el ensayo SN y reacción en cadena de polimerasa por transcriptasa inversa (RT-PCR). El análisis de RT-PCR fue positivo para secuencias de nucleótidos del BVDV tipo 1 para las proteínas gp53 y p80 y la región no traducida 5, y negativo para la secuencia p125 de BVDV tipo 2. La potencia del virus de sensibilización fue establecida en. un GMT de 104 3 TCID50 por mL mediante 2 titulaciones por duplicado hechas inmediatamente antes y después de la sensibilización. El inoculo de sensibilización se administró de forma intranasal en una dosis dividida de 4 mL, 2 mL por cada ventana nasal.
Ensayos serolóqicos Los títulos de neutralización del suero para BVDV tipos 1 y 2 se determinaron mediante un ensayo de virus constante, suero decreciente en cultivo de células bovinas. Diluciones en serie de suero fueron combinadas con 50-300 TCID50 de BVDV citopático tipo 1 cepa 5960, o bien una cantidad similar de BVDV citopático tipo 2 cepa 125c.
Aislamiento del virus El aislamiento post-sensibilización del BVDV en cultivo de células bovinas fue intentado a partir de sangre periférica de vaca, líquido amniótico y tejidos fetales. Un cultivo de células positivas para BVDV fue determinado por inmunofluorescencia indirecta usando anticuerpos policionales anti-BVDV de cabra. El aislamiento del BVDV a partir de tejidos fetales fue también intentado usando métodos inmunohistoquímicos descritos con anterioridad (Haines D.M., Clark E.G., y Dubovi E.J., Vet. Pathol. 1992; 29: 27-32). La sangre completa de las vacas se extrajo de la vena yugular en muestras de 5-10 mL y se pusieron en tubos con heparina para la preparación de células de la capa leucocítica para intentos de aislamiento del virus. El líquido amniótico se recogió bajo anestesia local mediante laparotomía del flanco izquierdo y aspiración de una muestra de 3-5 mL del útero. Después de la cesárea o el aborto espontáneo, los ojos, 3 secciones del cerebro, el bazo y el timo se recogieron asépticamente de cada feto. El sobrenadante de los tejidos fetales homogeneizados fue usado para intentos de aislamiento del virus en cultivo de células. Para los propósitos de evaluación inmunohistoquímica, los tejidos fetales fueron embutidos en parafina y ensayados por duplicado usan-do diluciones de ascítis 1 :800 y 1 :600 que contienen anticuerpos monoclonales anti-BVDV.
Análisis de los datos biométricos Para demostrar la protección después de la sensibilización, había que demostrar una reducción estadísticamente significativa en la incidencia de infección materna y fetal en grupos vacunados (T2 y T3) frente al grupo testigo de placebo (T1 ). Se usó un ensayo exacto de Fischer para comparar la incidencia de viremia de las vacas y el aislamiento de BVDV del líquido amniótico y del tejido fetal, y la ¡nmunohistoquímica de tejido fetal. Los títulos de neutralización de suero fueron analizados usando un modelo lineal mixto con medidas repetidas. Las medias por mínimos cuadrados del análisis de varianza se usaron para calcular un título media geométrica (GMT) que excluyó los datos de SN para vacas que no fue-ron sensibilizadas. Se usó un valor de probabilidad de P 0.05 para determinar la significación estadística. Estudio de la protección fetal. Los 59 animales de ensayo fueron asignados aleatoriamente a uno de tres grupos de ensayo, un grupo de placebo IM (T1 ), un grupo de vacunación IM (T2) y un grupo de vacunación SC (T3) como se indica en el Cuadro 6. Las vacas fueron inoculadas con vacuna o con placebo en los días 0 y 21 del estudio. En todos los casos, la inoculación del día 0 fue administrada en el lado izquierdo del cuello, y la inoculación del día 21 fue administrada en el lado derecho del cuello.
El día 32, todas las vacas recibieron una inyección IM de prostaglandina (Lutalyse, Pharmacia and Upjohn, Kalamazoo, MI) para sincronizar el celo. Las vacas que mostraron celo fueron inseminadas mediante inseminación artificial con semen certificado BVDV-negativo. El día 96, aproximada-mente a los 60 días de gestación, el estado de preñez de las vacas fue determinado por palpación rectal El día 103, 10 vacas con preñez confirmada fue-ron seleccionadas aleatoriamente de cada grupo de ensayo y realojadas en una instalación de aislamiento próxima (Midwest Veterinary Services, Oakiand, NE). El día 117, estas 30 vacas fueron sensibilizadas por inoculación intranasal de BVDV virulento. Se recogieron muestras de sangre el día de la sensibilización y a 8 intervalos post-sensibilización en los Días 1 19, 121 , 123, 125, 127, 131 , 138 y 145 con el propósito de aislamiento del BVDV. El Día 145 (28 días después de la sensibilización) se realizaron laparotomías del flanco izquierdo y se extrajo líquido amniótico de cada vaca. El Día 295, aproximadamente 7-14 días antes del parto anticipado, las vacas de ensayo fueron transportadas a instalaciones de la Universidad de Nebraska, Department of Veterinary and Biomedical Services, para una operación cesárea. Inmediatamente antes de la cirugía, se recogió una muestra de sangre de cada vaca para el ensayo de SN. Después del parto por cesárea (en los Días 298-300) se recogió una muestra de sangre de cada feto. Los fetos fueron después sometidos a eutanasia y los tejidos se recogieron asépticamente con el propósito de aislamiento del BVDV.
En los casos en los que ocurrieron abortos espontáneos, se tomaron muestras de sangre de la madre cuando se detectó el aborto y dos semanas más tarde. Las muestras de sangre emparejadas y fetos abortados fueron enviadas para el análisis serológico de muestras de sangre (University of Nebraska Veterinary Diagnostic Center, Lincoln, NE), aislamiento del virus a partir de los tejidos fetales (Pfizer Central Research, Lincoln, NE) y para la evaluación histopatológica de los tejidos fetales (Saskatoon Veterinary Bio-diagnostics, Saskatoon, SK, Canad6).
Resultados Los valores de SN individuales para las 30 vacas usadas en el ensayo de protección fetal fueron negativos para el BVDV tipos 1 y 2 el Día 0, confirmando que estos animales de ensayo eran todos inmunológicamente inéditos para la sensibilización con BVDV al iniciarse el estudio. Los valores de GMT (Cuadros 7 y 8) indican que tanto la vacunación IM (grupo T2) como la SC (grupo T3) desencadenaron una respuesta serológica después de la administración de dos dosis. Todas las vacas de los grupos T2 y T3 se seroconvirtieron (título SN 1 :8) para BVDV tipo 1 y BVDV tipo 2 después de la segunda dosis de vacuna. En la inseminación (Día 34-37), los títulos SN de BVDV tipo 1 estaban entre 1 :27 y 1 :2.900, y los títulos SN de BVDV tipo 2 estaban entre 1 :609 y 1 :13.777. Después de la vacunación, los valores de GMT para el grupo SC fueron marginalmente más altos frente al grupo IM en cada intervalo pre-sensibilización, pero las diferencias no eran estadísticamente significativas. Veintiocho días después de la sensibilización (Día 145) los valores de GMT de BVDV tipo 1 (Cuadro 7) mostraron una diferencia estadística-mente significativa en favor de los vacunados SC (grupo T3) frente al grupo IM (T2). Todas las vacas del grupo del placebo (T1 ) siguieron seronegativas para BVDV de ambos tipos 1 y 2, hasta el momento de la sensibilización (Día 117), indicando que el estudio no estaba comprometido por exposiciones adventicias. Las vacas del placebo respondieron serológicamente a la sensibilización, pero sus respuestas de GMT a BVDV de los tipos 1 y 2 en el Día 145 fueron significativamente más bajas que las respuestas anamnésicas conseguidas por cualquiera de los grupos de vacuna (Cuadros 7 y 8). Entre el momento de la amniocentesis (Día 145) y la cesárea (Día 298-300), abortaron dos vacas, una del grupo T1 y la otra del grupo T3. Además, se encontró que 4 vacas inseminadas (2 vacas placebo T1 y una vaca de cada uno de los grupos T2 y T3) no estaban preñadas en el momento de la cesárea. Estas 4 vacas habían sido confirmadas como preñadas por palpación rectal el Día 96, aproximadamente 60 días después de la inseminación, indicando que había ocurrido un subsiguiente aborto no detectado o resorción fetal. Como los tejidos fetales de las 4 vacas con preñez fallida no eran disponibles para evaluación, estos animales fueron retirados del estudio. Así, al concluir el estudio, 24 de las 30 vacas que habían sido sensibilizadas fueron sometidas a cesárea, y un total de 26 fetos resultantes de parto por cesárea o de aborto fueron evaluados para el aislamiento del BVDV (Cuadro 6). La vaca número 1317 del grupo del placebo T1 abortó su feto el Día 238 (después de 201 días de gestación, y 121 días después de la sensibilización). La evaluación histopatológica y bacteriológica del feto reveló neumonía, necrosis del epitelio coriónico y Corynebacterium sp. aislado del estómago y de la placenta. Las muestras serológicas emparejadas de la vaca no apoyan IBR, BVD o leptospirosis como etiología del aborto. Se obtuvieron resultados positivos del aislamiento de BVDV en cultivo de células para sangre periférica de vaca recogida los días 6, 8 y 10 después de la sensibilización; para el líquido amniótico y para el cerebro, ojos y timo fetales, pero no el bazo. El cerebro, ojos, timo y bazo fetales fueron ¡nmuhistoquímicamente positivos para BVDV. El aislamiento del virus y la evidencia serológica en este caso indica que un feto infectado por BVDV fue abortado por una madre que experimentó viremia como consecuencia de la sensibilización. La vaca número 1331 del grupo de vacuna T3 abortó su feto el Día 249 (después de 212 días de gestación y 132 días después de la sensibilización). La evaluación histopatológica y bacteriológica del feto reveló una neumonía purulenta difusa. Los cultivos del contenido estomacal y el pulmón estaban superpoblados de bacterias coliformes. Las muestras serológicas post-aborto emparejadas procedentes de la vaca no apoyaron IBR, BVD o leptospirosis como etiología del aborto. Los intentos de aislamiento de BVDV en cultivo de células fueron negativos para la sangre periférica de vaca recogida en los 9 intervalos post-sensibilización, y para el líquido amniótico y el cerebro, ojos, bazo y timo fetales. Los resultados de inmunohistoquímica para los tejidos fetales fueron negativos. Sin embargo, los tejidos fetales agrupados fueron positivos para el aislamiento del BVDV en cultivo de células. Los resultados en conflicto sugieren la posibilidad de contaminación de los tejidos feta-les bien sea por contacto con pasto sembrado con virus de sensibilización de. BVD o por fomites en las instalaciones de necropsia, en donde el BVDV había sido aislado previamente. La ausencia de viremia post-sensibilización en la madre, su estatus positivo de seroconversión, y los resultados negativos de aislamiento del BVDV para órganos fetales específicos apoyan la conclusión de que este feto no estaba infectado por BVDV como consecuencia de la sensibilización. Muestras de sangre recogidas de cada feto derivado de cesárea fueron ensayadas en cuanto a los títulos SN para BVDV tipo 1 y tipo 2. Ninguno de los 7 fetos derivados de cesárea de las vacas tratadas con placebo T1 fue seropositivo para BVDV tipo 1 o tipo 2. Cinco de ios 17 fetos derivados de cesárea de los vacunados T2 y T3 fueron seropositivos para el BVDV tipo 1. Cuatro fetos tenían títulos SN del tipo 1 de 1 :2 o bien de 1 :4, y el feto de la vaca 1421 T2 tenía un título SN tipo 1 de 1 :181 y un título SN tipo 2 de 1 :512. Los resultados del aislamiento del virus post-sensibilización se muestran en el Cuadro 9. Nueve de 10, vacas placebo T1 experimentaron vire-mía BVDV, indicando que tuvo lugar una sensibilización viable. Las muestras de sangre de 19 de los 20 vacunados T2 y T3 fueron negativas para la viremia de BVDV en cada una de las 8 muestras post-sensibilización. El vacunado 1421 T2 fue BVDV positivo en el Día 123, 6 días después de la sensibilización, y parió un feto que fue seropositivo como se señaló antes, pero negativo para el aislamiento del virus. El 5 por ciento de incidencia de viremia BVDV post-sensibilización en los vacunados T2 y T3 fue significativa mente inferior (P 0.0001 ) que la tasa del 90 por ciento en los testigos. Los tejidos fetales de 2 de 18 vacunados (1 1.1 por ciento), vacas 1301 y 1335 T2, fueron positivos para el aislamiento del BVDV. Esto se comparó con el aislamiento del BVDV en 8 de 8 (100 por ciento) fetos de vacas placebo T1 , una diferencia estadísticamente significativa (P 0.0001 ). Los resultados del aislamiento del BVDV fueron BVDV-positivos o bien -negativos para todos los tejidos fetales evaluados, con una excepción, la vaca 1317 T1 , de la cual 3 de las 4 muestras de tejido fetal eran positivas. El líquido amniótico de 2 de 20 (10 por ciento) vacunados fue BVDV positivo, frente a los resultados positivos para 10 de 10 (100 por ciento) de vacas placebo T1 , una diferencia estadísticamente significativa (P 0.0001 ). Las muestras de líquido amniótico, de vacunados T2 1301 y 1335 fueron positivas. Los resultados de inmunohistoquímica fueron positivos para BVDV para tejidos fetales de 2 de 18 vacunados (1 1.1 por ciento), vacas 1301 y 1335 T2. Todos los tejidos fetales evaluados procedentes de estas vacas vacunadas fueron positivos. Esto correspondía con los resultados de aislamiento de BVDV para las dos mismas vacas cuando el aislamiento del virus se intentó a partir del líquido amniótico, y de tejidos fetales usando métodos de cultivo de células. Todos los tejidos fetales de 8 de 8 vacas placebo T1 (100 por ciento) eran BVDV positivos, una incidencia significativamente más elevada (P 0.0001) frente a los vacunados. El estado serológico pre-sensibilización de las tres vacas vacunadas con resultados positivos para el aislamiento del BVDV se muestra en el Cuadro 10. Las vacas 1301 y 1335, que parieron fetos BVDV-positivos, y la vaca 1421 , que era virémica, respondieron todas ellas inmunológicamente a la vacunación. Diez y seis de 18 fetos (88,9 por ciento) de vacas vacunadas fueron refractarios a una sensibilización que produjo 100 por ciento de infección fetal en testigos no vacunados. La sensibilización ¡ntranasal no sólo imitó la ruta natural de infección, sino a una dosis mucho mayor que la que sería de esperar de la exposición en campo. La potencia de la sensibilización también excedió el nivel que, en un estudio anterior, se encontró que conseguiría consistentemente infección experimental de viremia por BVDV tipo 1 y fetal. Ficken M., Jeevaraerathnam S., Wan Welch S.K., et al.; BVDV fetal infections with selected isolates, en Proceedings of the International Symposium on Bo-vine Viral Diarrhea Virus, a Fifty-Year Review, Ithaca, NY, 1996; 110-1 12. Se usó una cepa de sensibilización no citopática ya que este es el biotipo asocia-do con la infección persistente y la infección de fetos inmunotolerantes. Córtese V.S.: Bovine virus diarrhea virus and mucosal disease, en: Current Veterinary Therapy 4, Food Animal Practice. Philadelphia, PA: WB Saunders, 1999; 286-291. Los datos serológicos afirmaron antigenicidad de la vacuna por ambas rutas de administración, IM y SC. Todas las vacas vacunadas se sero-convirtieron para ambos tipos de BVDV, y la acusada respuesta anamnésica o de memoria a la sensibilización (Cuadros 7 y 8) produjo títulos GMT que persistieron hasta el final del estudio, 6 meses más tarde. Las tres vacas vacunadas relacionadas, con el aislamiento del virus positivo también se seroconviertieron después de la vacunación (Cuadro 10). Los terneros derivados de cesárea de las vacas seropositivas 1301 y 1335 fueron positivos para el BVDV. El aislamiento del virus a partir de vacas seropositivas o de sus fetos sugiere que el anticuerpo humoral puede guardar relación con la protección, pero que no es el único determinante. También pueden estar el único determinante. También pueden estar implicados mecanismos celulares o mucosales.
CUADRO 6 Grupos de ensayo y estado de preñez final de vacas en el estudio de sensibilización fetal con el virus de la diarrea vírica bovina (13VDV tipo 1 IM = vacunación intramuscular; SC = vacunación subcutánea aAbortos ocurridos el Día 238 (vaca T1 ) y Día 249 (vaca T3). bTodas las vacas con preñez fallida fueron confirmadas como preñadas el día 96, aproximadamente 60 días después de la inseminación.
CUADRO 7 Respuesta serológíca al virus de la diarrea vírica bovina (BVDV) tipo 1 en vacas sensibilizadas con BVDV tipo 1 alnverso de título SN 8. bDiferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0. °Diferencia estadísticamente significativa frente al grupo de vacuna IM (T2), P = dUna vaca abortó el Día 238. eUna vaca abortó el Día 249.
CUADRO 8 Respuesta serolóqica al virus de la diarrea vírica bovina (BVDV) tipo 2 en vacas sensibilizadas con BVDV tipo 1 alnverso de título SN 8. bDiferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0.02 cDiferencia estadísticamente significativa frente al grupo de vacuna IM (T2), P 0.0415 d Una vaca abortó el Día 238. eUna vaca abortó el Día 249.
CUADRO 9 Sumario de los resultados del aislamiento del virus de la diarrea vírica bovina (BVDV) en vacas post sensibilización y fetal aEI aislamiento del virus se intentó a partir de preparados de células de la capa leucocítica a partir de muestras recogidas en 9 intervalos desde el día de la sensibilización (Día 1 17) hasta el Día 145. Una vaca se consideró virémica si cualquier muestra de sangre era BVDV positiva. bSe recogieron los tejidos fetales después del aborto o la cesárea. Un feto se consideró BVDV positivo si cualquier tejido era positivo. cDos vacas del grupo T1 , una vaca del grupo T2 y una vaca del grupo T3 fueron eliminadas del estudio porque no estaban preñadas en el momento de la cesárea y no se observaron abortos. dDiferencia estadísticamente significativa frente al grupo de placebo (T1 ), P 0,008.
CUADRO 10 Títulos de neutralización de suero (SN) de vaca pre-sensibilización en casos en los que el virus de la diarrea vírica bovina (BVDV) fue aislado de vacas vacunadas o de sus fetos FT = tejido fetal; AF = líquido amniótico; IHC = inmunohistoquímica del tejido fetal; CV = viremia de la vaca; NA: no aplicable; GMT = título media geométrica.
EJEMPLO 3 Dos grupos de 16 reses fueron vacunadas dos veces por vía subcutánea en un intervalo de 3 semanas con 2 ml_ de vacunas de combinación de L. hardjo/L. pomona preparada a partir de dos formulaciones coadyuvantes: 1 ) 2,5% de Amphigen con Quil A /colesterol, cada uno de ellos a razón de 250 mcg/mL, y 2) Amphigen/gel Al. Las vacunas consistieron en leptospíras muertas de las que habían sido eliminados los líquidos de cultivo, por lo que la endotoxina libre era escasa. Las observaciones de temperatura corporal, reacciones en el sitio de inyección y estado general fueron registradas después de las dos inyecciones. No se observaron efectos sistémicos y las reacciones locales fueron mínimas y se consideraron clínicamente aceptables. Otras diez y seis reses fueron inyectadas con solución salina como testigos. Cuatro semanas después de la vacunación, el ganado fue sensibilizado por instilación ocular y vaginal de 5 x 106 leptospíras en tres días consecutivos. La mitad de cada grupo de tratamiento fue sensibilizada con la serovariante hardjo y la mitad con pomona. Dos testigos de pomona fueron eliminados del estudio por razones no relacionadas, dejando 6 animales en ese grupo. La orina recogida semanalmente, y las muestras de riñon recogidas en la necropsia, 8 semanas después de la sensibilización, fueron evaluadas mediante cultivo, PCIR y microscopía de anticuerpos fluorescentes (FA).
Después de la sensibilización con L. hardjo, se detectaron organismos viables en la orina y/o los cultivos de riñon del 100% (8/8) de los testigos no vacunados, mientras que nunca se obtuvieron cultivos positivos de ningún animal vacunado (0/16). Después de la sensibilización con L. pomona, el 67% (4/6) de los testigos no vacunados estaban infectados sobre la base del cultivo de orina/riñón, pero ninguno de los vacunados fue nunca positivo para el cultivo de riñon o de orina (0/16). Como la leptospirosis se transmite a través de orina contaminada, la capacidad para prevenir o reducir la diseminación urinaria es una medida útil de la eficacia de la vacuna. Ambas formulaciones de vacuna redujeron la diseminación urinaria de leptospiras en cantidades estadísticamente significativas en comparación con los testigos. Los datos muestran un beneficio sustancial de la vacunación con las vacunas bivalentes de L hardjo/L pomona formuladas con cualquier coadyuvante, demostrando la protección del ganado frente a la infección con leptospiras vacunando con vacunas bacterianas de combinación matadas con formalina.
EJEMPLO 4 Materiales y métodos Animales Se obtuvieron de múltiples fuentes treinta y seis terne-ras de aproximadamente 7 meses de edad seronegativas para BVDV y Leptospira (es decir, que tienen títulos de neutralización de suero [SN] < 1 :2 y títulos de Leptospira serovariant.es hardjo y pomona [MAT] < 1 :20), y se mantuvieron en aislamiento en instalaciones para investigación en Nebraska durante la duración del estudio. Cada animal fue identificado con etiquetas en las orejas por duplicado, una en cada oreja. En aquellos casos en los que un animal perdía la etiqueta de una de sus orejas, se ponía una nueva etiqueta. Antes del estudio, los animales de ensayo fueron vacunados contra enfermedades clostridianas y agentes de enfermedades respiratorias bovinas (excluyendo el virus de la BVD). Los animales de ensayo se mantuvieron bajo la supervisión de un veterinario, que los controló clínicamente sobre una base diaria.
Vacunas de ensayo Las vacunas experimentales de ensayo fue-ron vacunas líquidas que contienen L. hardjo-bovis o bien L. pomona, o ambos, inactivados con formalina, y virus de la BVD tipo 1 y tipo 2 inactivados. Los componentes BVDV fueron combinados con un coadyuvante estéril. La potencia de los antígenos inmunizantes BVDV se estableció calculando el título media geométrica (GMT) para 8 titulaciones por duplicado del fluido global usado para la preparación de la vacuna. La potencia de los antígenos inmunizantes Leptospira fue establecida de acuerdo con un procedimiento de modelo de letalidad en hámsters. Los coadyuvantes en las vacunas experimentales de ensayo estaban formados por 2.5% de Amphigen (v/v) con Quíl A/colesterol, cada uno de ellos a razón de 100 mcg/ml, con o sin 2% (v/v) de hidróxido de aluminio; 2.5% de Amphigen (v/v) con Quil A/bromuro de dimeíildioctadecilamonio (DIDA) cada uno de ellos a razón de 100 mcg/ml, con o sin 2% (v/v) de hidróxido de aluminio. Las vacunas experimentales de ensayo fueron administradas en dosis de 5 mL mediante inyección subcutánea (SC). Una vacuna bacteriana monovalente de L. hardjo-bovis se usó como control positivo según las instrucciones del fabricante. Una vacuna placebo que con-tiene solución salina fisiológica fue usada como control negativo. Bacterias de sensibilización. La Leptospira borgpetersenii serovariante hardjo tipo hardjo-bovis cepa 203 (National Animal Disease Center, Ames, lowa) fue usada como agente de sensibilización. El material de sensibilización L hardjo-bovis fue preparado como organismos de primer pasaje que habían sido aislados de la orina de ganado infectado experimentalmente con L. hardjo-bovis. El material de sensibilización fue administrado una vez al día durante tres días consecutivos. Cada día de sensibilización, un total de dos mL de material de sensibilización, conteniendo aproximadamente 2.5 x 106 organismos de L hardjo-bovis/mL, fue administrado a través de tres sitios anatómicos distintos. La vía de sensibilización fue la instilización en el saco conjuntival da cada ojo (112 mL en cada uno) y en la vagina (1 mL). Ensayos serológicos. Los títulos de neutralización de suero para BVDV tipos 1 y 2 se determinaron mediante un enensayo de virus constante, suero decreciente en cultivo de células bovinas. Las soluciones en serie de suero se combinaron con 50-300 TCID50 de BVDV citopático tipo 1 cepa 5960, o bien una cantidad similar de BVDV citopático tipo 2 cepa 125c. Los títulos de aglutinación microscópica (MAT) del suero para L. harjo-bovis y L. pomona fueron realizados usando un ensayo estándar en un centro de diagnóstico veterinario cualificado (Cornell University College of Veterinary Medicine Diagnostic Laboratory).
Aislamiento de Leptospira Las muestras de orina y homogeneizados de tejido renal (agrupados el. riñon izquierdo y el derecho) fueron examinados para observar la presencia de Leptospira. Los cultivos de orina y riñon fueron examinados en relación con Leptospira una vez a la semana durante 8 semanas usando procedimientos estándar. Se realizaron técnicas de anticuerpo fluorescente (FA) usando un ensayo estándar en un centro de diagnóstico veterinario cualificado (Cornell University College of Veterinary Medicine Diagnostic Laboratory).
Análisis de los datos biométricos Para demostrar la protección después de la sensibilización, había que demostrar una reducción estadísticamente significativa en la incidencia de infección por Leptospira en grupos vacunados (Cuadro 11 ) (T02, T03, T04 y T05) frente al grupo testigo de placebo (T1). Los datos para la colonización del riñon y la diseminación urinaria se re-sumieron por tratamiento y valor del tiempo. Se hicieron comparaciones entre" tratamientos en cuanto al porcentaje de animales con Leptospira detectada en el riñon. Se hicieron comparaciones entre tratamientos en cuanto al porcentaje, de animales con Leptospira detectada en la orina. Se usó un ensayo exacto de Fischer para el análisis anterior. La duración de la diseminación de Leptospira en la orina se comparó también usando un modelo mixto lineal general. Se usó un valor de la probabilidad de P 0,05 para determinar la significación estadística. Estudio de protección de Leptospira. Los 36 animales de ensayo fueron asignados aleatoriamente a uno de seis grupos de ensayo como se indica en el Cuadro 1 1. El Día 0 y el Día 21 cada animal asignado a T01-T05 recibió una dosis SC de 5 mi- de la vacuna experimental de ensayo apropiada, o de placebo. El Día 0 y el Día 28 cada animal asignado a T06 recibió una dosis SC de 2 mL de la vacuna de control positivo. En los Días 57-59, todos los animales fueron sensibilizados con L. hardjo-bovis cepa 203 como se señaló antes. Se recogieron muestras de sangre de cada animal los Días 0, 21 , 35, 56, 84 y 11 para la determinación de los títulos de BVDV tipo 1 y tipo 2. Se recogieron muestras de orina (aproximadamente 45 mL) de cada animal los Días -1 , 56, 70, 77, 84, 91 , 98 y 105 para el aislamiento de leptospira, como se describió anteriormente.
Los animales fueron sometidos a eutanasia los Días 1 12 y 113 y se evaluaron los ríñones en relación con la presencia de leptospiras como se describió anteriormente.
Resultados Los valores de GMT (Cuadro 12) indican que todos los animales que reciben vacunas de combinación de BVDV-Leptospira (T02, T03, T04 y T05) desencadenaron una respuesta serológica después de la administración de dos dosis de vacuna. Todos los animales de los grupos T02, T03, T04 y T05 se seroconvirtieron (título de SN 1 :8) para BVDV tipo 1 después de la segunda dosis de vacuna. Todos los animales de los grupos T02, T04 y T05 se seroconvirtieron (título de SN 1 :8) para BVDV tipo 2 después de la segunda dosis de vacuna. Todas las vacas del grupo del placebo (T01 ) o del grupo que recibió vacuna de L. hardjo-bovis monovalente siguieron seronegativas a partir de ambos tipos 1 y 2 de BVDV, indicando que el estudio no estaba comprometido por exposición adventicia. Colectivamente, los datos de serología de BVDV muestran por primera vez que las vacunas de combinación que comprenden BVDV inactivado tipos 1 y 2 y L. hardjobovis y L. pomona inactivadas formulados en cuatro coadyuvantes distintos, pueden inducir una respuesta protectora frente a la enfermedad por BVDV en el ganado, ya que se sabe en la técnica que un título SN de BVDV en una vaca 1 :8 es indicativo de protección frente a la enfermedad por BVDV.
Los resultados de orina y riñon para Leptospira (Cuadro 13) indican que todos los animales que recibieron vacunas de combinación de BVDV-Leptospira (T02, T03, T04 y T05) fueron negativos en el cultivo de orina (CX) (Cuadro 13, columna 2) a los ocho valores del tiempo ensayados, y negativos en el cultivo de riñon (Cuadro 13, columna 8) en la necropsia (Día 1 12 o 113). Las vacas que recibieron vacuna monovalente de Leptospira (T06, control positivo) fueron igualmente protegidas frente a la infección por Leptospira. En cambio, las vacas que recibieron vacuna de placebo (T01 , control negativo) estaban infectadas basándose en cultivos de orina (Cuadro 13, columna 2) y cultivos de riñon (Cuadro 13, columna 8), indicando que el estudio de sensibilización de vacuna era válido. Colectivamente, los datos del aislamiento de L. hardjobovis muestran por primera vez que las vacunas de combinación que comprenden BVDV inactivado de los tipos 1 y 2, y L. harjobovis y L. Pomona inactivados formulados en cuatro coadyuvantes diferentes, pueden inducir una respuesta protectora frente a la enfermedad por Leptospira en el ganado.
CUADRO 11 Grupos de ensayo de terneras en el estudio de vacunas de combinación BVDV-Leptospira.
Tratamiento Vacuna N° de Volumen de Via de adminisN° de dosis/ Intervalo de animales dosis tración animal dosificación T01 Placebo sol. salina 6 5mL SC 2 3 semanas T02 L. hardjobovis- 6 5 mL SC 2 3 semanas L. pomona-BVDV-1- BVDV-2 en QAC T03 L. hardjobovis- 6 5 mL SC 2 3 semanas L. pomona-BVDV-1- BVDV-2 en QAC/AIOH T04 L. hardjobovis- 6 5 mL SC 2 3 semanas L. pomona-BVDV-1- BVDV-2 en DDA T05 L. hardjobovis- 6 5 mL SC 2 3 semanas L. pomona-BVDV- - BVDV-2 en DDA/AIOH T06 L. hardjobovis monova6 2 mL SC 2 4 semanas lente CUADRO 12 Títulos media geométrica inversos de neutralización en suero de BVDV Tipos 1 y 2, e intervalos (n-n) el Día 35 Título media geométrica inverso de neutralización del virus en suero, e intervalo (n-n) el Día 35. Tratamiento Virus BVDV Tipo 1 Virus BVDV Tipo 2 T01 <2 (<2-<2) <2 (<2-<2) T02 1084.9 (609-2435) 20.8 (16-54) T03 148.0 (<2-1218) 5.8 (<2-19) T04 1877.9 (1024-2896) 34.0 (19-91 ) T05 1084.6 (152-3444) 36.1 (10-91 ) T06 <2 (<2-<2) <2 (<2-<2) CUADRO 13 Resultados de eficacia de las vacunas de combinación BVDV-Leptospíra frente a la sensibilización con Leptospira hardjo-bovis Los valores dentro de una columna que no comparten un superíndice común eran significativamente diferentes (P<0.05).

Claims (12)

  1. NOVEDAD DE LA INVENCION
  2. REIVINDICACIONES 1 - Una composición inmunogénica que comprende: un Virus
  3. Herpes Bovino (BHV-1 ) vivo modificado; un virus de parainfiuenza vivo modificado Tipo 3 (PI3); un Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV) vivo modificado; un coadyuvante; al menos un antígeno; y un vehículo aceptable en veterinaria. 2.- La composición inmunogénica de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizada además porque dicho antígeno es inactivado. 3. - La composición inmunogénica de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizada además porque dicho coadyuvante comprende una saponina, una emulsión de aceite-en-agua que contiene saponina y/o Quil A, Amphigen y colesterol.
  4. 4. - La composición inmunogénica de conformidad con la reivindicación 1 , caracterizada además porque dicho antígeno comprende al menos un antígeno elegido entre el grupo formado por Virus de la Diarrea Vírica Bovina (BVDV-1 ), Virus de la Diarrea Vírica Bovina (BVDV-2), Leptospira canicola, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardio-prajitno, Leptospira ¡cterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis y Campylobacter fetus.
  5. 5.- La composición inmunogénica de conformidad con la reivindicación 4, caracterizada además porque dicho Virus de la Diarrea Vírica Bovina (BVDV-1 ) es citopático o no citopático y dicho Virus de la Diarrea Vírica Bovina (BVDV-2) es citopático o no citopático.
  6. 6.- El uso de un Virus Herpes Bovino (BHV-1 ) vivo modificado, un virus de parainfluenza Tipo 3 (PI3) vivo modificado, un Virus Síncitial Respiratorio Bovino (BRSV) vivo modificado, un coadyuvante, al menos un antígeno, y un vehículo aceptable en veterinaria, para preparar una composición inmunogénica para inducir una respuesta inmunitaria, en un sujeto animal, contra al menos uno de los siguientes: (a) Virus Herpes Bovino Tipo 1 , (b) Virus de la Diarrea Vírica Bovina Tipo 1 , (c) Virus de la Diarrea Vírica Bovina Tipo 2, (d) Virus de la parainfluenza Tipo 3 (PI3); (e) Virus Síncitial Respiratorio Bovino (BRSV); (f) Campylobacter fetus; o (g) un antígeno elegido entre el grupo formado por Leptospira canteóla, Leptospira grippotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica y Pasturella multocida.
  7. 7.- Una composición para vacuna, que comprende: un Virus Herpes Bovino (BHV-1 ) vivo modificado; un virus de parainfluenza Tipo 3 (PI3) vivo modificado; un Virus Síncitial Respiratorio Bovino (BRSV) vivo modificado; un coadyuvante; al menos un antígeno; y un vehículo aceptable en veterinaria.
  8. 8. - El uso de un Virus Herpes Bovino (BHV-1 ) vivo modificado, un virus de parainfluenza Tipo 3 (PI3) vivo modificado, un Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV) vivo modificado, un coadyuvante, al menos un antígeno, y un vehículo aceptable en veterinaria, para preparar una vacuna para prevenir el aborto causado por un virus elegido entre el grupo que consiste de BHV-1 en un animal.
  9. 9. - El uso como se reclama en la reivindicación 8, en donde dicho animal es una vaca, un ternero, una novilla, un novillo o un toro.
  10. 10. - El uso de un Virus Herpes Bovino (BHV-1 ) vivo modificado, un virus de parainfluenza Tipo 3 (PI3) vivo modificado, un Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV) vivo modificado, un coadyuvante, al menos un antígeno, y un vehículo aceptable en veterinaria, para preparar una vacuna para tratar o prevenir una enfermedad o trastorno en un animal, causado por la infección por un virus elegido entre el grupo formado por BVDV Tipo 1 o Tipo 2, BHV-1 , PI3 o BRSV.
  11. 11. - El uso de un Virus Herpes Bovino (BHV-1 ) vivo modificado, un virus de parainfluenza Tipo 3 (PI3) vivo modificado, un Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV) vivo modificado, un coadyuvante, al menos un antígeno, y un vehículo aceptable en veterinaria, para preparar una vacuna para tratar o prevenir una enfermedad o trastorno en un animal, causado por una infección con un antígeno elegido entre el grupo formado por Leptospira canicola, Leptospira gríppotyphosa, Leptospira borgpetersenii hardjo-prajitno, Leptospira icterohaemmorrhagia, Leptospira interrogans pomona, Leptospira borgpetersenii hardjo-bovis, Leptospira bratislava, Campylobacter fetus, Neospora caninum, Trichomonus fetus, Mycoplasma bovis, Haemophilus somnus, Mannheimia haemolytica y Pasturella multocida.
  12. 12.- El uso de un Virus Herpes Bovino (BHV-1 ) vivo modificado, un virus de parainfluenza Tipo 3 (PI3) vivo modificado, un Virus Sincitial Respiratorio Bovino (BRSV) vivo modificado, un coadyuvante, al menos un antígeno, y un vehículo aceptable en veterinaria, para preparar una vacuna para prevenir una infección fetal persistente en un sujeto animal.
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ZA (1) ZA200501171B (es)

Families Citing this family (34)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US7179473B2 (en) 1998-06-05 2007-02-20 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Attenuated pestiviruses
US7135561B2 (en) 2001-09-06 2006-11-14 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Infectious bovine viral diarrhea virus clone
EA011578B1 (ru) * 2002-08-26 2009-04-28 Пфайзер Продактс Инк. Иммуногенная композиция для защиты крупного рогатого скота от инфекций респираторной и репродуктивной систем и ее применение
US20050089533A1 (en) * 2003-01-29 2005-04-28 Joseph Frantz Canine vaccines against Bordetella bronchiseptica
US7563449B2 (en) * 2003-04-21 2009-07-21 Pfizer Inc, Methods for reducing cattle reproductive diseases
US7361357B2 (en) 2003-07-29 2008-04-22 Pfizer Inc. Safe mutant viral vaccines
ES2536322T3 (es) 2003-12-17 2015-05-22 Wyeth Llc Procedimiento para producir composiciones de VSR estables en almacenamiento
EP1742659B1 (en) * 2004-04-05 2013-03-13 Pah Usa 15 Llc Microfluidized oil-in-water emulsions and vaccine compositions
US7572455B2 (en) * 2004-05-19 2009-08-11 Boehringer Ingelheim Vetmedica Gmbh Vaccine comprising an attenuated pestivirus
UY29915A1 (es) * 2005-11-15 2007-06-29 Boehringer Ingelheim Vetmed Vacuna combinada que comprende un virus atenuado de la diarrea viral bovina
SI2066340T1 (sl) 2006-09-11 2013-11-29 Zoetis P Llc Toplotno obdelani bakterini in emulzijska cepiva, pripravljena iz takih toplotno obdelanih bakterinov
WO2008036747A2 (en) * 2006-09-21 2008-03-27 Amarillo Biosciences, Inc. Composition and method for immunomodulation
US7803527B2 (en) * 2007-10-31 2010-09-28 Novartis Ag Inactivated bovine herpes virus-1 and methods
NZ585877A (en) * 2007-12-21 2012-06-29 Pfizer Heat treated bacterins, and emulsion vaccines prepared from such heat treated bacterins
UY31930A (es) * 2008-06-25 2010-01-29 Boheringer Ingelheim Pharma Kg Pestivirus atenuados recombinantes, en particular a csfv, bvdv o bdv atenuado recombinante
MX2011003535A (es) 2008-10-03 2011-09-21 Novartis Ag Composiciones de virus de herpes bovino-1, vacunas, y metodos.
US8846054B2 (en) * 2009-01-09 2014-09-30 Boehringer Ingelheim Vetmedica, Inc. Method of treating pregnant cows and/or heifers
WO2012170753A2 (en) * 2011-06-10 2012-12-13 Novartis Ag Bovine vaccines and methods
RU2522780C2 (ru) * 2012-07-27 2014-07-20 Государственное научное учреждение Всероссийский научно-исследовательский институт ветеринарной санитарии, гигиены и экологии Российской академии сельскохозяйственных наук Способ получения вакцины против инфекционного ринотрахеита крупного рогатого скота
US9314519B2 (en) 2012-08-21 2016-04-19 Intervet Inc. Liquid stable virus vaccines
US20140147475A1 (en) 2012-11-29 2014-05-29 Antonius Arnoldus Christiaan Jacobs Vaccine to protect a ruminant against pneumonia caused by pasteurella multocida
US9393298B2 (en) 2013-03-15 2016-07-19 Intervet Inc. Liquid stable bovine virus vaccines
US9480739B2 (en) 2013-03-15 2016-11-01 Intervet Inc. Bovine virus vaccines that are liquid stable
AU2014234452B2 (en) 2013-03-18 2018-02-22 Intervet International B.V. Vaccine to protect a ruminant against pneumonia caused by Mannheimia haemolytica
AR097762A1 (es) 2013-09-27 2016-04-13 Intervet Int Bv Formulaciones secas de vacunas que son estables a temperatura ambiente
AR099470A1 (es) 2014-02-17 2016-07-27 Intervet Int Bv Vacunas de virus de aves de corral líquidas
TWI670085B (zh) 2014-02-19 2019-09-01 荷蘭商英特威國際公司 液體穩定之豬病毒疫苗
WO2017123201A1 (en) 2016-01-11 2017-07-20 Zoetis Services Llc Novel cross protective vaccine compositions for porcine epidemic diarrhea virus
WO2017165366A1 (en) 2016-03-21 2017-09-28 South Dakota Board Of Regents Orf virus-based platform for vaccine delivery
PT3522871T (pt) 2016-10-05 2022-01-05 Zoetis Services Llc Métodos de liofilização que fornecem protozoários estavelmente desidratados para utilização como vacinas vivas potentes
RU2643335C1 (ru) * 2016-11-14 2018-01-31 Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования Санкт-Петербургская государственная академия ветеринарной медицины (ФГБОУ ВПО СПбГ АВМ) Инактивированная бивалентная гидроокись алюминиевая вакцина против кампилобактериоза собак
GB201703529D0 (en) 2017-03-06 2017-04-19 Cambridge Entpr Ltd Vaccine composition
CN110317749B (zh) * 2019-06-19 2021-01-22 山东省农业科学院奶牛研究中心 一株牛支原体强毒株及其应用
RU2764220C1 (ru) * 2020-12-02 2022-01-14 Федеральное государственное бюджетное научное учреждение "Краснодарский научный центр по зоотехнии и ветеринарии" ФГБНУ КНЦЗВ Способ предупреждения риска заболевания парагриппом-3 у телят

Family Cites Families (22)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
US3634587A (en) * 1969-11-06 1972-01-11 Ralston Purina Co Method of immunizing cattle against bovine respiratory disease syndrome
BE759425A (fr) * 1969-11-28 1971-05-25 Mebus Charles A Vaccins contre la diarrhee du veau, leur preparation et emploi
US5593873A (en) 1986-01-27 1997-01-14 Syntro Corporation Recombinant infectious bovine rhinotracheitis virus
US5084269A (en) 1986-11-06 1992-01-28 Kullenberg Fred W Adjuvant for dose treatment with antigens
ES2037072T3 (es) * 1986-12-19 1993-06-16 Duphar International Research B.V Suspension coadyuvante estabilizada que comprende bromuro de dimetil-dioctadecil-amonio.
US6291228B1 (en) * 1988-08-03 2001-09-18 Vericore Limited Vaccine
GB8818415D0 (en) * 1988-08-03 1988-09-07 Animal Health Inst Vaccine
MX9301736A (es) 1992-03-30 1994-01-31 Smithkline Beecham Corp Vacuna de bacterina-toxoide de pasteurella haemolytica tipo a-1.
US5951988A (en) * 1993-03-30 1999-09-14 University Of Saskatchewan Adjuvant formulation with enhanced immunogenic activity, and related compositions and methods
AU688819B2 (en) 1993-11-05 1998-03-19 Bayer Aktiengesellschaft Viral vector with bovine viral diarrhea virus (BVDV) antigens
BR9507717A (pt) * 1994-05-10 1997-09-23 American Home Prod Vacina brsv viva modificada aperfeiçoada
US5709865A (en) 1994-11-10 1998-01-20 Biostar Inc. Immunogenic composition against Bovine Viral Diarrhea Virus II glycoprotein 53 (BVDV-II gp53)
US6001613A (en) 1996-05-24 1999-12-14 Board Of Regents Of University Of Nebraska Plasmid bearing a cDNA copy of the genome of bovine viral diarrhea virus, chimeric derivatives thereof, and method of producing an infectious bovine viral diarrhea virus using said plasmid
US6060457A (en) 1996-06-20 2000-05-09 Universite De Montreal DNA plasmid vaccine for immunization of animals against BVDV
BR9803232A (pt) * 1997-08-26 2000-01-11 Pfizer Prod Inc Vaicna de neospora.
EP1009382B1 (en) * 1997-09-05 2003-06-18 GlaxoSmithKline Biologicals S.A. Oil in water emulsions containing saponins
UA78180C2 (uk) * 1997-10-03 2007-03-15 Меріаль Кільцевий вірус свині типу ii, вакцини та діагностичні реагенти
EP0924295A3 (en) 1997-12-04 2001-05-16 Pfizer Products Inc. DNA encoding neospora dihydrofolate reductase-thymidylate synthase
EP1071454A1 (en) 1998-04-24 2001-01-31 Washington University Chimeras of hepatitis c virus and bovine viral diarrhea virus
AU769539B2 (en) * 1999-01-29 2004-01-29 Zoetis Services Llc Adjuvants for use in vaccines
EA011578B1 (ru) 2002-08-26 2009-04-28 Пфайзер Продактс Инк. Иммуногенная композиция для защиты крупного рогатого скота от инфекций респираторной и репродуктивной систем и ее применение
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